Estudió de la respuesta eléctrica en ojo compuesto de Acocil por medio del
electrorretinograma.
Mendez Vega Gil Alina Marissa1
1Facultad de Ciencias, Universidad Nacional Autónoma de México, Ciudad de México.
RESUMEN.
El electrorretinograma refleja el funcionamiento de las capas de la retina (medias y externas). Este funcionamiento se aprecia por los cambios que se presentan cuando el ojo del organismo responde a estímulos luminosos mediante potenciales. En el presente trabajo se estudia cómo responden los fotorreceptores del ojo compuesto del acocil ante un estímulo luminoso por medio de un electrorretinograma.
Palabras clave: Electrorretinograma. Fotorreceptores. Ojo compuesto de acocil.
INTRODUCCION.
El acocil es un crustáceo bentónico que, por su anatomía, facilidad de manejo y por todo el conocimiento que se ha obtenido de él ha llegado a ser ampliamente utilizado como modelo en neurofisiología (Barrera Mera, 2013). Este organismo presenta un ganglio cerebroide dividido en tres partes, una de las cuales es el protocerebro que es el encargado de procesar la información visual prácticamente en su totalidad. Este se divide en tres partes en el ganglio óptico que se encarga del procesamiento de la información que es recibida por los fotorreceptores de la retina, el protocerebro lateral que se localiza en los tallos ópticos y el medial (Vizcarra, 2006 y Nelson, 2014).
La respuesta eléctrica del ojo compuesto de crustáceos fue estudiada inicialmente por Ruck & Jahn en 1954 y por Hanaoka y colaboradores en 1957 ya específicamente usando como
modelo al acocil (Kuwabara & Naka, 1957a). El ojo compuesto del acocil (Fig. 1) está compuesto de tres capas: el cono cristalino, la capa receptora y la proximal a la membrana basal.
Fig. 1. Microfotografía del ojo compuesto de Procambarus. C: capa del cono cristalino, R: capa de receptores, B: membrana basal, N: fibra nerviosa (Kuwabara & Naka,
El cono cristalino es una capa situada entre la córnea y el receptor. La capa receptora se puede dividir en dos partes: interna y externa, la externa corresponde a la parte distal de la retinula y la parte interna surge de la parte basal de la célula. La parte interior también contiene el rabdomo, que está rodeado por siete células de la retinula. La región proximal está formada por fibra nerviosa que procede hacia el ganglio óptico.
En un artículo publicado por Naka y Kuwabara en 1956 se registró un electrorretinograma (ERG) de la superficie corneal del ojo del acocil
(Fig. 2) en donde encontraron que este
constaba de dos componentes que denominaron H-I y H-II. H-I respondió sólo cuando la iluminación estaba encendida, mientras que la amplitud de H-II se mantuvo durante el estímulo (Kuwabara & Naka, 1957a).
Fig. 2. Electrorretinograma de acocil obtenido por Naka y Kuwabara (Miranda & Moreno, 2016).
Cuando se inserta un electrodo en la córnea del ojo se puede registrar la respuesta eléctrica de
los receptores cuando reciben el estímulo luminoso. Esta respuesta es la que se verá reflejada en el ERG y las características del registro que se obtiene dependen del número de receptores que se activan (Miranda & Moreno, 2016).
El ERG no es más que una suma de biopotenciales provocados en la retina por un estímulo luminoso (Peneca et.al., 2005).
OBJETIVOS.
Observar la correlacion entre los componentes del ERG HI y HII con respecto al pulso de luz, los cambios en el ERG cuando se está adaptando la retina a la luz y a la obscuridad.
MATERIAL Y MÉTODOS.
El ejemplar se obtuvo del acuario de la Facultad de Ciencias UNAM vivo, de aproximadamente 10 cm y se mantuvo en hielo mientras el equipo era preparado.
Preparación del sistema de registro. Se conectó la sonda de alta impedancia con los electrodos para el registro del ERG al amplificador IsoDAM8A. Se preparó también en Bridge8 con el transductor de luz. La lámpara se colocó fuera de la jaula de Faraday y por dentro solo se colocó la fibra óptica. Todos los dispositivos anteriores quedaron lejos de la preparación ya que solo eran únicamente útiles para tener una referencia del pulso en el programa de captura. Se calibró el sistema de
iluminación, se colocó la sonda de alta impedancia con la pinza para fémur y el clip de tierra se conectó con un caimán a la orilla de la jaula. El electrodo para el ERG se conectó en la terminal roja y se sujetó con el sujetador de acrílico para electrodos. Se colocó finalmente el microscopio estereoscópico sobre la región que contenía la preparación (Fig. 3).
Fig. 3. Dispositivo de montaje para el registro del ERG (Miranda & Moreno, 2016)
Preparación biológica.
Se utilizó la cabeza del acocil que se aisló parcialmente sumergida en solución Van Harreveld. Esta se colocó en una caja Petri sobre un aro de plastilina. Se colocó la punta libre de la fibra óptica cerca de la región cefálica y el electrodo de referencia (pin-caimán) sujetó un alfiler de acero que se mantuvo sumergido en la solución salina donde descansaba la preparación. Después se colocó el microscopio estereoscópico sobre la preparación. Con el aplificador IsoDAM8A encendido en la posición
Probe select se revisó si pasaba la señal.
Finalmente se insertó la punta del electrodo en la córnea y se comenzaron los registros. (Fig. 4).
Fig. 4. Preparación biológica y respuesta esperada (Miranda & Moreno, 2016).
Primero se utilizó una intensidad luminosa media aplicando pulsos de 10 segundos, después se utilizó una intensidad luminosa alta.
RESULTADOS.
Se obtuvo el registro del ERG usando intensidad luminosa media e intensidad luminosa alta (Fig. 5). Analizando por separado cada toma, cuando se utilizó una intensidad de luz media se pudo observar que cuando se encendía la luz no se generaban picos en el registro del ERG pero cuando se apagaba la luz los picos si se generaban (Fig. 6).
Al utilizar una intensidad de luz alta, cuando se encendió se produjo un pico y después ya no se
produjeron más (Fig.7). La frecuencia era mayor cuando la intensidad luminosa era mínima y aumentaba cuando la intensidad era mayor (Fig. 8).
Fig. 5. Registro del ERG
utilizando dos tipos
de intensidad luminosa.
Intensidad luminosa
media (a y b); Intensidad luminosa alta (c).
Fig. 6. Registro de ERG utilizando intensidad luminosa baja. Cuando no se aplicaba el estímulo se generaron picos (indicados con flechas) pero cuando se encendía la luz se dejaban de registrar los picos (indicado con la llave). La frecuencia en los periodos en los que no se aplicaba el estímulo era más rápida a comparación de aquellos en los que si se aplicaba el estímulo que era más lenta. En los dos
estímulos con intensidad de luz media se obtiene el mismo resultado. ERG (c) (b) (a) Pulso de luz Sin luz Con luz
Fig. 7. Registro de ERG utilizando intensidad luminosa alta. Cuando se encendió la luz se pudo aprecian que se generó un pico en respuesta al estímulo (flecha y círculo) y luego ya no se observó nada. Cuando no se tenía luz se pueden observar la presencia de algunos picos. Al igual que con la intensidad de luz media, la frecuencia en los periodos en los que no se aplicaba el estímulo era más
rápida a comparación de aquellos en los que si se aplicaba el estímulo que era más lenta.
Influencia de intensidad luminosa sobre la frecuencia.
Intensidad luminosa Frecuencia
Fig. 8. Influencia de la intensidad luminosa en la frecuencia. Cuando la intensidad luminosa es nula o muy baja, la frecuencia es muy alta pero cuando se tiene una intensidad luminosa muy alta la frecuencia es muy baja. (en este caso la frecuencia es medida en
tiempo) Con
luz Sin luz
DISCUSION.
En los artrópodos la respuesta de los fotorreceptores es una despolarización generalmente. Según un estudio realizado por
Naka & Kuwabara el componente HI se da cuando las células fotorreceptoras responden ante el estímulo luminoso mientras que el HII es una amplitud mantenida durante el estímulo luminoso (Kuwabara & Naka, 1957ª). Esto último se puede apreciar en la Fig. 7 en donde se obtuvo un pico justo cuando se encendió la luz que sería el componente HI y después ya no se produjo ningún pico que sería el componente HII en donde se mantiene la amplitud durante el estímulo.
Con la intensidad luminosa baja no se observó lo que Naka & Kuwabara nos muestran en sus resultados del ERG del acocil, por el contrario, se presentaron picos antes de que se encendiera la luz a intensidad media y ningún pico cuando se aplicó el estímulo. Lo mismo ocurrió en la intensidad alta, a pesar de que, si se observa el pico de respuesta ante el estímulo luminoso, cuando no se tiene luz se pueden observar picos. Esto pudo haber ocurrido porque en el protocolo utilizado se indicaba que se debía de adaptar el ojo del acocil a la oscuridad cubriendo la preparación lo cual no se realizó y todo el tiempo estuvo la preparación expuesta a la luz aparte de la que se utilizaba de la lámpara y los picos que observamos
pueden ser las respuestas a ese estimulo de luz extra. También es importante recordar que la intensidad luminosa influye en la respuesta que se genere.
El acocil es un organismo que es atraído mayoritariamente por intensidades luminosas bajas. Cuando estas intensidades bajas se presentan el organismo sale a realizar sus actividades (Fanjul & Hiriart, 1998). Esto podría estar relacionado al aumento de frecuencia dependiendo de la intensidad de luz que se tenga. Con intensidades luminosas bajas la frecuencia es menor ya que es cuando la visión del acocil es mejor y cuando la intensidad luminosa aumenta la frecuencia se ve aumentada ya que el ojo del organismo no funciona tan bien como lo hace con intensidades bajas de luz.
CONCLUSION.
Por medio del ERG se pudo observar cómo es que funciona la retina del acocil.
Al comparar los resultados obtenidos con los ya publicados se pudieron apreciar ciertas diferencias que nos ayudaron a ver que es importante seguir cada paso del protocolo ya que se pueden tener variantes que afecten nuestros resultados.
Con este trabajo se demuestra en parte porque este organismo se considera un buen modelo para este tipo de estudios.
REFERENCIAS.
Barrera-Mera, B. (2013). El acocil y otros invertebrados en las neurociencias Arch Neurocien (Mex).
Fanjul, M.L., Hiriart, M., Fernández, F. (1998). Biología Funcional de los Animales. Siglo Veintiuno Editores, México.
Kuwabara, M. & Naka, K. (1957a). Two components of the e.r.g. from the compound eye of the cray-fish.
Miranda, M. & Moreno, E. (2016). Manual de Prácticas de Biología de Animales II. México: Las Prensas de Ciencias.
Nelson, J. (2014). El RNA mensajero de la hormona hiperglucemiante de
crustáceos presenta oscilaciones
circadianas en el acocil Procambarus clarkii, tesis maestría, Universidad Nacional Autónoma de México.
Peneca, R., Francisco, M., Santiesteban, R., Carrero, M. & Mendoza, C. (2005). Electrorretinograma. Valores normales con diferentes protocolos de estudio. marzo 19, 2017, de Instituto de Neurología y Neurocirugía La Habana,
Cuba Sitio web:
http://bvs.sld.cu/revistas/oft/vol18_2_05/of t04205.pdf
Vizcarra, B. Efecto de la D-glucosa sobre los mecanismos responsables de la génesis del electrorretinograma (ERG) en la retina del acocil Procambarus clarkii en condiciones in vitro, tesis licenciatura, Universidad Nacional Autónoma de México.
