ESTUDIO DE LA CONDICIÓN DE SALUD DE AVES MARINAS Y PINNÍPEDOS, EN
ÁREAS PROTEGIDAS DEL NORTE DEL GOLFO DE CALIFORNIA: HACIA UNA
EVALUACIÓN DE LA SALUD DEL ECOSISTEMA
PRIMER INFORME 2008
Dr. Héctor M. Zepeda López
Jefe del Laboratorio de Medicina de Conservación Escuela Superior de Medicina
Instituto Politécnico Nacional
Presentado a:
Dirección de Conservación de los Ecosistemas
Dirección General de Investigación de Ordenamiento Ecológico y Conservación de los Ecosistemas
Instituto Nacional de Ecología, SEMARNAT
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INTRODUCCIÓN
La salud de poblaciones y ecosistemas
Los cambios en el ambiente, ya sean causados por las actividades humanas o por eventos climáticos como El Niño - Oscilación del Sur (El Niño) y el cambio climático global, pueden tener efectos directos sobre la salud de los individuos, en las poblaciones y en los ecosistemas. Ejemplos de estos efectos son el incremento en la propagación de enfermedades infecciosas y no infecciosas, que afectan la salud reproductiva, el desarrollo biológico y la respuesta inmunológica de las especies, así como la pérdida de biodiversidad y la modificación de los procesos ecológicos en los ecosistemas. El incremento de las precipitaciones en algunas regiones y el aumento de la sequía en otras, el incremento de la erosión de la zona costera ocasionado por el aumento del nivel del mar, dificultan la eficaz adaptación de las poblaciones de vida silvestre a los rápidos cambios climáticos, lo que está generando presiones significativas rumbo a la extinción masiva de muchas especies y a los cambios alarmantes en los patrones y tasas de propagación de enfermedades (Aguirre et al., 2002; House et al., 2002).
A nivel mundial, se está documentando, cada vez más, la presencia de enfermedades infecciosas emergentes y resurgentes en numerosas especies marinas: aspergilosis en abanicos de mar; brotes pandémicos de morbillivirus en cetáceos y pinnípedos; fibropapilomatosis en tortugas marinas; alta presencia de mareas rojas que ha matado cientos de lobos marinos en California (envenenamiento por ácido domóico) y manatíes en Florida (intoxicación con brevetoxina); y toxoplasmosis en nutrias marinas (Aguirre et
al., 2002; Wilcox y Aguirre 2004).
El estudio de la “salud” de los ecosistemas
La “medicina de la conservación”, es una ciencia que integra el punto de vista de los campos del conocimiento de la salud humana, la salud animal y la ecología de poblaciones, para estudiar a la “salud” bajo la premisa de que los individuos, las poblaciones, las especies y los ecosistemas constituyen un continuo indivisible (Aguirre et
al., 2002). Esta ciencia “transdisciplinaria” (Rapport, 1995), describe mejor la “salud de los
ecosistemas” al estudiar las interacciones entre patógenos y enfermedades por un lado, y las especies y los ecosistemas por el otro, enfocándose en el contexto ecológico de la salud y en la remediación de problemas de “salud ecológica” (Tabor et al., 2001).
Los patógenos y las enfermedades infecciosas generan problemas tanto para la protección de especies en riesgo, como para el mantenimiento de la biodiversidad. Existen casos
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documentados en los que la introducción de un patógeno ha producido el decline en el número de individuos de una especie. Hay evidencia de que la diversidad de especies, y por ende la diversidad genética, puede funcionar como un “amortiguador” que aminora el impacto de los patógenos en un ecosistema; aunque paradójicamente, los patógenos contribuyen en el mantenimiento de la biodiversidad (Tabor et al., 2001). Por ello, el estudio de los efectos en los ecosistemas causados por enfermedades, es un elemento relevante para la toma de decisiones de manejo de recursos naturales, bajo la premisa de que “la salud de los ecosistemas se refleja en la salud de los organismos que los habitan”. JUSTIFICACIÓN
En el Golfo de California el impacto de las actividades humanas ha ido en aumento y en algunas zonas en forma dramática (Enríquez-Andrade et al., 2005). La introducción de especies exóticas en islas, la contaminación por actividades agropecuarias, pesqueras y turísticas, la destrucción de hábitat y la perturbación en sitios de reproducción de especies nativas, particularmente de aves marinas y lobos marinos, son sólo algunos de los problemas que se presentan en los ecosistemas insulares del Mar de Cortés (Zavala et al., 2004). La Región de las Grandes Islas actualmente se enfrenta a presiones existentes y potenciales, resultantes del crecimiento de la población humana en el noroeste de México durante las últimas cuatro décadas. Ello conlleva un incremento en la demanda de recursos económicos y estéticos de la región y un aumento en la contaminación marina derivada de dichas actividades. Se estima que la demanda de pescados y mariscos de la región, con el consecuente y rápido desarrollo de flotas industriales con tecnología pesquera avanzada, está llevando a una rápida depleción de algunas especies de importancia comercial que afectará eventualmente la salud de los ecosistemas (Bhare y Bourillón, 2002).
Junto con esto, la aparición de enfermedades en la fauna silvestre resulta en un problema que amenaza la sobrevivencia de las especies nativas y que puede afectar la salud humana. En esta región del Golfo de California se han detectado algunas de ellas, como la leptospirosis en lobos marinos que en la costa de California, EUA, causó problemas severos en sus poblaciones (Gulland et al., 1996; Godínez et al., 1999; Acevedo-Whitehouse et al., 2003). En un estudio reciente realizado para medir la respuesta inmune en lobos marinos de California, se evaluó el Complejo Mayor de Histocompatibilidad (siglas MHC en inglés), que es una familia de genes que codifica la creación de ciertas moléculas glucoproteínicas de importancia en la respuesta inmune. En la comparación de diferentes genes del MHC, en las diferentes loberas de la costa de California, EUA, en los animales enfermos recibidos por el Marine Mammal Center en Sausalito, California, y en las loberas del Golfo de California, los patrones de diversidad genética, que indican mayor
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o menor capacidad de respuesta inmune, indicaron diferencias significativas en la capacidad de respuesta inmune. Los animales muestreados en el Golfo de California presentan una baja diversidad genética en el MHC, lo que pudiera significar un mayor riesgo ante la presencia de agentes infecciosos (Bowen et al., 2005).
En los Estados Unidos de Norteamérica el pelícano pardo declinó gravemente a causa de la contaminación por pesticidas durante los años 50´s y 60´s. Influyó también la perturbación de sus colonias de anidación, el decremento del alimento de las aves por causa de la sobrepesca de anchoveta, la pérdida de sitios de percheo post-anidación, y el enmallamiento e infecciones bacterianas en áreas marinas altamente contaminadas. En los 70’s, residuos de DDE -el metabolito ambientalmente persistente del DDT- y mezclas de bifenilos policlorados (conocidos como PCB’s), causaron fallas reproductivas severas en aves marinas de California.
ESPECIES OBJETO DE ESTUDIO
Las especies con las cuales se trabajará son el pelícano pardo (Pelecanus occidentalis
californicus) y el lobo marino de California (Zalophus californianus californianus), por
tratarse de especies “centinela.
Una especie “centinela” es aquella que es sensible a cambios en el medioambiente reflejándolos en la salud de sus poblaciones. Las especies “centinela” proveen información esencial y temprana que advierten de posibles daños en el ambiente, como son la presencia de patógenos infecciosos emergentes y contaminantes, lo que proporciona un rápido diagnóstico de riesgo (Aguirre y Tabor, 2004; Tabor y Aguirre, 2004).
El pelícano pardo y el lobo marino de California, fueron determinados como especies “centinela” por la Comisión Nacional de Áreas Naturales Protegidas a través de la oficina en Baja California del Área de Protección de Flora y Fauna Islas del Golfo de California, y el Instituto Nacional de Ecología. Ambas tienen su periodo de reproducción bien definido y se les encuentra en las islas en una alta proporción respecto a sus poblaciones totales, lo que permite realizar conteos directos de sus colonias de reproducción en forma continua y en ciclos anuales. Ello da la oportunidad de estimar sus tamaños poblacionales y obtener datos referentes a la producción de crías, así como tomar muestras biológicas de las mismas.
Pelecanus occidentalis californicus es una de las seis subespecies reconocidas de pelícano
pardo. El tamaño máximo actual de la metapoblación de esta subespecie (en años No-EL Niño) se estima en 65,000 parejas reproductoras repartidas 6,000 en la costa sudoccidental de California, 4,000 en la costa occidental de Baja California, 40,000 en el
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Golfo de California y 15,000 más en la parte continental de México que se extiende al sur hasta América Central (Anderson et al., 2003). El núcleo de distribución geográfica de esta metapoblación se localiza en el Golfo de California con más del 60% de las parejas reproductoras, y las colonias de anidación más numerosas se ubican en los archipiélagos de San Lorenzo y de San Luis Gonzaga (figura 1). Destacan las colonias de anidación ubicadas en las islas San Lorenzo-Las Ánimas y San Luis, la primera y la segunda colonias en importancia de la especie en todo el Golfo de California (Anderson y Velarde, 2001).
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El lobo marino de California encuentra en las islas el sustrato sólido para su reproducción, es el mamífero marino del Orden Pinnipedia más abundante y de mayor distribución en nuestros mares y costas. Se le puede observar a lo largo de toda la costa occidental e islas de la península de Baja California y en todo el Golfo de California, principalmente durante los meses de reproducción que van de mayo a julio.
En la parte Norte del Golfo de California, incluida la Región de las Grandes Islas, se conocen hasta 22 áreas de agrupación de lobos marinos o loberas (figura 2). Once de ellas presentan actividad reproductiva y concentran al mayor número de animales en el Golfo. Las loberas de reproducción del extremo Norte del Golfo se localizan en la isla San Jorge, en las Rocas Consag y en la isla El Coloradito (o Lobos). En la Región de las Grandes Islas lo son las islas de Granito, Ángel de la Guarda (con dos loberas: Los Cantiles y Los Machos), San Esteban, San Pedro Mártir y San Pedro Nolasco, así como los islotes El Rasito y El Partido.
Figura 2. Loberas de Zalophus californianus californianus en la Región de las Grandes Islas y el norte del Golfo de California.
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LOCALIZACIÓN GEOGRÁFICA DEL ESTUDIO
Se trabajará en las colonias de anidación de pelícano pardo ubicadas en las islas San Lorenzo, Las Ánimas, Piojo, Ángel de la Guarda (norte) y San Luis (figura 1), así como en las colonias de reproducción de lobo marino de California, de la región de las Grandes Islas y el norte del Golfo de California: El Rasito, El Partido, Los Machos, Los Cantiles, Granito, El Coloradito y Rocas Consag (figura 2).
OBJETIVOS
Monitoreo de las poblaciones y de la condición de salud del pelícano pardo (Pelecanus
occidentalis californicus) en las colonias de anidación de la Región de las Grandes Islas y
norte del Golfo de California.
Monitoreo de las poblaciones y de la condición de salud del lobo marino de California (Zalophus californianus californianus) en las colonias de reproducción de la Región de las Grandes Islas y norte del Golfo de California.
MÉTODOS Y ACTIVIDADES
Se llevarán a cabo dos salidas de campo.
Durante la primera salida de campo, en la época de reproducción de pelícano pardo, a finales del mes de mayo, se llevará a cabo el monitoreo poblacional y toma de muestras biológicas de las poblaciones de pelícano pardo en las colonias de anidación de San Lorenzo, Las Ánimas, Piojo, Ángel de la Guarda y San Luis (figura 1).
Durante la segunda salida de campo, en la época de reproducción de lobo marino de California, a finales de julio y principios de agosto, se llevará a cabo el censo y toma de muestras biológicas en las colonias reproductivas El Rasito, El Partido, Los Machos, Los Cantiles, Granito, El Coloradito y Rocas Consag (figura 2).
Épocas de monitoreo/censo y muestreo
La temporada para el monitoreo y toma de muestras de pelícano pardo ocurre en la época reproductiva de la población, entre la segunda quincena de mayo y la primera de junio. Ello debido a que el monitoreo implica el conteo de nidos y adultos, y a que se captura a los pollos para la toma de muestras biológicas.
La temporada para censar y muestrear las colonias de reproducción de lobo marino de California es cuando ocurren los nacimientos, entre el 15 de julio y el 15 de agosto, ya que
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las crías son un grupo de edad primordial para estimar el tamaño de la población, y son a quienes se captura para la toma de muestras biológicas.
Conteo y censo
Conteo de nidos de pelícano pardo
El conteo se realizará a bordo de embarcaciones menores, con la ayuda de binoculares. Se navegará alrededor de cada isla a una distancia y velocidad tales que permitan el conteo del número de nidos, número total de animales y por categoría de edad en las colonias de reproducción, sin perturbar la colonia. Los datos se anotarán en mapas detallados de cada isla.
Censo de lobo marino de California
El censo se realizará con binoculares, a bordo de embarcaciones menores. Se navegará alrededor de cada isla a una distancia y velocidad tales que permitan el conteo del número de individuos por categoría de sexo y edad –machos adultos (MA), machos subadultos (MS), hembras (H), juveniles (J) y crías (C)- en las colonias de reproducción, sin perturbar a los lobos. Se anotará también el número de animales enmallados. Los datos se anotarán en mapas detallados de cada isla.
Muestreo biológico
Captura de pollos de pelícano pardo
Una vez ubicadas las zonas en donde se llevará a cabo la captura -zonas con grupos de pelícanos juveniles, abiertas, sin precipicios cercanos, alejadas de las chollas (Opuntia sp.)- se procederá a capturar a los individuos.
La captura se realizará sobre los pollos, acercándose con precaución a los nidos con el fin de no provocar una huída masiva del grupo. Cada individuo capturado será llevado a donde se encuentre el equipo de toma de muestras.
En cada colonia de anidación se capturarán 25 pelícanos pardos de entre 4 y 6 semanas de edad.
Captura de crías de lobo marino de California
Una vez ubicadas las zonas en donde se llevará a cabo la captura -zonas con grupos de crías y accesibles para el desembarco- se procederá a montar el campamento de manejo y a capturar a los individuos.
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La captura se realizará sobre las crías con redes especiales para capturar lobos marinos. Cada individuo capturado será llevado al campamento de manejo.
Toma de datos merísticos y muestras biológicas de pelícano pardo
De cada individuo capturado se tomará el peso (kg), la longitud del pico (cm), y se calculará la edad en semanas.
Las muestras biológicas colectadas de cada individuo serán: exudados de cloaca y coana para estudios de bacteriología y virología (Influenza aviar), y sangre para estudios de serología. Las muestras obtenidas de cada individuo se anotarán en hojas de registro de datos.
Se ha desarrollado un “Protocolo de toma de muestras de aves marinas”, para estandarizar el procedimiento de toma de muestras, mismo que se presenta en el anexo 1.
Toma de datos merísticos y muestras biológicas de lobo marino de California
Las muestras biológicas colectadas de cada individuo serán: pelo, sangre, e hisopos de ano, vagina/prepucio y boca. Además, a cada individuo se le tomarán datos merísticos: peso (kg), longitud total, y longitud de la circunferencia de la cabeza, tórax y abdomen (cm). Todos los datos se anotarán en hojas de registro de datos de campo.
Para estandarizar el procedimiento de toma de muestras, se laboró el “Protocolo de manejo y toma de muestras de lobos marinos de California”, que se presenta en el anexo 2.
Procesamiento de muestras biológicas en campo
El manejo de las muestras biológicas es uno de los puntos más delicados del trabajo de campo.
Toda muestra debe ser debidamente etiqueta y registrada en una bitácora de campo, para identificar a qué individuo corresponde.
Los tubos con cultivo (Cloaca y coana en aves; ano, boca y vagina/prepucio en lobos) deben colocarse en hielo, mientras que los tubos con sangre se colocarán en gradillas.
A continuación se inicia el procesamiento de las muestras que consiste en hacer un frotis en un portaobjetos, la determinación de Microhematocrito, la determinación de eosinófilos, la separación de plasma, y la obtención de leucocitos.
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Para estandarizar el procedimiento del procesamiento de muestras se ha elaborado un “Protocolo de procesamiento de muestras de aves marinas y lobos marinos en el laboratorio de campo”, mismo que se presenta en el anexo 3.
Logística del trabajo de campo
En la Región de las Grandes Islas, el trabajo se realizará a bordo de embarcaciones menores tipo panga, una perteneciente a la Dirección en Baja California del Área de Protección de Flora y Fauna Islas del Golfo de California, y otras particulares.
Durante el trabajo entre colonias de anidación y loberas de reproducción se acampará en distintas islas.
En el norte del Golfo de California, particularmente para el trabajo con pelícanos en la isla San Luis, y con lobos marinos en El Coloradito, se rentarán embarcaciones locales y se pernoctará en Alfonsinas (Bahía de San Luis Gonzaga). En el caso del trabajo con lobos marinos en Rocas Consag, se solicitará apoyo del área natural protegida Alto Golfo de California y Delta del Río Colorado, con una embarcación menor, o se rentará una, y se pernoctará en San Felipe.
Para la realización del trabajo se cuenta ya con los permisos de la Secretaría de Gobernación y de la Dirección General de Vida Silvestre de la SEMARNAT.
CALENDARIO DE ACTIVIDADES
Actividad Mes
May Jun Jul Ago Sep Oct
Elaboración de propuesta de trabajo (1er informe)
Trabajo de campo con pelicano pardo Trabajo de gabinete y análisis de muestras de pelicano en laboratorio base
Coordinación logística de la salida de campo para trabajo con lobo marino de California Trabajo de campo con lobo marino de California
Trabajo de gabinete y análisis de muestras de lobo marino en laboratorio base
Elaboración de informe final Entrega de informe final
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LITERATURACITADA
Acevedo-Whitehouse, K., H. de la Cueva, F.M.D. Gulland, D. Aurioles-Gamboa, F. Arellano-Carvajal y F. Sánchez-Güemes. 2003. Evidence of Leptospira interrogans infection in California sea lion pups from the Gulf of California. Journal of Wildlife Diseases 39 (1): 145-151.
Aguirre, A.A. and G.M. Tabor. 2004. Introduction: Marine vertebrates as sentinels of marine ecosystem health. EcoHealth 1(3):236-238.
Aguirre, A.A., T.M. O’Hara, T.R. Spraker, and D.A. Jessup. 2002. Monitoring the Health and Conservation of Marine Mammals and Sea Turtles and their Ecosystems. En: A.A. Aguirre, R.S. Ostfeld, G.M. Tabor, C.A. House and M.C. Pearl (eds.). Conservation Medicine: Ecological Health in Practice. Oxford University Press, New York. Pp. 79-94.
Anderson, D.W., J.O. Keith, F. Gress, E. Palacios, C.J. Henny y C. Godínez. 2003. Biogeographic perspective and population estimates of the California Brown pelican: toward a range.wide data base. Memorias del 31st Annual Meeting del Pacific Sea Bird Group, “TROPHIC CONSTRAINTS ON SEABIRD POPULATIONS”. Brown Pelican Symposium, Enero de 2003, La Paz, BCS. Pp. 37.
Anderson, D. y E. Velarde. 2001. Aves del mar. En: P. Robles-Gil, E. Ezcurra y E. Mellink (comps.). El Golfo de California. Un mundo aparte. Pegaso – Casa Lamm – Sierra Madre, México, D.F. Pp. 137-154.
Bahre, C.J. y Bourillón, L. 2002. Human Impact in the Midrifft Islands. En: T.J. Case, M.L. Cody and E. Ezcurra (Eds.). A New Island Biogeography of the Sea of Cortés. Oxford University Press, Oxford. Pp. 383-406.
Bowen, L., B.M. Aldridge, R. Delong, S. Melin, C. Godínez, A. Zavala, F. Gulland, L. Lowenstine, J. L. Stott and M. L. Johnson. 2005. MHC gene configuration variation in geographically disparate populations of California sea lions (Zalophus californianus). Molecular Ecology 10: 1-5.
Enríquez-Andrade, R.R., G. Anaya-Reyna, J.C. Barrera-Guevara,
M.A. Carvajal-Moreno, M.E. Martínez-Delgado, J.G. Vaca-Rodríguez y
C. Valdés-Casillas. 2005. An analysis of critical areas for biodiversity conservation in the Gulf of California Region. Ocean & Coastal Management 48(1): 31-50.
Godínez, C.R., R.B. Zelaya, D. G.D. Aurioles, R.A. Verdugo, R.E.A. Rodríguez and M.A. De la Peña 1999. Antibodies against Leptospira interrogans in California sea lion (Zalophus californianus) pups from seven islands of the Gulf of California, Mexico. Journal of Wildlife Diseases 35 (1): 108-111.
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Gulland F.M.D., L.J. Lowenstine, A. Colagross, L. Morgan, y T. Spraker. 1996. Leptospirosis in Marine Mammals. En: M.C. Fowler y E. Miller (eds.). Zoo and Wild Animal Medicine. Current Therapy 4. W.B. Saunders, Philadelphia, Pennsylvania. Pp. 469-471.
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ANEXO 1
Protocolo de toma de muestras de aves marinas
PROCEDIMIENTO
1- Montaje de campamento
Preparación de equipo: Marcar tubos y preparar todo el equipo (ver lista de equipo necesario durante el muestreo)
Personal: dos equipos, cada uno con:
-Un manejador por animal (se contará con varios) -Una persona para muestrear
-Una persona para registro e identificación de muestras 2- Captura de crías de pelícano (Peso aprox. = de 1.5 a 3.0 kg)
a. Capturar crías de nidos y trasladarlos al sitio de muestreo (prestar atención al numero de crías en el nido y condiciones relevantes como cadáveres, etc.) b. Iniciar toma de muestras: hora ideal para comenzar el trabajo 07:00 hrs.
i. Muestras. Se tomarán en el siguiente orden:
1. Sangre (V. basilica y/o metatarsal y/o yugular) – Colectar con mariposa para vacutainer y tubos/jeringas Monovette:
3 Monovette con heparina de 5.5 ml (16.5 ml) (si son animales grandes tomar 3 de 7.5 ml)
2 Frotris (fijar con etanol) 1 papel filtro
2. Cultivo cloacal
3. Muestras de excremento (en tubos con MIF) 4. Cultivo de coanas
5. Muestras de ectoparásitos (en tubos con alcohol 70%) 6. Plumas (en bolsas)
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* Volumen máximo = Pelicano de 1.5 kg = 15 ml; de 3.0 kg = 30 ml.
* Todas las muestras deberán ser identificadas con el número de individuo, nombre de la colonia, fecha y hora de toma de muestra.
* Todos los desechos serán colocados en un contenedor de punzo cortantes y trasladados a continente.
Posibles problemas durante el manejo: Hipertermia
Sangrado excesivo Fracturas
Muerte (en caso de eutanasias por razones diversas –fracturas, etc.- se realizará por inyección intravenosa de pentobarbital)
Manejo de las muestras:
Las muestras que lo requieran serán colocadas en una hielera, para
posteriormente trasladarlas al laboratorio de campo y ser procesadas (sangre, cultivos).
Registro de datos:
Llenar hoja maestra de colecta por isla, con la siguiente información:
Datos Generales:
- Localización y nombre de la colonia - Fecha
- Hora de llegada a la colonia
- Hora de inicio de captura – Temperatura ambiental Datos específicos:
- Especie
- Hora de muestreo
- Tiempo de captura (va desde que se atrapa hasta que se toma la muestra) - Temperatura corporal (se utilizarán los datos de la anestesia)
15 - Peso
- Identificación - Localización
- Numero de pollos en el nido
- Observaciones: cualquier anormalidad relacionada a su estado de salud, o manejo (ver claves al dorso de la hoja) (pico, plumaje, miembros, ectoparásitos, diarrea, manejo prolongado, fracturas, etc.)
Necropsias:
- Al empezar el día se realizará un recorrido por la isla en busca de cadáveres frescos, éstos serán puestos en una bolsa y colocados en hielo para ser procesados una vez terminado el muestreo.
- En caso de muertes durante el manejo se realizará el mismo procedimiento. - La bolsa deberá estar identificada con la hora de recolección y el lugar donde se
encontró el cadáver así como algún dato relevante (tamaño de nidada, etc.) - Durante la necroscopia se llenará un registro con las lesiones macroscópicas. - Se colectará una muestra de todos los órganos para ser colocados en formol
buferado según el “Protocolo de Necropsias para aves”, marcando oportunamente el frasco con los datos de la colonia, fecha e identificación del animal si la tuviera.
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ANEXO 2
Protocolo de manejo y toma de muestras de lobos marinos de California
Número de individuos por lobera: 10 crías
Procedimiento:
1. Captura de crías lobos marinos:
c. Captura manual, con red – Inducción a anestesia con Isofluorano vía mascar.
d. Toma de medidas y muestras:
i. Muestras (indistintas dorsal o ventral): 1. Peso
2. Sexo
3. Sangre – yugular/glútea – -2 tubos rojos 10ml
-1 morado 3ml (realizar 2 frotis inmediato) -1 medio para brucella
4. Cultivo rectal 5. Temperatura rectal
6. Cultivo conjuntiva, prepucio, vulva, cavidad oral, vías aéreas y lesiones (esto es aleatorio)
7. Muestras de excremento 8. Muestras de lesiones.
9. Biopsia de lesiones y vesículas 10. Biopsia de Grasa
11. Colecta de ectoparásitos 12. Medidas morfométricas
*** Las Muestras de excremento (en tubos con MIF), se recogerán oportunísticamente.
Dos tubo separador de suero de 7.9 ml por individuo = 6.4 ml de Suero Dos tubos separadores de suero de 10 ml por individuo = 8 ml de Suero Un tubo con EDTA de 2.7 ml por individuo- Colecta de Leucocitos
Todas las muestras deberán ser identificadas con el número de individuo, número de lobera, fecha y hora de toma de muestra.
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MANEJO DE LA MUESTRA DE SUERO
Mantener en frío las muestras hasta ser procesadas
Centrifugar los tubos separadores de suero 10min 3000 rpm Separar en alícuotas en los microtubos de 2 ml, identificar. Congelar
- Trabajo de Leptospira Micro tubo de 1.5 (2ml)
Banco de suero:
- Colocar el resto del suero dentro del banco de suero, en viales según el protocolo de identificación a – 80centigrados.
- Tener relación de volumen de suero disponible.
MANEJO DE MUESTRA CON EDTA
Conteo de rojos Conteo de blancos Conteo de plaquetas
Hacer frotis para diferencial de blancos Frotis para hemoparásitos
Microhematocrito
EXTRACCION DE DNA:
- Capa de Leucocitos – Separarla de los tubos con EDT y conservar en medio y guardar en viales ependorf. (Esto será cromatografía para brucella y RNA para virus)
BRUCELLA:
Sangre- Centrifugar- Suero- Titulación – 0.5 ml
Aislamiento: 5 ml de sangre sin anticoagulante, recién tomada se vacía en el frasco con el medio bifásico, cuidando que sea estéril (limpiar con un algodón la tapa de plástico, después de quitar la tapa metálica y limpiar con el algodón con alcohol la aguja). Homogenizar y conservar en forma horizontal (acostados) a temperatura ambiente, diariamente homogenizar por inversión, para permitir que el medio líquido moje la parte sólida y volver a colocar en posición horizontal.
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MUESTRAS DE LESIONES:
- Aislamiento viral – Medio…… (surtido por Héctor Zepeda) - Histopatología- Formol al 10 %- Depto Patología Africam
BACTERIOLOGIA:
Cultivos para aislamiento general
Cultivos para aislamiento especifico - Campylobacter
PARASITOLOGÍA:
- Se conservan en MIF y se procesan en Africam.
- En caso de necropsias se separan adultos y se conservan en alcohol al 70% - Ectoparásitos se conservan en alcohol al 70%
REGISTROS DE DATOS:
- Se realizarán en las mismas hojas de anestesia e incluirán:
Hora de llegada a la lobera
Hora de captura
Hora de muestreo 1 y 2 (a los 5 minutos)
Tiempo de captura (va desde que se atrapa hasta que se toma la muestra)
Temperatura corporal (se utilizarán los datos de la anestesia)
Anotar si el individuo opone resistencia, si está sólo, etc. (describir la situación)
Temperatura ambiental y condiciones ambientales.
Lesiones en piel
Muestras tomadas
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ANEXO 3
Protocolo de procesamiento de muestras de aves marinas y lobos marinos en el laboratorio de campo
1. Etiquetado y registro de muestras
a) Una vez que se reciba la muestra perfectamente identificada y etiquetada (por parte de los equipos de muestreo) se procederá a darles un número de registro interno para manejo del laboratorio de campo (puede ser el mismo).
b) Registrar las muestras en la bitácora de trabajo.
2. Clasificación de las muestras
Las muestras recibidas serán:
3 tubos con Sangre c/heparina
1 Cultivo cloacal (aves)
1 Cultivo de Coanas (aves)
1 Cultivo ano (lobos marinos)
1 Cultivo boca (lobos marinos)
1 Cultivo vagina/prepucio (lobos marinos) a) Registrar las muestras en la bitácora de trabajo. b) Colocar los tubos de cultivo en hielo.
c) Colocar los tubos con sangre en las gradillas.
3. Procesamiento de muestras A. Frotis
a. Tomar una gota de sangre y realizar un frotis en un portaobjetos. b. Fijar el frotis con metanol.
c. Colocar los frotis fijados en una caja para transportar portaobjetos. d. Registrar los frotis con el número de identificación en la bitácora de trabajo.
B. Determinación de Microhematocrito
a. Tomar 0.1 ml de la sangre con un capilar.
b. Centrifugar los capilares a 3,000 rpm/5 minutos. c. Medir el paquete de eritrocitos
d. Realizar cálculos.
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C. Determinación de Eosinófilos
a. Tomar un poco de sangre con el Kit Unopette según especificaciones del fabricante
b. Colocar 0.1 ml en la cámara de Neubauer c. Contar las células
d. Realizar cálculos
e. Registrar resultados en la bitácora de trabajo.
D. Separación de plasma
a. Centrifugar las muestras de sangre a 3,000 rpm/5 minutos. b. Con una pipeta pasteur separar el plasma:
Colocar 4 ml de plasma en los criotubos
Colocar el resto de plasma en tubos de 13X100 c. Etiquetar con el número de identificación las muestras d. Congelar los tubos
e. Registrar los números de muestras en la bitácora de trabajo.
E. Obtención de Leucocitos
a. Tomar con la pipeta pasteur la capa de leucocitos. b. Transferir la capa de leucocitos en criotubos de 1 ml.
c. Etiquetar el criotubo con el número de identificación de la muestra d. Congelar los criotubos.
e. Registrar los números de muestras en la bitácora de trabajo.
Nota: Las muestras serán transportadas a continente y serán custodiadas por el personal
21
Lista de equipo necesario para el laboratorio de campo
Cantidad Rubro Cantidad Rubro
Procesamiento de muestras sangre Determinación de densidad
1 Centrífuga clínica 1 Refractómetro
200 Pipetas pasteur 200 Pipetas pasteur
200 Tubos de vidrio 13x100 mm 1 lt Agua destilada
200 Tubos eppendorf 1.5 ml Marcaje de muestras y registro
5 Bulbos para pipetas pasteur 4 Plumín marcador
2 Gradillas 1000 Etiquetas chicas
2 Pinzas de disección 4 Lápiz
200 Criotubos de 4 ml 1 Bitácora de registro de muestras
Determinación de eosinófilos Mantenimiento y transporte de muestras
1 Microscopio 2 Hieleras
2 Cámaras de Neubauer 1 o 2 bloque Hielo y/o refrigerantes 2 KirT Unoppette p/eosinófilos (100) 4 Gradillas de unicel
1lt Agua destilada 1 Plástico audtoadherible
Determinación de hematocrito 200 Tubos capilares heparinizados 1 Centrifuga para microhematocrito
2 Reglas de 10 cm
ESTUDIO DE LA CONDICIÓN DE SALUD DE AVES MARINAS Y
PINNÍPEDOS, EN ÁREAS PROTEGIDAS DEL NORTE DEL
GOLFO DE CALIFORNIA: HACIA UNA EVALUACIÓN DE LA
SALUD DEL ECOSISTEMA
INFORME FINAL 2008
Dr. Héctor M. Zepeda López
Jefe del Laboratorio de Medicina de Conservación Escuela Superior de Medicina
Instituto Politécnico Nacional
Presentado a:
Dirección de Conservación de los Ecosistemas
Dirección General de Investigación de Ordenamiento Ecológico y Conservación de los Ecosistema
Instituto Nacional de Ecología, SEMARNAT Septiembre 30, 2008
2
CONTENIDO
ANTECEDENTES ... 3 OBJETIVOS ... 3 INSTITUCIONES PARTICIPANTES EN EL PROYECTO ... 3 PERSONAL PARTICIPANTE ... 4 MÉTODOS Y ACTIVIDADES ... 5 ÉPOCAS DE MONITOREO/CENSO Y MUESTREO ... 5 COLONIAS DE ANIDACIÓN Y DE REPRODUCCIÓN TRABAJADAS ... 5 Colonias de anidación de pelícano pardo ... 5 Colonias de reproducción de lobo marino de California ... 5 CONTEO Y CENSO ... 8 Conteo de nidos de pelícano pardo y marcaje de individuos ... 8 Censo de lobo marino de California ... 8 MUESTREO BIOLÓGICO ... 8 Captura de pollos de pelícano pardo ... 8 Captura de crías de lobo marino de California ... 8 Toma de datos merísticos y muestras biológicas de pelícano pardo ... 9 Toma de datos merísticos y muestras biológicas de lobo marino de California ... 9 Procesamiento de muestras biológicas en campo ... 9 LOGÍSTICA DEL TRABAJO CON PELÍCANO PARDO ... 9 LOGÍSTICA DEL TRABAJO CON LOBO MARINO DE CALIFORNIA ... 9 RESULTADOS PRELIMINARES ... 10 PELÍCANO PARDO ... 10 LOBO MARINO DE CALIFORNIA ... 10 ANEXO 1. HOJAS DE REGISTRO DE DATOS DE CAMPO: MATERIAL BIOLÓGICO COLECTADO Y DATOS MERÍSTICOS DE PELÍCANO PARDO ... 12 ANEXO 2. PROTOCOLO DE TOMA DE MUESTRAS DE AVES MARINAS ... 18 ANEXO 3. PROTOCOLO DE MANEJO Y TOMA DE MUESTRAS DE LOBOS MARINOS DE CALIFORNIA ... 21 ANEXO 4. PROTOCOLO DE PROCESAMIENTO DE MUESTRAS DE AVES MARINAS Y LOBOS MARINOS EN EL LABORATORIO DE CAMPO ... 24 ANEXO FOTOGRÁFICO ... 26
3
ANTECEDENTES
Se reportan las actividades de campo realizadas del 29 de mayo al 3 de junio y del 4 al 15 de agosto de 2008 en la Región de las Grandes Islas y norte del Golfo de California. Éstas corresponden al quinto año consecutivo de monitoreo de pelícano pardo (Pelecanus occidentalis californicus) y lobo marino de California (Zalophus californianus californianus), enmarcadas en el proyecto general “Monitoreo del estado de salud de aves marinas y lobos marinos en la Región de las Grandes Islas y norte del Golfo de California” coordinado por la Dirección de Conservación de los Ecosistemas del Instituto Nacional de Ecología y la Dirección en Baja California del Área de Protección de Flora y Fauna Islas del Golfo de California de la Comisión Nacional de Áreas Naturales Protegidas.
El trabajo se realizó al amparo de los permisos N° DICOPPU/211/362/08 de la Secretaría de Gobernación, y N° SGPA/DGVS/00509/08 de la Dirección General de Vida Silvestre de la SEMARNAT.
OBJETIVOS
Monitoreo de las poblaciones y de la condición de salud del pelícano pardo (Pelecanus occidentalis californicus) en las colonias de anidación de la Región de las Grandes Islas y norte del Golfo de California.
Monitoreo de las poblaciones y de la condición de salud del lobo marino de California (Zalophus californianus californianus) en las colonias de reproducción de la Región de las Grandes Islas y norte del Golfo de California.
INSTITUCIONES PARTICIPANTES EN EL PROYECTO
Dirección de Conservación de los Ecosistemas, Instituto Nacional de Ecología.
Dirección en Baja California del Área de Protección de Flora y Fauna Islas del Golfo de California, CONANP.
Department of Wildlife, Fish, and Conservation Biology, Universidad de California en Davis.
Laboratorio Medicina de Conservación, Instituto Politécnico Nacional.
Africam Safari.
4
PERSONAL PARTICIPANTE
Carlos Godínez Área de Protección de Flora y Fauna Islas del Golfo de California, B.C., CONANP
Hugo Moreno Prado Área de Protección de Flora y Fauna Islas del Golfo de California, B.C., CONANP
David Ramírez Delgado Área de Protección de Flora y Fauna Islas del Golfo de California, B.C., CONANP
Mario Salinas Área de Protección de Flora y Fauna Islas del
Golfo de California, B.C., CONANP
Rito Vale Área de Protección de Flora y Fauna Islas del
Golfo de California, B.C., CONANP
David Soriano Laboratorio Medicina de Conservación, IPN
Graciela Zepeda Laboratorio Medicina de Conservación, IPN
Antonio Vázquez Laboratorio Medicina de Conservación, IPN
Arturo Barbachano Africam Safari
Alejandra Hernández Africam Safari
Marco Benítez Africam Safari
Jonathan Hernández Africam Safari
Itzcoatl Maldonado FMVZ, UNAM
Daniel W. Anderson Universidad de California, Davis, CA
Frank Gress California Institute of Environmental Studies, Davis, CA
José Arce Smith Personal de apoyo en Bahía de los Ángeles
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MÉTODOS Y ACTIVIDADES
El trabajo se llevó a cabo mediante dos salidas de campo.
Del 29 de mayo al 3 de junio de 2008 se realizó el monitoreo poblacional y toma de muestras biológicas de las poblaciones de pelícano pardo en los Archipiélagos de San Lorenzo, Ángel de la Guarda y San Luis Gonzaga (figura 1).
Del 4 al 15 de agosto de 2008 se llevó a cabo el censo y toma de muestras biológicas en seis colonias reproductivas de lobo marino de California en los Archipiélagos de San Lorenzo, Ángel de la Guarda y San Luis Gonzaga (figura 1).
Épocas de monitoreo/censo y muestreo
La temporada para el monitoreo y toma de muestras de pelícano pardo ocurre en la época reproductiva de la población, entre la segunda quincena de mayo y la primera de junio. Ello debido a que el monitoreo implica el conteo de nidos y adultos, y a que se captura a los pollos para la toma de muestras biológicas. La temporada para censar y muestrear las colonias de reproducción de lobo marino de California es cuando ocurren los nacimientos, entre el 15 de julio y el 15 de agosto, ya que las crías son un grupo de edad primordial para estimar el tamaño de la población, y son a quienes se captura para la toma de muestras biológicas.
Colonias de anidación y de reproducción trabajadas Colonias de anidación de pelícano pardo
Las colonias de anidación monitoreadas y en las que se tomaron muestras biológicas fueron las que se ubican en las islas Ángel de la Guarda (punta norte), Las Ánimas-San Lorenzo y San Luis (figura 1).
Colonias de reproducción de lobo marino de California
Las colonias de reproducción de lobo marino de California censadas y muestreadas fueron El Rasito y El Partido en el Archipiélago de San Lorenzo,
Los Machos, Los Cantiles y Granito en el Archipiélago Ángel de la Guarda y El
6
Figura 1. Archipiélagos donde se ubican las colonias de anidación de pelícano pardo y de reproducción de lobo marino de California trabajadas durante el 2008.
7
Figura 2. Colonias de reproducción (loberas) de Zalophus californianus californianus en la Región de las Grandes Islas y el norte del Golfo de California.
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Conteo y censo
Conteo de nidos de pelícano pardo y marcaje de individuos
El conteo se realizó a bordo de embarcaciones menores, con la ayuda de binoculares. Se navegó alrededor de cada isla a una distancia y velocidad tales que permitieron el conteo del número de nidos, número total de animales y por categoría de edad en las colonias de reproducción, sin perturbar la colonia. En la isla San Luis, se colocaron radiotransmisores a seis pelícanos.
Censo de lobo marino de California
El censo se realizó con binoculares, a bordo de embarcaciones menores. Se navegó alrededor de cada isla a una distancia y velocidad tales que permitieron el conteo del número de individuos por categoría de sexo y edad –machos adultos (MA), machos subadultos (MS), hembras (H), juveniles (J) y crías (C)- en las colonias de reproducción, sin perturbar a los lobos. Se anotó también el número de animales enmallados. Los datos se anotaron en mapas detallados de cada isla.
Muestreo biológico
Captura de pollos de pelícano pardo
Una vez ubicadas las zonas en donde se llevaría a cabo la captura -zonas con grupos de pelícanos juveniles, abiertas, sin precipicios cercanos, alejadas de las chollas (Opuntia sp.)- se procedió a capturar a los individuos.
La captura se realizó sobre los pollos, acercándose con precaución a los nidos con el fin de no provocar una huída masiva del grupo. Cada individuo capturado fue llevado a donde se encontraba el equipo de toma de muestras. En cada colonia de anidación se capturaron 25 pelícanos pardos de entre 4 y 6 semanas de edad.
Captura de crías de lobo marino de California
Una vez ubicadas las zonas en donde se llevaría a cabo la captura -zonas con grupos de crías y accesibles para el desembarco- se procedió a montar el campamento de manejo y a capturar a los individuos.
La captura se realizó sobre las crías con redes especiales para capturar lobos marinos. Cada individuo capturado fue llevado al campamento de manejo. Se capturaron 10 crías por lobera.
9
Toma de datos merísticos y muestras biológicas de pelícano pardo
De cada individuo capturado se tomó el peso (kg), la longitud del pico (cm), y se calculó la edad aproximada en semanas.
Las muestras biológicas colectadas de cada individuo fueron exudados de cloaca y coana para estudios de bacteriología y virología, y sangre para estudios de serología. Las hojas de registro de datos se presentan en el anexo 1.
El procedimiento de toma de muestras se presenta en el anexo 2 “Protocolo de toma de muestras de aves marinas”.
Toma de datos merísticos y muestras biológicas de lobo marino de California
Las muestras biológicas colectadas de cada individuo fueron pelo, sangre, e hisopos de ano, vagina/prepucio y boca. Además, a cada individuo se le tomaron datos merísticos: peso (kg), longitud total, y longitud de la circunferencia de la cabeza, tórax y abdomen (cm). El procedimiento de toma de muestras se presenta en el anexo 3 “Protocolo de manejo y toma de muestras de lobos marinos de California”.
Procesamiento de muestras biológicas en campo
El procedimiento del procesamiento de muestras se presenta en el anexo 4 “Protocolo de procesamiento de muestras de aves marinas y lobos marinos en el laboratorio de campo”
Logística del trabajo con pelícano pardo
El trabajo se realizó a bordo de dos embarcaciones menores tipo panga, una perteneciente a la Dirección en Baja California del Área de Protección de Flora y Fauna Islas del Golfo de California, y una particular. Se acampó en las islas Mejía y Salsipuedes.
Logística del trabajo con lobo marino de California
El trabajo se realizó a bordo de dos embarcaciones menores tipo panga, una perteneciente a la Dirección en Baja California del Área de Protección de Flora y Fauna Islas del Golfo de California, y una particular, y se acampó en la isla Mejía.
Para el trabajo en El Coloradito, en el archipiélago de San Luis Gonzaga, se rentaron dos embarcaciones menores.
10
RESULTADOS PRELIMINARES Pelícano pardo
Se capturó un total de 74 ejemplares de pelícano pardo de entre 4 y 6 semanas de edad. De todos los individuos capturados se colectaron exudados de cloaca y coana para estudios de bacteriología y virología, y muestras de sangre para estudios de serología, hematología y para el banco de suero. El material biológico colectado se encuentra en resguardo en el Laboratorio Medicina de Conservación del Instituto Politécnico Nacional.
Los datos sobre distribución y abundancia de pelícano pardo se muestran en la Tabla 1.
Tabla 1. Colonias de anidación de pelícano pardo monitoreadas y muestreadas, número de nidos y número de pollos muestreados por colonia
Archipiélago Isla Fecha N° de nidos
contados
N° de pollos muestreados
San Lorenzo Las Ánimas 29 mayo, 08 1,890 24
San Lorenzo 29 mayo, 08 2,759 0
Ángel de la Guarda Ángel de la
Guarda 30 mayo, 08 6,460 25
Bahía de los Ángeles Piojo 1 junio, 08 Sin conteo 0
San Luis Gonzaga San Luis 3 junio, 08 6,400 25
TOTAL 17,509 74
Lobo marino de California
Se capturó un total de 60 crías de lobo marino de California. De todos los individuos capturados se colectaron hisopos de boca, prepucio/vagina y ano, así como pelo, y 30 ml de sangre, para posteriores estudios de bacteriología, virología, serología y hematología, así como para seguir conformando el banco de suero. El material biológico colectado se encuentra en resguardo en el Laboratorio Medicina de Conservación del Instituto Politécnico Nacional.
11
Tabla 2. Colonias de reproducción de lobo marino de California censadas y muestreadas, número de animales por categoría de sexo y edad, y número de crías
muestreadas por colonia
Lobera Fecha Censo N° de crías muestreadas MA MS H J C T Enmallados El Partido 06 agosto, 08 20 14 158 240 98 530 2 J 10 El Rasito 06 agosto, 08 14 7 112 202 98 433 3 J 10 Granito 08 agosto, 08 34 61 426 198 79 798 3 J 10
Los Machos 10 agosto, 08 11 30 381 0 45 467 3 J 10
Los Cantiles 11 agosto, 08 54 39 218 131 179 621 1 J 10
El Coloradito 12 agosto, 2008 99 92 629 306 460 1586 13 J 10
Rocas Consag Sin censar
TOTAL 232 243 1924 1077 959 4435 25 J 60
MA=machos adultos; MS=machos subadultos; H=hembras; J=juveniles; C=crías; T=total.
Los análisis de las muestras biológicas colectadas se encuentran en proceso en el Laboratorio Medicina de Conservación del IPN. Los resultados o diagnósticos completos se tendrán en abril del 2009.
12
ANEXO 1. Hojas de registro de datos de campo: material biológico colectado y datos merísticos de pelícano pardo
ISLA LAS ANIMAS LOCALIZACIÓN N 28.69838° W 112.91825° FECHA 29/05/2008
No. ID Sangre Bacter Cloaca Bacter Coana Long. Pico (cm) Peso (kg) Edad (semanas) Observaciones
1/1 SI SI SI 19.7 4.00 6 2/1 SI SI SI 21.3 3.00 7 3/1 SI SI SI 15.5 2.00 5 4/1 SI SI SI 13.2 3.00 4 5/1 SI SI SI 15 2.50 4 6/1 NO SI SI 21.2 4.00 6 7/1 SI SI SI 19 3.50 5 8/1 SI SI SI 16.7 3.50 5 9/1 SI SI SI 19.5 4.00 6 10/1 SI SI SI 28.4 4.50 10 11/1 SI SI SI 16.7 4.00 4 12/1 SI SI SI 24 5.50 6 13/1 SI SI SI 20.2 4.50 5 14/1 SI SI SI 23.2 5.00 5 15/1 SI SI SI 16.5 3.00 5 16/1 SI SI SI 22.4 4.00 6 17/1 SI SI SI 20 4.00 6
18/1 SI* SI SI 18.2 4.20 5 *Muestra de sangre coagulada
19/1 SI SI SI 18 3.50 5 20/1 SI SI SI 26 4.50 6 21/1 SI SI SI 21 4.00 6 22/1 SI SI SI 20 4.50 7 23/1 SI SI SI 22 4.00 5 24/1 SI SI SI 20.7 4.00 5
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ISLA ANGEL DE LA GUARDA LOCALIZACIÓN N 29.54212° W 113.52553° FECHA 30/05/2008
No. ID Sangre Bacter Cloaca Bacter Coana Long. Pico (cm) Peso (kg) Edad (semanas) Observaciones
1/2 SI SI SI 25.00 5.50 7
2/2 SI SI SI 22.30 4.00 7
3/2 SI* SI SI 24.50 5.00 7 *Muestra de sangre coagulada
4/2 SI SI SI 23.00 4.00 7 5/2 SI SI SI 19.00 3.00 6 6/2 NO SI SI 20.00 3.00 5 7/2 SI SI SI 25.30 3.00 6 8/2 SI SI SI 24.50 5.00 7 9/2 SI SI SI 28.50 5.00 7 10/2 SI SI SI 24.00 3.00 6 11/2 SI SI SI 27.00 4.00 7 12/2 SI SI SI 24.50 4.00 6 13/2 SI SI SI 25.00 4.50 6 14/2 SI SI SI 23.00 3.00 6 15/2 SI SI SI 25.70 5.00 8 16/2 SI SI SI 26.50 5.00 7 17/2 SI SI SI 23.00 3.00 6 18/2 SI SI SI 24.50 4.00 6 19/2 SI SI SI 22.00 4.00 5 20/2 SI SI SI 26.00 S/P 6 21/2 SI SI SI 23.50 4.50 6 22/2 SI SI SI 24.30 4.00 7 23/2 SI SI SI 23.20 5.00 7 24/2 SI SI SI 25.70 5.00 7 25/2 SI SI SI 24.00 4.00 6
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ISLA SAN LUIS LOCALIZACIÓN FECHA 03/06/2008
No. ID Sangre Bacter Cloaca Bacter Coana Long. Pico (cm) Peso (kg) Edad (semanas) Observaciones
1/3 SI SI SI 29.00 4.50 11
2/3** SI SI SI 31.00 4.00 11 ** Localizador
3/3** SI SI SI 30.00 4.60 11 ** Localizador
4/3** SI SI SI 26.30 4.40 11 ** Localizador
5/3 SI SI SI 31.70 5.00 10
6/3** *SI SI SI 32.20 5.00 11 *Muestra de sangre coagulada, **Localizador
7/3** SI SI SI 32.80 4.50 10 ** Localizador 8/3 SI SI SI 30.70 5.00 10 9/3 SI SI SI 26.20 4.50 11 10/3 SI SI SI 32.00 4.70 11 11/3** SI SI SI 31.00 5.40 11 ** Localizador 12/3 SI SI SI 30.00 4.21 11 13/3 SI SI SI 31.00 4.37 11 14/3 SI SI SI 28.50 4.70 11 15/3 SI SI SI 29.00 5.30 10 16/3 SI SI SI 30.70 5.05 11 17/3 SI SI SI 30.00 4.72 11 18/3 SI SI SI 25.50 5.00 11 19/3 SI SI SI 31.00 3.46 11 20/3 SI SI SI 28.00 5.36 10 21/3 SI SI SI 31.50 4.94 10 22/3 SI SI SI 30.00 5.10 10 23/3 SI SI SI 33.00 4.05 11 24/3 SI SI SI 26.50 3.65 11 25/3 SI SI SI 27.00 4.36 11
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Hoja de control Muestreo Pelícanos 2008 Especie: Pelecanus occidentalis Muestras: Sangre =Sb,Sm,Sy. Frotis = F.
Localización y nombre de colonia: Isla Las Ánimas (1) Papel Filtro = P
Fecha: 29 / mayo / 2008 Hora de inicio de Captura: 10:21 a 12:36 hrs Cultivos = Cc, Co. Ectoparásitos = E. Copro = R Hora de llegada: 10:12 hrs Temperatura ambiental: 36.2 a 54.0 ºC Plumas = L. Contenido alimenticio = A
Hora Edad (semanas) Peso (kg) Longitud pico (cm) Muestras Observaciones
*1/01 10:25 6 4 17 Sm, Cc, Co *1/02 10:33 7 3 21.3 Sm, Cc, Co *1/03 10:35 5 2 15.5 Sm, Cc, Co *1/04 10:38 4 3 13.2 Sm, Cc, Co *1/05 10:40 4 2.5 15 Sm, Cc, Co *1/06 10:45 6 4 21.2 Sm, Cc, Co Casi no sangre *1/07 10:48 5 3.5 19 Sm, Cc, Co *1/08 10:53 5 3.5 16.7 Sm, Cc, Co *1/09 10:55 6 4 19.5 Sm, Cc, Co *1/10 11:34 10 4.5 28.4 Sm, Cc, Co *1/11 11:40 4 4 16.7 Sm, Cc, Co *1/12 11:47 6 5.5 24 Sm, Cc, Co Poca sangre *1/13 11:51 5 4.5 20.2 Sm, Cc, Co *1/14 11:55 5 5 23.2 Sm, Cc, Co *1/15 11:55 5 3 16.5 Sm, Cc, Co *1/16 12:02 6 4 22.4 Sm, Cc, Co *1/17 12:05 6 4 20 Sm, Cc, Co *1/18 12:08 5 4.2 18.2 Sm, Cc, Co Coagulado *1/19 12:08 5 3.5 18 Sm, Cc, Co *1/20 12:23 6 4.5 26 Sm, Cc, Co *1/21 12:23 6 0 21 Sm, Cc, Co *1/22 12:28 7 4.5 20 Sm, Cc, Co *1/23 12:25 5 4 22 Sm, Cc, Co *1/24 12:33 5 4 20.7 Sm, Cc, Co
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Hoja de control Muestreo Pelícanos 2008 Especie: Pelecanus occidentalis Muestras: Sangre =Sb,Sm,Sy. Frotis = F.
Localización y nombre de colonia: Isla Ángel de la Guarda Norte (2) Papel Filtro = P
Fecha: 30 / mayo / 2008 Hora de inicio de Captura: 10:04 a 12:28 hrs Cultivos = Cc, Co. Ectoparásitos = E. Copro = R Hora de llegada: 09:50 hrs Temperatura ambiental: 45.4 a 57.4 ºC Plumas = L. Contenido alimenticio = A
Hora Edad (semanas) Peso (kg) Longitud pico (cm) Muestras Observaciones
*2/01 10:09 7 5.5 25 Sm, Cc, Co
*2/02 10:13 7 4 22.3 Sm, Cc, Co, L, P
*2/03 10:22 7 5 24.5 Sm, Cc, Co, L, P Muestra coagulada
*2/04 10:30 7 4 23 Sm, Cc, Co, L, P
*2/05 10:35 6 3 19 Sm, Cc, Co, L, P
*2/06 10:35 5 3 20 Sm, Cc, Co, L, P Muy poca sangre
*2/07 10:43 6 3 25.3 Sm, Cc, Co, L, P *2/08 10:55 7 5 24.5 Sm, Cc, Co, L, P *2/09 11:03 7 5 28.5 Sm, Cc, Co, L, P *2/10 11:06 6 3 24 Sm, Cc, Co, L, P *2/11 11:06 7 5 27 Sm, Cc, Co, L, P *2/12 11:14 6 3 24.5 Sm, Cc, Co, L, P *2/13 11:27 7 4.5 25 Sm, Cc, Co, L, P *2/14 11:28 7 3 23 Sm, Cc, Co, L, P *2/15 11:37 8 5 25.7 Sm, Cc, Co, L, P *2/16 11:38 7 5 26.5 Sm, Cc, Co, L, P *2/17 11:54 6 3 23 Sm, Cc, Co, L, P *2/18 11:58 6 4 24.5 Sm, Cc, Co, L, P *2/19 12:00 5 4 22 Sm, Cc, Co, L, P *2/20 12:05 6 26 Sm, Cc, Co, L, P *2/21 12:05 6 4.5 23.5 Sm, Cc, Co, L, P *2/22 12:12 7 4 24.3 Sm, Cc, Co, L, P *2/23 12:10 7 5 23.2 Sm, Cc, Co, L, P *2/24 12:22 7 5 25.7 Sm, Cc, Co, L, P *2/25 12:20 6 4 24 Sm, Cc, Co, L, P
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Hoja de control Muestreo Pelícanos 2008 Especie: Pelecanus occidentalis Muestras: Sangre =Sb,Sm,Sy. Frotis = F.
Localización y nombre de colonia: Isla San Luis (3) Papel Filtro = P
Fecha: 03 / junio / 2008 Hora de inicio de Captura: 09:16 a 12:51hrs Cultivos = Cc, Co. Ectoparásitos = E. Copro = R Hora de llegada: 09:00 hrs Temperatura ambiental: 36.2 a 45.1ºC Plumas = L. Contenido alimenticio = A
Hora Edad (semanas) Peso (kg) Longitud pico (cm) Muestras Observaciones
*3/01 09:21 11 4.5 29 Sm, Cc, Co Toma de parásito en el regurgitado
*3/02 09:34 11 4 31 Sm, Cc, Co, L, P
*3/03 09:39 11 4.6 30 Sm, Cc, Co, L, P
*3/04 09:45 11 4.4 26.3 Sm, Cc, Co, L, P
*3/05 09:50 10 5 31.7 Sm, Cc, Co, L, P
*3/06 10:00 11 5 32.2 Sm, Cc, Co, L, P Sangre coagulada.
*3/07 10:09 10 4.5 32.8 Sm, Cc, Co, L, P *3/08 10:10 10 5 30.7 Sm, Cc, Co, L, P *3/09 10:15 11 4.5 26.2 Sm, Cc, Co, L, P *3/10 10:48 11 4.77 32 Sm, Cc, Co, L, P *3/11 10:57 11 5.4 31 Sm, Cc, Co, L, P *3/12 11:02 11 4.21 30 Sm, Cc, Co, L, P *3/13 11:05 11 4.37 31 Sm, Cc, Co, L, P *3/14 11:06 10 4.7 28.5 Sm, Cc, Co, P *3/15 11:12 11 5.3 29 Sm, Cc, Co, L, P *3/16 11:06 11 5.05 30.7 Sm, Cc, Co, L, P *3/17 11:18 11 4.72 30 Sm, Cc, Co, L, P *3/18 11:19 11 5 25.5 Sm, Cc, Co, L, P *3/19 12:26 10 3.46 31 Sm, Cc, Co, L, P *3/20 12:33 10 5.36 28 Sm, Cc, Co, L, P *3/21 12:30 10 4.94 31.5 Sm, Cc, Co, L, P *3/22 12:38 11 5.1 30 Sm, Cc, Co, L, P *3/23 12:40 11 4.05 33 Sm, Cc, Co, L, P *3/24 12:44 11 3.65 26.5 Sm, Cc, Co, L, P *3/25 12:45 11 4.36 27 Sm, Cc, Co, L, P
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ANEXO 2. Protocolo de toma de muestras de aves marinas
PROCEDIMIENTO
1- Montaje de campamento
Preparación de equipo: Marcar tubos y preparar todo el equipo (ver lista de equipo necesario durante el muestreo)
Personal: dos equipos, cada uno con:
-Un manejador por animal (se contará con varios) -Una persona para muestrear
-Una persona para registro e identificación de muestras 2- Captura de crías de pelícano (Peso aprox. = de 1.5 a 3.0 kg)
a. Capturar crías de nidos y trasladarlos al sitio de muestreo (prestar atención al numero de crías en el nido y condiciones relevantes como cadáveres, etc.)
b. Iniciar toma de muestras: hora ideal para comenzar el trabajo 07:00 hrs.
i. Muestras. Se tomarán en el siguiente orden:
1. Sangre (V. basilica y/o metatarsal y/o yugular) – Colectar con mariposa para vacutainer y tubos/jeringas Monovette:
3 Monovette con heparina de 5.5 ml (16.5 ml) (si son animales grandes tomar 3 de 7.5 ml)
2 Frotris (fijar con etanol) 1 papel filtro
2. Cultivo cloacal
3. Muestras de excremento (en tubos con MIF) 4. Cultivo de coanas
5. Muestras de ectoparásitos (en tubos con alcohol 70%) 6. Plumas (en bolsas)
7. Contenido alimenticio (solo eventualmente) (en bolsas) * Volumen máximo = Pelicano de 1.5 kg = 15 ml; de 3.0 kg = 30 ml. * Todas las muestras deberán ser identificadas con el número de individuo, nombre de la colonia, fecha y hora de toma de muestra.
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* Todos los desechos serán colocados en un contenedor de punzo
cortantes y trasladados a continente. Posibles problemas durante el manejo:
Hipertermia
Sangrado excesivo Fracturas
Muerte (en caso de eutanasias por razones diversas –fracturas, etc.- se realizará por inyección intravenosa de pentobarbital)
Manejo de las muestras:
Las muestras que lo requieran serán colocadas en una hielera, para posteriormente trasladarlas al laboratorio de campo y ser procesadas (sangre, cultivos).
Registro de datos:
Llenar hoja maestra de colecta por isla, con la siguiente información: Datos Generales:
- Localización y nombre de la colonia - Fecha
- Hora de llegada a la colonia
- Hora de inicio de captura – Temperatura ambiental Datos específicos:
- Especie
- Hora de muestreo
- Tiempo de captura (va desde que se atrapa hasta que se toma la muestra)
- Temperatura corporal (se utilizarán los datos de la anestesia) - Edad (adulto, juvenil, pollo)
- Peso
- Identificación - Localización
- Numero de pollos en el nido
- Observaciones: cualquier anormalidad relacionada a su estado de salud, o manejo (ver claves al dorso de la hoja) (pico, plumaje,
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Necropsias:
- Al empezar el día se realizará un recorrido por la isla en busca de cadáveres frescos, éstos serán puestos en una bolsa y colocados en hielo para ser procesados una vez terminado el muestreo.
- En caso de muertes durante el manejo se realizará el mismo procedimiento.
- La bolsa deberá estar identificada con la hora de recolección y el lugar donde se encontró el cadáver así como algún dato relevante (tamaño de nidada, etc.)
- Durante la necroscopia se llenará un registro con las lesiones macroscópicas.
- Se colectará una muestra de todos los órganos para ser colocados en formol buferado según el “Protocolo de Necropsias para aves”, marcando oportunamente el frasco con los datos de la colonia, fecha e identificación del animal si la tuviera.
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ANEXO 3. Protocolo de manejo y toma de muestras de lobos marinos de California
Número de loberas: 6
Número de individuos por lobera: 10 crías Total: 60 crías
Procedimiento:
1. Captura de crías lobos marinos:
c. Captura manual, con red – Inducción a anestesia con Isofluorano vía mascar.
d. Toma de medidas y muestras:
i. Muestras (indistintas dorsal o ventral): 1. Peso
2. Sexo
3. Sangre – yugular/glútea –
-2 tubos rojos 10ml
-1 morado 3ml (realizar 2 frotis inmediato)
-1 medio para brucella
4. Cultivo rectal 5. Temperatura rectal
6. Cultivo conjuntiva, prepucio, vulva, cavidad oral, vías aéreas y lesiones (esto es aleatorio)
7. Muestras de excremento 8. Muestras de lesiones.
9. Biopsia de lesiones y vesículas 10. Biopsia de Grasa
11. Colecta de ectoparásitos 12. Medidas morfométricas
*** Las Muestras de excremento (en tubos con MIF), se recogerán oportunísticamente.
Dos tubo separador de suero de 7.9 ml por individuo = 6.4 ml de Suero Dos tubos separadores de suero de 10 ml por individuo = 8 ml de Suero Un tubo con EDTA de 2.7 ml por individuo- Colecta de Leucocitos
Todas las muestras deberán ser identificadas con el número de individuo, número de lobera, fecha y hora de toma de muestra.
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MANEJO DE LA MUESTRA DE SUERO
Mantener en frío las muestras hasta ser procesadas
Centrifugar los tubos separadores de suero 10min 3000 rpm Separar en alícuotas en los microtubos de 2 ml, identificar. Congelar
- Trabajo de Leptospira Micro tubo de 1.5 (2ml)
Banco de suero:
- Colocar el resto del suero dentro del banco de suero, en viales según el protocolo de identificación a – 80centigrados.
- Tener relación de volumen de suero disponible.
MANEJO DE MUESTRA CON EDTA
Conteo de rojos Conteo de blancos Conteo de plaquetas
Hacer frotis para diferencial de blancos Frotis para hemoparásitos
Microhematocrito
EXTRACCION DE DNA:
- Capa de Leucocitos – Separarla de los tubos con EDT y conservar en medio y guardar en viales ependorf. (Esto será cromatografía para brucella y RNA para virus)
BRUCELLA:
Sangre- Centrifugar- Suero- Titulación – 0.5 ml
Aislamiento: 5 ml de sangre sin anticoagulante, recién tomada se vacía en el frasco con el medio bifásico, cuidando que sea estéril (limpiar con un algodón la tapa de plástico, después de quitar la tapa metálica y limpiar con el algodón con alcohol la aguja). Homogenizar y conservar en forma horizontal
(acostados) a temperatura ambiente, diariamente homogenizar por inversión, para permitir que el medio líquido moje la parte sólida y volver a colocar en posición horizontal.
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MUESTRAS DE LESIONES:
- Aislamiento viral – Medio…… (surtido por Héctor Zepeda) - Histopatología- Formol al 10 %- Depto Patología Africam
BACTERIOLOGIA:
Cultivos para aislamiento general
Cultivos para aislamiento especifico - Campylobacter
PARASITOLOGÍA:
- Se conservan en MIF y se procesan en Africam.
- En caso de necropsias se separan adultos y se conservan en alcohol al 70%
- Ectoparásitos se conservan en alcohol al 70%
REGISTROS DE DATOS:
- Se realizarán en las mismas hojas de anestesia e incluirán:
Hora de llegada a la lobera
Hora de captura
Hora de muestreo 1 y 2 (a los 5 minutos)
Tiempo de captura (va desde que se atrapa hasta que se toma la muestra)
Temperatura corporal (se utilizarán los datos de la anestesia)
Anotar si el individuo opone resistencia, si está sólo, etc. (describir la situación)
Temperatura ambiental y condiciones ambientales.
Lesiones en piel
Muestras tomadas
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ANEXO 4. Protocolo de procesamiento de muestras de aves marinas y lobos marinos en el laboratorio de campo
1. Etiquetado y registro de muestras
a) Una vez que se reciba la muestra perfectamente identificada y etiquetada (por parte de los equipos de muestreo) se procederá a darles un número de registro interno para manejo del laboratorio de campo (puede ser el mismo).
b) Registrar las muestras en la bitácora de trabajo.
2. Clasificación de las muestras
Las muestras recibidas serán:
3 tubos con Sangre c/heparina
1 Cultivo cloacal (aves)
1 Cultivo de Coanas (aves)
1 Cultivo ano (lobos marinos)
1 Cultivo boca (lobos marinos)
1 Cultivo vagina/prepucio (lobos marinos) a) Registrar las muestras en la bitácora de trabajo. b) Colocar los tubos de cultivo en hielo.
c) Colocar los tubos con sangre en las gradillas.
3. Procesamiento de muestras A. Frotis
a. Tomar una gota de sangre y realizar un frotis en un portaobjetos. b. Fijar el frotis con metanol.
c. Colocar los frotis fijados en una caja para transportar portaobjetos. d. Registrar los frotis con el número de identificación en la bitácora de trabajo.
B. Determinación de Microhematocrito
a. Tomar 0.1 ml de la sangre con un capilar.
b. Centrifugar los capilares a 3,000 rpm/5 minutos. c. Medir el paquete de eritrocitos
d. Realizar cálculos.
e. Registrar los resultados.
C. Determinación de Eosinófilos
a. Tomar un poco de sangre con el Kit Unopette según especificaciones del fabricante
b. Colocar 0.1 ml en la cámara de Neubauer c. Contar las células
d. Realizar cálculos
