La extracción, manejo y transporte de muestras constituyen factores clave para obtener resultados exactos en los análisis clínicos, lo que se traduce directamente en la calidad de atención al paciente. Las muestras destinadas a gasometrías son especialmente sensibles a los errores de tipo preanalítico, debido fundamentalmente a una incorrecta obtención, identificación o manipulación previa a su procesamiento. Por este motivo, las muestras destinadas a gasometría deben ser consideradas con especial cuidado, así como procesadas de forma inmediata teniendo una serie de precauciones y consideraciones que se tratarán a lo largo de este curso.
1.- Extracción de las Muestras
Durante el proceso de recogida de la muestra, debe prestarse especial atención a los procedimientos básicos de identificación d e l p a c i e n t e , i d e n t i fi c a c i ó n d e l a procedencia del espécimen (arterial, venosa o capilar) y, por supuesto, al seguimiento de una correcta técnica extractora.
Debe explicarse correctamente al paciente el fin de la prueba, la no necesidad de
Índice
1.- Extracción de las Muestras
1.1.-Tipos de muestras 1.2.- Tipos de contenedores
1.3.- Anticoagulantes 1.4.- Etiquetas
2.- Manipulación de las muestras 2.1.- Evitar contaminación con aire ambiental
2.2.- Agitación de las muestras
2.3.- Reducir el tiempo de transporte y conservación
2.4.- Evitar la hemólisis 2.5.- Descartar coágulos
2.6.- Evitar la contaminación con otras muestras
3.- Resumen de errores preanalíticos
PREANALÍTICA
DE LAS MUESTRAS PARA LA DETERMINACIÓN DE GASES EN SANGRE
Modulo I
Dr. Daniel Pineda Tenor Dr. Santiago Prieto Menchero
restringir la ingestión de alimentos o líquidos y durante la extracción, la posibilidad de aparición de dolor pulsatil en el caso de la punción arterial, así como la necesidad de respirar normalmente.
El paciente debe estar en un estado de equilibrio ventilatorio antes y durante la extracción para asegurar que la muestra es representativa del estado del paciente.
Debe evitarse, por tanto, la ansiedad y el dolor. El paciente que respira espontáneamente debe mantenerse en reposo durante 15 min. y en caso de respiración asistida u oxigenoterapia no deben introducirse cambios al menos 30 minutos antes de la extracción. Debe escogerse el decúbito supino que asegura una correcta y homogénea ventilación pulmonar.
1.1.- Tipos de muestras
1.1.1.- Sangre arterial
Las muestras obtenidas a partir de sangre arterial son las preferidas para evaluar tanto el equilibrio ácido-base como el estado de oxigenación del paciente de forma fiable.
Las arterias son conductos en los que, en esencia, no se produce intercambio gaseoso y por lo tanto una muestra arterial tiene el mismo pH, pCO2 y pO2 que la sangre del ventrículo del que procede. Así pues, refleja de forma precisa la fisiología ácido-básica y el estado de oxigenación del organismo, derivado de la fisiología pulmonar.
Es posible realizar la punción a partir de punción de la arteria femoral, la arteria braquial o de la arteria radial, obteniéndose en todos los casos resultados idénticos de pH, pO2 y pCO2.
La extracción ha de realizarse de forma cuidadosa, procurando que se realice en anaerobiosis (con ausencia de burbujas o cámaras de aire en la jeringa) y empleando heparina de litio como anticoagulante. Se recomienda secar completamente el punto de punción con un algodón estéril, ya que el alcohol puede producir hemólisis.
El procedimiento elaborado por enfermería para la obtención de muestras sanguíneas por punción arterial (GNO-PR-039) desarrolla con detalle este tipo de extracciones.
1.1.2.- Sangre capilar
La utilización de sangre capilar como alternativa a la arterial es adecuada, contando con la ventaja adicional de requerir un volumen de muestra reducida para su determinación.
El uso de sangre capilar para la medición de gases y del equilibrio ácido base puede ser necesario cuando la punción arterial es muy difícil o está contraindicada (recién nacidos, personas obesas, quemados, pacientes en síncope, etc.). Para una correcta utilización de la sangre capilar, se deben seguir las siguientes recomendaciones:
• La muestra ha de ser sangre capilar “arterializada”, para lo cual debe conseguirse una vasodilatación local por masaje y calentamiento del lecho capilar con agua a una temperatura <42° C durante 10 a 15 minutos.
• La sangre capilar debe extraerse del lóbulo de la oreja o del pulpejo del dedo pulgar del pie (solo en neonatos).
• En niños menores de un año es posible realizar la extracción mediante punción en los talones (comprimir previamente).
• La punción ha de ser lo suficientemente profunda para garantizar un flujo sanguíneo libre y rápido.
• El extremo del capilar debe llegar directamente a las gotas de sangre, con objeto de disminuir el intercambio de la muestra con el aire ambiente.
• La primera gota se debe eliminar pues ésta es rica en fluido extracelular y puede ser una causa de mediciones erróneas al alterar la concentración de ciertos electrolitos como el potasio o producir interferencias por dilución.
• La sangre debe fluir sin exprimir, pues de hacerlo se produce un vertido de productos a partir del componente intra y extracelular que pueden alterar el valor de diversas magnitudes.
Nota: Si se produce un shock circulatorio, la composición de la sangre de arterias y arteriolas periféricas es diferente a la de las grandes arterias. En estos casos, se recomienda el uso de sangre arterial mediante punción de la arteria femoral.
1.1.3.- Sangre venosa
La sangre venosa es poco adecuada para los análisis de gases, ya que el intercambio de oxígeno en las diferentes regiones del cuerpo puede producir diferencias significativas en los resultados. Se consideran válidas para valorar el equilibrio ácido-base del paciente, pero no para analizar el estado de oxigenación del mismo.
Al tratarse de una extracción destinada a la medición del equilibrio ácido-base, debe tenerse especial precaución con el uso del torniquete. La oclusión producida debe minimizarse, de lo contrario la anoxia hística producirá alteraciones en las magnitudes medidas (acidemia, incremento del lactato). De nuevo recomendamos la extracción de muestras capilares y arteriales para obtener resultados sistémicos del equilibrio ácido-base y de las presiones parciales de los gases en sangre.
El procedimiento elaborado por enfermería para la obtención de muestras sanguíneas (GNO-PR-038) expone detalladamente cómo realizar una extracción venosa.
1.2.- Tipos de contenedores
Las jeringas de vidrio constituyen el recipiente de referencia. El vidrio es un material inerte e impermeable a los gases, lo que convertiría a las jeringas de vidrio en el dispositivo óptimo para la obtención de la muestra si no fuera por sus diversas desventajas. Entre éstas destacan la necesidad de esterilizarlas adecuadamente si van a reutilizarse, la posibilidad de rotura y un coste inicial relativamente alto.
Los dispositivos usados mayoritariamente son las jeringas estándar de plástico (polipropileno) de 1 a 5 mL y las jeringas de plástico diseñadas específicamente para contener una muestra destinada a la medición de gases en sangre. Todas ellas eliminan la necesidad de esterilizar el dispositivo, son más baratas y relativamente irrompibles. Su principal desventaja técnica es el intercambio de gases a través del plástico (pues se trata de un material
permeable) que puede representar un problema importante según el tipo de plástico, las presiones parciales de los gases del espécimen, la temperatura y el tiempo de conservación. Cuanto mayor es la diferencia existente entre
la pO2 y pCO2 de la sangre y la del aire ambiental, mayor es la posibilidad de intercambio entre ambos medios.
Otro tipo de recipiente aceptable para recoger y transportar la muestra son los tubos capilares especiales de vidrio heparinizados, siempre que se sellen convenientemente.
Sin embargo, la variable proporción de sangre capilar que pueden contener, además de la dificultad que ofrecen para una óptima homogeneización, pueden conducir a errores de difícil estimación.
1.3.- Anticoagulantes
La medición de pH, pO2 y pCO2 debe efectuarse en sangre homogeneizada tratada con heparina (sódica o de litio) liofilizada o líquida, a una concentración de 1.000 UI/
mL, al ser éste el anticoagulante de elección. Los oxalatos, citratos y el EDTA no son aceptables para estos fines. El volumen de heparina utilizado debe ser alrededor del 5% del volumen total de la muestra y nunca superior al 10%. Se ha demostrado que 200 μL de heparina sódica o de litio (1.000 UI/ mL) evitan la coagulación de 5 mL de sangre (alcanzando una concentración final de 40 UI/mL) sin afectar la medición de pH, pO2, pCO2 .
Es importante reseñar además que en aquellos casos en los que se requiera determinar el calcio iónico, es recomendable emplear contenedores con concentraciones mínimas de heparina, dada la capacidad de este anticoagulante para quelar este catión.
Las jeringas que contienen heparina liofilizada (congelada y desecada) presentan notables ventajas: a) ahorro de tiempo, ya que no es necesario humidificar previamente el cuerpo de la jeringa con heparina líquida y b) no se plantean problemas de dilución por el exceso de anticoagulante.
1.4.- Etiquetas
En el Hospital Universitario de Fuenlabrada, se emplearan jeringas o capilares que contengan como anticoagulante heparina de litio balanceadas con calcio. Se muestra a continuación una relación de los citados recipientes, con sus prefijos correspondientes para las etiquetas:
1.4.1.- Jeringas de gasometría con heparina de litio balanceada con calcio (80 UI 3mL)
• Prefijo 23. Jeringa Gasometría Arterial (Código GASA). Valida para cualquier determinación en muestra de gases EXCEPTO CALCIO IONICO.
• Prefijo 24. Jeringa Gasometría Venosa (Código GASV). Valida para cualquier determinación en muestra de gases EXCEPTO CALCIO IONICO.
1.4.2.- Jeringas de Calcio iónico (7.9 IU de Heparina 3 mL)
Su menor concentración de heparina la hacen adecuada para la determinación de cualquier determinación, incluyendo al calcio iónico. Como contrapartida, la probabilidad de coagulación, y por tanto de que la muestra no sea válida, es mayor.
• Prefijo 25. Jeringa Verde Gas Arterial + Calcio Iónico (Código GASM).
Valida para cualquier determinación en muestra de gases. Su menor concentración de heparina de litio balanceada con calcio las convierte en una mejor alternativa para aquellas gasometrías en las
que se requiera la determinación de calcio iónico.
Como contrapartida, esta menor concentración de heparina aumenta las probabilidades de coagulación de la muestra.
• Prefijo 26. Jeringa Verde Gas Venosa + Calcio Iónico (Código GASVM). Valida para cualquier determinación en muestra de gases. Su menor concentración de heparina de litio balanceada con calcio las convierte en una mejor alternativa para aquellas gasometrías en las que se requiera la determinación de calcio iónico. Como
contrapartida, esta menor concentración de heparina aumenta las probabilidades de coagulación de la muestra.
1.4.3.- Capilares de plástico con heparina balanceada (70 UI/mL 100 microlitros)
• Prefijo 27. Gasometría Capilar (Código GASC).
Valida para cualquier determinación en muestra de gases EXCEPTO CALCIO IONICO.
Existen ciertos casos particulares, propios de determinados servicios, que serán estudiados en el siguiente módulo.
2.- Manipulación de las Muestras
2.1.- Evitar contaminación con aire ambiental
La sangre debe recogerse en condiciones anaerobias para impedir el intercambio de gases con el aire circundante y debe sellarse el contenedor para asegurar el mantenimiento de la anaerobiosis. En ningún caso la muestra debe quedar sellada por una aguja sino por un tapón o mecanismo diseñado específicamente para sellar la muestra, mantener la anaerobiosis y evitar cualquier riesgo biológico potencial.
Puesto que el aire ambiente contiene una pCO2 prácticamente nula y una pO2 de alrededor de 150 mm Hg, la presencia de aire en la muestra tenderá a reducir la pCO2 (produciendo un aumento en el pH) y a aumentar o disminuir la pO2 equilibrando la muestra con el aire ambiente. Por lo tanto, sea cual sea el origen de la muestra, deberá impedirse la formación de burbujas que representan una fuente de error en la medición de los gases sanguíneos al alterar las presiones parciales de éstos en la muestra. Este efecto es mayor cuanto mayor es la superficie de contacto aire/sangre (burbujas pequeñas y múltiples) y se manifiesta sobre todo en la pO2.
Una burbuja de aire de sólo 0.01 mL en la sangre produce un aumento del pO2 de más del 10%.
2.2.- Agitación de la muestra
Una vez extraída la muestra, esta debe agitarse adecuadamente para que la sangre se mezcle bien con la heparina. Se ha demostrado variabilidad de la medida en las magnitudes pH, pO2 y pCO2 cuando se compara la fracción rica en células con la fracción rica en plasma. Este fraccionamiento es fruto de la sedimentación de la muestra
durante el transporte o espera en el propio laboratorio, por lo que es fundamental la homogeneización de la muestra previamente al análisis.
Las muestras en jeringa deben mezclarse bien inmediatamente después de la extracción. La jeringa deberá invertirse por lo menos tres veces y también debe rodarse entre las palmas de las manos por lo menos cinco veces antes de ser analizada.
Las muestras capilares jeringa deben mezclarse bien inmediatamente después de la extracción. Esto se puede conseguir introduciendo una “pulga” metálica en un extremo del tubo capilar y aplicando un imán externo para mover la pulga a lo largo de la vía del tubo capilar durante cinco segundos.
2.3.- Reducir el tiempo de transporte y conservación
Idealmente, la muestra destinada a la medición de pH, pO2, pCO2 debe procesarse inmediatamente tras su extracción. Cuando esto no es posible, deben contemplarse las siguientes recomendaciones generales, destinadas a paliar las desviaciones en los resultados debidas al proceso de conservación:
• Las muestras en jeringas de plástico destinadas a la medición de pH y gases en sangre deben medirse dentro de los 30 minutos tras su extracción. La
conservación de la jeringa de plástico en agua–hielo producirá cambios en las presiones parciales de los
gases sanguíneos (sobre todo en la pO2), debido a un aumento del gradiente entre la muestra y el aire exterior al producirse una disminución relativa del O2 en la muestra
debido al enfriamiento (aumenta la solubilidad del O2 y aumenta la afinidad de la hemoglobina por el O2). Por lo tanto, si el análisis se puede realizar en un plazo de 30 minutos es mejor la conservación a temperatura ambiente.
• Si no puede garantizarse la medición en los 30 minutos siguientes a la obtención de la muestra, ésta debe recogerse en recipiente de cristal y almacenarse en agua–hielo (0-4º C) hasta su análisis.
Los resultados son estables durante al menos una hora.
• La sangre que se obtiene para el estudio del gradiente
alveolo-arterial o de “shunt” debe analizarse dentro de los cinco
minutos que suceden a su extracción independientemente de l a temperatura de conservación.
• Las muestras capilares deben analizarse en un plazo de 5 minutos siempre que sea posible. La razón entre la superficie capilar y el volumen de sangre hace que las muestras capilares sean sensibles a cambios en las cantidades de pO2, pCO2, sO2 y hemoglobina más allá de este periodo.
• Idealmente debería utilizarse la jeringa de vidrio conservada en agua-hielo cuando el paciente presente leucocitosis o trombocitosis, ya que para ralentizar el consumo de oxígeno por estas células, debe enfriarse la muestra con los condicionantes explicados en el primer punto. De no existir la posibilidad de jeringa de vidrio puede usarse la de plástico analizando la muestra inmediatamente.
La glicólisis, principalmente en los eritrocitos, ocasiona la formación de lactato y cambios en el pH, bicarbonato y exceso de base hacia el intervalo de la acidosis metabólica. El consumo de oxígeno por los leucocitos (0,1 mL de oxígeno de 100 mL de sangre en 10 min. a temperatura corporal) y plaquetas disminuye la pO2 y aumenta la pCO2. La caída en pO2 se acelera si en la muestra original la pO2 estaba elevada.
Los procesos metabólicos pueden reducirse enfriando la muestra, siguiendo en todo caso las recomendaciones anteriormente expuestas.
El uso del tubo neumático es empleado con frecuencia para transportar las muestras de forma rápida al laboratorio no está recomendado en el caso de gasometrías. Diversos estudios han definido que el transporte por tubo neumático:
•No afecta al pH o a la pCO2.
•No afecta a la pO2, en aquellos casos en los que la pO2 de la muestra sea de 150 mmHg (20 KPa, la misma que el aire ambiental).
•Causa incrementos en la pO2 en aquellos muestras con pO2 inferiores a 150 mmHg y descensos en muestras con pO2 superiores a 150 mmHg.
•La principal causa de alteraciones en los niveles de pO2 tras transporte en el tubo neumático es debido a contaminación con aire en la muestra.
• Valores aberrantes en los niveles de pO2 se observan cuando no se ha purgado el aire del contenedor previo al transporte. Los protocolos de purga del aire no son sin embargo 100% efectivos.
• Las alteraciones en los niveles de pO2 se minimizan si la velocidad del tubo neumático es baja y los contenedores están sellados mediante presión.
2.4.- Evitar la hemólisis
La hemólisis, entendida como la rotura de eritrocitos y liberación de hemoglobina y otros constituyentes intracelulares al plasma circulante, constituye una de las incidencias más frecuentes en el laboratorio clínico. Su aparición puede originarse por:
• Extracción traumática
• Congelación de la muestra
• Agitación enérgica
• Aspiración demasiado fuerte durante la extracción
La presencia de hemólisis genera valores de potasio falsamente elevados.
2.5.- Descartar coágulos
Para detectar y evitar la presencia de coágulos deben despreciarse de 100 a 200 μL de la jeringa previa su introducción en el analizador. La existencia de coágulos puede dar lugar a mediciones inexactas al interferir sobre el electrodo directamente. Además, al despreciar estas primeras gotas se purga la sangre en la jeringa evitando la introducción de burbujas de aire en el instrumento.
2.6.- Evitar la contaminación con otras muestras
El anticoagulante de elección en las muestras de gasometría es heparina de litio balanceado con calcio.
Este anticoagulante reduce la unión de los electrolitos y optimiza la precisión de las mediciones.
La contaminación de las muestras con otros tipos de anticoagulantes, generalmente producida por el
“rellenado” de las jeringas ante muestras insuficientes o por el “trasvase” desde otros contenedores por errores en la extracción constituye una mala práctica, y no es admisible en ningún caso. Anticoagulantes como la heparina de benzalconio, EDTA, citrato, oxalato o fluoruro influyen considerablemente en los resultados de pH, sodio, potasio, cloro y calcio.
3.- Resumen de errores preanalíticos
Se muestran a continuación una tabla resumen de los principales errores preanalíticos y analíticos que podemos encontrar, sus efectos en los resultados.
