Epidemiología, diagnóstico y control de la gastroenteritis parasitaria de los ovinos en un área del páramo

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(1)3Qí. UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y DE ZOOTECNIA. fIJOTECA mOet '25 ENE. 199. EPIDEMIOLOGJA, DIAGNOSTICO Y CONTROL DE,LA GASTROENTERITIS PARASITARIA DE LcS OVINOS EN UN AREA DE PARAMO. Trabajo dirigido presentado como requisito parcial para optar al tttulo de Médico Veterinario. ALFONSO ACOSTA GARAY FERNANDO ESPINOSA DE LATORRE. Bogotá, D.E., noviembre de 1981.

(2) 91WOTECA AGp0prCUA00 9 CO4QMO) Rector:. EDUARDO BRIEVA B.. Vice- Rector Administrativo:. JAIME RODRIGUEZ L.. Vice- Rector Académico:. PEDRO LAZARO B.. Secretario General:. GUILLERMO SICARD M.. Decano de la Facultad:. AURELIANO HERNANDEZ V.. Secretario de la Facultad:. JAIRO REY R.. Director del Trabajo:. JOSE D. MOGOLLON G.. Profesor de la Materia:. HELIA R. DE CARDONA. Jurados:. JAVIER HERRERA G. ELADIO JARAMILLO M.. u.

(3) "El Presidente de Tesis, El Consejo de Jueces de Tesis y el Jurado Examinador no serán responsables de las Ideas emitidas por el Candidato". (Arttculo 104 de los Estatutos de la Universidad Nacional).. it'.

(4) A la memoria de mi padre A mi madre A mis hermanos A María T. ALFONSO. A mis padres A la memoria de mi hermano Rafael A mis hermanas A Clara F. FERNANDO. iv.

(5) AGRADECIMIENTOS. Al doctor José bar(o Mogollón G., por su inv&uable colaboración y dirección tScnica durante la planeación y ejecución de este trabajo. A los profesionales y ayudantes del Proyecto Sanitario Ovi no Colombo-Británico, en especial a la Bacteri6loga Alba Luc(a Hernández de Galvis y al señor Alan Barnham. Al Director del Programa Nacional de Ovinos y a los profesionales de la Granja Experimental "San Jorge" del Instituto Colombiano Agropecuario, ICA., doctores Alfonso Naranjo, Néstor Morales, Ramiro Prada y Yesid Sabo gal por su desinteresada -ayuda para -la realizaci6n de la parte experimental del presente trabajo. Al doctor Orlando Martínez de la División de Estad(stica y Biometrfa del loA., por su aporte para el análisis e interpretación de tos resultados. y.

(6) Al doctor Rafael Neira del Programa de Patologt'a del LIMV, y a la señorita Mar(a Teresa León por su valiosa colaboraci6n en el diseño y elaboraci6n de las grficas y tablas de resultados.. 1. A todas aquellas personas que de una u otra forma contribuyeron al desarrollo de este trabajo.. vi.

(7) c. CONTENIDO. Página. 1.. INTR ODUCCION. 1. 2.. REVISION DE LITERATURA. 4. 3.. MATERIALES Y METODOS. 33. 4.. RESULTADOS. 52. 5.. DISCUSION. 103. 6.. RESUMEN. 112. ABSTRACT. 114. REFERENCIAS. 116. vi¡.

(8) INDICE DE FIGURAS. FIGURA No.. Página Observaciones meteorológicas realizadas durante el desarrollo del experimento. Tomadas con intervalos de quince dtas.. 2. 54. Resultados de peso promedio. El grupo 1 se trato cada cuatro semanas; el 2 cada seis semanas y el control no Fue tratado.. 3. 59. Resultados promedio de la excreci6n de huevos por gramo de heces, relacionados con el número de larvas iníectivas por kilogramo de pasto en el lote de machos y la precipitación pluvial.. vi¡¡. 64.

(9) FIGURA No. 4. Página. Promedios de excreci6n de huevos por gramo de heces del gru po control y del grupo 2, relacionados con el grado de infestaci6n larval de los paseos.. 5. 66. Relaci6n de la temperatura mxima durante los siete meses del experimento con los niveles de larvas infectivas por kilogramo de pasto, en los dos potreros emplea dos.. 72. 6 Recuento de larvas infectivas en los potreros experimentales. Se indica la precipitaci6n pluvial durante el per(odo del ensayo.. ix. 74.

(10) FIGURA No. 7. Página. Promedios de hemoglobina y hematocrito con la desviaci6n están dar de cada grupo.. 8. 79. Promedios de los niveles de pias mapepsinógeno (concentración de tirosina mU/litro) en los tres grupos del experimento.. 9. 86. Promedio de los niveles de plasmapepsinógeno di grupo control y el grupo 1, relacionados con la contaminaci6n larval de los pastos y la precipitaci6n pluvial.. 10. 90. Promedio de los niveles de piasmapepsin6geno del grupo 2 compa rado cn el control.. x. 93.

(11) FIGURA No.. Página. 11 Promedio de huevos por gramo de heces de los grupos control y grupo 1 , comparados con los promedios de los niveles de plasma pein6geno respectivos.. 95. 12 Promedio de huevos por gramo de heces del grupo 2 y control, relacionados con los promedios de los niveles de plasmapepsin6geno.. 97. xi.

(12) INDICE DE TABLAS TABLAS No.. Página. Observaciones meteorol6gjcas de temperatura máxima y precipitaci6n de los meses de septiembre de 1980 a marzo de 1981. 2. 56. Valores promedio de peso de los tres grupos experimentales observados cada quince dfas.. 3. 61. Recuento promedio de huevos por gramo de los tres grupos experimentales.. 4. 68. Conca- traci6n de larvas inrectivas por kilogramo de pasto en los dos potreros del experimento.. 76. xli.

(13) TABLA No. 5. Página. Valores promedio de hemoglobina (gm/100 ml) y desviaci6n estandar obtenidos en los siete meses del experimento.. 6. 81. Valores promedio y desviaci6n estandar de hematocr'ito (%) de los tres grupos experimenteles.. 7. 83. Promedio de los niveles de plasmapepsinógeno (concentración de tirosina mU/litro) comparando al grupo control con los grupos 1 y 2.. 8. 88. Recuento de parásitos adultos en abomaso, intestino delgado y grueso de tres animales sacrificados representativos de cada grupo.. xiii. 100.

(14) TABLA No. 9. Página. Porcentajes de las distintas especies de parásitos gastrointestinales encontradas en el abomaso e intestino delgado de tres animales sacrificados de cada grupo experimental. 102. xiv.

(15) 1. INTRODUCCION. La Gastroenteritis Parasitaria es considerada como uno de los problemas limitantes en el desarrollo de la industria ovina a nivel mundial y nacional. Las pérdidas econ6micas son cuantiosas, provenientes de las lesiones del tracto gastrointestinal que traen consigo, anorexia, anemia, dePiciencta en la conversi6n de alimento, reducción en la ganancia de peso e incremento en el tiempo de engorde; mortalidad en animales j6venes y dtsmtnuci6n en la utilidad que puedan producir las praderas muy contaminadas. A estos erectos que disminuyen las ganancias en producción de carne y lana, se suma el alto costo de los tratamientos antihelmtjcos y el aumento paulatino de la periodicidad de los mismos, aPiadindose la necesidad de darle a los animales alimentos suplementarios. La importancia de las pérdidas écon6micas de las enfermedades parasitarias no se ha podido cuantificar exactamente, debido a que su presentación y efectos vari'an notablemente.

(16) 2. según los pafses y regiones.. Como consecuencia ha surgido. un creciente interás en el control y tratamiento del parasitismo gastrointestinal y especialmente en el estudio de la epidemiol.ogta de los helmintos causantes de estas pérdidas, campo de investigación de desarrollo en la actualidad. La Frecuencia del parasitismo gastrointestinal cambia ampliamente dependiendo de algunos Factores como son: las condiciones ambientales de la regi6n, los hábitos de pastoreo, la existencia de praderas naturales, el estado inmu nológico y nutricional de los animales en contacto con los parásitos, los huéspedes intermediarios existentes en la zona y el ntmero de larvas infectivas en los pastos; estableciéndose as( una interacci6n de causas diversas, lo cual impide reconocer las de mayor importancia en la producción de la enfermedad. Los métodos que se utilizan para determinar el daño en el animal basados exclusivamente en el recuento de huevos por gramo de materia Fecal., son discutibles, siendo necesario deducir todos los factores epidemiológicos que intervienen en el problema..

(17) 3. El prop6sito del presente trabajo es el de incrementar los conocimientos de la epidemiología de la Gastroenteritis Pa rasitaria en áras de páramo, observando los aspectos cli matol6gicos y la rel.aci6n huésped-parásito. Además Fornen tar el empleo de los métodos de diagnóstico tradicionales y la determinaci6n de los niveles de plasmapepsin6geno, necesarios para el reconocimiento de los erectos nocivos oca sionados por los nemátodos y sus larvas inFectivas sobre el huésped afectado. Los resultados obtenidos en este estudio serán utilizados para indicar métodos más adecuados de manejo, que en uni6n con el uso de antihelm(nticos en épocas estratégicas, aportarán una ayuda para el. desarrollo de la industria ov na colombiana, lo cual redundará en un incremento en la producción de esta especie..

(18) 2. REVISION DE LITERATURA. 2.1. DESCRIPCION DE LA ENFERMEDAD El parasitismo gastrointestinal en los animales do. místicos es una enfermedad aguda o crónica, cl(nica o sub cl(nica, caracterizada por gastroenteritis, depresi6n, ane-. mia, pérdida de peso y disminuci6n de la conversi6n altmenticia (44, 50, 66, 71). Las pérdidas en los animales provienen de las lesiones en el tracto alimentario y de la disminuci6n en la utilidad en los pastos, a esto se suman las prd ¡das econ6micas por los altos costos de los tratamientos y de los concentrados,lo cual no favorece el desa rrollo de la producción ovina en Colombia (66, 70, 71). 2.1 .1. Etiologra La Gastroenteritis Parasitaria ocurra en todas las. razas, sexos y edades de ovinos. La enfermedad es causada por varias especies de helmintos, entre los cuales se describen como más frecuentes al Trichostrongylus.

(19) 5. la Ostertagia sp., Haemonchus. y el Nematodirus sp.. en menor grado (44, 54, 75). Los estados larval y adul to están influenciados sin embargo, por factores medioam bientales, nutricionales y de inmunidad del huésped. 2.1.2. Patogenia En términos generales los efectos de la infestaci6n. var(an según la localizaci6n del parásito y su número en el huésped. Las larvas del Trichostrongylussp., producen irritaci6n de la mucosa del abomaso; la Ostertagia s., produce abornasitis, hipoproteinemia, pérdida de tejido y anemia pce' la migración de las larvas al interior de las glándulas gástricas de la pared del abomaso, que se agrava posteriormente a la salida de las larvas con lesiones multifocales de la mucosa (16, 22, 47); el Haemonchus contortus y el Nematodirussp., actúan de una manera similar ya que son hemat6fagos (22, 47). Estas condiciones patológicas en Ci animal producen disminución del ingreso de alimento al organismo, hipocalcemia, hipofosfatemia, anemia y por último diarrea con el consecuente atraso del animal (56, 76)..

(20) 6. 2.14. Signos cl.fnicos La forma cl(nica de la enfermedad se manifiesta. por anemia, decaimiento, anorexia, emaciación, edema de espacio mandibular en algunos casos y muerte en los casos sobreagudos (26, 44). La forma subcl(nica o crónica es m' dif(cil de demostrar, porque no se presenta claramente, pudiendo confundirse con otras enfermedades. Los s nos generales son: anorexia inmediata al daño de la mucosa que se contina luego con bajo apetito, aumentos mt'nimos'en la ganancia de peso, poco desarrollo de lana, baja producción de leche en madres, anemia y en ciertos casos, puede presentarse muerte por complicaciones secundarias (26, 48, 76, 79). 2.1 .4. Lesiones Las lesiones macroscópicas incluyen anemia, dege. neración mucoide de los depósitos de grasa, edema submandibular y abdominal, con aumento de l(quidos en las ca vidades torácica, pericardial y peritoneal. La pared del abomaso aparece congestionada y edematosa, pudiéndose.

(21) 7. hallar lesiones hemorrágicas en la mucosa en los sitios de migración de las larvas, pequeños n6dulos de 1 a 2 mm. causados por larvas incrustadas, tambi& es Factible encontrar pequeñas ulceraciones en los puntos de Fijación de los adultos. El contenido del abomaso suele ser parduzco debido a la presencia de sangre libre y puede contener un gran número de parásitos en el abomaso y a lo largo del intestino (87, 88). Microsc6picamente, la anemia es demostrable, observándose gran actividad en la médula 6sea. En el abomaso es posible encontrar una gastritis Fibr ¡noca tarral, con numerosas células mononucleares en la lámina propia. Las criptas de las vellosidades intestinales están aumentadas de tamaño, con la proliFeración de linFocitos y células plasmáti cas y en algunos casos eosin6Filos en la lámina propia del abornaso y del intestino. La atrofia de las vellosidades intestinales es otro hallazgo importante considerándose como una causa principal de diarrea por malabsorcjón (87, 88)..

(22) 8. 2.2. FACTORES MEDIOAMBIENTALES La epidemiolog(a de los parásitos gastrointestina-. les está determinada por un gran número de factores entre los cuales se destacan: la humedad y la temperatura del medio ambiente, los huéspedes reservorios, el aumento en la productividad de los pastos y el número de anima les por hectárea, lo mismo que las condiciones nutriciona les e inmunitarias del huésped (36). En la literatura exis te un volumen considerable de publicaciones sobre los efec tos de las condiciones del medio arr-biente para el . desarro Ho y sobrevivencia de las formas de vida libre de los nemátodos. Los ambientes más adecuados son aquellos que proporcionan calor y humedad, pudiendo las larvas sobrevivir en gran número en los pastos • (6, 26, 36, 59). Dependiendo de la temperatura de cada regi6n, existe una gran diferencia en la proporci6n de las especies predominantes, debido a que muchas de ellas pueden sobrevivir en cantidades apreciables a un invierno riguroso, especialmen te la Osterlagia p. y el Nematodir'us ap., otras especies.

(23) 9. son relativamente resistentes al Fr(o y unas pocas especies resisten altas temperaturas y la desecación (26, 36, 43, 79). Estas diferencias se observan en el norte de Europa en áreas de clima templado donde el Trichostrongylus vitrinus y el Trichostrongylus colubriformis, tienen una relación de presentaci6n de 6 a 1 , mientras que en los Estados Unidos la proporción se invierte (6). En Australia la dominancia del Trichostrongylus colubriformis es mayor en g pocas de invierno lluvioso y el T. vitrinus, aumenta en veranos lluviosos (6). En el hemisferio norte la Ostertagia trifurcata y la O. circumcincta, se encuentran enuna proporción de presentación de 1 a 7, mientras que en Australia esta proporción se invierte (26, 38). Silverman y Campbell (80), encontraron que a mayor tem peratura y condiciones adecuadas de humedad, el desarrollo de los huevos y las larvas del Haemonchus contortus to maba menos d(as para alcanzar la forma infectiva, que las larvas de Ostertagia_11p. y Trichostrongylus sp. De otro.

(24) jo. lado Jensen (44), demostr6 que el Haemonchus contortus tenía menor resistencia a la desecaci6n en varanos secos y a temperaturas bajas en inviernos prolongados, siendo la Ostertagia . y el Nema tod¡rus p. resistentes a estos pe rfodos adversos. Sin embargo las larvas de Ostertagia . muestran ser muy sensibles a las temperaturas altas. Dum (26), observó que a -5°C., casi todas las larvas per manect'an y no consum(an sus reservas de alimento, por lo tanto eran capaces de sobrevivir por largos perrodos. El rango de temperatura óptimo para el desarrollo que per mita un incremento rápido sin un excesivo gasto de la reserva de glicógeno, oscila entre 22°C. y 26°C. Por encima de los 3000., la larva consume su reserva energóti ca rápidamente y muere pronto. El clima influye en Forma sustancial para que prospere la Gastroenteritis Parasitaria. Con tiempos húmedos y Fr(os prevalece como sucede en Australia y AFrica del Sur durante los meses de invierno, el Final del verano y otoño cuando las lluvias son más intensas; en zonas áridas y.

(25) 11. con temperaturas altas la enfermedad no es importante, salvo en años de elevada precipitaci6n pluvial, Sin embar go la Gastroenteritis Parasitaria es my grave en las regiones de clima templado donde la enfermedad se observa con m.s Frecuencia durante los meses con temperaturas de 18°C. y precipitación pluvial de 52.5 mm (6, 26, 59, 79, 91) Estas observaciones se han venido confirmando en Colombia, donde el nivel de nemétodos se mantiene oscilando, aumentando la excreción de huevos por gramo precisamente en las épocas lluviosas del año (39). Ferry y Mogollón (66), encontraron que ocurrf'a una considerable elevación de la infestación cerca de mayo, per(odo que coincide con la estación lluviosa. Se observ6 una tendencia al incremen to en la excreci6n de huevos por gramo en adultos y jóvenes en este tiempo. Otro factor de importancia en el estudio de las enfermadades parasitarias es el aumento de la productividad de los Pastos, debido a la introducción de plantas forrajeras hasta el presente no utilizadas y a nuevas variedades de las.

(26) 12. ya existentes y nuevos sistemas de irrigación y fertilizaci6n, por lo tanto los animales pueden alimentarse en zonas más pequeñas. El mejoramiento de las praderas trae como consecuencia mar longitud y. volumen de los pastos proporcionando una mejor protecci6n a los hLevos y larvas con respecto a la luz del sol y la desecaci6n dando como resultado un aumento en la contaminaci6n de los pastos (26, 59, 79).. El aumento de las larvas infectivas en las praderas irrigadas puede ser semejante al observado en apocas de verano cuando los animales se concentran en gran escala en -. las márgenes de los-r(os, alrededor de pozos, manantiales y pantanos donde se encuentra el poco alimento (11). En este aumento también intervienen los fragmentos de materia fecal que actúan como reservorios de larvas durante el tiempo seco con un promedio de sobrevivencia en dichos fragmentos de cinco meses en verano y de siete a ocho en invierno (79).

(27) 13. 2.3. CICLO VITAL DE LOS PARASITOS El ciclo vital de los nemtodos es directo, produ-. ciéndose la infestación por la ingestión de pastos contaminados. Los huevos son eliminados con las heces y en condiciones favorables producen dos etapas sucesivas de larvas no infectivas y una tercera que s( lo es. Este proceso ticnc una duración de cuatro d(as, sin embargo, en condiciones adversas el per(odos necesario para el desarrollo de estas etapas puede prolongarse debido a que la migración de las larvas desde las heces tiene lugar únicamente cuando la superficie de esta es húmeda, pudiendo ser por lo tanto continua o intermitente (4, 44). Entre el período de maduración y la iniciación de la postura de huevos ocurren per(odos silenciosos muy cortos; el Trichostrcngylus ap., de 2 a 3 semanas, la Ostertagia osterde 3 a 4 semanas, el Nematodirus spathiger de 3 a 4 semanas, sin embargo estos periodos pueden ser mucho más largos quizás a causa de cierto grado de inmunidad que el huásped posea por infestaciones anteriores (4)..

(28) 8fIj TEC. r. 2.3.1. Hipobiosis (Larvas inhibidas) Es un fenómeno que ha sido observado principal-. mente en nemátodos. Este proceso sucede cuando las lar vas infectivas detienen temporalmente su evoluci6n y coincide en muchos nemátodos con el cuarto estado larval (4). Esta inhibici6n es causada por cambios climáticos no propicios para el desarrollo y por el aumento de la inmunidad del huésped; este estado se contira hasta cuando las cóndi ciones ambientales sean más favorables (9, 10, 15, 50, 51, 87, 91). En muchos pa(ses de Europa se ha demostrado que las larvas ingeridas al final del otoño o invierno (oc-. tubre-enero) no se desarrollan hasta su estado adulto, sino que permanecen en hipobiosis extendiéndose por muchos meses su desarrollo Blitz y Gibbs (9, lo), confirmaron este hecho, al observar que la detención del desarrollo del Haemonchus contortus durante el invierno y la sub siguiente maduración en la primavera eran parte integral del ciclo de vida del helminto. En Gran Bretaña, los niveles de larvas tienden a descender al comienzo del invierno, estabilizándose en cantida-.

(29) 15. des (nfimas hasta el inicio de la primavera; época en la cual predomina principalmente la Ostertagia p. (14, 72, 89, 90). Al mismo tiempo se ha observado que las larvas infectivas de Ostertagia. en el examen post-mortem se encuentran inhibidas en un 88% en diciembre, en enero un 80% y en los siguientes meses baja, presentándose únicamente adultos; las larvas del Haemonchus contortus están presentes en ntímero reducido en la mayoría de las ovejas, pero casi siempre en estado de inhibición, las larvas de Trichostrongylus axei se encuentran en alta proporción en diciembre y enero disminuyendo de febrero en adelante (33, 41, 91). De acuerdo con las observaciones anteriores Connan (14) y Reid y Armour (72), reportaron que un alto porcentaje de larvas ingeridas llegan a estar inhibidas hasta abril don de evolucionan hacia adultos, indicando que las infestaciones ocurridas en esta época deberían ser atribuídas a la existencia de larvas en los pastos sobrevivientes al invierno (7, 10, 36, 50, 52, 74)..

(30) 16. En otras áreas del mundo, como Australia, Israel y Nigeria, la hipobiosis se ha demostrado en tiempos en que pr'e valecen las condiciones secas y en respuesta a la elevación de la temperatura y baja humedad (6, 26, 44, 51, 79). En el norte de Nigeria, Eyserk (30), Fabiyi (31), Geldorp y Schillhorn (33) y Ogongusi (61), han demostrado que la Haemonchosis es probablemente la enfermedad más serie de las ovejas, apareciendo generalmente en la es taci6n lluviosa, la cual va desde mayo hasta el final de octubre. Ogongusi (61), encontró que el recuento de huevos por gramo de heces bajaba progresivamente de noviembre a abril, empezando a elevarse al final de mayo; en las necropsias realizadas se observó que la maduraci6n de las larvas se iniciaba en cantidad en abril. Para esta misma época Schillhorn (77), diagnosticó una Haemonchosis clínica asociada con larvas inhibidas que fueron ingeridas por los animales al comienzo de diciembre. Hallazgos similares fueron reportador por Fabiyi (31), con Trichostronqylus sp. y Oesophagostomum sp., observando que sobreviv(an primariamente como adultos, dife-.

(31) 1.7. r'enci.ndose del Haemonchus contortus el cual permanece co mo larva inFectiva (33, 43). 2.3.2 Sucesión de generaciones Otro de los Factores epidemiol6gicos que estudian actualmente, es la sucesión de generaciones por año de las diferentes especies de nemtodos gastrointestinales (6, 11, 20 1 2131 37 2 53, 62, 88). La cantidad de generaciones depende de las condiciones medio-ambientales de la regi6n, de la hipobiosis, de la Fecundidad de los nemátodos hembras y del intervalo entre generaciones sucesivas (20, 21). Es conocido que el nimero de generaciones de helmintos por año es bajo y en algunas partes puede ser mnicamente de una o dos (6, 20, 53, 89). Gibson (37) y Michel. (52), demostraron que la cantidad de generaciones depend(a, del tiempo de pastoreo, de la capacidad para sobrevivir al invierno y del tiempo que toman las Formas larvarias para desarrollarse..

(32) 18. Boag y Thomas (11, 20), en el norte de Europa, indicaron que pod(an ocurrir tres generaciones en el año: la primera, de mayo a junio compuesta por larvas que sobre viv(an al invierno en los pastos; la segunda, de julio a agosto producida por autoinFecci6n y por la elevaci6n postparto;y la tercera en octubre ocasionada únicamente por. autoinrección de la segunda generaci6n. Eyserk (30) y Ogongusi (61), en el norte de Nigeria encontraron que el Haemonchus contortus tomaba unas sie te semanas en desarrollar la primera generaci6n con tres a cuatro generaciones durante el año, dos m.s que en el noroeste de Europa. Observaron además, que la menor proliricidad del Trichostrongylus. . eleva más lentamen-. te la poblaci6n que el Haemonchus contortus y probablemen te tiene una generaci6n menos. De acuerdo con los resulta dos concluyeron que la primera y segunda generación, cau san Haemonchosis aguda, mientras que la última generación causa Haemonchosis crónica y Trichostrongylosis (33, 75)..

(33) 19. 2.4. FACTORES INMUNOLOGICOS La inmunidad en las enfermedades parasitarias. gastrointestinales ha sido poco estudiada, no obstante, es evidente que el huésped elabora anticuerpos contra eta pas larvarias vivas y en estado histotr6fico de desarrollo (60, 68, 82). La respuesta inmune contra los helmintos es con frecuen cia menos eficaz y más transitoria que la inmunidad contra los organismos unicelulares (81). Un animal con un nivel inmunitar-io adecuado puede permitir el establecimien to de larvas infectivas que son destru(das a medida que maduran; sin embargo en un animal parcialmente inmune, se detiene el desarrolló de las larvas, pero no se destruyen pudiendo reanudar su crecimiento si se reducen las defen sas del huésped (17, 47, 82). Es posible que en la conservaci6n de gran número de larvas en estado inhibido, dependa en alto grado la inmu nidad del huésped, aceptando que la edad y estado nutricional son factores que intervienen en el nivel de inmuni.

(34) 20. dad (12, 13). Los j6venes son mucho más susceptibles que los adultos, pero no se ha dilucidado si el aumento de la resistencia de los animales mayores dependa exclusivamente de la edad o está concedida po' inPestaciones previas (13, 73, 74). Debido a lo anterior, la inmunidad constituye un Factor importante principalmente en la Trichostrongylosis. Por otra parte la resistencia a la inFestaci6n por ciertas especies de Nematodirus sp. depende de la edad, ya que los ovinos de más de seis meses, resisten a los efectos de la infestación, tanto si han sido expuestos previamente como si n6. (38, 70, 77, 84, 85, 87). Otro rasgo importante de la reacción inmunitaria, es el aumento en la excreción de huevos durante el puerperio en los ovinos, esto es debido a la disminuci6n temporal de la inmunidad en la oveja en el momento del parto; es te fen6meno posee importancia en la epidemiologt'a de la Gastroenteritis Parasitaria, porque proporciona un nCme ro elevado de parásitos en un ambiente habitado por ove.

(35) 21. jas en per(odo de lactancia, muy susceptibles y con baja re sistencia y por crfas todav(a más susceptibles que no han tenido tiempo de desarrollarla (6, 12, 13, 17, 62). Una respuesta inmunitaria que puede ser vista en algunos casos, es un Fen6meno de hipersensibilidad a los helmintos llamado "autocuraci6n" (selfcure) en la Gastroenteritis Parasitaria de los ovinos que consiste en la eliminaci6n brusca de un gran número de parásitos adultos como consecuencia de una reacci6n local de hipersensibilidad en el abomaso e intestino provocada por una infestación larvaria baja, recientemente adquirida. Las larvas no son afectadas .y pueden llegar a la madurez en nimero suficiente para causar la muerte (1, 2, 68, 69). Los animales que presentan esta respuesta no son inmunes posteriormente en forma obligada, considerándose que la mayor importancia de la "autocuración", aparte de la remisi6n temporal, es el efecto engañoso que puede ejercer sobre la valoraci6n de los programas de control (2, 68). La reacci6n inmunitaria ha sido explicada por Smith (81), demostrando que los anticuerpos IgG en el moco del abo-.

(36) 22. maso eran producidos por la acci6n de los parásitos sobre las paredes gástricas, mientras que anticuerpos IgA eran liberados localmente por las células plasmáticas en la mucosa del abomaso. Sin embargo Smith (82), observ6 posteriormente que las ovejas presentaban una resistencia al Haemonchus contortus, por inFecci6n repetida y que el moco content'a IgA antilarval, concluyendo que es muy posible que el antisuero IgA tenga una actividad dependiente de la especie del helminto que cause el daño (60, 62). Estudios hechos en Nigeria por Preston y Allonbay (68), sobre la capacidad de respuesta inmune y susceptibilidad de algunas razas, las cuales Fueron comparadas poniéndolas a prueba con un nimero conocido de Haempnchus contortus. Se encontró- qüe la raza Red masa¡ se curaba por sí sola en el 80%, observando una reducción en el recuento de huevos por gramo en esta raza con respecto a otras tres razas durante los dos años del experimento. Esta variaci6n en el número di6 margen para pensar en la exis tencia de una habilidad especial para producir respuesta inmune contra el parásito, confirmando los hallazgos de Smith (82)..

(37) 23. La resistencia genética a la enfermedad es un aspecto impor tanta y conveniente en programas para el incremento del desarrollo de la ganaderl'a particularmente, en áreas donde los m&odos de manejo tradicionales no incluyen el uso de medidas de control en enfermedades (68). Cuperlovic y colaboradores (22), demostraron que ovejas con hemoglobina tipo A son más resistentes a los nemátodos (Haemonchus contortus y Ostertagia circumcincta), que con hemoglobina B, dándosele igual número de larvas inFectivas. Concluyeron que algunos de los genes responsables para el tipo de hemoglobina, pudiesen también influir en ciertos as pactos de la respuesta inmune (22, 69). En relaci6n con el ecosistema huésped-parásito se han encontrado muchas anomalías no explicables en términos de anticuerpos entre los cuales se han identificado dos aspectos: dosis masivas de larvas pueden no producir inrecci6n, mientras que dosis pequeñas sí la causan; también se demuestra que dosis equiparables pueden producir efectos distintos en diferentes momentos y que un cambio en el pH.

(38) 24. puede propiciar la viabilidad de cierta concentración de vermes (24, 35, 40, 47). As¡ mismo, una población de Haemonchus contortus en el abomaso afecta en forma manifiesta el pH de este 6rgano, lo mismo que afectart'a el nmero y maduración de diversas especies de Nematodir'us en el intestino de los rumiantes (47). Uno de los postulados más recients en el estudio de las enfermedades parasitarias, es que la inhibición de las larvas en los tejidos puede ser debida a factores distintos de la respuesta inmu-itaria del huésped y quizás dependa de una susceptibilidad innata de las larvas a ciertos factores como la estaci6n del año (8, 15, 40). De acuerdo a lo anterior Sykes y colaboradores (85, 86), encontraron una dificultad en predecir los efectos subcli'nicos del parasitismo, por falta de conocimientos sobre la risiologfa particular entre el huésped y el parásito en las diferentes porcio nes del tracto digestivo y la acción del parásito en cada porción (87, 88)?.

(39) 25. 2.4.1. Efecto en la lactancia El efecto de la lactancia sobre la expulsi6n y fe-)k. cundidad de los parásitos es aparentemente complejo (17). El modo de acci6n de la respuesta inmunitaria a los nem todos gastrointestinales Fuera de la lactancia depende de una acci6n secuencial de la inmunidad humoral y de la inmunidad celular (25, 45, 46). Al final de la preñez y en el per(odo de la lactancia la ex pulsi6n de los parásitos está interrumpida por la disminuci6n de la inmunidad celular (64); como resultado se aumenta el número de parásitos y se eleva el tiempo de permanencia de la poblaci6n existente, mientras tanto se incremente la cantidad de huevos en materia Fecal; al mis mo tiempo la Fecundidad de los parásitos hembras en huás pedes previamente inmunizados se eleva afectando no solamente las madres sino también los lactantes (14, 63). Estos Factores ponen en evidencia que la inmunosupresi6n y el debilitamiento del mecanismode expulsión de los parásitos es primariamente de origen endocrino (3, 5),.

(40) 26. reflejando la relaci6n de una hormona de la gestaci6n(la prolactina),que interfiere en la respuesta del huésped en este perfodo, asociada pro bablemente con glUcoCOrt:jcojdeg y p roseaglandinas (16, 25,46). 2.5. FACTORES NUTRICIONALES Es evidente que cierto número de factores, de los. cuales la nutrici6n es uno muy importante, pueden ejercer efectos manifiestos sobre la resistencia de los animales a los helmintos; la inmunidad espec(fica, la hipersensjbjlj... dad,que puede acompañarse o no de inmunidad y la edad son algunos de ellos (6, 16, 17). Con frecuencia, es di ft'cil separar los efectos de estos factores que pueden actuar unidos y posee particular importancia establecer una diferenciaci6n, entre la resistencia al establecimiento de una i nfestaci6n,taj como ocurre en un animal inmune y la resistencia de los efectos de la infestaci6n ya establecida COMO puede ocurrir en un animal bien nutrido (8, 18, 19).. Es un principio bien conocido que los animales desnutridos son 'm ás susceptibles a los erectos de los parásitos inter-.

(41) 27. nos y se hallan más expuestos a recibir cargas masivas de vermes por su incapacidad para liberarse rápidamente de la infestaci6n (19, 85). La anemia, los defectos en el crecimiento y estados asociados con carencias nutritivas, se aceptan en términos genera les,como factores pr'edisponentes a infestaciones masivas por vermes (86). Sykes y colaboradores (85), demostraron que el parasitismo abomasal crónico reduce significativamente el crecimiento del esqueleto; esta situaci6n es muy relevante para la producci6n animal, dado que el tamaño del esqueleto determina la capacidad de crecimiento del animal jon y la acumulación de miísculo (74, 85, 86). Sykes y colaboradores (85), también demostraron que el parasitismo del intestino delgado reduc(a el volimen del hueso y el ntmero de células en el cartflago endocondral causando defectos en la erosi6n capilar del hueso. Además observaron que habra una disminución en la mineralización de la matriz ósea y una marcada reducción en la concentra ción de fósforo en el plasma, sugiriendo, que la Osteoporo-.

(42) 28. sis mineral observada es inducida por una deficiencia en la relaci6n calcio-fósforo (85, 86). El-Mar'aghi y colaborador-es (28), reportaron hallazgos similares, indicando que la Osteoporosis resulta de una deficiencia de energra y prote(na, agregando que el parasitismo produce cambios en la eficiencia del alimento y disminuye la digestibilidad del nitrógeno y la eficiencia de utilizaci6n de la energra metabolizable. Se ha demostrado además, que los niveles de la hormona tiroxina se encuentran disminu(dos en las ovejas afectadas de parasitismo intestinal (86). Tampoco se puede excluir que los daños óseos observados pueden ser relacionados con diferentes efectos hormonales que están reducidos por el parasitismo de las diferentes partes del tracto digestivo (18, 49). La presencia del Haemonchus contortus en el abomaso dificulta la digesti6n y la absorci6n de prote(nas, calcio y fósforo, pero no se ha demostrado si este hecho depende de la lesi6n de la mucosa y de la alteraci6n de la capacidad de absor ci6n o debe atribuir-se a los efectos de los principios t6xi-.

(43) m G D0p. 2. cos elaborados por los nem.todos (19, 86). Es importan te aclarar que también pueden observarse carencias espec( Ficas de nutriertes como cobalto, cobre y protetna,que ayu dan a disminuir la resistencia del animal,de la misma For ma que ocurre en la desnutrici6n general (8, 19). 2.6. METODOS DE DIAGNOSTICO Durante los últimos años se ha reconocido la exce. siva importancia que se atribuyó en un tiempo al recuento de huevos por gramo de heces, como medida de la severi dad de la inFestaci6n de un animal; es importante no caer en el error de diagnosticar la Gastroenteritis Parasitaria basndose exclusivamente en el recuento de los huevos en las heces (13). También se deben tener en cuenta para el diagn6stico,los signos cl(nicos del animal o del rebaño en general,como son anemia, depresión, muertes siibitas, la edad, la época del año y la resistencia de los par.sitos a los antihelmfnticos usados (26) Brunsdon (12), encontr6 que es m(nima la rel.aci6n entre el recuento de huevos por gramo de heces, el estado gene ral y el número de parásitos del huésped; por lo tanto no.

(44) [ci']. se puede Formular un diagnóstico preciso con dicho recuen to. Sin embargo se ha conólu(do que puede en algunos casos ser aceptado como un reflejo relativo de la carga para sitaria (7, 23, 32, 54, 58). Coop y colaboradores (18), comprobaron que el recuento de huevos en materia Fecal es una medida insensible de la patogenicidad en infecciones parasitarias; se reconoce que el cuarto estado larval de la Ostertagia sp. es el más no civo para el animal; en esta época no se eliminan huevos, por lo tanto el recuento de huevos en las heces serta de valor limitado en la evaluaci6n del efecto sobre la oveja. Ford (32), en Gran Bretaña, examinó un gran nímero de muestras durante el curso de dos años y encontr6 que los niveles de plasmapepsin6geno mostraban una variación muy grande, pero que los valores de cerca de 10 uI por litro se observaban únicamente en las estaciones lluviosas cuando ocurr(a la presentación de la Ostertagiasis tipo II. Brunsdon (12,-13), en Nueva Zelandia, encontró una buena correlación entre el nimero de parásitos y el pias.

(45) 31. mapa psinógeno en los bovinos. Debido a la Frecuencia de la Ostertagiasis tipo II, se consideran como resultados po sitivos, niveles- de 3000 mU por litro de tirosina para bovinos adultos; estas cifras indican el daño en la mucosa por la acci6n del parásito yson una guCa para sospechar su gravedad (73, 77). Michel y colaboradores (54), reportaron la relación entre el plasmapepsinógeno, parásitos en el abomaso, contenido de huevos en las heces y ganancia de peso. Anderson y co laboradores (4), demostraron que los niveles de plasmapepsin6geno se incrementan con la edad,siendo por lo tanto más significativo el hallazgo en corderos. Esta hip6tesis fueconfirmada por Reid (74), quien encontró niveles de plasmapepsinógeno por 1 encima de 1500 mU por litro de tirosina en corderos de diez semanas hasta de nueve meses. Thomas y 'Naller (90), con base en una significante correlación entre la carga de parásitos de Ostertagia sp. y la concentración de plasmapepsinógeno en corderos de pastoreo, consideraron a la prLeba como un instrumento diag-.

(46) 32. n6sico. indispensable en la demostración de la Ostertagia-. sis. A nderson (4), Brunsdon (12), Ford (32) y Selman (78), concluyeron que la prueba de plasmapepsinó geno es una ayuda valiosa para el dia gnóstico de la Gastroenteritis Parasitaria..

(47) 3. MATERIALES Y METODOS. 3.1. AREA DE ESTUDIO El presente estudio Fuá realizado en el Centro Re-. gional de Experimentaci6n "San Jorge" del Programa Na cional de Ovinos del Instituto Colombiano Agropecuario, ICA., localizado en el municipio de Soacha (Cundinamarca).. La granja posee una extensi6n de 801 hectáreas, divi. didas en dos sectores climáticamente diferentes; la sección baja de clima Frlo localizada a una altura de 2800 a 3200 metros sobre el nivel del mar, una precipitación anual -de 760 mm y una temperatura promedio de 10°C; la sección alta con una altura de 3700 metros sobre el nivel del mar de clima de páramo con promedios de temperatura y precipi tación pluvial menores. Los potreros seleccionados para el presente experimento se encuentran ubicados en la región de páramo de la granja. Presentan una topograífa quebrada y una inclinaci6n de 450a 60°grados. Están sembrados con praderas naturales, entre.

(48) 34. ellas Pennisetum cladestinum (Kikuyo), Anthoxantum odoratum (Fasto oloroso), Achemilla orbiculata (Plegadera) y malezas propias de la región como Digitarta decumbens, Pteridium sp y Espale tia glandiflora. Al inicio del experimento en septiembre de 1980, la extensión del potraro para un lote de 40 hembras, era de 3 hectáreas; y otro potrero para un lote de 20 machos, era de 2 hectáreas. Al final de noviembre los animales fueron trasladados a potreros de 3-1/2 hectáreas las hembras y de 2 hectáreas para los machos. 3.2. ANIMALES EXPERIMENTALES Los animales experimentales consistieron en 30 ovi-. nos de la raza Romney Marsh con una edad que oscilaba entre 6 y 9 rreses, los cuales se dividieron en grupos de 20 animales. Los grupos 1 y 2 constitu(dos respectivamente por 20 machos y 20 hembras, Fueron tratados con antihelm(nticos desde el comienzo del experimento, repitiéndose cada cuatro semanas para el grupo 1 y cada seis semanas para el grupo 2; el grupo ccntrol de 20 hembras no Fue vermifugado.. ha.

(49) 35. Los animales se pesaron cada quince días, practicando en estas ocasiones un examen clínico para determinar el estado del animal. El tratamiento antihelmíntico se adelant6 empleando los productos utilizados por la dirección de la granja,como clorhidrato de levamisole, organorosforados y fenbendazole*. 3.3. TOMA DE MUESTRAS Durante el transcurso del ensayo se colectaron. muestras de heces cada quince días, y de sangre y de pasto cada mes. 3.3.1. Materia fecal Las muestras de heces fueron tomadas de diez. animales escogidos al azar dentro de cada grupo, se colectaron directamente del recto, observándose la consistencia, el olor, el color de las heces y la presencia o n6. *. Ripercol (Cyanamid), Neguv6n (Bayer), Pana cur (Hoechst)..

(50) 35. de proglótides de cástodos, almacenándolas en bolsas de plástico, siendo luego identificadas con la placa respectiva del animal 3.3.2. Sangre Se tomaron dos muestras de sangre por animal,. de diez animales de cada grupo escogidos también al azar. Una de las muestras con oxalato de potasio, Fuá usada para realizar todas las pruebas hematológicas de rutina: hematocirto, hemoglobina y recuento total y diFerencial de glóbulos blancos. La segunda muestra, sin anticoagulante, se tomó para determinar los niveles de plasmapepsinógeno por análisis del suero resultante; cada tubo se rotuló con el número de placa respectivo del animal y el suero se almacen6 a -20°C hasta el momento de la prueba. 3.3.3. Recolección de pasto Se obtuvo una muestra representativa de cada po-. trero para el recuento de larvas por kilogramo de pasto. El método de recolección consistió en cortar cada diez pa.

(51) 37. sos, pequeñas cantidades de pasto de cuatro sitios diFeren tes, cruzando el potrero en Forma de doble u (w). Esta toma de pasto se realizó entre las 8 y 9 am .,cuando las larvas no habt'an descendido completamente hasta la superri cíe del suelo (55, 67). El pasto obtenido de cada potrero se coloc6 en un balde o bolsa marcada para luego ser pesado y procesado. 3.4. PRUEBAS DE LABORATORIO. 3.4.1. Recuento de huevos por gramo Para realizar el recuento de huevos de parásitos. gastrointestinales por gramo de heces, se utilizó el me-todo de McMasLer; los pasos que se siguieron fueron: 1.. Tomar tres gramos de materia Fecal, mace rándolos en 45 ml. de agua y colocar 10 ml. de la solución en un tubo de ensayo.. 2.. Centrifugar a 1500 rpm. por 2 minutos, eliminando el sobrenadante que resulta y agregar al sedimento solución salina sobresaturada..

(52) 3.. Llenar cada cámara de McMaster dejándola en reposo por dos minutos para permitir la flotación de los huevos.. 4.. Posteriormente contar al microscopio los huevos de parásitos gastrointestinales, c gstodos y ooquistes de coccidia; el resultado se debe multiplicar por 100 para obtener la cantidad de huevos por gramo (67).. Para la determinación de los huevos de Fasciola hepática se realizó la técnica de flotación con sulfato de zinc en soluci6n sobre-saturada; la técnica es similar al método de McMaster, pero se debe agregar una solución sobresaturada de sulfato de zinc al sedimento de materia Fecal. Posteriormente llenar completamente los tubos de ensayo y colocar una laminilla en la parte superior del tubo. Centrifugar a 1 500 rpm, por dos minutos y colocar Finalmente la laminilla sobre una lamina portaobjetos, pera luego observar al microscopio (65, 67)..

(53) 39. 3.4.2. Recuento de larvas infectivas por kilogramo de pasto El pasto recolectado de los potreros fuá pesado y. colocado en un recipiente (balde de plástico de aproximadamente diez litros) lleno con agua, el cual se dejó permanecer en reposo por un d(a con el prop6sito de permitir el descenso de las larvas existents en la muestra. Al d(a siguiente el pasto fUá colocado en un segundo balde con el mismo volumen de agua, dejándose en reposo durante 24 horas mss. El ltquido de los baldes se decant6 hasta obtener aproximadamente un litro de sedimento, que se Filtró a través de un tamiz de 60 micras de diámetro. El filtra do resultante se dejó en reposo por dos horas y luego se decantó nuevamente, el sedimento se centrifugó a 1500 rpm., por dos minutos; siguiendo con los pasos descritos a conti nuación: 1.. Tomar 1 o 2 cent(metros ccbicos y adicionar 5 gotas de etanol al 70%.. 2.. Adicionar 4 gotas de solución de Lugol 5 minutos después..

(54) L. 3.. -JA. Finalmente colocar algunas gotas sobre una lámina portaobjetos y observar al microscopio debidamente calibrado para medir el tamaño de la larva, lo mismo que observar las caracterrsticas del es6rago, de las cglu las intestinales y la forma y tamaño de la cola (65, 67).. 3.4.3. Cultivo de larvas Se realizó tomando aquellas muestras de mate-. ria fecal que presentaran mayor cantidad de huevos por gramo. Estas muestras fueron maceradas y colocadas en un recipiente pequeño de boca ancha, dejándolo por ocho d(as a la temperatura de laboratorio; luego se aPia di6 al recipiente agua hasta llenarlo y se invirtió sobre una caja de Petri, colocándola sobre un plano inclinado (55, 67). Se dejó por dos horas, removiéndose luego el lt'quido que hab(a descendido a la caja y se le adicionaron 5 gotas de etanol al 70% por cada ml. Después de cinco minutos, se añadieron 4 gotas de solución de Lugol por cada ml. Luego de dos a tres minutos de reposo, con.

(55) 41. una pipeta Pasteur, se coloc6 una gota del, sedimento sobre una lámina portaobjetos y se examin6 al microscopio. Las larvas fueron identificadas calibrando el microscopio para medir el tamaño de las larvas y la morrologf'a y tamaño de la vaina de la cola (55). 3.4.4 Examen hematol6gico 3.4.4.1 Hematocrjto El hematocrito se deter'min6 mediante el método de microhematocrito*. 3.4.4.2 Hemoglobina El contenido de hemoglobina se determin6 median te el método colorim&rico de Cyanometahemoglobina**. 3.4.5 Determinación del plasmapepsin6geno Las larvas de Ostertagia sp.,al penetrar la mucosa del abomaso causan la destrucción de las glándulas pro-. * **. Se ley6 con el Hawksley Micro-Hematocrit Reader, Inglaterra. Se ug 6 Kit test-combjnatjon Hemoglobina de Laboratorios Boehringer Mannheim, Mannheim, Alema nia. -.

(56) 42. ductoras de ácido clorhtdrico, con elevaci6n del pH del abomaso, impidiendo que el pepsin6geno se transforme en pepsina, enviándose al plasma para posteriormente ser ex cr'etado por la orina (56). Por tal motivo, disminuye la pepsina en el abomaso y aumenta en la sangre la concentración de pepsin6geno (4, 12, 42, 54, 75). El fundamento de la prueba fuá descrito inicialmente por Mirskj y ¿olaboradores (56, 57) y más tarde por Edwards y colaboradores (27), demostrando que la actividad pro teol(tica de la pepsina está detenida en el daño de las pa redes del abomaso. Al realizarse una reacción con ácidos fuertes y con un sustrato de protei'na, se van a liberar sustancias cromognicas que son principalmente mol culas de tir'osina. Por esta raz6n, el plas mapa psin6geno se reporta en términos de concentración de tirosina liberada por 1 ml de plasma (27, 56, 57). Los pasos que se siguieron en la prueba se mencionan a continuación:.

(57) 43. 1.. Reactivos a.. Sustrato de proteina Se obtiene a partir de sangre desfibrina. da con perlas de vidrio y posteriormente se hacen tres a cuatro lavados sucesivos de los gl6bulos rojos con soluci6n salina, centrifugando y descartando el sobrenadante en cada ocasi6n. El paquete de glóbulos rojos se so mete a hem6lisis por la adición de agua des tilada hasta completar el volumen inicial de sangre. Esta sangre se dializa por 24 horas, -. al termino de Fas cuales se determina la con centr'ación de hemoglobina. Se diluye con agua destilada hasta obtener una concentración de 2.5 gm/1 00 ml. Se almacena congelada hasta el momento del uso. b.. Acido clorh(drico 0.3 N Se adiciona al sustrato de hemoglobina,. en una proporción de 1 :5 en el momento de.

(58) 44. iniciarse la prueba (1 volumen de HC1 y 4 volC4menes de sustrato). c.. Acido tricloroactjco al 4%.. d.. Stock tartrato alcalino de cobre Esta Formado por una soluci6n de sulFa. to de cobre al 0.1% y por una solución de tartrato alcalino que contiene: Na2CO3 20 gm. Tartrato de sodio. 0.5 gm. NaOH. 0.1 N. Se prepara en el momento del uso haciendo una diluci6n 1 :10 con un volumen de sulFato de cobre y 9 volúmenes de tartrato alcalino. e.. Stock reactivo de Fenol o Folin ciocalteau* Se diluye para esta prueba 1:3 con agua. destilada en el momento del uso.. *. Se obtuvo en los Laboratorios SAR, Bogotá, Colombia..

(59) 45. F. Stock de Tirosina Se prepara una soluci6n a una concentración de 1 micromol por litro (0.18 gm/litro de agua destilada). 2.. Procedimiento a.. identiricar debidamente los tubos de ensa yo y medir cuidadosamente: Control Muestra (0) (M) Suero. -. Agua destilada. 0.2 ml.. Sustrato proteico. 4.8 ml.. .0.2 ml. 4.8 ml.. Estos tubos se incuban a 37°C por 24 horas. b.. Al cabo de 24 horas colocar otra serie de tubos con los mismos reactivos,. identiFicándolos como M' y otro control mar cado con O' que no se incuban..

(60) 46. c.. Adicionar inmediatamente a todos los tu bos 4 ml.. de.cido tricloroacLico al 4%. Para detener la reacción. Luego de una hora, los tubos se deben cantriftgar por 15 minutos a 3000 rpm y el sobr'enadante que contiene las sustancias solubles,principalmente tirosina, se analiza mediente el método de Folin Ciocalteau siguiendo los pasos que continúan: d.. Mezclar 1 ml.. del sobrenadante de cada tubo con 10 ml.. de la solución fresca de. tartrato alcalino de cobre incluyendo- un blan co usando 1 ml. de agua destilada en lugar del sobrenadante. e.. Después de 15 minutos, agregar 1 ml. del reactivo de fenol o Folin Ciocalteau. que se une a las sustancias cromognicas del sobrenadante, mezclar rápidamente y dejar en reposo durante 30 minutos..

(61) 47. F. Leer en el Potocolor(nietro* a una longitud de onda entre 660 nm - 750 nm., áontra el blanco. El color de la reacci6n es estable por varias horas. g.. Después de las lecturas respectivas, la cantidad de sustancias crom ogn icas. (en su mayorra tirosina) liberadas por la acci6n proteol(tica, se calcula aplicando la siguiente r6rmula: M - (C+M') + o' h.. Interpretar la densidar óptica resultante refiriéndose a una curva estándar. preparada con anterioridad. Esta se obtiene empleando diluciones de la solución stock de tirosina en concentraciones de O a 1 mi cromol/mU de tirosina. Usar estas diluciones como sobrenadante en la reacción de Polin Ciocalteau. El resultado obtenido en *. Fotocolorrmetro Spectronic 20 de Baush & Lomb, Rochester, N.Y. USA.

(62) 48. la muestra (X) en relaci6n a la curva,se debe multiplicar por la siguiente ecuaci6n para reducirlo a unidades de tirosina por litro y por minuto o micromoles por litro y por minuto. 1000 24 x 60 x 0.2 m1. x X) tiro = (U/lisina tro). donde 1000 = ml en un litro; 24. canti-. dad de horas de incubaci6n; 60 = minutos en una hora; 0.2 ml = cantidad de suero. El resultado se expresa en miliunidades necesitándose multiplicar cada unidad por 1000 (58). 3.4.6 Técnica post-mortem para recuento e identificación de parásitos gastrointestinales Tres animales, uno de cada grupo fueron sacrificados para determinar el perfil parasitario. Para realizar la prueba se aislaron el abomaso, el intestino delga-.

(63) 49. do y el intestino grueso, colocándolos luegoen recipientes separados (55, 67). 3.4.6.1 Recolección de parásitos El abomaso se lavó internamente, dejando caer todo el contenido en el recipiente y luego se abri6 para observar las lesiones de Haemonchus !P o nódulos de Ostertagia p. ,. Al mismo tiempo se frot6 bien la mucosa para que los parásitos se desprendieran. Se llen6 el recipiente hasta completar diez litros y se agit6 fuertemente; se tomó luego un litro y se pasó a través de un tamiz de 60 micras de diámetro. El sedimento que quedó retenido en el tamiz, se recolectó en un frasco pequeño de boca ancha y se le adicion6 una solución de agua con formol al 10% para preservarlo de la descomposición. Para el intestino delgado y el grueso se empleó el mismo mátodo usando frascos por separado y recolectando una can tidad igual. Al inspeccionar el intestino grueso se observa ron detenidamente las paredes del ciego para determinar la presencia de Trichuris. (55, 67)..

(64) 50. 3.4.6.2 Recuento de parásitos Los contenidos de cada recipiente se transfirieron en varias porciones a una caja de Petri marcada con l(neas para facilitar el recuento y examinar al estereoscopio. Se contaron todos los parásitos presentes multiplicando el resul lado por 10 para determinar la carga parasitaria total (65, 67). Recuento x 10 =. Carga Parasitaria Total 3.4.6.3 Identificación de parásitos La identificación se efectu6 para determinar los porcentajes de cada especie y diagnosticar el posible daño que estén causando. Se observaron los parásitos adultos machos y hembras, colocándolos sobre una lámina portaob jetos con una gota de lactofenol para aclararlos y luego ob ser'varlos al microscopio. Para la identiíicaci6n se emplearon varios parámetros como Fueron: tamaño del parásito, forma de la bolsa caudal y los espfculos en el macho,y observación de la extremidad.

(65) 51. caudal y el proceso cuticular que recubre el poro genital en las hembras; también se observó la cuttcula cerálica para diferenciar su Forma, además de la presencia o n6 de aletas cervicales (26, 55, 65, 67). 3.5. ANALISIS ESTADISTICOS Los resultados fueron analizados mediante pruebas. de análisis de la varianza; las diferencias significativas se determinaron por la prueba de rangos múltiples de Duncan (83), elaborados por el Departamento de Estadistica del ms tituto Colombiano Agropecuario, ICA, Tibaitatá..

(66) 4. RESULTADOS. Las observaciones climáticas durante el desarrollo del ex perimento se muestran en la Figura 1 . La temperatura máxima se mantuvo ms o menos constante con pequeñas oscilaciones en los meses de enero y Febrero. Se presen tar'on dos épocas de lluvias durante el año, la primera desde Finales de septiembre hasta diciembre y la segunda desde abril hasta junio; los otros dos per(od.s Fueron secos con lluvias esporádicas (Tabla 1). 4.1. SIGNOS CLINICOS Los animales se mantuvieron en condiciones sani-. tarias adecuadas; al Final de los dos per(odos de lluvias se observaron algunos casos con heces blandas por pocos días, notándose en varias ocasiones ligera palidez de las mucosas, especialmente en el grupo control y el grupo 2..

(67) FIGURA 1. Observaciones meteoro6gicas realizadas durante el desarrollo del. experimento. Tomadas con intervalos de quince dfas..

(68) PRECIPITACION (mm) 'u o. °. e. TEMPERATURA MAXIMA (°C ) oo. ;. ¡. o. z o. 2 b'. 133.ut1EIQ. ¡.

(69) o. TABLA 1. Observaciones meteov'ol6gicag de temperatura máxima y precipitación, de los meses de septiembre de 1980 a marzo de 1981.

(70) MESESPT OCT. NOV. DIC. ENE. FEB. MAR. Preta- 11.7 22 43.2 5.9 773 45 25.7 27.4 0.0 0.0 3.5 4.4 14.1 clon Tempera14 14.8 13.5 14.5 13.8 14.5 15.2 14.4 15.4 16.2 16..5 i52 14.8 máx t.

(71) 57. 4.2. PESO PROMEDIO. Los tres grupos experimentales presentaron pasos promedios bajos en relaci6n con las normales de la raza (29). Las diferencias entre los grupos se muestran en la Figura 2. El peso promedio alcanzado hasta el inicio de la época seca fuá de 37.9 kg. para los animales del grupo 1; 29.9 kg para los del grupo 2 y 31.1 kg. para los del grupo control (Tabla 2). La disminu-. ción en el aumento de peso empezó en enero cuando los pastos estaban fuertemente deprimidos y las fuentes de agua con niveles muy bajos; estos animales no recibieron ningún alimento sumplementario. Al final del ensayo, el grupo 1, tratado cada cuatro semanas con antihelmfnticos, presentó un incremento de peso de 35.8 kg con respecto al grupo control de 29.3 kg. considerándose como significativo (P!E-:^ 0.05). El grupo 2, tratado cada seis semana, no presentó diferencias significativas con respecto al grupo control (P Z 0.05)..

(72) 4. FIGURA 2. Resultados de peso promedio. El grupo 1 se trat6 cada cuatro semanas; el 2 cada seis semanas y el control no fue tratado.. 0.

(73) NK. o ES u o oo cf) u o-. AP.

(74) El. TABLA 2. Valores promedio de peso de los tres grupos experimentales, observados cada quince d(as..

(75) eses. OCT. NOV. DIC. ENE. FES. MAR. CONTROL 435 28.5 28Z 29 28.8 29.2 29.6 30.2 31.1 30.8 30.5 30.5 31.7. :trados 31.2 29.2 32.9 34.5 35.1 362 3.1 37.9 37.7 3.S3 35 33.3 34.8 c/4 sem). tratados 23.1 249 273 27.3 27.3 27.8 283 29.1 299 29.2 288 28.6 31.5 :/6serr».

(76) 62. 4.3. RECUENTO DE HUEVOS POR GRAMO DE HECES (H.P.G.) No se encontraron diferencias estad(sticas, duran. te el desarrollo del trabajo entre los tres grupos experirnen tales (P. 0.05), sin embargo se puedeiobservr en las Figuras 3 y 4, los descensos post-tratamiento en el grupo 1 y 2; aunque es mayor en los animales tratados cada cuatro semanas (grupo 1) que en los tratados cada seis semanas (grupo 2). Los valores respectivos se presentan en la Tabla 3. El aumento de la precipitaci6n pluvial en el mes de noviern bre hasta el mes de diciembre produjo una elevación en el ntmero de huevos excretados por gramo (Figuras 3 y 4). La excrecj6n de huevos por gramo aumenta con el tiempo encontrándose niveles promedios de 190 hpg. en septiembre de 1980, alcanzando 1700 hpg. en marzo de 1981 (Tabla 3). El aumento en la excrecj6n de huevos por gramo de heces está relacionado directamente con el número de larvas in-.

(77) FIGURA 3. Resultados promedio de la excreci6n de huevos por gramo de heós, relacionados con el número de l•3rvas inFectivas por kilogramo de pasto. h el lote de. machos y la precipitaci'r pluvial..

(78) POTRERO MACHOS (LARVAS) HUEVOS POR GRAMO PRECIPITACON. 2000. loo. cl. 0 1500. II /t •'. 1 ¡. 0. \. /. 1'. /. /. /. /. /. ¡. U)-0 Zrn. \ SO. 1000>. pA •,. 500. ./• bEPT.. N. cn. /. -.. / \ \. / /. /. \. 1. / ,7. \!. OCIO. -1 o. /. '. /• /. (no. MUY,. 1'. U C.. A. \. •,_,_ — //. lo. EME.. FEB. MAR.. 1. -. -1. JUN.

(79) FIGURA 4. Promedios de excrtci6n de huevos por gramo de heces dEI grupo control y del grupo 2, relciQ-iados con el gra do de inFestaci6n 'arval de los pastos..

(80) LARVAS INFECTIVAS /Kg. PASTO °. 2. z. 1. (. (bdq) OkNVd9 dod SOA3flH.

(81) TABLA 3. Recuento promedio de huevos por gramo de los tres grupos experimentales..

(82) es. GruDo. 1. SEPr. OCT. NOV. DIC. EN.E. FB. MAR. CONTROL 100 230 212 490 755 533 790 577 673 1200 15.22 1137 1854. tra1os 340 140 980 775 270 240 270 420 680 1100 912 12301720 c/4sem N.2 tratados 125 320,370 g oo. c/6 sem. 300 530 1020 355490 1180 97 5 1700 1630.

(83) 69. Fectivas por kg. de pasto especialmente durante los meses de enero y febrero. Estas observaciones se pueden apreciar en las Figuras 3 y 4; situaci6n que se continúa hasta el mes de junio donde se comienza a observar signos de gastroenteritis (Tabla 3). Durante el transcurso del experimento no se detectaron huevos de Fasciola. . en ninguna de las muestras exami-. nadas. 4.4. LARVAS INFECTIVAS POR KG. DE PASTO Los potreros permanecieron con niveles muy ba-. jos de larvas iníectivas desde septiembre hasta enero en cantidades que oscilaron entre 8 a 15 larvas por kg.; desde enero en adelante se inici6 un aumento hasta de 44 larvas por kg. de pasto en el potrero de machos (grupo 1) y de 58 larvas por kg. de pasto en el potrero de las hembras (grupo 2 y control). Las especies que predominaron en esta época Fueron el. Trichostronglus sp. y el Nematodirusp.; en estos meses se apreciaron una temperatura baja y una precipitaci6n moderada no propicies pa-.

(84) V'O. ra el desarrollo de las larvas de Ostertagia p. (Figura 5). En la mitad de enero a' marzo la temperatura se hizo mayor y la precipitaci6n descendi6, observándose un aumento rápido y marcado de la cantidad de larvas en el pasto con predominio de la Ostertagia sp. en las muestras estudiadas. Estos hallazgos se muestran en las Figuras 5 y 6 y la concentraci6n de larvas por kg. de pasto se presentan en la Tabla 4. 4.5. HEMATOLOGIA La diferencia en el hamatocritoy hemoglobina. en los tres grupos experimentales no fuél significativa (P 0.05), El hematocrito' para el grupo 1 en promedio fuá de 33.9%, para el grupo 2 de 34.7% y el control de 34.3%. Al comienzo del experimentos e encontr6 un porcentaje promedio de hematocrito alto de 41 .1%, descendiendo posteriormente de una manera altamentesigniíicati va (P 0.001) hasta el mes de marzo; desde diciembre a febrero hubo un aumento muy dbil,llegando hasta.

(85) -FIGURA 5 Relación de la temperatura máxima du rante los siete meses del experimento con los niveles de larvas inFectivas por kilogramo de pasto, en los dos potraros empleados..

(86) LARVAS INFECTVAS/Kg.PASTO. (30) VV4IXVtN Vfl1Vd3d131.

(87) 5. J. FIGURA 6. Recuento da larvas inifectivas en los po treros experimentales. Se indica la p recipitacj6n pluvial durante el per(odo del ensayo. 1. lo.

(88) *. o 2. PRECIPITACION (mm) o. OISVd b )1/ SVA1L3dNI SVAV1. 2.

(89) a-. -e. TABLA 4. Concentraci6n de larvas inFectivas por kilogramo de pasto en los dos potraros del experimento..

(90) a. II. ESES POTRF MACHOS. SEPT OCT NOV DIC ENE FEB MAR 8,4. 6.2. HEMBRAS 13.6 74. gO. 7.4. 3.6. 4.4. 41.6. 18. 12.5 40. 6.8. 54.5.

(91) 77. 35.6%; en la mitad de febrero se inici6 un descenso hasta 31 .3% en promedio, relacionado con un aumento de larvas infectis en los pastos (Figura 7, Tabla 6). Los niveles de hemoglobina en promedio para el grupo 1. fueron de 11.4 gm/100 ml.; para al. grupo 2 de 12.3 gm/l 00 ml y para el grupo control de 11 .4 gm/1 00 ml.; en general la hemoglobina tuvo un comportamiento similar al del hernatocrito. La baja m.s notoria se registró desde enero hasta marzo de 11 .8 gm/100 ml. a 10.3 gm/1 O ni., este hecho se muestra en la Figura 7 y en la Tabla 5. En el recuento diferencial no se encontraron cantidades significativas de eosin6fil.os en los tres grupos, aunque en los estudios histol6gicos del abomaso de los animales sacrificados se encontraron en gran número en la submucosa y en la lámina propia de la mucosa (87). 4.6. DETERMINACION DE LOS NIVELES DE PLPSMAPERSINOGENO Al comienzo del experimento los animales de los. tres grupos mostraron niveles altos, debido a que estaban.

(92) FIGURA 7. Promedios de hemoglobina y hematocrito con la desviaSi6n estandar de cada grupo..

(93) HEMATOCRITO (%) N. ,.. o . .. HEMOGLOBINA (gm/IOOmI). 8. 74. ;. ¡. / lI 11/ / I / iI. \. II ji ji Ql CCC. -v •U000 ZZO 1%). o. r. 1/! /•/. z. 4=4/-====,. JI. /. 1.

(94) TABLA 5. Valores promedio de hemoglobina (gm/100 m) y desviaci6n estándar obtenidos en los siete meses del experimento..

(95) ESES GRUPO\ CONTRa.. SEPT OCT NOV DIC ENE FEB MAR JUN 13.7 0.8. t't1. 12.4. tratada + c/4 se m 047. 12 +. 106 +. 113 +. 11.6 +. 11.5 +. 1.5. 3.4. 0.2. 1.7. 11.07 11.3. 11. 5. 12.3. 10.3. +. +. 4. 22. 4.2. 4.1. -.1. 3.6. N.2 13.9 13.2 t ratadcs + + c/6sem 0.7 3.3. +. 1.6. +. 1.9. 1.4. 11.6 12.1 12.3 + + + 2 . 4.3 - 1.4. 10.2 + 1.7. 9.5. 9.9. 3. 1.08. 10.6.. 9.6. 1.07. 9.4 1O.1 + + 2.4 2.

(96) TABLA 6 Valores promedio y desviaci6n estándar de hematocrito (%) de los tres grupos experimentales..

(97) SEPT OCT NOV DLC ENE FEB MAR JUN GRUPON. 32.1 29.8 +. + 2.9. 33.1 + 2.8. 32 + 1.3. 33.7 362 + + 2.5 4.6. 38.3 322' 333 N.1 tratad + + + C/4 sem 2.1 3.6. 31.7 +. 35.8 36.7 29.7 + + +. 26.9 +. 3.1. 4.5. 2.3. 34.1. 31.6. 32.8 33.6. 31.7. 42.1 CONTROL + 2.4. 43.2 N.2 tratacics + c/6sem 2.9. 31 + 51. 36 +. 25'. 22. +. 31 ' 1.6. 4 +. 4. 4. 34. ±. ¿4. 31 2.6.

(98) 84. recién destetados, pastoreando potreros contaminados por afecto de la elevación post-parto en las madres (12, 26). Aunque los niveles de plas mapa pstn6geno se mantuvieron por encima da lo normal, no se presentaron diferencias significativas entre los tres grupos (F 0.05). En la mitad de septiembre de 1980 se not6 un descenso en los niveles para los grupos 1 y 2, con 554 y 511 mU de tirosina respectivamente; esta ca(da de los valores Fu debida a los tratamientos; el grupo control que no se trat6 también present6 un descenso, posiblemente debido a un aumen to de inmunidad. En el final de febrero, se .jnici6 un aumento rápido, alcanzando niveles para el grupo 1 de 595 mU, para el grupo - 2 de 666 mU y para el control dé 544 mU Se aprecia que los valores del grupo control después de octubre son menores a los grupos 1 y 2; estos resultados se muestran en la Figura 8 y en la Tabla 7. El grupo 1, tratado cada cuatro semanas, presentó una elevación de los niveles de plasmapepstnógeno hasta 707 mU en la época da mayor precipitaci6n (Figura 9), como la de los meses de octubre a diciembre. En esta época.

(99) FIGURA 8. Promedios de los niveles de plasmapein6geno (concentraci6n de tirosina mU/litro) en los tres grupos del. experimento..

(100) 0IPUOTEC4. z. u'. 1 o. 1u o. 1ou'. 04 ! 1/fl W VNISOHII EJ.

(101) TABLA 7 Promedio de los niveles de plamapepe in6geno (concertrac i6n de tirosina mU/1.itro) comparando al grupo control con los grupos 1 y 2..

(102) eses Grupd\. SEPT OCT NOV . DtC EÑE FEB MAR JUN. CONTROL 603 668 407 420.1 498 452 532.2 544. tratados 715.45 533 708.5 573.5 510 c/4sern). tratad 582 .C/6sem). 511.6 487.2 623. 524 458 595. 567.1 515. 413. 666.

(103) $ FIGURA 9. Promedio de los niveles de plasmapeosjn6 geno del grupo control y el grupo 1, rala cicnados con la contamjnacj6n larval de los Pastos y la precipitdcj6n pluvial..

(104) e. PRECIPITACION (mm) LARVAS INFECTIVAS/Kg. PASTO o 9. 0 0. 0. \. \. 1. -J o OZ-4 O OO(. /. \. II /¡. III. \_. ¡u+. /. /. ///. 1. / /. 0. ¡ ¡. -. 1 1. o -o. / / / /. / ¡. < -z. <-+. ...-. \. o O. o. Oi flh/fl W VNISOI1 E:. 9. O. ¡.

(105) 91. los niveles de plasmapepsin6geno se muestran altos comparándolos con las larvas infectivas en los pastos que en su recuento se registraron bajas. En el inicio del per(odo seco de enero a marzo las larvas infectivas aumentan conside rablemente, as( mismo, los niveles de plasmapepsin6geno descienden, sumándose una elevaci6n marcada del recuento de huevos por gramo; comprobando este suceso, el desarro llo de larvas inhibidas en el huésped y el desarrollo de larvas infectivas en la pradera. También se aprecia que en las apocas de lluvia, el recuento de huevos por gramo fuá inverso a los niveles de plasmapepsin6geno elevados; en los periodos secos sucede el erecto contrario (Figura 11). El grupo 2,tratado cada seis semanas, present6 modelos similares a los del grupo 1, aunque los recuentos de huevos por gramo en las épocas de lluvia fueron un poco más altos. Estos hallazgos se muestran en las Figuras 10 y 12. 4.7. HALLAZGOS POST-MORTEM Tres animales fueron sacrificados al final del ex-. perimento, correspondiendo un animal a cada grupo. La.

(106) FIGURA lo. Promedio de los niveles de plasmapepsin6geno del grupo 2 comparado con el control.

(107) PRECIPITACION Cmm) LARVAS INFECTIVAS/ Kg. PASTO oo. o. o. i. 1. _••%. 1. /. o 2. /2. /. uj. /. III /. I. UW. I. w2 k. / /. rl /. \. \. ji \. \ ¡. \. +. u. ¡. *. +1. I ¡. o. i. -4. .2. 1ou. \. ¿ ¡ ¡. / / /. o. -o,. Ui. oo. oo. o. o o. 01!1/fl W VNISOIi E]. o. o.

(108) FIGURA 11 -. Promedio de huevos por gramo de heces de los grupos control y grupo 1, compa rados con los promedio de los niveles da plasmapepsinógeno rspactivos.. 11. 1.

(109) s. HUEVOS POR GRAMO (hpg) o o o. o. 2. 9. z. ,. -J. o. 1z oOZ. ,. ,. ,. Oc, oI-. '• •. .v$_. wzz 0 wo 0 OZ. 00 00 --. N. CL 44. N. a. a. a&Z. III. III. /. /. /. /. /. /. /. /. /. /. /. /. /. >. oz. N. 0 4 1 1/fl W VNISOI1 EJ.

(110) FIGURA 12 Promedio de huevos por gramo de heces del grupo 2 y contro', relacionados con los promedios de los nivres de plasmapeçin6geno..

(111) A. 4. 2000. o -J. c Iii o. (1). E 4 Z U) o 1n u. G) o.

(112) 98. cantidad da adultos y el número de especies de parásitos recobradas por animal se presentan en la Tabla 8. Un total de diez especies Fueron identificadas, cuatro en el abomaso, cinco en el intestino delgado y una en el intestino grueso; al porcentaje de Frecuencia se presenta en la Tabla 9. El género que predominó en el abomaso fuá la Ostertagia sp. en un 72% para el. grupo 1, 64% para el. grupo 2 y 52% para el control. En el intestino delgado el género que predominó rué el Trichostrongyl.us p. con un porcentaje del. 36% para el grupo 1, 50% para el grupo 2 y 38% para el control. En el inttino grueso predomin6 el Trichuris sp.. la. 4.

(113) ji. TABLA 8. Recuento de parásitos adultos en abomaso, intestino delgado y grueso de tres animales sacrificados representativos de cada grupo..

(114) GRUPO. ABOMASO ¡.DELGADO 1. GRUESO. Control.. 1220. 4850. 1540. N1. 1130. 4070. 1200. 960. 3.530. 1040. N.2. ¿;Uf.

(115) TABLA 9. Porcentajes de las distintas especies de parásitos gastrointestinales encontradas en el abomaso e intestino delgado de tres animales sacrificados de cada grupo experimental..

(116) •. ESPECIE. control. N.1. N.2. •2 8 Plo 44% T. a x e 1 42 /o 42% 36 010 O. c 1 rcumc 1 ncta 300/o 22% 16 0/ ASOMASO O. trifurcata 40/ 8010 H. contortus 0/ 15% 18 18% • C 00 p e r ¡ a sp. 34010 31010 N.fiflicolis 8010 í3 01 4 O/a. 1. DELGADO N. s pat h 1 er 40% 36°/a 38% • T.cotubriformis go/a • B u nos t o m um sp 1 , 0 0/0 8 o,.