Bacterias endófitas de Cordia alliodora Oken y Tabebuia rosea Bertold D.C : potencial como promotoras de crecimiento vegetal en la propagación de su hospedero

187  20  Descargar (0)

Texto completo

(1)

BACTERIAS ENDOFITAS DE Cordia alliodora OkenY Tabebuia rosea Bertold D.C: POTENCIAL COMO PROMOTORAS DE CRECIMIENTO

VEGETAL EN LA PROPAGACIÓN DE SU HOSPEDERO

SANDRA MARCELA CASTRO MARCIALES CARLOS ANDRES ROA BERMÚDEZ

PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS

CARRERA DE MICROBIOLOGÍA AGRÍCOLA Y VETERINARIA BOGOTA D.C.

(2)

BACTERIAS ENDOFITAS DE Cordia alliodora OkenY Tabebuia rosea Bertold D.C: POTENCIAL COMO PROMOTORAS DE CRECIMIENTO

VEGETAL EN LA PROPAGACION DE SU HOSPEDERO

SANDRA MARCELA CASTRO MARCIALES CARLOS ANDRES ROA BERMÚDEZ

TRABAJO DE GRADO

Presentado como requisito parcial para optar el título de MICROBIOLOGO AGRÍCOLA Y VETERINARIO

LUCIA ANA DIAZ DIRECTORA

PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS

CARRERA DE MICROBIOLOGÍA AGRÍCOLA Y VETERINARIA BOGOTA D.C.

(3)

NOTA DE ADVERTENCIA

Articulo 23 de la resolución Nº 13 de julio de 1946.

(4)

BACTERIAS ENDOFITAS DE Cordia alliodora OkenY Tabebuia rosea Bertold D.C: POTENCIAL COMO PROMOTORAS DE CRECIMIENTO

VEGETAL EN LA PROPAGACION DE SU HOSPEDERO

SANDRA MARCELA CASTRO MARCIALES CARLOS ANDRES ROA BERMÚDEZ

_____________________________ LUCIA ANA DIAZ, Microbióloga. M Sc Directora

_____________________________ __________________________ Sandra Leyva, Ingeniera forestal Jairo Cuervo, Ingeniero Agrónomo

(5)

BACTERIAS ENDOFITAS DE Cordia alliodora OkenY Tabebuia rosea Bertold D.C: POTENCIAL COMO PROMOTORAS DE CRECIMIENTO

VEGETAL EN LA PROPAGACION DE SU HOSPEDERO

SANDRA MARCELA CASTRO MARCIALES CARLOS ANDRES ROA BERMUDEZ

_____________________ _____________________ ANGELA UMAÑA. M. Phil DAVID GOMEZ, M. Sc.

Decana Académica Director de Carrera Facultad de Ciencias Microbiología Agrícola y

(6)

AGRADECIMIENTOS

A la profesora Lucia Ana Díaz, por su comprensión, compañía y apoyo. A Carolina Vargas por su amistad, apoyo y constante colaboración. A la profesora Claudia Ramirez, por su colaboración y guia en fisiologia de semillas.

A Jorge Matañana y Nixon Pérez por su alegría y colaboración incondicional.

A Corpoica Tibaitata y en especial a Mauricio Barón por el aporte de la turba.

A Cesar Cano por el suministro de los inóculos de hongos micorriza arbuscular.

Al Ingeniero Rafael Sierra por su ayuda y colaboración

A Olivo por el cuidado del material vegetal en su fase de vivero.

A la Bacterióloga Sandra Caballero por su colaboración y Tiempo en la identificación de los aislamientos

A Geoambiente LTDA, por su aporte de material vegetal, su colaboración y préstamo de espacio en la estación experimental Bambusa.

A la Unidad de Biotecnología Vegetal de la Pontificia Universidad Javeriana por su colaboración en el préstamo de sus instalaciones.

(7)

TABLA DE CONTENIDO

Página 1. INTRODUCCIÓN

1

2. MARCO TEORICO

3

2.1. Situación Actual de los Bosques en Colombia 3

2.2. Generalidades de Cordia alliodora Oken. 4

2.2.1. Distribución Geográfica 4

2.2.2. Clasificación Taxonómica 4

2.2.3. Descripción Botánica 5

2.2.4. Ecología 5

2.2.5. Manejo de La especie en Vivero 6

2.2.6. Semilla 6

2.2.7. Problemas Fitosanitarios en Vivero 7

2.3. Generalidades de Tabebuia rosea Bertold D.C. 7

2.3.1. Distribución Geográfica 7

2.3.2. Clasificación Taxonómica 8

2.3.3. Distribución Botánica 9

2.3.4. Ecología 9

2.3.5. Manejo de la Especie en Vivero 9

2.3.6. Semilla 10

2.3.7. Problemas fitosanitarios en Vivero 10

2.4. Bacterias Promotoras de Crecimiento vegetal, PGPB´s 11

2.4.1. Mecanismos de promoción de Crecimiento Vegetal Mediados

por PGPB´s 12

2.4.1.1. Fijación Biológica de Nitrógeno (FBN) 12

2.4.1.2. Producción de Fitohormonas 13

2.4.1.2.1. Auxinas: Ácido Indol Acético 13

2.4.2. Acción Bioprotectante de las PGPB`s 16

2.4.2.1. Competencia en la rizosfera 16

2.4.2.2. Resistencia Sistémica Inducida 16

2.4.2.3. Producción de sideróforos 17

2.4.2.4. Solubilización de Fósforo Inorgánico 18

2.4.2.5. Producción de Enzimas Líticas Extracelulares 19

2.5. Efectos de las PGPB`s Sobre el Crecimiento Vegetal 20

2.5.1. Aumento de la Germinación y Emergencia de Semillas 20

2.5.2. Aumento en la Toma de Nutrientes y Agua por las Raíces 20

2.6. Microorganismos Endófitos 21

2.7. Calidad de las Plantas Producidas en Vivero 22

2.7.1. Calidad de la Semilla 23

2.7.1.1. El Proceso de Germinación 24

2.7.2. Asociación con Microorganismos Benéficos en Especies

Forestales 25

2.8. Inoculantes Microbianos 26

2.8.1. Definición de Inoculante 26

2.8.2. Características y Tipos de Soporte 26

3. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN

27

(8)

3.2. Justificación 27

4. Objetivos

30

5. MATERIALES Y METODOS

31

5.1. Población de estudio y muestra 34

5.2. Diseño Experimental de los Ensayos de Inoculación, Siembra y Crecimiento y Desarrollo de Plantas Jóvenes de C. alliodora

y T. rosea

34

5.2.1. Población de Estudio y Muestra 35

5.3. Ubicación Espacial 35

5.4. Fase Uno: Caracterización, Selección y Propagación de

PGPB`s de T. rosea y C. alliodora 36

5.4.1. Determinación de la Producción de Acido Indol Acético de los

Aislamientos Seleccionados 36

5.4.1.1. Determinación Bioquímica y susceptibilidad a Antibióticos de

los Aislamientos Seleccionados 37

5.4.1.2. Cuantificación de la Fijación Biológica de Nitrógeno de los

Aislamientos Seleccionados 38

5.4.1.3. Crecimiento en Agar Pectina, solubilización de Fósforo y

Producción de Sideróforos de los Aislamientos Seleccionados 38

5.4.2. Curva de Crecimiento del Aislamiento de C. alliodora

CaIChRI41R1 y del Aislamiento TrMnPr248 de T. rosea 39

5.4.2.1. Preparación del Preinóculo de CaIChRI41R1 y TrMnPr248 39

5.4.2.2. Preparación de Inóculo y Curva de Crecimiento 40

5.4.3. Inmovilización de los Aislamientos Bacterianos Seleccionados

en Turba 40

5.4.3.1 Manejo del Portador Microbiano 40

5.4.3.2. Formulación de los Inoculantes de las PGPB`s Endorizosféricas Seleccionadas para C. alliodora y T. rosea 41

5.4.3.3. Cultivo Secundario de CaIChRI41R1 42

5.4.3.4. Viabilidad de las Células Inmovilizadas 42

5.4.4. Prueba de Inocuidad de CaIChRI41R1 y de TrMnPR248

sobre Medicago sativa 42

5.4.4.1. Inóculos Bacterianos 43

5.4.4.2. Desinfección de las Semillas de Alfalfa 43

5.4.4.3. Germinación de las Semillas de Alfalfa 43

5.4.4.4. Inoculación de las Semillas de Alfalfa 43

5.4.4.5. Seguimiento y Muestreo de las Plantas Jóvenes de Alfalfa 44

5.4.5. Viabilidad e Imbibición de Semillas de C. alliodora y T. rosea 44

5.4.5.1. Selección de Semillas de C. alliodora y T. rosea 44

5.4.5.2. Curvas de Imbibición 44

5.4.5.3. Pruebas de Viabilidad de la Semillas de C. alliodora y

T. rosea 45

5.5. Fase dos: Efecto de CaIChRI41R1 y TrMnPR248 sobre la

Germinación de su Hospedero 46

5.5.1. Desinfección de Semillas de C. alliodora y T. rosea 46

5.5.2. Inoculación y Siembra de las Semillas de C. alliodora y

T. rosea con CaIChRI41R1 y TrMnPR248 en Portador Sólido 47

5.5.2.1. Inoculación y Siembra de las Semillas de C. alliodora y T.

rosea con CaIChRI41R1y TrMnPR248 en Cultivo Líquido 47

5.5.2.2. Evaluación de la Emergencia de C. alliodora y T. rosea en

(9)

5.5.3. Evaluación Preliminar del efecto de Basamid® sobre las poblaciones Microbianas del Sustrato de siembra, sobre la viabilidad de CaChRL41R1 y TrMnpr41r248 y sobre el Crecimiento de una Planta Modelo

49

5.6. Fase tres: Efecto de CaIChRI41R1 y TrMnPR248 sobre el Crecimiento y Desarrollo de Plantas de C. alliodora y T. rosea

Obtenidas a partir de Semilla

49

5.6.1. Siembra en Sustrato de Plantas Jóvenes de C. alliodora y

T. rosea con el Hongo de Micorriza Glomus manihotis

50 5.6.2. Recuento de las Bacterias Inoculadas en portador Sólido

Adheridas a Semillas y Raíces de C. alliodora y T. rosea en el momento de la siembra

51

5.6.3. Evaluación de Crecimiento y Desarrollo de plantas Jóvenes

de C. alliodora y T. rosea 51

5.6.4. Porcentaje de Micorrización de plantas Jóvenes de C. alliodora y T. rosea y Recuento de Esporas de HMA en el sustrato de siembra

52

5.6.5. Reaislamiento de CaIChRI41R1 y TrMnPR248 de raíces y Suelo Asociado a Raíz de Plantas Jóvenes de C. alliodora y

T. rosea

52

5.6.6. Análisis de la Información

53

6. RESULTADOS

55

6.1. Fase Uno: Caracterización, Selección y Propagación de

PGPB`s de C. alliodora y T. rosea 55

6.1.1. Producción de Acido Indol Acético 55

6.1.2. Caracterización Bioquímica y susceptibilidad a Antibióticos de

los Aislamientos Seleccionados 56

6.1.3. Cuantificación de la Fijación Biológica de Nitrógeno: Análisis

de Reducción del Acetileno (ARA) 56

6.1.4. Crecimiento en Agar pectina, Solubilización de Fósforo y

producción de Sideroforos por los Aislamientos Seleccionados 56

6.1.5. Crecimiento de los Aislamientos CalChRI41R1 y TrMnpr41r248 57

6.1.6. Inmovilización de los Aislamientos Bacterianos CaChRI41R1 y

TrMnPR41R248 en Turba como Portador Microbiano 59

6.1.6.1. Evaluación de la Esterilidad del Portador Sólido Turba 59

6.1.6.2. Formulación de los Inoculantes de las PGPB´s Endorizosféricas Seleccionadas para C. alliodora y T. rosea en el Portador Microbiano.

59

6.1.6.3. Cultivo Secundario de CalChRI41R1 y TrMnPR41R248 en

Portador Microbiano Sólido 60

6.1.6.4. Viabilidad de Células Inmovilizadas en Turba Durante 120 días 60

6.1.7. Prueba de Inocuidad de los Aislamientos CalChRI41R1 y

TrMnPR41R248 sobre Medicago sativa Alfalfa 61

6.1.8. Viabilidad e Imbibición de Semillas de C. alliodora y T. rosea 62

6.1.8.1 Curva de Imbibición para Semillas de C. alliodora 62

6.1.8.2. Curva de Imbibición para Semillas de T. rosea 63

6.1.8.3. Prueba de viabilidad para Semillas de C. alliodora 64

6.1.8.4. Prueba de viabilidad para Semillas de T. rosea 65

6.2 Fase Dos: Efecto CalChRI41R1 y TrMnPR41R248 sobre

(10)

6.2.1. Germinación de Semilla de Cordia alliodora Tamaño Pequeño

(6-8 mm) 65

6.2.1.1. Índice VG ( valor de germinación) para C. alliodora Pequeña 66

6.2.1.2. Germinación de Semilla de Cordia alliodora Fenotipo Grande

(8-10 mm) 67

6.2.1.3. Índice VG (Valor de Germinación) para C. alliodora Grande 68

6.2.1.4. Germinación de Semillas de Tabebuia rosea 69

6.2.1.5 Índice VG (Valor de Germinación) para T. rosea 70

6.2.2. Efecto del Fungicida Basamid® sobre las Poblaciones

Microbianas del Sustrato de Siembra 71

6.3. Fase Tres: Efecto de CalChRI41R1 y TrMnPR41R248 sobre el Crecimiento y Desarrollo de Plantas de C. alliodora y T. rosea

Obtenidos a partir de Semilla

74

6.3.1. Crecimiento y Desarrollo de Plantas Jóvenes de C. alliodora 74

6.3.1.1. Altura 74

6.3.1.2. Peso Fresco de Raíz 75

6.3.1.3. Peso Seco de Raíz 76

6.3.1.4. Variables de Micorrización de C. alliodora 77

6.3.1.5. Aislamientos y Recuento de Esporas de Hongos de Micorriza

Arbuscular 77

6.3.2. Crecimiento y desarrollo de Plantas Jóvenes de T. rosea 79

6.3.2.1. Altura 79

6.3.2.2. Longitud de Raíz 80

6.3.2.3. Peso Fresco de Raíz 81

6.3.2.4. Peso Seco de Raíz 82

6.3.2.5. Peso Fresco de Aéreo 83

6.3.2.6. Peso Seco Aéreo 84

6.3.3. Variables de Micorrización de T. rosea 85

6.3.4. Recuento de las Bacterias Inoculadas Adheridas a Semillas y

Raíces en el Momento de la Siembra 86

6.3.5. Reaislamiento de CalChRI41R1 y TrMnPR41R248 de Raíces y

Suelo Asociado a las Raíces de Plantas Jóvenes 87

7. DISCUSIÓN

90

7.1. Características Biológicas de CalChRI41R1 y TrMnPR41R248 90

7.2. Crecimiento de los Aislamientos CalChRI41R1 y

TrMnPR41R248 en Medio de Cultivo Líquido 96

7.3. Viabilidad de CalChRI41R1 y TrMnPR41R248 Inmovilizados

en Turba 97

7.4. Inocuidad de CalChRI41R1 y TrMnPR41R248 sobre Medicago

sativa Alfalfa 98

7.5 Viabilidad de Semillas de Cordia alliodora y Tabebuia rosea 99

7.6. Germinación de Semillas de cordia alliodora y Tabebuia rosea

Inoculadas 101

7.7. Crecimiento y Desarrollo Vegetal de Plantas Jóvenes de

C. alliodora Inoculadas con el aislamiento endófito

CalChRI41R1

103

7.8. Crecimiento y Desarrollo Vegetal de Plantas Jóvenes de

T. rosea inoculadas con TrMnPR41R248 108

8. CONCLUSIONES

(11)

9. RECOMENDACIONES

114

10. BIBLIOGRAFIA 116

(12)

INDICE DE FIGURAS

Página Figura 1 Individuo adulto de Cordia alliodora 5

Figura 2 Individuo adulto de Tabebuia rosea 8

Figura 3 Diagrama de Actividades realizadas en el estudio 32

Figura 4 Crecimiento en agar pectina y actividad solubilizadora

de fosfato de CaIChRI41R1 y TrMnPr41248 57

Figura 5 Curva de crecimiento de CalChRI41R1 en caldo

nutritivo 58

Figura 6 Curva de crecimiento de TrMnPR41R248 en caldo

nutritivo 59

Figura 7 Curva de imbibición de semillas de Cordia alliodora 63

Figura 8 Curva de imbibición de semillas de Tabebuia rosea 64

Figura 9 Embriones teñidos en la prueba de de viabilidad 64

Figura 10 Embriones teñidos en la prueba de de viabilidad. 65

Figura 11 Germinación de Cordia alliodora pequeña 66

Figura 12 Valor de germinación de semillas pequeñas de

Cordia alliodora 67

Figura 13 Germinación de Cordia alliodora grande 68

Figura 14 Valor de germinación de semillas grandes de

Cordia alliodora 69

Figura 15 Curva de germinación de Tabebuia rósea 70

Figura 16 Valor de germinación de semillas de T. rosea 71

Figura 17 Colonia de Bacilo gram negativo aislado del sustrato de transplante De Cordia alliodora y Tabebuia rosea en fase vivero

71

Figura 18 Reaislamiento de CaIChRI41R1 y TrMnPR41R248 de

suelo Tratado con Basamid® 73

Figura 19 Altura de plantas jóvenes de Cordia alliodora 120 dds 75

Figura 20 Peso fresco de raíz de Cordia alliodora 120 dds 76

Figura 21 Peso seco de raíz de Cordia alliodora 120 dds 77

Figura 22 Número de esporas de HMA/g de suelo de C. alliodora 78

Figura 23 Porcentaje de micorrización de plantas jóvenes de

C. alliodora 78

Figura 24 Altura de plantas jóvenes de Tabebuia rosea 120 dds 80

Figura 25 Longitud radical de Tabebuia rosea 120 dds 81

Figura 26 Peso fresco de raíz de Tabebuia rosea 120 dds 82

Figura 27 Peso seco de raíz de Tabebuia rosea 120 dds 83

Figura 28 Peso fresco aéreo Tabebuia rosea 120 dds 84

Figura 29 Peso seco Aéreo de Tabebuia rosea 120 dds 85

Figura 30 Número de esporas de HMA/g de suelo de T. rosea

120 dds 86

Figura 31 Porcentaje de micorrización de plantas jóvenes de

T. rosea 120 dds 86

Figura 32 Aislamiento TrMnPR41R248 adherida a semillas de

(13)

INDICE DE TABLAS

Pág.

Tabla 1. Tratamientos aplicados sobre semillas grandes y pequeñas de

Cordia alliodora y semillas de Tabebuia rosea 33 Tabla 2. Tratamientos aplicados sobre plantas jóvenes de C. alliodora y

Sobre plantas jóvenes de Tabebuia rosea 35

Tabla 3. Viabilidad de los aislamientos de T. rosea y C. alliodora

Inoculados en turba estéril 61

Tabla 4. Análisis de las variables de crecimiento evaluadas de

Medicago sativa. 62

Tabla 5. Reaislamiento de bacterias a partir de raíces y suelo asociado

A raíz de CaChRI41R1 88

Tabla 6. Reaislamiento de bacterias a partir de raíces y suelo asociado

(14)

LISTA DE ANEXOS

ANEXO 1 Medios de cultivo Empleados en Este Proyecto

ANEXO 2 Reactivo Salkowsky

ANEXO 3 Curva Patrón Ácido Indol Acético

ANEXO 4 Caracterización de Aislamientos de Cordia alliodora y

Tabebuia rosea Seleccionados

ANEXO 5 Pruebas Bioquímicas Evaluadas por Microscan ®

ANEXO 6 Curva de Calibración de ARA

ANEXO 7 Caracterización de aislamiento CaIChRI41R1 por el sistema Microscan ®

ANEXO 8 Caracterización del Aislamiento TrMNPrr41R248 por el sistema Microscan ®

ANEXO 9 Patrón de viabilidad empleado en este proyecto

ANEXO10 Composición de Fungicida Basamid®

ANEXO 11 ANEXO 12

Composición de Fertilizantes Empleados en este Proyecto Aclarado y Tinción de Raíces

ANEXO 13 Producción de AIA en Medio sin Adición de Triptófano de Aislamientos Seleccionados de Raíz de Cordia alliodora y Tabebuia rosea

ANEXO 14 Producción de biomasa, viabilidad y AIA del Aislamiento CaIChRI41R1 en caldo nutritivo

ANEXO 15 Producción de biomasa, viabilidad y AIA del Aislamiento TrMnPR41R248 en caldo nutritivo

AXEXO 16 Peso de Semillas de Cordia alliodora Fenotipo Pequeño 6 a 8.mm y fenotipo Grande 8-10mm en imbibición

ANEXO 17 Peso de Semillas de Tabebuia Rosea en Imbibición

ANEXO 18 Indice de Germinación Semillas de Cordia alliodora Fenotipo pequeño

ANEXO 19 Indice de Germinación Semillas de Cordia alliodora Fenotipo Grande

ANEXO 20 Valor de Germinación Semillas de Tabebuia Rosea

ANEXO 21 Análisis Estadístico Variable VG Ensayo Semilla C. alliodora

Pequeña

ANEXO 22 Análisis Estadístico Variable VG Ensayo Semilla C. alliodora

grande

ANEXO 23 Análisis Estadístico Variable VG Ensayo Semillas T. rosea

ANEXO 24 Análisis Estadístico No Paramétrico de Variables Evaluados de Crecimiento Vegetal de Cordia alliodora

ANEXO 25 Análisis Estadístico Variables de Crecimiento Vegetal Ensayo Plantas Jóvenes de C. alliodora.

ANEXO 26 Comparación de Medias de Dunnet para Crecimiento vegetal Ensayo plantas Jóvenes de C. alliodora

ANEXO 27 Prueba de Kruskall-Wallis para el Área Foliar de T. rosea

ANEXO 28 Análisis Estadístico Variables de Crecimiento Vegetal Ensayo de plantas Jóvenes de T. rosea

ANEXO 29 Análisis de Varianza del porcentaje de Micorrización Para Plantas Jóvenes de C. alliodora

(15)

ANEXO 31 Comparación de Medias (Dunnet) del Número de Esporas Ensayo Plantas Jóvenes de C.alliodora

ANEXO 32 Análisis de Varianza del Porcentaje de Micorrización Ensayo Plantas Jóvenes de T. rosea

ANEXO 33 Comparación de Medias (Dunnet) del Porcentaje de Micorrización Para Plantas Jóvenes de T. rosea

(16)

RESUMEN

Se seleccionaron los aislamientos CaIChRI41R1, endófito de C. alliodora y TrMnPR41248 de T. rosea, con el fin de evaluar su efecto sobre la germinación, crecimiento y desarrollo de su hospedero natural en etapa de vivero. La evaluación de su actividad biológica mostró que los aislamientos producen pigmentos difusibles en agar King B, crecen en agar pectina y presentan halos de solubilización de fósforo en agar SMRS. CaIChRI41R1 produjo 15.31 µg/ml de acido indol acético (AIA) y TrMnPR41248 3.63 µg/ml de AIA en caldo nutritivo sin adición de triptófano tras su reactivación en agar papa. De acuerdo al análisis de reducción del acetelino (ARA), los dos aislamientos fijan nitrógeno:

CalChRl41r1, 2.74 µmol/frasco/hora y TrMnPR41248, 0.16 µmol/frasco/hora. La caracterización por Microscan® arrojo

(17)
(18)

ABSTRACT

(19)
(20)

1. INTRODUCCIÓN

La creciente demanda del sector forestal por incrementar las plantaciones de especies nativas de conservación y comerciales de alto valor económico, ecológico y ambiental, ha impuesto a los viveros ser más eficientes en los procesos de producción de material vegetal. Bajo este contexto, y sabiendo que la propagación de este tipo de especies está basada fundamentalmente en semilla se abordan múltiples estrategias para favorecer la eficacia de los procesos de emergencia de plantas jóvenes, dentro de las cuales se contempla el uso de microorganismos promotores de emergencia radicular y de crecimiento vegetal.

En Colombia, Cordia alliodora Oken y Tabebuia rosea Bertold D.C son dos especies forestales nativas de amplia aceptación en el mercado que presentan durante su etapa de vivero, limitantes en las fases de germinación, emergencia y sobrevivencia al transplante a bolsa a partir de bancos de germinación. Una estrategia biotecnológica promisoria para solucionar esta problemática y obtener plantas vigorosas, de mayor competitividad y mejor establecimiento en campo es el uso de bacterias promotoras de emergencia y de crecimiento vegetal, que favorezcan la formación y crecimiento de raíces. Adicionalmente, bajo el desarrollo de nuevas tecnologías de propagación forestal como la silvicultura clonal, el uso de bacterias promotoras de crecimiento vegetal constituye una estrategia potencial en el proceso de enraizamiento de estacas y de material propagado in vitrode C. alliodora y T. rosea.

(21)

potenciales promotores de crecimiento vegetal, y su reintroducción en el sistema suelo-raíz durante la propagación de las especies podría

favorecer el crecimiento en vivero y la adaptación de T. rosea y C. alliodora, a nuevas condiciones de cultivo.

El conocimiento y manipulación de algunos grupos funcionales microbianos relacionados con estos árboles, favorecería el desarrollo de técnicas capaces de reducir esfuerzos y costos del proceso de reforestación disminuyendo los tiempos de permanencia de material en vivero, mejorando la disponibilidad de nutrientes en el suelo y ayudando a las plantas a tolerar las condiciones características de los suelos tropicales.

Este trabajo hace parte del proyecto de investigación: Aislamiento y caracterización de bacterias endófitas de C. alliodora y T. rosea, financiado por la Pontificia Universidad Javeriana. Dentro de este proyecto se aislaron y caracterizaron bacterias promotoras de crecimiento vegetal asociados con las dos especies: Cordia alliodora y Tabebuia rosea.

(22)

2. MARCO TEÓRICO

2.1. Situación Actual de los Bosques en Colombia

Colombia presenta la deforestación indiscriminada como uno de sus más importantes problemas ambientales, teniendo un promedio estimado de deforestación de 600.000 hectáreas / año hasta 1987 y la tala de 43.3 millones de hectáreas entre 1960 y 1994, lo que ha generado una sobreexplotación de los bosques y de las tierras forestales y por ende un proceso de erosión que ha alcanzado el 20% del territorio nacional (Niño, 1995).

En el año 2000 se formuló el Plan Nacional de Desarrollo Forestal (PNDF), como una herramienta que permitiera lograr el máximo beneficio económico y social para las poblaciones rurales cuya base productiva se deriva del aprovechamiento forestal sostenible. Al aumentar el componente social de la producción forestal en Colombia el PNDF busca también aumentar la participación del sector forestal en la economía nacional, favoreciendo la silvicultura y las actividades de transformación con un criterio de manejo sostenible del recurso.

(23)

De Cordia alliodora hay plantadas en el país 422 hectáreas distribuidas en los departamentos del Tolima, Santander, Cundinamarca, Risaralda, Magdalena, Cauca, Valle del Cauca, Meta y Nariño, mientras que de Tabebuia rosea hay establecidas 1.487 hectáreas en Antioquia, Atlántico, Córdoba, Choco, Magdalena y Vichada (CONIF,1999).

2. 2. Generalidades de Cordia alliodora Oken.

2.2.1. Distribución Geográfica

Es una especie nativa de América Tropical, que se encuentra distribuida desde México hasta Argentina. En Colombia se halla desde el nivel del mar hasta una altitud de1900 msnm, siendo muy frecuente en las zonas cafeteras del país, donde es utilizada como sombrío del café. La especie es característica de regiones de vida de bosque seco a bosque húmedo tropical y en bosque húmedo y bosque muy húmedo premontano (Tovar, 1978).

2.2. Clasificación Taxonómica

División: Angiospermas

Clase: Dicotiledóneas Familia: Boraginaceae Genero: Cordia

Especie: Cordia alliodora

(24)

Figura 1. Individuo adulto de Cordia alliodora Oken

Fuente: http://homepage.mac.com/ktanzi/Dendrology/PhotoAlbum46.html

2.2.3. Descripción Botánica

Es un árbol que puede llegar a alcanzar alturas hasta de 40 metros, con un tamaño común entre los 20 y 30 m y un diámetro a la altura del pecho (DAP) de 80 cm. El fuste es recto y generalmente limpio de ramas a lo largo de un 50 a 60% de la altura total. La corteza presenta color marrón dorado pálido y cuando es jóven presenta color pardo oscuro (CONIF, 1988).

2.2.4. Ecología

(25)

crecimiento es favorecido por la perturbación, por lo que se le considera una especie pionera (Vanegas, 1983).

2.2.5. Manejo de la Especie en Vívero

Como mecanismo básico de producción de la especie en vivero se tiene la propagación por semilla, debido al bajo éxito de los procedimientos de

propagación vegetativa. En Colombia se suele manejar para su propagación por semilla sustrato de suelo, arena y cascarilla de arroz en

proporción 2:1:1, en el cual, transcurridos de 10 a 20 días después de la siembra se logra la germinación de las semillas. La siembra de las semillas se hace al voleo con una profundidad de siembra de 1 a 1.5cm, sin tener establecido un proceso de selección de fuente semillera, en el que se establezcan sus características genéticas, fitosanitarias y fisiológicas (CATIE, 1997).

Según reportes de Caballero y Cortes (1991) y Cuervo (1997), C. alliodora es una especie micótrofa asociada principalmente, con

hongos de los géneros Glomus y Entrophospora, así es una práctica común en vivero la inoculación con hongos formadores de micorriza arbuscular para obtener material micorrizado vigoroso para el transplante a campo.

2.2.6. Semilla

(26)

La germinación de tipo hipogea de estas semillas se inicia dos semanas después de la siembra y finaliza en la sexta semana. A los veintiséis días de sembrada presenta un par de hojas cotiledoneales grandes de forma orbicular, a los treinta y cinco días aparece el primer par de hojas verdaderas, completándose el desarrollo de 6 a 9 semanas después de la siembra (CATIE,1997).

2.2.7. Problemas Fitosanitarios en Vívero

Las semillas suelen ser dañadas por gorgojos del género Amblycers, depredadores naturales que afectan las semillas desde el momento de recolección en campo (Serrada, 1995).

En análisis fitosanitarios de semillas se han reportado hongos de los géneros Fusarium y Cladosporium, con una incidencia del 83% y 66% respectivamente y Epicocum, Curvularia y Nigrospora, con una incidencia del 6%. Es una especie susceptible al daño por insectos a nivel de la madera, el tallo, raíz y hojas, presentándose decoloración y caída prematura debido al ataque de coleópteros e insectos defoliadores como Dictyla monotripidia (Serrada,1995). Además, presenta interacción biológica con la especie de hormigas Azteca longiceos, la cual forma colonias en las ramas terminales, lo que se considera un mecanismo de defensa contra plagas (Serrada, 1995).

2.3. Generalidades de Tabebuia rosea Bertold D.C

2.3.1. Distribución Geográfica

(27)

2.3.2. Clasificación taxonómica

División: Angiospermas Clase: Dicotiledóneas Familia: Bignoniaceae Genero: Tabebuia

Especie: Tabebuia rosea Bertold D.C

Sinónimos: Tabebuia pentaphyla, Tabebuia pallida, Tecota rosea, Couralia rosea

Nombres Vulgares: Flormorado, Ocobo, Roble, Chicala, Guayacán Lila, Guayacán Rosado, Guayacán flor Rosado, Guayacán Morado, Roble Blanco y Roble de Sabana.

(28)

2.3.3. Descripción Botánica

Es un árbol de talla alta mediana que alcanza alturas entre 20 y 30 m, con una altura comercial entre 12 y 13 m y un DAP entre 50 y 70 cm (Tovar,1978). La corteza del tronco es de color gris oscuro, con la presencia de abundantes y largas fisuras o grietas verticales presentes tanto en el tronco como en las ramas más gruesas (Trejo, 1978).

2.3.4 Ecología

Tabebuia rosea resiste terrenos inundados como los del medio y bajo Magdalena Colombiano, adaptándose a gran variedad de suelos en los que se asocia naturalmente con C. alliodora, Cedrela odorata y Ceiba sp., entre otras (Cuervo, 1997).

2.3.5. Manejo de la Especie en Vívero

La especie se produce en vivero de diversas maneras. La germinación en bolsas o en camas con el posterior transplante a bolsas es la más utilizada. Es una especie que permite su propagación por técnicas vegetativas a través de estacas y sexualmente por semilla, teniendo que el tiempo de permanencia en vivero es de 4 a 5 meses, período en el cual las plantas alcanzan de 25 a 45 cm de altura (CATIE, 1997). Los mayores limitantes para la germinación óptima de las semillas de T. rosea en vivero son la heterogeneidad de las semillas, el almacenamiento, la utilización de semillas de fuentes semilleras no identificadas y la falta de certificación de las mismas (Mendez y Soihet, 1997). Adicionalmente se presentan bajos porcentajes de germinación asociados con la presencia de enfermedades.

(29)

micorrización como práctica silvicultural en vivero, para lograr el crecimiento normal de la especie y su adaptabilidad a suelos con diversas limitantes para el desarrollo vegetal (Cuervo, 1997; CONIF, 1999).

2.3.6. Semilla

Sus semillas son blandas, comprimidas, discoidales y permeables, provistas de dos alas membranosas laterales de color pardo claro; de 0.7 a 1.0 cm de largo y de 2.8 a 4.4 cm de ancho. Están dispuestas en gran número dentro de vainas, las cuáles en el periodo de maduración durante el tiempo seco se abren y liberan la semilla (CATIE, 1997).

Las semillas llegan a presentar un porcentaje de pureza entre el 74 y 95%, estas pueden tener una viabilidad óptima entre los 6 meses y los 2 años dependiendo del lote de semillas y del almacenamiento de las mismas, se han obtenido porcentajes de germinación del 79 al 90% en semillas recién colectadas. El tiempo para que inicie la germinación es de 25 dds (Mendez y Soihet, 1997).

2.3.7. Problemas Fitosanitarios en Vivero

(30)

Dentro de la estrategias para el control de agentes fitopatógenos en especies forestales, se ha descrito la inoculación con bacterias promotoras de crecimiento vegetal que inducen resistencia sistémica y disminuyen la presencia de la enfermedad.

Adicionalmente trabajos como el de Cruz y Neira (2004) y Zambrano (2004) muestran que la inoculación de PGPB’s en especies forestales, favorece el desarrollo vegetal y brinda un mayor vigor y adaptabilidad de las plantas jóvenes a condiciones de campo.

2.4. Bacterias Promotoras de Crecimiento Vegetal, PGPB’s

El término de bacterias promotoras de crecimiento vegetal PGPB´s (Plant growth promoting bacteria) fue acuñado por Joe Kloepper en 1980, en la Universidad de Auburn de Estados Unidos de América, haciendo referencia a un grupo de microorganismos benéficos para el desarrollo de las plantas los cuales se pueden encontrar o no asociadas a diversos tejidos vegetales (Tenuta, 2005).

(31)

de.metabolitos secundarios que pueden regular el crecimiento vegetal y regular la poblaciones microbianas rizosfericas (Kapulnik, 2002).

2.4.1. Mecanismos de promoción de crecimiento vegetal mediados por PGPB’s

El efecto de las PGPB’s sobre el crecimiento y desarrollo vegetal se debe a mecanismos de acción directos o indirectos. Entre los mecanismos directos se encuentra la producción de hormonas como auxinas, giberelinas, citoquininas y etileno, la producción de ácidos orgánicos, la fijación de nitrógeno, la solubilización de fosfato y otros nutrientes y la movilización de los mismos (Wall, 2001).

Dentro de los mecanismos indirectos están la protección frente a patógenos por interacciones de antagonismo, producción de antibióticos, liberación de enzimas como quitinasas y glucanasas, además de la inducción de resistencia sistémica en la planta a virus, bacterias y hongos patógenos, por lo cual se conocen como agentes de bioprotección (Pal et al., 2000).

2.4.1.1 Fijación Biológica de Nitrógeno (FBN)

(32)

de oxigeno sin limitar el funcionamiento de la enzima nitrogenasa (Sylvia, 1999).

• Bacterias de vida libre fijadoras de nitrógeno heterotróficas • Bacterias aeróbicas y microaerofilicas

• Anaerobios facultativos • Anaerobios obligados

Dentro del grupo de las bacterias aeróbicas y microaerofílicas se encuentran endófitos diazótrofos como Azotobacter diazotrophicus, Herbaspirilum sp. y Azoarcus sp., los cuales se han encontrado en concentraciones que varían entre 103 y 105 UFC/g de tejido y su multiplicación suele presentarse en los vasos del xilema y en los espacios intercelulares (Kapulnik, 2002).

Además de la capacidad de fijar nitrógeno muchos endófitos PGPB’s cuentan con la capacidad biológica de sintetizar fitohormonas, las cuales son aplicables para regular y promover el crecimiento y desarrollo vegetal.

2.4.1.2. Producción de Fitohormonas

Muchas sustancias orgánicas son capaces de regular el crecimiento vegetal debido a que afectan la fisiología de las plantas y sus procesos morfológicos a muy bajas concentraciones. Dentro del término PGPB’s, gran parte de la actividad promotora de crecimiento recae en la síntesis por parte de los microorganismos de fitohormonas como auxinas, citoquinas y giberelinas (Jagnow & David, 1991; Dobblelaere et al., 2003).

2.4.1.2.1. Auxinas: Ácido Indol Acético

(33)

es la forma natural predominante. Aunque las auxinas se encuentran en toda la planta, las más altas concentraciones se localizan en las regiones meristemáticas que se encuentran en crecimiento activo, debido a que en dichos sitios se da su síntesis dentro de la plantas (Hans, Walter & Heldt, 1997).

La principal auxina endógena es el ácido indol-3-acético (AlA). Es sintetizada a partir del L-triptófano, que puede estar libre o formando parte de proteínas. Por acción de una transaminasa se transforma en ácido indolpirúvico, el cual se descarboxila por acción de una descarboxilasa formándose indol-acetaldehído. Luego actúa una oxidasa que lo transforma en ácido indol acético. Existen otras vías de síntesis que conducen al compuesto mediante la formación intermedia de triptamina, o bien mediante un intermediario nitrílico. El AIA se puede transformar en ácido indol butírico por acción de una sintasa (Hans, Walter & Heldt et al., 1997).

Los microorganismos que habitan en la rizosfera de varias plantas son capaces de estimular en ellas la producción de auxinas, gracias a su acción elicitora por la secreción de metabolitos secundarios producto de la asimilación de diversos exudados producidos por las plantas (Waisel, 2002).

(34)

También existen evidencias de biosíntesis de AIA independiente del L-triptófano (cuyos precursores son el indol y el indol-3-glicerol fosfato), pero esta es poco conocida (Soberón et al., 2005).

Modo de Acción de las auxinas en la planta

Las auxinas actúan a nivel génico regulando la expresión de múltiples genes. El AIA se une a un receptor de naturaleza proteica, formando un complejo receptor-hormona de carácter reversible, específico, con alta afinidad y saturable. Este complejo activa un promotor que controla la expresión de los genes que codifican la síntesis de las enzimas catalizadoras de los compuestos de la pared (Hans et al., 1997).

Efectos Fisiológicos en la Planta

Dentro de la acción fisiológica de las auxinas podemos nombrar su participación en la mitosis, alargamiento celular, formación de raíces adventicias, dominancia apical, gravitropismo, floración, emergencia y elongación radicular entre otros (Hans et al., 1997). Las auxinas sintetizadas durante el proceso de germinación por el endospermo y el embrión, hacen visible el proceso de emergencia, gracias a que este tipo de hormonas inducen el alargamiento de los meristemos de la radícula primero y del tallo después, con un rápido crecimiento determinando el inicio de la diferenciación de los tejidos, así como el crecimiento direccional del tallo hacia arriba, y de la raíz hacia abajo (Rojas, 1987).

2.4.2. Acción Bioprotectante de las PGPB`s

(35)

Los mecanismos descritos para el control biológico abarcan diversos grados de interacción entre los cuales la competencia por espacio y nutrientes, la inducción de resistencia sistémica y la síntesis de metabolitos secundarios, son los más importantes (Waisel et al., 2002).

2.4.2.1. Competencia en la Rizosfera

Las PGPB´s, en general son colonizadoras altamente agresivas por lo cual suelen desplazar microorganismos o especies deletéreas de la microflora de la raíz desencadenando con ello un descenso de las poblaciones de hongos y bacterias rizosféricas. Una bacteria altamente competitiva tiene un rápido crecimiento, es movil y presenta quimotaxis por los exudados radicales. Solamente del 8 al 20% de la superficie de las raíces es colonizada por bacterias, siendo las zonas de mayor exudación las que presentan mayor colonización (Kapulnik, 2002).

2.4.2.2. Resistencia Sistémica Inducida (ISR)

En la década de los 80`s se sugiere por primera vez que las PGPB´s podían inducir la ISR gracias a la síntesis de algunos metabolitos antipatogénicos producto de su interacción con organismos fitopatógenos, los cuales podían actuar como elicitores desencadenantes. Zhou y Paulitz (1994, citados por Kapulnik, 2002), encontraron que la aplicación de Pseudomonas fluorescens a los sistemas radicales de pepino lo protegía

(36)

que las bacterias del género Pseudomonas tienen especial importancia (Kapulnik, 2002).

2.4.2.3. Producción de Sideróforos

El hierro es un elemento esencial para la mayoría de organismos. En el suelo la concentración de hierro disponible puede constituir una limitación para el desarrollo de las plantas, quienes desarrollan estrategias para poder utilizar ese hierro no disponible. Una de esas estrategias es la producción y excreción de sideróforos que son quelatos de bajo peso molecular y alta especificidad por Fe3+, los cuales se solubilizan formando un complejo Fe3–sideróforo. Estos complejos son reconocidos y transportados hacia el citosol por una proteína receptora específica de membrana externa (Mehta & Nautiyal, 2001; Instituto de Investigaciones Biológicas Clemente Estable, 2003).

Por otro lado la capacidad que tienen muchos microorganismos de internalizar el hierro no disponible es fundamental para la obtención de este. Las formas en que lo logran son: la producción de sideróforos y ácidos orgánicos que pueden formar complejos de hierro (Montie, 1998).

Los sideróforos pueden ser de varias clases: catecolatos, hidroxamatos e hidroxicarboxilatos (Montie, 1998). Mientras que algunas bacterias producen solo un tipo de sideróforos otras secretan múltiples tipos haciéndolas más eficientes ya que les permite colonizar diferentes hábitats. Por ejemplo, Escherichia coli produce dos tipos de sideróforos: enterobactina y aerobactona. Estas también son consideradas los sideróforos primarios de otras enterobacterias como Shigella sp., Salmonella sp., Klebsiella y Yersinia sp. (Farinati, 1999).

(37)

de hierro soluble y son liberados al medio. Una forma de detectar su presencia es la siembra en agar King B donde los pigmentos difusibles (piverdinas o piocianinas) presentan o no fluorescencia y difusión en el medio (Kapulnik, 2002).

2.4.2.4. Solubilización de Fósforo Inorgánico

Muchos microorganismos tanto hongos como bacterias presentes en el suelo son capaces de solubilizar fósforo inorgánico. Entre estos se encuentran los géneros Pseudomonas, Mycobacterium, Micrococcus, Bacillus, Flavobacterium, Streptomyces, Penicillium, Sclerotium, Fusarium, Aspergillus y otros, que son capaces de solubilizar in vitro fosfatos insolubles normalmente presentes en el suelo.

La solubilización debe ocurrir en la rizosfera por dos razones: 1. La lenta difusión del fosfato en el suelo y 2. La falta de sustratos fuera de la zona rizosférica. Los exudados radicales y residuos vegetales proveen el sustrato energético para soportar la intensa actividad microbiológica característica de la rizosféra y para llevar a cabo la solubilización de fosfatos (Burbano, 1989).

La solubilización de fosfatos minerales insolubles, se da por la secreción de ácidos orgánicos tales como el láctico, oxálico y cítrico por parte de los microorganismos. En los medios utilizados para establecer actividad fosfato solubilizadora in vitro se desarrollan zonas claras alrededor de las colonias microbiales, las cuales indican un viraje en el pH del medio a causa de la síntesis de los ácidos mencionados anteriormente (Mehta &

Nautiyal, 2001). Las bacterias fosfato solubilizadoras como Bacillus megaterium y Pseudomonas fluorescens, producen fosfatasas o

(38)

2.4.2.5. Producción de Enzimas Líticas Extracelulares

Las sustancias pépticas son polisacáridos en cadena, de alto peso molecular, que están conformadas generalmente por L-arabinosa, D-galactosa y ácido D-galacturónico como principales monosacáridos y otros azucares en menor proporción, como L-ramnosa, L-fucosa, D-glucosa y D-xilosa. Tres homopolisacáridos son constituyentes de la triada péctica: poligalacturanos, galactanos y arabinos (Buchanan, 2003).

Las mismas plantas poseen la capacidad de hidrolizar sus polisacáridos de pared. Las paredes transversales por ejemplo se degradan en la formación de los vasos xilemáticos, la absición de hojas, caída de frutos y en ocasiones la germinación de las semillas, van acompañados de la degradación de la pared celular, a veces en zonas muy concretas (Buchanan, 2003).

Las pectinas se degradan principalmente por la acción de la pectinogalacturonasa y los metilésteres mediante la pectinmetilesterasa. Las enzimas responsables de la hidrólisis de los polisacáridos de pared celular tanto de origen bacteriano como fúngico y vegetal son muy especificas para enlaces glucosídicos. Las pectinasas suelen ser una mezcla de enzimas que se pueden separar y purificar (Gil, 1995). Los microorganismos tanto patógenos como benéficos tienen también la capacidad de producir pectinasas.

2.5. Efectos de las PGPB’s sobre el Crecimiento Vegetal

(39)

las plantas, incrementan la respuesta a la fertilización química u orgánica, reducen las pérdidas de N por lavado, aumentan la tolerancia al estrés hídrico y al ataque de plagas o enfermedades, entre otros (Kapulnik, 2002).

2.5.1. Aumento de la Germinación y Emergencia de Semillas

En los años 70`s se demostró que la baja tasa de germinación de algunas semillas de hortalizas podía ser aumentada mediante el tratamiento con cepas de Pseudomonas sp. (Kapulnik, 2002). Eklund (1970), sugirió que las quinonas sintetizadas por las PGPB’s son las responsables de este fenómeno induciendo un incremento en la emergencia de las semillas. Posteriormente el mismo evento fue reportado en Canadá en la emergencia de semillas de soya y canola (Kapulnik, 2002).

2.5.2. Aumento de la Toma de Nutrientes y Agua por las Raíces

La inoculación de plantas jóvenes de sorgo y maíz con Azospirillum sp. ha tenido efectos marcados en la morfología de las raíces, favoreciendo la proliferación de pelos radicales, el aumento de la superficie radical y en términos generales un buen desarrollo del sistema de raíces. Este aumento de la superficie radical le permite a la planta una mayor exploración del suelo y por ende tener mayor acceso a nutrientes y agua (Kapulnik, 2002).

(40)

2.6. Microorganismos Endófitos

Los endófitos son un grupo específico de microorganismos (bacterias, actinomicetos y hongos) que pueden encontrarse en diferentes tipos de tejidos vegetales incluyendo los de semillas, frutos, hojas, tubérculos, tallos etc. Estos presentan una ocurrencia alta en los cultivos de importancia agrícola y alta relevancia en sus sistemas de producción (Surette & Sturtz, 2003).

En Colombia se han aislado diferentes microorganismos endófitos colonizadores de raíces de árboles "élite" de la especie Alnus acuminata var. Acuminata la mayoría de los aislamientos corresponden al actinomiceto Frankia sp., (Botero, 1998), igualmente se han aislado microorganismos endófitos de Cordia alliodora y Tabebuia rosea de diferente material vegetal (Vargas, 2006).

Las bacterias endófitas han mostrado actividad promotora de crecimiento vegetal en diferentes cultivos de importancia económica como papa, tomate y arroz. Diversos aislamientos son capaces de inducir resistencia frente a estreses tanto bióticos como abióticos en plantas inoculadas; también se ha demostrado que las comunidades de endófitos disminuyen el desarrollo de enfermedades y en algunas instancias la relación planta-endófito ha mostrado especificidad por el tipo de tejido de colonización (Surette & Sturtz, 2003).

(41)

colonizar tejidos aéreos o radicales, por lo que se ha planteado en muchas ocasiones la reinoculación de estos organismos después del desarrollo vegetal (Cankar et al., 2005).

Otro tipo de microorganismos endófitos ampliamente utilizados en la agricultura son los hongos de micorriza, que establecen relaciones simbióticas muy evolucionadas con raíces de plantas superiores, en las cuales el hongo depende de la planta para la obtención de carbono y energía, y a su vez la planta recibe del hongo diferentes nutrientes minerales, gracias a una mayor exploración del suelo mediante el micelio

externo del hongo y tolerancia a estreses bióticos y abióticos (Read, 1997).

Cankar et al (2005), reportaron efectos positivos de la inoculación de algunos aislamientos de endófitos de Picea abies (L.) Karst sobre el crecimiento y micorrización de plantas jóvenes de la misma especie.

2.7. Calidad de las Plantas Producidas en Vivero

La producción de plantas en vivero requiere del aseguramiento de la calidad y buenas prácticas de producción en cinco ejes fundamentales: la calidad de la semilla, el sustrato que se utiliza en su propagación, su estado sanitario, su desarrollo radical y la asociación con microorganismos benéficos como bacterias y hongos (Montoya, 1996).

(42)

2.7.1 Calidad de la Semilla

Las semillas de los árboles y arbustos constituyen una de las formas más importantes de germoplasma primario, ya que a partir de ellas se lleva a cabo la regeneración natural o artificial de los bosques (Niembro, 1988).

Una semilla de buena calidad debe ser gruesa y homogénea, presentar una coloración uniforme, no presentar signos de descomposición como mal olor y textura blanda, tener un embrión viable y estar en un grado óptimo de maduración (Montoya, 1996). A nivel de vivero se busca que los lotes de semillas que se emplean presenten una germinación uniforme, lo que implica el desarrollo de prácticas de clasificación y selección de recursos semilleros y de procesos biológicos que regulen la germinación.

(43)

2.7.1.1. El proceso de Germinación

El proceso de germinación de acuerdo a Rojas (1987) se divide en seis etapas:

1. La toma de agua del medio por la semilla en la cual tanto las células del embrión como del endospermo se hidratan y entran en actividad.

2. La síntesis de acido giberélico (GA) el cual actúa sobre la capa de aleurona que rodea al endospermo y la induce a secretar amilasa.

3. Por acción de la amilasa y la maltasa, el almidón pasa a glucosa teniendo el embrión energía para su desarrollo.

4. El embrión empieza a producir citoquininas, hormonas que, junto con el GA, inducen síntesis de enzimas y la aleurona pasa a proteína soluble.

5. Por acción de las citoquininas y contando con la energía de la glucosa y con proteínas solubles, las células del embrión se dividen activamente, momento en el cual se inicia la germinación al romper la testa el primordio de la raíz principal.

6. Las células del endospermo, y posteriormente las del embrión, sintetizan auxinas que inducen el alargamiento de los meristemos, la diferenciación de los tejidos y los procesos de dominancia apical y de geotropismo.

(44)

2.7.2 Asociación con Microorganismos Benéficos en Especies Forestales

A nivel del sector forestal se presenta una amplia cultura de la inoculación del material vegetal con hongos de micorriza arbuscular, lo cual se ha convertido en un parámetro de calidad para la elección de las plantas jóvenes por parte de los compradores. La micorrización es un proceso que puede ser afectado por diferentes microorganismos del suelo como las PGPB´s (Montoya, 1996).

Bajo ese contexto el desarrollo de un paquete tecnológico que incluya un factor biótico como bacterias debe contemplar su interacción con HMA y su posible efecto sinérgico sobre la germinación y desarrollo de las plantas jóvenes.

A nivel de inoculación de PGPB´s se ha utilizado Azopirillum lipoferum en raíces inducidas in vitro de Cedrela montana donde se observó aumento de la tasa de crecimiento de la raíz y de formación de raíces adventicias (Baquero, 2002), por otro lado se han inoculado semillas y plantas jóvenes de Cedrela montana, obteniéndose porcentajes de germinación del 100% con la inoculación de Azospirillum lipoferum y promoción del crecimiento gracias a su inoculación (Parra, 1996).

En Gmelina arborea se inocularon Azospirillum brasilense y HMA evidenciándose sinergismo entre los microorganismos evaluados en el proceso de micorrización y en el crecimiento vegetal (Zambrano, 2004).

(45)

2.8. Inoculantes Microbianos

2.8.1. Definición de Inoculante

Los inoculantes microbianos son el resultado de la formulación de uno o más microorganismos benéficos en un material de soporte de fácil manejo y económico. La formulación de los inoculantes dentro de sus múltiples aplicaciones, mejora procesos como la toma de nutrientes y promoción de desarrollo vegetal (Bashan, 1998).

2.8.2. Características y Tipos de Soporte

La característica de todo soporte debe ser mantener viable y en altas concentraciones los microorganismos en el momento de su inoculación, por lo cual debe cumplir con una serie de características físicas y químicas entre las cuales la esterilidad, la uniformidad del material, la retención de agua y la compatibilidad con diferentes especies microbianas son básicas. Además deben ser compuestos de baja residualidad evitando de este modo la dispersión de células a la atmósfera o a aguas subterráneas (Bashan, 1998).

(46)

3. FOMULACION DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN

3.1. Planteamiento del Problema

Las plantaciones de Cordia alliodora y Tabebuia rosea, especies maderables con alta aceptación y demanda en Colombia, alcanzan en la actualidad una extensión superior a 1800 ha, las cuales se encuentran distribuidas en los departamentos de Atlántico, Córdoba, Antioquia, Risaralda, Quindío, Caldas y Valle entre otros. Sin embargo, su desarrollo en vívero sigue presentando limitaciones en los procesos de germinación y transplante, por lo cual una gran cantidad de material vegetal se pierde en estas etapas y en muchas ocasiones no se llega a la producción adecuada de lotes homogéneos de plantas jóvenes para satisfacer las necesidades de reforestación tanto comercial como de conservación.

Habitualmente en vivero las semillas de ambas especies tienen como tratamiento pregerminativo la inmersión en agua por 24 horas para acelerar el inicio de la emergencia radicular y finalizar los procesos de dormancia. A pesar de esto los porcentajes de germinación siguen siendo bajos y la baja selección de recursos semilleros dificulta la obtención de lotes homogéneos de semillas.

Además de esto la producción de plantas jóvenes bajo malas condiciones de crecimiento y desarrollo dificulta su establecimiento y competencia en campo por lo que se manejan altos porcentajes de pérdida de individuos, lo que limita un adecuado establecimiento de plantaciones forestales con especies nativas.

3.2. Justificación

(47)

se incrementan. Así, la inversión en múltiples frentes, en especial en el campo de la investigación técnica y científica en el sector forestal es necesaria para consolidar el éxito de dicho sector. La creciente demanda de productos del bosque, trae como tarea la recuperación de suelos hasta ahora utilizados en esquemas intensivos de agricultura y ganadería; para lo cual la disposición de material vegetal de la mejor calidad para proyectos de reforestación es el punto inicial de la cadena de restauración y de producción de los nuevos bosques.

Se ha observado, que la inoculación de semillas con bacterias promotoras de crecimiento vegetal incide de forma positiva en su germinación y emergencia, además, la aplicación de dichos microorganismos a plantas jóvenes de especies forestales puede llevar a la obtención de plantas de tamaño homogeneo, vigorosas y con un desarrollo radical adecuado para su transplante a campo.

(48)
(49)

4.OBJETIVOS

GENERAL

Evaluar el efecto de la inoculación de bacterias endorizosféricas promotoras de crecimiento vegetal de Cordia alliodora y Tabebuia rosea, sobre la germinación y crecimiento y desarrollo de individuos de cada especie en etapa vivero.

ESPECIFICOS

• Determinar semicuantitativamente la concentración de ácido indol-acético en cultivos bacterianos endorizosféricos de Cordia alliodora y Tabebuia rosea utilizando medio sintético con y sin triptófano.

• Determinar el tiempo de máxima producción de biomasa y actividad biológica (AIA y FBN) de los aislamientos endorizosféricos seleccionados de C. alliodora y T. rosea.

• Evaluar la inocuidad de los aislamientos seleccionados sobre el desarrollo y crecimiento de una planta modelo de rápido crecimiento: Medicago sativa.

• Determinar la viabilidad de las PGPB´s inmovilizadas en turba en diferentes períodos desde su inmovilización.

• Evaluar el efecto de la inoculación de los aislamientos seleccionados sobre la germinación de semillas de la especie de la cual se aisló.

• Evaluar el efecto de la inoculación de los aislamientos seleccionados sobre el crecimiento y desarrollo de plantas jóvenes de la especie de la cual se aíslo.

(50)

5. MATERIALES Y METODOS

El trabajo fue realizado en tres fases: una primera fase de laboratorio, en la que se llevó a cabo la selección de los aislamientos endorizosféricos de Cordia alliodora y de Tabebuia rosea, a partir de la colección de bacterias endófitas de C. alliodora y T. rosea del Laboratorio de Asociaciones Suelo - Planta – Microorganismo. Para ello se evaluó la capacidad de los aislamientos de producir acido indol acético (AIA) y fijar nitrógeno (FBN). Se realizaron curvas de crecimiento de los dos aislamientos seleccionados y se formuló, a escala de laboratorio, un inoculante en turba de cada uno de ellos. Adicionalmente se determinó la viabilidad de semillas de C. alliodora y T. rosea y se realizó la curva de imbibición de las semillas de cada especie y se evaluó el posible efecto fitopatógeno de los aislamientos sobre un hospedero sustituto (Medicago sativa).

En una segunda fase se inocularon los aislamientos seleccionados inmovilizados en turba y en formulación líquida sobre semillas de cada una de las especies. Se evaluó su efecto en la germinación y emergencia de semillas de C. alliodora y T. rosea.

Por último, en la tercera fase se inocularon los aislamientos inmovilizados en turba sobre plantas jóvenes de C. alliodora y T. rosea en etapa de vivero. Las actividades realizadas en cada fase se presentan en la figura 3.

5.1. Diseño Experimental de los Ensayos de Inoculación, Siembra y Germinación de Semillas de C. alliodora y T. rosea

(51)

Figura 3. Diagrama de actividades realizadas en el estudio .Fase 1, caracterización selección y propagación de

bacterias endófitas; Fase 2: efecto de CaIchRI41R1 y TrMnPR41R248 sobre la germinación de su hospedero;

Fase 3: efecto de CaIchRI41R1 y TrMnPR41R248 sobre el crecimiento y desarrollo de plantas jóvenes de

C. alliodora y Tabebuia rosea.

Fase 1: Caracterización, selección, propagación de PGPB´s de C. alliodora y T. rosea

Prueba de viabilidad Evaluación de la

viabilidad de los microorganismos

inmovilizados

Análisis de Reducción del Acetileno (ARA) Instituto de

biotecnologia Un (lozano 2004; Witty & Michin, 1988 Caracterización Morfológica

Curva de imbibición semillas de las dos especies vegetales Crecimiento en agar

pectina, solubilización de fósforo Agar SMRS Determinación de

AIA (Gordon & Weber, 1951)

Evaluación semillas de C. alliodora y T.

rosea

Curva de crecimiento de aislamientos seleccionados

Caracterización bioquímica de los

aislamientos seleccionados por el sistema Microscan® Formulacion inoculante

microbiano en turba

Fase 2: Efecto de CaIChRI41R1 y TrMnPr41R248 sobre la germinación de su hospedero

Sustrato estéril: suelo + cascarilla de arroz

Peletización de las semillas de ambas especies vegetales con el aislamiento bacteriano seleccionado

para cada especie, AIB y GA

Sustrato estéril: suelo + cascarilla de arroz

Recuento de células bacterianas adheridas a

las semillas de las dos especies Evaluación germinación diaria (40 dds)

Fase 3 : Efecto de CaIchRI41R1 y TrMnPr41R248 Sobre el Crecimiento y Desarrollo de Plantas de T. rosea y C. alliodora

Obtenidas a Partir de Semilla

Peletizacion de plantas jóvenes de C. alliodora y T. rosea con inoculante bacteriano, HMA, GIB y

GA

Transplante a bolsa Suelo + cascarilla de arroz +arena

Fertilización 15 dds

Fertilización humus

30 dds Recuento de células

bacterianas adheridas a raíces de plantas jóvenes de

las dos especies Muestreo destructivo 120 dds

Medición variables crecimiento vegetal

Determinación variables de micorrización

(52)

En los dos ensayos de C. alliodora se evaluó el aislamiento endorizosférico CalChRI41R1en la germinación y emergencia de plantas jóvenes de dicha especie, siguiendo para ello un diseño unifactorial balanceado completamente aleatorio de la siguiente manera:

20 semillas (grandes o pequeñas) x 6 tratamientos x 3 repeticiones, para un total de 360 unidades experimentales. En todos los tratamientos (Tabla 1) se utilizó el agente adherente carboximetilcelulosa al 0.4%.

En el ensayo con semillas de T. rosea se evaluó el aislamiento endorizosférico PGPB`s de T. rosea, TrMnpr41r248 en la germinación y emergencia de plantas jóvenes de T. rosea, bajo un diseño unifactorial balanceado completamente aleatorio de la siguiente manera:

20 semillas x 6 tratamientos x 3 repeticiones, para un total de 360 unidades experimentales. Al igual que en el caso anterior, en todos los tratamientos (Tabla 1) se utilizó el agente adherente carboximetilcelulosa al 0.4%.

Tabla 1. Tratamientos aplicados sobre semillas grandes y pequeñas de

C. alliodora y sobre de semillas de T. rosea

Nº DE TRATAMIENTOS DESCRIPCIÓN

1 PGPB`s Turba*

2 PGPB`s Caldo*

3 Ácido Naftalenacético (ANA)

4 Ácido Giberélico (GA3)

5 ANA + GA3

(53)

5.1.1. Población de Estudio y Muestra

La población de estudio estuvo compuesta por semillas de un mismo lote tanto de C. alliodora como de T. rosea. En C. alliodora se trabajo con dos poblaciones: semillas pequeñas y semillas grandes. La muestra correspondió a cada una de las semillas evaluadas al determinar el porcentaje de germinación.

5.2. Diseño Experimental de los Ensayos de Inoculación, Siembra y Crecimiento y Desarrollo de Plantas Jóvenes de C. alliodora y T. rosea en Vivero

Se montó un ensayo para plantas jóvenes de C. alliodora y otro para plantas jóvenes de T. rosea totalmente independientes. Las plantas jóvenes de las dos especies vegetales fueron suministradas por Geoambiente Ltda. Estas plantas provenían de un mismo lote de semillas germinadas en bancos de germinación con sustrato suelo – cascarilla de arroz.

En el ensayo de plantas jóvenes de C. alliodora se evaluó el aislamiento endorizosférico PGPB`s de C. alliodora, CalChRI41R1,en el crecimiento y desarrollo de plantas jóvenes de dicha especie. Para este ensayo se utilizó un diseño unifactorial balanceado completamente aleatorio de la siguiente manera:

20 plantas jóvenes x 6 tratamientos x 3 repeticiones, para un total de 216 unidades experimentales. En todos los tratamientos se utilizó como agente adherente carboximetilcelulosa al 0.4% (Tabla 2).

(54)

utilizó un diseño unifactorial balanceado completamente aleatorio de la siguiente manera:

20 plantas jóvenes x 6 tratamientos x 3 repeticiones, para un total de 234 unidades experimentales. Aquí también se empleó como agente adherente carboximetilcelulosa al 0.4% en todos los tratamientos (Tabla 2).

Tabla 2. Tratamientos aplicados sobre plantas jóvenes de C. alliodora y T. rosea

en el momento de siembra en bolsa.

N° DE TRATAMIENTOS DESCRIPCIÓN

1 PGPB*

2 Glomus manihotis

3 Ácido Naftalenacetico (ANA)

4 PGPB *+ Glomus manihotis

5 Glomus manihotis + ANA

6 Control * Para C. alliodora CalChRI41R1. Para T. rosea: TrMnpr41r248

5.2.1. Población de Estudio y Muestra

La población de estudio comprendió plantas jóvenes de C. alliodora en un ensayo y de plantas jóvenes de T. rosea en el otro. Las plantas de ambas especies habían sido propagadas por semilla. La muestra correspondió a plantas jóvenes de C. alliodora o de T. rosea ciento veinte días después de haber sido sembradas en bolsa.

5.3. Ubicación Espacial

(55)

Vegetal (UBV), Departamento de Biología de la Pontificia Universidad Javeriana (PUJ).

• Fase dos: Inoculación, siembra y germinación de semillas de C. alliodora y T. rosea: esta fase se desarrollo en el cuarto de crecimiento de la UBV de la PUJ, bajo condiciones controladas (T: 27°, humedad: 60% y fotoperíodo de 16 horas luz y 8 horas de oscuridad).

• Fase tres: Inoculación, siembra y crecimiento y desarrollo de plantas jóvenes de C. alliodora y T. rosea en vivero: esta última etapa se realizó en la estación Bambusa, propiedad de Geoambiente LTDA. La estación se encuentra en el Km. 8 de la vía Pacho la Palma Cundinamarca, a una altura de 1350 msnm, con una temperatura promedio de 24ºC y una zona de vida característica de bosque seco.

5.4. Fase Uno: Caracterización, Selección y Propagación de PGPB´s de T. rosea y C. alliodora

5.4.1. Determinación de Producción de Ácido Indol Acético

Se realizó la determinación semicuantitativa de la producción de ácido Indol acético mediante la metodología de Salkowsky (Gordon & Weber, 1954) a 20 aislamientos endófitos de raíz de C. alliodora y a 20 de T. rosea, aislamientos que cumplían con los parámetros de selección morfológica de colonia y lugar de aislamiento previos, pertenecientes a la colección de bacterias endófitas del laboratorio de Asociaciones Suelo – Planta – Microorganismo de la Unidad de Biotecnología Vegetal de la Pontificia Universidad Javeriana.

(56)

Transcurrido este tiempo, se tomaron 3 ml del cultivo, se centrifugaron a 3000 rpm por 20 minutos, tras lo cual se tomo 1ml del sobrenadante, al que se le adicionaron 2 ml del reactivo de Salkowsky (Anexo 2) agitando la mezcla durante 15 segundos. La mezcla se dejó reposar por 30 minutos y luego se leyo su absorbancia a 540 nm en un espectrofotómetro Beckman ® 560. La concentración de AIA se determinó con la curva patrón de ácido indol acético desarrollada por Cruz y Neira en 2004, la cual se desarrolló con los mismos reactivos y espectrofotómetro utilizados en el presente ensayo (Anexo 3).

Así mismo se determinó la producción de AIA en caldo nutritivo estéril (Difco ®) enriquecido con triptófano al 0.2%. Se incubaron los aislamientos durante 24 y 48 horas a 32°C y total oscuridad, basados en los resultados de Cruz y Neira (2004) para A. brasilense. Esta prueba se realizó a los aislamientos que mostraron la mayor producción de AIA sin la adición de triptófano al medio de cultivo.

Se seleccionaron dos aislamientos endorizosféricos productores de AIA, de C. alliodora el aislamiento CalChRI41R1 y de T. rosea TrMnpr41r248. Se tuvieron como criterios adicionales de selección su morfología macroscópica y microscópica (Anexo 4), buscando microorganismos con colonias mucoides, coloración Gram negativo, de morfología bacilar o de coco-bacilos y su capacidad para producir pigmentos difusibles en medio King B, características representativas de Pseudomonas sp. conocida PGPB´s endorrizosférica (Cankar et al, 2005; Ahmad et al, 2005; Asghar, 2002; Patten & Glick, 2002; Surette & Sturtz, 2003).

5.4.1.1. Determinación Bioquímica y Susceptibilidad a Antibióticos de los Aislamientos Seleccionados

Con base en los resultados de producción de AIA, los dos aislamientos

Figure

Figura 1. Individuo adulto de Cordia alliodora Fuente: http://homepage.mac.com/ktanzi/Dendrology/PhotoAlbum46.html Oken

Figura 1.

Individuo adulto de Cordia alliodora Fuente: http://homepage.mac.com/ktanzi/Dendrology/PhotoAlbum46.html Oken p.24
Figura 2. Individuo adulto de Tabebuia rosea Bertold D. C.  http://da-academy.org/images/pinkpoui1.jpg

Figura 2.

Individuo adulto de Tabebuia rosea Bertold D. C. http://da-academy.org/images/pinkpoui1.jpg p.27
Figura 3. Diagrama de actividades realizadas en el estudio .Fase 1, caracterización selección y propagación de bacterias endófitas; Fase 2: efecto de CaIchRI41R1 y TrMnPR41R248 sobre la germinación de su hospedero;  Fase 3: efecto de CaIchRI41R1 y TrMnPR41

Figura 3.

Diagrama de actividades realizadas en el estudio .Fase 1, caracterización selección y propagación de bacterias endófitas; Fase 2: efecto de CaIchRI41R1 y TrMnPR41R248 sobre la germinación de su hospedero; Fase 3: efecto de CaIchRI41R1 y TrMnPR41 p.51
Figura 4. Crecimiento en  agar pectina (arriba) y actividad solubilizadora de fosfato (abajo) de  CalChRI41R1 y de TrMnPR41248 (los halos amarillos indican la solubilización del citrato de fosfato en el medio SMRS)

Figura 4.

Crecimiento en agar pectina (arriba) y actividad solubilizadora de fosfato (abajo) de CalChRI41R1 y de TrMnPR41248 (los halos amarillos indican la solubilización del citrato de fosfato en el medio SMRS) p.76
Figura 5. Curva de crecimiento de CalChRI41R1  en caldo nutritivo.

Figura 5.

Curva de crecimiento de CalChRI41R1 en caldo nutritivo. p.77
Figura 6. Curva de crecimiento de TrMnPR41R248 en cultivo nutritivo

Figura 6.

Curva de crecimiento de TrMnPR41R248 en cultivo nutritivo p.78
Figura 7.  Curva de imbibición de semillas de Cordia alliodora.

Figura 7.

Curva de imbibición de semillas de Cordia alliodora. p.82
Figura 9.  Viabilidad de Semillas de C. alliodora  teñidas con azul de Tetrazolio 0.1%

Figura 9.

Viabilidad de Semillas de C. alliodora teñidas con azul de Tetrazolio 0.1% p.83
Figura 11. Germinación de Cordia alliodoraT3: acido naftalanacético ANA; T4: (acido giberélico) GA3; T5: (ANA +GA3); T6: (Control absoluto)

Figura 11.

Germinación de Cordia alliodoraT3: acido naftalanacético ANA; T4: (acido giberélico) GA3; T5: (ANA +GA3); T6: (Control absoluto) p.85
Figura 12. Valor de germinación de semillas pequeñas de C. alliodora.  T2: (PGPR`s caldo); T3: acido naftalanacético ANA; T4: (acido giberélico) GA3; T5: (ANA +GA3); T6: (Control absoluto).T1: PGPR´s turba;

Figura 12.

Valor de germinación de semillas pequeñas de C. alliodora. T2: (PGPR`s caldo); T3: acido naftalanacético ANA; T4: (acido giberélico) GA3; T5: (ANA +GA3); T6: (Control absoluto).T1: PGPR´s turba; p.86
Figura 13. Germinación de Cordia alliodora  grande. T1 : PGPR´s turba ; T2 : PGPR`s caldo;       T3 acido naftalanacético ANA; T4 acido giberélico GA3, T5 (ANA +GA3), T6 (Control absoluto)

Figura 13.

Germinación de Cordia alliodora grande. T1 : PGPR´s turba ; T2 : PGPR`s caldo; T3 acido naftalanacético ANA; T4 acido giberélico GA3, T5 (ANA +GA3), T6 (Control absoluto) p.87
Figura 14. Valor de germinación de semillas grandes de C. alliodora. T1: PGPR´s turba;              T2: PGPR`s caldo; T3 acido naftalanacético ANA; T4 acido giberélico GA3, T5 (ANA +GA3),        T6 (Control absoluto)

Figura 14.

Valor de germinación de semillas grandes de C. alliodora. T1: PGPR´s turba; T2: PGPR`s caldo; T3 acido naftalanacético ANA; T4 acido giberélico GA3, T5 (ANA +GA3), T6 (Control absoluto) p.88
Figura 15. Curva de germinación de Tabebuia rósea. T1: PGPR´s turba ; T2: PGPR`s caldo;         T3 acido naftalanacético ANA; T4 acido giberélico GA3, T5 (ANA +GA3), T6 (Control absoluto)

Figura 15.

Curva de germinación de Tabebuia rósea. T1: PGPR´s turba ; T2: PGPR`s caldo; T3 acido naftalanacético ANA; T4 acido giberélico GA3, T5 (ANA +GA3), T6 (Control absoluto) p.89
Figura 17. Colonia de Bacilo  gram negativo aislado del sustrato en Agar Nutritivo de transplante de C

Figura 17.

Colonia de Bacilo gram negativo aislado del sustrato en Agar Nutritivo de transplante de C p.90
Figura 16. Valor de germinación de semillas de T. rosea. T3 acido naftalanacético ANA; T4 acido giberélico GA3, T5 (ANA +GA3), T6 (Control absoluto)

Figura 16.

Valor de germinación de semillas de T. rosea. T3 acido naftalanacético ANA; T4 acido giberélico GA3, T5 (ANA +GA3), T6 (Control absoluto) p.90
Figura 18. Reaislamiento de CaIChRI41R1 y TrMnPR41R248 de suelo tratado con Basamid.  A: CaIChRI41R1

Figura 18.

Reaislamiento de CaIChRI41R1 y TrMnPR41R248 de suelo tratado con Basamid. A: CaIChRI41R1 p.92
Figura 19.  Altura de plantas jóvenes de Cordia alliodora 120 dds. T1: (CalChRI41R1 inmovilizado en turba); T2: (HMA): T3: (ANA); T4: (CalChRI41R1+ HMA);  T5 :( HMA+ANA); T6: (control)

Figura 19.

Altura de plantas jóvenes de Cordia alliodora 120 dds. T1: (CalChRI41R1 inmovilizado en turba); T2: (HMA): T3: (ANA); T4: (CalChRI41R1+ HMA); T5 :( HMA+ANA); T6: (control) p.94
Figura 20. Peso fresco de raíz de Cordia alliodora 120 dds. T1: (CalChRI41R1 inmovilizado en turba); T2: (HMA); T3: (ANA); T4: (CalChRI41R1+ HMA);  T5:( HMA+ANA); T6 (control) Letras diferentes indican diferencias significativas entre los tratamientos según prueba de Duncan (α=0.05)

Figura 20.

Peso fresco de raíz de Cordia alliodora 120 dds. T1: (CalChRI41R1 inmovilizado en turba); T2: (HMA); T3: (ANA); T4: (CalChRI41R1+ HMA); T5:( HMA+ANA); T6 (control) Letras diferentes indican diferencias significativas entre los tratamientos según prueba de Duncan (α=0.05) p.95
Figura 21. Peso seco de raíz de Cordia alliodora 120 dds.  T1: (TrMnPR41R248 inmovilizado en turba), T2: (HMA); T3 (ANA); T4: (TrMnPR41R248+ HMA); T5: (HMA+ANA); T6: (control) Letras diferentes indican diferencias significativas entre los tratamientos según prueba de Duncan (α=0.05)

Figura 21.

Peso seco de raíz de Cordia alliodora 120 dds. T1: (TrMnPR41R248 inmovilizado en turba), T2: (HMA); T3 (ANA); T4: (TrMnPR41R248+ HMA); T5: (HMA+ANA); T6: (control) Letras diferentes indican diferencias significativas entre los tratamientos según prueba de Duncan (α=0.05) p.96
Figura 22. Número de esporas de HMA/g de suelo de C. alliodora inmovilizado en turba); T2: (HMA): T3: (ANA); T4:(CalChRI41R1+ HMA); T5 :( HMA+ANA);         T6: (control)

Figura 22.

Número de esporas de HMA/g de suelo de C. alliodora inmovilizado en turba); T2: (HMA): T3: (ANA); T4:(CalChRI41R1+ HMA); T5 :( HMA+ANA); T6: (control) p.97
Figura 23. Porcentaje de micorrización de plantas jóvenes de C. alliodrora  120 dds.  T1: (CalChRI41R1 turba); T2: (HMA): T3: (ANA);  T4:(CalChRI41R1+ HMA); T5 :( HMA+ANA);   T6: (control)

Figura 23.

Porcentaje de micorrización de plantas jóvenes de C. alliodrora 120 dds. T1: (CalChRI41R1 turba); T2: (HMA): T3: (ANA); T4:(CalChRI41R1+ HMA); T5 :( HMA+ANA); T6: (control) p.97
Figura 25. Longitud radical de Tabebuia rosea  120 dds.  T1: (TrMnPR41R248 inmovilizado en turba), T2: (HMA); T3 (ANA); T4: (TrMnPR41R248+ HMA);   T5: (HMA+ANA); T6: (control)

Figura 25.

Longitud radical de Tabebuia rosea 120 dds. T1: (TrMnPR41R248 inmovilizado en turba), T2: (HMA); T3 (ANA); T4: (TrMnPR41R248+ HMA); T5: (HMA+ANA); T6: (control) p.100
Figura 26. Peso fresco de raíz de Tabebuia rosea 120 dds.  T1: (TrMnPR41R248 inmovilizado en turba), T2: (HMA); T3 (ANA); T4: (TrMnPR41R248+ HMA);   T5: (HMA+ANA); T6: (control)

Figura 26.

Peso fresco de raíz de Tabebuia rosea 120 dds. T1: (TrMnPR41R248 inmovilizado en turba), T2: (HMA); T3 (ANA); T4: (TrMnPR41R248+ HMA); T5: (HMA+ANA); T6: (control) p.101
Figura 27. Peso seco de raíz de Tabebuia rosea  120 dds.  T1: (TrMnPR41R248 inmovilizado en turba), T2: (HMA); T3 (ANA); T4: (TrMnPR41R248+ HMA);   T5: (HMA+ANA); T6: (control)

Figura 27.

Peso seco de raíz de Tabebuia rosea 120 dds. T1: (TrMnPR41R248 inmovilizado en turba), T2: (HMA); T3 (ANA); T4: (TrMnPR41R248+ HMA); T5: (HMA+ANA); T6: (control) p.102
Figura 28. Peso fresco aéreo Tabebuia rosea  120 dds. T1: (TrMnPR41R248 inmovilizado en turba),   T2: (HMA); T3 (ANA); T4: (TrMnPR41R248+ HMA);   T5: (HMA+ANA); T6: (control)

Figura 28.

Peso fresco aéreo Tabebuia rosea 120 dds. T1: (TrMnPR41R248 inmovilizado en turba), T2: (HMA); T3 (ANA); T4: (TrMnPR41R248+ HMA); T5: (HMA+ANA); T6: (control) p.103
Figura 29. Peso seco aéreo de Tabebuia rosea turba), T2: (HMA); T3 (ANA); T4: (TrMnPR41R248+ HMA);   T5: (HMA+ANA); T6: (control)

Figura 29.

Peso seco aéreo de Tabebuia rosea turba), T2: (HMA); T3 (ANA); T4: (TrMnPR41R248+ HMA); T5: (HMA+ANA); T6: (control) p.104
Figura 30. Número de esporas de HMA/g de suelo de T. rosea 120 dds.  T1: (TrMnPR41R248 inmovilizado en turba); T2: (HMA); T3: (ANA);  T4: (TrMnPR41R248+ HMA); T5:(HMA+ANA); T6: (control)

Figura 30.

Número de esporas de HMA/g de suelo de T. rosea 120 dds. T1: (TrMnPR41R248 inmovilizado en turba); T2: (HMA); T3: (ANA); T4: (TrMnPR41R248+ HMA); T5:(HMA+ANA); T6: (control) p.105
Figura 31. Porcentaje de micorrización de plantas jóvenes de T. rosea 120 dds. T1: (TrMnPR41R248 inmovilizado en turba); T2: (HMA); T3: (ANA);  T4: (TrMnPR41R248+ HMA); T5:(HMA+ANA); T6: (control)

Figura 31.

Porcentaje de micorrización de plantas jóvenes de T. rosea 120 dds. T1: (TrMnPR41R248 inmovilizado en turba); T2: (HMA); T3: (ANA); T4: (TrMnPR41R248+ HMA); T5:(HMA+ANA); T6: (control) p.105
Figura 32.  A.  Crecimiento de TrMnPR41R248 en agar nutritivo

Figura 32.

A. Crecimiento de TrMnPR41R248 en agar nutritivo p.106
Tabla 5. Reaislamiento de bacterias a partir de raíces y suelo asociado a raíz

Tabla 5.

Reaislamiento de bacterias a partir de raíces y suelo asociado a raíz p.107

Referencias

Actualización...