Universidad Nacional Mayor de San Marcos

Universidad Nacional Mayor de San Marcos

Universidad del Perú. Decana de América

Facultad de Medicina Veterinaria

Escuela Profesional de Medicina Veterinaria

“Prevalencia e identificación de eimerias en cabras

criollas (Capra hircus) en asociaciones de criadores

de cuatro provincias de Lima-Perú”

TESIS

para optar el Título Profesional de Médico Veterinario

AUTOR

Andrea Alejandra TAVERA GONZALES

ASESOR

Amanda Cristina CHÁVEZ VELÁSQUEZ DE GARCÍA

Lima, Perú

2021

Reconocimiento - No Comercial - Compartir Igual - Sin restricciones adicionales

https://creativecommons.org/licenses/by-nc-sa/4.0/

Usted puede distribuir, remezclar, retocar, y crear a partir del documento original de modo no comercial, siempre y cuando se dé crédito al autor del documento y se licencien las nuevas creaciones bajo las mismas condiciones. No se permite aplicar términos legales o medidas tecnológicas que restrinjan legalmente a otros a hacer cualquier cosa que permita esta licencia.

Referencia bibliográfica

Tavera A. Prevalencia e identificación de eimerias en cabras criollas (Capra hircus)

en asociaciones de criadores de cuatro provincias de Lima-Perú [Tesis de pregrado].

Lima: Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Facultad de

Medicina

Veterinaria, Escuela Profesional de

Medicina Veterinaria; 2021.

Metadatos complementarios

Datos de autor

Nombres y apellidos

Andrea Alejandra Tavera Gonzales

DNI

72786763

URL de ORCID

https://orcid.org/0000-0002-5581-0823

Datos de asesor

Nombres y apellidos

Amanda Cristina Chávez Velásquez

DNI

07801682

URL de ORCID

https://orcid.org/0000-0001-8747-0491

Datos de investigación

Línea de investigación

B.4.1.7. Medicina y Animales Mayores

Grupo de investigación

No aplica

Agencia de financiamiento

Perú. CONCYTEC.

Ubicación geográfica de la

investigación

País: Perú

Departamento: Lima

Provincias:

Canta

Latitud: S11°28'31.12" Longitud:

O76°34'56.28"

Huaral

Latitud: -11.4917 Longitud: S-77.2053 11°

29′ 30″,O77° 12′ 19″

Huaura

Latitud: -11.0694, Longitud: S-

77.6006 11° 4′

10″, O77° 36′ 2″

Huarochirí.

Latitud: S11°50′41″, Longitud: O76°23′02″

Año o rango de años en que se

realizó la investigación

Agosto 2018 - mayo 2019

URL de disciplinas OCDE

Ciencia veterinaria

Página

1

3

- Ninguna

- El Jurado dio su conformidad con la versión final corregida

Universidad Nacional Mayor de San Marcos Universidad del Perú, Decana de América

Facultad de Medicina Veterinaria Escuela Profesional de Medicina Veterinaria

ACTA DE SUSTENTACIÓN DE TESIS EN MODALIDAD VIRTUAL PARA OPTAR EL TÍTULO DE MEDICO VETERINARIA

Autorizado por R.D N° 304-D-FMV-2020 1. _{FECHA DE LA SUSTENTACIÓN 15/06/2021}

HORA INICIO: 11:00 horas HORA TÉRMINO: 12:25

2. _{MIEMBROS DEL JURADO}

PRESIDENTE:

MV. PhD. Gavidia Chucán, César Miguel

MIEMBRO:

MV. Mg. Sandoval Monzón, Rocío Silvia

MIEMBRO:

MV. Mg. Bazán Rodriguez, Víctor Hernán

ASESORA

MV. Mg. Chávez Velásquez, Amanda Cristina

3. _{DATOS DEL TESISTA}

APELLIDOS Y NOMBRES: TAVERA GONZALES, ANDREA ALEJANDRA CÓDIGO: 14080057

R.R. DE GRADO DE TESISTA NÚMERO: N° 013809-2020-R-UNMSM

TÍTULO DE LA TESIS: “PREVALENCIA E IDENTIFICACIÓN DE EIMERIAS EN CABRAS CRIOLLAS

(Capra hircus) EN ASOCIACIONES DE CRIADORES DE CUATRO PROVINCIAS DE LIMA-PERÚ” 4. _{RECOMENDACIONES}

_

Datos de la plataforma virtual institucional del acto de sustentación:

meet.google.com/foe-wjmí-xnt

Grabación archivada en: https://drive.google.com/file/d/1XY1PcfzGfsqsUZNCedtxJvzEkDXR- F_1/view?usp=sharing

Página

2

3

6. PÚBLICO ASISTENTE: (Nombre, apellido y DNI)

7 Miryam Quevedo Urday 40064320 [email protected]

8 Faride Altamirano Zevallos 43695598 [email protected]

9 Víctor Hugo Castillo Doloriert 08703624 [email protected]

10 Luis Hoyos Sifuentes 41175479 [email protected]

11 Luis Cerro Temoche 41341572 [email protected]

12 Sara Nicolle Pariona Remón 76051841 [email protected]

13 Antonio Ampuero Bustillo 06645903 [email protected]

14 Francisco Suárez Aranda 10833645 [email protected]

15 Dennis Navarro Mamani 70444236 [email protected]

16 Wilber Garcia Vera 087912 [email protected]

17 Rosa Ysabel Pinedo Vicente 40404904 [email protected]

18 Anghela Del Carmen Sosa 70141298 [email protected]

19 Jazmín Melanie Fanning 75132425 [email protected]

20 Josselyn Escano Lopez 71251311 [email protected]

21 Noriko Oviedo Centeno 76970467 [email protected]

22 Jhonathan Arturo Bazalar 45165351 [email protected]

23 Elizabeth Quispe Garay 45009153 [email protected]

24 Julissa Mayra Iquiapaza Ale 76034810 [email protected]

25 Raquel Andrea Watanabe 45229538 [email protected]

Página

3

3

27 Iran Zavaleta 75439619 [email protected]

28 Steffi Roller Parodi 71746634 [email protected]

29 Luis Alfredo Julca Silva 72041130 [email protected]

30 Roger Layme Mamani 72706514 [email protected]

31 Gabriela Tavera 72786764 [email protected]

7. _{FIRMAS DE LOS MIEMBROS DEL JURADO}

IA nto :00

Firma Firma Firma

MV. Mg. Chávez Velásquez, Amanda Cristina

Apellidos y Nombres

MV. Mg. Sandoval Monzon, Rocío Silvia Apellidos y Nombres

MV. Mg. Bazán Rodriguez, Victor Hernán

Apellidos y Nombres

ASESORA DE LA TESIS MIEMBRO JURADO MIEMBRO JURADO

Firmado digitalmente por GAVI CHUCAN Cesar Miguel FAU 20148092282 soft Motivo: Soy el autor del docume

Firma Fecha: 23.06.2021 20:16:30 -05

MV. PhD. Gavidia Chucán, César Miguel

Apellidos y Nombres PRESIDENTE

iv

AGRADECIMIENTOS

Agradezco a Dios, a mis queridos padres Blanca y José Carlos, mis abuelos

Carmen, Hernando, Betsy y Abraham, mis dos hermanos Tato y Gabi, mi

tía Patty, tío Alberto y tío Luis, quienes me han apoyado en toda mi vida

con sus acciones.

Agradezco a mi asesora, la doctora Amanda Chávez, y a las doctoras Rosa

Pinedo y Eva Casas, quienes, sin su apoyo y conocimiento, no habría sido

posible realizar este proyecto. También al MV. Kenyi García, mis

compañeros Joel Cuenca y Steven Zevallos, quienes me brindaron su tiempo

y fuerzas en el muestreo de este proyecto. Un especial agradecimiento a los

doctores Anggelina Guillen y Raúl Córdova, quienes me permiten trabajar

en su clínica veterinaria y leyeron con mucha paciencia esta investigación.

Agradezco a Isaac Perez, por cuidarme y apoyarme tanto en esta

investigación, por ser la maravillosa persona que es, por su amor y por

representar constantemente un ejemplo a seguir para ser mejores en esta

profesión de Médicos Veterinarios.

Agradezco a mis grandes amigas Josselyn Escano, Steffi Roller, Sara

Pariona e Iran Zavaleta, con quienes compartí la hermosa etapa

universitaria. Seamos amigas por siempre. Agradezco infinitamente a la

doctora Raquel Watanabe Watanabe, quien desde 2do año de carrera ha sido

una guía y amiga incondicional, y me brindó sus conocimientos para la

culminación de esta tesis.

Agradezco infinitamente a la doctora Raquel Watanabe Watanabe, quien

desde 2do año de carrera ha sido una guía, modelo a seguir y amiga

incondicional, quien me brindó todos sus conocimientos, consejos y

motivación para la culminación de esta tesis.

Agradezco a Laika, Perla y Muñeca, mis queridas mascotas, que me

acompañaban en mis amanecidas de redacción, y con su amor me motivaban

a continuar.

v

DEDICATORIAS

Dedico esta investigación a quienes ahora ya no se encuentran a mi lado

físicamente, pero me cuidan todo el tiempo. Mi querido papá Nando, mis

tiernos abuelitos Betsy y Abraham y mi amada Laika, esto va para ustedes,

hasta que nos volvamos a encontrar.

vi

ÍNDICE DE CONTENIDO

RESUMEN ... viii

ABSTRACT ... ix

LISTA DE CUADROS ... x

LISTA DE FIGURAS ... xi

LISTA DE APÉNDICES ...xii

II.

INTRODUCCIÓN ... 13

III.

REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA ... 14

3.1. Agente causal ... 14

3.2. Taxonomía ... 14

3.3. Morfología ... 15

3.4. Ciclo biológico ... 19

3.5. Epidemiología ... 20

3.5.1. Factores intrínsecos ... 21

3.5.2. Factores extrínsecos ... 23

3.6. Patogenia ... 24

3.7. Signos clínicos ... 27

3.7.1. Etapa clínica ... 27

3.7.2. Etapa subclínica ... 27

3.8. Diagnóstico ... 27

3.8.1. Examen coproparasitológico ... 27

3.8.2. Necropsia ... 31

3.8.3. Histopatología ... 33

3.8.4. PCR ... 33

3.8.5. Diagnóstico diferencial ... 34

3.9. Tratamiento ... 35

3.10. Medidas preventivas ... 36

3.11. Impacto económico ... 37

3.12. Escenario actual de la capricultura en el Perú ... 37

IV.

MATERIALES Y MÉTODOS ... 38

4.1. Lugar de ejecución y periodo de duración ... 38

4.2.

Animales de estudio ... 39

4.3. Tamaño de muestra ... 40

4.4.

Descripción de material experimental ... 41

vii

4.4.1.

Material utilizado en la toma de muestra: ... 41

4.4.2.

Material utilizado en laboratorio: ... 41

4.4.3.

Material biológico ... 41

4.5.

Toma de muestra ... 41

4.6.

Métodos de evaluación coproparasitológica ... 42

4.6.1. Flotación cualitativa con solución de Sheather (Taylor et al., 2016) . 42

4.6.2. Técnica de McMaster modificado, para determinar la carga parasitaria

(Valcárcel, 2009) ... 42

4.6.3. Identificación de ooquistes de Eimeria spp. ... 42

4.6.3.1. Técnica de Ritchie modificado para concentración de Eimeria spp.

(Tantaleán, 2010) ... 43

4.6.4. Nivel de infección parasitaria por eimeriosis en caprinos ... 43

4.7.

Análisis de datos ... 43

V.

RESULTADOS ... 44

VI.

DISCUSIÓN ... 48

VII.

CONCLUSIONES ... 53

VIII.

BIBLIOGRAFÍA CITADA ... 54

IX.

APÉNDICES ... 62

Apéndice 1. ... 63

viii

RESUMEN

El estudio tuvo por objetivo determinar la prevalencia de eimeriosis en cabras criollas (Capra hircus) en asociaciones de criadores ubicados en cuatro provincias de Lima, identificar las especies de eimerias presentes y estimar la carga parasitaria promedio de ooquistes y su relación con las variables edad, sexo y procedencia. Se recolectaron 753 muestras de heces directamente del recto de caprinos criollos, de forma aleatoria, durante agosto del 2018 a mayo del 2019, los que fueron clasificados según la localidad de procedencia (Huarochirí, Huaura, Huaral y Canta), edad (<1 año, ≥1-3 años, >3 años) y sexo. Las muestras fueron procesadas en el Laboratorio de Microbiología y Parasitología, sección Parasitología, de la Facultad de Medicina Veterinaria de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos, mediante las técnicas coproparasitológicas cualitativa (flotación con solución Sheather) y cuantitativa (método McMaster modificado). Se efectuó la esporulación de especies de eimerias de forma espontánea y se obtuvo ooquistes limpios mediante la técnica de Ritchie modificado, identificándose las especies según las características morfológicas y medidas de los ooquistes esporulados. Se encontró un 75.8% (71.9% – 78%) de prevalencia de eimeriosis caprina. Se identificaron nueve especies de

Eimeria: E. ninakohlyakimovae, E. christenseni, E. arloingi, E. caprina, E. caprovina, E.

alijevi, E. hirci, E. apsheronica, E. charlestoni; siendo las primeras tres especies las más

prevalentes. La carga parasitaria promedio fue de 3,256 OPG, calificada como carga leve y se evidenció diferencia estadística entre la cantidad de OPG con las variables edad (<1 año) y sexo (macho) (p < 0.001), no así respecto a la procedencia.

ix

ABSTRACT

The aim of the study was to determine the prevalence of eimeriosis in creole goats (Capra

hircus) in livestock associations located in four provinces of Lima, to identify the species

of eimerias and to estimate the average parasite load of oocysts and its relationship with the variables age, sex and location. 753 fecal samples were directly collected from the rectum of creole goats, randomly selected, during August 2018 to May 2019, which were classified according to the location (Huarochirí, Huaura, Huaral and Canta), age (<1 year, ≥1-3 years,> 3 years) and sex. The samples were processed in the Laboratory of Microbiology and Parasitology, Parasitology section, of the Faculty of Veterinary Medicine of the Universidad Nacional Mayor de San Marcos, by using the qualitative (flotation with Sheather solution) and quantitative (modified McMaster method) coproparasitological techniques. Sporulation of eimerias species was carried out spontaneously and clean oocysts were obtained using the modified Ritchie technique. The identification of the Eimeria species was based on the morphological characteristics and measurement of the sporulated oocysts. The prevalence was 75.8% (71.9% – 78%). Nine species of Eimeria were identified: E. ninakohlyakimovae, E. christenseni, E. arloingi, E.

caprina, E. caprovina, E. alijevi, E. hirci, E. apsheronica, E. charlestoni; being the first

three the most prevalent ones. The average parasite load was 3,256 OPG, considered as a slight load and statistical difference was shown between the amount of OPG regarding to age (<1 year) and sex (male) (p <0.001), but not to the location.

x

LISTA DE CUADROS

Pág. Cuadro 1. Taxonomía de las eimerias en caprinos criollos (NCBI, 2021)

14

Cuadro 2. Características morfológicas entre ooquistes esporulados de

Eimeria spp. en caprinos (1Soe y Pomroy, 1992; 2Eckert et al.,

1995; 3_{Silva y Lima, 1998;} 4_{Chevalier, 1966)}

18

Cuadro 3. Especies de Eimeria clasificadas por tiempo de esporulación y

periodo prepatente (Ruiz et al., 2006; Taylor et al., 2016)

20

Cuadro 4. Especies de Eimeria, su patogenicidad y ubicación predilecta

en el tracto digestivo de los caprinos

26

Cuadro 5. Score de heces en rumiantes menores

28

Cuadro 6. Principales causas de diarrea en caprinos de acuerdo con la

edad

34

Cuadro 7. Tratamiento antiparasitario contra coccidiosis caprina

35

Cuadro 8. Anticoccidiales utilizados de forma profiláctica en caprinos

36

Cuadro 9. Características descriptivas de las variables del estudio (n=753)

44

Cuadro 10. Prevalencia general de Eimeria spp. en caprinos clasificados

por edad, sexo y provincia (agosto 2018 - mayo 2019) (n= 753)

45

Cuadro 11. Parasitismo intestinal mixto en caprinos criollos de Lima

(n=571)

45

Cuadro 12. Prevalencia de especies de Eimeria distribuidas por localidad

(n= 571)

46

Cuadro 13. Número de ooquistes por gramo de heces (OPG) en caprinos

clasificados por edad, sexo y provincia de Lima (n = 753)

xi

LISTA DE FIGURAS

Pág. Figura 1. Dibujo esquemático de ooquiste de Eimeria spp. sin esporular

(Vignau et al., 2005)

16

Figura 2. Dibujo esquemático de un ooquiste de Eimeria spp. esporulado (Editado de Soulsby, 1993)

16

Figura 3. Principales especies de Eimeria en caprinos

17

Figura 4. Ciclo biológico de Eimeria spp.

19

Figura 5. Imágenes referenciales de aspecto y consistencia en heces de rumiantes menores A. Compactas, B. Blandas formadas, C. Blandas, D. Muy blandas, E. Diarreicas

28

Figura 6. Esquematización de examen directo con lugol

29

Figura 7. Lámina de McMaster, mostrando las 2 hemicámaras

(Tomado de Valcárcel, 2009)

30

Figura 8. A. porción de yeyuno en caprino menor de un año con

engrosamiento de mucosa intestinal y pólipos blanquecinos de 2 mm; B. Patrón de giro cerebriforme en las asas intestinales con depresiones en la superficie serosa

32

Figura 9. A. Imagen muestra Macrogametocitos (1) y Microgametocitos

de Eimeria spp. (2) (Hashemnia et al., 2014). B. Imagen muestra un esquizonte o merogonia de E. arloingi. (Silva et

al., 2014).

33

Figura 10. Mapa de las provincias Huaura, Huaral, Canta y Huarochirí del departamento de Lima

39

xii

LISTA DE APÉNDICES

Pág.

Apéndice 1. Especies de Eimeria encontradas. 63

Apéndice 2. A. Toma de muestras de heces en caprinos criollos. B y C.

Condición de piso y corrales en las granjas de estudio. D y

E. Procesamiento de muestras de heces.

13

II.

_{INTRODUCCIÓN}

La eimeriosis es una enfermedad parasitaria intestinal ocasionada por un protozoario del género

Eimeria que afecta a los vertebrados, incluidos los animales de producción. Con el paso de los

años, investigaciones y claves de identificación morfométrica, se ha logrado determinar que dicho parásito es hospedero específico. Actualmente se conocen dieciséis especies de Eimeria exclusivas de los caprinos, siendo las más comunes E. ninakohlyakimovae, arloingi, , E.

christenseni, E. hirci, E. alijevi, E. E. jolchijevi, E. apsheronica, E. caprina y E. caprovina

(Chartier y Paradaud, 2012; Mohamaden et al., 2018).

Esta enfermedad se puede presentar en dos fases, cuyo curso va a depender de la edad, sistema inmune del animal, comorbilidades, cantidad de ooquistes consumidos y especie de Eimeria, pudiendo evidenciarse como clínico o subclínico, con problemas como diarrea, baja ganancia de peso, poco consumo de alimento, deshidratación, apatía y muerte. El ciclo de vida de la Eimeria es complejo, variable, alterable y dura entre 2 a 4 semanas para completarse, siendo los factores predisponentes la humedad ambiental, temperatura, sexo, edad, distrés, tipo de producción, número de animales por granja, limpieza del corral y desparasitaciones. Los cabritos más jóvenes son los más afectados, siendo los adultos aquellos que desarrollan inmunidad frente a la exposición continua (Taubert et al., 2008).

En Perú se han reportado estudios de prevalencia de eimeriosis caprina entre 99.2 (Terrones et

al., 2020) a 100% (Calle, 1971) en Ica y Piura, respectivamente, donde la crianza y producción

caprina ha disminuido a pesar de las nobles cualidades de esta especie para sobrellevar condiciones agrestes y aun así ser productivas en generar carne y leche (Arroyo, 2007); y parasitosis como la ocasionada por eimerias se traduce en pérdidas anuales de entre 23.78 – 500,000 millones de dólares (Foster, 1949; Rodríguez-Vivas et al., 2017) que se evidencia más en los productores de crianza intensiva y con alta densidad de ganado (Foreyt, 1986, 1990). El propósito de ejecución de la presente tesis fue determinar la prevalencia de eimeriosis en cabras criollas (Capra hircus) en asociaciones de criadores de cuatro provincias de Lima, identificar las especies de eimerias presentes y estimar la carga parasitaria promedio de ooquistes y su relación con las variables edad, sexo y procedencia.

14

III.

REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA

3.1. Agente causal

El eimeriosis es una enfermedad parasitaria intestinal causada por el protozoario del género

Eimeria, que contrario a lo que se creía antes, afecta de forma hospedero-específica a los animales

de producción (Keeton y Navare, 2017).

3.2. Taxonomía

Cuadro 1. Taxonomía de las eimerias en caprinos criollos (NCBI, 2021)

Dominio Eukaryota Reino Protista Superfilum Alveolata Filum Apicomplexa Clase Conoidasida Subclase Coccidia Orden Eucoccidiorida Suborden Eimeriorina Familia Eimeriidae Género Eimeria Especie E. arloingi E. alijevi E. hirci E. ninakohlyakimovae E. christenseni E. caprina E. jolchijevi E. caprovina E. apsheronica E. africiensis E. capralis E. punctata E. charlestoni E. minasensis E. masseyensis E. kocharli

15

En caprinos se han identificado dieciséis especies diferentes de eimerias hospedero-específicas reportadas globalmente (Soe y Pomroy, 1992; Eckert et al., 1995; Silva y Lima, 1998; Harper y Penzhorn, 1999; Deger et al., 2003; Rocha et al., 2012; Chartier y Paraud, 2012; Mohamaden et al., 2018) (cuadro 1), sin embargo, para interés comparativo del presente estudio, se reportaron en Lima nueve especies: E. faurei, E. arloingi, E. parva, E. ninakohlyakimovae, E.

pallida, E. ahsata, E. crandallis, E. christenseni, de las cuales solo cinco se consideran

actualmente infectivas en caprinos (Del Castillo, 1968); de igual manera, en Piura fueron halladas siete especies: E. faurei, E. arloingi, E. parva, E. crandallis, E. ahsata, E. christenseni, E.

gonzalezi, siendo solo tres las consideradas en la actualidad (Calle, 1971). Un estudio más reciente

ha reportado nueve especies de Eimeria en Ica-Perú: E. alijevi, E. arloingi, E. jolchijevi, E.

christenseni, E. apsheronica, E. caprovina, E. caprina y E. ninakohlyakimovae (Terrones et al.,

2020).

3.3. Morfología

Los parásitos del filum Apicomplexa – clase Conoidasida – género Eimeria poseen dos fases: ooquiste sin esporular (figura 1) y ooquiste esporulado (figura 2), el cual presenta cuatro esporoquistes con dos esporozoitos por cada uno, una pared de color amarillento - amarronado y un casquete polar (Bowman, 2014). En los caprinos, los ooquistes de eimerias varían en tamaño de largo, ancho, forma, color y grosor de la pared, así como por la presencia o ausencia del casquete polar y micrópilo, factores que se consideran durante la evaluación e identificación de especies de eimerias (Levine y Ivens, 1970; Soulsby, 1993) (figura 3 y cuadro 2).

16

Figura 1.Dibujo esquemático de ooquiste de Eimeria spp. sin esporular (Vignau et al., 2005)

Figura 2. Dibujo esquemático de un ooquiste de Eimeria spp. esporulado (Editado de Soulsby,

17

18

Cuadro 2. Características morfológicas entre ooquistes esporulados de Eimeria spp. en caprinos

(1_{Soe y Pomroy, 1992;} 2_{Eckert et al., 1995;} 3_{Silva y Lima, 1998;} 4_{Chevalier, 1966)}

Especie Forma Casquete polar Micrópilo Largo Ancho

E. capralis1 _{Elipsoidal Presente Presente} 25–34 μm 17–24 μm

E. masseyensis1 _{Ovoide Presente Presente} 18–25 μm 15–19 μm

E. charlestoni1 _{Elipsoidal Ausente Presente} 20–25 μm 16–19 μm

E. ninakohlyakimovae2 _{Elipsoidal Ausente Ausente} 20 – 22 μm 14 – 16 μm

E. arloingi2 _{Elipsoidal Presente Presente} 17 – 42 μm 13 – 27 μm

E. alijevi2 _{Elipsoidal Ausente Ausente} 15 – 23 μm 12 – 22 μm

E. jolchjevi2 _{Elipsoidal Presente Presente} 26 – 37 μm 18 – 26 μm

E. caprina2 _{Elipsoidal Ausente Presente} 27 – 40 μm 19 – 26 μm

E. chirstenseni2 _{Ovalada Presente Presente} 34 – 41 μm 23 – 28 μm

E. caprovina2 _{Ovalada Ausente Presente} 26 – 36 μm 21 – 28 μm

E. hirci2 _{Sub esférica Presente Presente} 18 – 23 μm 14 – 19 μm

E. apsheronica2 _{Ovoide Ausente Presente} 24 – 37 μm 18 – 26 μm

E. minasensis3 _{Elipsoidal Presente Presente} 32-37.7

μm

20.9-27 μm

19

3.4. Ciclo biológico

Eimeria spp. es un protozoario intracelular obligado que posee dos fases parasitarias: una

exógena o ambiental, donde los ooquistes esporulan fuera del hospedador, y una fase endógena, que inicia con el consumo de ooquistes esporulados y continúa con la multiplicación asexual y sexual de los mismos, dentro de los enterocitos (Chartier y Paraud, 2012; Bowman, 2014) los cuales se lisan al momento de liberar ooquistes no esporulados por las heces al medio externo.

Inmediatamente después de ser defecados empieza la etapa exógena de maduración y esporulación de los ooquistes (forma infectiva), cuyo curso se verá muy influenciado por circunstancias medioambientales. En condiciones favorables, esta etapa puede demorar entre 1 a 7 días, los ooquistes son consumidos en su forma infectiva y se da inicio a la fase endógena, donde se liberan los esporozoitos en el intestino delgado, ingresan a los enterocitos y se transforman en trofozoitos, conformando merozoitos y posterior merogonia, la cual lisa el enterocito y libera merozoitos a los enterocitos cercanos, formando nuevas merogonias que infectarán a más células hasta llegar a su máxima capacidad de multiplicación asexual. En su última liberación, el merozoito ingresa a una célula huésped intacta y se convierte en macrogametocito (♀) o microgametocito (♂), el femenino aumenta en tamaño, hipertrofia la célula y retiene proteínas para madurar y convertirse en un macrogameto, y el masculino experimenta repetidas divisiones nucleares, para que cada núcleo sea incorporado en los microgametos y tengan capacidad de fecundar al macrogameto y, finalmente, formar el cigoto que será eliminado en las heces para continuar el contagio y el reinicio del ciclo (Bowman, 2014; Keeton y Navarre, 2017) (figura 4). La duración de cada ciclo por especie de Eimeria se explica en el cuadro 3.

20

Cuadro 3. Especies de Eimeria clasificadas por tiempo de esporulación y periodo prepatente

(Eckert et al., 1995; Silva y Lima, 1998; Ruiz et al., 2006)

Especie

Tiempo de esporulación (días)

Periodo prepatente (días)

E. arloingi 2 – 3 14 – 17 E. ninakohlyakimovae 1 – 4 10 – 13 E. christenseni 3 – 4 14 – 23 E. alijevi 1 – 5 7 – 12 E. apsheronica 1 – 2 14 – 17 E. caprina 2 – 3 17 – 20 E. caprovina 2 – 3 14 – 20 E. jolchijevi 2 – 4 14 – 17 E. hirci 2 – 3 13 – 16 E. minasensis 4 – 5 19 –20 3.5. Epidemiología

La epidemiología del parasitismo intestinal cumple un papel importante, brindando los lineamientos necesarios para mejorar la salud de la población animal, tomando en consideración los factores que predisponen las infestaciones parasitarias. Se ha informado, en investigaciones de diversas naciones, prevalencias recientes de eimeriosis caprina a nivel mundial. Países como México (Alcala et al., 2020), Egipto (Mohamaden et al., 2018), España (Béjar, 2017), Venezuela (Guerra et al., 2015), Brasil (Silva et al., 2014) y Perú (Terrones et al., 2020) reportaron prevalencias de 49.9%, 60%, 97%, 85.2%, 98.6% y 99.2% de eimeriosis caprina, respectivamente.

En el Lima los valores de prevalencia de la mencionada enfermedad parasitaria no son actuales y su información no refleja la realidad de la nueva clasificación de especies de eimerias en caprinos, contando con los reportes de Del Castillo (1968) y Calle (1971) en Lima y Piura, respectivamente, quienes obtuvieron un 100% de prevalencia. En Ica, Terrones et al., (2020)

21

publicó un 99.2% de prevalencia en eimeriosis caprina, siendo la más frecuente E. caprovina, E.

caprina y E. ninakohlyakimovae.

Dentro de los rumiantes, las eimerias representan un serio problema de parasitosis intestinal, incluso tan o más común que los nemátodos Strongylidae (Zvinorova et al., 2016) siendo los caprinos un grupo mucho más susceptible a su contagio que los ovinos (Ruiz et al., 2006; Mohamaden et al., 2018); y entre los caprinos, aquellos menores de 12 meses son los más afectados entre la estratificación etaria (Matos et al., 2017; Alcala et al., 2020).

Diversos autores indican que de las dieciséis especies de eimerias en caprinos, solo siete u ocho son las más frecuentes: E. ninakohlyakimovae, E. arloingi, E. christenseni, E. hirci, E.

caprovina, E. alijevi, E. jolchiveji, E. caprina (Wang et al., 2010; Cavalcante et al., 2012,

Hashemia et al., 2014; Mohamaden et al., 2018; Alcala et al., 2020). Y existen diversos factores que, se consideran influyentes en su presentación, y se detallan como intrínsecos y extrínsecos.

3.5.1. Factores intrínsecos 3.5.1.1. Edad:

El contagio es mediante una trasmisión fecal-oral por consumo de ooquistes esporulados de Eimeria spp. En México, un estudio reportó que los caprinos de leche de menos de 3 meses tienen 46.8% de prevalencia de coccidiosis caprina; aquellos de 3 a 6 meses un 63.3%; los de 6 a 12 meses, 62.7% y los mayores a 1 año un 21.07% (Alcala et al., 2020). Similares resultados indicaron otros investigadores en España (Ruiz et al., 2006), Brasil (Silva et al., 2014) y Zimbaue (Zvinorova et al., 2016) concordando en que los caprinos de leche están más predispuestos al contagio y eliminan ooquistes en heces a partir de los días 59 ± 9 (Cépeda-Palacios et al., 2015). Por otro lado, Terrones et al. (2020) no encontró diferencia estadística entre la expulsión de ooquistes (OPG) y la edad de los caprinos.

3.5.1.2. Sexo:

En su mayoría, los autores reportan falta de asociación entre el sexo y la cantidad de OPG eliminados (Terrones et al., 2020), sin embargo, Zvinorova et al. (2016) describieron 3 veces más predisposición, a la eimeriosis, en caprinos machos que hembras, lo que explican por una mayor susceptibilidad debido a una influencia hormonal por un efecto inmunoprotector por parte de los estrógenos. Esto contradice la investigación de Mohamaden et al. (2018) quienes publicaron una mayor prevalencia en caprinos hembras comparados con los machos.

22

3.5.1.3. Parto:

Considerado como un factor estresante, la gestación, parto y lactancia son etapas que disminuyen la eficiencia del sistema inmune en los mamíferos (Chartier y Paraud, 2012; Alcala

et al., 2020) y dentro de los caprinos, las hembras en etapa de lactancia registran mayor conteo

de ooquistes por gramo de heces (Ruiz et al., 2006).

3.5.1.4. Destete:

Los cabritos, luego del parto, amamantan dos veces al día durante 30 a 60 días, y posteriormente esto disminuye a una vez al día hasta el destete. En los productores esta práctica no es conveniente ya que el ordeño debe ir, en su mayoría, para la producción de leche, por lo que se realiza un destete temprano (30 días de edad) (Meneses et al., 2001) que aumenta la producción lechera, pero representa un factor estresante temprano que influye en la mayor susceptibilidad a eimeriosis en caprinos menores de 6 meses (Ruiz et al., 2006).

3.5.1.5. Inmunidad

El contagio de la eimeriosis empieza desde el momento en que el caprino ingiere ooquistes esporulados, los cuales se encuentren contaminando el alimento, es más alta en caprinos menores de 1 año, lo que se evidencia en mayores recuentos de OPG, siendo el destete la etapa de más alta eliminación de estos (Taubert et al., 2008) lo que es significativamente mayor en crianzas intensivas que generan destetes muy tempranos (menores a 30 días) (Meneses et al., 2001).

Por otro lado, los caprinos mayores de 1 año, debido a su exposición diaria, desarrollan resistencia inmunoprotectora, que, aunque no es del todo efectiva ni elimina infecciones, sí evita la aparición de signos clínicos (Jalila et al., 1998) sin embargo, esto es momentáneo ya que existen reportes de animales mayores a 4 años que cursan con un debilitamiento en la respuesta inmune humoral y celular que se traduce en mayor intensidad de excreción de OPG (Kanyari, 1988; Chartier y Paraud, 2012; Béjar, 2017) al medio, entre 1000 y 2000, que terminan reinfectando a los caprinos más jóvenes no inmunes (Daugschies y Najdrowski, 2005; Silva et al., 2014).

Es por ello por lo que no se debe creer ni afirmar que esta enfermedad parasitaria únicamente afecta a los animales menores de un año, ya que esto facilita el asentamiento y extensión de Eimeria spp. por distintas localidades concluyendo en que la coccidiosis puede perjudicar a animales de cualquier estrato etario mientras no consigan desarrollar una inmunidad adquirida (Matos, 2015).

Existen estudios que evalúan la respuesta inmune en animales desafiados contra Eimerias más patogénicas en caprinos: Dai et al. (2006) estudió a E. ninakohlyakimovae y reportó que a dosis infectivas de 1x105 _{ooquistes, los caprinos evidencian signos de diarrea, decaimiento, menor}

23

ganancia de peso diario, policitemia y aumento de hemoglobina, siendo además efectos duraderos de más de 100 días post inoculación.

La inmunidad que desarrollan es especial para cada especie de Eimeria. En Brasil, animales menores de un año presentan mayor prevalencia de las especies E. ninakohlyakimovae (97%), E. arloingi (88%) y E. alijevi (88%); por otro lado, en aquellos mayores de un año es más común E. alijevi (77%) E. hirci (74%) y E. ninakohlyakimovae (70%), siendo en ambos casos E.

caprina la menos prevalente (Cavalcante et al., 2012). Similares resultados reportaron Koudela y

Boková (1998) en República Checa.

3.5.2. Factores extrínsecos 3.5.2.1. Temperatura y humedad

Estudios sugieren que hay mayor contagio en áreas con alta humedad y temperatura (24-31°C), como Mohamaden et al. (2018) quienes concluyeron que en otoño (66%) y verano (65%) es mayor la proporción de caprinos infectados, comparados con invierno y primavera. Resultados aproximados reportaron Alcala et al. (2020) quienes hallaron mayor prevalencia durante otoño, siendo las especies más incidentes E. alijevi y E. caprovina. Esto es debido a que mientras más favorables las condiciones ambientales, más rápido es la esporulación de los ooquistes y mayor la reinfección de los caprinos en el corral. Sin embargo, a pesar de que no sea un ambiente cálido, las eimerias pueden tolerar ambientes hostiles como temperaturas menores a 12°C. Es por ello que, como recomendación a los pequeños y medianos productores, se indica mayor profilaxis en estas temporadas, para prevenir la coccidiosis clínica (Ruiz et al., 2006).

3.5.2.2. Lluvias

Frente a las lluvias, mayor es la humedad y por ende las condiciones favorables a los ooquistes no esporulados, Alcala et al. (2020) demostró una relación significativa entre la presencia de lluvias y la prevalencia de todas las eimerias que infectan a los caprinos.

3.5.2.3. Tipo de crianza

Los ganaderos caprinos, al igual que quienes realizan crianza de rumiantes, poseen granjas las cuales se clasifican de acuerdo con su capacidad adquisitiva, nivel de inversión y conocimientos técnicos; dividiéndose en crianza intensiva (uso de maquinarias, instalaciones, alimento concentrado), crianza extensiva (pastoreo en grandes extensiones de terreno, corrales rústicos) y una semi-intesiva, como un punto medio entre las anteriores mencionadas (Aréchiga

et al., 2008). Un estudio realizado en España (Ruiz et al., 2006) dividió sus variables de granjas

en dos grupos, el primero corresponde a la población y fue dividida en pequeña (< 300 cabezas) y grande (> 1000 cabezas), y el segundo grupo corresponde a la condición y fue dividida en

semi-24

extensivas e intensivas. Los resultados obtenidos indicaron que no existe diferencia significativa entre la excreción de OPG y el tipo de crianza.

3.5.2.4. Calendario sanitario

El conteo de OPG en cabritos menores de 6 meses y hembras lactantes de granjas que recibieron tratamiento profiláctico anticoccidial, fueron significativamente más bajos que los de granjas sin aplicar este tratamiento (Ruiz et al., 2006).

3.6. Patogenia

La Eimeria spp. tiene ciclo biológico y fisiopatología similar entre sus especies, siendo variable la patogenicidad entre ellas ya que cada una asume una ubicación predilecta dentro del sistema digestivo del caprino, lo que genera variaciones en los signos clínicos (Chartier y Paraud, 2012) (cuadro 4). Se considera que las especies más patógenas son E. arloingi, E. christenseni,

E. ninakohlyakimovae (Koudela y Boková, 1998; Keeton y Navarre, 2017) y dependiendo de cada

especie, los signos clínicos pueden ser más o menos intensos.

Para que un rumiante sea infectado, basta entre 100 – 500000 ooquistes esporulados inoculados oralmente (Catchpole et al., 1976; Yvoré et al., 1980; Dai et al., 2006), los cuales, luego de ser consumidos, experimentan un proceso de “desenquistación”, migran por las vías digestivas en forma de esporozoitos para luego penetrar a un enterocito y formar un esquizonte. Esto genera una enérgica respuesta inflamatoria local mediante linfocitos T, eosinófilos, neutrófilos, y mastocitos como intermediarios, haciendo la presentación del antígeno y formación de IgG, IgM e IgA, siendo esta última la predominante (Matos et al., 2018).

Las lesiones macroscópicas reportadas son elevaciones y engrosamiento de la mucosa en la porción distal del yeyuno, íleon, ciego y colon proximal, que mostraban pólipos blanquecino - grisáceos entre 2 mm y 1 cm de diámetro, los cuales incluso se podían diferenciar externamente desde la capa serosa y brindaban un aspecto de giros cerebriformes (Koudela y Boková, 1998; Hashemnia et al., 2014; Kheirandish et al., 2014), Matos et al., (2018) mencionó enrojecimiento o hiperemia de la mucosa, y Khodakaram-Tafti y Mansourian (2008) la definen como enteritis catarral hemorrágica con fibrina y mucus.

Microscópicamente se pudo evidenciar enteritis proliferativa, exudado necrótico hemorrágico, hiperplasia proliferativa, agregados linfoides, destrucción de criptas, pérdida de vellosidades y fases parasitarias (trofozoíto/merozoitos/micro y macro gametocitos/ooquistes) en enterocitos de las vellosidades y criptas de Lieberkühn (Taylor et al., 2003; Hashemnia et al., 2014). Los trofozoitos presentaban un núcleo intensamente basófilo, hallándose dentro de vacuolas parasitóforas; la merogonia mostraba merozoitos en forma de plátano; los micro y macro

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gametocitos eran circulares rodeados de un exudado eosinofílico y los ooquistes eran ovalados y de doble membrana (Kheirandish et al., 2014). A pesar de las graves lesiones en intestino delgado y grueso, no se hallaron daños en abomaso, hígado, bazo, páncreas, colon distal o recto (Hashemnia et al., 2014).

Dai et al. (2006) dividió su grupo de estudio en base al número de ooquistes de E.

ninakohlyakimovae inoculados, siendo cinco infectados experimentalmente y uno el grupo

control. Sus hallazgos dentro de los animales desafiados contra E. ninakohlyakimovae fueron entre 13 y 15 días post-inoculación: diarrea por 10 días, 2 a 3 veces menos ganancia de gramos de peso a día, eritrocitos y hemoglobina aumentados y ALP disminuida. Mientras que el grupo control no experimentó diarrea, menor ganancia de peso ni alteraciones en sus valores hematológicos.

También se ha publicado que las infecciones por coccidios ocasionan severa alteración en la microbiota intestinal que deviene en una traslocación bacteriana de microorganismos Gram negativos, los que fácilmente pueden elevarse de 16% a 75,7% post-diarrea; siendo E. coli la bacteria predominante (Mohammed et al., 2000). Los niveles de calcio y potasio igualmente han sido estudiados por Mohamaden et al. (2018) quienes los hallaron disminuidos y elevados, respectivamente, lo que explican por la atrofia de vellosidades intestinales y destrucción de las criptas que dan menor área de absorción de proteínas y electrolitos (sodio) fundamentales para el crecimiento.

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Cuadro 4. Especies de Eimeria, su patogenicidad y ubicación predilecta en el tracto digestivo de

los caprinos (Khodakaram-Tafti y Hashemnia, 2017)

Especie Patogenicidad Ubicación en tracto gastrointestinal

E. arloingi +++1 Intestino Delgado

E. ninakohlyakimovae +++1 Intestino Delgado - Intestino Grueso E. christenseni +++1 Intestino Delgado

E. alijevi ++2 Intestino Delgado - Intestino Grueso E. apsheronica ++2 Intestino Delgado - Ciego

E. caprina ++2 Intestino Delgado - Intestino Grueso E. caprovina ++2 Intestino Delgado - Intestino Grueso E. jolchijevi +3 Intestino Delgado - Intestino Grueso E. hirci +3 Intestino Delgado - Intestino Grueso

E. minasensis +3 Intestino Delgado

1 Severa patogenicidad 2 Mediana patogenicidad 3 Leve patogenicidad

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3.7. Signos clínicos 3.7.1. Etapa clínica

Numerosos estudios concuerdan en que los caprinos con coccidiosis manifiestan signos según la severidad, los casos leves cursan con diarrea moderada con heces de color amarillento – amarronado y consistencia mucosa o con grumos. Los animales gravemente afectados tenían heces acuosas persistentes y delgadas que a menudo contenían sangre fresca y moco, inapetencia, debilidad, decúbito, deshidratación, pérdida de peso evidente, emaciación y menor capacidad reproductiva, presentando eliminación de OPG muy elevada, entre 50,000–100,000 (Koudela y Boková, 1998; Ruiz et al., 2006; Chartier, 2009; Chartier y Paraud, 2012; Zhao et al., 2012; Khodakaram-Tafti y Hashemnia, 2017).

3.7.2. Etapa subclínica

Aunque no hubiera signos clínicos de enfermedad, la pobre ganancia de peso es lo más reportado como el principal signo de la coccidiosis subclínica (Foreyt, 1990; Khodakaram-Tafti y Hashemnia, 2017; Mohamaden et al., 2018) la cual solo se hace evidente cuando se compara con otros animales dentro del predio. También se ha reportado el manto o pelaje opaco e hirsuto (Risso et al., 2015).

En esta fase subclínica los animales más viejos (mayores a 3 años) a veces pueden presentar recuentos esporádicos de 1 x 104 _-105 _{OPG, no obstante, la producción fecal de ooquistes}

en este conjunto resulta bastante uniforme, siendo lo usual entre 500 y 3000 OPG. No se registraron síntomas clínicos en cabras productora de leche (Ruiz et al., 2006).

3.8. Diagnóstico

Debido a que la diarrea, decaimiento, inapetencia son signos clínicos muy comunes en diferentes enfermedades, se debe considerar la reseña, historia clínica, análisis de laboratorio y signos clínicos de los animales, evaluados en conjunto, ya que en estos casos no se prioriza a un solo espécimen. Con estos datos se podrá realizar un adecuado diagnóstico diferencial y llegar al agente etiológico del problema (Silva et al., 2013; Matthews, 2016).

3.8.1. Examen coproparasitológico

El análisis de heces es una de las técnicas diagnósticas por excelencia, es sencillo y no requiere de muchos materiales. En rumiantes menores se toma muestras directamente del recto, heces diarreicas se deben tomar frescas y evaluar prontamente, heces compactas se pueden demorar en su evaluación. Para ello se utiliza el score de heces (cuadro y figura 5). En caso de haber formas o partes parasitarias evidentes, se deben tomar y guardar en alcohol al 70° (Valcárcel, 2009; Silva et al., 2013).

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Cuadro 5. Score de heces en rumiantes menores (Valcárcel, 2009)

ASPECTO SCORE DE HECES

Heces compactas 1,0

Heces blandas formadas 1,5

Heces blandas 2,0

Heces muy blandas 2,5

Heces diarreicas 3,0 – 3,5

Figura 5. Imágenes referenciales de aspecto y consistencia en heces de rumiantes menores A.

Compactas, B. Blandas formadas, C. Blandas, D. Muy blandas, E. Diarreicas (Valcárcel, 2009)

A

B

C

D

29

3.8.1.1. Examen macroscópico

La muestra de heces se extiende en una placa Petri y se observa en un fondo claro-oscuro o un estereoscopio. Así se puede determinar consistencia, presencia / ausencia de vermes, sangre, semillas, moco, etc (Valcárcel, 2009).

3.8.1.2. Examen microscópico

3.8.1.2.1. Examen de frotis fecal directo (Valcárcel, 2009)

1. Se toma una pequeña porción de muestra de heces y se coloca en un portaobjetos. Si son compactas, colocarle un poco de agua que permita esparcirlas.

2. Se diluye con una gota de suero, también se puede adicionar una gota de lugol parasitológico y mezclar.

3. Colocar un cubreobjetos y observar al microscopio (figura 6).

Figura 6. Esquematización de examen directo con lugol

3.8.1.2.2. Examen de frotis fecal

Se realiza para obtener mayor agrupación de parásitos en el menor volumen posible, lo que la vuelve más sensible comparado con la evaluación directa (Valcárcel, 2009).

3.8.1.2.2.1. Flotación

Se realiza una mezcla entre la muestra de heces y una solución de alta densidad (ρ >1) como solución sobresaturada de azúcar de Sheather (Taylor et al., 2016).

3.8.1.2.2.1.1. Flotación Cualitativa (Taylor et al., 2016)

1. En un mortero se vierten 3 g de heces con 20 ml de agua, se mezcla y tamiza en un tubo de 15 ml.

2. Dejar precipitar por 30 minutos y decantar el sobrenadante. Repetir los lavados hasta que el sobrenadante sea transparente.

3. Agregar solución saturada de azúcar hasta la mitad del tubo Falcon conteniendo el sedimento, homogenizar y continuar con llenado de solución azucarada hasta formar un menisco. 4. Colocar un cubreobjetos y dejar en flotación por 30 minutos.

5. Retirar el cubreobjetos y colocarlo en una lámina portaobjetos.

6.

30

3.8.1.2.2.1.2. Flotación Cuantitativa – Técnica de McMaster (Valcárcel, 2009).

1. En un mortero mezclar 3 g de heces con 42 ml de agua.

2. Filtrar la mezcla por mallas (60 – 80 hilos por pulgada) o un colador con doble capa de gasa, en un tubo de 15 ml.

3. Dejar precipitar por 30 minutos y eliminar el sobrenadante. También se puede centrifugar el tubo durante 2 minutos a 1500 rpm.

4. Llenar el tubo hasta ¾ de su capacidad, con solución salina sobresaturada (Sol. Willis) o de azúcar (Sol. Sheather), homogenizar el contenido invirtiendo varias veces el tubo y completar los 15 ml.

5. Inmediatamente después, con ayuda de una pipeta Pasteur, cargar las dos hemicámaras presentes en la lámina de McMaster (figura 7).

6. Esperar 5 minutos y realizar el conteo de ooquistes a 10x.

Figura 7: Lámina de McMaster, mostrando las 2 hemicámaras (Tomado de

Valcárcel, 2009)

Cada cámara posee una capacidad de 0.5 ml, por lo que, si se llenan dos, sería un total de 1 ml. Al llenarse una hemicámara, el resultado obtenido se multiplica por la constante 100, si se leen las dos hemicámaras se multiplica por 50 para conseguir la cantidad de ooquistes por gramo de heces “OPG” (Valcárcel, 2009).

Esta técnica permite estimar el grado de eimeriosis en los caprinos como los indicados en 1994 por Hansen y Perry: 0= negativos; 1-1000= infección leve; 1001-5000= infección moderada y mayor a 5000= infección alta. Sin embargo, estudios más recientes clasifican la carga parasitaria de eimerias como leve (1 – 10,000 OPG), moderado (10,001- 50,000 OPG) y severo (> 50,000 OPG) (Rajarajan et al., 2017).

31

3.8.2. Necropsia

Frente a sospechas de presencia de enfermedades que producen pobre ganancia de peso, mortalidad en neonatos, diarreas o menor producción de leche, se debe realizar necropsia de los animales muertos y/o sacrificar aquellos con signos clínicos (Valcárcel, 2009). En el caso de la parasitosis por Eimeria spp. existen lesiones patognomónicas que se confirman mediante la histopatología, al poder visualizar estadios de desarrollo (Kheirandish et al., 2014). Macroscópicamente se evidencia enrojecimiento o hiperemia, abundante mucus, elevaciones y engrosamiento de la mucosa en la porción distal del yeyuno, íleon, ciego y colon proximal, que muestran pólipos blanquecino - grisáceos entre 2 mm y 1 cm de diámetro, los cuales incluso se pueden observar desde la capa serosa y brindan un patrón de giros cerebriformes (figura 8) (Koudela y Boková, 1998; Khodakaram-Tafti y Mansourian, 2008; Hashemnia et al., 2014; Kheirandish et al., 2014; Matos et al., 2018), siendo el diagnóstico una moderada a severa enteritis catarral hemorrágica fibrinosupurativa (Khodakaram-Tafti y Mansourian, 2008). Sin embargo, no se reportan lesiones en órganos anexos como abomaso, hígado, bazo, páncreas, colon distal o recto (Hashemnia et al., 2014).

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Figura 8: A. Porción de yeyuno en caprino menor de un año con engrosamiento de mucosa

intestinal y pólipos blanquecinos de 2 mm (Tomado de Hashemnia et al.,2014)

B. Patrón de giro cerebriforme en las asas intestinales con depresiones en la superficie serosa

33

3.8.3. Histopatología

Microscópicamente se ha reportado enteritis e hiperplasia proliferativa, exudado necrótico hemorrágico, agregados linfoides, destrucción de criptas, pérdida de vellosidades y fases parasitarias entre los enterocitos y criptas de Lieberkühn como: trofozoítos/merozoitos/micro y macro gametocitos/ooquistes inmaduros, en animales con alta carga de E. arloingi. Los trofozoitos presentaban un núcleo intensamente basófilo, hallándose dentro de vacuolas parasitóforas; las merogonias muestran merozoitos en forma de plátano; los micro y macro gametocitos son circulares y rodeados de un exudado eosinofílico, y los ooquistes son ovalados y de doble membrana (figura 9) (Taylor et al., 2003; Hashemnia et al., 2014; Kheirandish et al., 2014)

Figura 9. A. Imagen muestra Macrogametocitos (1) y Microgametocitos de Eimeria spp. (2).

(Tomado de Hashemnia et al., 2014). B. Imagen muestra un esquizonte o merogonia de E.

arloingi (Tomado de Silva et al., 2014)

3.8.4. PCR

Las muestras de heces son purificadas y procesadas con un extractor de ADN (Genomic DNA Purification kit), el material obtenido se incuba a 65°C por 20 minutos junto con 200 µL solución lisadora de núcleo y 40 µL de solución proteinasa K, se homogeniza la muestra y luego centrifuga a 10000 rpm, se recoge el sobrenadante y se adiciona 100 µL de isopropanol. Se realiza un filtrado a 13000 x g por 1 minuto y el ADN fue lavado para luego ser medido con un espectofotómetro NanoDrop (Mohamaden et al., 2018).

1

2

1

34

3.8.5. Diagnóstico diferencial

Dentro de los posibles diagnósticos diferenciales debemos tener en cuenta los agentes bacterianos como Escherichia coli, Salmonella spp., Clostridium spp., Cryptosporidium spp., las enteritis virales y diarrea osmóticas cambio de dieta (cuadro 6), sobretodo teniendo en cuenta la edad ya que Hashemnia et al. (2014) indica que la diarrea por coccidias aparece en caprinos de leche tan temprano como 8 semanas de vida.

Cuadro 6. Principales causas de diarrea en caprinos de acuerdo con la edad (Tomado de

Matthews, 2016)

Menor de 4 semanas 4 a 12 semanas Mayor a 12 semanas Mal manejo alimentario

Bacterias − Escherichia coli enterotoxigénica (ETEC) − Salmonella spp − Clostridium perfringens tipos B y C Virus − Rotavirus − Coronavirus − Adenovirus Protozoarios − Cryptosporidum parvum − Giardia Parásitos gastrointestinales Strongyloides papillosus

Mal manejo alimentario Parásitos gastrointestinales − Teladorsagia spp. − Trichostrongylus spp. Protozoarios − Eimeria spp. − Giardia Bacterias − Clostridium perfringens type D − Salmonella spp. − Yersinia spp. Parásitos gastrointestinales − Teladorsagia spp. − Trichostrongylus spp. Alimentarias − Subalimentación − Sobrealimentación Distress Protozoarios − Eimeria spp. Bacterias − Clostridium perfringens tipo D − Salmonella spp. Toxinas − Plantas venenosas − Micotoxinas − Minerales venenosos − Drogas Enfermedades hepáticas/renales

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3.9. Tratamiento

Diagnosticada la eimeriosis se debe tratar con antiparasitarios a todo el predio (cuadro 7), incluso a los no presentan signos pues son los principales focos de contagio, y luego de realizado el tratamiento se debe trasladar a un corral o ambiente limpio (Chartier y Paraud, 2012; Khodakaram-Tafti y Hashemnia, 2017).

Cuadro 7. Tratamiento antiparasitario contra coccidiosis caprina (Editado de Chartier et al.,

1992; Matthews, 2016 y Khodakaram-Tafti y Hashemnia, 2017)

Medicamento Dosificación Comentarios

Decoquitano 1 mg/kg de PV por 28 días -

Lasalocid 25 – 100 mg/kg de PV - Sulfonamidas Sulfadimetoxina: 75 mg/kg de PV por 4–5 días Sulfametoxipiridazina: 20 mg/kg de PV dosis única Sulfamidina: 200 mg/kg de PV por 5 días

Coccidiostático a dosis bajas y coccidicida a dosis altas.

Amprolio 100 mg/kg de PV por 21 días Puede ocasionar

poliencefalomalacia a altas dosis y/o prolongada dosificación.

Monensina 16 g por tonelada de alimento Considerado como un promotor de crecimiento.

Toltrazuril 20 – 40 mg/kg de PV dosis única Efecto coccidicida en etapas sexual y asexual del ciclo biológico.

Dilcrazurilo Caprinos < 1 año: 1 mg/kg de PV Caprinos > 1 año: 2 mg/kg de PV

Efecto coccidicida en etapas sexual y asexual del ciclo biológico. particularmente las merogonias de primera generación.

Ponazurilo 5 mg/kg de PV dosis única Coccidicida en todas las fases del parásito.

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3.10. Medidas preventivas

Las medidas preventivas las describen Khodakaram-Tafti y Hashemnia (2017) dentro de cuatro aspectos fundamentales: correcta nutrición, reducción de factores estresantes, control de condiciones higiénicas y uso de desparasitantes anticoccidiales. Las épocas de parto son estresantes para las hembras caprinas, por lo que después del nacimiento los caprinos deben ser secados y los corrales, desinfectados. En los corrales de parto y maternidad, únicamente deben estar madres con crías, y la densidad de acuerdo con el área disponible.

En casos de crianza intensiva/semi-intensiva, según Daugschies y Najdrowski (2005) es recomendable instalar pisos de rejilla que disminuyen el acúmulo de heces en los corrales y sean de fácil lavado, Khodakaram-Tafti y Hashemnia (2017) sugieren construcción de comederos-bebederos de cemento y altura adecuada, que impidan el ingreso de heces. Cuando el tipo de crianza es extensivo, y se realiza pastoreo, se recomienda rotar los terrenos, pues, aunque resulta imposible desinfectar las pasturas, los factores medioambientales hostiles disminuirían la carga de infección.

Si se considera realizar compra e introducción de nuevos animales al predio, estos deben provenir de granjas libres o con ausencia de ooquistes en heces, deben ser trasladados a un corral de aislamiento en cuarentena, y luego ser sometidos a pruebas para reducir el riesgo de contagio a los animales sanos (Khodakaram-Tafti y Hashemnia, 2017).

Entre los anticoccidiales utilizados de forma profiláctica, lo que varía es la dosificación, como se puede evidenciar en el cuadro 8.

Cuadro 8. Anticoccidiales utilizados de forma profiláctica en caprinos (Editado de Keeton y

Navarre, 2017)

Medicamento Dosificación Comentarios

Amprolium 50 mg/kg de PV por 21 días Altas dosis de Amprolio puede ocasionar poliencefalomalacia

Decoquinato 0.5 mg/kg de PV por 28 días Adicionado en el alimento

Lasalocid 1 mg/kg de PV diariamente Adicionado en el alimento

Monensina 20 g/ tonelada de alimento Adicionado en el alimento

Dilcrazuril 1 mg/kg de PV o 1 ml/20 kg dosis única

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3.11. Impacto económico

Según Fitzgerald (1980), mundialmente las pérdidas monetarias anuales debidas a coccidiosis en bovinos y búfalos se aproximan a los 731 millones de dólares estadounidense, mientras que Matjila y Penzhorn (2002) estimaron que este déficit es de 400 millones de dólares por año. En ovinos se aproxima una cifra de $500 000 anuales (Foster, 1949) y en caprinos se estima $140 millones en pérdidas (Bangoura y Bardsley, 2020).

Por otro lado, Rehman et al. (2011) informó que cabras que recibieron al menos 15 días de tratamiento con anticoccidiales, mostraron una ganancia de peso vivo de aproximadamente 2 kg comparado con animales no tratados.

3.12. Escenario actual de la capricultura en el Perú

La ganadería caprina en nuestro país tuvo un auge durante el siglo XVI por su reciente introducción por parte de los españoles (Arroyo, 2007), sin embargo, en los últimos 20 años experimenta un retraso tanto tecnológico y social como económico que ha disminuido su población en un 50% (INEI, 1994, 2012). Aun así, en Venezuela, Brasil, Argentina y Perú se centraliza la mayor población de cabras. La capricultura en el Perú se ubica mayormente en la costa norte (Piura, Lambayeque), costa central (La Libertad, Ancash, Lima, Ica, Arequipa, Moquegua y Tacna) y sierra (Amazonas, San Martín, Huánuco, Pasco, Junín, Ayacucho, Huancavelica y Apurímac) (Sarria et al., 2014), donde se produce hasta 6 600 toneladas de carne por año (MINAGRI, 2008) y un estimado de 18, 800 toneladas de leche (Arroyo, 1998).

Los caprinos constituyen una fuente de leche, queso y carne, ofrecen mayores ventajas en comparación a la leche bovina pues los productos lácteos de cabra contienen un mayor porcentaje de calcio y hierro (Burrows, 2003; Flores et al., 2009), son de fácil digestión, ocasionan menos casos de alergia alimentaria por su menor composición en βlactoglobulina y αs1-caseína, siendo candidato a fórmula láctea para infantes (Pastuska et al., 2016). Además, la carne de cabrito es muy cotizada por su agradable sabor y bajo contenido de grasa, en contraste a la carne de cordero (Johnson y McGowan, 1998) pero solo cuenta con 0.25 kg/hab/año de consumo per cápita (Johnson y McGowan, 1998; MINAGRI, 2008).

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IV.

MATERIALES Y MÉTODOS

4.1. Lugar de ejecución y periodo de duración

La toma de muestra se realizó desde agosto 2018 hasta mayo del 2019 en granjas de producción semi intensiva en asociaciones de ganaderos de cuatro provincias del departamento de Lima, así:

a. Canta: Provincia ubicada a una latitud sur 11°28′00″, latitud oeste 76°37′00″ del departamento de Lima, cuenta con una superficie de 1 687.3 km2 (INEI, 2018) una temperatura promedio de 11.3°C, llegando hasta 23°C, y una precipitación anual promedio de 324 mm (Climate data, 2021).

b. Huaral: Provincia ubicada a una latitud sur 11°30′, latitud oeste 77°12′ del departamento de Lima, cuenta con una superficie de 3 655.7 km2 (INEI, 2018) una temperatura promedio de 19.4°C, llegando hasta 27°C, y una precipitación anual promedio de 16 mm (Climate data, 2021).

c. Huarochirí: Provincia ubicada a una latitud sur 11°50′41″ latitud oeste 76°23′02″ del departamento de Lima, cuenta con una superficie de 5 657.9 km2 (INEI, 2018), una temperatura promedio de 9.6°C, llegando hasta 21°Cprecipitación anual promedio de 270 mm (Climate data, 2021).

d. Huaura: Provincia ubicada a una latitud sur 11°06′24″, latitud oeste 77°36′18″ del departamento de Lima, cuenta con una superficie de 4 892.5 km2 (INEI, 2018) una temperatura promedio de 19.1°C, llegando hasta 26°C y precipitación anual promedio de 8 mm (Climate data, 2021).

La región se encuentra ubicada en la zona central del Perú (figura 10), presenta clima templado cálido ausente de extremo frío y húmedo, con marcadas diferencias de temperatura (máx. 27ºC y mín. 9.6ºC), humedad relativa promedio anual de 85% (INEI, 2017) y una altitud entre 100 y 2500 msnm.

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Figura 10. Mapa de las provincias Huaura, Huaral, Canta y Huarochirí del departamento de Lima 4.2. Animales de estudio

Caprinos criollos clasificados por edad (<1 año, 1 a 3 años y ≥3 años), sexo y provincia de procedencia (apéndice 2A). La crianza de los animales del estudio son de tipo semi intensivo con ganaderos nómadas poco capacitados que migran en búsqueda de terrenos con pastos naturales, pues la alimentación es en base a pasturas y restos de cosecha, salen a pastorear al amanecer y retornan al atardecer sólo para descansar en corrales cercanos a la vivienda del ganadero. Estos corrales son fabricados manualmente con madera/soga/piedras y dentro de ellos no existen comederos ni bebederos construidos con material noble, utilizan en su lugar baldes o depósitos muy cercanos al piso. La reproducción es por empadre continuo, con un macho por cada 20 a 40 hembras. Algunas granjas tenían un calendario sanitario aplicado, por lo que no se consideraron en el estudio aquellos animales desparasitados en los pasados 6 meses.

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4.3. Tamaño de muestra

La población de cabras estimada en el departamento de Lima es de 88,319 (INEI,2012), y las de los distritos de Canta, Huaral, Huaura y Huarochirí, son 8,561; 8,929; 5,688 y 25,675 animales, respectivamente (INEI, 2012). Para determinar el tamaño de muestra se utilizó la fórmula de poblaciones infinitas con un 95% de confianza, 0.01 de error (Daniel, 2007) y 98% de prevalencia aproximada (Del Castillo, 1968).

𝑛 =𝑍2× 𝑝 × 𝑞_𝑒2 Donde:

n: Tamaño muestral

Z: Nivel de confianza (1.96)

p: Prevalencia aproximada a utilizar (0.98) q: 1-p (0.02)

e2: Error máximo permisible (0.01)

El tamaño muestral obtenido para el estudio es de 753 caprinos criollos. Estos animales fueron muestreados de forma aleatoria, para lo cual se empleó la función aleatoria del programa Excel, obteniéndose las provincias Canta, Huaral, Huaura y Huarochirí, a las cuales se les realizó una estratificación poblacional utilizado la fórmula propuesta por Pérez (2000) en base a la población de caprinos en las provincias que fueron reportadas en el IV Censo (INEI, 2012):

nh: Tamaño de muestra por comunidad Nh: Población de la comunidad

N: Tamaño de la población en estudio n: Tamaño de la muestra calculada

Por lo que al reemplazar se obtuvo que en Canta eran 131 muestras; en Huaral, 138; en Huaura, 88 y en Huarochirí, 396.

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4.4. Descripción de material experimental 4.4.1. Material utilizado en la toma de muestra:

Bolsas de plástico transparente, recipientes transportadores, geles refrigerantes, guantes, gel lubricante, marcadores de colores, indelebles y lapiceros, fichas epidemiológicas de datos para el productor y veterinario.

4.4.2. Material utilizado en laboratorio:

Balanza eléctrica, cronómetro, tubos Falcon de 50 y 15 ml, láminas portaobjetos, cubreobjetos, placas Petri, solución de Sheather, láminas de McMaster, contadores manuales, microscopio óptico Leica DM500 y programa Leica Application Suite (LAS) v. 4.8.0.

4.4.3. Material biológico

10 a 15 g de heces tomados directamente del recto de caprinos criollos de las provincias de Canta, Huaral, Huaura y Huarochirí.

4.5. Toma de muestra

El muestreo fue realizado por conveniencia (no probabilístico) abarcando una asociación de capricultores de cada una de las provincias Canta, Huaral, Huaura y Huarochirí. Para evitar repetir la toma de muestra de animales; estos fueron aislados en un corral vacío, siendo muestreados uno a uno y les realizó una marca distintiva de color azul en la cabeza. Mediante el uso de guantes de látex, se recolectó 10 a 15 g de heces directamente del recto hacia bolsas individuales rotuladas con NOMBRE/ARETE – EDAD – SEXO – PROCEDENCIA de cada animal muestreado (figura 11). Todas las muestras fueron almacenadas en cajas con gel refrigerante a 4°C durante su transporte (4 horas) y próximo análisis en el Laboratorio de Microbiología y Parasitología, Sección Parasitología de la Facultad de Medicina Veterinaria de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos (apéndice 2-D y E).