UNIVERSIDAD AUTONOMA METROPOLITANA UNIDAD: IZTAPALAPA DIVISION: CIENCIAS BIOLOGICAS Y DE LA SALUD

UNIVERSIDAD AUTONOMA METROPOLITANA

UNIDAD: IZTAPALAPA

DIVISION: CIENCIAS BIOLOGICAS Y DE LA SALUD

-

CARRERA: BIOLOGIA

y-"----

MATERIA SERVICIO SOCIAL

\\

-

TITULO:/~SELECCION DE SUELOS

DE ORIGEN VOLCANICO DE LAS

LOCALIDADES DE STA. CATARINA EDO. DE MORELOS Y

SAN

JOSE

MEZAPA EDO.

DE MEXICO CON BASE EN SU PO-

TENCIAL MOCROBIOLOGICO PARA LA PRODUCCION DE

-

INOCULO MICORRIZICO.

d U M N O : GUILLERMO MONDRAGON MONDRAGON

i,

ASESOR: M. EN C. SERGIO PALACIOS MAYORGA

&SELECCI~N DE SUELOS DE ORIGEN VOLCÁNICO DE LAS LOCALIDADES DE Sta

POTENCIAL MICROBIOLOGICO PARA LA PRODUCCI~N DE INÓCULO MICORRÍZICO. CATAIUNA Edo. DE MORELOS Y S A N JOSÉ MEZAPA Edo. DE h4ÉXICO CON BASE EN

SU

-- . .

Este trabajo forma parte del proyecto, enfocado a generar y aplicar en campo inóculo micorrizico. En esta etapa heron seleccionados los suelo más adecuados para producir el inóculo micorrízico en base al potencial microbiológico; los criterios utilizados están en función de la biomasa de soya generada en cada suelo, así como también del número de plantas de soya producidas en cada suelo. Las plantas hospederas o “trampa” utilizada en esta etapa heron: Chloris gayana

K

(pasto Rhodes grass) y Glicine

max

L. (soya).

Se entiende por inóculo micorrízico a las estructuras de propagación de los hongos micorrizicos: estas estructuras corresponden principalmente a

l a s

esporas de estos hongos, pero

se

incluyen también como prophgulos a todas aquellas partes del hongo capaces de

colonizar

la raíz de una planta como puede ser el micelio, esporocarpos y fragmentos de

raíces

coionizadas

por

estos hongos. Aunque estos organismos simbiontes son cosmopolitas, su densidad de población y biodiversidad cambia de un ambiente a otro, en relación al uso del suelo, vegetación y particularmente el impacto del hombre en la naturaleza del suelo. Con esta base, en todos los suelos, es factible encontrar hongos con una gran gama de efectividad, teniendo desde muy poco efectivos, inefectivos y hasta aquellos altamente efectivos para estimular el crecimiento de la planta (Palacios, 1986).

Considerando que como primer paso para la producción de inóculo micorrízico,

se

debe determinar el potencial microbiológico de un suelo, esto, con el propósito de conocer su capacidad en función de su

microflora para proporcionar las mejores condiciones en el crecimiento de las plantas; es indudable que en este potencial microbiológico general, el potencial de i n h l o micorrízico, con toda seguridad, es el factor responsable que incrementará el desarrollo “normal” de la planta, es decir, la cantidad y calidad de hongos micorrizicos presentes en un suelo constituyen el principal recurso microbiológico de la planta como

recurso natural del suelo (Palacios, 1987).

Se seleccionaron una serie de agroecosistemas distribuidos en dos áreas edáfkas de origen volcánico diferentes tanto por su microclima como por la edad del material parental de donde se originaron (cenizas y toba volcánica). Ambas dentro de lo que corresponde al eje neovolcánico de la Sierra Sud-oriental Chichinautzin (Santa Catarina) y el Valle de Toluca (San José Mezapa).

México tiene actualmente como reto, desarrollar estrategias económicas que permitan ser aplicadas en los campos de cultivo, con el propósito de incrementar la producción de alimentos para alimentar

adecuadamente a una población de más de 90 millones de habitantes; que permitan autosuficiencia alimentaria, técnicamente factibles y al alcance del productor.

Estos estudios permitirán conocer más de la naturaleza de los hongos micorrizicos arbusculares (MA), para, posteriormente tener la posibilidad de aprovechar la capacidad de estos microorganismos para

por hectárea en la agricultura intensiva moderna. Por ejemplo en los Estados Unidos de América se incrementó la producción por hectárea debido, en parte, al uso de tales insumos (Cox & Atkins, 1979).

Aún cuando la fertilización es esencial para la agricultura permanente, y las técnicas de fertilización en la agricultura mecanizada son altamente exitosas; hay efectos pqudiciafes colaterales; los incrementos en los costos energéticos involucrados y la importante consideración en la disponibilidad de la materia prima, nos obliga a examinar críticamente los modelos de uso (Cox & Atkins, 1979).

El consumo mundial de fertilizantes fosfatados se ha estado incrementando rápidamente. El crecimiento en el índice de consumo y su uso intensivo en los cultivos, genera serias cuestiones acerca de su fitura aplicación. Este fertilizante tiene como materia pima rocas sedimentarias fosfatadas, de las cuales hay una limitada provisión. Las minas de roca fosfatada contiene 12% o más de fósforo, pero si consideramos depósitos tan bajos como de 8% de fósforo para ser exitosamente explotada, las *servas totales mundiales esthn estimadas en 19.8 mil millones de toneladas métricas. Tomando en cuenta el presente indice de uso, esas reservas se terminarían en 1750 años; pero los presentes indices de uso reflejan la población y tecnología que prevalece en la actualidad, sin contar que ambas cosas están cambiando (Schenk, et al.,

1980).

La

población mundial está creciendo a UM tasa de 1.9% por &o, y el uso de fertilizantes fosfatados está creciendo incluso más'rápido, a una tasa de 5.25% por ai'io, lo cual es 2.76 veces la tasa de crecimiento poblacional. Proyectando estas dos tendencias en el fituro, se sugiere que las reservas mencionadas se consumirh en 90 aiios, en

un

tiempo en el que la población será de 20 mil millones.

El

uso que le damos al fósforo, así como sus métodos de aplicación para fertilizar el suelo, no propicia otra cosa más que acelerar el flujo de f6sforo de los continentes a

l a s

cuencas oceánicas. La cantidad de fósforo desplazado

es,

aproximadamente, de 14 millones de toneladas por aiio; pero la cantidad de fósforo que regresa del

mar

a los continentes en forma de guano, o como pesca marina,

es

sólo de 100,000 toneladas métricas al aií0 (Trainor, et al., 1978).

Además el fósforo en el mar llega a ser tan disperso que no existe probabilidad razonable de extraerlo para reusarlo como fertilizante. Por tal motivo, debemos ser cuidadosos en economizar las reservas de fósforo en roca que están disponibles todavía. Se debe restringir el uso del fósforo con propósitos no esenciales, tales como en la elaboración de detergentes, el cual fie de aproximadamente 15% del total usado en 1970 (Cox & Atkins, 1979).

Actualmente, debido al uso de fertilizantes fosfatados, se está incrementando el contenido de fósforo en tierras agrícolas y también de

los

contaminantes que,

en

forma de trazas, traen estos fertilizantes, estos son

almacenado en el suelo, siendo lentamente disponibles para plantas cultivadas. Un estudio más ambicioso

relacionado al fósforo y a la fertilidad sería: ,ybmo aprovechar este mineral que está fijado en el suelo pero que está fbera del alcance de las plantas, así como el conocer el efecto de estos contaminantes a largo plazo? (Cox & Atkins, 1979), (Mosse, 1975).

En la actualidad se sabe que las micorrizas tienen la capacidad de incrementar la absorción de P en la planta, entre otros nutrimentos; aunque se desconoce mucho todavía sobre su respuesta a suelos fertilizados con fósforo inorgánico. Se sabe que niveles extraibles de fósforo en el suelo han resultado ser inversamente correlacionados con la dependencia micorrízica en algunos sistemas (Menge et al., 1982).

La palabra micorriza fie acuñada por Frank (1885) para describir la asociación hongo-planta para formar un solo órgano morfológico en donde la planta nutre al hongo y el hongo a la planta (Sieverding, 1991), (Janos, 1980).

Hay dos tipos principales de micomza: ectomicomza y endomiconiza. En las ectomicorrizas los hongos crecen intercelularmente en la corteza de la raíz de la planta, pero nunca intracelularmente. Las ectomicorrizas forman, a menudo, un espeso manto hifal que se forma al rededor de raíces secundarias y

esas raíces son morfológicamente alteradas; esta es una característica para identificar estos tipos de

Morfología

Hifas:

Las hifas son estructuras findamentales que forman el micelio, este no es una característica de todos los hongos pero es un componente esencial de los desarrollados dentro de un grupo taxonómico del cual los hongos miconizicos arbusculares se derivan (Tommerup, et al., 1979), (Wood, 1987).

c-

Todas las micorrizas están compuestas de una matriz de hifas externa y de una superficie de intercambio entre la planta y los hongos. Estos hongos tienden a formar un micelio en forma de abanico, consistiendo de una división dicotómica radial del hongo o hifa g u í a , reduciendo la frecuencia de formación del micelio

neto (Furlan & Fortin, 1973).

Existen dos tipos de hifas extramatricales, hifas guía e hifas de absorción. La hifa guía tiene paredes gruesas de las cuales algunas simplemente crecen a lo largo del suelo

en

busca de raíces adicionales. Tanto las hifas de penetración como las hifas de absorción, se desarrollan de las hifas guía y forman una red hifal por división dicotómica que se extiende dentro del suelo. La hifa de absorción parece ser el componente del

hongo que absorbe nutrimentos del suelo para transportarlos hacia el hospedero (Read, 1984; citado por Alexander, 1971).

Vesículas:

Las vesículas son estructuras terminales, ovaladas

o

e s f ~ c a s que contienen abundantes gotas de aceite, ellas

se

forman intra o intercelulannente dependiendo de la especie del hospedero, tienen la función de

servir como sitio de reserva para el simbionte.

Las

vesículas jóvenes, tienen una pared delgada

estratificada y un protoplasma homogéneo cuando son maduras, las paredes se engruesan y el protoplasma se hace vacuolado conteniendo lípidos, granos de polifosfato, pocas áreas euplasmáticas, mitocondrias y gotas de grasa, estas últimas tienden a juntarse formando una sola, rodeada de un citoplasma periférico; en algunos casos, presentan un núcleo o, a veces son multinucleadas (Azdn-Aguilar & Bago, 1994).

Colonización:

A) La precolonización. Las esporas latentes de estos hongos y las hifas o fragmentos de ellas en el suelo, son las estructuras fiingicas consideradas propágulos colonizadores que permiten el desarrollo del hongo. La germinación de la espora y primer crecimiento del tubo germinativo en el suelo, está

determinado principalmente por la fisica del suelo (02, C02, temperatura, contenido de agua) y química del suelo (pH, nutrimentos del suelo) (Foth, 1990). Cuando el tubo germinativo no entra en

contacto con la raíz del hospedero potencial, el potencial de los propágulos íüngicos germinados se pierde dentro del periodo de unos pocos días a una semana (Sieverding, 1990).

B) La colonización primaria (penetración radical). Algunas familias de plantas (Chenopodiaceae,

Brassicaceae, Caryophillaceae) o especies de ciertas familias (Lupinus spp.), nunca son colonizadas de

forma un proesorium en la primera capa celular. Después de este estado, el crecimiento autotrófico del hongo termina (Sieverding, 1991).

c)

Formación de arbusculos y vesículas. Después de la penetración radical el crecimiento hifal es inter e intracelularmente. El crecimiento füngico se restringe a la epidermis; la endodermis, xilema Y floema, el tejido meristemático, yemas por arriba del suelo y partes clorofilicas de la planta no son colonizadas (Hung, 1987). Los arbúsculos son, a menudo, formados dentro de las células poco después de la penetración (2-5 días). La formación arbuscular es la ramificación intensa de una hifa después de haber penetrado la pared celular. La fina ramificación hifal está estrechamente rodeada por el plasmolema celular. Debido a la gran superficie de contacto, los arbúsculos son la más intima conección entre los hongos y la planta (waterer & Coltman, 1988).

La

formación arbuscular incrementa la actividad metabólica de la célula hospedera, principalmente, debido a la transferencia direccional de metabolitos y nutrimentos del hongo a la planta y viceversa. Los arbusculos viven de 4 a 5 días. Estos degeneran y son digeridos por las células hospederas. Después de que los arbusculos decaen, las células de la planta son restituidas a su íünción normal. Los procesos de formación arbuscular y degradación ocurren simultáneamente en la raíz a partir de esta etapa.

Al cabo

de un tiempo de la formación arbuscular,

algunos hongos micorrízicos

VA.

forman inter y/o vesicular intracelulares. Las vesículas son abultamientos apicales o intercalares de la hifa, que contienen lípidos y como reservas orgánicas del hongo. Durante situaciones de presión (baja provisión de metabolitos de la planta hospedera) esas reservas son utilizadas por el hongo y las vesículas después degeneran (Sieverding, 1991).

D) Extensión del hongo en la raíz. La extensión de la colonización

se

divide en tres fases: (1) la fase inicial (retardada); (2)

fase

exponencial, de la cual el hongo se disemina rápidamente en la raíz y crece más rápido que esta, y (3) la fase de meseta, durante la cual la raíz y el hongo se desarrollan de igual manera. La planta y alsespecies de hongos y, especialmente, las condiciones fisicas y químicas del suelo tienen una influencia en la duración de la fase retardada de colonización; la colonización se

dispersa en la raíz, así como la fase de colonización de meseta. Durante la fase exponencial, el hongo crece inter e intracelularmente especialmente en las finas raíces secundarias. La colonización se extiende en el sistema radical tomando lugar a través de una hifa enlace en la superficie de la raíz y la

penetra otra vez, a distancias irregulares. Los arbúsculos y vesículas están continuamente formándose y degradándose durante la fase de colonización exponencial y de meseta. Debido a esto, la fase

individual del desarrollo del hongo es dificil de distinguir cuando la raíz colonizada está siendo observada (Sieverding, 1991).

E) Dispersión del hongo en el suelo. Después de la primera colonización y durante la primera fase de colonización dispersada en la raíz, la hifa crece íüera de esta. La parte externa de la raíz con micelio es la más importante para la absorción de nutrimentos a la raíz. Por otro lado, en general el joven micelio es uniseptado y ramificado dicotómicamente (Sieverding, 1991).

F) Estructuras reproductoras de hongos miconízicos arbusculares W A ) . Forman resistentes esporas en el micelio externo. La formación de esporas puede iniciarse muy pronto, de tres a cuatro semanas después de colonizada la raíz en algunas especies de hongos; mientras que con otras especies de

HMA

requiere más de seis meses antes de empezar la esporulación. Las especies de hongos, las plantas hospederas, el suelo y las condiciones medioambientales afectan la duración y el inicio de la

esporulación. La esporulación fiingica es un proceso dinámico; así las esporas se forman mientras otras están germinando. El micelio fingico, dentro y fuera de la raíz, es otra estructura reproductiva del hongo

MA,

y puede germinar y colonizar nuevas raíces (Sieverding, 1991).

Se han desarrollo trabajos sobre ecofisiología en el desarrollo y eficiencia de la MA donde se estudia:

l u z (Diederich, 1981, citado p o r Sieverding, 1991), temperatura del suelo (Nyabyenda, 1977, citado por Sieverding, 1991); humedad del suelo (Sieverding, 1980; Simanungicalit, 198 1, citado por Sieverding, 1991); pH del suelo (Graw, 1978; Karagiannidis, 1980: Khanaga, 1980, citado por Sieverding, 1919); toxicidad de metales pesados (Fabig, 1982, citado por Sieverding, 1991); salinidad (NaCI); así como la interacción con Rizobium (Blum, 198 1, citado por Sieverding, 1991). La mayor parte de estos estudios de invernadero, mostraron que las asociaciones planta-HMA son mecanismos biológicos efectivos de las

Ubicación Geográfica de Santa Catarina.

N

MORELSS

s o 06

Figura 1

Escala gráfica en Km.

O 8 16 24 32

Area de Estudio:

Sta. Catarina se encuentra en el estado de Morelos, en el municipio de Tepoztlán; en las siguientes coordenadas: 18" 59'

LN

y 99" 06' LW . Tiene una altitud de 1700 msnm. Su clima es Semicálido

Subhúmedo con lluvias en verano (Acw). Presenta una temperatura media anual de 20.5OC. Precipitación media anual: 1,130.4 mm. (de acuerdo a la Estación Meteorológica de Cuernavaca). Geologia: roca ignea basalto, del Cuaternario Q(1e). Unidad de suelo, regosol. Principales actividades productivas de la

Ubicación Geográfica de San José Mezapa.

San José Mezapa

Escala Gráfica en Km. I

O

9

12 l,8 44

Figura 2

Area de Estudio:

San José Mezapa se encuentra en el estado de México en el Municipio de San Mateo Atenco, en las siguientes coordenadas: 19" 16' LN y 99" 32' LW a una altura de 2570 msnm. Su clima es Templado Subhúmedo con lluvias en verano C(w). Presenta una temperatura media anual de 13.5"C. Su precipitación total ánual es de 737.6 mm. (de acuerdo a la Estación Meteorológica de Toluca). Geología: Suelos y Rocas Igneas Extrusivas del Cuaternario Q(1e). Principal actividad productiva de la población:

relación a como manejar el hongo micorrízico arbuscular bajo condiciones de campo y muy pocos resultados prácticos han mostrado como los hongos MA podrían ser usados como recurso microbiológico para el suelo en el mejoramiento de cultivos en regiones tropicales (Sieverding, 1991).

La tecnología de las micorrizas es muy limitada en cuanto a la producción y distribución comercial de inóculo MA, en el mundo, hay solamente dos compañías comerciales que venden i n h l o Gngico. Diversas tdcnicas de producción de inóculo están ahora disponibles y algunas de ellas han sido patentadas recientemente (Sieverding, 1991). En lo que respecta a estudios sobre inoculación con

H M A

en México se tienen, entre otros, los siguientes trabajos: efecto de la inoculación de dos variedades de cebolla (Allium cepa L) con cuatro hongos endomicorrízicos, en un suelo muy deficiente en fósforo (Palacios-Mayorga, et

al., 1987); incremento en el crecimiento y en la absorción de fósforo en cebolla (aZlium cepa L), como respuesta a la miconiza arbuscular, en suelos de origen volcánico (Palacios-Mayorga, et al., 1986).

Se seleccionó una leguminosa micomzica Glicine mar que corresponde a la soya variedad BM2. , y como planta trampa a una graminea, una variedad de pasto llamada “Rhodes grass’’ especie Chloys gqana

K, porque es un buen hospedero para la producción de esporas. Esto puede reflejar el rápido índice de crecimiento radicular de estas especies de plantas,

l a s

cuales pueden permitir un contacto más inmediato entre el hospedero y los hongos (Danies, & Bloom, 1986), ( Ferguson, & Menge, 1982).

El pasto “Rhodes grass” tuvo como fimción capturar la micomza de una manera más eficiente que si lo hubiera hecho la soya por si sola.

Las

dos localidades seleccionadas ya habían sido estudiadas anteriormente, son entidades que comparten características

como

lo es el origen geológico de sus suelos, y las deficiencias de fbsforo (Palacios, et al.,

1987).

OBJETIVO

GENERAL.

Seleccionar los mejores suelos para, posteriormente, con base en su “potencial microbiológico y de inóculo micomzico” utilizándolos como fuente para el aislamiento y selección de “aislados” de hongos

MA.

Los “aislados” seleccionados constituirán la base para generar inóculo micomzico útil para la

agricultura.

OBJETIVOS ESPECfFICOS.

A) Selección del mejor suelo de Sta. Catarina Edo. de Mor. y San. José Mezapa Edo. de Méx. con base en su potencial micobiológico, que permitan el mayor desarrollo de la soya (Glicine m a ) y el pasto (Chloris gqana

K.).

B) Interpretar diferencias entre suelos no perturbados y suelos agrícolas en caso de existir.

C) Influencia de los microorganismos nativos de cada suelo en el desarrollo de ambas plantas,

D)

hospedera Montaje de diseño experimental para un posterior estudio de aislamiento y selección de

HMA

y trampa.

HIP~TESIS

En este experimento se plantea la siguiente hipótesis, en todos los suelos la dinámica existente entre los nutrientes y el desarrollo de las plantas; la microflora edáfica, saprofitica y simbiótica juega un papel fbndamental. Por tanto, la eliminación de la microflora edáfica puede repercutir en la disponibilidad de los nutrimentos y en el crecimiento de las plantas, aun cuando en la misma microflora edáfica existan también, microorganismos patógenos y parásitos de las plantas. Es por tanto de esperarse que en aquellos suelos en donde se alcance el mayor crecimiento de las plantas existan microorganismos m á s efectivos en las funciones más indicadas.

METODOLOGÍA UTILIZADA

Para obtener la información planteada en el objetivo se estableció el experimento esterilizando los suelos en autoclave y suelo original no esterilizado,

en

ambos casos bajo las mismas condiciones experimentales

en invernadero, tales como humedad de campo, densidad de siembra, entre otros; para obtener el potencial micorrízico se obtuvo el incremento en biomasa a s í como también la emergencia de plántulas, comparando las plantas de suelos de la misma subzona con el resto de las subzonas.

1. Material utilizado:

l . 1 Semilla de soya. La semilla de soya utilizada (Glicine mux,Var.

BM;!

), procede de la cosecha que se hizo en mayo de 1997 realizada en los bancales del invernadero del Instituto de Geología (IG), esta soya se cultivó en suelo con deficiencias de fósforo, de manera intencional para ser utilizada

exclusivamente en este experimento.

1.2 Semilla de pasto “Rhodes grass” (Chloris gaym

K.),

de cosecha reciente, h e seleccionada por ser una planta altamente micotrófica,

lo

que significa ser una planta “trampa” muy efectiva para la mayoría de los HMA.

1.3 Macetas. Se utilizaron 400 macetas de color negro con plato con capacidad de 300 g.

1.4 Para conservar las raíces fijadas en FAA para, posteriormente, ser examinadas, se Usaron bolsas de polietileno.

1.5 El follaje de las plantas se envolvió en papel estraza, se utilizaron 2 Kg. de este papel para su secado.

1.6 Cristalería, material y equipo de laboratorio: 20 cajas de Petri; 5 pipetas de lml., 2 pipetas de 5 ml., 10 vasos de precipitado estriados de 250 ml.; 8 vasos de precipitado de 500 ml., 2 asas bacteriológicas, una probeta de 250 ml., un mechero, balanza digital con sensibilidad de hasta

1/10,000 gr., balanza con sensibilidad de hasta 1AOO gr.; báscula con capacidad de O a 25

Kg.

como mínimo, autoclave, incubadora bacteriológica, agitador mecánico, papel filtro, flujo laminar, malla de criba con una luz de malla de 0.5 x 0.5 cm, 4 tamices pequeños de malla “20”.

1 .S Equipo de Campo: 2 palas, un pico.

1.9 Otros: organza de naylon para cubrir el fondo de las macetas; marcadores de tinta indeleble, tijeras, contador, engrapadora, maskig tape, ligas.

2 El Invernadero y el laboratorio de biología de suelos del IG. de la

UNAM.

Fue donde se llevó a cabo el desarrollo de este servicio social.

2.1 El invernadero. Se encuentra a 35 mts. de la esquina

NE

del Instituto de

Geología de la UNAM, dentro de la Ciudad Universitaria en la Ciudad de México.

Aquí se monto el experimento: las 384 macetas con la soya y el pasto, el cual tuvo una duración de 3 meses.

2.1.1 Dimensiones. El invernadero mide 15 m. por lado; tiene 6.metros de altura minima y 7.5 metros de altura máxima.

3.

Colecta

de muestras de suelo:

La colecta

se

realiz6 del cinco al siete de mayo de 1997. L o s suelos proceden de “Santa

Catarina Estado de Morelos” y “san José Mezapa Estado de México” (Figura 1 y 2), son localidades en donde

se

han

hecho estudios miconízicos utilizando principalmente soya y cebolla como plantas hospederas (Palacios, et. al., 1986 y 1987).

3.1 Metodología utilizada en el muestreo de los suelos.

Cada zona o localidad se dividió en sub-zonas, esto es: sub-zonas destinadas al cultivo y sub-zonas no perturbadas o terrenos vírgenes (que no

han

sido cultivados ). En cada terreno, se hicieron tres pozos y de cada pozo se obtuvo una muestra; con excepción de la “SUB-ZONAS ALEDAÑAS m’’ en la “Milpa Cultivo de Maíz”( Tabla 2) en lugar de extraer UM muestra de cada pozo, se extrajeron dos

pero de diferente protbndidad, por lo tanto, de esta sub-zona se.hicieron tres pozos y se sacaron seis muestras. Se muestreo entre los 10 y 30 cm. de la superficie, cada suelo colectado se depositó en

bolsas de plástico, etiquetadas

con

la siguiente información: fecha, zub-zona, tipo de cultivo, y en caso de ser potrero, bosque u otro tipo de lugar, se especificó el tipo, (tabla 1 y 2).

4 Tamizado de las muestras:

Resultaron ser 48 muestras, cada muestra le corresponde un número, que ya le fue asignado (tabla 1 y 2); los suelos heron tamizados con la malla 20 (0.5 cm) para ser utilizados en las macetas.

5 Homogeneización de cada muestra de suelo.

Inmediatamente después de ser tamizadas las 48 muestras, se homogeneizaron.

6.1 Suelo original, no esterilizado, secado al aire y tamizado

6.2 Suelo esterilizado, después de haber sido secado al aire y tamizado.

6.3 Inoculación de soya con Bradyrhizobium japonicum.

7. De cada muestra de suelo, se tomaron 500 g. para análisis fisicos y químicos, el suelo restante de cada muestra se dividió en dos mitades:

7.1 La primera mitad de cada muestra de suelo se almacenó en un lugar fiesco, esta mitad conservó los microorganismos nativos de cada localidad.

7.2 La segunda mitad de cada muestra de suelo h e empacada en doble bolsa de polipapel sellada

herméticamente para ser esterilizada dos veces en la autoclave a 20 libras durante 15 minutos; entre cada esterilización de cada muestra de suelo, las bolsas se abrieron en el flujo laminar y se removió el suelo contenido en ellas para dejar escapar vapores tóxicos generados en el suelo debido a la

esterilización.

7.3 Los análisis fisicos y químicos no se realizaron en este servicio sociaí.

ZONA DE

S A N JOSE

MEZAPA

ESTADO DE MÉXICO

Sub-zona, fecha de colecta de los suelos y número de pozos hechos en cada sub-zona.

SUB-ZONAS ALEDAÑAS

Cl)

(A) Cráter virgen, 7-V-97 (3)

(B)

Cráter cultivo de maíz, 7-V-97 (3)

SUB-ZONAS ALEDAÑAS C l l )

(C) Pastizal ex-cultivo de cebada, 7-V-97, (3)

(D) Cultivo de maíz y en otras ocasiones utilizado para el cultivo de la zanahoria, 7-V-97. (3)

(E) Pastizal virgen, 7-V-97, (3)

Tabla 1

Número asignado a cada pozo o número de muestra

10,11,12

1 ZONA SANTA CATARINA ESTADO DE MORELOS

Sub-zona, fecha de muestre0 de los suelos, número de pozos hechos en cada sub-zona.

SUB-ZONAS ALEDAÑAS

mq

(F) Virgen (potrero), 5-V-97, (3)

(G) Milpa-cultivo de maíz, 5-V-97, (3)

En este caso se tomaron dos muestras de suelo de cada pozo, una entre los 10-30 cm. y la otra de 30-60 de la superficie, por lo tanto, en esta sub-zona,

Por ser una excepción, cada muestra tendrá un número asignado.

SUB-ZONAS ALEDAÑAS C I V )

Cultivo de maíz (otra milpa diferente a la anterior sub-zona), 6-V-97, (3)

(I) Potrero virgen, 6-V-97, (3)

SUB-ZONAS ALEDAÑAS

tV)

(J) Cultivo de jitomate, 6-V-97, (3)

(K)

Virgen-potrero, 6-V-97, (3)

~~

SUB-ZONAS ALEDAÑAS

c r q

(L) Cultivo de maíz, 5-V-97, (3)

(M) Virgen potrero, 5-V-97, (3)

SUB-ZONAS ALEDAÑAS (VD)

(N) Cultivo de maíz, en medio de un bosque de pino-encino, 5-V-97, (3)

$4) Bosque virgen pino-encino, 5-V-97, (3) Tabla 2

Número asignado a cada pozo o número de muestra.

16, 17, 18

19, 21, 22,23, 24

25, 26,27

28,29 30

3 1, 32,33

34, 35, 36

37, 38, 39

40, 41, 42

43, 44, 45

8 Prueba de viabilidad a las semillas de pasto “Rhodes grass” (Chloris gayana K):

Esto permitió determinar la cantidad de semillas que se deben colocar en cada maceta, con el propósito de que se pueda controlar la densidad final de plantas.

8.1 Se utilizó

lo

siguiente: cinco cajas de Petri y una pipeta de cinco ml,

se

lavaron muy bien y después se colocaron en la estufa y

se

esterilizaron a una temperatura de 170°C.

8.2 En el flujo laminar, a cada caja de Petri se le colocó una pieza de papel filtro de cinco cm de diámetro, con la pipeta se agregaron siete ml. de agua esterilizada y se volvieron a cerrar l a s cajas.

8.3 Las cajas se metieron en bolsas de polipapel y se cerraron con ligas, se metieron a esterilizar a 20 libras durante IS min.

8.4 Posteriormente, en el flujo laminar, a cada caja se le colocaron 100 semillas de pasto “Rhodes grass” sobre el papel filtro formando cuatro cuadrantes, con 25 semillas por cuadrante (esto facilitó el conté0 después de la germinación) (figura l), en la figura se puede ver la apariencia de las cajas con las semillas antes de meterse a incubar.

8.5 Las cajas se metieron a incubar en una estufa a 2 6 T durante cinco días.

8.6 Se contaron el número de semillas germinadas de cada caja y se calculó el promedio. Formula de % de viabilidad:

NS(I)= número de semillas germinadas de la caja (I) NS(II)= número de semillas germinadas de la caja (11) NS(III)= número de semillas germinadas de la caja

(HI)

NSI(IV)= número de semillas germinadas de la caja (IV) NS(V)= número de semillas germinadas de la caja

(V)

TABLA DE RESULTADOS EN EL ENSAYO DE

VIABILIDAD

DE SEMILLAS DE PASTO RHODES

Núm. Petri

8 1 O0

(11)

10 1 O0

(I) por caja germinadas por caja

(In)

100 11

1 O0 13

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 o

o O 0 o O 0 0

g o o O 0 0

Figura 3

9 Determinación de capacidad de campo representativa para el total de las muestras de suelo: esta estimación sirvió para controlar la cantidad de agua utilizada en el riego manteniendo constante este factor en el total de las macetas.

Fue necesario controlar la humedad ya que las fluctuaciones pueden afectar la esporulación de los HMA. En el caso de exceso de agua, tanto la planta como los hongos sufren por el desplazamiento de O2 de los poros del suelo por el agua. Es conocida la sensibilidad de la raíz y de estos microorganismos a la falta de 02. El régimen debe conducir a la producción de esporas siendo esto más favorable para el

crecimiento de la planta: riego diario pero limitado es mejor que condiciones de riego intenso saturado, o riego intermitente. Alternativamente, el estrés hídrico al que pueden ser sometidos las plantas con

miconizas, puede inducir a la senectud; esto acciona la esporulación temprana ( Ferguson -& Menge, 1982).

ENSAYO PARA DETERMINAR EL 60% DE LA CAPACIDAD DE

CAMPO

(C.C) REPRESENTATIVA PARA NUESTRAS MUESTRAS COLECTADAS

(1)

(U)

(m

No. de

humed.+P. secOtpeso

Mues. 35g. de suelo Peso del suel. del tamiz del tamiz

después de

12h. de escurrir

6 144.8 g. 158.6 g. 18 _{151.7 g. 168.3 g.}

30

166.8 g. 148.0 g.

42

169.6 g. 150.2 g.

(W

C.C al 100% en

o

35g. de de suel.= Suelo=orz)-(II) ( 1 0 0 )

La

c.c

al 60% en 35g

13.8 ml. 8.28

d.

16.6 ml. 9.96 ml.

19.4

d.

18.8 ml.

1 1.64 ml.

11.28

d.

70.97

d.

85.37 ml.

99.77

d.

96.68 ml.

El promedio

buscado

es 88dHzO/ma~eta

Tabla 4

9.1 A cada una de alscuatro muestras seleccionadas

se

les estimó su peso seco. Se extrajeron 5 centímetros cúbicos de suelo de alsbolsas esterilizadas, (ver punto 7.1), para el secado

se

uso una estufa a 80°C durante una hora; se dejan enfriar 35 g. en una campana de enfriamiento; una vez frías se continúa con el siguiente paso.

9.2 A cuatro tamices pequefios de malla “20” se les colocaron unas ruedas de papel filtro, de tal manera

que embonara ajustadamente dentro de los tamices; se pesó cada tamiz y después de esto a cada tamiz se le virtieron los 35 g. de las muestras secas de suelo seleccionadas para este punto ( punto 9).

9.3 Posteriormente, cada tamiz con su respectiva muestra, se sumergieron en una cápsula de porcelana con agua (dos cm.) hasta que el suelo se saturó por capilaridad (aquí todo el aire se vio desplazado por el agua).

9.4 Se dejaron escurrir los tamices 12 hrs. hasta que se eliminó toda el agua de gravedad. Posteriormente se pesaron los tamices con el suelo húmedo; la diferencia entre el tamiz con el suelo cuando estaba

9.5 Resultados obtenidos en el ensayo para determinar el 60% de la capacidad de campo representativo de todas nuestras muestras. Según se observa en la tabla 4, la cantidad de agua óptima para regar las macetas que contendrán

l a s

muestras de suelo con la soya y el pasto fbe de 88 ml. H20/maceta.

10. Preparacih de medio de cultivo de B&rhizobium para inocular la semilla de soya (Glicine mar) utilizada en el experimento.

10.1 Se elaboró a partir de cepas pertenecientes al Laboratorio de Microbiología del Departamento de Edafología del Instituto de Geología de la UNAM.

10.2 Preparación de medio sólido para Bradyhizobium japonicum “Medio Manitol-extracto de

levadura, con Rojo Congo”, este medio se vertió en cajas de Petri, y tiene como función dar ún

sustrato nutritivo sólido para depurar la cepa de Bradyrhizobium juponicum en caso de estar contaminada;

l a s

colonias de Bradyhizobium son de color blanco lechoso, hialino o rosado, y las colonias de microorganismos extraiíos se tiiren de otro color o de rojo debido al colorante “rojo congo”.

Para 300 ml de agua

K2HPO4 (Sol. 5%) 3 ml MgSO4 7H20 (Sol. 2%) 3 ml NaCl (Sol. 1%) 3 ml

Manitol 3 g

Extracto de levadura O. 12 g Agua destilada 300 m1

Rojo congo: 3 m1 Con un pH entre 6.8-7.0

Agar 4.5 g

El medio se esterilizó en un matraz Erlenmayer.

Rinde para preparar 20 cajas Petri con 15 m1 de medio de cultivo cada UM.

El medio se esteriliza a 15 libras durante 15 minutos en la autoclave antes de ser vertidas en

l a s

cajas de Petri estériles.

10.3 Preparación de medio manit01 (caldo), este medio tiene como propósito, multiplicar los microorganismos que fueron depurados en las cajas de Petri (medio sólido).

Para 300 mi. de agua.

K2HPO4 (Sol. 5%) 3 ml MgSO4 7H20 (Sol. 2%) 3 m1 NaCl (Sol. 1%) 3 m1

Manitol 3 g

Extracto de levadura O. 12 g Agua destilada 300 m1 Con un pH entre 6.8-7.0

10.4 Técnica usada para sembrar Bradyrhizobium j. en las cajas de Petri con el medio de cultivo:

10.4.1 Las cajas de Petri de cristal se esterilizaron en la estufa a 170°C durante una hora.

10.4.2 Cuando el medio todavía está líquido, se vierten 15 ml. en cada caja (este paso se hace dentro del flujo laminar para garantizar las condiciones estériles necesarias).

10.4.3 Siembra en placas. Se trabajó en el flujo laminar, cuando el medio está ya solidificado, usando un

asa bacteriológica, un mechero y las cepas seleccionadas del Departamento de Edafología; se sembró como se muestra en la gráfica.

A este procedimiento se sometieron als20 cajas que se utilizaron. En la siembra, como podemos ver en la gr81ca, la intención es hacer estrías sobre las placas para que el inóculo de las bacterias se diluya en las estrías, y aparezcan después,

l a s

colonias aisladas. El proceso es como sigue: 1) esterilizar el asa bacteriológica al fbego para evitar contaminación y 2) principalmente para disminuir la densidad de bacterias contenidas en las estrias. Obviamente, las ultimas estrías que se hicieron, serán alsque contengan menor densidad de bacterias y estas serán las que darán lugar a las colonias aisladas. Las cajas después de haber sido sembradas (inciso G),

se

incuban durante 6 días. Después del periodo de incubación, las cajas

deberán tener una apariencia como se muestra en la siguiente figura.

Figura 4

10.5 Elaboración del inóculo líquido: (Esto se realiza dentro del flujo laminar) después de incubar las placas durante seis días, se seleccionan las placas que presenten las mejores colonias, tomando en cuenta el color y que estén bien formadas, siempre evitando las que presenten colores extraños o de color rojo. Ya seleccionadas las cajas, con un asa bacteriológica esterilizada con fhego, se levantó la colonia para depositarla dentro del matraz erlenmeyer, todos, excepto uno, el matraz testigo. Todos

se metieron a incubar durante seis días en agitación; después de este periodo, se examinaron los matraces para detectar algún tipo de contaminante, y se desecharon los que presentaron algún tipo de impureza. Los matraces seleccionados junto con el testigo, se conservan en refrigeración hasta el momento de ser usados en la inoculación de las semillas de soya.

11. Preparación del espacio utilizado en el invernadero:

El espacio destinado a este experimento, es el túnel poniente del invernadero. Se lavó con agua y

jabón el plástico que constituye al túnel; igualmente se lavaron con agua y jabón tiras de madera que

12. Preparación de las Macetas para la Siembra:

12. l. La organsa de naylon es cortada en ruedas de ocho cm. de diámetro y se coloca dentro de las macetas; las ruedas de organsa sirvieron para impedir que el suelo se perdiera a través de los orificios de las macetas.

12.2 Las macetas Se etiquetaron con la clave que se encuentra en la Tabla 5 y se colocaron ordenadamente en el túnel del invernadero, una mitad del espacio la ocuparon las macetas con

suelo sin esterilizar y la otra mitad con suelo estéril.

12.3

L o s

suelos no estériles se depositaron primero que los estériles; se llenaron hasta la costilla; 4 macetas por cada una de las 48 muestras; lo mismo se hizo con los suelos estériles.

13 Siembra.

La siembra se hizo en dos fechas: la primera se hizo el 21 de Agosto de 1997

en

las macetas con

suelos no estériles, y la segunda El 27 de agosto de 1997 para las macetas con suelos estériles,

13.1 Inoculación adherente (solución de goma arábiga al 30%) y siembra de la Semilla de Soya (Glicine max):

13. l. 1 Soporte. Turba molida y neutralizada (10 g).

13.1.2 Se vertieron 15 ml. de‘ la goma arábiga previamente disuelta, en la bolsa ‘con 500 g de semillas.

13.1.3 Se agregaron, además, 15

d.

del in6culo de Bradyrhizobium (en caldo) con una densidad de 109 céluladml. dentro de la bolsa de las semillas.

13.1.4 Todos estos elementos dentro de la bolsa de las semillas de soya se agitaron para que las semillas se impregnaran del inóculo, formando una especie de “garapifiado”.

13.1.5 Inmediatamente después, se sembraron 3 semillas de soya por cada maceta con suelo no estdril, enterrándolas un poco; se enterraron cerca del centro de la maceta.

13.2 Siembra del Pasto “Rhodes grass”: Como se vio en el punto 8.7, el número de semillas que se necesitaron sembrar por maceta heron: 1000, por lo tanto, se buscó un volumen que contuviera ese número de semillas y se utilizó para sembrar todas las macetas con suelo no estéril, las semillas se colocaron lo más esparcido posible sobre las macetas, y se taparon con un poco de su respectivo suelo.

13.3 El 27 de agosto se sembraron los suelos estériles, de igual manera que los suelos no esterilizados (utilizando los puntos 13.1.6 y 13.1.2.).

14 Acomodo aleatorio de las macetas durante el desarrollo de la soya:

Ya sembrada la soya inoculada con Bra4rhizobium y el pasto “Rhodes grass”, a

cada maceta se le asignó un número aleatorio de acomodo con la intención de contrarrestar la

que aquellas que presentaron sombra durante mayor tiempo; dentro de las macetas soleadas hubo unas que recibieron la radiación directamente y otras que la recibieron filtrada pasando a través del

plástico naylon que forma el túnel, y así otros factores. El número asignado a cada maceta se puede ver en la tabla 5.

15 Cuidados y recoleccidn de datos hasta la emergencia de las semillas:

Después de la siembra y hasta la emergencia, los cuidados fueron

los

siguientes:

15.1 Riego: Se regaron todas las macetas manteniendo la capacidad de campo en un 60%, esto equivale a mantener 88 ml H20/maceta (punto 9.6).

15.2 Observaciones: Se observaron diferencias contrastantes entre unas macetas y otras en lo referente al número de plántulas de pasto emergidas. Se estimó un buen desarrollo de hongos debido a las condiciones favorables de humedad y temperatura que albergaban dentro de alsmacetas cubiertas por el plástico de polietileno. Posteriormente, después de descubrir las macetas, los hongos menguaron su presencia en gran medida. Después de sembrar las macetas, estas se cubrieron con plástico de polietileno para evitar algún tipo de contaminante arrastrado por el aire, y así estuvo hasta la emergencia de la soya, esto ocumó aproximadamente a los nueve días después de la siembra (Ferguson & Woodhead. 1982).

15.3 Recolección de datos: en el día nueve después de la siembra, se registró el número de matas de pasto por maceta y el número de plhtulas de soya también por maceta. Esta informaci6n se encuentra en la tabla 5.

16. Cuidados y recoleccidn de datos después de la emergencia hasta la cosecha.

Después del día nueve, las macetas

se

descubrieron del plástico de polietileno.

16.1 Riego. Se supervisaba que cada maceta conservarS. la humedad al 600h de su

capacidad de campo (ver punto 9.6); el riego se realizaba vertiendo el agua

en

el platillo

escurridor de la maceta, el agua subía por capilaridad y de esta

manera

se evitó el riesgo de que los microorganismos se perdieran o se lixiviaran.

16.2 observaciones. En esta etapa se observó el crecimiento de plantas diferentes a la soya y el pasto sembrado, se dejó que continuaran su desarrollo. La diferencia de densidades de pasto en als macetas variaba mucho, existían macetas con gran número de matas de pasto y había otras sin una sola mata de pasto. También se observó que existen suelos que requerían mhs agua que otros para mantener su nivel óptimo de capacidad de campo (ver 9.6).

16.3 Recolección de Datos. A partir del día 56 después de la siembra, se volvió a es- timar el número de plantas de pasto existentes en cada maceta; esta información se encuentra disponible en la tabla 5.

17. Cosecha de la soya:

le hace un corte en el cuello de la planta quedando con esto el follaje y la raíz separados ( Ferguson, 198 1).

17.1 Proceso para conservar el follaje de la soya. Inmediatamente después de que se

se cortó la raíz a la planta, el follaje generado en cada maceta (cada maceta tiene generalmente de dos a tres plantas) se envolvió a modo de rollo en un cuarto de hoja de papel de estraza, se engrapó con dos grapas, una en cada extremo; a cada rollo

se

le anotó: fecha, número de plantas existentes en cada rollo, la clave respectiva de cada maceta de donde procede el follaje, el número de acomodo aleatorio de la maceta (ver punto 14). Posteriormente, después de anotar estos datos, se pesaron los rollos con el follaje (este dato también se anota en los rollos) y se pusieron a secar en una estufa de

secado a 5OoC durante dos

días;

ya seca la planta,

se

les tomó su peso seco e igualmente se le moth este dato al respectivo rollo. Posteriormente se registró toda la información (punto 17.5) y se guardaron los rollos en forma ordenada y en un lugar fresco y seco.

17.2 Proceso para la Conservación de las raíces. La intención es que posteriormente se pueda examinar nodulación de Bradyrhizobium y la colonización micorrizica; para esto, es necesario preparar FAA (solución fijadora):

700 m1 de agua destilada. 100 ml de alcohol etílico. 1 0 0 ml de hido a&ico glacial 200 ml de formol.

Las

raíces se _{introducen en bolsas con la} misma informadm anotada en los rollos del follaje (ver punto 17.2), anotando en este

caso

el número de raíces c o n s e r v a d a s .

Las bolsas con las

raíces

son

cerradas

herm6ticamente con un sellador a base de calor y se almacenan de manera ordenada

sin

temor a que

se

deterioren con el tiempo; con esto las raíces quedan listas para posteriormente ser teiridas (Phillips BE Hayman, 1970).

17.3 Replantación del Pasto: cuando se separaron las plantas de soya ( punto 17), el

Pasto de cada maceta se volvió a plantar en su misma maceta, con la intención de que

se

siga desarrollando, pues como vimos en la introducción este pasto es

una

excelente “planta trampa” para el hongo micorrízico, es por esto que

es

de tanto interés que se siga desarrollando y así, posteriormente, ser objeto de un estudio a prohndidad a cerca de los hongos miconízicos nativos de cada localidad muestreda; estos pastos dan lugar a muchas vertientes de investigación que será necesario analizar con mayor detenimiento; por el momento la tarea de este servicio social sólo consiste en dejarlo listo para que continúe desarrollándose.

17.4 Colecta de datos. Son cinco criterios los que se utilizaron para determinar el suelo más idóneo para producir el inóculo, siendo el desarrollo de la soya y el pasto los indicadores que nos permitieron hacer la adecuada selección. Los criterios heron los siguientes:

A) Número de plántulas de pasto por maceta, a los nueve días después de la siembra.

B) Número de plántulas de soya emergidas por maceta, a los nueve días después de la siembra.

C)

Número de plantas de pasto existentes por maceta a los 56 días después de la siembra.

D)

Número de plantas de soya vivas a los 90 días. E) El peso seco del follaje de la soya.

ACTIVIDADES REALKADAS

macetas X

Cuidados diarios de las plantas

x x x x

Toma de datos en la

emergencia de las plantas

X

Toma de datos previos a la

cosecha X

cosecha de la soya

y

replantacih del pasto X

:Almacenaje y conservacih de

ifollaje de soya y raices de pasto X

‘Elaboracih del reporte final

x x x x

OBJETIVOS Y METAS ALCANZADAS

RESULTADOS

Las

plantas de soya cosechadas no presentaron rasgos patológicos que permitieran sospechar la

existencia de enfermedades. Los microorganismos existentes en estos suelos son “no patógenos” y no parecen haber inhibido la simbiosis micorrízica (Ferguson, 1981).

Las macetas con suelos no esterilizados (SNE) tuvieron menor número de matas de pasto que las macetas con suelos esterilizados

(SE).

En la emergencia de pasto entre los

S N E

y los SE la diferencia fue muy baja (de 2.18%), a los 56 días la diferencia en el número de matas de pasto aumento (la diferencia &e de 36.3% en favor de las macetas con suelos esterilizados); con esto, podemos ver que los efectos producidos en el pasto por la esterilización se manifiestan más claramente hasta después de la emergencia ( Gráfica 1 y Tablas 6 y 7).

Las

macetas con SNE tuvieron menor emergencia de plantas de soya (con diferencia del 10.38% Tablas 6 y 7) en comparación con las macetas de SE; en el conteo realizado a los 56 días, la diferencia en el número de plantas de soya fue de 13.3% en favor de los suelos esterilizados. Por lo tanto, se puede decir que la esterilización favorece a

l a s

plantas de soya en el sentido de que son más las plantas que emergen, además de que mayor número de plantas llegan a estado adulto, posiblemente por la presencia de

organismos patógenos en los

SNE,

reduciendo con esto la posibilidad de que mayor número de plantas emerjan, y que en el transcurso del desarrollo vayan pereciendo (ver gráfica 3).

De manera global, de las 5 mejores subzonas pertenecientes a

SNE

que presentaron mayor número de plantas de soya, dos son de San Jod Mezapa Edo. de Méx. y las 3 restantes son de Santa Catarina Edo. de Morelos. Y de las cinco subzonas pertenecientes a

SNE

que presentaron menor número de plantas de soya, todas son de Santa Catarina Edo. de Morelos (Tabla 6).

De manera global, de las cinco subzonas que generaron mayor biomasa, dos son de

San

José Mezapa Estado de México y tres de Santa Cahrina Estado de Morelos. Por otra parte, las cinco subzonas que generaron la menor cantidad de biomasa, todas heron de Santa Catarina ( Tabla 6).

Las

macetas con SNE generaron mayor biomasa en la soya que aquellas con

SE

(encontrándose

una

diferencia de 24.67%), dado que la única diferencia entre SNE y SE es la presencia de microorganismos es razonable atribuir a los microorganismos este incremento en la biornasa, más especificamente los microorganismos simbiontes. Cabe mencionar que la esporulación miconízica aumenta desproporcionadamente conforme el volumen de la maceta aumenta, esto quiere decir que de haber sido más grandes las macetas la diferencia de biomasa hubiera podido ser mayor (Ferguson,

J. J.

1981) (Ver gr&a 2).

Comparando subzonas de cultivo con subzonas no perturbadas, tanto con SNE como con SE, no se encontraron diferencias mayores a 3.6% en los diferentes puntos considerados en este experimento ( Tablas 1, 2, 9 y 10); esto significa que las subzonas de cultivo y las subzonas no perturbadas son una misma entidad hablando microbiológicamente (siempre y cuando las subzonas a comparar sean zonas aledafias).

La tabla 9 y 10 son muy parecidas,, no variando más de 3.5% en sus valores respectivos entre tabla y tabla. Justificándose, de esta manera la afirmación de que no existe diferencia importante entre suelos de subzonas de cultivo y los suelos de subzonas no perturbadas.

Evaluación de la emergencia y sobrevivencia de Chloris gayana y Glicine max en suelos de

Santa Catarina estado de Morelos, San

José

Mezapa estado de México.

Sintesis de la tabla 5. Evaluación de la emergencia y sobrevivencia de

Chloris gayana y Gliune

max

en suelos de Santa Catarina Morelos, y San

José

Mezapa estado de México. (Suelos no esterilizados).

Pasto soya pasto =Y= Pes. Sec.

Clave 90 d. PKm. 90 d. Prom Prom. 56 d Prom. 90 d. Prom.

Tabla 6

Sintesis de la tabla 5. Evaluaci6n de la emergencia y sobrevivencia de

Chloris gayana y Glicne max en suelos de Santa Catarina Morelos, y San

Jose

Mezapa estado de

MBxico.

(Suelos esterilizados).

SIGNIFICADO DE LAS CLAVES Y ABREVIACIONES UTILIZADAS EN LOS RECUADROS. DE L A S ,TABLAS 5, 6 Y 7

-Número de plantas de pasto por

I

Indica el número de muestra.

U

56 dlas maceta a

los

56 dias de la siembra.

lmaceta

Indica la clave asignada a cada pasto Número de plantas de pasto

zona de la que proceda.

U

/maceta a los 56 días de la siembra.

Clave maceta, dependiendo de la sub- prom 56 d promedio por maceta por subzona

Indica el número aleatorio asignado Número de plantas de soya por

Núm. a cada maceta. Cada uno de estos maceta a los 90 días de

la

siembra.

P

aleatorio números es uniw I/macet

I

I

N.

Past.

por maceta al 90 dla de la siembra. promedio por maceta por subzona

90.

Día

Indica el número de plantas de pasto Número de plantas de soya

lmacet

Número de plantas de pasto promedio Peso seco del follaje de las plantas

Past0

a

los

90 días de la siembra.

..

prom 90 d

dla de la siembra. lmaceta /maceta

por maceta por subzona al noveno de soya por maceta. Peso en grs.

N.

Soya

NSrmero de plantas de soya promedio por

=Ya

por subzona. Peso en grs.

,/macet

,

Número de plantas de soya por maceta Peso seco promedio del

90.

Día

al noveno dla de la siembra. follaje de soya por maceta

prom 90 d

siembra. /maceta

maceta por subzona al noveno dla de la

Cuadro 1

Tabla comparativa entre suelos no esterilizados y suelos esterilizados (ver puntos 7.1 y 7.2)

.

_{Subzonas de Cultivo:}

en % A,E,F,I,K,M,Ñ. '

B,C,D,G,H,J,L,N.

Diferencié Subzonas No Perturbad

Densidad de pasto promedio por maceta a

los

9 dias, siendo: 1= escasas plantas de pasto, 1.5 = abundante cantidad de pa3

2=

muy abundante

2.18% 1 S277 puntos

1.4944 puntos

Peso seco de soya generado por maceta

13.30% 2.858 plantas soyalmacc

2.477 plantas soyalmacc por maceta a

los

90 dias

Número de plantas de soya promedio

36.30%

204.9 plantas de pasto

130.4 plantas de pasto por maceta a

los

56 días

Número promedio de plantas de pasto

10.38% 2.5 plantas de soydmac

2.233 plantas soyalmace por maceta a

los

9 días

Número promedio de plantas de soya

a los 92 dias 0.7432 g I maceta 0.56 grs. I maceta 24.67%

~ ~-

Tabla comparativa entre subzonas de cultivo y subzonas no perturbadas en "suelos no esterilizados (ver Dunto .l

1"

Subzonas de Cultivo:

A,E,F,I,K,M$. B,C,D,G,H,J,L,N.

Subzonas No Perturbac

Densidad de pasto promedio por maceta a los 9 días, siendo: 1

=

escasas plantas de pasto, 1 .S

=

abundante cantidad de pa:

Peso seco de soya generado por maceta

2.477 plantas soya/m. 2.435 plantas soya/m. por maceta a Número de plantas de soya promedio los 90 días

130.42 plantas pastolm. 125.64 plantas pastolm por maceta a los 56 días

Número promedio de plantas de pasto 2.2 plantas soydm. 2.23 plantas soya/m. por maceta a los 9 dias

Número promedio de plantas de soya 2= muy abundante

1.494 Puntos 1.493 Puntos

a

los

92 días _{0.75 grs./maceta 0.745 grslmaceta}

Tabla 9

Tabla comparativa entre subzonas de cultivo y subzonas no perturbadas la comparacih se hace entre suelos esterilizados (ver punto 7.2)

liferencia m 016

0.06%

1.26%

3.60%

1.68%

0.60%

Subzonas de Cultivo:

en % A,E,F,I,K,M,Ñ.

B , C , D , G , H , J , L , N .

Diferencia Subzonas No Perturbad

Densidad de pasto promedio por maceta a

los

9 días, siendo: l = escasas plantas de

pasto, 1 .S

=

abundante cantidad de pa:

Peso seco de soya generado por maceta 2.8557 plantas soydm 2.8583 plantas soydm 0.09% por maceta a Número de plantas de soya promedio los 90 días

O.

18% 204.913 plantas pasto

205.288 plantas pasto por maceta a Número promedio de plantas de pasto

los

56 días

2.70% 2.491 plantas soya/m

2.56 plantas soyalm. por maceta a los 9 días Número promedio de plantas de soya

2= muy abundante 1.532 Puntos. 1 S277 Puntos. 0.28%

a los 92 dias _{0.5522 grslmaceta 0.5598 grslmaceta 1.35%}

Tabla comparativa entre suelos no esterilizados y suelos esterilizados erteneciendo todos estos suelos a "subzonas de cultivo"

Suelos No Esterilizados Subzonas: A,B,C,D,E F,G,H,I,J,K,L,M,N,~. Densidad de pasto promedio por maceta

a los 9 días, siendo: 1= escasas plantas de

pasto, 1.5

=

abundante cantidad de pagl.4935 Puntos. 2= muy abundante

Número promedio de plantas de soya por maceta a los 9 días

Número promedio de plantas de pasto

2.21 plantas soya/ m.

2.43589 plantas soya por maceta

a

los 90 dias

Número de plantas de soya promedio

125.642 plantas pasto por maceta a los 56 días

Peso seco de soya generado por maceta

a los 92 días 0.750 ars/maceta

Suelos Esterilizados Subzonas: A,B,C,D,E, F,G,H,I,J,K,L,M,N,Ñ.

1 S32 Puntos

2.56

plantas soyal m.

205.28 plantas pasto

2.8557 Dlantas sova

3.5522 ars/maceta

-

Diferencia en %

2.50% 13.90%

-

38.80% 14.70%

-

26.40% Tabla 11

Tabla comparativa entre suelos no esterilizados y suelos esterilizados Perteneciendo todos estos suelos a "subzonas no perturbadas"

Suelos No esterilizados Diferencia Suelos Esterilizados

Subzonas: A,B,C,D,E Subzonas: A,B,C,D,E, en % F,G,H,I,J,K,L,M,N,~J. F,G,H,I,J,K,L,M,N,Ñ.

Densidad de pasto promedio por maceta a

los

9 días, siendo: 1

=

escasas plantas de pasto, 1.5 = abundante cantidad de pas

Peso seco de soya generado por maceta

13.30% 2.858 plantas soya/ m

2.4777 plantas soyalm por maceta a los 90 días

Número de plantas de soya promedio

36.30% 204.91 plantas pasto/m

130.42 plantas pastolm por maceta a los 56 días

Número promedio de plantas de pasto

10.30% 2.491 plantas soya / m

2.233 plantas soydm por maceta a los 9 dias

Número promedio de plantas de soya

2=

muy abundante

2.10% 1 S277 Puntos

1.4944 Puntos

a

los

92 días _{0.7453 grs./maceta 0.5598 grs. / maceta 24.89%}

6

m

r

O

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I

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m O m

8

m (u T Y

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