• No se han encontrado resultados

EVALUACIÓN DE LA PATOGENICIDAD DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS

N/A
N/A
Protected

Academic year: 2022

Share "EVALUACIÓN DE LA PATOGENICIDAD DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS"

Copied!
196
0
0

Texto completo

(1)

EVALUACIÓN DE LA PATOGENICIDAD DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana (Bassi) Y Metarhizium anisopliae (Metchnikoff) EN EL CONTROL DE LA GARRAPATA DEL

GANADO Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Canestrini) (Acari:

Ixodidae) EN SU FASE PARASÍTICA EN LOS ESTADOS LARVAL Y NINFAL

DIANA CAROLINA VALBUENA MORENO CRISTIÁN JAVIER ALZATE MARÍN

PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS MICROBIOLOGÍA AGRÍCOLA Y VETERINARIA

BOGOTÁ D.C. COLOMBIA 2007

(2)

Artículo 23 de la Resolución Nº 13 de Julio de 1946

“La universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus alumnos en sus trabajos de tesis. Solo velara por que no se publique nada contrario al dogma y a la moral católica y por que la tesis no contengan ataques personales contra persona alguna, antes bien se vea en ellas el anhelo de buscar la verdad y la justicia”

(3)

EVALUACIÓN DE LA PATOGENICIDAD DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana (Bassi) Y Metarhizium anisopliae (Metchnikoff) EN EL CONTROL DE LA GARRAPATA DEL

GANADO Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Canestrini) (Acari:

Ixodidae) EN SU FASE PARASÍTICA EN LOS ESTADOS LARVAL Y NINFAL

DIANA CAROLINA VALBUENA MORENO CRISTIÁN JAVIER ALZATE MARÍN

Trabajo de grado presentado como requisito parcial para optar por el titulo de Microbiología Agrícola y Veterinaria

DIRECTOR EDISON VALENCIA

Ph. D Entomología

CO-DIRECTOR FERNANDO CRUZ

Biólogo Laboratorio LST

ASESOR

VICTOR ORTEGA Medico Veterinario

PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS MICROBIOLOGÍA AGRÍCOLA Y VETERINARIA

BOGOTÁ D.C. COLOMBIA 2007

(4)

EVALUACIÓN DE LA PATOGENICIDAD DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana (Bassi) Y Metarhizium anisopliae (Metchnikoff) EN EL CONTROL DE LA GARRAPATA DEL

GANADO Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Canestrini) (Acari:

Ixodidae) EN SU FASE PARASÍTICA EN LOS ESTADOS LARVAL Y NINFAL

AUTORES:

DIANA CAROLINA VALBUENA MORENO CRISTIÁN JAVIER ALZATE MARÍN

APROBADO

____________________ ____________________

Edison Valencia Fernando Cruz Ph. D Entomología Biólogo- Laboratorio LST DIRECTOR DE TESIS CO- DIRECTOR

____________________ ____________________

Amanda Varela Jesús Cortés

Bióloga- Microbióloga Ph. D. Medico Veterinario, M.Sc

JURADO JURADO

(5)

EVALUACIÓN DE LA PATOGENICIDAD DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana (Bassi) Y Metarhizium anisopliae (Metchnikoff) EN EL CONTROL DE LA GARRAPATA DEL

GANADO Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Canestrini) (Acari:

Ixodidae) EN SU FASE PARASÍTICA EN LOS ESTADOS LARVAL Y NINFAL

AUTORES:

DIANA CAROLINA VALBUENA MORENO CRISTIÁN JAVIER ALZATE MARÍN

APROBADO

____________________ ____________________

Ángela Umaña Muñoz Janeth Arias Palacios M. Phil. Bióloga Bacterióloga M.Sc Decana Académica Directora de Carrera

(6)

“Los seres humanos somos perezosos, nos olvidamos de todo, no queremos razonar, no queremos pensar. Muchas veces nos olvidamos del

esfuerzo mental, esfuerzo que utilizamos para crear ideas y su valor es mucho mayor; hay seres humanos que se olvidan del orgullo, necesito estar solo porque al platicar conmigo mismo, me encuentro, me ubico,

razono y veo todo con mayor claridad. Ofrezco mi alma a los que la necesitan, me siento feliz por lo que pienso y por lo que hago, y vivo por

cumplir mis sueños.

Martín Maestro Marcín.

A la memoria de Bárbara Jutinico.

(7)

AGRADECIMIENTOS

Al doctor Edison Valencia Pizo, Por ser un gran maestro y director de tesis, por su apoyo y orientación en la realización de este trabajo de investigación, al igual que por su amistad, dedicación y respaldo en todo momento.

Al médico veterinario Jesús Cortés. Director del Laboratorio de Parasitología de la Universidad Nacional de Colombia, por su incondicional apoyo, orientación y respaldo durante el tiempo de realización de este trabajo.

A los doctores Esperanza Morales y Fernando Cruz de la empresa LST (Live Systems Technology) S.A. Por su colaboración y acertada orientación técnica en el manejo de los insumos microbiales.

Al señor Eliécer Vivas, por su oportuna e invaluable colaboración y apoyo para la realización de este trabajo de investigación.

Al médico veterinario Víctor Ortega, propietario de la finca la Pradera, por su incondicional apoyo, amistad y orientación, principalmente en el manejo de los animales utilizados para esta investigación.

Al señor Juan Hernández y Familia, gracias por su colaboración durante los montajes de los ensayos en campo, por su hospitalidad y amabilidad.

Al doctor Bernardo Chávez de la Universidad Nacional, por su orientación y colaboración en el manejo de la parte estadística de la tesis.

Al biólogo Alfredo Fajardo, por su oportuna colaboración en el desarrollo de la estadística de nuestro proyecto de investigación.

A la doctora María Mercedes Martínez, gracias por su incondicional apoyo y por creer en éste proyecto.

A nuestros compañeros del CIAA, Luz Stella Fuentes, Luís Alejandro Arias, Ligia Espinosa y Nancy Niño por su oportuno apoyo en la realización de este trabajo a demás de su amistad.

A nuestros padres especialmente, gracias por su apoyo emocional y económico, que nos permitieron llevar a cabo nuestro proyecto, buscando siempre no defraudar su confianza

(8)

TABLA DE CONTENIDO

Página

1. RESUMEN 1

ABSTRACT

2

2. INTRODUCCIÓN 3

3. OBJETIVOS 5

4. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA 6

5. JUSTIFICACIÓN 7

6. HIPÓTESIS DE TRABAJO 9

7. REVISIÓN DE LITERATURA 10

7.1. HONGOS ENTOMOPATÓGENOS 10

7.2. CARACTERÍSTICAS FISIOLÓGICAS 12

7.3. PROCESO DE INFECCIÓN 13

7.3.1. ADHESIÓN 14

7.3.2. GERMINACIÓN 16

7.3.3. PENETRACIÓN 17

7.3.4. CRECIMIENTO 19

7.3.5. DISPERSIÓN 19

7.4.

SISTEMA INMUNE DE INSECTOS CONTRA LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS.

22

7.5. FACTORES QUE INFLUYEN EN EL ESTABLECIMIENTO Y ACCIÓN DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS

24

7.5.1. HÚMEDAD RELATIVA (HR) 24

7.5.2. TEMPERATURA AMBIENTAL 25

7.5.3. MICROAMBIENTE 25

7.5.4. RADIACIÓN SOLAR 26

7.6. LOS AGROQUÍMICOS Y SU INTERACCIÓN CON HONGOS ENTOMOPATÓGENOS

27

(9)

7.7. GENERALIDADES DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana Y Metarhizium anisopliae.

27

7.7.1. Beauveria bassiana (Bassi, 1837) 28

7.7.2. Metarhizium anisopliae (Metschnikoff, 1879) 29

7.8. TAXONOMÍA DE Beauveria bassiana (Bassi, 1837) Y Metarhizium anisopliae (Metschnikoff, 1879)

30

7.9. ANTECEDENTES DE LA UTILIZACIÓN DE Beauveria bassiana Y Metarhizium anisopliae EN EL CONTROL BIOLÓGICO DE LA GARRAPATA DEL GANADO Rhipicephalus (Boophilus) microplus

31

7.10. FORMULACIÓN DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS 32

7.11. INSECTICIDAS BIORRACIONALES 33

8. GARRAPATA Rhipicephalus (Boophilus) microplus 35

8.1. GENERALIDADES 35

8.2. TAXONOMÍA DE LA GARRAPATA Rhipicephalus (Boophilus) microplus

37

8.3. DISTRIBUCIÓN 38

8.4. MORFOLOGÍA 41

8.5. MECANISMOS DE SUPRESIÓN DE LA RESPUESTA INMUNE POR PARTE DE Rhipicephalus (Boophilus) microplus

44

8.6. CICLO DE VIDA DE LOS IXÓDIDOS 46

8.7. HABITOS Y ECOLOGÍA 49

8.8. HUÉSPEDES 50

8.9. IMPORTANCIA SANITARIA 51

8.10. CONTROL INTEGRADO DE GARRAPATAS 53

8.10.1. CONTROL QUÍMICO 54

8.10.1.1 Placas en orejas 55

8.10.1.2 Acaricidas sistémicos 56

8.10.1.3. Feromonas 56

8.10.1.4. Baños de inmersión 56

8.10.1.5. Baños de aspersión 57

8.10.2. CONTROL CULTURAL 57

8.10.2.1 Rotación de praderas 57

(10)

8.10.2.2 Quema dirigida de potreros 58

8.10.2.3 Inundación de Potreros 58

8.10.2.4. Labores de preparación y/o conservación de potreros. 59

8.10.2.5. Pastos antigarrapata 59

8.10.3. CONTROL BIOLÓGICO 60

8.10.3.1. Hongos entomopatógenos para el control de garrapatas 61 8.10.3.2. Control biológico mediante el uso de depredadores 61 8.11. RESISTENCIA DE LAS GARRAPATAS A LOS ACARICIDAS 61

8.11.1. MECANISMOS DE RESISTENCIA 62

8.11.2. MANEJO DE LA RESISTENCIA DE Rhipicephalus (Boophilus) microplus.

63

8.11.2.1.

MANEJO POR MODERACIÒN 63

8.11.2.2. MANEJO POR SATURACIÒN 64

8.11.2.3. MANEJO POR ATAQUE MÚLTIPLE 64

8.12. VACUNAS 65

8.13. OTRAS ALTERNATIVAS DE CONTROL 66

8.13.1. Extractos vegetales 66

8.13.2. Aceites 67

8.13.3. Resistencia del hospedero 68

9. MATERIALES Y MÉTODOS 69

9.1. LOCALIZACIÓN 69

9.2. FASE DE CAMPO (ESTABLO) 69

9.2.1. ANIMALES 69

9.2.2. RECOLECCIÓN DE TELEOGINAS DE LA GARRAPATA

Rhipicephalus (Boophilus) microplus 70

9.2.3. EVALUACIÓN DE LA PATOGENICIDAD Y VIRULENCIA EN CAMPO DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassianaY Metarhizium anisopliae SOBRE NINFAS Rhipicephalus (Boophilus) microplus

70

9.2.4. OBSERVACIÓN DEL EFECTO DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana (Bassi) Y Metarhizium anisopliae (Metchnikoff) EN SU PERÍODO DE PROTECCIÓN

74

9.3. FASE DE LABORATORIO 75

(11)

9.3.1 CONFIRMACIÓN DE ESPECIE DE LA GARRAPATA Rhipicephalus (Boophilus) microplus

75

9.3.2 CRÍA DE Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Canestrini) (Acari:

Ixodidae)

75

9.3.3. EVALUACIÓN DE CEPAS FORMULADAS Y DESNUDAS DE LOS HONGOS ENTOMOPATOGENOS B.bassiana y M.anisopliae SOBRE LARVAS DE R. microplus EN CÁMARA HÚMEDA.

76

9.3.4. EVALUACIÓN DE CEPAS FORMULADAS Y DESNUDAS DE LOS HONGOS ENTOMOPATOGENOS B. bassiana y M. anisopliae SOBRE LARVAS DE R.microplus EN CÁMARA SECA

78

9.3.5. EVALUACIÓN DE DIFERENTES CONCENTRACIONES DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae SOBRE LARVAS DE Rhipicephalus (Boophilus) microplus

78

9.3.6. EVALUACIÓN DE LA VIRULENCIA DE LAS CEPAS REACTIVADAS DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS B.

bassiana Y M. anisopliae.

81

9.4. ANÁLISIS DE RESULTADOS 82

10.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

83

10.1. EVALUACIÓN DE LA PATÓGENICIDAD Y VIRULENCIA EN CAMPO DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana Y Metarhizium anisopliae SOBRE NINFAS DE R. microplus

83

10.2. EFECTO DE LOS HONGOS ENTOMOPATÒGENOS Beauveria bassiana (Bassi) Y Metarhizium anisopliae (Metchnikoff) EN TÉRMINOS DE SU PERÍODO DE PROTECCIÓN EN CAMPO SOBRE EL GANADO

90

10.3. CONFIRMACIÓN DE ESPECIE DE LA GARRAPATA Rhipicephalus (Boophilus) microplus.

92

10.4. EVALUACIÓN DE CEPAS FORMULADAS Y NO FORMULADAS DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae SOBRE LARVAS DE Rhipicephalus (Boophilus) microplus EN CÁMARA HUMEDA

93

10.5. EVALUACIÓN DE CEPAS FORMULADAS Y NO FORMULADAS DE LOS HONGOS B. bassiana y M. anisopliae SOBRE LARVAS DE R.

microplus EN CAMARA SECA

100

10.6. EVALUACIÓN DE DIFERENTES CONCENTRACIONES DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae SOBRE LARVAS DE Rhipicephalus (Boophilus) microplus

106

(12)

10.6.1. CONCENTRACIÓN LETAL CINCUENTA Y NOVENTA (CL50 y CL90 ) 113

10.6.2. TIEMPO LETAL CINCUENTA Y NOVENTA (TL50 y TL90 ) 115

10.7.

EVALUACIÓN DE LA VIRULENCIA DE LAS CEPAS REACTIVADAS DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS B.

bassiana Y M. anisopliae.

119

11. CONCLUSIONES 124

12. RECOMENDACIONES 126

13. GLOSARIO 129

14. REVISIÓN DE LITERATURA 132

15. ANEXOS 144

(13)

LISTA DE FIGURAS

Página Figura 1. Microscopía electrónica de B. bassiana creciendo con alcanos

como fuente de carbono. (a) Proyecciones en forma de dedos en la membrana, (b) Estructuras membranosas, lameladas, (c) Inclusiones del hidrocarburo.

13

Figura 2. Ciclo infectivo de los hongos entomopatógenos tipo M.

anisopliae para control de insectos

14

Figura 3. Crecimiento de B. bassiana en medio PDA, observación macroscópica y microscópica.

29

Figura 4. Microscopia electrónica de las conidios de B. bassiana en el proceso de infección de Amblyomma americanum

29

Figura 5. Características macroscópicas y microscópicas de una cepa madura de M. anisopliae.

30

Figura 6. Distribución mundial de Rhipicephalus (Boophilus) microplus en el cinturón tropical del mundo.

38

Figura 7. Partes bucales de las garrapatas. 43

Figura 8. Vista dorsal de macho y hembra de Boophilus microplus respectivamente.

43

Figura 9. Ciclo de vida de las garrapatas duras. 47 Figura 10. Infestaciones de bovinos con Rhipicephalus (Boophilus)

microplus.

51

Figura 11. Cuadrante de medición para el conteo de la garrapata sobre el ganado

71

Figura 12. Corral donde se almacenaron los animales del ensayo. 72 Figura 13. Puesta de huevos durante la cría de teleoginas de la garrapata

Rhipicephalus (Boophilus) microplus.

76

Figura 14. Porcentaje de mortalidad promedio de ninfas de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus en cada tratamiento, después de la aplicación de los dos hongos entomopatógenos a una concentración de 1x108 conidios/ml.

84

Figura 15. Porcentaje de mortalidad corregida de ninfas de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus hallada mediante la formula de Henderson y Tilton a una concentración de 1x108 conidios/ml, bajo condiciones de campo.

86

Figura 16. Mortalidad de ninfas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus por la aplicación de los tratamientos 1: Control ,2: Control, 3:

Cepa formulada de M .anisopliae ,4: Cepa no formulada de M .anisopliae ,5: Cepa formulada de B. bassiana y 6: Cepa no formulada de B. bassiana. Los tratamientos con la misma letra

88

(14)

no son significativamente diferentes de acuerdo con la prueba de contraste de Fisher con un nivel de significancía 0.05.

Figura 17. Box plot de respuesta de mortalidad de larvas de R. microplus en la comparación entre las cepas formuladas y desnudas de los hongos B, bassiana y M. anisopliae (a) Tratamiento 1:

control, 2: cepa formula de M. anisopliae y 3: cepa formula de B.

bassiana (b) 1: control, 2: cepa no formulada de M. anisopliae y 3: cepa no formulada de B. bassiana.

88

Figura 18. Efecto de las cepas formuladas y desnudas de los hongos entomopatógenos B. bassiana y M. anisopliae después de 30 días de aplicación sobre la población de ninfas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus.

91

Figura 19. Macho de la garrapata bovina, Rhipicephalus (Boophilus) microplus.

93

Figura 20. Hembra de la garrapata bovina, Rhipicephalus (Boophilus) microplus

93

Figura 21. Porcentaje de mortalidad promedio de larvas por la aplicación de los hongos entomopatógenos B.bassiana y M.anisopliae con respecto al tiempo a una concentración de 1 x 10 8 conidias/ml, bajo condiciones de laboratorio en cámara húmeda.

94

Figura 22. Larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus infectadas por el hongo Beauveria bassiana en cámara húmeda, presencia de micelio aéreo a los 12 días.

95

Figura 23. Larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus infectadas por el hongo Metarhizium anisopliae en cámara húmeda, presencia de micelio aéreo a los 12 días.

95

Figura 24. Respuesta de la mortalidad de ninfas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus por la aplicación de los tratamientos 1:

Control 2: Cepa formulada de M .anisopliae ,3: Cepa no formulada de M .anisopliae ,4: Cepa formulada de B. bassiana y 5: Cepa no formulada de B. bassiana. Los tratamientos con la misma letra no son significativamente diferentes de acuerdo con la prueba de contraste de Fisher con un nivel de significancía 0.05.

97

Figura 25. Porcentaje de mortalidad corregida (Abbott) de larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus por la aplicación de los hongos entomopatógenos B.bassiana y M.anisopliae en una concentración de 1x108 conidios/ml, bajo condiciones de laboratorio en cámara húmeda.

98

Figura 26. Porcentaje de mortalidad de larvas por la aplicación de los hongos entomopatógenos B. bassiana y M. anisopliae con respecto al tiempo a una concentración de 1 x 10 8 conidios/ml, bajo condiciones de laboratorio en cámara seca.

101

(15)

Figura 27. Respuesta de la mortalidad de ninfas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus por la aplicación en cámara seca de los tratamientos 1: Control 2: Cepa formulada de M .anisopliae ,3:

Cepa no formulada de M .anisopliae ,4: Cepa formulada de B.

bassiana y 5: Cepa no formulada de B. bassiana. Los tratamientos con la misma letra no son significativamente diferentes de acuerdo con la prueba de contraste de Fisher con un nivel de significancía 0.05.

101

Figura 28. Porcentaje de mortalidad corregida (Abbott) de larvas por la aplicación de los hongos entomopatogenos B. bassiana y M.

anisopliae con respecto al tiempo a una concentración de 1 x 10

8 conidios/ml, bajo condiciones de laboratorio en cámara seca.

103

Figura 29. Larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus infectadas por el hongo Beauveria bassiana en cámara seca, presencia de micelio aéreo a los 12 días.

105

Figura 30. Larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus infectadas por el hongo Metarhizium anisopliae en cámara húmeda, presencia de micelio aéreo a los 12 días.

105

Figura 31. Desviación estándar y prueba de contraste de Fisher para los tratamientos: (1) control absoluto (2)control comparativo (3)M.

anisopliae 1x106conidios/ml, (4) M. anisopliae 1x107conidios/ml, (5) M. anisopliae 1x108conidios/ml, (6) M. anisopliae 5x108conidios/ml, (7) M. anisopliae 1x109conidios/ml, (8) B.

bassiana 1x106conidios/ml, (9) B. bassiana 1x107 conidios/ml (10) B. bassiana 1x108conidios/ml (11) B. bassiana 5x108conidios/ml (12) B. bassiana 1x109conidios/ml. Barras con la misma letra no difieren significativamente.

107

Figura 32. Porcentaje de mortalidad promedio de larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus en el tiempo, por la aplicación de Beauveria bassiana a concentraciones de 1x106,1x107 ,1x108, 5x108 y 1x109 conidios/ml.

108

Figura 33. Porcentaje de mortalidad absoluta de larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus en el tiempo, por la aplicación de Metarhizium anisopliae concentraciones de 1x106,1x107 ,1x108, 5x108 y 1x109 conidios/ml.

110

Figura 34. Tiempo letal 50 para las concentraciones probadas del hongo M.

anisopliae sobre larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus.

116

Figura 35. Tiempo letal 90 para las concentraciones probadas del hongo M.

anisopliae sobre larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus.

116

Figura 36. Tiempo letal 50 para las concentraciones probadas del hongo B.

bassiana sobre larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus.

117

Figura 37. Tiempo letal 90 para las concentraciones probadas del hongo B.

bassiana sobre larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus.

118

(16)

Figura 38. Aislamientos realizados y purificados de los hongos entomopatógenos B. bassiana y M. anisopliae a partir de larvas infectadas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus.

119

Figura 39. Porcentaje de mortalidad de larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus a partir de inóculos realizados de B. bassiana y M.

anisopliae, reaislados de larvas tratadas en el laboratorio, a una concentración de 1x108 conidios/ml.

120

Figura 40. Porcentaje de mortalidad corregida (Abbott) de larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus a partir de inóculos realizados de B. bassiana y M. anisopliae, reaislados de larvas tratadas en el laboratorio, a una concentración de 1x108 conidios/ml.

122

Figura 41. Larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus infectadas por el hongo B. bassiana.

126

Figura 42. Larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus infectadas por el hongo M. anisopliae.

126

Figura 43. Larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus en el tratamiento control.

126

(17)

LISTA DE TABLAS

Página Tabla 1. Principales hongos entomopatógenos utilizados comercialmente

para el control de insectos plaga.

11

Tabla 2. Especies de la familia Ixodidae encontradas en Colombia. 39 Tabla 3. Número de especies de garrapatas encontradas en Colombia, en

Latinoamérica y en todo el mundo

40

Tabla 4. Interacción respuesta hospedero-garrapata 45 Tabla 5. Duración de la fase en el ciclo de vida parasitaria de

Rhipicephalus (Boophilus) microplus.

46

Tabla 6. Tratamientos evaluados por la aplicación de cepas formuladas del laboratorio LST y desnudas de los hongos entomopatógenos Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae sobre los animales para el control de ninfas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus.

73

Tabla 7. Tratamientos realizados para la comparación de cepas formuladas y cepas desnudas sobre larvas de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus en cámara húmeda.

77

Tabla 8. Tratamientos probados para evaluar diferentes concentraciones de B. bassiana y M. anisopliae bajo condiciones de campo.

79

Tabla 9. Tratamientos para la aplicación de las cepas reactivas de los hongos B. bassiana y M. anisopliae sobre larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus

82

Tabla 10. Análisis del Probit para el hongo entomopatógeno Metarhizium anisopliae en el día final de evaluación.

114

Tabla 11. Análisis del Probit para el hongo entomopatógeno Beauveria bassiana en el día final de evaluación

114

(18)

LISTA DE ANEXOS

Página Anexo 1. FICHAS TECNICAS DE LOS PRODUCTOS FORMULADOS 144

Anexo 2. MODELO ESTADISTICO 146

Anexo 3. ESTADÍSTICA CAMPO: COMPARACIÒN ENTRE

CONTROLES Y CEPAS FORMULADAS Y DESNUDAS DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae

147

Anexo 4. EFECTO DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS ATRAVEZ DEL TIEMPO (PERIODO DE PROTECCIÓN).

154

Anexo 5. COMPARACIÓN DE LAS CEPAS DE LOS HONGOS B.

bassiana Y M. anisopliae EN CÁMARA HÚMEDA

156

Anexo 6. PORCENTAJE DE MORTALIDAD DE LARVAS DE Rhipicephalus (Boophilus)microplus EN CÁMARA HÚMEDA

157

Anexo 7. COMPARACIÓN DE LAS CEPAS DE LOS HONGOS B.

bassiana Y M. anisopliae EN CÁMARA SECA

158

Anexo 8. ESTADÍSTICA DE LABORATORIO: COMPARACIÓN DE LAS CINCO CONCENTRACIONES EVALUADAS DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS B. bassiana Y. M anisopliae

160

Anexo 9. ANALISIS PROBIT- PORCENTAJES DE MORTALIDAD

CORREGIDA EN LA EVALUACIÓN DE LAS

CONCENTRACIONES PARA LOS HONGOS B. bassiana Y M. anisopliae

165

Anexo 10. TIEMPO LETAL CINCUENTA Y NOVENTA (CL50 y CL90 ) 170 Anexo 11. TIEMPO LETAL 50 Y 90, MORTALIDAD ACUMULADO

METODO DE REED AND MUENCH

171

Anexo 12. FÓRMULA DE ABBOTT (1925) PARA MORTALIDAD CORREGIDA EN MUESTRAS CON IGUAL NÚMERO DE POBLACIÓN.

176

Anexo 13. FÓRMULA DE HENDERSON Y TILTON PARA MUESTRAS CON DIFERENTE NÚMERO DE POBLACIÓN

177

(19)
(20)

1. RESUMEN

Las garrapatas son una de las principales limitantes en la explotación bovina, debido a que causan enfermedades, pérdida de peso, baja producción de leche y carne,

daño de las pieles además de los costos requeridos para su control y la resistencia adquirida por la aplicación de productos químicos acaricidas. Por esta razón es necesario implementar nuevas estrategias para el control de garrapatas.

El objetivo de este estudio fue evaluar la patogenicidad y virulencia de los hongos entomopatógenos Beauveria bassiana (Bassi) y Metarhizium anisopliae (Metchnikoff) para el control de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus en su fase parasitica, por medio de ensayos en laboratorio y campo con larvas y ninfas de la garrapata del ganado. Los ensayos en campo se realizaron sobre infestaciones naturales en ganado Cebú, en la finca La Pradera en Sabanalarga, Casanare. Estos hongos entomopatógenos demostraron una alta eficacia sobre larvas y ninfas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus. El análisis Probit de las concentraciones letales (CL50 y CL90) indicó que presentan una mayor eficacia a una mayor concentración, siendo para ambos hongos la concentración mínima con mayor eficacia 5x108 conidios/ml a los 9 días de evaluación. En la evaluación de la patogenicidad en campo de las cepas no formuladas y las cepas formuladas de los hongos entomopatógenos B. bassiana y M. anisopliae mostraron que la cepa formulada de M. anisopliae presentaba una mayor eficacia con una mortalidad promedio del 69%.

Estos resultados indican que estos hongos podrían ser incluidos como bioacaricidas en programas de Manejo Integrado de Garrapatas (MIG) en fincas ganaderas de Colombia, siendo una buena alternativa para el manejo de la resistencia que han adquirido estos ácaros a la aplicación masiva de algunos compuestos químicos sintéticos. Se recomienda hacer mayor énfasis en la evaluación de formulaciones de productos comerciales biológicos para el control de garrapatas, cuya base sean las esporas de B. bassiana y M.

anisopliae, debido a que uno de los mayores inconvenientes encontrados durante la fase de campo con estos microorganismos fue el efecto inhibitorio causado por las condiciones ambientales y corporales del animal, especialmente su temperatura externa.

Es importante realizar algunos estudios que evalúen el impacto ecotoxicológico que puedan tener estos microorganismos biocontroladores sobre otros organismos benéficos y sobre la población humana que puedan estar en contacto directo con los conidios de estos hongos.

(21)

ABSTRACT

The ticks are one of the principal limitations on the farm, because they cause disease, weight loss, low production of milk and meat, hides damage to the other costs required for their control and the acquired resistanceby the application of chemicals acaricides. For this reason is necessary to implement new strategies for the control of ticks.

The objective of this study was to evaluate the pathogenicity and virulence of the entomopathogenic fungus Beauveria bassiana (Bassi) and Metarhizium anisopliae (Metchnikoff) for the control of tick Rhipicephalus (Boophilus) microplus in its parasitic phase, by means of tests in laboratory and under field conditions with larvae and nymphs of the cattle tick. The essays in field were realized on natural infestations in Zebu cattle, in the farm The Pradera in Sabanalarga Casanare. These entomopathogenic fungi showed a high efficiency on larvae and nymphs of Rhipicephalus (Boophilus) microplus. Probit analysis of lethal concentrations (LC50 y LC90) indicated that presents greater efficiency to a greater concentration, for both fungi being the minimum concentration fungi more effectively 5x108 conidia / ml to the 9 day evaluation. In evaluating the pathogenicity in field of no formulation strains and formulation commercial strains of entomopathogenic fungi B. bassiana and M. anisopliae showed that the formulation strain by M. anisopliae had greater efficiency with a mortality average of 69%.

These results indicate that these fungi might be included like bioacaricidas in programs of Integrated pest Management of Ticks (IMT) in cattle farms of Colombia, being a very good alternative for managing the resistance that these ticks have acquired to the massive application of synthetic chemical compounds. One recommendation is to make more emphasis in the evaluation of commercial formulations of biological products for the ticks control, which base must be the spores of B. bassiana and M. anisopliae, because one of the major disadvantages found during the field phase with these microorganisms was the inhibitory effect caused by the environmental and corporal conditions of the animals, specially its external temperature. It is important to perform some studies that evaluate the ecotoxicological impact that could have these biocontrol microorganisms on other beneficial organisms and on the human population that could be in direct contact with conidia of these fungi during or after the applications

(22)

2. INTRODUCCIÓN

La ganadería en Colombia y en el mundo se ha visto afectada por la infestación de garrapatas, debido a que es una de las principales limitantes en la explotación bovina trayendo un impacto económico negativo, causando la disminución en la producción de leche y carne, dificultad en la adaptación de razas, mayor tiempo de engorde, daño de pieles, muerte de animales, debilitamiento y como consecuencia retardo de crecimiento debido a la transmisión de enfermedades causadas por Babesia bovis, Babesia bigemina, Anaplasma marginale. En Colombia se han estimado pérdidas que superan los

$10.000.000 al año a causa de las enfermedades que transmiten, además de los gastos anuales generados en la adquisición de productos químicos para su control (Moreno, 2001).

La garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus es un ectoparásito perteneciente a la familia Ixodidae. Actualmente ésta especie es la mas común en el ganado bovino debido a su amplia distribución mundial, encontrándose desde el nivel del mar hasta 2.700 m de altitud a temperaturas que oscilan entre 15ºC a 34°C (Moreno, 2001). El ciclo biológico de R. (Boophilus) microplus se divide en dos fases, la fase no parasítica que inicia cuando la garrapata adulta hembra ingurgitada (teleogina) se desprende del bovino y la fase parasítica, ésta inicia cuando la larva ataca un hospedero alimentándose de su sangre.

La estrategia para el control de garrapatas se ha basado casi exclusivamente en la aplicación de productos químicos acaricidas sobre el cuerpo de los animales infestados a intervalos específicos, los cuales están determinados por la región ecológica, la raza, la especie a la que se va a combatir y por la eficacia residual del producto químico. Estos productos han sido utilizados con gran éxito para el control de garrapatas, sin embargo, el uso irracional de estos compuestos ha ocasionado la generación de cepas de garrapatas resistentes además de ser una estrategia de control costosa. Por esto, es de gran importancia la creación de estrategias de control biológico, acompañado de un esquema de manejo integrado de plagas (MIP) , que sean ambientalmente amigables como la implementación de hongos entomopatógenos como Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae, con el fin de realizar un manejo sostenible de la garrapata, conservando un equilibrio ecológico y evitando problemas de contaminación ambiental; además de la reducción de costos por la aplicación de productos químicos, que muchas veces son poco específicos contra el organismo blanco, y que en algunas ocasiones afectan poblaciones benéficas presentes en el ecosistema ganadero (Parra et al.,1999).

(23)

Debido al gran impacto económico que ocasionan las garrapatas a nivel nacional, este proyecto tiene como objetivo evaluar la patogenicidad de cepas de Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae para el control de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus bajo condiciones de laboratorio y campo, enfocándose específicamente en la fase parasítica en estado larval y ninfal, debido a que ya existe una cultura de control de garrapatas en esta fase, con la utilización plaguicidas químicos principalmente.

(24)

3. OBJETIVOS

3.1. Objetivo General

Evaluar la patogenicidad y virulencia de los hongos entomopatógenos Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae sobre la garrapata del ganado Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Acari: Ixodidae), en su fase parasítica (larva y ninfa) bajo condiciones de laboratorio y campo (establo), como una base para un esquema de control biológico.

3. 2. Objetivos Específicos

3.2.1. Calcular los porcentajes de mortalidad de ninfas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus sobre el ganado, bajo condiciones semi-controladas en campo, después de la aplicación de las cepas de los hongos entomopatógenos Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae para la evaluación de la virulencia de las formulaciones comerciales.

3.2.2. Determinar la concentración letal (CL50 y CL90) de los hongos entomopatógenos Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae sobre larvas de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus bajo condiciones de laboratorio.

3.2.3. Determinación del tiempo letal 50 (TL50) y 90 (TL90) de los hongos entomopatógenos Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae sobre larvas de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus.

(25)

4. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA

En Colombia y en muchos países se han considerado las pérdidas económicas ocasionadas por las garrapatas al ganado bovino. Springell (1974) señaló que al incrementar la infestaciòn por garrapatas, disminuye la ganancia de peso del bovino y concluyó que se produce una pérdida de 0.28 Kg por cada garrapata. Springell (1974), también dedujo que la infestación de una garrapata Boophilus microplus, causa la pérdida de 450 g de peso de un bovino al año, además de las pérdidas ocasionadas por la transmisión de enfermedades por su parasitismo. Ante las anteriores consideraciones, cada día es más urgente disponer de medidas efectivas de control para las garrapatas.

Una estrategia es la utilización del manejo integrado de plagas, que implica el uso de diversos métodos de control, integrados de tal forma que los costos de cada uno sean reducidos y que en combinación produzcan un mayor efecto. Esto debido a que la disponibilidad de productos químicos para el control de garrapatas es cada vez menor, por los altos costos para su desarrollo, la aparición de resistencia y la contaminación ambiental que producen.

Por lo anterior es importante desarrollar estudios que evaluen la patogenicidad de hongos entomopatógenos como Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae para el control microbiano de la garrapata del ganado Rhipicephalus (Boophilus) microplus. La utilización de hongos entomopatógenos para el control de insectos plaga es una alternativa viable desde el punto de vista económico, ya que se pueden reproducir a gran escala y en pequeñas cantidades. Es necesario llevar a cabo programas de control que puedan ser implementados en el sector pecuario, lo cual implica la generación de estrategias de manejo integrado de garrapatas, adecuadas a las condiciones del país, mediante un control microbiano de la plaga, disminuyendo de esta forma el impacto negativo ocasionado en la explotación bovina por causa de las garrapatas.

(26)

5. JUSTIFICACIÓN

Las garrapatas, son los ectoparásitos de mayor importancia económica para el país. En Colombia las pérdidas están representadas por la disminución de la producción de leche, carne, daño en las pieles, muerte de animales, dificultad en la adaptación de razas susceptibles importantes en el comercio internacional y la adaptación de las mismas a cambios climáticos (Parra et al., 1999).

En Australia se ha comprobado que en animales con una infestación mediana e intensa se pueden perder cerca de 166 ml diarios de sangre, conllevando a una pérdida de 60 litros por año y que un promedio de 50 garrapatas Rhipicephalus (Boophilus) microplus causan una pérdida anual de 0.76 Kg por garrapatas, o sea aproximadamente 4 toneladas de carne por cada 100 bovinos. El departamento de Agricultura de los Estados Unidos ha calculado que vacas con infestación media y alta bajan su producción de leche en un 18.6% y un 42.4%, respectivamente (FAO, 2004). La FAO estima que en países con buen sistema de control, las pérdidas ocasionadas por garrapatas alcanzan del 10 al 20% del valor total de la producción del año y que en países con sistemas de control deficientes, el porcentaje oscila entre un 30 y un 40% del valor anual de la producción (FAO, 2004).

Los datos anteriores fundamentan la necesidad de controlar las poblaciones de garrapatas para evitar daños mayores en la economía de los países, por los altos costos que ocasionan, implementando nuevas alternativas como el uso de reguladores biológicos, manejo integrado de plagas (MIP) y el uso de productos ambientalmente amigables (Parra, et al., 1999).

Un aspecto importante por el cual se requiere la búsqueda de nuevas alternativas para el control de ectoparásitos en animales, es la resistencia que han adquirido estos artrópodos debido al uso constante y excesivo de compuestos químicos (acaricidas sintéticos). La estrategia más utilizada durante muchos años para el control de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus, ha sido la aplicación de sustancias químicas acaricidas sobre el cuerpo de los bovinos parasitados, a intervalos específicos. El historial del uso de acaricidas en el mundo ha incluido a los arsenicales, organoclorados, organofosforados, carbamatos, piretroides, amidinas, endectocidas (lactonas macrocíclicas) y fenilpirazoles, entre otros. Sin embargo, la aparición de resistencia ha constituido una limitante para la utilización de estos químicos. La dificultad

(27)

para poder pronosticar que los mecanismos establecidos en las cepas resistentes puedan afectar la eficacia de nuevos acaricidas, incluyendo aquellos con nuevas estructuras químicas, sumado a los altos costos del desarrollo de nuevas moléculas, hace más sombrío el panorama para el futuro control de las garrapatas (Suthers et al., 1989).

Teniendo en cuenta que los ganaderos reaccionan frente al ataque de garrapatas con el uso indiscriminado de acaricidas químicos y si bien éstos han permitido un control eficaz, se ha establecido que este tipo de compuestos pueden ser perjudiciales para la salud humana y los ecosistemas, además de la resistencia adquirida de la plaga a algunos productos. Por la gran preocupación que esto ha generado, se pretende limitar la aplicación de estos productos y promover un manejo integrado.

Dentro del manejo integrado de garrapatas se presenta un control microbiano como una nueva alternativa para el control, utilizando cepas patogénicas de algunos hongos entomopatógenos como Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliae, Paecilomyces sp y Lecanicillium lecanii. De esta forma se busca disminuir el impacto ecotoxicológico que ocasionan algunos productos químicos que son utilizados convencionalmente para el control de este ectoparásito, y mejorar la inocuidad del producto final (carne y leche), además de la posibilidad de disminuir los costos de producción. Este último aspecto es muy importante, pensando en la expansión de la industria ganadera nacional hacia los mercados internacionales.

(28)

6. HIPÓTESIS DE TRABAJO 6.1. FASE DE CAMPO

Ho 1: No existen diferencias estadísticamente significativas entre los controles no tratados, las cepas formuladas y las cepas no formuladas de los hongos entomopatógenos Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae evaluados bajo condiciones de campo para el control de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus en su estado de ninfa.

Hi 1: Al menos una de las cepas evaluadas de los hongos entomopatógenos Metarhizium anisopliae y Beauveria bassiana presenta diferencias estadísticamente significativas en comparación con los controles no tratados, bajo condiciones de campo para el control de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus en su estado de ninfa.

6.2. FASE DE LABORATORIO

Ho 2: No existen diferencias estadísticamente significativas entre los controles no tratados, las cepas formuladas y las cepas no formuladas de los hongos entomopatógenos Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae evaluados bajo condiciones de laboratorio para el control de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus en su estado larval.

Hi 2: Al menos una de las cepas evaluadas de los hongos entomopatógenos Metarhizium anisopliae y Beauveria bassiana presenta diferencias estadísticamente significativas en comparación con los controles no tratados bajo condiciones de laboratorio para el control de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus en su estado larval.

Ho 3: No existen diferencias estadísticamente significativas entre las concentraciones probadas de los hongos entomopatógenos Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae para el control microbiológico de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus en su estado larval bajo condiciones de laboratorio, en comparación con los controles no tratados.

Hi 3: Al menos una de las concentraciones evaluadas bajo condiciones de laboratorio para el control de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus en su estado larval presenta diferencias estadísticamente significativas en comparación con los controles no tratados.

(29)

7. REVISIÓN DE LITERATURA

7.1. HONGOS ENTOMOPATÓGENOS:

Un gran número de hongos son parásitos letales de artrópodos, y pueden infectar su hospedero en cualquier estado de su ciclo de vida. El estudio de los organismos causales de enfermedades en insectos fue preconizado desde siglos atrás por los egipcios por su importancia para regular las poblaciones de plagas. El primer hongo descubierto fue Beauveria bassiana (muscardina blanca) en 1835 por Agostino Bassi, a partir de las observaciones sobre la muscarina blanca del gusano de seda Bombyx mori ocasionada por el hongo Beauveria bassiana. En 1879 el ruso Elías Metchnikoff, utiliza Metarhizium anisopliae (muscardina verde) para controlar las abundantes poblaciones de Anisoplia austriaca, desde ese momento se han realizado muchas investigaciones, que han permitido la implementación de estos microorganismos en un Manejo Integrado de Plagas (MPI) (Bittencourt, et al, 1994).

Los hongos entomopatógenos constituyen un único grupo de microorganismos patógenos de insectos en que la ingestión por el hospedero no es un prerrequisito para llevar a cabo el proceso de infección, debido a que hay una penetración directa de la cutícula. Sus conidios germinan sobre la cutícula del insecto, debido a que la superficie de estas conidios consiste de una capa hidrofobica que interactúa con la epicutícula para llevar a cabo el proceso de adhesión, luego desarrollan un tubo germinativo para penetrar y un micelio dentro del hospedero para colonizar, y por último esporular en su superficie (Carrillo, 2003).

Los hongos se describen como uno de los primeros agentes patógenos de los artrópodos registrados en la historia. La mortalidad causada por las infecciones producidas por hongos se debe a la destrucción mecánica de los tejidos, la eliminación de agua y la actividad de las micotoxinas. Estos atacan al insecto a través de la cutícula, lugar donde germinan las esporas, las cuales producen hifas invasoras que penetran los tejidos del hospedero. Las hifas se ramifican por crecimiento del hongo, colonizan y llegan hasta la cavidad hemocélica, donde se produce micelio, y se liberan las toxinas que están implicadas en el bloqueo del desarrollo fisiológico del insecto (Bircher et al., 1990).

El potencial que tienen los hongos entomopatógenos como agentes de control, al constituir un grupo con más de 750 especies de casi 100 géneros que pueden infectar insectos, ha sido reconocido (Vilcinskas et al., 1996). La mayoría de estos hongos pertenecen a las divisiones Zigomicota (entomophorales), Deuteromicota (hifomicetos) y

(30)

Ascomycota, encontrándose comúnmente en la naturaleza. Sin embargo, sólo algunos hongos entomopatógenos han sido estudiados a fondo y son utilizados comercialmente (Tabla 1), y están ahora siendo reproducidos a gran escala industrial mediante medios artificiales con el fin de desarrollar inóculos con los cuales puedan atender la demanda producida por las grandes pérdidas que generan estos insectos y artrópodos plaga en el sector agropecuario (Kendrick, 1992), dentro de los mas importantes se mencionan, Metarhizium spp, Beauveria spp, Aschersonia spp, Entomopthora spp, Zoophthora spp, Erynia spp, Eryniopsis spp, Akanthomyces spp, Fusarium spp, Hirsutella spp, Hymenostilbe spp, Paecelomyces spp y Lecanicilliun spp, pertenecientes a la clase Zygomycetes e Hyphomycetes (Pucheta et al., 2006).

Los hongos entomopatógenos son de gran importancia dentro de los agroecosistemas por su capacidad natural para degradar y descomponer materia orgánica y por su potencial para regular las poblaciones de insectos, la cual depende de la susceptibilidad del hospedero o de la asociación patógeno-hospedero. En este último caso, el insecto hospedero puede ejercer una presión de selección que favorezca a pocos genotipos del patógeno; es decir, hay una selección natural de estos microorganismos en términos de especialización con respecto al hospedero (Pucheta et al., 2006). Los hongos entomopatógenos son buenos reguladores de plagas en la naturaleza por su alta virulencia, patogenicidad, amplia dispersión y capacidad de penetrar al hospedero por su cutícula (Gindin et al., 2001).

Tabla 1. Principales hongos entomopatógenos utilizados comercialmente para el control de insectos plaga (Wraight et al., 1998)

Especie Insecto plaga

Beauveria bassiana Langostas, chapulines, áfidos, escarabajos, mosca blanca.

Beauveria brogniartii Moscas, escarabajos.

Metarhizium anisopliae Termitas, chapulines, gallina ciega, langostas, picudos del chile y algodón, escarabajos.

Paecilomyces fumosoroseus Mosca blanca.

Lecanicillium (Verticillium) lecanii Áfidos, trips, mosca blanca.

(31)

7.2. CARACTERÍSTICAS FISIOLÓGICAS

Para que la manifestación epizoótica de los hongos entomopatógenos tenga lugar, los factores bióticos y abióticos tienen una enorme influencia. Entre los factores abióticos que afectan la viabilidad y la persistencia de los hongos entomopatógenos en campo se encuentran los rayos ultravioleta, la temperatura, la humedad relativa, pH y los fungicidas (López et al., 1995). La susceptibilidad y la relación con los hospederos se relacionan con los nutrientes presentes en los insectos, que son el medio para la propagación, dispersión y persistencia de los hongos. Los conidios de los entomopatógenos tienen requerimientos específicos de agua y temperatura, así como de otros factores ambientales que en conjunto funcionan como inductores para la activación de receptores presentes en el patógeno y que les permiten llevar a cabo el proceso infectivo sobre el hospedero (Pucheta et al., 2006).

La germinación de los conidios de los hongos entomopatógenos esta influenciada críticamente por los factores ambientales, especialmente temperatura y humedad.

Específicamente estos hongos requieren de una atmósfera saturada de humedad equivalente a una humedad relativa entre 85 a 92% y una temperatura optima de crecimiento en el rango de 25C° a 30°C, son mesófi los, mínima de 10C° y máxima de 32°C. Estudios realizados por Hallsworth (1999), de muestran un crecimiento óptimo de Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae a una temperatura de 25°C y 30°C, y una actividad de agua (aw) de 0,90 y 0,998 respectivamente. Condiciones que son críticas para el desarrollo de un hongo biocontrolador, debido a que en el caso de la humedad relativa, esta es un factor abiótico indispensable para los procesos de germinación de esporas, crecimiento e infección. Estos hongos son poco exigentes para su crecimiento en el laboratorio sobre medios de cultivos artificiales como Agar Sabouraud y PDA (Agar Papa Dextrosa).

Los hongos entomopatógenos realizan interacciones bioquímicas con la epicutícula (capa mas externa de la cutícula, la cual es muy delgada y presenta un alto contenido lipidico) de sus insectos hospederos, cuya capa mas externa esta compuesta por lípidos, principalmente compuestos altamente estables y de cadena larga (20-40 carbonos), características que le permiten ser mas resistente a la degradación enzimática (Pedrini et al., 2006). Definitivamente una fuente de carbono es necesaria para la germinación de los conidios de los hongos, estudios han demostrado que la quitina y ciertos ácidos grasos presentes en la cutícula de los insectos son eficientemente utilizados como fuente de

(32)

carbono, indicando que los hongos entomopatógenos deben usar nutrientes presentes en el integumento de los insectos. Otros estudios realizados por Napolitano y Juárez (1997) encontraron que las fracciones lipidicas de la epicuticula de Ostrinia nubilalis (Lepidóptero), Melolantha melolontha (Coleóptero) sirven como fuente de energía favorable para la germinación de Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae. Por otro lado, cuando la fuente de carbono fue solo un extracto de hidrocarburos epicutícular de Triatoma infestans (Hemiptera), la producción de conidios fue dos veces mas alta que la obtenida con un extracto epicutícular no hidrocarbonado. Datos preliminares demostraron que los Hyphomicetos entomopatógenos son viables consumiendo hidrocarburos alifáticos de cadena media como esteroles y glicerol. Estos también incluyen n-alcanos y n-alquenos, los primeros han sido encontrados en por lo menos 100 especie de insectos plaga (Figura 1) (Nelson y Blomquist, 1995). Demostrándose con esto, la habilidad de los hongos entomopatógenos para degradar hidrocarburos alifáticos presentes en la epicuticula de insectos y utilizarlos para la producción de energía, mediante reacciones de oxidación, e incorporación en sus componentes celulares.

Figura 1. Microscopia electrónica de B. bassiana creciendo con alcanos como fuente de carbono.

(a) Proyecciones en forma de dedos en la membrana, (b) Estructuras membranosas, lameladas, (c) Inclusiones del hidrocarburo alifático (Nelson y Blomquist, 1995).

7.3. PROCESO DE INFECCIÓN:

Una serie de eventos definidos son necesarios para el contacto entre el patógeno y el organismo blanco. La secuencia de estos eventos corresponde a la adhesión de conidios sobre la cutícula del artrópodo, germinación, interacción con la cutícula estimulando o inhibiendo componentes, formación del apresorío en algunas especies, penetración, crecimiento dentro del hemocele y la interacción con el sistema inmune, producción de toxinas y muerte del hospedero (Valencia , 2002).

(33)

Bajo condiciones favorables los hongos siguen creciendo dentro del cadáver del hospedero y eventualmente producirán muchos conidioforos, los cuales pueden infectar nuevos hospederos de insectos o artrópodos (Valencia, 2002).

Los hongos entomopatógenos inician su proceso infectivo cuando las esporas viables son retenidas en la superficie del integumento donde se realiza la asociación de patógeno y hospedero, donde se inicia la formación del tubo germinativo, comenzando el hongo a excretar enzimas como las proteasas, quitinasas, quitobiasas, lipasas y lipooxigenasas (Figura 2). Estas enzimas degradan la cutícula del insecto y coayudan con el proceso de penetración por presión mecánica iniciado por el apresorio, que es una estructura especializada formada en el tubo germinativo, una vez dentro del artrópodo, el hongo se desarrolla cuerpos hifales que se van diseminando (Pucheta et al., 2006).

Figura 2. Ciclo infectivo de los hongos entomopatógenos tipo M. anisopliae para control de insectos (Kershaw et al., 1999).

7.3.1. ADHESIÓN:

Los conidios se adhieren para infectar al hospedero, aunque esto depende del número que sea capaz de germinar y penetrar en el artrópodo y el numeró de propagulos capaz de permanecer adheridos en el integumento del artrópodo hospedero después del contacto inicial. Además, en la naturaleza la probabilidad para que inicie el contacto artrópodo y hongo entomopatógeno será dependiente de las capacidades fisiológicas del hongo de producir conidios oportunamente y dispersarse por mecanismos adecuados,

(34)

según Fargues (1984), reporto que los cambios electrostáticos contribuían a la primera interacción física entre el conidio y la cutícula y en segundo lugar la hidrofobicidad de los conidios (Khachantourians et al., 2000).

El evento inicial es el ataque del conidio, desde aquí se determinan todos los eventos subsecuentes de la infección. El conidio ataca los artrópodos sobre la cutícula, la cual involucra dos pasos: El primero son las interacciones no específicas mediadas por fuerzas electrostáticas e interacciones hidrofobicas, y la segunda, son las interacciones específicas debido a la presencia sobre la superficie del conidio proteínas (glicoproteínas) como las adhesinas y lectinas. Estas reconocen específicamente glicolipidos o glicoproteinas de la cutícula del hospedero (Valencia, 2002). Observaciones preliminares sugieren que la hidrofobicidad de las conidioesporas de Beauveria bassiana pueden ser modificada por tratamientos a diferentes concentraciones de Tween 20 y 80, esto indica que la aplicación de cepas inducidas a una alta hidrofobicidad pueden llegar a ser mas virulentas que las cepas nativas (Valencia, 2002).

Para penetrar el integumento externo del hospedero, la conidiospora debe adherirse a la superficie cutícular. La interacción entre los conidios y la cutícula depende de las sustancias mucilaginosas que rodena el conidio, de las enzimas y de la conformación morfológica del integumento, la cual favorece la germinación del conidio. Las conidios pueden adherirse al azar de acuerdo a los pliegues íntersegméntales o a la rugosidad de la superficie de la cutícula (Vargas et al., 2000).

Se ha sugerido que iones divalentes como el Ca+2 y el Mg+2 reducen las fuerzas de repulsión electrostática de la superficie del artrópodo, por lo que pueden afectar su hidrofobicidad y promover la adhesión de la pared celular fúngica a la cutícula, creando condiciones favorables para el establecimiento de la espora y la subsecuente invasión del hospedero (Pucheta et al., 2006). La principal importancia de la utilización de la hidrofobicidad en las cepas de los hongos entomopatógenos, se refiere a la posibilidad de incrementar el número de esporas que podrían permanecer atacando la cutícula del insecto, después de la aplicación.

El manejo de la hidrofobicidad de las conidiosporas de hongos entomopatógenos aislados puede ser una nueva alternativa para el desarrollo, selección y formulación de bioplaguicidas.

(35)

7.3.2. GERMINACIÓN:

La germinación de la espora o conidio se inicia con el hinchamiento de la misma, que es favorecido por una humedad alta (70% durante 14 horas); la germinación es disparada por mensajeros que generalmente son carbohidratos individuales o complejos de carbohidratos y proteínas presentes en la cutícula del insecto o artrópodo (Pucheta et al, 2006). La hidratación del conidio es favorecida por la acción antidesecante de su cubierta mucilaginosa, que además funciona como protector ante la presencia de polifenoles tóxicos y enzimas degradativas, secretadas por sistema inmune del artrópodo. Después del hinchamiento de la espora tiene lugar la formación del tubo germinativo mediante el proceso de polarización típico del crecimiento apical de los hongos, que estimula la síntesis de la pared celular (Pucheta et al., 2006).

Los iones H+ y Ca2+ entran en la punta de la hifa a través de un mecanismo de transporte pasivo y son expulsados por mecanismos dependientes de energía. Este flujo transcelular permanece constante y mantiene el desarrollo del tubo germinativo y la formación del apresorío, una estructura especializada formada en el tubo germinativo, el cual recorre y reconoce la superficie del artrópodo para la localización de sitios receptores, habilitando de ésta forma a la hifa para la penetración de la cutícula (Vargas et al .,2000). El apresorío sirve para el anclaje de la espora o conidio y ejerce una presión hacia el interior del artrópodo. Paralelamente, el hongo excreta una gran cantidad de enzimas entre las que se incluyen proteasas, quitinasas, quitobiasas, lipasas, lipooxigenasas y otras enzimas hidrolíticas, que van degradando la cutícula y proporcionan a su vez nutrientes al hongo (Pucheta et al.,2006). El hongo entomopatógeno Metarhizium anisopliae presenta un alto contenido de aminopeptidasas e hidrofobina, las cuales favorecen la acción de enzimas extracelulares sobre la cutícula del artrópodo para el proceso de infección. Sin embargo, se han encontrado esterasas y proteasas en conidios no germinados, lo que sugiere una modificación de la superficie cutcular previa a la germinación, ya que durante la hidratación del conidio no solo absorbe agua, sino también nutrientes (Pucheta et al., 2006).

La germinación de los conidios del hongo puede ser inducida por componentes químicos presentes en la cutícula del hospedero. Por ejemplo, la germinación de conidioforos de Paecilomyces esta estimulada por esteroles y diacilgliceroles extraidos de su hospedero Anticarsia gemmatalis (Boucias et al., 1988). Componentes como lípidos y ceras presentes en la cutícula de algunos insectos, como por ejemplo Bemisia tabaci (mosca blanca), se reporta que estos son potencialmente exitosos, debido a que estimulan la gemación del conidio del hongo entomopatógeno. Los eventos tempranos de la infección

(36)

son críticos debido a que tiene lugar fuera del artrópodo, así exponiendo al hongo a factores ambientales no favorables. Por esta razón, la selección de cepas de hongos con una alta velocidad de desarrollo es un criterio promisorio para una buena selección de aislamientos de hongos para el control de plagas (Khachatourians et al., 2000).

Otro aspecto de significante importancia en la patogenicidad y especificidad de los hongos entomopatógenos es la utilización de substratos de la cutícula del hospedero (Hegedus y Khachatourians, 1995; Fargues, 1984) como ácidos grasos que se encuentran sobre las cutículas de algunos insectos como son ácido linoléico, acido palmitito, etc. Como resultado la presencia o ausencia de estos componentes en la cutícula, pueden bien determinar la rapidez y la extensión del crecimiento micelial y de la virulencia que puede producir el hongo sobre el patógeno. La importancia de la utilización de lípidos para la germinación y crecimiento de hongos entomopatógenos, confirma la presencia de lipooxigenasas las cuales son enzimas envueltas en el metabolismo de componentes lipidicos necesarios para el crecimiento del hongo, como demostró Kerwin y Washino (1984), donde la conidiogenesis del hongo Erynia variabilis es regulado directamente por los lípidos extraídos de adultos y pupas de las moscas Fania canicularis. En adición a los nutrientes, la cutícula de los insectos usualmente presenta una diversidad de inductores e inhibidores de componentes (Lecuona et al, 1992;

Khachatourians, 1996), Los cuales están regulando la germinación y el crecimiento de hongos entomopatógenos.

7.3.3. PENETRACIÓN:

La penetración a la cutícula del hospedero es un paso crítico durante el proceso de infección. La penetración es un fenómeno que resulta de la combinación de dos factores principales: actividad enzimática y fuerzas físicas hidrostaticas por la hifa (Hegedus y Khachatourians, 1995; Howard et al, 1991) Para algunas cepas de Metarhizium anisopliae, la penetración puede ser ayudada por la formación de apresorio, una estructura hinchada mucilaginosa que libera enzimas sobre una area reducida de la cutícula para facilitar la adhesión, así la adhesión y penetración son eficientes. Sin embargo no todos los hongos entomopatógenos forman apresorio, epecies como Beauveria bassiana rara vez es capaz de formar esta estructura (Bidochka y Khachatourians, 1991). El principal factor requerido para la penetración de la cutícula por todos los hongos entomopatógenos estudiados, son las enzimas hidroliticas. Estas enzimas son de gran importancia para el patógeno, no solo por que tienen la posibilidad

Referencias

Documento similar

You may wish to take a note of your Organisation ID, which, in addition to the organisation name, can be used to search for an organisation you will need to affiliate with when you

Where possible, the EU IG and more specifically the data fields and associated business rules present in Chapter 2 –Data elements for the electronic submission of information

The 'On-boarding of users to Substance, Product, Organisation and Referentials (SPOR) data services' document must be considered the reference guidance, as this document includes the

In medicinal products containing more than one manufactured item (e.g., contraceptive having different strengths and fixed dose combination as part of the same medicinal

Products Management Services (PMS) - Implementation of International Organization for Standardization (ISO) standards for the identification of medicinal products (IDMP) in

Products Management Services (PMS) - Implementation of International Organization for Standardization (ISO) standards for the identification of medicinal products (IDMP) in

This section provides guidance with examples on encoding medicinal product packaging information, together with the relationship between Pack Size, Package Item (container)

Package Item (Container) Type : Vial (100000073563) Quantity Operator: equal to (100000000049) Package Item (Container) Quantity : 1 Material : Glass type I (200000003204)