UNIVERSIDAD NACIONAL DE PIURA

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UNIVERSIDAD NACIONAL DE PIURA

FACULTAD DE INGENIERIA PESQUERA

ESCUELA PROFESIONAL DE INGENIERIA PESQUERA

TRABAJO DE INVESTIGACIÓN

INFLUENCIA DE TEMPERATURA Y OXÍGENO DISUELTO EN EL AGUA PARA SUPERVIVENCIA DE Litopenaeus vannamei “LANGOSTINO BLANCO” EN PRIMERA FASE DE NAUPLIO 5 A POST LARVA 8 EN EL LABORATORIO

MARINASOL S.A., TUMBES, 2019.

Presentado por:

JOSELYN YANIRA VILELA ZETA

PARA OPTAR EL TITULO PROFESIONAL DE INGENIERO PESQUERO

Línea de investigación:

BIODIVERSIDAD Y MEJORAMIENTO GENÉTICO Sub línea de investigación:

BIODIVERSIDAD Y ECOLOGÍA

PIURA – PERU 2020

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UNIVERSIDAD NACIONAL DE PIURA

FACULTAD DE INGENIERIA PESQUERA

ESCUELA PROFESIONAL DE INGENIERIA PESQUERA

Línea de Investigación: Biodiversidad y mejoramiento genético Sub línea de investigación: Biodiversidad y ecología

___________________________________ Br. JOSELYN YANIRA VILELA ZETA

EJECUTOR

___________________________

Dr. JOSE PAICO CHERO

ASESOR

PIURA – PERU 2020

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DECLARACIÓN JURADA DE ORIGINALIDAD DE TRABAJO DE

INVESTIGACIÓN

Yo, JOSELYN YANIRA VILELA ZETA, identificada con DNI N° 72801953, Bachiller

de la Escuela Profesional de Ingeniería Pesquera de la Facultad de Ingeniería Pesquera y

domiciliado en Asentamiento Humano Tupac Amaru II Mz D LT. 12, Distrito de 26 de

octubre, de la Provincia de Piura, Departamento de Piura, Celular N° 945084923, E-mail:

[email protected]

DECLARO BAJO JURAMENTO: que el trabajo de investigación que presento a la

Oficina Central de Investigación (OCIN), es original, no siendo copia parcial ni total de

un trabajo de investigación desarrollado, y/o realizado en el Perú o en el extranjero, en

caso de resultar falsa la información que proporciono, me sujeto a los alcances de lo

establecido en el Art. Nº 411, del código Penal concordante con el Art. 32º de la Ley Nº

27444, y Ley del Procedimiento Administrativo General y las Normas Legales de

Protección a los Derechos de Autor.

En fe de lo cual firmo la presente.

Piura, 15 de diciembre del 2020

_______________________________

JOSELYN YANIRA VILELA ZETA

DNI N° 72801953

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UNIVERSIDAD NACIONAL DE PIURA

FACULTAD DE INGENIERIA PESQUERA

ESCUELA PROFESIONAL DE INGENIERIA PESQUERA

Línea de Investigación:

Biodiversidad y mejoramiento genético

Sub línea de investigación: Biodiversidad y ecología

______________________________________________ Dr. JUAN ALBERTO JULCAHUANGA DOMINGEZ

PRESIDENTE

___________________________________________

Ing. JORGE ALBERTO CHUNGA CARMEN

SECRETARIO

_____________________________________________

Ing. SEGUNDO TOMAS ALBINES SALAZAR

VOCAL

PIURA – PERU 2020

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DEDICATORIA

El presente trabajo de investigación lo dedico principalmente a mi hermosa familia; a mis padres quien me han inculcado buenos valores, mis padres son mi mayor ejemplo y motivo para seguir adelante. A mis hermanos que junto con mis padres son las personas más importantes en mi vida, gracias por su apoyo incondicional.

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AGRADECIMIENTO

Agradecer primero a Dios por estar conmigo en todo momento. A mi linda familia, docentes y mis amistades por apoyarme y guiarme en esta etapa de mi vida profesional sobre todo a los que confiaron que podía terminar este presente informe de investigación.

Al Dr. Jose Paico Chero, por brindarme su apoyo y sus conocimientos para la realización de mi trabajo de investigación. Al Ing Andy Vite Arizmendiz por su apoyo incondicional.

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INDICE

Resumen Abstract INTRODUCCIÓN 1 I. Aspectos de la problemática 2

1.1. Descripción de la realidad problemática 2

1.2. Justificación e importancia de la investigación 2

1.3. Objetivos 3

1.3.1. Objetivo general 3

1.3.2. Objetivos específicos 3

1.4. Delimitación de la investigación 4

II. Antecedentes - Marco teórico 4

2.1. Antecedentes de la investigación 4

2.2. Bases teóricas 5

2.3. Glosario de términos básicos 10

III. Marco metodológico 12

3.1. Enfoque y Diseño 12

3.2. Sujeto de la investigación 12

3.3. Métodos y procedimientos 12

3.3.1. Protocolo en el área de larvicultura en el Hatchery Marinasol S.A. 12

3.3.2. Protocolo de Preparación y Desinfección en el área de larvicultura 23

3.3.3. Materiales y Equipos 25

3.3.4. Datos del estudio y Sistemas en la producción 25

3.3.4.1. Datos de temperatura, oxígeno disuelto en el agua, 25

4 tanques en producción y población de siembra.

3.3.4.2. Descripción de los tanques de larvicultura 26

3.3.4.3. Sistema de abastecimiento de agua 26

3.3.4.4. Sistema de calentamiento de agua 27

3.3.4.5. Sistema de aireación 27

3.3.4.6. Sistema U.V. 28

3.3.5. Manejo y Alimentación en los tanques del módulo 28

3.3.5.1. Lugar y periodo de la ejecución 28

3.3.5.2. Recambio de agua 29

3.3.5.3. Temperatura de agua 29

3.3.5.4. Oxígeno disuelto (mg/l) 31

3.3.5.5. Alimentación 34

3.3.5.6. Evaluación de la calidad de larvas y post larvas 37

3.3.6. Análisis de varianza 44

3.4. Técnicas e instrumentos 44

3.4.1. Observación microscópica 44

3.4.2. Observación macroscópica 45

3.4.3. Análisis estadístico diseño experimental 46

3.4.4. Cálculo de PL/gr en transferencia 46

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3.4.6. Cálculo de la biomasa final 47

3.4.7. Cálculo del factor de conversión alimenticia 47

3.5. Aspectos éticos 47

IV. Resultados y discusión 48

4.1. Resultados 48

4.1.1. Biomasa transferida o biomasa final 48

4.1.2. Factor de conversión alimenticia (F.C.A) 48

4.1.3. Supervivencia de larvas 48

4.2. Discusiòn 49

Conclusiones 50

Recomendaciones 51

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INDICE DE TABLAS

Tabla 1. Datos del estudio ... 26

Tabla .2. Recambios de agua en porcentajes por tanque ... 29

Tabla 3. Cuadro de Temperaturas en Tanque 1 ... 30

Tabla 7. Cuadro de Oxígeno Disuelto en Tanque 1 ... 32

Tabla 11. Tabla de alimentación por estadío ... 34

Tabla 12. Cantidad de alimento suministrado en toda la corrida ... 35

Tabla 13. Cuadro de análisis de varianza tanque 1 ... 39

Tabla 17. Biomasa transferida ... 48

Tabla 18. Factor de conversión alimenticia (F.C.A) ... 48

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INDICE DE GRAFICOS

Gráfico 1. Temperatura en el tanque 1 ... 39

Gráfico 2. Oxígeno en el tanque 1 ... 40

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INDICE DE FIGURAS

Figura 1: Ciclo vital de un camarón peneido típico ... 6

Figura 2. Recepción de larva en nauplio 5 ... 14

Figura 3. Desinfección de las fundas de nauplios ... 14

Figura 4. Aclimatación de larvas para siembra ... 15

Figura 5. Toma de temperatura y oxígeno disuelto en el agua ... 15

Figura 6. Aplicación de desinfectante ... 16

Figura 7. Vertimiento de larvas nauplio 5 ... 16

Figura 8. Muestras para laboratorio ... 17

Figura 9. Tabla de alimentación ... 17

Figura 10. Pesaje de alimento ... 18

Figura 11. Tamizado de alimento ... 18

Figura 12. Adición de alimento balanceado ... 18

Figura 13. Adición de microalgas ... 19

Figura 14. Foto aérea del Hatchery Marinasol S.A. ... 29

Figura 15. Monitoreando la Temperatura de agua ... 30

Figura 16. Observación en microscopio ... 45

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INDICE DE ANEXOS

Anexo 1. Check List de preparación del sistema de cultivo de larvas ... 54

Anexo 2. Check List de desinfección del sistema de cultivo de larvas ... 55

Anexo 3. Check List de alimentación y manejo diario ... 56

Anexo 4. Check List de control de calidad diario de larvas ... 57

Anexo 5. Check List de control de temperatura diario de larvas ... 58

Anexo 6. Formato de siembra y cosecha ... 59

Anexo 7. Limpieza y desinfección de los equipos y materiales de cosecha de larvas ... 60

Anexo 8. Cuadro de siembra de Modulo C #93 ... 61

Anexo 9. Cuadro de cantidad transferida y sobrevivencia del Módulo C #93 ... 61

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RESUMEN

El presente trabajo de investigación se realizó en el área de primera fase del Hatchery Marinasol S.A., en el cual se evaluaron dos parámetros físicos: Temperatura y Oxígeno disuelto sobre la supervivencia del langostino blanco litopenaeus vannamei, cultivados en tanques de 20 TM de capacidad de agua. La duración del cultivo fue de 15 días, realizado del 21 de enero hasta el 04 de febrero del 2019. La población en estudio fue de 12’ 800 000 larvas de langostino blanco distribuidos en cuatro tanques. Se llevaron registros diarios de parámetros físicos como el oxígeno disuelto que se mantuvo en un promedio de 3,8 mg/L durante toda la corrida y la temperatura tuvo un promedio de 33,15°C. Se utilizó alimento balanceado, con una tasa de alimentación inicial de 2,3 gramos por millón de larvas, distribuido en diferentes números de dietas durante el día, dependiendo del estadío larvario. La supervivencia promedio final fue de 91,5%. La biomasa promedio fue de 5,88 kg. El Factor de Conversión Alimenticia promedio fue de 0,60. Se concluyó que la temperatura y el oxígeno disuelto son directamente proporcional a la supervivencia de larvas.

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ABSTRAC

The present research work was carried out in the first phase area of Hatchery Marinasol SA, in which two physical parameters were evaluated: Temperature and Dissolved oxygen on the survival of the white shrimp litopenaeus vannamei, grown in tanks of 23 MT of water capacity. The duration of the culture was 15 days, carried out from January 21 to February 4, 2019. The study population was 12’800,000 white shrimp larvae distributed in four tanks. Daily records of physical parameters such as dissolved oxygen were kept, which remained at an average of 3.8 mg / L throughout the run and the temperature averaged 33.15 ° C. Balanced feed was used, with an initial feeding rate of 2.3 grams per million larvae, distributed in different numbers of diets during the day, depending on the larval stage. The final average survival was 91.5%. The average biomass was 5.88 kg. The average Food Conversion Factor was 0.60. It was concluded that temperature and dissolved oxygen are directly proportional to larval survival.

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INTRODUCCIÓN

El cultivo de langostino constituye una de las actividades, en acuicultura, que ha tenido más rápido crecimiento a nivel mundial en los últimos años, constituyéndose en un gran promotor de divisas y empleo, (Tiparra, Toro, 2014).

Litopenaeus vannamei, es una especie endémica del Océano Pacifico oriental, desde el Golfo de

California hasta Perú. Debido a su potencial de cultivo, es la especie en la que obtiene los mejores rendimientos de crecimiento y la que tolera mejor las condiciones ambientales en cautiverio, (Boone, 1931, Morales, 1990).

Los primeros ensayos en el cultivo de langostinos se efectuaron en 1971 en caleta Puerto Pizarro – Tumbes por el Instituto del Mar del Perú (IMARPE), en el marco del proyecto estudio de áreas de reproducción del langostino y experimentación de su cultivo donde se concluyó que las especies: Penaeus vanannamei, Penaeus occidentalis y Penaeus stylirrostris responden favorablemente al cultivo, (BERGER, 1989).

En el cultivo de camarón, la larvicultura tiene un papel fundamental en la supervivencia de las operaciones acuícolas. Sin embargo, en muchos de estos sistemas de producción, los requerimientos nutricionales, fuentes de alimentación no convencionales, tasas de crecimiento, mortalidad y condiciones óptimas para el cultivo de larvas no son bien conocidas, y los sistemas económicos de larvicultura, como parte verticalmente integrada a las operaciones de cultivo,

reciben poca atención, Anderson, (1995).

Los laboratorios productores de larvas (hatcheries, en inglés) tienen como objetivo producir larvas que presenten alta supervivencia y alta tasa de crecimiento (Abi-ayad, et al., 1997), y al respecto, Marinasol S.A es un laboratorio de larvas de langostino blanco, la cual funciona desde el 2008 hasta la fecha, dedicándose a la crianza y producción de larvas de litopenaeus vannamei en sus distintos estadios. Cuenta con aproximadamente 16 hectáreas de terreno. Es un campo que se encuentra ubicado en el Km. 1202 sector Punta Mero – Canoas de Punta Sal Contralmirante Villar Tumbes, Perú.

De acuerdo al cultivo que desarrolla esta empresa y otras en el norte del Perú, se tiene que uno de los aspectos a manejar en este sistema son los parámetros de temperatura y oxígeno disuelto en el agua; lo que conllevó a desarrollar el presente informe de investigación, ya que son de total importancia para el crecimiento, teniendo influencia la temperatura y oxígeno disuelto en el agua de Litopenaeus vannamei, langostino blanco en primera fase de nauplio 5 a post larva 8 con lo cual se analizaron la data de estos parámetros durante toda la corrida.

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I. ASPECTOS DE LA PROBLEMÁTICA

1.1.DESCRIPCION DEL PROBLEMA DE INVESTIGACIÓN

En el sector Punta Mero - Canoas de Punta Sal. Contralmirante Villar, departamento de Tumbes, las temperaturas ambientales son elevadas, llegando a una sensación térmica de hasta 38°C en estación de verano por tal motivo este parámetro afecta directamente en la crianza de langostino blanco en estadios pequeños (primera fase), ya que la temperatura promedio de crianza es de 32°C. Una alza o disminución abrupta puede presentar porcentajes elevados de mortalidad o en algunos casos hasta su totalidad, estos cambios de temperatura, generalmente en los estadios de Zoea, Mysis y Post larva puede producir una anomalía conocida comúnmente como problema de muda.

En el parámetro de oxígeno disuelto el rango ideal para la crianza de langostino blanco va de 3.5 a 5mg/l, siendo el óptimo el de 5mg/l, pero en los monitoreos diarios se registraron medidas desde 3.0mg/l generalmente por las noches; hasta un promedio de 5.5mg/l por las mañanas. Las medidas por debajo de este rango pueden producir en su mayoría mortalidades completas en un tanque de crianza, o en otros casos puede producir: estrés, baja en el apetito, crecimiento lento, susceptibilidad a enfermedades en larvas en sus diferentes estadios.

1.2.JUSTIFICACIÓN E IMPORTANCIA DE LA INVESTIGACIÓN

El trabajo de investigación se realizó en busca de solución al problema, debido a las diferentes variaciones que se pueden presentar en primera fase en el cultivo de larvas de langostino blanco litopenaeus vannamei en los estadios desde nauplio 5 a post larva 8; ya sea por un aumento o disminución de temperatura y oxígeno disuelto en el agua. Estos parámetros son muy importantes durante toda la corrida, las cuales varían de acuerdo a la estación del año y afectan directamente a las larvas en cultivo en un módulo de producción, los cuales deben mantenerse en condiciones óptimas para que la especie tenga un crecimiento adecuado hasta su etapa final, sin presencia de algún tipo de anomalía (que en este caso se determinaría a través de una observación macroscópica o microscópica) o algún problema biológico, lo que va a disminuir los porcentajes de mortalidad, obteniendo larvas de buena calidad en la producción.

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3 Se realizó el estudio en base a los parámetros de temperatura y oxígeno disuelto en el agua para que nos permita encontrar la diferencia en porcentaje de supervivencia de los cuatro tanques y así poder identificar como se puede obtener larvas con buen crecimiento, mejor calidad, mayor productividad y de esa manera conocer la data de estos parámetros que van a llevar al cumplimiento de los objetivos que van camino a la buena producción de la especie en la primera fase de nauplio 5 a post larva 8.

1.3.OBJETIVOS

1.3.1. Objetivo general

Evaluar la influencia de los parámetros de temperatura y oxígeno disuelto en el agua, en la supervivencia de litopenaeus vannamei langostino blanco en primera fase de nauplio 5 a post larva 8 en el laboratorio Marinasol S.A.

1.3.2. Objetivos específicos

• Establecer la siembra directa de nauplio 5, aplicando una aclimatación previa.

•

Evaluar parámetros de producción de litopenaeus vannamei

langostino blanco en primera fase de Nauplio 5 a post larva 8: conversión alimenticia, biomasa final y supervivencia.

1.4.DELIMITACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN

El presente estudio se llevó a cabo en el área de Larvicultura del Centro de investigación de desarrollo de post larvas Marinasol S.A., que es un Hatchery de la empresa ubicada en: Carretera Norte Km. 1202 sector Punta Mero - Canoas de Punta Sal. Provincia de Contralmirante Villar – Tumbes, región que tiene un clima cálido durante todo el año, oscilando su temperatura ambiente de 27°C a 31°C. La investigación tuvo duración de 15 días, del 21 de enero al 04 de febrero del 2019.

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II. ANTECEDENTES-MARCO TEÓRICO

2.1. ANTECEDENTES DE LA INVESTIGACIÓN

Se encontró que el camarón Litopenaeus vannamei crece lentamente en temperaturas de 22ºC (Edwars, 1977). El rango de temperatura para esta especie es de 23 a 34ºC, en donde valores mayores o inferiores a este rango pueden ser letales, (LucienBrun, 1989).

Kumlu et al. (2010), mencionan que Litopenaeus vannamei parece tener una mayor sensibilidad a bajas temperaturas que otras especies de camarones peneidos, con un rango critico mínimo de 7.5°C a 11°C, mientras que temperaturas tan altas como 34°C parecen no representar algún problema de riesgo.

El rango de oxígeno disuelto para el desarrollo de Litopenaeus vannamei ha sido determinado entre 2 y 5 mg/l, Lucien-Brun, (1989). La tolerancia a niveles bajos de oxígeno varía con las especies y en los distintos estadios de desarrollo (Broom 1971; Mackay, 1974).

Se han reportado niveles letales de oxígeno disuelto en el rango de 0.2- 1.0 mg/l para un gran número de especies de camarón, incluyendo Penaeus japonicus, Penaeus schmitti,

Penaeus monodon y Litopenaeus vannamei (antes Penaeus vannamei) (Egusa, 1961;

Mackay, 1974; Liao y Huang, 1975; Hopkins et al., 1991). Niveles sub-letales de la concentración de oxígeno pueden afectar negativamente el crecimiento, alimentación, frecuencia de muda y metabolismo (Seidman y Lawrence, 1985; Clark, 1986; Chang y Ouyang, 1988; Racotta et al., 2002).

Boyd y Hanson (2010) encontraron que con valores mínimos de oxígeno disuelto durante la mañana de 3.89 mg/L se logra un incremento del 20% en sobrevivencia, del 50% en producción y se reduce el factor de conversión alimenticia de 2.64 a 1.96 en comparación con valores de 2.32 mg/L de oxígeno disuelto.

En los laboratorios de larvicultura de camarón, la sobrevivencia de las larvas es un resultado esencial para el éxito de dicha actividad. En general, esta sobrevivencia se calcula a partir del número de nauplios sembrados en los tanques y se considera como normal cuando su valor promedio es del orden del 50 %, entre nauplios y postlarvas de tamaño comercial, (Wyban y Sweeney, 1991) , Martínez y Torres en Rodríguez et al., 1995).

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2.2.BASES TEORICAS

2.2.1. Características del Litopenaeus vannamei

Los camarones son artrópodos pertenecientes a la clase crustácea, son organismos mandibulados con apéndices birrameos articulados, con dos pares de antenas, branquias, caparazón, presentan larva nauplio y son de hábitos acuáticos, poseen un gran potencial reproductivo, ya que las hembras pueden desovar hasta un millón de huevecillos (Barnes, 1993).

2.2.2. Taxonomía de camarón blanco Litopenaeus vannamei (Boone,

1931), según Pérez-Farfante y Kensley (1997) es:

• Phylum: Arthropoda • Subphylum: Crustacea • Clase: Malacostraca • Orden: Decápoda • Suborden: Dendobranchiata • Superfamilia: Penaeoidea • Familia: Penaeidae • Género: Litopenaeus • Especie: vannamei

2.2.3. Habitad y ciclo natural del Litopenaeus vannamei

El camarón blanco es nativo de la costa oriental del Océano Pacífico, desde Sonora México al Norte, hacia Centro y Sudamérica hasta Tumbes en Perú, en aguas cuya temperatura es normalmente superior a 20 °C durante todo el año. El Litopenaeus

vannamei se encuentra en habitas marinos tropicales, los adultos viven y se

reproducen en mar abierto, mientras que la postlarva migra a las costas a pasar la etapa juvenil, la etapa adolescente y pre adulta en estuarios, lagunas costeras y manglares, los machos maduran a partir de los 20 g y las hembras a partir de los 28 g en una edad de entre 6 y 7 meses, cuando el Litopenaeus vannamei pesa entre 30 y 45 g, libera entre 100,000 y 250,000 huevos de aproximadamente 0,22 mm de diámetro. (FAO, 2006, P.3)

La incubación ocurre aproximadamente 16 horas después del desove y la fertilización, en la primera etapa, la larva, denominada nauplio, nada

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6 intermitentemente y es fototáctica positiva. Los nauplios no requieren alimentación, sino que se nutren de su reserva embrionaria, las siguientes etapas larvarias (protozoea, mysis y postlarva temprana respectivamente) continúan siendo planctónicas por algún tiempo, se alimentan del fitoplancton y del zooplancton y son transportados a la costa por las corrientes mareales.

Las postlarvas (PL) cambian sus hábitos planctónicos unos 5 días después de su metamorfosis a PL, se trasladan a la costa y empiezan a alimentarse de detritos bénticos, gusanos, bivalvos y crustáceos, (FAO, 2006, P.3)

Figura 1: Ciclo vital de un camarón peneido típico: l: maduración y reproducción; 2: nauplio; 3: protozoeas; 4: mysis; 5: postlarvas; 6: juveniles; 7: adultos. Tomado de Boschi (1977).

2.2.4. Morfología

Un camarón peneido tiene el cuerpo alargado, comprimido lateralmente; el que puede dividirse en cefalotórax (cefalopereion), pleon (abdomen) y telson. En el cefalopereion se encuentran un par de pedúnculos oculares, un rostro de longitud variable con espinas que permiten diferenciar distintas especies; además, en las partes laterales del caparazón, se encuentran surcos y carenas. Cefalotórax y abdomen llevan distintos tipos de apéndices articulados, formados por dos ramas: exopodito y endopodito, (Fenucci 1988).

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7 De acuerdo con su función los apéndices pueden ser divididos en:

• Sensorial: Un par de anténulas, un par de antenas y un par de mandíbulas. • Nutricional: Dos pares de maxilas y Tres pares de maxilipedos.

• Locomotriz: Cinco pares de periópodos. • Natatorio: Un par de urópodos.

2.2.5. Manejo de la calidad del agua

Según Cuellar et al. (2010), dicen que la calidad del agua del estanque, es un punto crítico en el proceso de producción y debe ser controlada en los parámetros físicos, químicos y biológicos. Éstos deben ser adecuados y mantenidos dentro de rangos aceptables para el buen desarrollo del camarón. En caso contrario, la población de cultivo podría pasar a tener bajo crecimiento, proliferación de patógenos con brotes de enfermedad, eventuales mortalidades y baja calidad del producto final.

La forma más importante de prevenir el deterioro de la calidad del agua en los estanques durante el crecimiento es, teniendo un buen manejo del alimento, es decir almacenándolo adecuadamente, aplicándolo en las raciones que correspondan. Si ocurren concentraciones de oxígeno disuelto bajas durante el ciclo en estanques de camarón, la alternativa de los granjeros es usualmente incrementar el recambio de agua, (Boyd y Gautier 2000).

2.2.6. Parámetros Físicos-Químicos

El buen manejo de los parámetros físico-químicos del agua es importante para el éxito del cultivo de camarón. Estos son de mucha importancia pues es mediante la optimización del intervalo o niveles de los mismos que un cultivo de camarón pueda llegar a tener un gran éxito en su producción, todos ellos están relacionados entre sí, por tanto, no se puede ni se debe obviar a uno ni a otro pues dicha relación es de gran importancia en la producción.

Según Villalón 1994 señala que el factor más importante en el cultivo de camarón es la calidad del agua, expresa que toda actividad realizada por el camarón está muy relacionada con los parámetros hidrológicos más que con cualquier otro factor.

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2.2.6.1. Oxígeno disuelto (O.D.)

La oxigenación del agua es un punto crítico para los acuicultores, dado que en pocos minutos una disminución de la concentración de oxígeno disuelto en el agua hasta el nivel mínimo tolerado por los camarones puede provocar su muerte (Boyd & Watten 1989, Re & Díaz 2011). El oxígeno es esencial para el metabolismo de los organismos debido a que participa en diferentes procesos oxidativos de liberación de energía y puede afectar su alimentación, crecimiento y reproducción, (Salvato et al. 2001).

Esta variable es sin duda la más crítica en la cría de camarón y especialmente en algunos sistemas donde la disponibilidad en el agua no es muy alta y donde no disponemos de aireación. Es necesario mantener un nivel adecuado de oxígeno disuelto, 3 mg/l de oxígeno disuelto como mínimo en horas de la madrugada de lo contrario puede ser letal para el camarón ocasionando estrés, hipoxia, brote de enfermedades principalmente entre otras, (Torrez 1991 Villalón 1994 y Franco 1994.). La pérdida de oxígeno ocurre principalmente por la respiración de todos los organismos aeróbicos del estanque y también por la respiración de las algas en el proceso de fotosíntesis, la producción se hace por las algas en el momento de la fotosíntesis, (Villalón 1994.). El otro origen del oxígeno es por el agua fresca administrada durante el intercambio de agua. También podemos comparar el sistema de recambio de agua como un verdadero pulmón del sistema en algunos casos.

El oxígeno debe medirse mínimo dos veces por día, una vez por la mañana antes de la salida del sol y una por la tarde antes de la puesta del sol preferiblemente. Los problemas de oxígeno aparecen de manera más frecuente al final de la cría debido al aumento de la biomasa. Lo que significa que la necesidad de agua es más importante al final de la cría que al inicio, (Boyd y Gautier, 2000).

2.2.6.2. Temperatura

Este parámetro influye mucho en el organismo, en su metabolismo principalmente, puede ser también un indicador de una posible enfermedad, los camarones son organismos poiquilotermos, Torrez 1991,

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9 Martinez Lin (1994), por tanto, la temperatura del medio acuático influye directamente sobre la temperatura corporal del cuerpo del organismo, esto en su metabolismo y en la velocidad de los procesos enzimáticos para la digestión de los alimentos principalmente. La temperatura promedio no debería bajar jamás a menos de 24°C sino al contrario estar por encima de ese grado lo que permite un crecimiento continuo del camarón en todo el año.

Sin embargo, entre julio y noviembre las temperaturas pueden en algunas ocasiones llegar a 34°C y más. Tanto la temperatura superior como las temperaturas bajas podrían ser letales para los camarones La temperatura afecta la solubilidad del oxígeno en el agua y su consumo por los organismos aumentando o disminuyendo su actividad biológica. Las crías afectadas en agua caliente son más delicadas de controlar y ocurre frecuentemente una disminución importante de oxígeno que puede llevar a una mortalidad masiva. Para evitar lo anterior falta realizar un recambio de agua mayor o sembrar a densidades más bajas. De la misma manera que para la salinidad los animales no pueden soportar un cambio brusco de temperatura y es muy importante aclimatar los animales antes de sembrarlos en un medio nuevo con temperaturas diferentes, (Boyd y Gautier, 2000).

La principal fuente de energía calórica en el estanque es el sol, ésta es absorbida por el agua y se convierte en calor, por consiguiente, cualquier factor que influya sobre la penetración de los rayos solares (Ej. Materia en suspensión) afectará el calentamiento del agua, lo cual causará diferencias térmicas entre los estanques en un mismo sitio y a su vez afectará la composición del plancton, la distribución de los organismos en la columna de agua y la productividad del estanque. Por lo general las reacciones químicas y biológicas se duplican cada vez que hay un aumento de 10ºC en la temperatura del agua, por lo tanto, un organismo acuático consume el doble de oxígeno a 30ºC que a 20ºC, (Acuícola Hoy, 2013, p.2)

2.2.7. Alimentación

Para el desarrollo óptimo de los camarones, se requiere de compuestos químicos vitales obtenidos del alimento, el cual se transforma una parte en energía y otra parte para la formación de biomasa. El proceso de alimentación implica las siguientes

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10 funciones: percepción, captura, ingestión y asimilación. Después de la ingesta, el alimento se fragmenta en el estómago e inicia la degradación bioquímica en hepatopáncreas, donde se absorben y almacenan nutrientes contenidos en el alimento. La energía se transforma en biomasa, siendo el final de la digestión la formación de las heces fecales, (Martínez, 1999).

El alimento es la fuente de donde se obtiene la energía metabólica, los elementos nutricionales y los componentes estructurales que los camarones requieren. El metabolismo en los organismos es más activo durante las primeras etapas del desarrollo, cuando el crecimiento es más rápido y decrece exponencialmente a medida que el animal alcanza tallas mayores y se acerca a la madurez, Rosas, et al. 1998; Shiau (1998). La energía derivada del alimento consumido es utilizada generalmente para el crecimiento y el metabolismo respiratorio, mientras que otra porción de energía se pierde durante la excreción de desechos nitrogenados y a través de las heces fecales, (Blaxter, 1989).

Para la especie como Penaeus. vannamei, Smith et al., (1985), postulan que el crecimiento de ejemplares pequeños parece depender del nivel de proteína en la dieta, En cuanto a Penaeus.vannamei se comienza suministrandole a animales de 1.5 g de peso medio alrededor del 20% de su biomasa, (Chamberlain et al., 1981). Limsuwan, (2009), manifiesta que la revisión del color de los intestinos en el camarón es una valiosa herramienta para manejar la alimentación. Si están completamente negros, quiere decir que el camarón solo está comiendo productividad natural y si se ven marrones es que están llenos de alimento.

2.3.GLOSARIO DE TERMINOS BASICOS

2.3.1.

Aclimatación: es el proceso por el cual un organismo

se adapta fisiológicamente a los cambios en su medio ambiente, que en general tienen relación directa con el clima. Se suele usar este término para referirse a procesos que ocurren durante un período corto, dentro del periodo vital de un organismo individual o grupo.

2.3.2.

Biomasa: materia total de los seres que viven en un lugar determinado,

expresada en peso por unidad de área o de volumen.

2.3.3.

Densidad: es la cantidad de post larva por litro.

2.3.4.

Larva: Las larvas son las fases juveniles de los animales con desarrollo

(27)

11 ecología diferente del adulto. El adjetivo que se hace derivar de larva es larvario.

2.3.5.

Macroscópico: es una observación realizada a simple vista sin ayuda de

ningún equipo.

2.3.6.

Microscópico: es una observación que se realiza con la ayuda de un

microscopio.

2.3.7.

Mortalidad: número proporcional de defunciones en población o tiempo

determinados.

2.3.8.

Oxígeno disuelto: es la cantidad de oxígeno que se encuentra en el cuerpo

de agua. Se mide en mg/l.

2.3.9.

PL/gr: es la cantidad de Post Larva por gramo.

2.3.10.

Post Larva: Es un estadio del ciclo biológico del langostino, alcanzado

después de haber evolucionado, a través de los diferentes estadios larvales. En este estadio es cuando logra crecer a un tamaño de 7 a 12 mm.

2.3.11.

Sistema semi-intensivo: en este sistema la alimentación se basa en

suplementación con alimentos concentrados.

2.3.12.

Tasa de conversión alimenticia (T.C.A): es una medida del peso del

(28)

12

III. MARCO METODOLOGICO

3.1.ENFOQUE Y DISEÑO

Cuantitativo: Experimental

3.2.SUJETOS DE LA INVESTIGACIÓN

El área de Larvicultura del Hatchery Marinasol S.A. cuenta con 8 Módulos de producción (A, B, C, D, E, F, G y H), cada Módulo cuenta con 12 tanques y el área de Raceway cuenta con 4 salas (A, B, C y D), cada sala cuenta con 8 tanques.

Las unidades experimentales serán la data de temperatura y oxígeno disuelto en el agua y 4 tanques de cultivo, el tanque 1 y 3 a densidades de 165 PL/l. y el tanque 2 y 4 a densidades de 155 PL/l.

La población en estudio fue la siguiente:12.800 larvas/litro. Estas poblaciones fueron procedentes del Área de Maduración.

3.3. METODOS Y PROCEDIMIENTOS

3.3.1. Protocolo en área de larvicultura en Hatchery Marinasol S.A.

3.3.1.1. Preparación del reservorio para la siembra A. Lavado y desinfección del reservorio

Al momento de proceder a lavar el reservorio se realiza lo siguiente:

• El operario ingresa al reservorio.

• Con una manguera y agua dulce remoja el reservorio. • Se procede a lavar con 30 ml de jabón líquido en un balde 15

litros de agua dulce.

• Con una escoba se procede a refregar el reservorio para su limpieza y desinfección.

• Luego se lava con vitamina C (20 gr por 15 litro de agua dulce).

• Finalmente se procede a enjuagar con agua dulce.

B. Llenado del reservorio

(29)

13 • Se coloca bolsos de 5micras en la tubería de entrada de agua

salada.

• Se deja llenando a 100 TM.

C. Tratamiento del agua de reservorio

Después de llenar el reservorio se procede a tratarlo:

• Se le aplica hipoclorito de sodio 5ml de cloro por TM (7.5% cloro activo). Se prende el blower para que con el aire se homogenice.

• Luego se procede a declorinar con 1ppm de Vitamina C, se hace un retro lavado por 30min.

• Luego se agrega 20 ppm de EDTA y se recircula por 1 a 2 horas.

• Después se pone 1 gr de VIRKON por TN y se hace recircular por dos horas.

D. Llenado de tanques para siembra en Modulo

• Antes de llenar el tanque se coloca doble bolso de 1 y ½ micra.

• Se llena los TQ a 12 m3 con 29°C. • Se aplica 1.5 Tm de microalgas.

• Se sube la temperatura a 30 - 31°C para siembra. • Una vez llenos se tapan totalmente los tanques con el

plástico blanco

Aplicación de la bacteria comercial

Después de proceder a llenar el tanque:

• Se agrega 5 ppm de bacteria comercial a cada tanque a sembrar (02:00 am).

(30)

14

3.3.1.2. Aclimatación

• Se trasladan los nauplios de la maduración en las primeras horas de la mañana.

Figura 2. Recepción de larva en nauplio 5

• Se desinfectan las fundas de los nauplios en una solución de 100 ppm de argentine en 70 litros de agua dulce (7 ml)

Figura 3. Desinfección de las fundas de nauplios

• Luego se colocan las fundas en el tanque que se va a sembrar que tiene una temperatura de 30 a 31°C para equilibrar temperatura.

(31)

15 Figura 4. Aclimatación de larvas para siembra

• Se verifica que la temperatura del tanque y la funda de nauplios sea igual.

Figura 5. Toma de temperatura y oxígeno disuelto en el agua

• Después se aplica 33,3 ppm de argentine en cada funda por 30 segundos y se vierte la Funda.

(32)

16 Figura 6. Aplicación de desinfectante

• Después de desinfectar los nauplios son vaciados a los tanques y se sube la temperatura a 32°C.

Figura 7. Vertimiento de larvas nauplio 5

• Se envían muestras para microbiología ✓ Línea de aire.

✓ Agua del reservorio.

✓ Agua del reservorio Universal. ✓ Agua de la toma.

✓ Agua de UV. ✓ Agua de TQ.

✓ Agua y Nauplio funda maduración. ✓ Agua y Nauplio con Argentine. ✓ Agua y Nauplio después de siembra. ✓ Masivo de algas.

(33)

17 Figura 8. Muestras para laboratorio

3.3.1.3. Alimentación y Manejo

a. Alimentación durante la cría

• Alimentos que se utilizan durante la corrida son: Lhf 1, MPZ, Frippak1, ABM 50, Frippak 2, Frippak 3, Advance 150, ABM 125, Epac, Advance 250, Epibal, Flake, Nicovita, Super Larva 100-150.

• Multivitaminicos, Minerales, Ácidos Orgánicos, Quelantes. • La alimentación se saca por Biomasa.

• Se realiza la tabla de alimentación especificando productos y horas para alimentar.

Figura 9. Tabla de alimentación

• Se pesa la cantidad de alimento según la cantidad indicada en la tabla.

(34)

18 Figura 10. Pesaje de alimento

• La alimentación y tamizado depende del estadio larvario.

Figura 11. Tamizado de alimento

• Se alimenta en zoea cada 4 horas, en mysis cada 3 horas y post larva cada 2 horas

• Luego se procede a alimentar, distribuyendo el alimento por todo el tanque.

(35)

19 • Los baldes y materiales de alimentación se lavan y

desinfectan diariamente.

✓ Adición de algas como alimento

La alimentación larval también consiste de microalgas (diatomeas y algas verdes) además de nauplios de Artemia y Rotíferos el que dependerá del suministro adecuado de alimentos tanto naturales como artificiales (Arellano, 1993). El módulo debe tener suficiente luz (techo traslúcido) lo que permitirá el desarrollo de algas.

El alga que se utilizó en la corrida fue: thalassiosira weiis

flogii.

Si se observa que la concentración de algas se mantiene constante en los tanques, no se le debe adicionar más; sólo en el caso que baje la concentración de cel/ml.

Si por el contrario el número de cel/ml comienza a aumentar considerablemente, se recurre a proporcionar sombra para disminuir así el proceso de fotosíntesis; y también se pueden realizar mayores recambios de agua.

(36)

20

b. Recambio de agua

El éxito en el cultivo de camarón requiere del mantenimiento de buenas condiciones de calidad de agua en los estanques. Históricamente esto se ha alcanzado utilizando altas tasas de recambio de agua (Otoshi et al., 2003), tanto para el control de florecimientos (blooms) de fitoplancton, como para prevenir el deterioro de otros parámetros de calidad de agua que resultan por la adición de alimentos con alto nivel de proteína (Burford et al., 2003).

Si el medio del agua se observa cargado se procede hacer recambio

• Previamente tanto la malla como el filtro se encuentran limpios y desinfectados.

• Se procede a introducir el filtro al tanque con una malla de 300 a 400micras según el estadio.

• Se baja el nivel de 20 al 50% dependiendo de la necesidad. • Una vez terminado el recambio se desarma los filtros para ser

desinfectados.

• Una vez bajado el nivel, se vuelve a llenar a la misma Temperatura que se encuentra el tanque.

3.3.1.4. Cosecha

a. Cosecha en tinas

• Se lavan las tinas de 1 y 2 m3 con una solución de 30 ml de jabón líquido en 15 lts de agua y se enjuagan con agua dulce. • Se prepara una solución de 50 ml peróxido en 15 lts de agua

y se enjuaga con agua dulce.

• Se pasa una solución de 20 gr de vitamina C en 15 lts de agua dulce y se enjuaga.

• Cabe mencionar que hay dos tipos de cosecha ya sea cubicada o al peso.

• Se sube una botella de oxígeno al camión luego se instala un manómetro, flauta, mangueras, piedras difusoras.

(37)

21 • Se prende el caldero y se llena a la temperatura requerida. • La temperatura del agua de las tinas y el tanque tienen que

estar a 32°C para la transferencia.

• Las tinas para el transporte se llenan a la misma temperatura que se encuentran los Raceway de 31° a 32° para el traslado de larva.

• Se arma tres filtros con mallas de 400 µ y 500 µ para bajar nivel de los tanques.

• Se comienza a bajar nivel a las 07:00 am y se deja en nivel de pesca 4 m3 los tanques de 20 m3 y 8 m3 los tanques de 30 m3.

• Se verifica si hay escape de larva en el concentrador, si lo hubiese se verifica el filtro para corregir el error

• Se llenan las 4 tinas de 1 m3 a la misma temperatura de los tanques.

• Se instala una botella de oxígeno con manómetro, flauta, mangueras y piedras difusoras para suministrar oxígeno a la larva en las tinas.

• El personal ingresa al tanque con un chayo de malla fina recorriendo el tanque en zigzag y colocará la larva en un balde.

• La larva es trasladada a las tinas preparadas con artemia, multivitamínico aire y oxígeno.

• Al finalizar la pesca, se coloca un chayo en la salida de la válvula del tanque para recuperar larva que no fue pescada. • Una vez terminada la pesca, se hace un remolino para que se

asiente la materia orgánica que exista en la tina, se ubica las piedras difusoras a un lado de la tina para que no remueva los residuos.

(38)

22 • Con una manguera de 2 pulgadas se hace el respectivo sifón para sacar la materia orgánica que haya quedado en la tina, esto se recibe en baldes de 20 litros.

• Una vez hecho el sifón se baja nivel a 500 L, con un concentrador para evitar la fuga de la larva.

• Se utiliza un difusor de aire y cuatro operarios comienzan a homogenizar la larva que está en la tina y se procede a extraer la muestra.

• Con un vaso de 250 ml se sacan tres muestras y se las pone en una tarrina cada muestra.

• Las muestras extraídas pasan por una coladera para colocar la larva en mención.

• Se procede a contar tres muestras para cuantificar la cantidad de larva que hay en la tina.

• Finalmente se calcula el PL/g de la larva utilizando una balanza gramera.

• Sabiendo la cantidad de post larva que hay en la tina, se procede a pescarla para distribuir en las tinas de transporte y/o baldes para enviar a los tanques del raceways, en coordinación con el encargado de raceways.

• En los Raceway se recibe la larva, teniendo el dato de la cantidad, estadío y PL/g para su alimentación.

• Finalizada la transferencia total del módulo, se procede a apagar los equipos.

b. Cosecha al peso:

• Se baja nivel del tanque a 4TN.

• Se pesca la larva; se pone en doble chayo; se sacude tres veces y se lleva en baldes en cantidades pequeñas (de 2 a 3 kg) para proceder a pesarla.

• Se saca PL/gr 2 a 3 gr de muestra para poder sacar la cantidad en kg.

(39)

23

c. Cosecha en cisterna:

Para las cosechas en cisterna:

• Se desinfecta con jabón líquido (30ml) y peróxido (50ml) al 50%.

• Mientras se lava la cisterna se procede a ir bajando nivel para pescar, se deja en nivel de pesca 4 m3 los tanques de 20 m3 y 8 m3 los tanques de 30 m3.

• Se procede a llenar a la temperatura indicada de 31 a 32. • Se hace el mismo procedimiento antes mencionado ya sea

para cosecha al peso y cubicada (por volumen).

• Luego se regula el oxígeno y se sella la cisterna para ser llevada a Raceway.

• En cada término de transferencia se llena la Guía de despacho

de transferencia.

3.3.2. Protocolo de preparación y desinfección en área de larvicultura 3.3.2.1. Desinfección

• Una vez acabada la transferencia del Módulo, un día después, se procede a desarmar líneas de aire y a sacar los restos de materia orgánica de los tanques.

• Dos días después de la transferencia, se coloca todo el material plástico en un tanque con 8 toneladas de agua dulce y 20 litros de hipoclorito de sodio.

• En una tina de 1 TM se vierte 2 litros de hipoclorito de sodio (7.5% de cloro activo). Esta solución sirve para colocar los materiales pequeños como baldes de alimentación, jarras, picetas de alcohol, codos, concentradores y otros.

• Se lavan los reservorios tanto universal como del módulo con 30 ml de jabón líquido en un balde de 15 litros de agua, se desinfecta con una solución de 150ml de cloro en un balde de 15 litros de agua, luego se enjuaga con agua dulce a presión.

• En un tanque se prepara una solución de 8 TM de agua dulce con 55 litros de cloro (cloro activo al 7.5%), 4 litros de peróxido (activo al 50 %) y 4

(40)

24 litros de desinfectante A y M (activo al 27%), para así poder desinfectar las líneas de agua y aire de modulo.

• Después de 4 días de la transferencia, se sacan todos los materiales, se lavan con jabón líquido, luego se colocan al sol (tuberías de aire, plasticos, mallas de recambios, filtros, bolsos, baldes de alimentación, picetas, concentradores y otros).

3.3.2.2. Preparación

• El personal operario realiza un lavado de los reservorios tanto universal como los que se encuentran en el módulo. Se lava con 30 ml de jabón líquido en un balde 15 litros de agua y se enjuaga con 20 gr. de vitamina C en un balde de 15 litros de agua. Y luego se hecha agua a presión para sacar cualquier resto de partículas.

• El personal operario procede a lavar cada tanque del módulo con 30 ml de jabón líquido en un balde de 15 litros y luego se enjuaga con 20 gr. de vitamina C en un balde de 15 litros.

• Se prepara una solución en 8 TM de agua dulce con 50 ppm de vitamina C por tonelada. Esta solución se procede a pasar por las tuberías tanto de aire como de agua por un periodo de tiempo de 4 horas, a flujo constante. Esta solución se deja en las tuberías por 1 día y luego se procede a drenar el agua, para realizar el drenado se procede a encender los blowers. • El personal operario se encarga de enjuagar los materiales con agua y

vitamina C, quedando listo para ser utilizado en la siembra.

• Se pasa viento a la tubería de aire, esto consiste en pasar pedazos de esponja con agua y vitamina C, por la parte interna de la tubería, se realiza con presión de agua para así poder eliminar cualquier residuo.

• Realizado lo anterior, se procede al amarrado de las tuberías de aire y del serpentín, con la ayuda de nylon de hilo negro.

• El personal operario procede a lavar los plásticos por inmersión en tinas de 1 TM con jabón líquido y luego pasa a otra tina con vitamina C para su respectivo enjuague. Para así poder ser colocados en la parte posterior de los tanques.

(41)

25

3.3.3. Materiales y Equipos

Para poder realizar la presente investigación se utilizaron los siguientes materiales y equipos:

a) Materiales:

• Material biológico: larvas de litopenaeus vannamei langostino blanco • Libreta de apuntes

• Lapicero

• Lamina de vidrio

• Concentrador de 500 micras • Micropipeta de plástico y de vidrio • Tarrina de 1 ½ kg

• Coladera fina

• Tamizadores de 300 y 400 micras.

• Challo para pescar de tull rojo de 1000 a 1200 micras

b) Equipos:

• 4 tanques de un módulo de producción • Microscopio

• Balanza gramera • Oxímetro. YSI 55OA • Termómetro

3.3.4. Datos del estudio y sistema de producción

3.3.4.1.Datas de temperatura, oxígeno disuelto en el agua ,4

tanques en producción y población de siembra.

Data de temperatura y oxígeno disuelto en el agua durante toda la corrida. Las densidades de siembra fueron de 155 y 165 PL/l, en el cual se estudió una población de 12´800 000 de Larvas distribuidas en cuatro tanques y cultivadas en un módulo de producción.

(42)

26 Tabla 1. Datos del estudio

TQ POBLACION TEMPERATURA (C°) PROMEDIO OXIGENO DISUELTO (mg/L) PROMEDIO 01 3´300 000 33.05 3.62 02 3´100 000 33.03 3.73 03 3´300 000 33.01 3.92 04 3´100 000 33.07 3.93 TOTAL 12´800 000 Elaboración propia

3.3.4.2. Descripción de los tanques de Modulo de Larvas

Los tanques de módulo de larvas de langostino blanco fueron construidos totalmente de concreto cubierto con una geomembrana negra de 1mm de espesor. Tiene forma rectangular y base cónica. Se encuentran en un área cubierto totalmente por plástico blanco para así poder obtener un sistema de invernadero.

Cada módulo cuenta con 12 tanques, 8 tanques cuentan con una capacidad total de 20 m3_{de agua y los 4 tanques restantes con 30 m}3_{de agua.} En la parte del fondo del tanque se encuentran las tuberías de aire y las mangueras del serpentín.

En la parte de los costados cuenta con armellas en donde se ajustan las cerdas, estas a su vez sirve para sostener el plástico blanco que se coloca encima del tanque al momento de la siembra.

3.3.4.3. Sistema de abastecimiento de agua

El Hatchery Marinasol S.A cuenta con 12 puntas o tomas de agua que se encuentran ubicadas en la playa de Punta Mero, frente a la empresa en mención. Cada punto o toma de agua cuenta con un sistema de Well Point o pozos drenantes.

Básicamente el proceso consiste en la evacuación de agua mediante tuberías perforadas conectadas a un sistema de bombeo. Su uso depende de la profundidad de excavación y las características hidrobiológicas del terreno.

(43)

27 El Well Point es como un filtro mecánico, que cuenta con una tubería de 4 pulgadas con ranuras o perforada. Esta tubería al momento de ser enterrada se le agrega grava y piedras (1TM aproximadamente de esta mezcla), es este espacio se hace un vacío con una bolsa con malla.

Su función es filtrar el agua a través de la arena 2 metros bajo el nivel del mar.

Una vez que llega el agua al reservorio universal, que cuenta con dos reservorios paralelos con una capacidad de volumen de agua de 400 TM c/u aproximadamente. El agua vertida a estos reservorios es filtrada a través de bolsos de 10 micras que son colocados en la entrada de agua. LLenos los reservorios el agua pasa por un sistema de U.V.

Para el llenado de tanques del módulo pasa por un filtro tipo cartucho y se utilizan 2 bolsos de 1 y ½ micra, (Vite, 2018).

3.3.4.4. Sistema de calentamiento de agua

En el área de larvicultura se necesitan manejar diferentes temperaturas desde la siembra hasta la transferencia a raceway, se cuenta con un calentador de agua de 1200 litros de capacidad. Se cuenta con un sistema de calentamiento automático, con motor de ½ hp marca PEDROLLO. El calentador funciona con gas GLP.

Una vez que se ha pasado el agua por el filtro de cartucho, para calentarla se cuenta con un intercambiador de calor. Del cartucho pasa al intercambiador de calor.

El intercambiador de calor es un equipo que trabaja por inducción, en una placa entra el agua fría y en la otra placa entra el agua caliente. Por rozamiento el agua fría se calienta.

Cuenta con 15 placas de calentamiento. Estas placas son de material a base de titanio.

Saliendo del intercambiador de calor, el agua es vertida al tanque.

Para mantener la temperatura deseada en el tanque se usa un sistema de serpentín que sale del calentador por una tubería de 2 pulgadas y cuando llega al tanque se reduce a 1 pulgada de la cual sale una manguera Flex, (Vite, 2018).

(44)

28

3.3.4.5. Sistema de aireación

El abastecimiento de aire y oxigeno se da a través de compresores tipo blower.

Cada módulo cuenta con dos blowers para el área de algas y los tanques en producción.

Estos blowers son de 2x2 pulgadas marca FUGI de 6.5 hp.

La succión y descarga es de una tubería de 2 pulgadas y se amplía a una tubería de 4 pulgadas, al momento de llegar al tanque se reduce a una pulgada, cada tanque cuenta con una entrada de 1 pulgadas, (Vite,2018)

3.3.4.6. Sistema U.V.

Este equipo de U.V. sirve para minimizar la carga microbiana que se encuentra en el agua.

Antes de pasar el agua a los reservorios del área de larvicultura pasa por un sistema doble de U.V.

Para abastecer este equipo cuenta con una palanca de encendido del tablero, el cual cuenta con una pantalla digital.

Marca: PENTAIR

Modelo: SLP 6071008A21

Serie del sistema U.V.: 224A-44-2-8FP

Descripción: 2240 WATT PBOM UV STERILIZER.

3.3.5. Manejo y alimentación en los tanques del modulo

3.3.5.1. Lugar y periodo de ejecución

El presente estudio se realizó en el Centro de investigación de desarrollo de post larvas hatchery Marinasol S.A. Es un campo que se encuentra ubicado en el Km. 1202 sector Punta Mero – Canoas de Punta Sal Contralmirante Villar Tumbes, Perú.

R.U.C.: 20513632569

Las coordenadas de ubicación son las siguientes:

Latitud: -3.906656 (3º 54' 23.96" S). Longitud: -80.879931 (80º 52' 47.75" W).

(45)

29 El área total del terreno es de 60 hectáreas aproximadamente

El estudio tuvo duración de 15 días, del 21 de enero al 04 de febrero del 2019.

Figura 14. Foto aérea del Hatchery Marinasol S.A.

3.3.5.2. Recambio de agua

Los recambios se dieron a partir del tercer día de siembra, dependiendo de las condiciones del medio.

Los recambios se realizaron para mantener una buena calidad de agua, para extraer los restos de heces, alimento y mudas que se generaban a diario por las larvas y post larvas. El recambio de agua también permite el ingreso de agua oxigenada.

Este manejo se realizó según lo indicado en la siguiente tabla: Tabla .2. Recambios de agua en porcentajes por tanque

Tanques % De Recambios TQ1 20% TQ2 20% TQ3 30% TQ4 40% Elaboración propia

3.3.5.3. Temperatura de agua

Este parámetro se monitoreó todos los días cada una hora. El operario de turno se encarga de llenar el formato de temperatura. Tanto el asistente de larvicultura como el operario monitorean este parámetro.

(46)

30 Figura 15. Monitoreando la Temperatura de agua

Tabla 3. Cuadro de Temperaturas en Tanque 1

Elaboración propia Tabla 4. Cuadro de Temperaturas en Tanque 2

Elaboración propia

Tanque Dias Estadios Temperatura Promedio (ºC)

1 1 N5 31.2 2 Z1 32.4 3 Z2 32.2 4 Z3 32.5 5 M1 34.2 6 M2 34.3 7 M3 34.2 8 PL1 33.2 9 PL2 33.3 10 PL3 33.3 11 PL4 33.2 12 PL5 33.3 13 PL6 33.2 14 PL7 32.2 PROMEDIO 33.05

Tanque Dias Estadios Temperatura Promedio

2 1 N5 31.3 2 Z1 32.3 3 Z2 32.4 4 Z3 32.2 5 M1 34.2 6 M2 34.2 7 M3 34.1 8 PL1 33.3 9 PL2 33.2 10 PL3 33.1 11 PL4 33.4 12 PL5 33.2 13 PL6 33.2 14 PL7 33.3 15 PL8 32.1 PROMEDIO 33.03

(47)

31

Tabla 5. Cuadro de Temperaturas en Tanque 3

Elaboración propia Tabla 6. Cuadro de Temperaturas en Tanque 4

Elaboración propia

3.3.5.4. Oxígeno disuelto en el agua (mg/l)

El género Litopenaeus requiere concentraciones de oxígeno disuelto mayor a 3 y óptimamente alrededor de 5 mg/L. El exceso de oxígeno puede ser perjudicial y causar la enfermedad conocida como burbujas de gas Auró, (2006).

3 1 N5 31 2 Z1 32.4 3 Z2 32.3 4 Z3 32.3 5 M1 34.2 6 M2 34.3 7 M3 34.2 8 PL1 33.2 9 PL2 33.1 10 PL3 33 11 PL4 33.5 12 PL5 33.3 13 PL6 33.1 14 PL7 32.3 PROMEDIO 33.01

4 1 N5 31.2 2 Z1 32.3 3 Z2 32.4 4 Z3 32.3 5 M1 34.2 6 M2 34.4 7 M3 34.1 8 PL1 33.3 9 PL2 33.2 10 PL3 33.2 11 PL4 33.4 12 PL5 33.2 13 PL6 33.3 14 PL7 33.1 15 PL8 32.5 PROMEDIO 33.07

(48)

32 Este parámetro se monitoreó tres veces por día todos los días de la corrida. A las 10 a.m. a las 06 p.m. y a las 02 a.m. Los encargados de esta medición son tanto el asistente de larvicultura de área como el operario de turno.

En los monitoreos diarios se registraron medidas desde 3.0mg/l generalmente por las noches; hasta un promedio de 5.5mg/l por las mañanas.

Tabla 7. Cuadro de Oxígeno Disuelto en Tanque 1

Elaboración propia

Elaboración propia Tanque Dias Estadios Oxigeno disuelto promedio (mg/L)

1 1 N5 4.5 2 Z1 3.4 3 Z2 4.3 4 Z3 4.2 5 M1 3.3 6 M2 3.5 7 M3 3 8 PL1 3.4 9 PL2 3.3 10 PL3 3.2 11 PL4 3.5 12 PL5 3.4 13 PL6 4.1 14 PL7 3.6 PROMEDIO 3.62

Tanque Dias Estadios Oxigeno disuelto promedio (mg/L)

2 1 N5 5.3 2 Z1 4.3 3 Z2 4.2 4 Z3 4 5 M1 3.5 6 M2 3.7 7 M3 3.5 8 PL1 3.7 9 PL2 3.2 10 PL3 3.2 11 PL4 3.5 12 PL5 3.4 13 PL6 3.6 14 PL7 3.2 15 PL8 3.6 PROMEDIO 3.73

(49)

33 Tabla 9. Cuadro de Oxígeno Disuelto en Tanque 3

Elaboración propia

Elaboración propia Tanque Dias Estadios Oxigeno disuelto promedio (mg/L)

4 1 N5 5 2 Z1 4.3 3 Z2 5.2 4 Z3 4.5 5 M1 4.3 6 M2 3.6 7 M3 3.4 8 PL1 3.5 9 PL2 3.8 10 PL3 4 11 PL4 3.5 12 PL5 3.2 13 PL6 3.6 14 PL7 3.8 15 PL8 3.2 PROMEDIO 3.93

Tanque Dias Estadios Oxigeno disuelto promedio (mg/L)

3 1 N5 5.5 2 Z1 5.2 3 Z2 4.3 4 Z3 4.1 5 M1 3.5 6 M2 4 7 M3 3.5 8 PL1 3.6 9 PL2 3.4 10 PL3 3.3 11 PL4 3.6 12 PL5 3.4 13 PL6 4 14 PL7 3.5 PROMEDIO 3.92

(50)

34

3.3.5.5. Alimentación

La alimentación se realizó según el protocolo de alimentación para larvicultura establecido por la empresa, en el cual se muestran los alimentos, multivitamínicos, bacterias probióticas en polvo y químicos utilizados según los estadios durante la corrida.

Tabla 11. Tabla de alimentación por estadío

ESTADÍO GRAMO/MILLÓN DE LARVA

N5 2.3 Z1 2.3 Z2 4.6 Z3 5.3 M1 4.1 M2 5.4 M3 6.7 PL1 6.3 PL2 8.3 PL3 10.5 PL4 12.5 PL5 14.6 PL6 16.7 PL7 18.7 PL8 20.8 Fuente Marinasol. Esta tabla se utilizaba para calcular la cantidad de alimento que consumían las larvas de langostino por estadío.

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35 Tabla 12. Cantidad de alimento suministrado en toda la corrida

Elaboración propia FECHA 21/01/2020 22/01/2020 23/01/2020 24/01/2020 25/01/2020 26/01/2020 27/01/2020 28/01/2020 29/01/2020 30/01/2020 31/01/2020 1/02/2020 2/02/2020 3/02/2020 4/02/2020 TOTAL TQ1 N5 Z1 Z2 Z3 M1 M2 M3 PL1 PL2 PL3 PL4 PL5 PL6 PL7 CANT. LARVA 3.3 3.265 3.233 3.197 3.162 3.129 3.1 3.064 3.029 2.997 2.962 2.928 2.893 2.836 ALIMENTO/DIA 15 45 89 102 104 135 166 232 302 378 444 513 580 0 3104 HORA DE SIEMBRA 06:00 HORA DE COSECHA 08:00 TQ2 N5 Z1 Z2 Z3 M1 M2 M3 PL1 PL2 PL3 PL4 PL5 PL6 PL7 PL8 CANT. LARVA 3.100 3.097 3.094 3.089 3.085 3.082 3.078 3.074 3.070 3.067 3.064 3.060 3.057 3.053 3.050 ALIMENTO/DIA 14 43 85 98 101 133 165 232 306 386 460 536 613 685 63 3921 HORA DE SIEMBRA 06:20 HORA DE COSECHA 08:45 TQ3 N5 Z1 Z2 Z3 M1 M2 M3 PL1 PL2 PL3 PL4 PL5 PL6 PL7 CANT. LARVA 3.300 3.296 3.291 3.286 3.281 3.287 3.282 3.278 3.273 3.268 3.263 3.259 3.254 3.246 ALIMENTO/DIA 15 45 91 104 108 142 176 248 326 412 489 571 652 61 3440 HORA DE SIEMBRA 06:40 HORA DE COSECHA 09:30 TQ4 N5 Z1 Z2 Z3 M1 M2 M3 PL1 PL2 PL3 PL4 PL5 PL6 PL7 PL8 CANT. LARVA 3.100 3.068 3.033 3 2.962 2.925 2.892 2.857 2.822 2.785 2.751 2.716 2.683 2.648 2.605 ALIMENTO/DIA 14 42 84 95 97 126 155 216 281 351 413 476 538 594 108 3591 HORA DE SIEMBRA 07:00 HORA DE COSECHA 10:15 14057

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36 En el estadio de nauplio 5 (N5), se le daban 2 dosis en el mismo día de su siembra, a las 20:00 y 24:00 horas. Ya que, en las primeras horas se le alimentaba con microalgas. Los alimentos balanceados que se utilizaban en este estadio son: LHF1 (liquido), MPZ (polvo).

En los estadios de zoea (Z1, Z2, Z3), se le alimentaba cada 4 horas, (08:00, 12:00, 16:00, 20:00, 24:00 y 04:00 horas).

Los alimentos balanceados que se utilizaban en estos estadios son: LHF1 (liquido), MPZ (polvo) y Frippak1.

En los estadios de mysis (M1, M2, M3), se le alimentaba cada 3 horas, (09:00, 12:00, 15:00, 18:00, 21:00, 24:00, 03:00 y 06:00).

Los alimentos balanceados que se utilizaban en estos estadios son: MPZ (polvo) y Frippak 2, Advance 150.

En los estadios de post larva (PL1-PL8), se le alimentaba cada 2 horas, (08:00, 10:00, 12:00, 14:00, 16:00, 18:00, 20:00, 22:00, 24:00, 02:00, 04:00 y 06:00 horas).

Los alimentos balanceados que se utilizaban en estos estadios son: Frippak 3, Advance 250, Epac, Epibal, Nicovita, Super Larva 100-150.

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3.3.5.6. Evaluación de la calidad de larvas y post larvas

La evaluación de la calidad de post-larvas se realizó en el mismo hatchery, utilizando su propio protocolo, pero siguiendo las sugerencias de Ching (1999) y Rojas, Haws y Cabanillas (2005):

A. Evaluación directa

• Actividad: debe tener una buena actividad, su tipo de nado no debe tener ningún tipo de anomalía esto solo se observa al momento que las larvas y post larvas se encuentra mudando ya que adopta un nado distinto notándose la diferencia con respecto a las demas, en el caso desde nauplio hasta zoea su nado es hacia delante, en el caso de mysis su nado es hacia atrás y para el paso a post larva cambian al nado hacia adelante. Se da una alimentación activa con nauplios de artemia. No debe de haber presencia de larvas muertas en la muestra.

• Hepatopáncreas: debe de presentar un aspecto brillante con un alto contenido de lípidos.

• Estado del tracto digestivo: debe estar totalmente lleno en cuanto a asimilación y debe tener el movimiento peristáltico.

• Pigmentación: los cromatóforos deben estar bien distribuidos y con coloración rojo-anaranjado.

• Necrosis: no debe de presentar necrosis en los apéndices en las branquias o en el musculo.

• Contaminación biológica: no debe tener presencia de ningún tipo de microorganismos que pueden afectar considerablemente la calidad de la post larva. No debe de haber ningún tipo de protozoarios (gregarinas: Nematopsis

sp.), ciliados (Vorticella sp.), hongos (Lagenidium sp.), bacterias filamentosas

(Lueucotrix sp.); en el exoesqueleto, apéndices, branquias o en alguna parte de su cuerpo.

• Desarrollo branquial: una vez que las post larvas se encuentran en un estadío de PL3 para adelante, las homogeneidades de las tallas de las post larvas se verifican en el último lóbulo branquial y sus ramificaciones

• Deformidades: Estas se presentan en todos los estadios, las larvas deben de tener una forma tal cual, a su especie, no debe de presentar ningún tipo de deformidad, el cual está ligado al problema de muda, esto se genera cuando la larva no se puede desprender del 100% de su muda, en nauplio (en lobulos y espinas), zoea (en las espinas, telson y uropodos),mysis (en telson), en post

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38 larva no debe de presentar rostrum o telson deforme o doblado, antenas dobladas, daños en los apéndices causados por las bacterias, etc.

• Canibalismo: generalmente se da en las post larvas, cuando no se le suministre la cantidad adecuada de alimento. No se deben de apreciar larvas mutiladas: con falta de los periópodos, pleópodos, antenas, branquias, o alguna parte de su cuerpo.

B. Pruebas microbiológicas y moleculares

Durante la corrida fueron enviadas muestras al laboratorio de microbiología molecular que se encuentra en la misma empresa.

Se enviaron estas muestras durante la corrida: Para la siembra: para microbiología

• Linea de aire • Agua del reservorio

• Agua del reservorio Universal • Agua de la toma

• Agua de U.V. • Agua de TQ

• Agua y nauplio funda de maduración • Agua y nauplio con argentine

• Agua y nauplio después de siembra • Masivo de algas

Durante la corrida: microbiología y PCR • M1

• PL1 y PL8 antes de transferencia Durante la corrida: para calidad de agua

Todas estas muestras se envían con una ficha (Anexo 10), firmada por el encargado de modulo.

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39

3.3.6. ANÁLISIS DE VARIANZA

Tabla 13. Cuadro de análisis de varianza tanque 1

TQ 1 TEMPERATURA PROMEDIO (ºC) OXÍGENO DISUELTO PROMEDIO (mg/L) PROMEDIO 33.5 3.62 VARIANZA 0.77 0.21 DESVIACION ESTANDAR 0.88 0.46 COEFICIENTE DE VARIABILIDAD 0.03% 12.69% Elaboración propia

Gráfico 1. Temperatura en el tanque 1 Elaboración propia

29.5 30 30.5 31 31.5 32 32.5 33 33.5 34 34.5 35 N5 Z1 Z2 Z3 M1 M2 M3 PL1 PL2 PL3 PL4 PL5 PL6 PL7 TE M P ERA TU RA P ROME D IO (ºC) ESTADÍO DE LARVA

TEMPERATURA EN EL TQ 1

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40

Gráfico 2. Oxígeno en el tanque 1 Elaboración propia

Tabla 14. Cuadro de análisis de varianza tanque 2

TQ 2 TEMPERATURA PROMEDIO (ºC) OXÍGENO DISUELTO PROMEDIO (mg/L) PROMEDIO 33.03 3.73 VARIANZA 0.70 0.30 DESVIACION ESTANDAR 0.83 0.55 COEFICIENTE DE VARIABILIDAD 2.52% 14.75% Elaboración propia 0 0.5 1 1.5 2 2.5 3 3.5 4 4.5 5 N5 Z1 Z2 Z3 M1 M2 M3 PL1 PL2 PL3 PL4 PL5 PL6 PL7 OXI GE NO P ROME D IO (m g/L) ESTADÍO DE LARVA