PRIMER PREMIO MICROBIOLOGÍA 2012-Carlos Vicente García

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ESPECIALIDAD EN DIRECCION DE ESTACIONES DEPURADORAS DE AGUAS ESPECIALIDAD EN DIRECCION DE ESTACIONES DEPURADORAS DE AGUAS ESPECIALIDAD EN DIRECCION DE ESTACIONES DEPURADORAS DE AGUAS ESPECIALIDAD EN DIRECCION DE ESTACIONES DEPURADORAS DE AGUAS

RESIDUALES RESIDUALES RESIDUALES RESIDUALES

TRABAJO FINAL DE MÁ

TRABAJO FINAL DE MÁSTER

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Realizado por:

CARLOS

CARLOS VICENTE GARCÍA

VICENTE GARCÍA

GRUPO AGUAS DE VALENCIA GRUPO AGUAS DE VALENCIA GRUPO AGUAS DE VALENCIA GRUPO AGUAS DE VALENCIA

EDAR QUART EDAR QUART EDAR QUART

EDAR QUART----BENABENABENABENAGERGERGER GER

Directores:

DANIEL AGUADO GARCÍA JOAQUÍN SERRALTA SEVILLA

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DATOS DATOS DATOS DATOS

Autor: Carlos Vicente García

Autor: Carlos Vicente García Autor: Carlos Vicente García Autor: Carlos Vicente García Dirección: Ronda del Parque nº 14 Dirección: Ronda del Parque nº 14 Dirección: Ronda del Parque nº 14

Dirección: Ronda del Parque nº 14 5ªE5ªE5ªE5ªE CP CP CP CP 44002 TERUEL44002 TERUEL44002 TERUEL44002 TERUEL eeee----mail: mail: mail: mail: [email protected]@[email protected]@hotmail.com

Teléfono: 600317795 Teléfono: 600317795 Teléfono: 600317795 Teléfono: 600317795 Empresa: Empresa: Empresa:

Empresa: Grupo Aguas de Valencia, Gran Vía Marqués del Turia, 19Grupo Aguas de Valencia, Gran Vía Marqués del Turia, 19Grupo Aguas de Valencia, Gran Vía Marqués del Turia, 19Grupo Aguas de Valencia, Gran Vía Marqués del Turia, 19 CP46005 CP46005 CP46005 CP46005 Valenci Valenci Valenci Valenciaaaa

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RESUMEN

__________________________________________________________________________________________________________

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R R R

RESUMENESUMENESUMENESUMEN

El problema de la eutrofización causa deterioros de los ecosistemas acuáticos. La solución a este problema pasa por la minimización de los vertidos y del exceso de nutrientes, principalmente nitrógeno y fósforo, en las aguas vertidas a cauces naturales (ríos, lagos, mares). Las estaciones de tratamiento de aguas residuales son las encargadas de eliminar gran cantidad de estos nutrientes, reduciendo considerablemente su volumen en los vertidos a los ecosistemas acuáticos.

La implantación de esquemas de tratamiento para la eliminación biológica de nitrógeno, es necesaria para abordar la minimización del problema de la eutrofización. Sin embargo, el diseño de muchas estaciones depuradoras de aguas residuales (EDAR), realizadas cuando la legislación no exigía la eliminación de nutrientes, no permite la eliminación biológica de nitrógeno mediante el proceso nitrificación/desnitrificación.

Actualmente, la normativa vigente obliga a muchas de estas EDAR a buscar soluciones con el fin de cumplir los requisitos de vertido. Las soluciones pasan por la construcción de un nuevo reactor o la construcción de una cámara anóxica, y la instalación de una corriente de recirculación interna, soluciones todas ellas que suponen una elevada inversión económica, además de un largo tiempo de ejecución.

El objetivo principal de este trabajo es estudiar la eliminación biológica de nitrógeno en plantas que no hayan sido diseñadas para ello (sin zona anóxica y/o sin recirculación interna). Para ello se ha realizado un estudio en planta piloto en el que se pretende mediante aireación intermitente alcanzar concentraciones de nitrógeno admisibles por la legislación con un consumo energético mínimo, es decir, trabajando con un tiempo de retención celular (TRC) aerobio bajo y concentraciones de oxígeno disuelto bajas.

En este estudio se muestra la utilidad de integrar diversas técnicas, como son las técnicas microscópicas moleculares (hibridación

in situ

FISH), técnicas respirométricas, y técnicas microscópicas simples (contraste de fases, tinciones) a los sistemas de eliminación biológica de nitrógeno, mostrando la utilidad de dichas técnicas para el seguimiento y control de los procesos biológicos. Complementado además con resultados analíticos y operacionales demostrando con todo ello que la aireación intermitente es un sistema perfectamente válido para la eliminación biológica de nitrógeno y la optimización energética.

Además, se utilizará el software DESASS para la simulación de la planta piloto, ajustando los parámetros cinéticos para reproducir los resultados experimentales obtenidos mediante las técnicas mencionadas anteriormente.

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El trabajo desarrollado en el presente estudio supone un conocimiento más profundo de los sistemas de eliminación de nitrógeno, además de dar solución a otro de los principales problemas que actualmente tiene lugar en las estaciones depuradoras de agua residual como es la optimización energética y ahorro económico.

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ÍNDICE

__________________________________________________________________________________________________________

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(9)

ÍNDICE

1-

INTRODUCCIÓN ... 3

1.1- La eutrofización ... 3

1.2- El nitrógeno en sistemas acuáticos ... 5

1.3- El nitrógeno en las aguas residuales ... 6

1.4- El fósforo en las aguas residuales ... 8

1.5- Legislación ... 8

1.6- Eliminación biológica de nitrógeno en aguas residuales ... 10

1.6.1- Nitrificación y sus factores ... 10

1.6.2- Metabolismo implicado en el proceso de nitrificación ... 11

1.6.3- Proceso de desnitrificación ... 12

1.6.4- Metabolismo implicado en el proceso de desnitrificación ... 13

1.6.5- Esquemas del proceso de eliminación biológica de nitrógeno ... 14

1.6.6- Esquemas de eliminación biológica conjunta de nitrógeno y fósforo. ... 15

1.7- Eliminación físico-química de nitrógeno en aguas residuales ... 18

1.8- Control del proceso nitrificación/desnitrificación mediante aireación intermitente. ... 19

1.9- Técnicas microscópicas ... 20

1.10- Hibridación in situ (FISH) ... 22

1.10.1- Organismos responsables de la nitrificación y sondas FISH utilizadas para su identificación. ... 23

1.10.2- Organismos responsables de la desnitrificación y sondas FISH utilizadas para su identificación. ... 25

1.11- Respirometría ... 26

1.11.1- Análisis de los diferentes tipos de respirómetros. ... 26

1.12- Software de simulación de EDAR: DESASS ... 28

1.12.1- Características del software ... 28

1.12.2- Modelos utilizados ... 29

1.12.3- Aplicaciones ... 29

2-

OBJETIVO ... 33

3-

MATERIALES Y MÉTODOS ... 37

3.1- Descripción de la planta piloto ... 37 3.2- Antecedentes: Prediseño, montaje y puesta en marcha de la planta piloto. 39

(10)

3.3- Condiciones de operación ... 41

3.4- Fases del estudio ... 42

3.5- Método de identificación y cuantificación de las poblaciones bacterianas . 43 3.5.1- Condiciones de hibridación ... 43

3.5.2- Hibridación de las muestras ... 44

3.5.3- Cuantificación de las poblaciones bacterianas ... 46

3.6- Tinciones para la detección de bacterias PAO ... 47

3.6.1- Tinción de poli-fosfatos (Azul de metileno) ... 47

3.6.2- Tinción de PHB (Sudan Black) ... 48

3.7- Caracterización química ... 49

3.7.1- Determinación de la concentración de sólidos en suspensión, SST y SSV. ... 49

3.7.2- Determinación de la Demanda Química de Oxígeno, DQO ... 49

3.7.3- Determinación de Nitrógeno Total, NT. ... 49

3.7.4- Determinación de nitrato, NO3-. ... 49

3.7.5- Determinación de nitrito, NO2-. ... 50

3.7.6- Determinación de amonio, NH4+. ... 50

3.7.7- Determinación de fósforo total, PT. ... 50

3.8- Respirometría ... 51

3.8.1- Respirómetro BM-T ... 51

3.8.2- Modos de ensayo del respirómetro BM-T ... 53

3.8.3- Parámetros respirométricos determinados ... 54

4-

RESULTADOS ... 60

4.1- Resultados analíticos y de operación ... 60

4.2- Resultados de la identificación y cuantificación de bacterias nitrificantes mediante la técnica FISH. ... 65

4.2.1- Bacterias amonioxidantes (AOB) ... 65

4.2.2- Bacterias nitritoxidantes (NOB) ... 67

4.3- Visualización al microscopio óptico ... 69

4.3.1- Bioindicación del fango activo. ... 69

4.3.2- Tinción de poli-fosfatos (Azul de metileno) ... 71

4.3.3- Tinción de polihidroxibutiratos, PHB (Sudan Black) ... 72

4.4- Determinación de parámetros cinéticos mediante técnicas respirométricas73 4.4.1- Ensayos respirométricos biomasa autótrofa. ... 73

(11)

4.4.1.2- Determinación de la tasa máxima de respiración de las autótrofas (Rsmáx auto) y

tasa máxima de respiración por sólido suspendido volátil (Rspmáx auto) ... 75

4.4.1.3- Determinación de la tasa máxima de consumo de amonio (RN). ... 75

4.4.1.4- Determinación de la tasa específica global de consumo de amonio (AUR). ... 76

4.4.1.5- Determinación de la biomasa autótrofa (XA) ... 76

4.4.1.6- Determinación de la tasa específica de nitrificación máxima (qN) ... 77

4.4.1.7- Determinación de la tasa máxima de crecimiento de la biomasa autótrofa (μa,max) . 77 4.4.1.8- Determinación de la tasa de crecimiento específico de la biomasa autótrofa (μa) ... 77

4.4.1.9- Determinación del tiempo de retención mínimo para la nitrificación (TRCnitrificación) 78 4.4.2- Ensayos respirométricos biomasa heterótrofa. ... 78

4.4.2.1- Determinación de YH... 78

4.4.2.1- Determinación de la tasa máxima de respiración de las heterótrofas (Rsmáx hetero) y tasa máxima de respiración por sólido suspendido volátil (Rspmáx hetero) ... 80

4.4.3- Análisis e interpretación de los resultados de respirometría ... 81

4.5- Diseño y simulación de la planta piloto mediante el software DESASS. ... 82

4.5.1- Simulación de la planta piloto con nitrificación en una etapa. ... 84

4.5.2- Simulación de la planta piloto con nitrificación en dos etapas. ... 89

5-

CONCLUSIONES ... 98

(12)

(13)

INDICE DE FIGURAS

Figura 1- Origen de los vertidos causantes de la eutrofización ... 4

Figura 2- Ciclo del nitrógeno en la naturaleza. ... 5

Figura 3- Fracciones del nitrógeno en el agua residual ... 7

Figura 4- Fracciones del fósforo en el agua residual ... 8

Figura 5- Esquema del proceso Ludzack-Ettinger modificado ... 14

Figura 6- Esquema BARDENPHO ... 14

Figura 7- Esquema A2/O ... 15

Figura 8- Esquema UCT ... 16

Figura 9- Esquema UCT modificado ... 16

Figura 10- Esquema JHB ... 17

Figura 11- Esquema ISAH ... 17

Figura 12- Foto Planta Piloto ... 38

Figura 13- Foto equipo de bombeo planta piloto ... 40

Figura 14- Respirómetro BM-T ... 51

Figura 15- Esquema respirómetro ... 52

Figura 16- Elementos vaso reactor del respirómetro ... 53

Figura 17- Gráfica de determinaciones de amonio, nitrato y nitrito durante el periodo de estudio ... 61

Figura 18- Porcentaje de eliminación de DQO, NT y PT de la planta piloto ... 62

Figura 19- Evolución del pH y la concentración de oxígeno en varios ciclos de operación de la planta piloto. ... 63

Figura 20- Evolución de los sólidos suspendidos volátiles del reactor biológico ... 64

Figura 21- Fotos con las sondas Nso1225 amonioxidantes de la clase β-proteobacteria 600x (Figura 21A) y EUBmix 338 (Figura 21B) ... 65

Figura 22- Fotos con las sondas Nso1225 amonioxidantes de la clase β-proteobacteria 600x (Figura 22A) y EUBmix 338 (Figura 22B) ... 66

Figura 23- Porcentaje Hibridación AOB ... 66

Figura 24- Fotos con la sonda Ntspa662, nitritoxidantes flecha blanca 600x (Figura 24A) y Eubacterias flecha blanca 600x (Figura 24B) sondas EUBmix 338, 600x ... 67

Figura 25- Fotos con la sonda Ntspa662, nitritoxidantes flecha blanca 600x (Figura 25A) y Eubacterias flecha blanca 600x (Figura 25B) sondas EUBmix 338, 600x ... 67

Figura 26- Porcentaje Hibridación NOB ... 68

Figura 27- Foto del flóculo de una muestra tomada el 09/09/11 de la planta piloto. Objetivo 10x ... 69

Figura 28- Foto de

Rotaria

sp. de una muestra tomada el 30/08/11 de la planta piloto. Objetivo 10x ... 70

Figura 29- Foto del flóculo de una muestra tomada el 27/09/11 de la planta piloto. Objetivo 10x ... 70

Figura 30- Fotos tinción poli-fosfatos objetivo 100x ... 72

Figura 31- Foto tinción Sudan Black objetivo 100x ... 72

(14)

Figura 33- Obtención de la pendiente de YA ... 74

Figura 34- Gráfica de obtención de la Rsmáx de las bacterias autótrofas ... 75

Figura 35- Gráfica de obtención de YH mediante respirometría ... 78

Figura 36- Obtención de la pendiente YH ... 79

Figura 37- Gráfica de obtención de la Rsmáx de las bacterias heterótrofas ... 80

Figura 38- Esquema planta piloto para la simulación en DESASS ... 82

Figura 39- Caudales y cargas de entrada a la planta piloto... 83

Figura 40- Cinética de la biomasa heterótrofa en la simulación de la nitrificación en una etapa. ... 85

Figura 41- Cinética de la biomasa autótrofa en la simulación de la nitrificación en una etapa. ... 85

Figura 42- Cinética de la biomasa PAO en la simulación de la nitrificación en una etapa. ... 86

Figura 43- Resultados del efluente en la simulación de la nitrificación en una etapa. ... 87

Figura 44- Resultados del fraccionamiento del nitrógeno en el efluente del reactor en la simulación de la nitrificación en una etapa. ... 88

Figura 45- Resultados del fosfato y biomasa PAO en el efluente del reactor en la simulación de la nitrificación en una etapa. ... 88

Figura 46- Resultados de la salida del reactor en la simulación de la nitrificación en una etapa. ... 89

Figura 47- Cinética de la biomasa heterótrofa en la simulación de la nitrificación en dos etapas. ... 90

Figura 48- Cinética de la biomasa autótrofa en la simulación de la nitrificación en dos etapas. ... 91

Figura 49- Cinética de la biomasa PAO en la simulación de la nitrificación en dos etapas. ... 91

Figura 50- Resultados del efluente en la simulación de la nitrificación en dos etapas. ... 92

Figura 51- Resultados del fraccionamiento del nitrógeno en el efluente del reactor en la simulación de la nitrificación en dos etapas. ... 93

Figura 52- Resultados del fosfato y biomasa PAO en el efluente del reactor en la simulación de la nitrificación en dos etapas. ... 93

Figura 53- Resultados de la salida del reactor en la simulación de la nitrificación en dos etapas. ... 94

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INDICE DE TABLAS

Tabla 1- Grado de eutrofia en sistemas lénticos OCDE, 1982. ... 4

Tabla 2- Requisitos de vertido de EDAR (Directiva 91/271/CEE) ... 10

Tabla 3- Requisitos de vertido de EDAR en zonas sensibles (Directiva 91/271/CEE) 10 Tabla 4- Sondas FISH bacterias nitrificantes ... 24

Tabla 5- Sondas FISH bacterias desnitrificantes ... 25

Tabla 6- Composición agua residual sintética ... 37

Tabla 7- Parámetros de diseño iniciales ... 39

Tabla 8- Condiciones de operación de la planta piloto ... 42

Tabla 9- Volúmenes de reactivos en función del porcentaje de formamida para la preparación de la solución tampón de hibridación en la técnica FISH ... 45

Tabla 10- Volúmenes de reactivos en función del porcentaje de formamida para la preparación de la solución tampón de lavado en la técnica FISH ... 45

Tabla 11- Sondas FISH de bacterias nitrificantes utilizadas para la identificación y cuantificación... 45

Tabla 12- Parámetros de la biomasa autótrofa y heterótrofa obtenidos mediante respirometría ... 55

Tabla 13- Fórmulas y fuentes bibliográficas de la biomasa autótrofa ... 56

Tabla 14- Tabla resumen caracterizaciones físico-químicas de la planta piloto ... 64

Tabla 15- Valores para el cálculo del rendimiento biomasa autótrofa ... 73

Tabla 16- Valores para el cálculo del rendimiento biomasa heterótrofa ... 79

Tabla 17- Tabla resumen parámetros respirométrico ... 81

(16)

(17)

1

11

(18)

(19)

1

11 1---- INTRODUCCIÓN

INTRODUCCIÓN

1.1

1.1 1.1---- La eutrofización

La eutrofización

El origen de las aguas residuales hace referencia a toda combinación de líquidos o aguas que transportan residuos y que producen una contaminación al agua de carácter físico, químico o biológico. Así pues, la producción de aguas residuales se ha visto incrementada de forma exponencial en las últimas décadas, de igual forma que la industrialización y explotación de los recursos en nuestra sociedad.

El agua residual puede llegar eventualmente a formar parte del agua subterránea, superficial o pluvial, con la consiguiente contaminación de estos flujos hidrológicos. Gracias al tratamiento de las aguas residuales en Estaciones Depuradoras de Aguas Residuales (EDAR), la incorporación de agua residual al medio se ha visto reducida. Si bien es cierto, que el tratamiento de las aguas residuales tiene años de historia, es en la actualidad, cuando la concienciación y principalmente la legislación de los estados, ha provocado un aumento en los porcentajes de agua residual tratada, así como en la calidad del agua efluente de las EDAR.

A pesar de ello, los vertidos de aguas residuales urbanas constituyen, por su importancia, la segunda fuente de contaminación de medios acuáticos en forma de eutrofización (Comisión Europea 1998).

La eutrofización consiste en un desarrollo excesivo de algas en una masa de agua superficial estancada, que origina una alteración de sus características físico-químicas iniciales. Los responsables de este fenómeno son principalmente los nutrientes que reciben los organismos vegetales y que ven incrementada continuamente su concentración en las aguas continentales como consecuencia de los vertidos de aguas residuales (Villaseñor 2001) (Figura 1).

La eutrofización es un proceso natural, sin embargo puede verse acelerada debido a la contaminación del agua por agricultura, vertidos de aguas residuales, etc. (Figura 1).

La proliferación exagerada de algas da lugar a problemas como aumento de turbidez, incremento de pH, descomposición de las algas muertas agotando el oxígeno, generación de sustancias tóxicas por parte de algunos microorganismos. La solución de los problemas de eutrofización pasa, principalmente, por la limitación de la entrada de nutrientes (nitrógeno y fósforo) y la eliminación de los presentes en el sedimento.

(20)

Figura Figura Figura

Figura 1111---- Origen Origen Origen de los Origen de los de los de los vertidos causantes de lavertidos causantes de lavertidos causantes de lavertidos causantes de la eutrofizacióneutrofizacióneutrofización eutrofización

La clasificación de eutrofia de sistemas lóticos es complicada por lo que la mayoría de clasificaciones eutróficas aparecen en sistemas lénticos, así pues encontramos tres tipos de clasificación: TSI “

Trophic State Index

” determinado a partir del disco de Secchi, concentración de clorofila y de fósforo (Carlson 1977), modelo basado en los aportes de nutrientes esperados y las condiciones hidrológicas (Vollenweider 1976), o bien en base a los niveles de clorofila, transparencia y fósforo propuesto por la (OCDE 1982). Esta última clasificación es la que se muestra en la Tabla 1.

Tabla Tabla Tabla

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1.2

1.2 1.2---- El nitrógeno en sistemas acuáticos

El nitrógeno en sistemas acuáticos

El nitrógeno es esencial para todos los organismos, es parte fundamental de moléculas como proteínas y ácidos nucleicos y es un nutriente indispensable en el crecimiento de organismos fotosintéticos.

En la química del agua, los compuestos del nitrógeno, NH4+, NO2-, NO3- y nitrógeno orgánico, representan un papel muy importante puesto que son ellos los verdaderamente responsables del crecimiento de los organismos animales y vegetales en el medio acuático (Figura 2).

En condiciones normales, los compuestos nitrogenados del agua provienen fundamentalmente de la degradación de la materia orgánica muerta.

Figura 2222---- CicloCicloCiclo del Ciclodel del del nitrógenonitrógenonitrógenonitrógeno en la naturaleza.en la naturaleza.en la naturaleza.en la naturaleza.

En condiciones del medio alteradas, los aportes adicionales de nitrógeno proceden mayoritariamente de los vertidos urbanos y de ciertas instalaciones industriales, así como del uso creciente de fertilizantes y pesticidas en la agricultura. En este sentido, los vertidos de compuestos nitrogenados deben reducirse paulatinamente, tanto en industrias como en la agricultura y ganadería.

En la naturaleza, y en presencia de oxígeno, el nitrógeno amoniacal se transforma en nitrito y éste, rápidamente, en nitratos, que es la forma más oxidada que se encuentra el nitrógeno en el agua.

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Para conocer la calidad de un agua potable, los mejores indicadores son el contenido en amoniaco, en materia orgánica, en nitritos y en bacterias. La reglamentación española considera al amoniaco como un componente no deseado en el agua potable y establece como valor orientativo de calidad 0'05 mg/l y como valor limite tolerable 0'5 mg/l. En cuanto a nitratos, la Directiva Comunitaria de 15/7/80 fija un nivel guía de 25 mg/l y una concentración máxima admisible de 50 mg/l.

Los nitritos no son aceptables en las aguas potables. Proceden de la oxidación incompleta del amoniaco y de la reducción bacteriana incompleta de los nitratos. Un agua que contenga nitritos puede considerarse un agua contaminada por materias fecales. La reglamentación española establece como valor orientador de calidad la ausencia de nitritos en un agua de consumo, y como valor máximo tolerable hasta 0'1 mg/l. Todas los valores superiores a estos determinan la contaminación del agua.

Los nitratos se pueden transformar en nitritos en función de reacciones químicas y biológicas del aparato digestivo. Los nitritos pasan rápidamente a la sangre y se fijan a la hemoglobina impidiendo la oxigenación de los tejidos. Esta enfermedad, metahemoglobinemia perjudica principalmente a niños. Los iones nitrito pueden formar compuestos nitrogenados en el organismo, que, en un porcentaje elevado, hay indicios de que sean cancerígenos.

Por otra parte, el nitrógeno puede ser tóxico para los peces. La Directiva Europea de 18/7/78, fija la concentración máxima en nitrito en el agua apta para la vida piscícola en 0,03 mg/l. En forma de nitritos, el nitrógeno es perjudicial para los mamíferos.

El análisis de todos los compuestos nitrogenados citados es imprescindible para la determinación de la calidad de las aguas, tanto destinadas a consumo humano como procedentes de procesos de depuración, siendo necesario el adoptar medidas de tratamiento para su eliminación o reducción de concentración.

1.3

1.3 1.3---- El nitrógeno en las aguas residuales

El nitrógeno en las aguas residuales

Siendo más específicos y desde el enfoque de las aguas residuales son tres las formas en las que se presenta el nitrógeno (Figura 3). Así podemos distinguir:

-Nitrógeno orgánico: Se encuentra constituido fundamentalmente por urea y proteínas. La descomposición bacteriana y la hidrólisis pueden favorecer la conversión de este nitrógeno orgánico en nitrógeno amoniacal antes de que el agua residual llegue a la EDAR estando ligada esta conversión al tiempo de residencia que el agua residual permanece en los colectores de la red de alcantarillado.

(23)

Presenta concentraciones en las aguas residuales urbanas entre los 10 y 20 mg/l. -Nitrógeno amoniacal (NH4+, NH3): El nitrógeno amoniacal se puede presentar en forma de amonio (NH4+) o en forma de amoniaco (NH3), en función del valor de pH del agua residual.

Se encuentra presente en aguas residuales urbanas en concentraciones entre 30 y 65 mg/l. Esta forma de nitrógeno es oxidada a nitrato en los reactores biológicos en el proceso de nitrificación, siendo vital el funcionamiento de esta etapa para una posterior eliminación biológica de nitrógeno.

-Nitrógeno nítrico (NO2-, NO3-): El nitrógeno nítrico puede presentarse en forma de nitrito (NO2-) o de nitrato (NO3-). El nitrito es inestable y fácilmente oxidable a nitrato, por lo que su presencia en aguas residuales suele ser despreciable. La presencia de nitratos puede deberse a la contribución de las aguas subterráneas donde sus niveles pueden ser notables, o a la oxidación del amonio en presencia de oxígeno. Esta última vía es poco probable en la entrada a la EDAR, ya que el oxígeno presente en los sistemas de recogida de aguas residuales es muy bajo debido a la gran demanda, además la cantidad de nitrato presente en el influente suele ser baja o nula, debido a que puede usarse como aceptor de electrones en ausencia de oxígeno, situación habitual en los sistemas de alcantarillado.

Esta propiedad de aceptor de electrones hace que el nitrato sea un elemento importante para el proceso de desnitrificación en la eliminación biológica de nitrógeno en el tratamiento secundario de las EDAR.

Figura 3333---- Fracciones del nitrógeno en el agua residualFracciones del nitrógeno en el agua residualFracciones del nitrógeno en el agua residualFracciones del nitrógeno en el agua residual

La contribución de cada una de estas fracciones puede cambiar sustancialmente en función del sistema a analizar: agua residual influente, licor mezcla, agua decantada, agua efluente, fango digerido, etc.

(24)

1.4

1.4 1.4---- El fósforo en las aguas residuales

El fósforo en las aguas residuales

En las aguas residuales es posible encontrar el fósforo en distintas formas (Figura 4):

- Ortofosfatos (PO43-, HPO42-, H2PO4-, H3PO4): Suelen encontrarse en aguas residuales en unas concentraciones típicas entre 3 y 7 mg/l. En esta forma, el fósforo es fácilmente asimilable por la biomasa. Los ortofosfatos pertenecen a la fracción inorgánica del fósforo presente en las aguas residuales.

- Poli-fosfatos (PO33-)n: Son polímeros formados por monómeros de fosfato. Son almacenados intracelularmente, y degradados a ortofosfatos. No suelen encontrarse en aguas residuales, pero si en los reactores de fangos activos de las estaciones depuradoras de aguas residuales.

- Fósforo precipitado (me-P): Fracción de ortofosfatos que forma precipitados con metales. Esta fracción suele ser importante en el reactor de fangos activos.

- Fósforo orgánico: Es la fracción del fósforo asociada a la materia orgánica. Su concentración típica está en torno a 3 mg/l. Dentro del fósforo orgánico se encuentran especies como los ácidos nucleicos, los fosfolípidos y el ATP.

Figura 4444---- Fracciones del fósforo en el agua residualFracciones del fósforo en el agua residualFracciones del fósforo en el agua residualFracciones del fósforo en el agua residual

1.5

1.5 1.5---- Legislación

Legislación

La legislación referente a la protección de las aguas ha tenido una evolución del derecho de aguas en aras de la protección ambiental, teniendo una consideración progresiva del agua como recurso natural. Así ya la ley de aguas de 1985 otorga a la calidad de las aguas un valor sin precedentes, es decir, compatibilizar la gestión del agua con la protección ambiental. Más tarde hay una reforma de la ley de aguas de 1999. Finalmente como legislación más genérica cabe destacar la transposición de la directiva marco 2000, a través del texto refundido de la ley de aguas (TRLA) que se corresponde con el Real Decreto legislativo 1/2001, la cual es una norma de contenido esencialmente ambiental.

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Centrando la normativa de protección de aguas en el ámbito de las aguas residuales, encontramos en primer lugar la normativa a nivel europeo. La normativa aplicable es la Directiva 91/271/CEE de saneamiento y depuración de aguas residuales. Esta Directiva tiene como objetivos la construcción de infraestructuras de saneamiento y depuración, así como lograr determinados niveles de emisión de las aguas una vez depuradas. La Directiva 98/15/CE, por la que se modifica la Directiva 91/271/CEE en relación con determinados requisitos establecidos en su anexo I y la Directiva 2000/60/CE más conocida como directiva marco del agua.

A su vez esta Directiva 91/271 marca una serie de obligaciones consistentes en que las aglomeraciones urbanas deben en determinados plazos, dotarse de sistemas de colectores que recojan las aguas residuales, y además, someter esas aguas residuales a tratamientos de depuración adecuados, exigiendo como regla general en poblaciones de más de 5000 habitantes, plantas de tratamiento secundario.

La normativa vigente en materia de aguas residuales a nivel estatal queda marcada por el Real decreto-ley 11/1995 de tratamiento de aguas residuales, que a su vez queda desarrollado por el Real Decreto 509/1996.

También de régimen estatal es el Real Decreto 1620/2007 de régimen jurídico de la reutilización de las aguas depuradas. Así como la Orden de 12 de noviembre de 1987, sobre normas de emisión, objetivos de calidad y métodos de medición de referencia relativos a determinadas sustancias nocivas o peligrosas contenidas en los vertidos de aguas residuales.

Más focalizado en la legislación autonómica valenciana, encontramos como normativa vigente la Ley 2/1992 reguladora de la evaluación, tratamiento y reutilización de las aguas residuales y el Decreto 266/1994, regulador del canon de saneamiento.

Así pues los aspectos competenciales en materia de aguas residuales han sido tradicionalmente de carácter local, aunque hay un progresivo desplazamiento a instancias territoriales superiores (interés supramunicipal, normativa autonómica). La autorización de vertido es una competencia local (art 101 TRLA), los valores de emisión vienen fijados en la legislación estatal y autonómica.

En la Directiva 91/271, como en el Real Decreto ley 11/1995, se desarrolla la aplicación de tratamientos a las aguas residuales antes de su vertido a las aguas continentales o marítimas. También esta normativa define el concepto de “zona sensible”, por lo que los vertidos procedentes de una EDAR deberán cumplir las limitaciones expuestas en la Directiva 91/271/CEE (ver Tablas 2 y 3), en base a la catalogación de la situación local, limitando la concentración o porcentaje de reducción de nutrientes (nitrógeno y fósforo), en caso de tratarse de una “zona sensible”.

(26)

Tabla Tabla Tabla

Tabla 2222---- Requisitos de vertido de EDARRequisitos de vertido de EDARRequisitos de vertido de EDAR (Directiva 91/271/CEE)Requisitos de vertido de EDAR(Directiva 91/271/CEE)(Directiva 91/271/CEE) (Directiva 91/271/CEE)

Tabla Tabla Tabla

Tabla 3333---- Requisitos de vertido de EDAR en zonas sensiblesRequisitos de vertido de EDAR en zonas sensiblesRequisitos de vertido de EDAR en zonas sensiblesRequisitos de vertido de EDAR en zonas sensibles (Directiva 91/271/CEE)(Directiva 91/271/CEE)(Directiva 91/271/CEE)(Directiva 91/271/CEE)

1.6

1.6 1.6---- Eliminación biológica de nitrógeno

Eliminación biológica de nitrógeno

Eliminación biológica de nitrógeno en aguas residuales

en aguas residuales

La eliminación biológica de nitrógeno en las aguas residuales necesita que se lleven a cabo dos procesos: la nitrificación, transformación del nitrógeno amoniacal en nitratos, y la desnitrificación, transformación de nitratos en nitrógeno gas.

1.6.1 1.6.11.6.1

1.6.1---- NitrificaciónNitrificaciónNitrificaciónNitrificación y sus factoresy sus factoresy sus factores y sus factores

El nitrógeno presente en un agua residual se encuentra mayoritariamente en forma amoniacal. El vertido de un agua residual con alto contenido en amonio a un medio acuático puede producir un agotamiento de los recursos de oxígeno de las aguas receptoras al producirse la oxidación del amoníaco a nitrato. Una forma de evitar este agotamiento de oxígeno en el medio receptor consiste en oxidar el nitrógeno antes de su descarga en una estación depuradora de aguas residuales.

El proceso de nitrificación en EDAR se ve limitado principalmente por tres factores:

- Temperatura: El crecimiento de las bacterias nitrificantes varía con la temperatura, situándose el valor óptimo en el rango 26-30 ºC. El valor de la temperatura afecta a los valores de las constantes de equilibrio, ácido/base, gas/líquido, a la solubilidad de las sustancias, a los coeficientes de difusión y a la actividad enzimática. La influencia de la temperatura en las diferentes constantes biológicas o físicas se expresa habitualmente mediante una expresión modificada de la ecuación de Arrhenius, aplicable a todos los procesos biológicos.

(27)

KT y K20 = Valor del parámetro a las temperaturas T y 20ºC respectivamente. η = Coeficiente que depende del proceso.

T = Temperatura en ºC.

- Limitaciones en la transferencia y difusión de oxígeno: En el caso de los cultivos en suspensión, la transferencia de materia entre fases puede limitar el crecimiento, es decir, el oxígeno se suministra en fase gas y tiene que llegar a la fase líquida para ser consumido.

- pH: El pH óptimo de las bacterias está entre 7.5 y 8.5, aunque la nitrificación biológica se puede llevar a cabo en un rango más amplio (entre 6-10). En la limitación del crecimiento de las bacterias nitrificantes debido al pH se diferencian dos causas. La primera es que el pH afecta a la actividad enzimática. La segunda es que la concentración de protones afecta a los equilibrios ácido/base.

1.6.2 1.6.21.6.2

1.6.2---- Metabolismo implicado en el proceso de nitrificaciónMetabolismo implicado en el proceso de nitrificaciónMetabolismo implicado en el proceso de nitrificaciónMetabolismo implicado en el proceso de nitrificación

Los compuestos nitrogenados inorgánicos más comunes usados como donadores de electrones son el amoníaco (NH3) y el nitrito (NO2-) que se oxidan aeróbicamente por las bacterias nitrificantes. Un grupo de organismos oxida el amoniaco a nitrito y otro oxida el nitrito a nitrato, la oxidación completa implica la pérdida de ocho electrones (8e-_).

Los electrones de los compuestos nitrogenados entran en una cadena de transporte de electrones, y el flujo de electrones establece un potencial de membrana y una fuerza protón-motriz que está ligada a la síntesis de ATP. Sin embargo, debido al potencial de reducción de sus donadores de electrones, las bacterias nitrificantes se enfrentan con problemas bioenergéticos, debido al alto poder de reducción de sus pares NH2OH/NH3 (0V) y NO3-/NO2- (+0,43V). De esta forma las bacterias nitrificantes deben ceder los electrones a sus cadenas de transporte de electrones a nivel de los últimos pasos, lo que limita la producción de ATP por parte de cada par de electrones introducidos.

Hay varias enzimas importantes relacionadas con la oxidación de compuestos nitrogenados reducidos. En las bacterias oxidadoras de amoniaco, el NH3 se oxida por la amoniaco monooxigenasa que produce NH2OH y H2O. Luego la hidroxalamina oxidoreductasa oxida NH2OH a NO2-, extrayéndose cuatro electrones en el proceso. La amoniaco monooxigenasa es una proteína integral de la membrana, mientras que la hidroxilamina oxidoreductasa es periplásmica. En la reacción llevada a cabo por la amoniaco oxigenasa, se requiere el suministro exógeno de dos electrones para reducir un átomo de oxígeno a agua.

(28)

NH3 + O2 + 2H+ + 2e- NH2OH + H2O

Así por cada cuatro electrones generados en la oxidación de NH3 a NO2-, sólo dos llegan a la oxidasa terminal.

Las bacterias oxidadoras de nitritos emplean la enzima nitrito oxidasa para oxidar nitrito a nitrato, a través de una cadena de electrones corta, debido al alto potencial del par NO3-/NO2- hasta la oxidasa terminal. Se obtienen pequeñas cantidades de energía por lo que el crecimiento neto de las bacterias nitrificantes es relativamente bajo.

Las aguas residuales o los fangos suplementados con nitrato para estimular la desnitrificación, pueden oxidar el amoniaco a nitrógeno gas (N2).

5 NH4+ + 3NO3- 4 N2 + 9 H2O + H2+

Esta reacción de oxidación anóxica de amoniaco dependiente del nitrato es muy exotérmica, liberando una gran cantidad de energía que se supone ligada a la conservación de la energía en el microorganismo responsable. Esta reacción no es conocida en metabolismos de bacterias nitrificantes conocidas.

1.6.3 1.6.31.6.3

1.6.3---- Proceso de desnitrificaciónProceso de desnitrificaciónProceso de desnitrificaciónProceso de desnitrificación

Normalmente este proceso se lleva a cabo con la finalidad de eliminar nitrógeno del agua residual. Una vez que se ha oxidado el amonio a nitrato, este último puede ser reducido a nitrógeno gas mediante la desnitrificación biológica.

El proceso de desnitrificación se puede ver afectado principalmente por tres factores:

- Concentración de oxígeno: El oxígeno inhibe el proceso de desnitrificación ya que es utilizado por los microorganismos como aceptor de electrones antes que el nitrato, por tanto son necesarias condiciones de anoxia en el sistema.

En sistemas con elevados tiempos de retención celular y concentraciones bajas de oxígeno disuelto, se puede llevar a cabo la nitrificación y desnitrificación simultáneas, ya que pueden aparecer condiciones de anoxia en una parte del reactor o dentro de los flóculos.

- Relación C/N: Es importante considerar la concentración de sustrato asimilable para tener un proceso desnitrificante eficiente, ya que la materia carbonosa es el dador de electrones en el proceso de desnitrificación.

(29)

Relaciones C/N bajas pueden dar lugar a desnitrificaciones incompletas, mientras que relaciones altas dan lugar a desnitrificaciones completas y materia orgánica residual.

- pH: El intervalo de pH óptimo está entre 7 y 9 aproximadamente situándose la condición óptima alrededor de 7.5. Valores por debajo de 7 pueden provocar un aumento de óxidos nitrosos, especialmente de N2O como productos finales de la desnitrificación.

En el proceso de desnitrificación se consumen protones (H+_{), por lo que la} acidez disminuye y puede dar lugar a un aumento del pH.

1.6.4 1.6.41.6.4

1.6.4---- Metabolismo implicado en el proceso de desnitrificaciónMetabolismo implicado en el proceso de desnitrificaciónMetabolismo implicado en el proceso de desnitrificaciónMetabolismo implicado en el proceso de desnitrificación

Los compuestos nitrogenados inorgánicos son muy comunes como aceptores de electrones en la respiración anaerobia. Uno de los aceptores de electrones alternativos más común es el nitrato NO3-, que se convierte a formas más reducidas de nitrógeno, N2O, NO y N2. Como estos productos de la reducción del nitrato son todos gaseosos se pierden con facilidad del medio, y por ello este proceso se llama desnitrificación.

Dos vías son las existentes para la reducción del nitrato: la reducción asimilatoria del nitrato, donde el nitrato se reduce al nivel de oxidación del amoniaco para su uso como fuente de nitrógeno en el crecimiento o la vía que nos es de interés, y la reducción desasimilatoria del nitrato, por la que el nitrato se usa como un aceptor de electrones alternativo en la generación de energía. El producto final de la reducción desasimilatoria es N2 o N2O. La desnitrificación es beneficiosa en el tratamiento de aguas residuales porque convierte NO3- en N2, decreciendo significativamente la cantidad de nitrógeno disponible.

La enzima responsable del primer paso en la reducción del nitrato, la nitrato reductasa desasimilatoria, es una proteína unida a membrana y que sólo se sintetiza en condiciones anóxicas. En consecuencia, el proceso de desnitrificación es anóxico y la reducción desasimilatoria se restringe a procariotas.

El primer producto de la reducción de nitratos es el nitrito, NO2-, y otra enzima, la nitrito reductasa es responsable del siguiente paso. En el proceso desasimilatorio son posibles dos vías, una a amoniaco y otra a N2. La vía a amoniaco no tiene lugar en la práctica del tratamiento de aguas aunque la realizan muchas bacterias. La vía a nitrógeno gas comprende dos formas gaseosas nitrogenadas intermediarias, el óxido nítrico (NO), y el óxido nitroso (N2O).

(30)

1.6.5 1.6.51.6.5

1.6.5---- Esquemas del proceso de eEsquemas del proceso de eEsquemas del proceso de eEsquemas del proceso de eliminación biológica de nitrógenoliminación biológica de nitrógenoliminación biológica de nitrógenoliminación biológica de nitrógeno

La instalación típica para la eliminación biológica de nitrógeno consiste en dos tanques en serie, proceso Ludzack-Ettinger modificado (Figura 5). El primer tanque recibe el agua influente a tratar, la recirculación de fangos y el caudal de recirculación interna procedente del segundo tanque, en el cual la mayor parte del nitrógeno se encuentra en forma de nitratos. Aquí se realiza parte de la degradación de la materia orgánica, utilizando para ello los nitratos como aceptores de electrones, que se reducen a nitrógeno gaseoso. Este tanque se mantiene en condiciones anóxicas.

En el segundo tanque que se mantiene en condiciones aerobias, se produce simultáneamente la degradación de la materia orgánica y la oxidación del nitrógeno amoniacal a nitrato. Desde este mismo tanque se recircula un importante caudal al tanque anóxico. El agua que sale de este tanque, tras su decantación, es el resultado final del tratamiento biológico. Los fangos decantados son recirculados al tanque anóxico.

Figura 5555---- Esquema del proceso Esquema del proceso Esquema del proceso LudzackEsquema del proceso LudzackLudzack----Ettinger modificadoLudzackEttinger modificadoEttinger modificado Ettinger modificado

Existen diversas variantes sobre este esquema. Uno de los primeros esquemas utilizados fue el BARDENPHO (Figura 6). Estos sistemas son resistentes a problemas de

bulking

y presentan una buena eliminación de nitrógeno cuando la recirculación de nitratos es la adecuada.

Figura 6666---- Esquema BARDENPHOEsquema BARDENPHOEsquema BARDENPHO Esquema BARDENPHO Anóxico

AnóxicoAnóxico

Anóxico AerobioAerobioAerobioAerobio Recirculación de nitratos

Recirculación de fangos

Anóxico Anóxico Anóxico

Anóxico AerobioAerobioAerobioAerobio AnóxicoAnóxicoAnóxicoAnóxico AerobioAerobioAerobio Aerobio Recirculación de nitratos

(31)

1.6.6 1.6.61.6.6

1.6.6---- Esquemas de eEsquemas de eEsquemas de eEsquemas de eliminación biológica conjunta de liminación biológica conjunta de liminación biológica conjunta de liminación biológica conjunta de nitrógeno y fósforo.nitrógeno y fósforo.nitrógeno y fósforo. nitrógeno y fósforo.

La eliminación biológica de fósforo requiere la alternancia de una fase anaerobia y una aerobia, llevándose a cabo simultáneamente la eliminación de fósforo y de materia orgánica. La eliminación biológica de fósforo también puede combinarse con los procesos de nitrificación-desnitrificación.

La eliminación conjunta de nitrógeno y fósforo necesita de tres reactores: anaerobio, anóxico y aerobio, situados por este orden. En el reactor anaerobio es muy importante evitar la presencia de nitratos, ya que inhiben la liberación de fósforo, permitiendo a las bacterias heterótrofas desnitrificantes asimilar los ácidos grasos volátiles (AGV), e impidiendo el consumo por parte de las PAO, y por tanto, en la zona aerobia las PAO no podrán ni crecer ni acumular poli-fosfatos, puesto que no disponen de sustrato.

El A2_{/O (Figura 7), es el esquema más sencillo para la eliminación conjunta de} nitrógeno y fósforo. En el tanque anaerobio tiene lugar la entrada del agua influente, las bacterias captan los ácidos grasos volátiles (AGV) y sueltan fósforo almacenado intracelularmente. En el tanque anóxico las bacterias reducen los nitratos a nitrógeno gas. Posteriormente, en el reactor aerobio, el fósforo es almacenado intracelularmente en forma de poli-fosfatos, consiguiendo la eliminación neta del fósforo.

Figura 7777---- Esquema AEsquema AEsquema AEsquema A2222/O/O/O/O

En el esquema anterior el fango recirculado se introduce en el tanque anaerobio. El esquema UCT (Universidad de Ciudad del Cabo) (Figura 8), introduce el fango recirculado en el tanque anóxico, evitando la entrada de nitratos en el tanque anaerobio a través de la corriente de recirculación de fangos.

Anaerobio Anaerobio Anaerobio

Anaerobio AnóxicoAnóxico AnóxicoAnóxico AerobioAerobio AerobioAerobio Recirculación de nitratos

(32)

Figura 8888---- Esquema UCTEsquema UCTEsquema UCT Esquema UCT

En el esquema UCT modificado (Figura 9), se trata de separar las recirculaciones ricas en nitratos, de forma que se asegure la menor concentración posible de nitratos en el reactor anaerobio. Una compartimentación del tanque anóxico permite tratar separadamente la desnitrificación de los fangos recirculados y del licor mezcla procedente del tanque aerobio.

Figura 9999---- Esquema UCT modificadoEsquema UCT modificadoEsquema UCT modificado Esquema UCT modificado

El esquema JHB (Johanesbourg) (Figura 10), introduce otro reactor anóxico previo al reactor anaerobio, de forma que se trata separadamente los nitratos del licor mezcla y del fango recirculado. Este esquema es interesante cuando las relaciones DBO5/NKT y DBO5/P-PO4 del influente son desfavorables. De esta forma, la materia orgánica del influente puede ser utilizada por las PAO y el fango recirculado es desnitrificado sin mezclar con el influente, para ello el fango debe tener una elevada concentración permitiendo la desnitrificación por respiración endógena.

Anaerobio Anaerobio Anaerobio

Anaerobio AnóxicoAnóxicoAnóxicoAnóxico AerobioAerobioAerobioAerobio Recirculación de nitratos

Recirculación de fangos

Anaerobio AnaerobioAnaerobio

Anaerobio AnóxicoAnóxicoAnóxicoAnóxico AerobioAerobio AerobioAerobio

Recirculación de fangos Anóxico AnóxicoAnóxico Anóxico

(33)

Figura

Figura Figura

Figura 10101010---- Esquema JHBEsquema JHBEsquema JHB Esquema JHB

Por último, el esquema ISAH (Institut für Sieldlungswasserwirtschaft und Abfalltechnikder Univeritat Hannover) (Figura 11), se utiliza cuando es necesario adicionar sustrato en el tanque donde se desnitrifica el fango recirculado, de forma que se aporta parte del efluente del tanque anaerobio.

Figura

Figura Figura

Figura 11111111---- Esquema ISAHEsquema ISAHEsquema ISAHEsquema ISAH Anóxico

Anóxico Anóxico

Anóxico AnaerobioAnaerobioAnaerobioAnaerobio AerobioAerobio AerobioAerobio

Recirculación de fangos Anóxico Anóxico Anóxico Anóxico Recirculación de nitratos Anóxico AnóxicoAnóxico Anóxico Anaerobio AnaerobioAnaerobio

Anaerobio AerobioAerobioAerobioAerobio

Recirculación de fangos Anóxico

AnóxicoAnóxico Anóxico

(34)

1.7

1.7 1.7---- Eliminación físico

Eliminación físico

Eliminación físico----química de

química de

química de nitrógeno

química de

nitrógeno

nitrógeno en aguas residuales

en aguas residuales

Aunque en la mayoría de los casos el tratamiento biológico es la tecnología más adecuada para la eliminación de nitrógeno en las aguas residuales, los procesos físico químicos pueden ser técnica y económicamente factibles en ciertas ocasiones. Los principales procesos físico-químicos son:

Cloración al break-point: El proceso consiste en la adición de cloro al agua residual para oxidar el amonio a nitrógeno gas. La dosificación de cloro debe ser la correcta. Es necesario tener en cuenta que antes de la oxidación del amonio a nitrógeno gas, se oxida la materia orgánica y otros componentes. Además, el cloro residual debe ser eliminado del efluente mediante el uso de SO2 o carbón activado. El utilizar carbón activado supondrá un alto coste económico. Otro inconveniente de este proceso es la necesidad de un minucioso control del pH para evitar la formación de tricloruro de nitrógeno. Además, en la cloración al break-point se han identificado una serie de compuestos clorados perjudiciales para la salud llamados trihalometanos. Estos compuestos se forman fundamentalmente por la presencia de ácidos fúlvicos provenientes de la degradación de las sustancias químicas naturales que actúan como precursores y por la presencia de compuestos acetilénicos de bajo peso molecular.

Air stripping: Este método utiliza el equilibrio NH4+/NH3 para eliminar el nitrógeno de las aguas residuales:

NH3 + H2O ↔ NH4+ + OH

-El proceso consiste en basificar el agua provocando que el equilibrio se desplace hacia la formación de NH3 como gas disuelto. El siguiente paso consiste en airear la disolución para desplazar el NH3 a la atmósfera. Los problemas asociados con este tratamiento son la baja eficacia del proceso, la formación de carbonato cálcico si se emplea para basificar el Ca(OH)2 y la posible contaminación atmosférica por la producción de amoniaco.

Intercambio iónico: El proceso se basa en hacer pasar el efluente del tratamiento secundario de la planta depuradora por un intercambiador iónico con una alta selectividad por el ión amonio. La resina más utilizada es la zeolita natural clinoptilolita. Existen otras resinas que poseen una mayor selectividad por el ión amonio pero nunca se han utilizado en el tratamiento de las aguas residuales. Los inconvenientes de este tratamiento son la necesidad de la regeneración del intercambiador y de la filtración previa del agua a tratar para prevenir una rápida colmatación.

(35)

1.8

1.8 1.8---- Control del proceso nitrificación/desnitrificación mediante

Control del proceso nitrificación/desnitrificación mediante

aireación intermitent

aireación intermitente.

e.

La construcción de las EDAR años atrás, en un contexto en el que las exigencias legislativas eran más permisivas en cuanto a la eliminación de nitrógeno y fósforo que en la actualidad, supuso en el diseño de muchas de ellas la ausencia de sistemas para la eliminación biológica de dichos nutrientes. En la actualidad esta deficiencia supone un serio problema ya que muchas EDAR deben adaptar sus sistemas de eliminación para cumplir la legislación vigente.

Actualmente una de las principales necesidades de muchas de estas EDAR es la de conseguir una zona anóxica que permita la desnitrificación. Las soluciones a esa necesidad pasan por la construcción de un nuevo reactor o la construcción de una cámara anóxica y la instalación de una corriente de recirculación interna, soluciones todas ellas que suponen una elevada inversión económica, además de un largo tiempo de ejecución.

Otra solución alternativa, que se va estudiar e intentar optimizar en este proyecto, consiste en llevar a cabo los procesos de nitrificación/desnitrificación en el mismo reactor mediante la implantación de un sistema de aireación intermitente.

De esta manera el reactor aerobio, sigue siendo aerobio en los ciclos de aireación llevando a cabo la nitrificación, y una vez comienza el ciclo de parada el reactor pasa a ser un reactor anóxico con la finalidad de reducir los nitratos del efluente mediante la desnitrificación. La intermitencia de estos ciclos bien regulados por tiempo consigue reducir los valores de nitrógeno total en las EDAR entre un 30-50 % (EPSAR, 2010). La alternancia de las etapas puede ser controlada por ciclos de tiempo o a partir de las mediciones de sondas de nutrientes o sondas de potencial red-ox.

Además la desnitrificación permite ahorrar 2,86 gr O2/gr N-NO3- eliminado, lo que energéticamente supone un ahorro de entre un 8-10 % (EPSAR, 2010).

Este sistema también mejora el funcionamiento de los decantadores secundarios, teniendo lugar menos problemas de levantamiento de fango debidos al proceso de desnitrificación, además de una considerable disminución del manto de fangos en los mismos. Ello a su vez conlleva la disminución de la turbidez en el efluente de la EDAR.

La presencia de condiciones anaerobias, y su alternancia con condiciones aerobias, da lugar a que los organismos acumuladores de poli-fosfatos (PAO) que son capaces de almacenar fósforo intracelularmente en forma de gránulos de poli-fosfatos, lleven a cabo la eliminación biológica de fósforo. Consiguiendo así un

(36)

significante ahorro en la dosificación de coagulante para la eliminación por vía química. El ahorro de reactivo puede alcanzar entre un 15-20 % (EPSAR, 2010)

1.9

1.9 1.9---- Técnicas microscópicas

Técnicas microscópicas

Las técnicas microscópicas más utilizadas en el tratamiento de aguas residuales son el campo claro y el contraste de fases. Estas dos técnicas son con las que suele contar un microscopio óptico del laboratorio de una EDAR. Además de estas técnicas, existen otras técnicas más extendidas en el campo de investigación, como la microscopía de fluorescencia utilizada en este proyecto y que se desarrolla más adelante.

El campo claro: Es la iluminación normal. Los componentes de la muestra se visualizan gracias a las diferencias de contraste que existen entre ellos y el medio que los rodea. Las diferencias de contraste se producen porque las células o elementos más grandes, como los flóculos del fango activo, absorben o dispersan la luz en diferentes grados. Por esta razón, esta iluminación se emplea con tinciones o muestras en las que los microorganismos son pigmentados, ya que el contraste se incrementará debido al color. El contraste de la preparación también puede controlarse en campo claro con el diafragma del condensador (diafragma de apertura).

El contraste de fases: Es una técnica que se utiliza para estudiar preparaciones de densidades homogéneas, en las que la baja la capacidad de absorción de luz de sus elementos (las células y el medio), hace que la imagen obtenida no presente diferencias de luminosidad entre ellos. El contraste de fases permite la visualización de células sin necesidad de tinción. Este tipo de óptica se basa en el hecho de que las células poseen índices de refracción distintos al medio y por lo tanto producen un desvío en los rayos de luz que las atraviesan, que son retardados. Este efecto es amplificado por un anillo especial que posee el objetivo de los microscopios de contraste de fases, lo que da lugar a la formación de una imagen oscura con un fondo brillante.

Campo oscuro: Es un tipo de microscopio óptico, en el que se ha modificado el sistema de iluminación, de manera tal que la luz incide sobre la muestra sólo desde los lados. La única luz que es capaz de entrar en el objetivo es la que, al ser dispersada por la muestra, incide sobre el objetivo; de ahí que los microorganismos se observen brillantes sobre un fondo oscuro, y pueden observarse con ellos objetos de difícil visualización en campo claro o contraste de fases. Se utiliza para preparaciones con muy poco contraste, en las que la muestra se verá como un negativo fotográfico sobre un fondo oscuro.

(37)

Contraste de polarización: En estos microscopios la luz es polarizada y aunque no necesita objetivos especiales, sí de un polarizador situado entre la fuente de luz y el condensador, y de un analizador entre el objetivo y el ocular. Se utilizan para la observación de materiales birrefringentes, tal es el caso de algunas disciplinas como la Mineralogía o la Petrografía.

Contraste interferencial de Normarski: En esta técnica se combina la luz polarizada con un principio similar al del contraste de fases, dando como resultado una imagen similar a la aportada por un contraste de fases de gran resolución pero con un marcado efecto de relieve y a color. Este tipo de óptica, aunque de resultados muy satisfactorios, requiere un equipamiento caro, constituido por accesorios como un condensador especial y prismas de polarización, que hacen que su uso sea muy restringido.

Microscopía de fluorescencia: La microscopía de fluorescencia se utiliza para visualizar muestras capaces de emitir fluorescencia, es decir, capaces de emitir una determinada longitud de onda cuando previamente ha incidido sobre ellas una luz de menor longitud de onda. La fluorescencia puede ser debida a las características que presentan algunos microorganismos debido a ciertos componentes celulares (autofluorescencia) o mediante la adición de sustancias capaces de teñir la preparación (fluorocromos). En este segundo caso, la muestra estará marcada con colorantes fluorescentes, o bien la fijación del colorante se realiza con un anticuerpo marcado (inmunofluorescencia). En cualquier caso, la fluorescencia se define como la propiedad que poseen algunas sustancias denominadas fluorescentes, las cuales bajo la acción de radiaciones de onda corta (luz ultravioleta), pueden emitir otras radiaciones de longitud de onda más largas denominadas de fluorescencia (radiación visible).

Para que la emisión sea selectiva, los filtros de fluorescencia habrán de ser adecuados. Normalmente, se emplea un filtro que delimita la banda de excitación y un segundo filtro o filtro de “barrera” que sólo deja pasar la fluorescencia y elimina los restos de luz de excitación. Las técnicas basadas en la microscopía de epifluorescencia están adquiriendo cada vez mayor auge gracias al desarrollo, entre otras, de las técnicas de estimación de la biomasa viva y de determinación de la actividad biológica, de gran utilidad en el campo de los procesos de depuración de aguas residuales.

(38)

1.10

1.10 1.10---- Hibridación in s

Hibridación in s

Hibridación in situ (FISH)

itu (FISH)

La hibridación in situ con sondas u oligonucleótidos 16S rDNA/23S rDNA marcadas con fluorocromos (FISH) es una técnica que permite identificar microorganismos pertenecientes a un grupo taxonómico específico. Uno de los sistemas estudiados con esta técnica FISH en el campo de la ingeniería ambiental, es la depuración de aguas residuales y más concretamente los tratamientos biológicos, en la que la finalidad es la de tener una mejor identificación, comprensión y entendimiento del estado del licor mezcla.

Esta técnica se basa en la hibridación directa de la bacteria diana con una sonda complementaria de una región del gen 16S rRNA o 23S rRNA. El elevado número de moléculas de rRNA (103_-105_{) es una ventaja en la aplicación de la técnica de} hibridación al aumentar su sensibilidad. Una secuencia de DNA (sonda) puede unirse con la secuencia de ARN complementaria (16S rRNA o 23S rRNA) y se produce un híbrido DNA:RNA. La sonda está marcada de tal forma que los híbridos formados se pueden detectar fácilmente con un microscopio de epifluorescencia. La especificidad de las sondas puede ser ajustada a diferentes niveles taxonómicos, como son dominio, phylum, clase, género, especie para la identificación de bacterias en sus diferentes comunidades naturales.

La parte más crítica de la técnica FISH es el diseño de sondas, que deben ser lo suficientemente específicas para unirse únicamente a la bacteria que se quiere identificar en presencia de otras bacterias, en muchos casos con moléculas de rRNA muy homólogas. El tamaño de las sondas oscila entre 15 y 30 nucleótidos. Para asegurar la especificidad de las sondas, los dos parámetros determinantes van a ser la temperatura y la concentración de formamida en el tampón de hibridación. En la mayoría de protocolos la temperatura de hibridación se mantiene constante y es la concentración de formamida la que favorecerá las condiciones de especificidad de la sonda. La formamida hace que disminuya la temperatura de unión de las sondas mediante el debilitamiento de los puentes de hidrógeno. Este compuesto disminuye la temperatura de fusión de los híbridos DNA:RNA en 0,72 ºC por cada 1% de formamida utilizada, y permite realizar la hibridación entre 30 y 50 ºC.

El primer paso necesario para llevar a cabo esta técnica es la fijación de las bacterias. De esta forma se conserva su morfología y se favorece el acceso de las sondas. Para permeabilizar las células se utilizan detergentes como el SDS (sodio dodecil sulfato). En función de la pared celular de la bacteria (Gram+ o Gram-) se utiliza un reactivo para la fijación. Para las bacterias Gram-negativas se emplea el paraformaldehido (PFA) y el etanol para las Gram+positivas.

La sonda que se utiliza en la técnica FISH está formada por una pequeña secuencia de nucleótidos de cadena sencilla, en cuyo extremo, normalmente el 5´, se marca con un fluorocromo.

(39)

Una vez que se ha realizado la hibridación y se han marcado las bacterias que interesa identificar, se procede al lavado de la muestra para eliminar el exceso de sonda que no ha hibridado. Después de la hibridación se puede realizar una tinción con un fluorocromo específico del DNA, DAPI, que permitirá teñir todas las células presentes en las muestras hibridadas y no hibridadas. Para observar la muestra hibridada se emplea el microscopio de epifluorescencia.

1.10.1 1.10.11.10.1

1.10.1---- Organismos Organismos Organismos responsablesOrganismos responsablesresponsables de la nitrificaciónresponsables de la nitrificación y sondas FISHde la nitrificaciónde la nitrificación y sondas FISHy sondas FISHy sondas FISH utilizadas utilizadas utilizadas utilizadas para su identificación.

para su identificación.para su identificación. para su identificación.

La nitrificación está catalizada por procariotas aerobios quimilitotrófos: bacterias oxidadoras de amonio del dominio

Bacteria

(AOB), bacterias oxidadoras del amonio del dominio

Archaea

(AOA) y bacterias oxidadoras de nitrito (NOB).

La técnica más adecuada para la identificación de AOB, AOA y NOB es la hibridación in situ con sondas ADN:RNA marcadas con fluorocromos (FISH). Las bacterias oxidadoras del amonio a nitrito (AOB) de la subclase beta-proteobacteria, comprende los géneros

Nitrosomonas

y

Nitrosospira

. En la mayoría de EDAR el amonio es oxidado por bacterias del género

Nitrosomonas

(incluido

Nitrosococcus

mobilis

). Las especies más comunes de AOB están relacionadas con

N. europaea

,

N. eutropha

,

N. mobilis

y

N. oligotropha

. Existe otro grupo de oxidadoras de amonio a nitrito que no se detectan con esta sonda, que pertenecen a la subclase alfa-proteobacteria, que incluye el género

Nitrosococcus

excepto

N. mobilis

, que pertenece al grupo de beta-proteobacteria oxidadoras de amonio. Las bacterias oxidadoras de nitrito a nitrato (NOB) pertenecen a 4 grupo filogenéticos diferentes:

Nitrococcus

,

Nitrospira

,

Nitrospina

y

Nitrobacter

. Las alfa-proteobacterias oxidadoras de amonio a nitrito y las oxidadoras de nitrito a nitrato de los géneros

Nitrococcus

y

Nitrospina

son bacterias halófilas y, por tanto, no se espera que sean dominantes en sistemas de tratamiento de aguas residuales domésticas.

Bacterias oxidantes del amonio (AOB): Las diferencias locales en las concentraciones de sustratos (micronichos) dentro de los flóculos pueden afectar a la distribución y actividad de las AOB en las EDAR. Bacterias relacionadas con

Nitrosococcus mobilis

parecen estar presentes en reactores que tratan elevadas concentraciones de amonio y con concentraciones de sales elevadas. En los flóculos de los fangos activos las AOB relacionadas con el género

Nitrosomonas

forman, en general, agregados celulares compactos de forma esférica. Células individuales dentro de éstos agregados se pueden visualizar sólo con aumentos de 600x y 1000x. El diámetro de la mayoría de estos agregados es de 10-50 μm. También pueden existir agregados menos compactos con más espacios dentro de ellos. Células aisladas de AOB también pueden ser visualizadas ocasionalmente en flóculos, pero pueden ser obviadas cuando existen agregados celulares densos de AOB.