EVALUACIÓN DE LA ACTIVIDAD FUNGISTATICA DEL EXTRACTO
DE LA CÁSCARA DEL MANGOSTINO (Garcinia Mangostana L.) EN
Botrytis Cinérea PARA LA BIOPRESERVACIÓN DE LA COLIFLOR
(Brassica oleracea var. botrytis)
1Alejandra Díaz Ángel; 2José Daniel Duarte Flórez; 3María Patricia Chaparro González; 1,2,3 Universidad de La Salle, Bogotá- Colombia
Correo:mchaparro@unisalle.edu.co
Resumen
La demanda por encontrar nuevos compuestos con actividad antifúngicas provenientes de fuentes naturales condujo a evaluar esta actividad en el extracto de la cáscara de mangostino (ECM) sobre Botrytis cinérea para la bioconservación de la coliflor (Brassica oleracea var. Botrytis), utilizando dos sistemas de ensayo a corto plazo uno in vitro y otro in vivo. El ECM se obtuvo por extracción etanólica (50%), cuantificando terpenos y polifenoles. En el ensayo in vitro se inoculo una suspensión de esporas (1x104 esporas/mL) en medio YGC al cual se agregó el ECM a
concentraciones de 2,5, 5,0, 10,0, 20,0 y 40,0 µg/mL, incubando a T: 25 °C durante 7 días utilizando como variable de respuesta el Índice de Inhibición del Crecimiento (IIC). En la prueba in vivo a la coliflor desinfectada se le agrego el ECM por aspersión a concentraciones de 10, 20 y 40 µg/mL para evaluar el crecimiento del hongo que se inoculo sobre ésta a 1x104 esporas/unidad. Esta evaluación se llevó a cabo
durante el almacenamiento en condiciones de refrigeración (4°C - 6 °C) y temperatura ambiente (18 °C - 20 °C), durante 10 días. Los resultados de la cantidad de ácidos fenólicos presente en ECM fue de 188,53 ± 6,41 mg/g GAE y el contenido de terpenos totales fue de 8,75%. Los resultados in vitro mostraron que no hay diferencias significativas (α>0,05) del IIC sobre B. cinérea a las concentraciones utilizadas, en promedio el IIC fue de 94,14% ± 6,48. Aunque las concentraciones del ECM tuvieron efecto sobre el hongo de manera eficiente, las concentraciones 20 y 40 µg/mL presentaron mejor control de incidencia sobre B. cinérea en la coliflor a comparación de la concentración de 10 µg/ml presentando diferencias significativas con esta última (α<0,05). Concluyendo que el ECM tiene un efecto antifungico sobre
B. cinérea con potencial para ser utilizado como bioconservante de la coliflor y otras especies hortofrutícolas.
Palabras claves: Coliflor, Botrytis Cinerea, cáscara Mangostino, actividad fungistática.
Abstract
The demand for finding new compounds with antimycotic activity from natural sources lead to evaluate this activity in the extract mangostino shell (ECM) on Botrytis cinérea for the bio conservation of the cauliflower (Brassica oleracea var. Botrytis), using two short-term tests: one in vitro one and the other in vivo. The ECM was obtained by ethanolic extraction(50 %) quantifying terpenes and polyphenols. In the
in vitro test it was inoculated a suspension of spores (1x104 spores/ml) in a YGC medium to which the ECM was added at concentrations of 2.5, 5.0, 10.0, 20.0 and 40.0 µg/ml, incubating at T: 25 °C for 7 days using as variable of response the Growth Inhibition Index (GII). In the test in vivo the ECM was added to the disinfected cauliflower by aspersion at concentrations of 10, 20 and 40 µg/ml to evaluate the growth of the fungi that it was inoculated with a plate count of 1x104 spores / units.
This evaluation was carried out during the storage under refrigeration conditions (4 °C – 6 °C) and a room temperature (18 °C – 20 °C), for 10 days. The amount of results phenolic acidsfound in ECM was of 188.53 ± 6.41 mg/g GAE and total terpenes content was was 8.75 %. In vitro results showed that there are no significant differences (α>0.05) of the IIC on B. cinerea at the concentrations used. The GII average was 94.14 % ± 6.48. Though the concentrations of the ECM had effect on the fungi in an efficient way, the concentrations 20 and 40 µg/ml showed better control of the incidence on B. cinerea in the cauliflower than concentration of 10 µg/ml having significant differences with this one (to <0,05). In conclusion, the ECM has an antimycotic effect on B. cinérea with potential to be used like a natural preservant of the cauliflower and other horticultural species.
I-Introducción
En el sector agrícola son cuantiosas las pérdidas de cosecha, aumento de costos y un impacto económico directo, el efecto de problemas fitosanitarios. La investigación fotoquímica ha llevado a incrementar métodos alternativos a los fungicidas tradicionales, que beneficien el impacto ambiental y que den resultados positivos. Es así que el uso de fuentes naturales que contienen compuestos biológicamente activos ha atendido los desafíos de cumplir fines profilácticos.
Diferentes estudios han demostrado que los extractos de mangostino (Garcinia Mangostana L), poseen un potencial antifúngico, presentando zonas de inhibición considerables. (Maksum, Atiek, Renita, & Elya, 2012). Estos extractos contienen variedades de metabolitos secundarios tales como xantonas preniladas y oxigenada y terpenoides (metabolito primarios), además de compuestos fenólicos (Peres et al., 2000). Las xantonas, los terpenoides y polifenoles pueden ser aislados de la cáscara, fruta entera, corteza y hojas de mangostino, demostrado que poseen actividades biológicas tales como antioxidantes, antitumorales, anti-inflamatorios, antialérgicos, antibacterianos, anti fúngicos y antivirales. (Suksamrarn, et al., 2006). (Kampa et al., 2004), Según Tasleem (2011), se han identificado docenas de componentes biológicamente activos en la fruta de mangostán. Según el Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural (2010) en Colombia se produjo en el año
2008, 455 toneladas de mangostino en 80 hectareas, siendo Tolima y Caldas los unicos departamentos con produccion de mangostino a nivel nacional, presentado el departamento del Tolima el 98% de la produccion nacional.
En Colombia, las pérdidas poscosecha de productos frescos como la coliflor, se encuentran alrededor del 38% de la producción total (Rojas et al., 2004). Las causas más comunes de dichas pérdidas son el manejo poco cuidadoso del producto, la falta de sistemas adecuados de enfriamiento, la invasión de plagas y ataque fitopatógenos (Kitinoja and Kader, 1996). El moho Gris o Botrytis cinerea, es una enfermedad principalmente encontrada en cosecha y poscosecha, causando daños a los tejidos blandos de las plantas especialmente en la raíz, tallo, la pudrición de cogollos, manchas foliares o tizones, generando un aspecto de putrefacción de color gris, al ser fácilmente afectadas por la invasión. (CORPOICA 2006). El objetivo de este trabajo fue evaluar la capacidad fungistática del extracto de la cáscara del mangostino (Garcinia Mangostana L.) sobre Botrytis cinérea para la biopreservación del coliflor (Brassica oleracea var. botrytis) variedad bola blanca.
II-METODOLOGÍA
residual y se desinfectó con hipoclorito al 1%, por 5 minutos. Las cáscaras se cortaron en trozos pequeños y se colocaron a secar durante 9 horas en el secador (Maxi-Press) de bandejas a 45 °C. Seguido las cascaras pasaron por un proceso de reducción de tamaño por medio del molino de pines Pulverizadores ®, con malla de 1 mm de diámetro ubicado en la planta piloto de Ingeniería de alimentos, obteniendo la harina de la cáscara de mangostino, metodología basada según lo descrito por Palakawong, Sophanodora, Pisuchpen and Phongpaichit, (2010).
Extraccción etanólica.
Se colocaron 30 g de harina de la cáscara de mangostino en 100 ml de etanol al 50%, durante 24 horas a 4 °C. Los extractos etanólicos se centrifugaron (Thermo scientific) a 10.000 rpm, durante 30 minutos y se filtraron al vacío, para obtener los extractos claros. El restante de etanol del extracto crudo se eliminó por un rotovapor (Buchi). Los extractos etanólicos se filtraron al vacío, para obtener unos extractos más claros y fueron almacenados a – 4 °C, según lo descrito por Tepsorn, (2009).
Cuantificación de terpenos del extracto.
Se utilizo el método extracción Soxhlet, AOAC 31.4.02 (2000). La
extracción se realizó por 3 h , seguido de total evaporación de solvente por rotavapor. Se pesó el balón y mediante la diferencia con su peso inicial se calculó el porcentaje de extracto en hexano correspondiente al contenido de terpenos en cáscaras secas descontando la humedad residual. Metodologia descrita por Muñoz, Concha, Razmilic and Vogel (2004).
Cuantificacion de acidos fenolicos ( polifenoles) del extracto.
Se siguió el método de Folin-Ciocalteu. La curva de calibración se utilizó una solución estándar de ácido gálico (0.1 mg/mL) de la cual se tomaron volúmenes de 0 μL a 160 μL en intervalos de 20 μL y se completó el volumen de cada uno a 500 μL con agua destilada. Para la determinación de fenoles se pesaron 5 mg de extracto y se disolvieron en 1 mL de agua destilada (metanol para la malva y el C. murale). Se diluyó 1:10 en agua destilada y de ésta solución se tomaron 100 μL para después completarse a 500 μL con agua destilada. A cada uno de los estándares y muestras previamente preparados se le adicionaron 250 μL de reactivo de Folin-Ciocalteu (Sigma- Aldrich), 1N. Posteriormente se adicionaron 1250 μL de Na2CO3 al
resultados fueron expresados en mg de ácido gálico por g de extracto (mg GA/g extracto).
Reactivación de la cepa Botrytis cinerea
La cepa liofilizada, fue adquirida en USDA (United States Department of Agriculture), La reactivacion, se realizo por medio de dilución en caldo Sabouraud, con temperatura de incubación de 25 ºC durante 5 días, finalmente se sembró en forma masiva en agar YGC donde se incubo a 25 ºC por 5 días.
Evaluación del extracto de la cascara del mangostino sobre
Botrytis cinerea,In vitro.
Se inoculó el hongo B.cinerea,
mediante siembra masiva en medio YGC, al cual se le adiciono el extracto en concentraciones de 2,5 µg/mL, 5 µg/ml, 10 µg/mL, 20 µg/mL y 40 µg/mL. Se establecieron tres repeticiones por tratamiento por cada concentración. En los tratamientos control se tuvieron en el medio YGC verificando que el medio y el extracto estuvieran totalmente estéril, este control se realizó en cajas de Petri con solo el medio YGC y con el medio y el extracto.
Las placas se incubaron durante 7 días para B. cinerea a una temperatura de 25 ºC. Finalizado el período de
incubación, se mide el crecimiento radial del micelio en 4 ejes equidistantes, y con los resultados obtenidos se determinó el Índice de Inhibición del Crecimiento (IIC) micelar de acuerdo a la fórmula descrita por Manici et al., (1997).
Donde CMC: crecimiento del micelio en el control (cm); CMT: crecimiento del micelio en el tratado (cm).
Evaluación del extracto de la cascara de mangostino sobre
Botrytis cinerea, In vivo.
Se realizó la selección y clasificación de coliflor fresco, con características homogéneas de color, tamaño, peso y sin daños físicos aparentes, con un día de cosechados, obtenidos de un cultivo del municipio de Madrid, Cundinamarca. Teniendo en cuenta la metodología usada por Feng and Zheng, (2007), previa a la inoculación se realizó una desinfección con hipoclorito de sodio al 1%, más un lavado con agua destilada estéril a todas las coliflores.
Para evaluar el efecto del extracto sobre el crecimiento de Botrytis cinerea
en cuenta el comportamiento de las concentraciones tomadas anteriormente en la evaluación vía in vitro. Se aplicó el inóculo teniendo una suspensión de esporas de Botrytis cinerea en una concetración de 1x104
esporas/ml. (Herrera y Chaparro) por aspersión de manera uniforme. Se establecieron tres repeticiones por tratamiento por cada concentración y su respectivo tratamiento control.
Las coliflores tratadas se almacenaron en cajas plásticas aisladas y selladas, a temperatura ambiente de 18 ºC, a humedad relativa (HRe) 90% y de refrigeración (4 °C). El seguimiento se realizó cada 48 horas por 10 días con evidencia fotográfica y observación de síntomas y crecimiento del patógeno.
Severidad: mediante una escala de uno (fruto sano) a seis (≥80% del fruto afectado).
Diseño experimental
Los resultados de la evaluación In Vitro e In Vivo del hongo patógeno
Botryttis cinerea, se organizaron en un diseño experimental 1 factor, Extracto etanólico de la cáscara de mangostino a diferentes concentraciones. Como variable independiente; el índice de inhibición del crecimiento como variable dependiente. El análisis estadístico de este diseño
experimental se realizó por análisis de varianza aleatorizado de una sola vía con 95% de confiabilidad con el programa MINITAB 16®, versión 1.0,
III-RESULTADOS Y ANÁLISIS
Cuantificación de terpenos del extracto de la cáscara de mangostino.
El contenido de terpenos totales presentes en el extracto de la cáscara del mangostino, fue de 8.75%. Pocos estudios abordan la cuantificación de terpenos en plantas y/o frutos en el género Garcinia, en la mayoría de estos estudios no se han realizado sobre el mangostino (Garcina mangostana) precisamente.
Únicamente se ha realizado cuantificaciones de compuestos de este género como el realizado por Williams, et al., (2003) el cual investigó detalladamente la composición del extracto de Garcinia macrophylla,
donde no se cuantificó terpenos totales si no cada uno de los terpenos.
género de plantas, como la realizada por Muñoz, et al (2004), donde los terpenos totales presentes en aceites esenciales obtenidos de las hojas de
Drimys magnoliophyta y Drimys winteraceae, fue de 7.1% , metodo realizado por Soxhlet.
Por otra parte la cantidad de terpenos presentes en extractos etanólicos no son los principales metabolitos que contribuyen a la inhibición de hongos patógenos debido a lo dicho por Zarena et al, (2011) y Basudan et al, (2013), donde aseguran que los principales metabolitos y componentes de los extractos etanólicos, obtenidos a partir cáscara de mangostino, los cuales poseen una capacidad fungistática y antioxidante, son las xantonas y los compuestos fenólicos.
Así mismo, corrobora lo dicho por Mendoza et al, (1997), el cual asegura que los principales metabólitos que actuan como agente antifúngico, en aceites esenciales obtenidos a partir de varios generos de plantas, entre ellas la Garcina mangostana, son las xantonas y los terpenos totales.
Debido a esto las xantonas y los polifenoles son los principales metabolitos que contribuyen en el poder fungistático de extractos etanólicos obtenidos a partir de la
cáscara de mangostino, y los terpenos presentes en estos extractos del mangostino, quedan como metabolitos secundarios a la hora de generar un efecto fungistático.
Cuantificacion de ácidos fenólicos (polifenoles) del extracto de la cáscara de mangostino.
El contenido de fenoles en el extracto obtenido fue 188.53 ± 6.41 mg/g GAE, resultado muy similar a los obtenidos por Sajewicz et al 2007, donde reportaron una concentración de 190.3 ± 12.1 mg/g GAE de polifenoles totales en el mangostino, obtenido por análisis HPLC. A si mismo Zarena et al 2011 reporto una concentración 209.1 ± 2.04 mg/g GAE de polifenoles totales presentes en el pericarpio del mangostino, método realizado por HPLC.
No obstante, se puede observar que el extracto presenta una menor cantidad de polifenoles, no muy significativa, en comparacion de los demas estudios , unas de las posibles causas de esto podría ser factores climáticas, grado de madurez, variedades, tipo suelo, el manejo poscosecha, entre otros.
Evaluacion In vitro B.cinerea
medio YGC fue de 5,4cm, este valor se utilizo para determinar el Índice de Inhibición del Crecimiento (IIC) miceliar
de acuerdo a la fórmula descrita por Manici et al., (1997)
Figura I. Halo de crecimiento final de Botrytis cinerea.
Evaluación sobre Botrytis cinerea
via In vitro.
Respecto a la evaluación del extracto como posible agente fungistático del Botrytis cinerea, se pueden observar los datos obtenidos durante los 7 días de control del crecimiento de este hongo, en la tabla 1, siendo tomados en tres tiempos distintos. Los resultados arrojan, que
Tabla I. Recopilación de datos evaluación de Botrytis cinerea, In Vitro.
Concentración (µg/ml)
/Tiempo (h) 32 h 68 h 144h IIC %
2.5 µg/ml 0 cm 0 cm 0.02 cm 99.63% 2.5 µg/ml 0 cm 0.32 cm 0.73 cm 86.48% 2.5 µg/ml 0 cm 0 cm 0.2 cm 96.30% 5 µg/ml 0 cm 0 cm 0 cm 100.00% 5 µg/ml 0 cm 0 cm 0 cm 100.00% 5 µg/ml 0 cm 0 cm 0 cm 100.00% 10 µg/ml 0 cm 0 cm 0 cm 100.00% 10 µg/ml 0 cm 0 cm 0 cm 100.00% 10 µg/ml 0 cm 0 cm 0 cm 100.00% 20 µg/ml 0 cm 0 cm 0 cm 100.00% 20 µg/ml 0 cm 0 cm 0 cm 100.00% 20 µg/ml 0 cm 0 cm 0 cm 100.00% 40 µg/ml 0 cm 0 cm 0 cm 100.00% 40 µg/ml 0 cm 0 cm 0 cm 100.00% 40 µg/ml 0 cm 0 cm 0 cm 100.00%
En general, las distintas concentraciones del extracto en los tratamientos, presentarón comportamientos idénticos en la mayoría de los casos, obteniendo un IIC de 100% sobre el crecimiento de
Botritys cinerea. Por otro lado, se observó que la menor concentración también presentó índices de inhibición al crecimiento altos 94.14% ± 6.48, lo cual permite asegurar la capacidad antifúngica que posee el extracto sobre la Botritys cinerea. Los resultados determinaron las concentraciones a implementar en el procedimiento, In Vivo, las cuales fueron de 10 µg/ml, 20 µg/ml y 40 µg/ml.
Estos resultados coinciden según lo dicho por Sundaram & Gopalakrishnan (2001), donde la concentración mínima inhibitoria (CMI), del extracto del mangostino, para diferentes tipos de hongos como el Epidermophyton floccosum, Alternaria solani, Mucor sp., Rhizupus sp. y también el
Cunninghamella echinulata es de 5 µg/ml. Sin embargo, no se ha experimentado el comportamiento fungistatico del extracto del mangostino sobre el genero de hongo
que la concentracion minima inhibitoria para la B. cinerea es de 5 µg/ml para obtener una inhibición del 100%.
Por otra parte de los resultados obtenidos se observa una clara relación entre el contenido de compuestos fenólicos y la actividad atifungica del extracto de la cáscara del mangostino sobre B. cinerea. Según Banumathi and Suresh, (1997) generalmente una planta que presenten un alto contenido de compuestos fenólicos totales presenta una mayor actividad antifúngica.
Así mismo, estos resultados concuerdan con los obtenidos por Banumathi and Suresh, (1997), quien ha evaluado el poder fungistatico de extractos del mangostino sobre diferentes hongos, (Fusarium oxysporum f. sp. vasinfectum, Alternaria tenuis y Oryzae drechslera ), encontrando que los metabolitos presentes como los polifenoles en el extracto inhibieron el crecimiento de estos hongos. Esto corrobora lo dicho por Rodríguez (2007) el cual asegura que muchas especies botánicas muestran una acción reguladora sobre un gran número de plagas y enfermedades, este efecto se atribuye a la presencia de un grupo de metabolitos secundarios como las xantonas que les confiere protección natural.
Según lo dicho por Daferar et al.,
(2003), los extractos obtenidos de diferentes planta y/o frutas son una mezcla de varios componentes y metabolitos los cuales presentan un contribucion propia como agente bioactivo, en algunos casos existen compuestos que predominan ampliamente en la mezcla total de un extracto, tal es este caso, por lo cual las xantonas y los compuestos fenolicos fueron los responsables de generar el efecto inhibitorio que produjó sobre este patógeno.
Evaluacion In vivo B.cinerea
En la tabla 2, se muestra el crecimiento del hongo B. cinerea sobre la coliflor, teniendo en cuenta el grado de severidad en 9 días. En la figura 2, se observan las muestras control del coliflor fresco sin inocular en el cual se presentó el crecimiento regular de B. cinerea.
Tabla II. Severidad en coliflor muestras control para evaluación In vivo con Botrytis cinerea
MUESTRAS CONTROL GRADO DE SEVERIDAD
DIA 2
GRADO DE SEVERIDAD
DIA 5
GRADO DE SEVERIDAD
DIA 7
GRADO DE SEVERIDAD
DIA 9
Control 1 Botrytis cinerea 1 2 3 5 Control 2 Botrytis cinerea 0 1 3 5 Control 3 Botrytis cinerea 0 2 4 6
Dia 2 Dia 5 Dia 7 Dia 9
Figura II. Muestras control coliflor fresco sin inocular
Comportamiento del extracto sobre
Botrytis cinerea, In Vivo, a Temperatura ambiente.
Una vez inoculadas las muestras de coliflor con el hongo Botrytis cinerea y aplicado el extracto a diferentes concentraciones a temperatura ambiente 18 °C y humedad relativa 90%, se aprecia el grado de severidad (escala por Herrera et al., 2009) que se desarrolla en un tiempo de 9 días , como lo muestra la tabla 1.
En la concentración 10 y 20 µg/ml como se muestra en la figura 5 ya se reporta de 50 – 80% de necrótico en toda la hortaliza en el día 9 de la misma manera que en las muestras control.
La inhibición del crecimiento del B. cinerea en la cabeza del coliflor según Preston, (2002) se puede dar a los compuestos fenólicos identificados en la cáscara del mangostino dadas por sus propiedades antioxidantes, anticancerígenas, antiinflamatorias, fungistática, analgésicas cuando en la naturaleza un hongo como Botrytis cinerea ataca determinadas especies vegetales en optimas condiciones para la infección y la proliferación, éstas pueden defenderse sintetizando una serie de compuestos que constituyen su primera línea de defensa.
Entre estos componentes se pueden encontrar en los compuestos fenólicos, y la gran diversidad de xantonas cuya capacidad fungistática debería servir para inhibir a Botrytis cinerea ya que según Gray, (1994) estos componentes actúan sobre las enzimas degradantes del hongo como la poligalacturonasa y la pectinestearasa como las principales degradantes de tejido vivo causando pérdida de agua, degradación de sustancias pécticas causando ablandamiento de la hortaliza y/o fruto
por cambios en la estructura de la pared.
Por otra parte los resultados obtenidos por Reddy et al., (1998) reportan que la inhibición del crecimiento sobre Botrytis cinerea en procedimientos In Vivo fue de 63,5%, con aceites esenciales y extractos etanólicos de Thymus vulgaris, los cuales poseen xantonas, terpenos y polifenoles, corroborando que estos metabólitos son los principales agentes fungistáticos presentes en los extracto que inhibieron el crecimiento del hongo sobre el coliflor. A comparación de este estudio en el que la inhibición del crecimiento sobre B. cinerea en el procedimiento In vivo fue de aproximadamente del 80%.
Los resultados corroboran que el tratamiento evaluado tipo de extracto fue significativamente determinante sobre la incidencia del patógeno. Aunque las concentraciones del extracto tuvieron efecto sobre el hongo de manera significativa, los extractos de concentración 20 y 40 µg/ml fueron más eficientes en el control de incidencia de B. cinerea sobre la coliflor a comparación de la concentración de 10 µg/ml.
el desarrollo de los hongos
Colletotrichum musae y Botrytis cinerea en banano (Musa sapientum) y fresa (Fragaria sp) durante el almacenamiento poscosecha en un 68%. Los frutos donde se aplicó el extracto de ruda y pronto alivio presentaron mayor incidencia y grado de severidad. Todos los resultados anteriores son respaldados estadísticamente, donde (p>0,05), no presentan diferencias significativas en las diferentes concentraciones.
Comportamiento del extracto sobre
Botrytis cinerea, In Vivo, en Refrigeración.
En las figura 4 y 5, se observan que las coliflores en los dias 2 y 5 estando en refrigeración a 4°C no muestra ningún crecimiento en ninguna de las concentraciones aplicadas en el extracto 10, 20 y 40 µg/ml respectivamente, esto se debe a que esta temperatura retrasa el ciclo de infección y así mismo la acción de las enzimas y demas reacciones bioquímicas no se evidencien en estas cabezas de la coliflor (Rojas et al,
2004). Sin embargo en la figura 6, se observa inicio del crecimiento de micelio en la pella, pero no es un crecimiento significativo donde halla perdida de la hortaliza.
Figura V. Coliflores inoculados con Botrytis cinerea día 5, en refrigeración.
IV-CONCLUSIONES
Se determinó que la cantidad de polifenoles y de terpenos presentes en el extracto de la cáscara de mangostino, tienen un efecto antifúngico sobre Botrytis cinerea, con potencial para ser utilizado como bioconservante de la coliflor (Brassica oleracea var. Botrytis) y otras especies hortofrutícolas, contribuyendo así a la disminución de pérdidas poscosecha y al impacto ambiental.
V-REFERENCIAS
Libros
Cañedo, V, Ames, T, (2004).Manual de Laboratorio Para el Manejo de Hongos Entomopatógenos: Centro Internacional de la Papa. Lima.
Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria-CORPOICA. (2006). El Cultivo de Las Crucíferas. Rionegro: Litomadrid. Pp. 104 - 106
ICA. (2012). Manejo Fitosanitario del Cultivo de Hortalizas. Bogotá D.C: Produmedios.
Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural (2010). Anuario Estadistico De Frutas y Hortalizas 2006-2010 y sus calendarios de siembras y cosechas.
Levinson, W. & Jaweta, E (1992) Microbiologia e inmunologia medicas evaluacion y repaso. Ed el manual moderno. Mexico D.F
Edición, Direccion de politicas sectorial. Bogota D.C. Pp 154, 176, 229 y 230.
Orduz, J. O., & Rangel, J. A. (2002). Frutas Tropicales Potenciales para el Piedemonte Llanero. Villavicencio, Meta: Produmedios.
Rocha, R, Lozano, G & Martínez, I. (2004). Mecanismos de patogenicidad e interacción, Universidad Autónoma de Puebla, 3.
Sociedad Botanica Belga (2005) NOUVELLES MALADIES DE PLANTES CULTIVÉES EDT. 48, Fasc. 4 pp. 235-247
Tortora (2007). Introduccion a la microbiologia. Editorial Panamericana. Bogota D.C
Tesis
Nacional de Colombia, Bogotá. Facultad de Agronomía.
Rodríguez A. (2007) Efecto del Aceite Esencial de cinco especies Nativas Chilenas Sobre el Crecimiento De Botrytis cinerea y Penicillium expasum.
Universidad de Concepcion, Chile. Facultad de Agronomía.
Revistas
Baños, P., Zabaleta, E., & Colinas, T. (2004). Control Biologico de la papaya maradol roja (carica papaya L). Revista mexicana de patología , 198-205
Barberán, T. (2003). Los polifenoles y taninos en la salud. Alimentación, nutrición y salud, Instituto Danone. 41- 53.
Bernal A., B. Martínez, S. Pérez y E. Rivas. (2002). Diferenciación de Aislamientos de Alternaria solani Sor. A través de los filtrados Fito tóxicos. Rev. Protección Veg. Vol. 17 No. 1 (2002): 40-44
Besnier Romero, F. (1989). Semillas biología y tecnología. Ediciones
mundiPrensa Castelló, Madrid.
Banumathi, B., & Suresh, G. (1997). Evaluation of the antifungal activity of natural xanthones from Garcinia
mangostana and their synthetic derivates. Journal nature products, 519-524.
Basudan A., Shaza M., A. El Gamal, Nawal M., Ramzi A., Adnan J., Farag M., Mahmoud H., KamalEldin H. & Louis M (2013). Phytochemical, Antimicrobial and Antiprotozoal Evaluation of Garcinia Mangostana Pericarp and α-Mangostin, Its Major Xanthone Derivative. Journal Molecules 2013, 18(9)
Bottalico A., Logrieco A., Visconti A. (1989). Presenza di isolati tossigeni e micotossine di
Alternaria spp nei frutti di pomodoro e di peperone affetti da nerume. La difesa delle piante 12: 163-168.
Clark CA, Lorbeer JW. (1995) Comparative histo pathology of Botrytis squamosa and B. cinerea on onion leaves.
Phytopathology 1976; 66: 1279-1289.
Cruz A, M Silva & PG Sammes (1973) Further terpenoids and phenolics of Drymis winterii. Phytochemistry 12: 2549-2550
Industrial Crops and Products, 33(2), 344-349.
Corporación Colombiana Internacional. (1994). Análisis Hortifrutícola para Colombia.
Informes Tecnicos No 1 , 178-180.
Ee GC, Daud S, Taufiq-Yap YH, Ismail NH, Rahmani M (2006). Xanthones from Garcinia mangostana (Guttiferae). Nat. Prod. Res. 20(12):1067-1073.
Feng, W., X. Zheng. (2007). Essential oils to control Alternaria alternata in vitro and
in vivo [en línea]. Food Contr. 18(9): 1126-1130.
Gopalakrishnan G, Balaganesan B. (2000). Two novel xanthones from Garcinia mangostana. Fitoterapia. Sep;71(5):607-9.
Gutierrez, D., Ortiz C.,Mendoza,. A.: (2008) Medición de fenoles y antividad antioxidante en Malezas usadas para Alimentación animal. ;5-7.
Gonzáles, A. (2008). Morfología de plantas, Universidad nacional del Nordeste, 12.
Gray, J.; S. Picton; J. Giovannoni; D. Grierson. (1994). The use of transgenic and naturally occurring mutants to understand and manipulate
tomato fruit ripening. Plant, Cell and Environment 17:557-571.
Herrera, N.M & Chaparro M.P. (sf). (2009) Evaluación de aceites esenciales de canela y de nuez moscada en un recubrimiento comestible para la conservación de frutos de mora de castilla (Rubus glaucus Benth).Avances en poscosecha de frutas y hortalizas.396 – 398.
Jacomino, A., Kluge, R.A., Backmann A., Camargo P. R.. (2002). Amadurecimento e senescência de mamão.
Scientia Agricola , 303-305.
Kampa, M., Alexaki ,V.I.,Notas, G., Nifli, A.P., Nistikaki A., Hatzoglou A., Bakogeorgou E, Kouimtzoglou E., Blekas G., Boskou D., Gravanis A., Castanas E., (2004) Antiproliferative and apoptotic effects of selective phenolic acids on T47D human breast cancer cells: Potential mechanisms of action. Breast Cancer Res. 6, 63–74.
Linuma, L., Tosa H, Tanaka T, Asai F., (2007). Antibacterial activity of xanthone from Guttiferaeous plants against methicillin-resistant Staphylocc. aureus. Pharma Pharmacol, 861-865.
Lopez, A., Sanchez, C., Batlle, R. and Nerin, C. (2005). Solid- and Vapor-Phase Antimicrobial Activities of Six Essential Oils: Susceptibility of Selected Foodborne Bacterial and Fungal Strains. Journal
Lopez, P., Vélez, M., Sanchez, M Bonilla, C.,. and Gallo, P. (2012). Evaluación de extractos vegetales para manejo de hongos patógenos en banano y fresa almacenados: Universidad Nacional de Colombia, sede Palmira.
Maksum Radji, Atiek Sumiati, Renita Rachmayani and Berna Elya. (2012). Antibiogram pattern of endophytic fungi isolated from medicinal plant Centella asiatica. University of Indonesia, Journal of Pharmacy Research . (2012). Indonesia.
Manici, L., L. Lazzeri and S. Palmieri. (1997). In vitro fungitoxic activity of some glucosinolates and their enzyme-derived products toward plant pathogenic fungi. J. Agric. Food Chem. 45(7): 2768-2773.
Martin, F.W. (1980). Durian and Mangosteen. In Nagy, S. and Shaw, P.E. (eds.). Tropical and Subtropical Fruits. Avi Publishing, Inc., WestPort, Connecticut, USA. pp 401-414.
Martínez, S, Gonzales, J & Tuñon, M. (2002). Los flavonoides: propiedades y acciones antioxidantes. Universidad de León. España, 271.
Matilla, P. Hellstrom J. (2007). Phenolic acids in potatoes, vegetables, and some of their products. J. Food Compost.Anal. 20, 152–160.
Memenza, M., (2009). Control biológico in vitro de Botrytis cinerea (Pers) mediante el uso de hongos antagonistas, en vid (Vitis vinifera).Universidad Nacional Mayor de San Marcos.6-7.
Mendoza, L., Wilkens, M.,
Urzua, A. J. (1997)
Ethnopharmacol. 58, 85.
Padilla F, Rincon M, LBoud Rached; (2008) Contenido de polifenoles y actividad antioxidante de varias semillas y nueces Universidad Central de Venezuela, Facultad de Farmacia, Unidad de Análisis de Alimentos. Caracas, Venezuela
Palakawong, C., Sophanodora, P., Pisuchpen, S., & Phongpaichit, S. (2010). Antioxidat and antimicrobial activities of crude extracts from mangosteen (Garciania mangostana L.) parts and some essential oils. International Food Research Journal , 583-589.
Peres, V., Nagem, T., & Oliveira, F. (2000). Tetraoxygenated naturally occurring xanthones.
Phytochemistry , 683-710.
Pessino, S., Ortiz, J., Echeniqwue, V.,Gonzales, A., Seijo,G., Quarin,Camilo., (2008). Apomixis: una herramienta poderosa para el mejoramiento, Facultad de Ciencias Agrarias UNR, 123
Preston G. M, (2000). The right pathogen of the right plant, at el right time, p 123.
Reddy, B., Angers, P., Gosselin, A., Arul, J. (1998). Characterization and use of essential oil from Thymus vulgaris against Botrytis cinerea
and Rhizopus stolonifer in strawberry fruits.
Phytochemistry, 47(8), 1515-1520.
Rojas, J, G Aristizabal, A Peñuela, C Gómez, J. López & M Chaparro. (2004). Caracterización de los productos hortofrutícolas colombianos y establecimiento de las normas técnicas de calidad. FERIVA. Cali, Colombia. 213 pp.
Ratiporn H. Poovarodom S, Leontowicz H., Leontowicz M., Sajewicz, M., Kowalska, T. Efren Delgado-Licon, E. Rocha-Guzmán, N., Gallegos-Infante, J.A., Trakhtenberg, S, and Gorinstein, S., (2007). Comparative Study of Health Properties and Nutritional Value of Durian, Mangosteen, and Snake Fruit: Experiments In vitro and In vivo. Journal Agricultural Food Chemical, 55 (14), pp 5842–5849
Suksamrarn, O., Komutiban, O., and Ratananukul, P. (2006). Cytotoxic prenylated xanthones from the young fruit of Garcinia mangostana. Chemical & Pharmaceutical Bulletin , 301-305.
Garcinia mangostana. Planta Med , 48,59-60.
Taiz, L & Zeiger, E. (2002). Plant physiology, Third edition. Sinauer Assoc. 690 p. ISSN:87893-823-0, USA
Tasleem Arif, T. K. Mandal and Rajesh Dabu.(2011), National Research Institue of Basic Ayurvedic Sciences Nehru Garden, Kothrud, Pune-411038, India
Tepsorn R. (2009).B. Sc., M.Sc. Food Science and Technology Pattani, Thailand Hohenheim. P p74-76.
Williams B, Hoch, Thomas E. Glass, Randy Evans, Miller, Wisse, G. I. Kingston. (2003). A Novel Cytotoxic Guttiferone Analogue from Garcinia macrophylla from the Suriname Rainforest. Planta Med 2003; 69(9): 864-866
Zarena A.S. Udaya Sankari K. (2011). Phenolic Acids, Flavonoid Profile and Antioxidant Activity in Mangosteen (Garcinia Mangostana L.) Pericarp Journal of Food Biochemistrs. P.p 627-633
Páginas web
Colombian paradise. (2010).
Colombian paradise.
Recuperado el 29 de Febrero de 2013. Ver online:
[http://www.colombianparadise.c om/destinos/mariquita.html]
Cosechando Natural (2012) Ex. Camino de Herradura No.10 Tercer piso. San Martín Tepetlixpan, Cuautitlán Izcalli, Estado de México. CP 54763 México Recuperado el 16 de octubre del 2013. Ver online:[] http://www.cosechandonatural.c om.mx/guia_practica_para_culti vo_de_coliflor_guia35.html
FAO. (2004). Manual for trainers in fruit and vegetables safety. . Recuperado el 11 de Enero de 2013, de Ver online:
[http://www.fao.org/es/esn/CDfru its_en]
Gonzales P, (2012). Enfermedades de las crucíferas. Recuperado el 11 de Enero de 2014 de Ver online:
[http://www.pv.fagro.edu.uy/curs os/pvh/DocsPVH/enfermedades decrucifera.pdf
Grupo Fruto Mangostán España. (2011) Recuperado el 22 de octubre de 2013 de
http://www.frutomangostan.es/di sclaimer.html]
Enero de 2008). Recuperado el 29 de Abril de 2013. Ver online:
[http://www.pubmed.gov]
Labrie Marise Universite VAL morine Quebec Canadá 2012 Recuperado el 3 de mayo de 2013
http://www.lesjardinslaurentiens. com/choux-fleurs_parasites.html Ministerio de Agricultura y
Desarrollo Rural, (2012). Recuperado el 29 de Abril de
2013. Ver online: [
http://www.agronet.gov.co]
Osorio Romero, Soriano Barragan, Mendez Garcia, & Garcia Forero, 2009. Recuperado el 10 de Abril de 2013. Ver online:
[http://www.eumed.net/cursecon /ecolat/mx/articulos.htm]
ANEXOS
Tabla III. Severidad en coliflor para evaluación In vivo con Botrytis cinérea.
CONCENTRACIONES (µg/ml)
GRADO DE SEVERIDAD
DIA 2
GRADO DE SEVERIDAD
DIA 5
GRADO DE SEVERIDAD
DIA 7
GRADO DE SEVERIDAD
DIA 9
10 µg/ml 1 3 3 5
10 µg/ml 1 4 5 6
10 µg/ml 1 3 3 4
20 µg/ml 0 2 2 2
20 µg/ml 0 2 2 3
20 µg/ml 0 1 3 3
40 µg/ml 0 0 1 1
40 µg/ml 0 0 1 2
Figura III. Coliflores inoculados con Botrytis cinerea, día 9, concentraciones 10 µg/ml y 20 µg/ml.
a) Crecimiento del hongo B. cinerea, superficie necrótica de más del 80% en la pella, día 9.
