Velocidad de migración de Candida guilliermondii a través de la cutícula de tomate maduro (Lycopersicon esculentum Mill.)
AURA MILENA PUENTES CRUZ
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA Facultad de Ciencias
RESUMEN
La cutícula de Lycopersicon esculentum, posee estructuras anatómicas que permiten el ingreso de microorganismos al interior del fruto. Uno de ellos es Candida guilliermondii, quien no posee la enzima para degradar la cutícula. Sin embargo, parece que aprovecha una de estas estructuras anatómicas para ingresar al fruto con un tiempo de penetración inferior a 12 horas. Con este trabajo se describió la estructura anatómica de la corteza estandarizando dos protocolos de tinción para tejidos vegetales, Azul de Toluidina (AT) y la doble tinción de Astra Blue-Fucsina (ABF). Se encontró que las mejores imágenes son las que son teñidas con ABF.
INTRODUCCIÓN
Las células epidérmicas de los frutos de plantas vasculares, están cubiertas por una membrana extracelular continua de lípidos solubles y polimerizados, llamada cutícula o membrana cuticular (López-Casado et al., 2007). La cutícula es una membrana que está compuesta por lípidos, y se encuentra en las partes aéreas de la planta (Johnson et al., 2007; Vogg et al., 2004). La cutícula es sintetizada por las células de la epidermis y depositada en el exterior de la pared celular de hojas y frutos, para brindar protección a la superficie de la planta (Chefetz, 2007; Vogg et al., 2004).
La función de la membrana cuticular es la formación de una barrera eficiente contra la pérdida irregular de agua y proporciona impermeabilidad, también limita la pérdida de sustancias de los tejidos internos de la planta (Hovav et al., 2007; Johnson et al., 2007; López-Casado et al., 2007; Vogg et al., 2004). Además, protege contra el ambiente, contra ataques físicos, químicos y biológicos, facilitando el soporte mecánico para mantener la integridad de los órganos de la planta (Johnson et al., 2007; López-Casado et al., 2007).
como los depósitos epicuticulares y fracciones intracuticulares integradas (Hovav et al., 2007).
De los frutos carnosos, el tomate es el más estudiado, ya que representa un modelo para estudios de desarrollo vegetal (Moco et al., 2007). Según López-Casado y colaboradores (2007), la cutícula del fruto de tomate, está asociada a desórdenes en las características de calidad, como el agrietamiento del fruto. Johnson y colaboradores (2007), afirman que más del 60% de la cutícula del tomate, está compuesta de biopolímeros alifáticos de cutina.
JUSTIFICACIÓN Y PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
La cutina es el mayor componente estructural de la planta, ya que va del 30 al 70% de la cutícula, la cual es una capa fina de material lipídico, que cubre las superficies aéreas de plantas vasculares, como en el fruto de tomate; además, la cutícula de tomate tiene un nivel de cutina de 75%, pectina y celulosa del 20%, y ceras epicuticulares de 2-3% (Chefetz, 2007).
La superficie de la cutícula del tomate, carece de poros, canales o rutas, formando una excelente barrera de protección contra ataques físicos, químicos o de insectos; por esta razón, no contribuye al intercambio de gases dentro del fruto de tomate (Paul & Srivastava, 2006).
Por tal motivo, éste trabajo pretende dar una explicación en cuanto a la posible forma de penetración dentro el tomate, el tiempo de penetración y la velocidad de migración de la levadura C. guilliermondii, ya que de acuerdo a The Uniprot Consortium (2010), ella no presenta cutinasa, la enzima necesaria para degradar la cutícula del tomate, hasta llegar a la pared celular y degradar la hemicelulosa presente en ella.
MARCO TEÓRICO
El tomate (Lycopersicon esculentum), hace parte de la familia Solanaceae, la cual contiene varias plantas de otras especies de interés comercial o nutricional, como la papa (Solanum tuberosum), el ají (Capsicum chinese), la berenjena (Solanum melongena), el tabaco (Nicotiana tabacum) y la petunia (Petunia integrifolia) (ITIS, 2010).
El tomate se caracteriza por tener un fruto en forma globosa o alargada, de color rojo al madurar; con numerosas semillas ovoides, aplanadas y amarillas; es tolerante a la salinidad, se desarrolla en un amplio rango de latitudes, tipos de suelos, temperaturas y métodos de cultivo; la fenología del tomate, inicia con la germinación de la semilla y se caracteriza por el rápido aumento en la materia seca, su floración dura entre 25 y 30 días, mientras que la fructificación dura entre 30 o 40 días, caracterizándose porque el crecimiento de la planta se detiene (Rodríguez, 2010).
El tomate, es uno de los frutos más cultivados para el consumo, según la FAO (Food and Agricultural Organization), con más de 100 millones de toneladas/año siendo producidas en todo el mundo; en Colombia, la producción de tomate, es de más de 474 mil toneladas/año (FAOSTAT, 2007).
Durante el estado de cosecha del fruto, ocurren fenómenos fisiológicos que lo transforman, como alteraciones en la biosíntesis de pigmentos, la disminución en resistencia a la infección por patógenos, la modificación de la estructura de la pared celular y la conversión de almidón en azúcar (Moco et al., 2007).
Algunos aspectos de calidad, asociados con el valor nutricional del fruto del tomate, están relacionados con su sabor, el contenido de flavonoides, vitaminas y carotenoides, los cuales tienen relevancia para su comercialización (Moco et al., 2007).
madurez completa (Bargel & Neinhuis, 2004). Mientras que los frutos no climatéricos, no requieren de etileno para su maduración (Bargel & Neinhuis, 2004). De acuerdo a la clasificación hecha por Bargel y Neinhuis (2004), el tomate es un fruto climatérico, también es un modelo ampliamente estudiado por su proceso de maduración y la disponibilidad de librerías genómicas. En el tomate, el etileno juega un papel importante en el desarrollo del fruto y la cosecha; también se ven involucradas otras hormonas como la auxina, giberelinas, citoquininas y el ácido abscísico (Moco et al., 2007).
Los cambios de pigmentación, al final de la madurez del tomate, involucran la biosíntesis y acumulación de carotenoides, particularmente licopeno y en una menor medida el beta-caroteno (Bargel & Neinhuis, 2004). La biosíntesis de éstos pigmentos en frutos climatéricos, depende de la producción de etileno (Bargel & Neinhuis, 2004). Según Moco y colaboradores (2007), el licopeno, ha sido objeto de una reciente controversia, debido a sus beneficios en la prevención del cáncer de próstata.
La coloración y la textura, se alteran durante el proceso de maduración, produciendo un ablandamiento del fruto de tomate (Bargel & Neinhuis, 2004). Esto se debe a la degradación de la pared celular, generada por varias enzimas, como poligalacturonasa, pectin-metil-esterasa, endo-β-manasa, α- y β-galactosidasas, expansinas y β—glucanasas, las cuales, son componentes estructurales necesarios para el refuerzo de la pared celular y la adhesión de células (Bargel & Neinhuis, 2004).
La cutina es el componente estructural de la cutícula de la planta, el cual está junto al exterior de la pared epidérmica en las partes aéreas de angiospermas y gimnospermas (Johnson et al., 2007).
Las ceras cuticulares están mezcladas con una serie de compuestos alifáticos de cadena larga, como alcanos, alcoholes, aldehídos, ácidos grasos y ésteres (López-Casado et al., 2007). También se encuentran compuestos cíclicos, como triterpenoides y derivados del ácido hidroxicinámico (López-Casado et al., 2007). Las ceras cuticulares, son un complejo mixto de hidrocarbonos de cadena larga que previenen la desecación de la planta y actúan como una barrera para la difusión de agua (Johnson et al., 2007).
La cutícula del fruto del tomate no sólo cubre la parte externa de la epidermis de la pared celular, sirve como una membrana extracelular, pero también se extiende dentro de las paredes radial y tangencial interna de las células epidérmicas, y puede ser depositada entre las células epidérmicas e hipodérmicas del fruto (Hovav et al., 2007).
La estructura y composición química de materiales cuticulares, varía por el tipo de planta, pero puede ser caracterizado por dos clases de hidrocarbonos hidrofóbicos, como ceras solubles y compuestos alifáticos insolubles de cutina (Johnson et al., 2007). En la zona interna de la cutícula, se encuentran fibrillas de celulosa, penetrandon dentro de la epidermis de la corteza de tomate (López-Casado et al., 2007).
La cutícula de los frutos, está diseñada especialmente para proteger contra la pérdida de agua; algunas cutículas carnosas, como la del tomate, pueden mantener el contenido de agua del fruto de aproximadamente el 95% por un largo período después de que ha sido removido de la planta (Hovav et al., 2007). Según Hovav y colaboradores (2007), esto sucede porque la cutícula del tomate, es delgada, continua y no posee estomas.
generar fracturas en la cutícula del fruto y la destrucción de la continuidad de la cutícula.
Durante el proceso de maduración, el rendimiento mecánico de la corteza del tomate es importante fisiológica y económicamente, debido a que no sólo afecta la apariencia del fruto, su manipulación y almacenamiento post-cosecha (Bargel & Neinhuis, 2004). También indica la resistencia al agrietamiento, causado por el consumo de agua antes de la cosecha, generando grandes déficits económicos para los agricultores (Bargel & Neinhuis, 2004). Esto se debe a que la tasa de crecimiento de los tejidos vegetales, está regulada por el estrés de la pared celular y las propiedades mecánicas de la misma; además de la epidermis del tomate, que es importante para la expansión del fruto (Bargel & Neinhuis, 2004).
La corteza del fruto de tomate, está compuesta por la cutícula, la epidermis y un número variable de capa de células hipodermales (Bargel & Neinhuis, 2004). La pared celular de la corteza del tomate, está compuesta por diferentes azúcares entre ellos la celulosa, hemicelulosa y lignina (Schirmer-Michel et al., 2008).
La mayor parte de la biomasa, está compuesta de lignocelulosa, el compuesto orgánico más abundante y renovable en la biósfera; la lignocelulosa está ubicada en la pared celular y comprende tres grandes grupos de polímeros: celulosa, hemicelulosa y lignina, de los cuales la hemicelulosa, es el segundo polisacárido más común en la naturaleza; está compuesto de hexosas (glucosa, manosa y galactosa), pentosas (xilosa y arabinosa) y ácido urónico; por otro lado, la pared celular participa en diferentes procesos celulares, como absorción, transpiración, translocación, secreción, reacciones de reconocimiento, defensa contra bacterias u otros patógenos, mientras que la mayor parte de la madera y la corteza vegetal, está formada sólo de paredes celulares; una de las ventajas de la pared celular, es que no se daña en presencia de enzimas ni de ácidos (Schirmer-Michel et al., 2008).
anticariogénicas, es apropiado para reemplazar la glucosa en dietas de diabéticos y obesos, es recomendado en la nutrición familiar, debido a que previene la otitis, osteoporosis e infecciones pulmonares (Augusto et al., 2004; Mussatto et al., 2006; Rodrigues et al., 2006; Villarreal et al., 2006). También posee bajas calorías y es saludable para el cuidado oral (Cortez & Roberto, 2006; Mussatto et al., 2006).
El xilitol se encuentra en las frutas y vegetales pero en pequeñas cantidades, haciendo su extracción difícil y costosa, haciendo que los procesos químicos y biológicos, basados en la reducción de xilosa, son la mejor alternativa (Cortez & Roberto, 2006). El xilitol es obtenido por la reducción química de la D-xilosa que se encuentra en la hemicelulosa de la pared celular del material vegetal (Mussatto et al., 2006). El material vegetal que contiene hemicelulosa, para su hidrólisis, normalmente es diluido con ácidos para liberar xilosa, el azúcar que es usado como sustrato para la producción de xilitol (Mussatto et al., 2005).
El xilitol es apropiado para reemplazar la glucosa en dietas de diabéticos (Mussatto et al., 2006; Villarreal et al., 2006). Sin embargo, la producción de xilitol es muy costosa, debido a la purificación necesaria para remover compuestos que inhiben la xilosa o el xilitol (Villarreal et al., 2006). Los compuestos inhibidores se forman durante la hidrólisis del material lignocelulósico, afectando la producción de xilitol por microorganismos; por otro lado, los compuestos inhibidores pueden ser productos de la degradación de azúcar, de productos de la degradación de lignina, sustancias liberadas de la estructura de hemicelulosa o metales liberados por el equipo de purificación del xilitol (Mussatto & Roberto, 2001).
Debido a esto, se han empleado microorganismos para la biotransformación de xilitol a partir de residuos vegetales que contengan hemicelulosa (Villarreal et al., 2006). Un microorganismo empleado para esta biotransformación es la levadura Candida guilliermondii, la cual es capaz de reducir la D-xilosa de residuos que contienen hemicelulosa, en xilitol más puro (Augusto et al., 2004; Villarreal et al., 2006). C. guilliermondii, se propaga rápidamente a través de las paredes celulares de tejidos vegetales, los cuales tienen hemicelulosa (Schirmer-Michel et al., 2008).
fermentación de la levadura C. guilliermondii, debido a su bajo impacto ambiental y un menor consumo de energía, comparado con el proceso químico (Cortez & Roberto, 2006; Mussatto & Roberto, 2008). Sin embargo, varios compuestos tóxicos para los microorganismos pueden ser liberados en la fermentación de la hemicelulosa, compuestos que provienen de la degradación de hexosas y pentosas (hidroximetilfurfural y furfural, respectivamente), ácido acético (liberado de los grupos acetil de la hemicelulosa) y de la degradación de lignina (compuestos fenólicos); éstos compuestos tóxicos pueden inhibir el metabolismo microbiano, afectando la fermentación de la levadura (Mussatto et al., 2005).
La identificación de C. guilliermondii, se basa en la descripción hecha por Kurtzman & Fell (1988). La levadura C. guilliermondii, no sólo produce xilitol, también es usada para investigaciones inmunológicas, como prueba molecular en el diagnóstico de infecciones fúngicas, enfermedad de Crohn y para el diseño de vacunas (Karelin et al., 2009). También se utiliza como un modelo para el estudio de la quimioterapia a nivel celular, en métodos terapéuticos de resistencia a medicamentos por hongos patógenos y levaduras (Strakhovskaya et al., 2002), y como controlador biológico en plantas de tomate (Saligkarias et al., 2002).
OBJETIVOS Objetivo General
Establecer gráficamente, la velocidad de migración de C. guilliermondii, a través de la corteza del fruto maduro de L. esculentum.
Objetivos específicos
1. Determinar el tiempo de penetración (Tp) de C. guilliermondii a través de la corteza del fruto maduro de L. esculentum.
2. Determinar la velocidad de migración de C. guilliermondii a través de la corteza del fruto maduro de L. esculentum.
3. Establecer la estructura y espesor de la corteza del fruto maduro de L. esculentum.
METODOLOGÍA
Tiempo de penetración (Tp) y Velocidad de migración
Se diseñó una prueba preliminar, en la cual se tomaba la corteza del fruto maduro de L. esculentum y se ubicaba en el centro de dos tubos ependorff, los cuales estaban sellados por una banda elástica. Uno de los tubos tenía agua destilada y el otro estaba perforado, donde se aplicó una gota de levadura de C. guilliermondii para que entrara en contacto directo con la corteza de L. esculentum. Se hicieron tres réplicas para cada tratamiento (Control negativo, T1, T2, T3, T4, T5, T6 y Control positivo). Se realizó la toma de muestras a las 12, 18, 24 y 30 horas, tomando el agua destilada del tubo, para la prueba microbiológica de crecimiento en agar PDA y cortando el trozo central del tubo ependorff de la corteza de L. esculentum.
Preparación de muestras para inclusión en parafina
Se retiró la corteza de tomate manualmente y se cortó en trozos de 2 cm2 aproximadamente. Los
trozos se almacenaron en frascos de vidrio y fueron preservados en la solución FAA (EtOH 70% 90 ml; Ácido acétigo glacial 5 ml; Formol 5 ml), por 48 horas. Pasado el tiempo establecido, se retiró la solución FAA y se empezó una deshidratación con etanol en diferentes concentraciones, comenzando con etanol 70% hasta etanol 100%; éste proceso duró 40 horas. Luego, se hicieron mezclas de etanol-histochoice en diferentes concentraciones, desde etanol 90%-histochoice 10% hasta etanol 10%-histochoice 90%; los trozos de tomate permanecieron en estas soluciones, 20 horas. A éstos trozos se le hicieron dos cambios en histochoice 100%, de 12 horas cada uno. Se procedió a eliminar el 50% de histochoice y reemplazarlo por parafina a una temperatura de 60 ºC, se mezcló rápidamente y se colocó en el horno a la misma temperatura. Cada 12 horas, se hizo un cambio de parafina, hasta completar tres cambios. Finalmente, se montaron los bloques de parafina con el tejido dentro.
Montaje de cortes en láminas
Tinción de muestras con Azul de Toluidina (AT)
Teniendo las láminas secas, se sumergieron en el colorante de Azul de Toluidina durante 30 minutos. Luego, se lavaron las láminas por 30 segundos con agua destilada, y se secaron en la placa de acero a 20 ºC de temperatura. Después del secado, las láminas se sumergieron dos veces, en Xilol 100%, por 3 minutos cada uno. Finalmente, se agregó una gota de citoresina y la laminilla, para su observación en el microscopio óptico.
Tinción de muestras con la doble tinción Astra Blue-Fucsina Básica (ABF)
Teniendo las láminas secas, se sumergieron dos veces en Xilol 100%, por 3 minutos cada uno. Luego, las láminas se sumergieron dos veces en una solución de Xilol-Etanol al 50% cada uno, durante 3 minutos. Las láminas fueron sumergidas cada 2 minutos, en etanol a diferentes concentraciones, iniciando en 100% hasta 50%, y se lavaron con agua destilada por 2 minutos. Pasado éste tiempo, las láminas se sumergieron en Astra Blue acidificado por 6 minutos, y se lavaron con agua destilada por 2 minutos. Luego se sumergieron en Fucsina Básica etanólica por 10 minutos, y se lavaron con agua destilada por 15 segundos. Se inició una serie de inmersiones de las láminas en etanol a diferentes concentraciones, iniciando en 50% hasta 100%, de un minuto cada uno. Luego, fueron sumergidas en una solución de etanol-xilol 79:30, respectivamente, por 2 minutos; y una solución de etanol-xilol 50:50, por 2 minutos. Las láminas se sumergieron en xilol 100% por 3 minutos. El paso final de la inmersión de las láminas, es en xilol 100% por 3 minutos o hasta 4 horas. Finalmente, se colocó la citoresina y la laminilla, para su observación.
Estructura y espesor de la corteza
RESULTADOS
[image:12.612.75.542.149.669.2]Fotografías de la prueba microbiológica para establecer el tiempo de penetración y la velocidad de migración de C. guilliermondii.
Figura 1. Montaje de la corteza de tomate en los tubos ependorff (Puentes & Infante, 2010).
[image:12.612.77.539.489.666.2]Figura 2. Prueba microbiológica de la levadura C. guilliermondii. (Infante & Guayazán, 2010).
Figura 3. Siembra de C. guilliermondii (Infante & Guayazán, 2010).
Fotografías de la corteza de tomate con la tinción de Azul de Toluidina (AT) y la doble tinción de Astra Blue-Fucsina (ABF).
Figura 5. Corte transversal de la corteza de tomate teñida con AT, vista en 4x (Puentes &
Infante, 2010). Figura 6. Corte transversal de la corteza de
tomate teñida con ABF, vista en 4x (Puentes & Infante, 2010).
[image:13.612.76.306.146.197.2]Figura 7. Corte transversal de la corteza de tomate teñida con AT, vista en 10x (Puentes & Infante, 2010).
Figura 8. Corte transversal de la corteza de tomate teñida con ABF, vista en 10x (Puentes & Infante, 2010).
Figura 9. Corte transversal de la corteza de tomate teñida con AT, vista en 25x (Puentes &
Infante, 2010). Figura 10. Corte transversal de la corteza de
[image:13.612.311.540.273.413.2] [image:13.612.310.539.462.587.2]Figura 11. Corte transversal de la corteza de tomate teñida con AT, vista en 40x (Puentes & Infante, 2010).
Figura 12. Corte transversal de la corteza de tomate teñida con ABF, vista en 40x (Puentes & Infante, 2010).
[image:14.612.78.536.266.455.2]Figura 13. Corte transversal de la corteza de tomate teñida con AT, vista en 100x (Puentes & Infante, 2010).
Fotografías de daños presentes en la corteza de tomate, con la tinción de Azul de Toluidina (AT) y la doble tinción de Astra Blue-Fucsina (ABF).
[image:15.612.313.536.495.668.2]Figura 15. Corte transversal de la corteza de tomate con daño, teñida con AT, vista en 4x (Puentes & Infante, 2010).
Figura 16. Corte transversal de la corteza de tomate con daño, teñida con ABF, vista en 4x (Puentes & Infante, 2010).
Figura 17. Corte transversal de la corteza de tomate con daño, teñida con AT, vista en 10x (Puentes & Infante, 2010).
Figura 19. Corte transversal de la corteza de tomate con daño, teñida con AT, vista en 25x (Puentes & Infante, 2010).
Figura 20. Corte transversal de la corteza de tomate con daño, teñida con ABF, vista en 25x (Puentes & Infante, 2010).
Figura 21. Corte transversal de la corteza de tomate con daño, teñida con AT, vista en 40x (Puentes & Infante, 2010).
Figura 23. Corte transversal de la corteza de tomate con daño, teñida con AT, vista en 100x (Puentes & Infante, 2010).
Figura 24. Corte transversal de la corteza de tomate con daño, teñida con AT, vista en 100x (Puentes & Infante, 2010).
DISCUSIÓN DE RESULTADOS
Tiempo de penetración (Tp) y Velocidad de migración
Después de realizar la toma de muestras en los diferentes tiempos, se encontró que la levadura atravesó la corteza a las 12 horas, tiempo mínimo establecido en el experimento (Fig. 1-4). Sin embargo, hizo falta otro montaje inferior a las 12 horas, para determinar con exactitud el tiempo de penetración y la velocidad de migración, y de acuerdo a esto, establecer la posible ruta que toma la levadura para atravesar la corteza.
Estructura y espesor de la corteza
En las figuras 5 a 14, se puede observar la corteza del fruto maduro de tomate. La primera capa que se observa es la cutina, luego la epidermis y finalmente, las células subepidérmicas. La cutina con la tinción de Azul de Toluidina, se tiñe de un color azul verdoso y las células se tiñen de morado. Mientras que con la doble tinción de Astra Blue-Fucsina, la cutina se tiñe de rosado y las células, se tiñen de azul.
protuberancia en la corteza, probablemente, por algún daño causado durante su maduración.
Con las fotografías obtenidas, se esperaba diferenciar estructuras típicas de la corteza del tomate, como la capa de cutina, la epidermis y las células subepidérmicas, además de la presencia de lenticelas, poros en forma de cabello fino en la cutina (pegs), fibras de celulosa inmersas en la capa de cutina y microfisuras, producidas por la maduración del fruto. Sin embargo, éstas observaciones no se pudieron realizar, por la falta de tiempo y la calibración del equipo, ya que para la obtención de las fotografías, no se realizaron ensayos previos con el equipo.
El principal papel de la cutina es servir como una matriz de polímeros uniendo la cera en la cutícula (Johnson et al., 2007). La cutícula del fruto de tomate es relativamente delgada, se encuentra en el rango de 10 μm, el cual es aproximadamente 10 veces más delgada que la mayoría de cutículas foliares (Hovav et al., 2007). Sin embargo, no se pudo determinar el espesor de la corteza, debido al tiempo para la observación de las láminas y el manejo del equipo.
En el caso del tomate, el agrietamiento del fruto también significa serios problemas en la horticultura, como una grave pérdida económica (Hovav et al., 2007). Los agrietamientos han sido clasificados dentro de subcategorías de radial, longitudinal, concéntrico y finos agrietamientos, de acuerdo a la extensión, dirección y tamaño de las fracturas (Hovav et al., 2007). Una posible fractura en la corteza, se puede observar en las fotografías 16, 18, 20, 22 y 24, utilizando la doble tinción de Astra Blue-Fucsina. Este daño, pudo ser producido por diferentes causas: presión durante la manipulación del trozo de tomate antes de la preservación en FAA, anomalía en la cuchilla del micrótomo, manipulación del corte en parafina antes del montaje en la lámina, secado en la plancha para adhesión a la lámina, roce directo del tejido durante la tinción. Se podría afirmar que es un daño durante la manipulación, ya que se observa que la pared celular de las células de la epidermis está fuera de la capa de cutina.
intercambio de gases y la pérdida de agua; por otro lado, las lenticelas en la madurez del fruto del tomate, controlan la respiración y la transpiración, producida por el intercambio de gases y pérdida de humedad durante el desarrollo del fruto, mientras que en la corteza del tomate, las cicatrices, lenticelas y tricomas, participan en el intercambio de gases a través del fruto y la pérdida de humedad desde el fruto (Paul & Srivastava, 2006). Sin embargo, no se pudieron observar las lenticelas, debido a que se realizaron cortes transversales de la corteza, y para observar las lenticelas, es necesario observar la corteza desde la superficie en el microscopio, es decir, sin ningún tipo de corte.
La expansión del fruto de tomate, está relacionada con el ablandamiento durante la cosecha, llegando a afectar la viscosidad de la pared celular y la elasticidad de la epidermis del fruto; por otro lado, la rigidez mediada por la peroxidasa de las paredes celulares de la piel del tomate, es un mecanismo de control para el crecimiento del fruto, y puede contrarrestar el ablandamiento de los tejidos internos del fruto (Bargel & Neinhuis, 2005). Con las fotografías obtenidas, no se puede afirmar que el fruto sufra de algún tipo de ablandamiento, ya que no se realizaron pruebas mecánicas de elasticidad o rigidez de la pared celular. Para hacer este tipo de afirmación, es necesario observar cuidadosamente la corteza del tomate entera y en cortes transversales.
Durante el desarrollo, los polisacáridos de la pared celular, en particular la celulosa, es incorporada gradualmente y parece que está ligada a la cutícula de la epidermis (Bargel & Neinhuis, 2004). Ésta afirmación se puede observar en las figuras 11-14, donde se ve claramente, que la capa de cutina es secretada por la pared celular de las células de la epidermis.
Para describir con mayor detalle las estructuras anatómicas, se necesita realizar el montaje nuevamente con las normas microbiológicas, hacer observaciones de cortes transversales de la corteza y de la superficie de la corteza en el microscopio, además de una calibración previa de los equipos y entrenamiento en ellos.
CONCLUSIONES
Es posible observar la capa de cutina, la epidermis y las células epidermales, de la corteza de tomate, utilizando la tinción de Azul de Toluidina y la doble tinción de Astra Blue-Fucsina.
Es posible observar daños en la corteza de tomate, utilizando la tinción de Azul de Toluidina y la doble tinción de Astra Blue-Fucsina.
BIBLIOGRAFÍA
Augusto L, Almeida M, Vitolo M, Goncalves F. Effect of acetic acid present in bagasse hydrolysate on the activities of xylose reductase and xylitol dehydrogenase in Candida guilliermondii. Applied Microbiology Biotechnology 2004; 65:734-738.
Bargel H & Neinhuis C. Altered tomato (Lycopersicon esculentum Mill.) fruit cuticle biomechanics of a pleiotropic non ripening mutant. Journal of Plant Growth Regulation 2004; 23: 61-75.
Bargel H & Neinhuis C. Tomato (Lycopersicon esculentum Mill.) fruit growth and ripening as related to the biomechanical properties of fruit skin and isolated cuticle. Journal of Experimental Botany 2005; 56 (413): 1049-1060.
Chefetz B. Decomposition and sorption characterization of plant cuticles in soil. Plant Soil 2007; 298: 21-30.
Cortez D & Roberto I. Effect of phosphate buffer concentration on the batch xylitol production by Candida guilliermondii. Letters in Applied Microbiology 2006; 42:321-325.
FAOSTAT. 2007. FAOSTAT statistics division. FAOSTAT/ Food and Agriculture Organization of the United Nations. Vol. 2007.
Hovav R, Chehanovsky N, Moy M, Jetter R, Schaffer A. The identification of a gene (Cwp1), silenced during Solanum evolution, which causes cuticle microfissuring and dehydration when expressed in tomato fruit. The Plant Journal 2007; 52: 627-639.
ITIS. Obtenido en Mayo, 23, 2010, desde la base de datos Integrated Taxonomic Information System (ITIS), en línea: http://www.itis.gov.
Johnson E, Dorot O, Liu J, Chefetz B, Xing B. Spectroscopic characterization of aliphatic moieties in four plant cuticles. Communications in Soil Science and Plant Analysis 2007; 38: 2461-2478.
Karelin A, Tsvetkov Y, Paulovičová L, Bystricky S, Paulovičová E, Nifantiev N. Synthesis of a heptasaccharide fragment of the mannan from Candida guilliermondii cell wall and its conjugate with BSA. Carbohydrate Research 2009; 344:29-35.
Kurtzman CP & Fell JW. The yeasts. A taxonomic study. 4th ed. Amsterdam, 1988.
López-Casado G, Matas A, Domínguez E, Cuartero J, Heredia A. Biomechanics of isolated tomato (Solanum lycopersicum L.) fruit cuticles: the role of the cutin matrix and polysaccharides. Journal of Experimental Botany 2007; 58 (14): 3875-3883.
Moco S, Capanaglu E, Tikunov Y, Bino R, Boyacioglu D, Hall R, Vervoort J, De Vos R. Tissue specialization at the metabolite level is perceived during the development of tomato fruit. Journal of Experimental Botany 2007; 58 (15-16): 4131-4146.
Mussatto S, Dragone G, Roberto I. Influence of the toxic compounds present in brewer's spent grain hemicellulosic hydrolysate on xylose-to-xylitol bioconversion by Candida guilliermondii. Process Biochemistry 2005; 40:3801-3806.
guilliermondii. Process Biochemistry 2008; 43:540-546.
Mussatto S & Roberto I. Hydrolysate detoxification with activated charcoal for xylitol production by Candida guilliermondii. Biotechnology Letters 2001; 23:1681-1684.
Mussatto S, Silva C, Roberto I. Fermentation performance of Candida guilliermondii for xylitol production on single and mixed substrate media. Applied Microbiology Biotechnology 2006; 72:681-686.
Paul V & Srivastava G. Role of surface morphology in determining the ripening behaviour of tomato (Lycopersicon esculentum Mill.) fruits. Scientia Horticulturae 2006; 110: 84-92.
Rodrigues R, Sene L, Matos G, Roberto I, Pessoa A, Felipe M. Enhanced xylitol production by precultivation of Candida guilliermondii cells in sugarcane bagasse hemicellulosic hydrolysate. Current Microbiology 2006; 53:53-59.
Rodríguez M. Solanaceae. http://www.conabio.gob.mx/malezasdemexico/solanaceae.pdf Consultado el 13 de enero de 2010.
Saligkarias I, Gravanis F, Epton H. Biological control of Botrytis cinerea on tomato plants by the use of epiphytic yeasts Candida guilliermondii strains 101 and US 7 and Candida oleophila strain I-182: II. A study on mode of action. Biological Control 2002; 25:151-161.
Schirmer-Michel Â, Flôres S, Hertz P, Matos G, Záchia M. Production of ethanol from soybean hull hydrolysate by osmotolerant Candida guilliermondii NRRL Y-2075. Bioresource Technology 2008; 99:2898-2904.
The Uniprot Consortium. The Universal Protein Resource (UniProt) in 2010. Nucleic Acids Research 2010; 38: D142-D148. Database issue doi:10.1093|nar|gkp846.
Villarreal M, Prata A, Felipe M, Almeida e Silva J. Detoxification procedures of eucalyptus hemicellulose hydrolysate for xylitol production by Candida guilliermondii. Enzyme and Microbial Technology 2006; 40:17-24.
