DIVISION DE CIENCIAS BIOLOGICAS

Texto completo

(1)

UNIDAD:

D I V I S I ~ N :

CARRERA:

k\c

MATERIA:

TITULO:

FECHA:

ALUMNO:

MATF~CULA:

ASESOR:

DR. :

UNIVERSIDAD AUTóNOMA

METROPOLITANA

-c

Iztapalapa.

Ciencias Biológicas y de la Salud.

Biología

Servicio Social.

,,; Algunos Aspectos de la Biología de la Reproducción de Baiomys musculus

(Rodentia: Cricetidae) del Estado de Michoacán.

México, D.F., 8 de diciembre de 1998.

Dorantes Villa José Antonio

M. En C. Mario Garcia Lorenzana.

(2)

,\/Casa abierta al tiempo

,+UNIVERSIDAD

id

AUTONOMA

M E T ~ ~ ~ O L I T A N A

DIVISION

DE CIENCIAS BIOLOGICAS Y

DE

LA SALUD

ri

DR. JOSE LUIS ARREDONDO FIGUEROA

i

j DIRECTOR

s1

LIC. JULIO

DE

L A M ISASSI

COORDINADOR DE SISTEhIAS ESCOLARES Prescn te

Se extiende l a presente para los fines que al interesado convengan, a treinta de Noviembre de m i l novecientos noventa y ocho.

UNIDAD IZTAPALAPA

(3)

Nombre:

Dorantes

Villa

José

Antonio.

Matricula: 91 235833.

Licenciatura: Biología. Unidad: Iztapalapa.

División: Ciencias

Biológicas

de la.Salud. Trimestre lectivo: 97-P.

Horas a la semana: 20 horas (4 horas diarias).

' Titulo del trabajo: Algunos Aspectos de la Biología de la Reproducción de

Baiomys musculus (Rodentia: Cricetidae) del Estado de Michoacán.

(Este trabajo se encuentra incluido en el Proyecto: Mamíferos del Estado de Michoacán.).

Nombre de

los

asesores:

Dr. Ricardo López Wilchis.

M. en C. Mario Garcia Lorenzana.

Profesores de la Universidad Autonoma

Metropolitana-lztapalapa.

Lugar en donde se realiza el servicio: Laboratorios de la

División

de CBS. Fecha de inicio: 21 de julio de 1997.

Fecha de terminación: 21 de

enero

de 1998. Clave: B.035.97 i t

Firma

del alumno:

Firma de los asesores:

"- / I

Dr. Ricaho López Wilchis.

(4)

ALGUNOS ASPECTOS DE LA BIOLOGíA DE LA REPRODUCCIóN DE

Baiomys musculus (RODENTIA: CRICETIDAE) DEL ESTADO DE

MICHOACÁN.

Aparato Reproductor.

Masculino.

El sistema reproductor masculino comprende las glándulas, los testículos, y su sistema de conductos (los conductilos eferentes, el conducto del epidídimo, el conducto deferente y el conducto eyaculador), junto con algunas glándulas accesorias: las vesículas seminales, la próstata y las glándulas bulbouretrales.

El

Testículo.

Es una glándula tubular compuesta, rodeada por una gruesa cápsula fibrosa: la túnica albuginea. En la cara posterior del órgano, un engrosamiento de tejido conjuntivo penetra en la glándula y forma el mediastino del testículo. Unos delgados tabiques fibrosos, llamados septula fesfis que se extienden radialmente a partir del mediastino hasta la túnica albuginea, y dividen al órgano en unos 200 compartimentos piramidales,

los

lobulillos testiculares. Hacia la periferia, los séptula pueden ser incompletos, de tal manera que en ella se interconectan

los

lobulillos, pero donde sus vértices se reúnen en el mediastino,

los

lobulillos están separados más completamente (Fawcett, 1992).

Cada lobulillo está constituido por uno o cuatro túbulos seminiferos. Miden de 150 a 250 pm de diámetro. Los túbulos seminíferos constituyen la porción exocrina del testículo, que es en escencia una glándula citógena, cuyo

producto de secreción holocrina está formado por células completas, los espermios o espermatozoides. Los túbulos de ordinario forman asas muy torcidas pero pueden también ramificarse y terminar en extremos ciegos. En el vértice de cada lobulillo, los túbulos seminíferos pasan repentinamente a transformarse en los túbulos rectos, que constituyen al primer segmento del sistema de conductos excretores. Estos, a su vez, se reúnen en la refe testis, un sistema plexiforme de espacios revestidos por epitelio, dentro del tejido conjuntivo del mediastino.

En la cara interna de la túnica albuginea, el tejido conjuntivo denso cede su lugar a una capa laxa, provista de numerosos vasos sanguíneos, la túnica vascular del testículo. A partir de ésta capa un tejido de carácter semejante se extiende hacia adentro, para llenar todos los intersticios que hay entre los túbulos seminiferos.

(5)

El espacio intersticial contiene fibroblastos, macrófagos, células cebadas y células mesenquimales perivasculares. Además, contiene grupos de células intersticiales epiteloides llamadas células de Leydig. Estas constituyen el tejido endocrino del testículo (Fawcett, 1992).

Cada testículo está suspendido en el escroto por el extremo de un largo pedículo vascular, el cordón espermático que está formado por el conducto excretor del testículo, el conducto deferente y los vasos sanguineos y nervios que llegan al testículo. El epidídimo es un órgano íntimamente aplicado a la cara posterior del testículo y está constituido por la parte contorneada proximal del sistema de conductos excretores. Cada testículo y epidídimo están

rodeados, en sus caras anterior y laterales, por una cavidad serosa estrecha, que se forma tardíamente en el desarrollo embrionario como una porción separada de la cavidad peritoneal.

Los testículos se desarrollan en una fase temprana de la vida embrionaria, a partir de la pared dorsal de la cavidad abdominal y más tarde descienden hacia el escroto, llevando cada uno una evaginación del peritoneo, la túnica vaginal propia del testículo, que constituye la cavidad serosa que rodea el testículo. Está formada por una capa externa, parietal, y otra interna, visceral, que se aplica directamente a la túnica albuginea del testículo en sus caras anterior y laterales. En la cara posterior del testículo, donde los vasos y los

nervios penetran en el órgano, la capa visceral se refleja de su superficie y se continúa en la capa parietal. Cuando se abre la capa parietal, aparece la túnica visceral que cubre al testículo en forma de una superficie brillante, lisa, recubierta de mesotelio, que es el remanente del epitelio celómico que en el embrión cubría al primordio de la gónada. La túnica vaginal permite que el testículo, que es sensible a la presión, se deslice libremente dentro de sus envolturas (Fawcett, 1992).

Femenino.

El aparato reproductor femenino comprende los ovarios, un sistema de conductos genitales (trompas uterinas, útero y vagina) y los genitales externos (Lesson, 1998).

Ovarios.

Los ovarios son glándulas dobles, ya que funcionalmente son tanto exocrinas (citógenas) como endocrinas, y producen las hormonas estrógeno y

progesterona. Cada ovario presenta una corteza externa y una médula interna. La segunda es de tejido conectivo fibroelástico laxo con bandas dispersas de músculo liso y una rica red vascular. La corteza consta de un estroma celular compacto que contiene los folículos ováricos. Antes de la pubertad sólo se encuentran folículos primarios o primitivos. La madurez sexual se caracteriza por la presencia de folículos en crecimiento y sus productos finales (cuerpos amarillos, folículos atrésicos). El folículo maduro se llama folículo de De Graaf. La secuencia de los cambios estructurales en el folículo (crecimiento,

(6)

ovulación y formación de un cuerpo amarillo) se relaciona con los cambios rítmicos de la actividad secretoria endocrina. Esta última es la encargada de

los cambios cíclicos que se presentan en el resto del aparato reproductor, sobre todo en el útero. Las hormonas ováricas también influyen en los cambios de la glándula mamaria que dan como resultado la lactancia. El ovario está cubierto por epitelio cúbico (germinal) simple, por debajo del cual hay una túnica albuginea de tejido fibroso denso (Lesson, 1998).

Conductos Genitales.

Trompas de Falopio (uterinas)

Las trompas de Falopio o uterinas se extienden de los ovarios al útero y presentan cuatro regiones distintas.

1. El infundíbulo es la abertura en forma de embudo hacia la cavidad peritoneal, cuyos límites se extienden en numerosos pliegues llamados fimbrias.

2. El segmento intermedio dilatado, que comprende dos tercios de la longitud de la trompa, es la ampolla, cuyas paredes son delgadas. 3. Este conduce hacia el delgado istmo que comunica con el útero.

4. La

porción intramural

es la continuación del conducto en el espesor de la pared uterina.

La pared de la trompa se engruesa progresivamente hacia el útero, en tanto que la luz disminuye en la misma dirección. El epitelio de la mucosa principalmente es cilíndrico simple, y hay pequeños grupos de células ciliadas que se alternan con los grupos que carecen de cilios (Lesson, 1988).

útero.

El útero es un órgano de forma de pera que tiene dos partes principales: 1 )

una porción superior expandida, el cuerpo, y 2) una porción inferior cilíndrica, el cuello uterino. A la extremidad superior del cuerpo se le llama fondo, y el itsmo es la zona estrecha de transición entre el cuerpo y el cuello.

La pared del útero consta de 3 capas:

1. El perimetrio (capa externa) es una serosa típica que consta de una sola capa de células mesoteliales sostenida por una delgada capa de tejido conectivo.

2. El miometrio (capa intermedia) es una capa gruesa de músculo liso. Las fibras musculares se disponen en haces, separados por tejido conectivo laxo que contiene vasos sanguíneos y nervios grandes. Se pueden distinguir tres capas de músculo aunque están mal definidas por la presencia de haces que las interconectan.

3 . El endometrio (capa interna), o mucosa, posee un epitelio cilíndrico simple con grupos dispersos de células ciliadas.

(7)

Las glándulas uterinas, revestidas por epitelio cilíndrico semejante, se extienden a través de todo el grosor de la mucosa. Están separadas por el estroma, una red de fibras reticulares y células del estroma. En éI, también se encuentran linfocitos y leucocitos granulares. El endometrio está sujeto a cambios cíclicos en respuesta a la actividad secretoria ovárica y contribuye a formar el componente materno de la placenta (decidua basal) durante el embarazo. La parte fetal de la placenta consta de la placa coriónica y de las vellosidades que se originan de la misma. Estas vellosidades están cubiertas por epitelio llamado trofoblasto, que se dispone en dos capas: 1 ) un trofoblasto sincitial externo sin límites celulares, y 2) una capa interna de células cúbicas de citotrofoblasto. En las etapas posteriores del embarazo desaparece progresivamente la capa celular (Lesson, 1988).

El cuello del útero se proyecta dentro de la vagina. En el interior del conducto cervical hay una transición brusca entre el epitelio cilíndrico simple del conducto cervical y el epitelio plano estratificado que cubre la superficie inferior del cuello y reviste a la vagina.

Vagina.

La vagina es una vaina fibromuscular revestida por una membrana mucosa. En su extremidad superior se continúa con

el

cuello uterino y su extremidad inferior está limitada por el himen, un pliegue anular de la mucosa que separa la vagina del vestíbulo. El grueso epitelio plano estratificado de la mucosa descansa sobre una lámina propia muy vascularizada de tejido conectivo denso. La capa muscular contiene fibras musculares lisas que se disponen principalmente en sentido longitudinal, aunque también hay algunas fibras circulares (Lesson, 1988).

Diagnosis del género y especie en estudio.

Baiomys musculus ocupa la siguiente posición taxonómica (Según Hall, 1981 ):

I

Orden

I

Rodentia ~

I

I

Familia Cricetidae

I

Subfamilia

Baiomvs Género

Cricetinae

I

Especie musculus

I

El género presenta las siguientes medidas; longitud total: 100 a 135 mm; longitud de la cola vertebral: 35 a 56 mm; longitud de la pata trasera: 14.1 a 17 mm; longitud de la oreja: 9 a 12 mm; longitud occipitonasal: 19 mm o más; arco zigomático: 10 mm o más. El rostro no se desvía ventralmente en la sutura frontoparietal, pero se curvea gradualmente hacia el punto más anterior de las

(8)

nasales. Las aristas singulares y la tasa secundaria en los dientes son pronunciadas; el hombro presenta el basihial resaltado anteriormente (características de todas las categorías de cualquier edad); el báculo tiene un ancho pozo con la espátula al extremo (Packard y Montgomery, 1978).

Se distinguen tres tipos de pelajes: juvenil, postjuvenil y el del adulto. El color gris uniforme del estado juvenil dura de los 38 a los 45 días con la aparición de pelo color café en la parte superior de la cabeza completándose en los días 52 a 60 (Packard y Montgomery, 1978).

Distribución

Esta especie ocupa la parte Centro-Sur de México, del Sureste de Nayarit al Este a través de la Zona Volcánica Transversal hacia el centro de Veracruz; hacia el Sur solo en el Sureste de la línea Costera y en los Estados de Oaxaca y Chiapas extendiéndose al Sur y al Centro de Nicaragua. En el Sureste el ratón pigmeo es típicamente encontrado en zonas superiores áridas y en menores cantidades en las divisiones en la Zona de Vida Tropical (Packard y Montgomery, 1978).

Forma

El báculo de B. musculus mide 3.32 mm con un rango de 2.80 a 3.88 mm siendo considerablemente grande si se compara con B. tailory.

Las glándulas penianas fueron descritas por Hooper (1 959). La superficie de las glándulas penianas está cubierta con pequeñas espinas, excepto en el área central y en la banda angosta cerca de las glándulas. Las glándulas son cilíndricas con el borde del crater ligeramente estriado.

Packard (1960) describió el aparato hioideo de B. musculus en detalle. La anatomía gástrica de B. musculus muestra las siguientes características: existe un pliegue interno que delimita la región pilórica del resto del estómago. Además la incisura angular en el piso ventral del estómago es carente o pobremente desarrollada. De acuerdo con Carleton (1 973), la extensión del epitelio cornificado en el antrum es similar en Baiomys, Ochrotomys y Reithrodontomys.

Comportamiento

(9)

Ecología

Baiomys musculus ocupa primariamente las zonas áridas superiores y en menor cantidad la zona de vida tropical. Se han descubierto estos animales en campos con hierbas y en campos de maíz. En México estas especies se encuentran en áreas rocosas cerca de cultivos de caña de azúcar o entre hierbas esparcidas en los bosques. Baiomys musculus también ocupa otros habitats: Hooper (1 955) colectó 15 especímenes en un cultivo de caña con

arbustos y mezquites cerca de unas zanjas en el Estado de Michoacán.

Todos estos datos nos indican que 5. musculus tiene como hábitat primario áreas cubiertas principalmente por hierbas y arbustos, rocas o una vegetación densa. Ellos viven, en las zonas de vegetación densa, entre las hierbas y en las zonas áridas habitan debajo de las rocas.

De acuerdo a Packard (1 960), B. musculus es primariamente vegetariano. Su dieta incluye bellotas, cortezas, hierbas, semillas y hojas.

Ontogenia y reproducción

Packard (1 960) sugiere, con base en sus notas de campo de especímenes lactantes y presencia de embriones, que la reproducción de B. musculus puede ocurrir durante todo el año; así mismo no registró hembras preñadas o lactantes en los meses de enero, abril, mayo y junio. No obstante, durante el invierno y la primavera se presenta una declinación en la crianza. Hooper (1 955), colectó hembras en Colima, Jalisco y Michoacán en el mes de febrero, que no muestran evidencias de reproducción al igual que las trece hembras colectadas por Hall y Villa (1949) en el mes de marzo en el estado de

Michoacán. Felten (1958) señala que no encuentra hembras preñadas en El Salvador durante los meses de enero, febrero, marzo, octubre, noviembre y diciembre, aunque reporta haber encontrado hembras hasta con tres embriones en noviembre. Por otro lado, Burt y Sirton (1961), encontraron cuatro hembras preñadas entre los meses de diciembre a enero en El Salvador.

JUSTIFICACION

La organización histológica de las gónadas de B. musculus no se ha descrito. En este trabajo se busca ampliar y complementar esta información por medio de los ejemplares colectados en localidades del estado de Michoacán en

(10)

OBJETIVO

Determinar la actividad reproductora de Baiomys musculus a lo largo de tres estaciones anuales en el Estado de Michoacán, a partir de la anatomía macro y microscópica.

METODOLOGIA

Tinción de centros de osificación: La técnica se basa en el transparentado del órgano y posteriormente el uso del indicador Alizarina (1,2 dioxiantraquinona), el cual tiene selectividad por los tejidos calcificados, de ahí que ataque cualquier tipo de esqueleto (independientemente de su origen), con

lo

cual será fácilmente visible por iluminación transmitida.

Técnica Histológica

Se utilizó dicha técnica para realizar la descripción histológica de los órganos reproductores de B. musculus. Los pasos que se realizaron con su fundamento teórico se describen en el Apendice A.

ACTIVIDADES REALIZADAS

Area de colecta

Se colectaron los especímenes con trampas Sherman en diferentes localidades del Estado de Michoacán (mapa 1):

A continuación se enlistan las localidades y fechas de colecta:

Hembras

Febrero de 1994

8.5 km NE Coalcomán 1500msnm 18O 49.592 N y 103" 05.888 W

Junio de 1994

07.648 W

Piedras de Lumbre 18km NE Coalcomán 1130msnm 18" 53.677N y 103"

Octubre de 1994

2 km W Cerro Colorado 11 13msnm

Febrero de 1995

7.7 km NE Coalcomán 1260 msnm

19O 19.23 N y 1 OOO28.5 W

18' 49.546 N y 103" 06.316W

(11)

Febrero de 1995

6.9 km NE Coalcomán, 1050msnm 18O 49.710 N y 103°07.268W

Junio de 1995

17.186 W

15.23 km WSW Coalcomán 1750 msnm El tejón 18O 42.749 N y 103O

Machos

Junio de 1994

07.648 W a 1130 msnm

Piedras de lumbre a 18 km Noroeste de Coalcomán 18 53.677 N y 103

Febrero de 1995

Virgen de la Gruta a 7.5 km SE de Dos aguas 18 45.805 N y 102 52.349 W a 1710 msnm.

Febrero de 1995

7.7 km de Coalcomán 18" 49.546 N y 103" 06.31 6 W a 1260 msnm

(12)

VIICHOACAN

I C 1

Gto. Qro.

Distribucidn geográfica de Baiomys musculus ( Merriam). 0i

Ubicación de las localidades a.Coalcomán

b Piedras

de

Lumbre

c.virgen de la Gruta

d. Cerro Colorado I

(13)

Procesamiento del material

De los ejemplares colectados se tomaron los parámetros morfométricos:

Hembras:

Machos:

LOCALIDAD LONG. DE LA LONG. LONGITUD DE LA LONGITUD DE PESO (en gr) TOTAL" COLA VERTEBRAL PATA TRASERA" LA OREJA*

Piedras de Lumbre

9.5 14 15 51 130 Coalcomán 12.3 13

16 54 125

Coalcomán

9 . 7 13

15 55

125 Virgen de la Gruta

12.2 12 15 46

126

*en milímetros

Técnica de centros de osificación

Se disectó el pene de un macho y se sometió a

los

siguientes pasos:

1. Se fijó en alcohol del 96% durante 72 horas debido al tamaño del órgano. 2. Se colocó en acetona al 100% en un lapso de 9 días.

3. Se colocó en alcohol de 96% en un lapso de 48 horas.

4. Se colocó en Hidróxido de potasio al 2 % durante 24 horas * y después se pasó a una solución al 1 % (hasta que se pudo observar el báculo).

5. Se agregó

Rojo

de Alizarina. El tiempo se determinó al observar por iluminación transmitida.

6. Se colocó el órgano en una solución de Hidróxido de potasio-agua destilada-glicerina. Se hicieron varios cambios hasta el momento en que ya no destiñó. Después se siguieron los siguientes pasos consecutivos:

7. Glicerina al 20%. Una semana hasta que precipitó. 8. Glicerina al 40%. Una semana hasta que precipitó. 9. Glicerina al 60%. Una semana hasta que precipitó.

I O . Glicerina al 80%. Una semana hasta que precipitó.

11. Finalmente se colocó en Glicerina al 100% permanentemente.

(14)

* Algunos pasos se modificaron de la técnica original (en tiempos) debido al tamaño del órgano.

Técnica Histológica

Se disecó y procesó el testículo, epidídimo, ovario y útero de cuatro ejemplares machos y seis hembras respectivamente con la técnica histológica para inclusión en parafina. La técnica histológica comprende la preparación de

los

tejidos para su estudio microscópico, lo cual se logró sometiendo al órgano por examinar (testículo, epidídimo, ovario y útero) a

los

pasos descritos en el Apendice A.

(15)

RESULTADOS

Centros de osificación

AI aplicar la técnica de transparentado se logró observar el báculo de un pene de B. musculus. Su tamaño fué de 2.9 mm concordando con lo reportado por Packard (1 960) ya que cae dentro del rango que el establece.

Descripción Histológica

Hembras

El ovario está cubierto por un epitelio cúbico simple, por debajo del cual se observa la túnica albuginea de tejido fibroso denso.

Se observa que el estroma cortical es marcadamente celular. Entre el estroma hay folículos primarios y folículos en crecimiento. Los folículos primarios constan de un ovocito primario rodeado por células foliculares aplanadas, y en la mayoría se puede observar fácilmente el núcleo. En los folículos en crecimiento se observan varios estratos de células foliculares de forma cúbica alrededor del ovocito. Se presentan folículos de De Graff casi maduros. La teca folicular muestra, según el grado de desarrollo del folículo, dos porciones: interna y externa (figura 2 y 3).

La región medular es muy notoria,. En algunos casos son visibles fibras de tejido conectivo laxo con algunas bandas de tejido muscular liso (figura 1).

El cuerpo lúteo aparece pálido debido quizá al gran tamaño de las células granulosas luteínicas que lo integran.

Alrededor del ovario se observa gran cantidad de tejido adiposo.

Los oviductos son muy claros con epitelio cilíndrico simple no glandularizado y

una capa fina de tejido muscular de dos a tres células de espesor (figura 1).

Tabla que muestra la maduración de los folículos en tres hembras.

1

LOCALIDAD

I

FECHA

I

FOLICULOS

I

FOLICULOS 1 FOLICULOS I FOLICULOS I CUERPOS

I

Esta tabla nos indica la maduración de los folículos de diferentes hembras en

diferentes fechas de colecta.

Las etapas del ciclo estral se caracterizan por diferentes manifestaciones a nivel de citologia vaginal, niveles de concentración hormonal y desarrollo folicular. En este trabajo se revisó el desarrollo folicular a partir del cual se

(16)

sugiere la fase del ciclo estral en la que se encontraban las hembras colectadas.

La hembra que fué colectada en el mes de febrero al no tener foliculos

maduros se encuentra, probablemente, en diestro avanzado. AI haber folículos en crecimiento avanzado, como es el caso de la hembra colectada en el mes de junio, se puede decir que se encuentra en fase de proestro, mientras que la hembra colectada en el mes de octubre al tener cuerpos luteos ya formados se encuentra en una fase de alta secreción de progesterona, lo cual es consistente con la presencia de 5 embriones encontrados en los cuernos uterinos.

Machos

La cápsula es muy delgada de 10 a 20 pm con la túnica vaginalis con células de tipo epitelial simple cúbico; la túnica albuginea con células de músculo liso y escasos fibroblastos; la túnica vascular se proyecta sobre el tejido tubular con vasos cuyo calibre va de 20 hasta 50 pm y que incluye capilares, vénulas

y arteriolas (figura 4).

Los túbulos seminíferos presentan un diámetro que va de los 70 hasta los 200 pm. La lámina basal del túbulo presenta células mioepiteliales, en un

solo

nivel, escaso material no celular y células de Sertoli fuertemente adosadas a la lámina; las células de Sertoli presentan un nucleolo de gran tamaño. Se observan espermatogonias, espermatocitos primarios y secundarios,

espermátidas tempranas y tardías, así como espermatozoides,

los

cuales presentan una cabeza lanceolada ( figura 5).

En el espacio intersticial se presentan escasas células endoteliales, en cambio muestra abundantes células de Leydig con núcleo esférico a ovoide y con

gránulos de heterocromatina periféricos y centrales asi como nucleolo,

los

fibroblastos de

los

espacios son escasos, los capilares adoptan la forma del espacio intersticial.

En el epidídimo se observan gran cantidad de espermatozoides de cabeza lanceolada (solo en algunos ejemplares) (figura 6).

1

# COLECTA

I

LOCALIDAD

I

FECHA DE

1

ACTIVIDAD

I

EN PROCESO DE I iNDlCE 1 COLECTA SEXUAL A C T I V A C I ~ N ESPERMATOGÉNICO

623

A

Junio 1995 I X

Coalcomán 1057

3 X

Febrero 1995 Virgen de la Gruta

926

5 X

Junio 1994 Piedras de Lumbre

977 Febrero 1995 Coalcomán X 1

En esta tabla se muestra el índice espermatogénico por presencia de

espermatozoides en el epidídimo en individuos machos de Baiomys musculus (según Grocock y Clarke, 1973), así como los individuos que presentan actividad sexual y los que se encuentran en proceso de activación.

(17)

FIGURA 1

Ovario de baiomys musculus. T6cnica H-E

a. Oviducto

b. Folículos primordiales c. Epitelio germinal d. Folículos primarios e. Folículos secundarios

f.

Corteza

g. Mddula Barra 100 pm

(18)

FIGURA 2

Ovario de baiomys musculus. T6cnica H-E

a. Folículos primarios b. Follculos secundarios c. Teca interna

d. Teca externa e. Estroma cortical f. Folículos primordiales g. Folículo terciario Barra 50 pm

2 2 2 1 9 2

(19)

FIGURA 3

Ovario de Baiomys musculus. T6cnica H-E

a. Folículo primario

b.

Folículo secundario c. C6lulas foliculares d. C6lulas de la teca Barra 25pm

15

(20)

a. Capsula

b. Túnica albuginea c. Túnica vascular d. Lamina basal

e. Espacio intersticial Barra 100 pm

(21)

FIGURA 5

Testículo de Baiomys musculus. T6cnica H-E

a. Cdlulas mioepiteliales b. Espacio intersticial c. Cblulas foliculares d. Espermatogonias e. Cdlulas de Leydig f. C6lulas de Sertoli Barra 25 pm

(22)

FIGURA 6

Epidídimo de Baiomys musculus maduros. T6cnica H-E

a. Epitelio con conductos epididimarios b. Lamina basal

c. Estereocilios d. Espennatozoides Barra 100 pm

(23)

DISCUSIÓN Y CONCLUSIONES

2 2 2 1 9 2

Hembras

De acuerdo con Packard (1 978) todas las hembras colectadas son adultas. Sin embargo, no todas presentan actividad sexual en el momento de la captura, ya que si consideramos que después de la ovulación la pared del folículo se colapsa y se transforma en una estructura glandular temporal, el Cuerpo lúteo (Lesson, 1988), la ausencia de dicha estructura y la fase del ciclo estral en la cual se encontraban las hembras al momento de la colecta nos sugiere la

carencia de ovulación o actividad sexual en hembras colectadas en los meses de febrero y junio.

Estos datos concuerdan con lo reportado por Hooper (1955) y Felten (1 958) en cuanto a las evidencias de reproducción en estos meses de colecta.

Machos

Considerando los criterios de presencia de espermatozoides en el epidídimo e índice espermatogénico, los ejemplares de Piedras de Lumbre del 24 de junio de 1994 y Coalcomán del 17 de junio de 1995 son aptos para la reproducción, mientras que los ejemplares de Coalcomán y de la Virgen de la Gruta de Febrero de 1995 no son aptos para la reproducción.

De acuerdo a los hallazgos histológicos del testículo y epididimo se encuentra una coincidencia con lo reportado por Hooper (1 955), en cuanto a la actividad reproductora en el mes de junio, en tanto que durante el mes de febrero ésta declina.

Por otro lado se aprecia que el parámetro de longitud total señalado por

Packard (1 960) para individuos adultos incluye tanto a ejemplares maduros como sin actividad sexual.

Conjuntando la información de machos y hembras podemos señalar que los

meses de invierno (en este caso febrero) la actividad sexual se reduce, coincidiendo por lo reportado por Packard (1 960) en cuanto a la declinación de la crianza .

Considerando las localidades de colecta se puede decir que la reproducción en los ejemplares de Baiomys m. con los que se trabajó, corresponde a una estación óptima fija (Sadleir, 1969), que se da durante el otoño (hembra preñada). Es necesario destacar que estos hallazgos contrastan con

lo

reportado por Packard (1 960) para B. musculus, que de acuerdo a sus observaciones esta especie presenta una estación de reproducción óptima continua. Sin embargo, nuestros resultados muestran que si bien no se encuentran hembras preñadas durante los meses de febrero y junio, todos los

(24)

Se observa que la altitud de las áreas de colecta es menor en el caso de la hembra preñada, lo cual nos podría indicar que este factor presenta influencia en la determinación de la estación reproductora, sin embargo, dado que es un solo ejemplar el colectado en esta altitud, carecemos de evidencias para afirmar lo anterior. En el caso de la latitud ocurre Io mismo ya que se cuenta con pocos ejemplares de épocas del año diferentes.

Nuestros resultados coinciden con los datos existentes para otros roedores (Bronson, 1985) en cuanto a la influencia del fotoperiodo sobre la actividad reproductora, ya que la hembra preñada corresponde al mes de octubre. En este mes la duración de los periodos de luz y oscuridad es igual, lo cual es necesario para que se de la estación reproductiva.

AI considerar los factores climáticos (temperatura y precipitación pluvial), encontramos que la reproducción se ve favorecida por una temperatura

templada (otoño) y una disponibilidad de agua y humedad adecuada, que permiten la presencia de una vegetación que suministra el alimento necesario para proporcionar los requerimientos energéticos necesarios para que la reproduccón se presente en sus fases avanzadas (desarrollo embrionario tardío y lactancia).

Sin embargo, a pesar de que nuestros resultados muestran en algunos casos mayor o menor influencia, así como coicidencia y no coincidencia con lo reportado por otros autores, de los factores físicos sobre la reproducción es necesario contar con una mayor muestra para validar nuestros hallazgos.

OBJETIVOS Y METAS ALCANZADAS

Se alcanzaron

los

objetivos establecidos al principio del trabajo, ya que se pudo determinar la organización histológica básica de las gónadas tanto de hembras como de machos de Baiomys musculus.

La información histológica obtenida constituye un aporte sobre el conocimiento que se tiene sobre este grupo de roedores.

La parte correspondiente al estudio de los machos se presentó en el XIX Congreso Nacional de Histología, del cual se anexa una copia del resumen que aparece en las memorias de dicho evento.

La investigación que se refiere a las hembras será presentada en el XVll Congreso Nacional de Anatomía a celebrarse en la Ciudad de León Gto.

(25)

COMENTARIOS

Este trabajo forma parte del proyecto Mamíferos de Michoacán que se lleva a cabo en el Departamento de Biología por el Dr. Ricardo López W.

Este Servicio Social contó con la ayuda del CONACYT (Ref F630) para

el

uso de Axiophot Zeiss.

(26)

BIBLIOGRAFíA.

Bronson, F.H. 1985. Mammalian Rep’roduction: An Ecological Perspective.

Biol. Reprod. 32: 1-26.

Burt, W. H. and R.A. Stirton, 1961. The mamals of El Salvador. Misc. Publ. Mus. Zool., Univ. Michigan 1 17: 1-69.

Carleton, M.D. 1973. A survey of gross stamach morphology in New World Cricetinae (Rodentia, Muroidea), with comments on functional interpretations.

Misc. Puld. Mus. Zool., Univ. Michigan, 146: 1-43.

Fawcet D.W. 1989. Tratado de histología . Editorial lnteramericana S.A. de C.V. México D.F.

Felten, H. 1958. Nagetiere (Mamalia, Rodentia) aus El Salvador. Senckenb. Biol. 39: 133-1 44.

Grocock, C.A. & J.R. Clerke. 1973. Photoperiodic Control of Testid in the Vole Microtus agestis. J. Reproduction Fert. 39:337-347.

Hall, E. R., and B. Villa-R 1949. An annotated checklist of the mamals of Michoacán, México. Univ. Kansas Publ., Mus. Nat. Hist.l:431-472.

Hooper, E.T. 1955. Notes of Mammals of Western México. Occas. Papers Mus. Zool., Univ. Michigan 61 3: 1-1 1 ..

Hooper, E.T. 1959. The glands penianas in five genera of Cricetidae rodents.

Occas. Papers Mus. Zool., Univ. Michigan, 61 3: 1-1 1.

Lesson C.R. 1988. Atlas de Histología. Editorial lnteramericana S.A. de C.V.

PP. 245-279.

Lynch, M.J., Raphael, S.S., Mellor, L.D., Spare, P.D. e Inwood, MJ. 1977. Métodos de Laboratorio. 2a. ed. Nueva Editorial Interamericana, México, D.F. 1052 pp

(27)

Packard, R.L. 1960. Speciation and evolution of the pygmy mice, genus

Baiornys. Univ. Kansas Publ., Mus. Nat. Hist. 9:579-670.

Packard R.L. and J B. Montgomery. Jr. 1978. Baiornys musculus. Mammalian

Species. 102: 1-3.

Sadleir, R.M.F.S 196ga. The Ecology of Reproduction in Wild and Domestic Mammals. Methuen. London. 309 pp.

(28)

Apendice A. (Según Lynch et al., 1977)

Fijación: los tejidos fueron fijados con formaldehido al 10% durante 24 horas. El formol tiene varias ventajas: es barato, facil de preparar, relativamente estable, su uso permite la aplicación de numerosas técnicas de tinción, penetra basatante bien en los tejidos y no los endurece demasiado ni

los

hace quebradizos. Los colores naturales de los tejidos pueden ser restablecidos sin dificultad después de la fijación con formol. Son por estas razones que se utilizó dicho fijador (Lynch et al., 1977).

La Fijación es el proceso mediante el cual los elementos constitutivos de las células y por lo tanto de los tejidos, son fijados en cuanto a su estado físico y parcialmente, también, en su estado químico, de manera que puedan resistir el tratamiento sucesivo con varios reactivos sin pérdida, distorsión importante

o descomposición. La mayoría de los agentes fijadores actúan desnaturalizando o precipitando las proteínas que forman, entonces una esponja o malla que tiende a englobar

los

otros componentes de la célula. Sin embargo, todos los fijadores provocan una pérdida del material celular, así como alteración química de los componentes celulares. En condiciones ideales un fijador debe penetrar rápidamente al tejido, su acción debe ser inmediata y debe causar una pérdida, una alteración química y física mínima de las células y de sus componentes; debe además ser barato y de fácil manejo. Los

fijadores más comunes son: Formaldehido, solución salina formolada, paraformaldehido, glutaraldehido, etc.

Lavado: se realizó con alcohol de 70" GL para todos los tejidos.

En este paso se busca eliminar el exceso del fijador, ya que algunos tienen el inconveniente de que pueden dañar al tejido, cuando éste permanece demasiado tiempo en los fijadores.

Deshidratación: Los tejidos de Baiomys musculus se deshidrataron con

alcohol etílico de 70", 80", dos pasos de 96" y dos pasos de 100" GL (en cada paso el lapso fue de 1 hora con 30 minutos).

(29)

indices de refracción y a los cambios ópticos que se producen cuando estos agentes penetran entre los elementos tisulares muy refractantes. Los buenos agentes aclarantes deben eliminar pronto el alcohol y aclarar rápidamente sin endurecimiento; no deben disolver los colorantes de anilina, ni evaporarse rápido en los baños de parafina. Los aclarantes más comúnmente usados son: xileno, tolueno, cloroformo, benceno, etc.

Inclusión: El material procesado se incluyó en parafina de 56" C.

Este paso permite la manipulación del órgano y consiste en sumergir al órgano en una sustancia capaz de solidificar con el órgano en su interior, para que de esta manera se evite el colapso de la estructura durante el corte.

Los compuestos solidificantes se usan según las necesidades del trabajo y del equipo que se usará posteriormente, estos pueden ser: parafinas que tienen

diferentes puntos de fusión, que resultan en diferentes grados de dureza, según el órgano que se desee cortar. Las resinas sintéticas epóxicas, se usan preferentemente para la microscopía electrónica, tanto por sus propiedades

favorables para la microscopía electrónica, como por su capacidad de poder incluir tejidos de dimensiones muy reducidas.

Corte: Los cortes de los tejidos incluidos en parafina se hicieron con un micrótomo Leica modelo RM 820 con cuchillas desechables. Cada corte tuvo un espesor de 7pm.

Este paso se realiza con el uso de un aparato llamado micrótomo, con el cual se pueden realizar los cortes del bloque de parafina que se obtuvo de la

inclusión previa. Para obtener los cortes de las regiones que se desean se debe orientar de manera conveniente el órgano en el micrótomo; una vez realizado ésto, se pueden hacer los cortes con el espesor deseado.

Premontaje: El corte se colocó en un portaobjetos sobre una base de gelatina y se dejó secar sobre una plancha térmica.

El Premontaje consiste en colocar el corte obtenido en un portaobjetos sobre una base de gelatina, sobre la cual se pueda extender el mismo con la ayuda de un pincel fino, una vez listo se deja secar sobre una plancha térmica. Una vez realizados los cortes deseados, en forma individual o en serie, se colocan en una canastilla para el siguiente paso, la tinción.

Tinción: A continuación se enlistan los pasos y los tiempos que se siguieron en la técnica de tinción con Hematoxilina-Eosina.

1. Xilol I 5 min.

2. Xilol I 5 min.

3. Alcohol Xilol 3 min.

4. Alcohol absoluto I 2 min.

5. Alcohol absoluto II 2 min.

6. Alcohol eter 2 min.

7. Alcohol 96% 2 min.

(30)

8. Alcohol 80% 9. Alcohol 60%

I O . Tres lavados con agua destilada 11. Hematoxilina

12. Lavado con agua potable

13. Lavado rápido con alcohol ácido 14. Lavado con agua destilada 15. Solución de Scott

16. Lavado con agua destilada 17. Eosina

18. Lavados con alcohol

a) de 96 grados Gay lussac b) 96 grados Gay lussac II c) Absoluto I

d) Absoluto II e) Alcohol-xilol

f) Xilol I g) Xilol II

2 min. 2 min.

4 min. 30 seg.

1 min.

1 min. 30 seg.

Montaje: Se realiza al eliminar el exceso de xilol y por último se agrega al corte una cantidad conveniente de resina, sobre la cual se coloca el cubreobjetos para proteger la muestra.

(31)

Apendice B

Citas de la revisión realizada en el Bibliography of Reproduction:

Bradley R.D., Schmidly D.J, 1987. The glans penis and bacula in Latin

American taxa of the Peromyscus boilii group. J . Mammal. Dept Wildlife &

Fisheries Sci., TXA & MU. CoV. Stn, Tx 77843, US. 68 (3): 595-616.

Brook FA, Clarke J.R, 1989. Ovarian Intersticial tissue of the wood mouse, Apodemus sylvaticus. Reprod. Fert. Jan Dept. Agric. Sci. Oxford U, Parks Rd, Oxford Ox! 3Pf, UK. 85 (1 ): 251 -60.

Cronin K.L., Bradley E.L; Brockem, 1988 The relationship betwen food intake, body fat and reproductive inhibition in prairie deermice (Peromyscus

maniculatus). Physiol. Lab. Endocr & Pop. Ecol., Dept. Biol., Coll. William &

Mary. Williamsburg VA 231 85, US. 89 A(4): 669-73.

Evans A.M., Mc Clure P.A, 1986. Effect of social enviroment on sexual

maturation in female cotton rats (Sigmodon hispidus). Biol. Reprod. Cancer prevention Prog., UWI Clin. Cancer Ctr., Madison W153706, US. 35 (%): 101- 7.

Godse R.G. Telfer E. Faddy M.J., Brook D.J, 1989. Ovarian cyclicity on

follicular recruitment in unilaterally ovariectomyzed mice. J. Reprod. Fert.

Dept. Physiol., U. Med. Sch., Edinburg EH 89 AG., UK. 87 (1): 257 64.

Granados H., Hoth JI, 1989. Study on the biology of the volcano mouse (N.a..a/stoni)l6 . Cornparision of the reproductive capacity of females in the laboratory, following three systems of mating. Archos Invest. Med. In En. Dept. Biol. Anim. Exp.Lab., Ciudad U, Natl Autonomus. México, México CO 4510, D.F., México. 20 (L): 95-106.

Haigh G.R. Bronson F.H, 1988, A novel socially-induced, postcopulatory block of reproduction in Peromyscus. Biol. Reprod. 38(suppl. 1):160, abstr. 335.

Hofman J.E., Getz, 1988. Multiple exposures to adult males and reproductive activation of virgin female Microtus ochrogaster. Behavl Processes Dept. Ecol. Ethol & Evolut., U IL, 505 S Goodwin, Urbana, IL 61801, US. 17 (1) : 57- 62.

Kaufman D.W., Kaufman G.A, 1987 Reproduction by Peromyscus polionotus: number, size and survival of offspring, J. Mammal Div Biol., K.S. State U., Manhattan, KS 66506, US. 68 (2): 275-80.

Knots L.K., Glass J:D, 1988. Efects of photoperiod, beta-endorphin, and naloxone on in vitro secretion of testosterone in white-footed mouse (Peromuscus leucopus) testes. Biol. Reprod. Dept. Biol. Sci., Kent State U, Kent, OH 44242, US. 39 (1 ): 205-12.

(32)

Kurohmara, Tiba TI Nishida N, Hayashi Y, 1988. Okajimas Folia Anat. Spermatogenesis and ultraestructural changes of spermatids during spermiogenesis in the cotton rat, Sigmodon hispidus. J Mammal. 65 (4): 203-

19.

Millar J.S.,Threadgill DAL, 1987. The effect of captivity on reproduction and development in Peromyscus maniculatus. Can J.

2001.

Dep. Zool., U.Wenster n Ont., Lond., Ont., Canada N6A: 5037. 65(7): 171 3-9.

Olivera J., Ramirez-Pulido J. Williams S.L., 1986. Reproduction of Peromyscus (Neotomodum) alsfoni (Mammalia: muridae) in laboratory conditions. Acta

2001.

Mex In En., aba. Dept Biol. Reprod., U. Autonoma Metropolitana, Unidad Iztapalapa, Apartado postal 55-535, 09340 México. 16:27 psp.

Oswald C. Mc Clure PA, 1985. Geographic variation in litter size in the cotton rat (Sigmodon hispidus): factors influencing ovulation rate. Biol. Reprod.

Dept.Biol. Indiana U, Bloomington, IN 4705, US. 33: 41 1-7.

Oswald C.T, 1986. The energetics of lactation concurrent white pregnancy in Sigmodon hispidus, Neotoma floridiana and Rattus notvegicus. Diss. Abstr.

Int. Abstr., Order no. DA 8527026 46 B ( l

O):

3321 -2. (Original 122 p).

Perrig G , 1987. Breeding and feeding strategies in deer mice and house mice when females are challenged to work for their food. Anim. Behav. Dalton Res. Ctr. Div. Biol. Sci., UMO, Columbia, Mo 6521 1. 35(5): 1289-316.

Petterborg L.J., Reiter R.J., Karese K.M., 1986, Photoperiod, pineal and reproduction in the white-footed mouse, Peromyscus leucopus. In advances in Pineal Research Jonh Libbey & Co., Land., UK $ 44.00; ISBN 86 1986-088-2. 7 1 -84.

Petterborg L.J, 1986 Photoperiod, pineal and reproduction in the white footed mouse. Adv. Pineal Res. Aba. Dept. Anat., Sch. Med., UMO, Columbia. M 0 6512, US. 1 177-83.

Westlin- Van Aarde L.M, 1988, Reproduction in a laboratory colony of the pouched mouse, Saccostomus campestris. J. Reprod. Fert. Mammal Res. Inst.

U., Pretoria, Pretoria 0002. S. Africa. 83(2):773-8.

Westlin Van Aarde Lmm, 1989. Pregnancy, lactation and the estrous cycle of the pounched mouse, Saccostomus campestri. Reprod. Fert. Mammal Res.

Inst., U. Petroria 0002, S. Africa. 87 (1 ): 155-62.

Wolf J.O. , Lundy K.I., Baccus R, 1988. Dispersal inbreeding avoidance and reproductive sucess in white footed mice. Anim. Behav. Biol. Dept., Villanova, Pa 19085, US. 36 (2): 456-65.

Figure

Actualización...

Referencias

Actualización...