Bacterias diazótrofas microaerófilas y hongos de micorriza arbuscular asociados a sistemas agroforestales en dos unidades fisiográficas del departamento del Guaviare

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BACTERIAS DIAZÓTROFAS MICROAERÓFILAS Y HONGOS DE MICORRIZA ARBUSCULAR ASOCIADOS A SISTEMAS AGROFORESTALES EN DOS UNIDADES FISIOGRÁFICAS DEL

DEPARTAMENTO DEL GUAVIARE

MÓNICA ALEJANDRA TORRES BÁEZ

PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS

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NOTA DE ADVERTENCIA

Artículo 23 de la Resolución Nº 13 de julio de 1946

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AGRADECIMIENTOS

A Dios, por brindarme la salud y permitirme obtener todos los logros que han sido de gran importancia en mi vida.

A mis padres y hermanas, porque he recibido de ellos apoyo incondicional en todos los momentos en que lo he requerido y a toda mi familia porque su compañía y apoyo me dan fortaleza para seguir adelante en cada uno de mis proyectos.

A la Clara Patricia Peña, M. Sc, porque sus enseñanzas fueron vitales en el desarrollo del presente trabajo.

A Gladys Cardona, M. Sc, por permitirme desarrollar este proyecto, por su asesoría y colaboración.

A todas las personas del Instituto Amazónico de Investigaciones Científicas –SINCHI, por su apoyo en los momentos necesarios.

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Resumen

El papel de los microorganismos en el ciclaje de nutrientes en el suelo es fundamental, ya que pueden hacer asimilable diferentes elementos y producir sustancias benéficas para las plantas. En los suelos amazónicos se han establecido arreglos agroforestales para mejorar el rendimiento del suelo, debido a su diversidad de especies y a la alta cantidad de biomasa que se produce en el establecimiento de los arreglos, que imita en gran medida los procesos que mantienen la fertilidad en los bosques.

En el presente estudio se contrastó la abundancia de dos poblaciones microbianas relacionadas con los ciclos del nitrógeno y fósforo en el suelo (bacterias diazótrofas microaerófilas y hongos micorriza arbuscular) asociadas a la rizósfera de sistemas agroforestales presentes en dos unidades fisiográficas del departamento del Guaviare: Tierra Firme y Vega del Río. Además, se evaluó la capacidad metabólica de cepas de bacterias diazótrofas microaerófilas aisladas como potenciales fijadoras de nitrógeno y productoras de ácido indol acético. Se encontraron diferencias estadísticas en la abundancia de las poblaciones microbianas estudiadas, siendo mayores en Tierra Firme. Igualmente se evidenció en las cepas estudiadas la capacidad de reducir el acetileno a etileno y la de producir ácido indol 3 acético. En relación con los hongos de micorriza arbuscular, se determinó la presencia de los géneros Glomus, Archaeospora, Scutellospora y Gigaspora.

El estudio corrobora el potencial de la biota en el aporte y movilización de nutrientes en el suelo frente a su limitada fertilidad, lo que constituye una base para proponer alternativas para la recuperación de suelos degradados de la Amazonía.

Introducción

En suelos amazónicos se han implementado diferentes formas de policultivos, entre los encontramos los sistemas agroforestales, que presentan un conjunto de interacciones positivas entre diferentes componentes vegetales para obtener productos y beneficios agrícolas, forestales, animales, ambientales y sociales (Pérez et al., 2006; Ávila, 1999; Torquebiau, 1990).

En Guaviare se promueve la intervención de los suelos mediante el establecimiento de arreglos agroforestales en las dos unidades fisiográficas presentes en el departamento: “Tierra Firme” y “Vega del Río” (Ávila, 1999).

Desde esta perspectiva es importante la realización de un estudio de los parámetros fisico-químicos y microbiológicos de los suelos donde se desarrollan estos sistemas, dadas las condiciones edáficas de los suelos. Se sabe que los microorganismos cumplen un papel fundamental en los suelos, son benéficos, participan en los ciclos biogeoquímicos, producen metabolitos secundarios, ejercen control biológico y son utilizados como indicadores de fertilidad del suelo (Nogales, 2005).

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de estos dos grupos microbianos y su relación con algunos parámetros fisicoquímicos de sistemas agroforestales en dos unidades fisiográficas del departamento del Guaviare.

Justificación-Planteamiento del Problema

En la región Amazónica encontramos dos grandes unidades de paisaje: Tierra Firme y Vega del Río. Los suelos de Vega del Río presentan texturas francas a arcillosas, sufren inundaciones frecuentes y presentan fertilidad media (SINCHI, 2007; SINCHI, 2010). Por otra parte, los correspondientes a Tierra Firme, son suelos de tipo arcilloso y arcilloso-arenoso. Se caracterizan por ser de baja fertilidad y tener contenidos altos de aluminio intercambiable con una importante susceptibilidad a sufrir procesos de erosión y degradación (SINCHI, 2009).

Debido a las condiciones de los suelos en la región se han establecido ciertas estrategias de producción, como la implantación de sistemas agroforestales que han buscado favorecer el desarrollo de diferentes cultivos. Dentro de las estrategias para el mejoramiento de estos sistemas de producción se encuentra el uso de abonos orgánicos. Junto con este tipo de abonos, en diferentes cultivos y agroecosistemas, ha sido analizada la incorporación de microorganismos benéficos del suelo de los grupos: bacterias diazótrofas microaerófilas y hongos de micorriza arbuscular (HMA), entre otros (SINCHI, 2010). Estos dos grupos son importantes en el aumento de la disponibilidad y movilidad de nutrientes hacia la planta. Sin embargo estos grupos no se han estudiado en sistemas agroforestales presentes en las dos unidades fisiográficas del departamento del Guaviare.

En este sentido este proyecto se enfoca en el estudio de microorganismos de los ciclos del nitrógeno y del fósforo asociados con cultivos bajo prácticas agrícolas que contribuyan a su mantenimiento y a la conservación de la biodiversidad. Surge así la siguiente pregunta de investigación: ¿Cuál es la abundancia de las poblaciones de bacterias diazótrofas microaerófilas y HMA para sistemas agroforestales en dos unidades de paisaje del departamento del Guaviare: Vega del Río y Tierra Firme?

Marco Teórico

Suelos de la Amazonía

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los materiales parentales del suelo (Cortes e Ibarra, 1981; Cortes, 1979). Los suelos de esta región se caracterizan por ser ácidos, presentar altas concentraciones de aluminio e hidrógeno. Tienen un nivel bajo de fertilidad y han sido señalados como suelos diferentes en la constitución, características y capacidad de utilización en comparación con aquellos de los ecosistemas andinos o de las áreas costeras (SINCHI, 2010; González, 1981; Murcia, 2003).

En el departamento del Guaviare encontramos dos grandes unidades de paisaje: 1) Tierra Firme, conformado por superficies planas a ligeramente planas, onduladas, producto de la disección de una antigua planicie fluvio-marina. El drenaje es pobre a moderado, se caracterizan por ser suelos de baja fertilidad y con contenidos altos de aluminio intercambiable; 2) Vega del Río que son suelos cuyo material de origen son sedimentos transportados por los ríos y por lo general contienen apreciable cantidad de minerales alterables (SINCHI, 2010).

Sistema agroforestal

El establecimiento de sistemas agroforestales es una alternativa válida para fomentar la producción animal y vegetal así como diversificar el germoplasma de diferentes especies.

Consiste en cultivar en una determinada área de la finca diversas especies, para usos diversos y para aprovechamiento en un amplio rango de tiempo, lo cual asegura la disponibilidad de productos para mejorar la seguridad alimentaria y generar ingresos económicos durante varios años (Pérez et al., 2006; SINCHI, 2009).

Los sistemas agrosforestales establecidos en la región norte amazónica Colombiana, parten del establecimiento inicial de especies de corto rendimiento como maíz, yuca, en algunos casos se cultivan otras especies hortícolas; a partir de este uso previo del suelo, se establecen especies de frutales nativos como el arazá y la cocona y especies maderables de alto valor económico de la Amazonía (Pérez et al., 2006; SINCHI, 2009).

Ventajas

Este es un sistema de uso del suelo más adecuado que los monocultivos, ya que se cultivan diversas especies de Pancoger, frutales y especies maderables las cuales generan al suelo mayor cantidad de biomasa (hojas, tallos, flores, ramas, etc.) que al descomponerse permite mayor reciclaje de nutrientes y mayor aporte al suelo de los nutrientes que extraen las plantas, necesarios para su desarrollo y producción (Pérez et al., 2006; SINCHI, 2009).

Tipos

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Bacterias Fijadoras de Nitrógeno

La fijación de nitrógeno atmosférico es mediada principalmente por organismos procariotas, en los que se incluyen bacterias (Sylvia et al., 2005).

Los bacterias fijadoras de nitrógeno, pueden ser de vida libre, en donde participan géneros aerobios como Azotobacter, Beijerinckia, Derxia, Azoarcus, Pseudomonas., Gluconacetobacter; algunos anaerobios facultativos como Bacillus, Enterobacter, Citrobacter, Klebsiella, Escherichia; otras que son microaerofílicos como Azospirillum, Herbaspirillum, Acidothiobacillus, Burkholderia, Aquaspirillum, o anaerobios estrictos como Clostridium y Desulfovibrio. Otro tipo de bacterias fijadoras son las que pueden formar asociaciones simbióticas con plantas generando nódulos en las raíces, en este caso encontramos el género Rhizobium, que ha sido ampliamente estudiado por ser una bacteria con altos rendimientos de fijación cuando está asociada a la planta (Sylvia et al., 2005; Park et al., 2005). Todos los microorganismos diazótrofos tienen la capacidad de sintetizar la enzima nitrogenasa, que cataliza el proceso de fijación biológica del elemento (Sylvia et al., 2005; Campbell, 1987; Atlas y Bartha, 2002).

Hay diferentes reservorios de nitrógeno como el nitrógeno molecular (N2) y el contenido en combustibles fósiles, cuya utilización es restringida sólo a ciertos microorganismos. La fijación biológica de nitrógeno, que consiste en la reducción de N2 en dos moléculas de amonio (NH+4), es el segundo proceso biológico más importante en la Tierra después de la fotosíntesis y es este producto final el que es asimilado por diferentes grupos de organismos, entre ellos las plantas (Sylvia et al., 2005; Atlas y Bartha, 2002).

La fijación de nitrógeno se puede evaluar por varios métodos, algunos indirectos como el análisis de reducción del acetileno. Esta molécula es estructuralmente homóloga a la de nitrógeno atmosférico por la presencia de un triple enlace. La nitrogenasa rompe el triple enlace y produce etileno gaseoso que se puede cuantificar mediante cromatografía de gases. La reducción de cuatro moléculas de acetileno equivale a la reducción de una molécula de nitrógeno, debido a que el primer proceso requiere 2 electrones, mientras que el segundo requiere de 8 electrones (Sylvia et al., 2005).

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diazotrophicus, Azospirillum sp., Herbaspirillum sp. y Azotobacter sp. (Rojas et al., 2009; Perrig et al., 2005; Soberón et al., 2005).

Han sido descritas tres vías que dependen de triptófano (Trp) para la síntesis de la auxina; la vía Acido indol 3-pirúvico (AIP), la vía del Indol 3-acetamida (AIM), y la vía de la Triptamina (Tam). En general, la magnitud de expresión de alguna de estas vías depende de las condiciones del crecimiento bacteriano. En presencia de triptófano la vía predominante es la del acido indol-3-piruvico (AIP) y de manera secundaria la vía de la de indol 3-acetamida (AIM) (Soberón et al., 2005).

Ecología de las Bacterias Fijadoras de Nitrógeno

Diferentes factores pueden limitar el crecimiento de las bacterias y restringir o facilitar el proceso de fijación de nitrógeno:

Uno de estos factores es la fuente de energía para el crecimiento de los diazótrofos; en general, a excepción de las bacterias fotótrofas y las cianobacterias, todas las bacterias fijadoras de nitrógeno requieren fuentes de energía orgánicas o inorgánicas. Esto se debe a que la activación de la nitrogenasa es un proceso altamente energético (se requieren aproximadamente 16 moléculas de ATP para fijar una molécula de N2) Las fuentes de carbono descritas para el proceso de fijación incluyen desde el metano (CH4) hasta carbohidratos complejos, dependiendo de la naturaleza del microorganismo diazótrofo (Sylvia et al., 2005). Otro de los requerimientos por parte de las bacterias fijadoras de nitrógeno son los elementos traza, como molibdeno, vanadio e hierro para la producción de MgATP, debido a que el magnesio es un co-factor importante en la expresión de la nitrogenasa (Sylvia et al., 2005).

El proceso de fijación de nitrógeno, debido a que es un proceso altamente energético para la célula sólo se activa cuando los niveles de nitrógeno asimilable (amonio, nitrato y nitrógeno orgánico) son bajos en el medio ambiente.

La concentración de oxígeno (O2), aunque no afecta las bacterias afecta el proceso de fijación. Si bien hay bacterias que utilizan mecanismos para proteger la nitrogenasa, hay bacterias que en presencia de altas concentraciones de O2 pueden no fijar nitrógeno (Sylvia et al., 2005; Atlas y Bartha, 2002). El pH es otro factor que puede afectar el crecimiento de algunas bacterias fijadoras además de afectar la fijación biológica de nitrógeno. Los valores de pH neutro o ácido favorecen el crecimiento de las diazótrofas, hay reportes de bacterias como Azotobacter chroococcum o

Azotobacter vinelandii que crecen adecuadamente a pH neutro y otras como del género de

Beijerinckia que crecen a pH ácido (Atlas y Bartha, 2002).

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por la alta cantidad de micronutrientes y se han reportado como eficientes en la recuperación de bacterias diazótrofas.

Las bacterias fijadoras de nitrógeno son uno de los grupos microbianos conocidos como ayudadores de la micorriza por los múltiples beneficios que aportan a esta asociación; el mejoramiento de la disponibilidad de nutrientes y el favorecimiento en el establecimiento de las micorrizas (Barea et al., 2002).

Micorrizas

La palabra micorriza se origina del griego myco, que significa hongo y rhiza, que significa raíz. Etimológicamente se define como asociación mutualística entre algunos hongos del suelo y la raíz de la mayoría de las plantas.

En esta asociación simbiótica, la raíz sirve como puente entre la planta y el suelo y a su vez, el micelio del hongo micorrizógeno actúa como puente entre la raíz y el suelo. En consecuencia, la micorriza, como órgano de absorción y translocación de agua y nutrientes, es una de las más sobresalientes adaptaciones de la raíz para desenvolverse adecuadamente en el ambiente edáfico (Smith y Gianinazzi-Pearson, 1988).

Son muchas las ventajas que brindan las asociaciones micorrizógenas, entre ellas están el aumento de la productividad vegetal, el aprovechamiento eficiente de los fertilizantes, la tolerancia a estrés hídrico, la regeneración de comunidades vegetales naturales, la reforestación, la recuperación de suelos degradados y la tolerancia a patógenos edáficos (Peña-Venegas y Arias, 2002). Una de las actividades de mayor impacto en la asociación micorrícica es el aumento en la movilidad del fósforo hacia la planta.

El fósforo es un elemento esencial en todos los sistemas vivos. Forma parte de moléculas de importancia como los ácidos nucléicos, fosfolípidos, los azúcares fosfatados y de la molécula de ATP, indispensable para todos los procesos energéticos de las células. Sin embargo el fósforo no es un elemento abundante en la ecósfera y a menudo llega a ser limitante. Su disponibilidad está restringida por su tendencia a precipitar con iones de calcio y magnesio a pH neutro o alcalino y con hierro y aluminio a pH ácido, formando fosfatos insolubles y no disponibles para la planta. Las micorrizas pueden exhibir diferentes mecanismos para la solubilización o movilización del elemento (Smith y Gianinazzi-Pearson, 1988; Oehl et al., 2008; Janos, 1983):

- Solubilización de fosfatos inorgánicos a través de la producción de ácidos orgánicos liberados al suelo en la micorrizósfera.

- Cambios morfológicos y fisiológicos en las plantas que provocan un aumento en la superficie de absorción.

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Acaulosporaceae, Diversisporaceae y Gigasporaceae; Glomerales, en los que se encuentran las familias Glomeraceae (Glomus grupo A) y Glomeraceae (Glomus grupo B); Archaeosporales, con las familias Archaeosporaceae, Geosiphonaceae y Paraglomerales con la familia

Paraglomeraceae (Schübler et al., 2005). El número de especies dentro de la división es de aproximadamente 214 (Oehl et al., 2008) dada la dinámica en la taxonomía de este grupo.

Ecología de los HMA

Hay factores que afectan los hongos de micorriza arbuscular, entre ellos, la acidez, la textura, el contenido de materia orgánica y la concentración de fósforo (Janos, 1983; Sieverding, 1984). Aunque algunos autores consideren que los HMA son tolerantes a la acidez se ha demostrado que hay favorecimiento en la formación de micorrizas arbusculares en pH´s neutros. Las concentraciones de fósforo pueden afectar también el establecimiento de los HMA. Se sabe que las concentraciones bajas de este elemento tienden a generar simbiosis efectivas (Sieverding, 1984).

Los hongos de micorriza arbuscular tienen la capacidad de producir una glicoproteína llamada glomalina, que favorece las concentraciones de carbono en el suelo (Rilling et al., 1999).

La textura del suelo es otro factor que puede afectar el establecimiento de HMA. Se ha demostrado que la mayor sensibilidad la presentan en suelos arcillosos, debido principalmente por la poca disponibilidad de oxígeno y bajo drenaje de estos suelos que favorecería la anaerobiosis en algunas zonas, afectando la viabilidad de los propágulos (Ianson y Allen, 1986).

Antecedentes de Estudio

Varios autores presentan la importancia de determinar la fijación de nitrógeno en suelos del trópico, en especial de suelos amazónicos, debido a que estos son suelos de baja fertilidad, ácidos y con alta saturación de aluminio y es necesaria la distribución de poblaciones microbianas que aporten a las plantas fuentes asimilables de nutrientes (Peña-Venegas y Arias, 2002; Döbereiner, 1997; Kass

et al., 1997).

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En 1997, Baldani y colaboradores presentan la distribución de bacterias fijadoras de nitrógeno en plantas no leguminosas asociadas a cultivos presentes en el trópico. Reportan géneros como

Azospirillum, Herbaspirillum, Azoarcus, y Burkholderia (Baldani et al., 1997).

En el 2006 Soares y colaboradores en su trabajo presentan la distribución de la comunidad fijadora de nitrógeno. Ellos evaluaron la ocurrencia y distribución de bacterias diazótrofas asociadas a avena en suelos de Brasil. Este trabajo se realizó mediante técnicas moleculares y microbiológicas, en donde de incluyó el estudio en medios sólidos y semi-sólidos en diferentes usos del suelo, encontrando que las comunidades microbianas fueron afectadas por el tipo de manejo, pues una mejor calidad del suelo dada por la presencia de ganadería, adiciona nuevas fuentes de carbono y por lo tanto se observaron mayores recuentos bacterianos en estos suelos (Soares et al., 2006). Otros estudios han determinado la distribución de hongos de micorriza arbuscular en suelos amazónicos. Velandia en el año 2006, presenta la caracterización de hongos formadores de micorriza arbuscular en el trapecio Amazónico y en San José del Guaviare. En las dos regiones se encontró Glomus sp. y Acaulospora sp.y se encontró alta correlación de colonización micorrizal en sitios con bajos contenidos de fósforo.

En el 2007 Peña-Venegas y colaboradores describen varios morfotipos de esporas de HMA presentes en diferentes coberturas, siendo más abundantes las especies del género Glomus, 11 especies, cuatro especies pertenecientes al género Acaulospora, una especie de Archaeospora, una de Scutellospora y una del género Gigaspora.

En el año 2008, Cardona y colaboradores determinaron el grado de dependencia micorrizal del género Capsicum bajo condiciones naturales diferentes y se reportó el género Glomus como el más abundante para la formación de este tipo de interacción (Soares et al., 2008).

Otro estudio importante fue el realizado por Salamanca y colaboradores. Ellos determinaron la distribución de especies de hongos formadores de micorriza arbuscular nativos de tres especies frutales: Arazá, Borojó y Chontaduro y una pastura en el departamento del Guaviare. Mediante diferentes metodologías como porcentaje de micorrización, extracción y determinación de esporas determinaron también que son abundantes algunas especies de los géneros Glomus, Acaulospora

y Entrophospora (Salamanca et al., 1998).

En 2006 Peña-Venegas y colaboradores identificaron 31 morfotipos, indicando la diversidad de especies de esporas de hongos formadores de micorrizas arbusculares en la Amazonía asociados a los géneros Glomus, Acaulospora, Scutellospora, Archaeospora, Entrophospora y Gigaspora.

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Debido a que no se había estudiado la abundancia de bacterias diazótrofas y hongos formadores de micorriza arbuscular en suelos bajo sistemas agroforestales, en Tierra Firme y Vega de Río se hace importante la implementación del estudio.

Objetivos

Objetivo General

Estudiar la abundancia y versatilidad metabólica de poblaciones de bacterias fijadoras de nitrógeno microaerófilas y hongos formadores de micorriza arbuscular presentes en sistemas agroforestales, establecidos en Vega del Río y Tierra Firme del departamento de Guaviare.

Objetivos Específicos

• Determinar la abundancia de bacterias diazótrofas microaerófilas en sistemas agroforestales del Guaviare y su relación con las características de los suelos de Vega del Río y Tierra firme.

• Determinar la abundancia de hongos formadores de micorrizas arbusculares en sistemas agroforestales del Guaviare y su relación con las características de los suelos de Vega del Río y Tierra firme.

• Evaluar la versatilidad metabólica, actividad nitrogenasa y producción de AIA, de bacterias

diazótrofas cultivables, asociadas con sistemas agroforestales de Tierra Firme y Vega de Río.

Metodología

Muestreo

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de Suelos del Instituto Geográfico Agustín Codazzi (IGAC) y 500 g fueron sometidos a análisis microbiológicos.

Caracterización físicoquímica de los suelos

Se evaluaron los siguientes parámetros: capacidad de intercambio catiónico (C.I.C) y bases intercambiables por el método con acetato de amonio: normal y neutro, fósforo disponible por Bray II (Bray y Kurtz, 1945), acidez Intercambiable por el método con KCl, carbono orgánico total por el método Walkley–Black (Walkley y Black, 1934), textura por Bouyoucos, pH por potenciómetro (relación suelo agua 1:1.) (Andrades, 1996), elementos menores que se determinaron por absorción atómica y nitrógeno total por Kjendahl (Andrades M., 1996).

Recuento de Bacterias diazótrofas microaerófilas

Siembra en medios de Cultivo Semi-sólidos

Se tomaron 10 g de suelo y raíces cortadas, se diluyeron en 90 mL de solución salina estéril 0,85 % obteniendo la dilución 10-1, Esta dilución se incubó a 30 °C durante una hora en agitación constante a 150 rpm. A partir de esta dilución se realizaron diluciones seriadas hasta 10-4. Luego se inocularon 100 µl de las diluciones 10-2, 10-3 y 10-4 de la muestra por triplicado en los medios semi-sólidos Nfb modificado y JMV modificado (Anexo 1) para la determinación de NMP/g de bacterias diazótrofas microaerófilas totales (Weber et al., 1999). Los frascos se incubaron a 30 °C por 5 días o hasta observación de la formación de la película en los medios.

Luego de la realización del recuento de NMP/g se realizaron pases sucesivos a medios semi-sólidos y luego a medios semi-sólidos, según el protocolo de Dobereiner (Cruz y Neira, 2004).

Siembra de colonias de diferente morfología en medio sólido y conservación en crioviales a -70° C.

Se realizó un pase del medio de cultivo Nfb modificado semi-sólido al mismo medio de consistencia sólida y se determinó el número de morfologías prevalentes en cada condición. Estas colonias fueron conservadas en glicerol 30%. Las anteriores suspensiones se conservaron a -70 °C para la realización de los ensayos de ARA y AIA.

Ensayo de reducción de acetileno (ARA):

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Se utilizó un cromatógrafo de gases Hewlett Packard Agilent 4890 D con detector de ionización en llama FID y detector de conductividad térmica TCD, gas de arrastre helio y software de adquisición de datos Clarity Lite.

Se trabajó con la curva patrón: Área = 0,47458 * Concentración de etileno C2H4 (ppm) estandarizada por Mantilla (Mantilla, 2008) y se tomó como cepa de referencia Azotobacter vinelandii. Se tomaron 3 réplicas de cada cepa y se evaluaron diferencias para la producción de etileno entre aislamientos para las condiciones Vega del Río y Tierra Firme, mediante un análisis de varianza univariante.

Se tomó el control stock como una cepa control del banco de cepas del Instituto Amazónico de Investigaciones Científicas SINCHI, aislado por Mantilla (Mantilla, 2008) y reportado como un microorganismo eficiente en la expresión de la actividad nitrogenasa.

Ensayo para la detección de Indoles (AIA) en bacterias diazótrofas microaerófilas.

La detección de esta auxina se realizó mediante el procedimiento descrito por Mantilla, en el cual las bacterias se incubaron en caldo nutritivo (OXOID) con triptófano 0,3 % durante 72 horas, detectando la presencia de la auxina mediante cromatografía líquida de alta precisión (HPLC). Las condiciones de corrida en el equipo de HPLC que se utilizaron en este método son las siguientes: metanol: ácido acético 1%, 55:45, 1.2 ml/min, 20°C, con un TR: 2.599 min y tiempo de corrida de 5 min para permitir la salida de todo el compuesto de la columna y los canales.

Se trabajó con la curva patrón: Área = 14,6592428 * Concentración de AIA (ppm) estandarizada por Mantilla en el 2008. Se tomaron dos réplicas de cada cepa y se evaluaron diferencias significativas para las condiciones ecosistémicas Tierra Firme y vega del Río mediante un análisis de varianza univariante. Se tomaron como cepas de referencia Azotobacter vinelandii y

Azospirillum brasilense.

Recuento de esporas de Hongos de Micorriza Arbuscular

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La descripción hasta especie de las esporas de HMA fue realizada por Clara Peña, del Instituto Sinchi, sede Leticia. Se basó en el uso de las guías publicadas por Peña-Venegas y colaboradores(Peña-Venegas et al., 2006), Schenck & Pérez 1988 e INVAM 2009, tomando como referencia la descripción de morfocaracteres de las esporas aisladas tales como color, tamaño, composición de paredes, conexión hifal y presencia de ornamentaciones entre otros.

Diseño muestral de campo y análisis estadístico

• Abundancia de Bacterias Diazótrofas Microaeófilas

El diseño muestral de campo correspondió a un arreglo factorial de 2 factores con dos niveles cada uno. El factor A son las dos unidades fisiográficas (Tierra Firme y Vega del Río) y el factor B corresponde a los arreglos agroforestales (arazá y cocona). El primer paso del análisis fue determinar la normalidad de la abundancia y debido a que no se presentó normalidad, se realizó la prueba no paramétrica Friedman (Anexo 2) para evaluar las diferencias entre cada uno de los factores evaluados.

Luego de la siembra en el medio Nfb, las bacterias se clasificaron según su morfología y el diseño muestral de campo correspondió a un factorial de 2 factores así: factor A corresponde a las dos unidades fisiográficas (Tierra Firme y Vega del Río) y el factor B corresponde a los arreglos agroforestales (arazá y cocona). Así como en el caso anterior se hizo una prueba de normalidad y debido a que los datos no presentaron normalidad se siguió la prueba de Friedman para determinar diferencias entre cada factor para lo cual se utilizó el paquete estadístico SPSS versión 17.

Para evaluar la relación de las variables fisicoquímicas y la abundancia de las bacterias se hizo un análisis de correlación no paramétrica de Spearman entre la abundancia promedio encontrada en las dos unidades fisiográficas asociados a los dos sistemas agroforestales (arazá y cocona), con sus correspondientes variables fisicoquímicas.

Respecto a la actividades metabólicas, producción de etileno y acido indol acético se determinó la normalidad y se encontró normalidad con la transformación y por lo tanto sobre esta característica se hizo una tabla del análisis de varianza y posteriormente una prueba de Tukey para encontrar diferencias entre las morfologías.

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• Abundancia de Hongos formadores de micorrizas arbusculares (HMA)

El diseño muestral de campo correspondió a un arreglo factorial de 2 factores con dos niveles cada uno. El factor A son las dos unidades fisiográficas (Tierra Firme y Vega del Río) y el factor B corresponde a los arreglos agroforestales (arazá y cocona).

El primer paso del análisis fue determinar la normalidad de la abundancia y debido a que no se presentó normalidad, se realizó la prueba no paramétrica de Kruskal-Wallis (Anexo 6) para evaluar las diferencias entre cada unos de los factores evaluados.

Se utilizó el paquete estadístico SPSS versión 17 para determinar diferencias entre los tratamientos estudiados con un nivel de significancia del 0,05.

Para evaluar la contribución de las variables fisicoquímicas con la abundancia promedio se hizo un análisis de correlación no paramétrica de Spearman entre la abundancia promedio encontrada en las dos unidades fisiográficas asociados a los dos sistemas agroforestales (arazá y cocona), con sus correspondientes variables fisicoquímicas.

Resultados y Discusión de Resultados

Se evaluó la abundancia de bacterias diazótrofas en las dos unidades fisiográficas presentándose diferencias significativas (P<0,0001) y se evidenció un recuento superior en tierra firme (Tabla1). Los datos en la rizósfera de sistemas agroforestales asociados a dos frutos (Arazá y Cocona) mostraron que entre éstos no se evidenciaron diferencias significativas (P =0,438).

Tabla 1. Abundancia promedio de bacterias diazótrofas microaerófilas (BFNm) presentes en las dos unidades fisiográficas, asociados a dos arreglos agroforestales.

Unidad Fisiográfica

Abundancia de BFNm (Log NMP BFNm/g)

Arreglo Agroforestal

Abundancia de BFNm (Log NMP BFNm/g)

Tierra Firme 4,32 a Arazá 4,12 a

Vega del Río 3,42 b Cocona 4,01a

Letras diferentes indican diferencias significativas (α =0,05) entre Unidades fisiográficas. Prueba de Friedman

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Para el caso de los recuentos asociados al medio de cultivo JMV se obtuvieron diferencias significativas (P= 0,014) y se detallaron recuentos superiores para Tierra Firme.

Tabla 2. Abundancia promedio de bacterias diazótrofas microaerófilas en dos condiciones fisiográficas del departamento del Guaviare.

Letras diferentes indican diferencias significativas (α =0,05) entre Unidades fisiográficas. Prueba de Friedman.

Del medio Nfb sólido se obtuvieron 11 morfologías diferentes con las siguientes características macroscópicas: colonias beige, amarillas, traslúcidas, blancas, de bordes regulares e irregulares, elevadas y pegadas al medio, pequeñas y medianas, de textura cremosa y brillante. Microscópicamente se observaron bacilos cortos y delgados Gram negativos y estructuras como quistes, similares a aquellas reportadas para Azotobacter sp.

Para la abundancia relativa se estudiaron los tres factores; la unidad fisiográfica, la rizósfera asociada a las dos especies frutales y las morfologías de bacterias presentando la siguiente tabla:

Tabla 3. Promedio de abundancia relativa de bacterias diazótrofas microaerófilas entre los factores unidad fisiográfica y arreglo agroforestal

Unidad Fisiográfica

Abundancia de BFNm

(NMP BFNm/g)

Arreglo Agroforestal

Abundancia de BFNm

(NMP BFNm/g) Tierra Firme 0,2605 a Arazá 0,22246 a Vega del Río 0,1269 b Cocona 0,1628 a Letras diferentes indican diferencias significativas (α = 0,05). Prueba de Friedman.

Como se observa en la tabla 3 se presentaron diferencias significativas entre las unidades fisiográficas (P= 0,001) al igual que entre la abundancia presente de los 11 morfotipos monitoreados (P<0,0001) pero entre los dos frutos asociados a sistemas agroforestales no se presentaron diferencias (P= 0,285).

Unidad Fisiográfica

Nfb JMV

Abundancia de BFNm (Log NMP BFNm/g)

Abundancia de BFNm (Log NMP BFNm/g)

Arazá Cocona Arazá Cocona

Tierra Firme > 4,38 a > 4,38 a > 4,38 a 4,04 a

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En la tabla 4 se presenta la abundancia relativa promedio para los morfotipos estudiados durante todo el ensayo en las dos unidades fisiográficas.

Tabla 4. Abundancia relativa por morfotipo de bacterias diazótrofas microaerófilas en las dos unidades fisiográficas (Tierra Firme y Vega del Río) del departamento del Guaviare.

Morfotipo Abundancia relativa promedio (UFC (104)/ g

de suelo

1 0,466 ab

2 0,755 a

3 0,06 bc

4 0,003 c

5 0,347 abc

6 0,009 c

7 0,19 bc

8 0,12 bc

9 0,005 c

10 0,079 c

11 0,088 c

Letras diferentes indican diferencias significativas (α= 0,05) entre morfologías. Prueba de Friedman.

Además se presentaron diferencias significativas entre morfologías para cada unidad fisiográfica. Por lo tanto se presentan los recuentos obtenidos entre unidades fisiográficas y para cada morfotipo (Tabla 5).

Tabla 5. Promedio de abundancia relativa de bacterias diazótrofas microaerófilas en cada unidad fisiográfica (Tierra Firme y Vega del Río) del departamento del Guaviare.

Morfotipo. Abundancia relativa promedio (UFC (104)/ g de suelo Tierra Firme Vega del Río 1 0,499 + 0,2 abc 0,432 + 0,04 a 2 0,914 + 0,3 a 0,595 + 0,06 ab 3 0,014 + 0,002 bc 0,112 + 0,01 ab 4 0,005 + 0,001 bc 0 + 0 b

5 0,695 + 0,2 ab 0 + 0 b

(20)

20 

Letras diferentes indican diferencias significativas (α =0,05) entre morfologías. Prueba de Friedman.

Relación de los parámetros fisicoquímicos con la abundancia de las bacterias fijadoras de nitrógeno.

En el anexo 3 se presentan los datos físico-químicos de los suelos asociados a los dos sistemas agroforestales (arazá y cocona) en las dos unidades fisiográficas estudiadas del departamento del Guaviare (Tierra Firme y Vega del Río).

Las mayores correlaciones que presentaron los datos de abundancia de bacterias diazótrofas microaerófilas fue con las concentraciones de aluminio, carbono orgánico total, porcentaje de saturación de aluminio intercambiable y potasio, se presentaron también correlaciones pero en menor proporción con las concentraciones de arcilla, nitrógeno orgánico total y capacidad de intercambio catiónico (Tabla 6). Se presentaron correlaciones negativas con las variables: pH, calcio, sodio, porcentaje de saturación de bases, Manganeso, Hierro, Zinc y cobre.

Tabla 6. Análisis de correlaciones entre los parámetros fisicoquímicos con los datos de abundancia de bacterias diazótrofas microaerófilas realizado por la prueba de Spearman.

Variable Spearman ρ Prob>|ρ | Arcilla 0,74 0,0062*

pH -0,78 0,0029*

Aluminio 1,00 0,0000*

COT 1,00 0,0000*

NOT 0,78 0,0029*

S.A.I. % 1,00 0,0000*

7 0,38 + 0,05 abc 0 + 0 b

8 0,24 + 0,02 abc 0 + 0 b

9 0,098 + 0,01 abc 0 + 0 b

10 0 + 0 c 0,158 + 0,02 ab

(21)

C.I.C. 0,78 0,0029* Calcio -0,94 <,0001* Potasio 1,00 0,0000*

Sodio -0,78 0,0029*

% SB -1,00 0,0000*

Mn -1,00 0,0000*

Fe -1,00 0,0000*

Zn -1,00 0,0000*

Cu -0,78 0,0029*

Dentro de los parámetros estudiados la textura es un factor importante que le da características importantes al suelo, dependiendo de la composición de los diferentes elementos. Los suelos de Vega del Río presentaron textura franco arcillolimosa, mientras que los suelos de Tierra Firme presentaron una textura predominantemente arcillosa.

La fracción de arcilla es importante en un suelo, debido a su alta área superficial, lo que permite la adsorción de iones y facilita el intercambio catiónico favoreciendo el crecimiento microbiano (Amézquita et al., 1990), lo cual es compatible con los resultados obtenidos de los análisis físicoquímicos, lo cual indica que en los suelos donde se encuentra mayor proporción de arcilla, la CIC es mayor, estos suelos corresponden a Tierra Firme (13.2-21.9 meq/100g), en donde se presenta también un mayor recuento de bacterias diazótrofas (de 11000 a >24000 NMP/g de bacterias diazótrofas microaerófilas) en comparación con las obtenidas en Vega del río (CIC: 7.5-7.7 meq/100g; 1310 a 4800 NMP/ g de suelo de bacterias diazótrofas microaerófilas).

La concentración de elementos menores como Fe, Mn, Zn, Cu son importantes en el proceso de fijación de nitrógeno (Sylvia et al., 2005; Atlas y Bartha, 2002). Sin embargo presentan correlación negativa con el NMP de bacterias diazótrofas miroaerófilas (Tabla 6). En vega del río se presenta mayor concentración de hierro (101 ± 24,6) que en Tierra Firme (71,85 ± 8,55) que es donde la abundancia de bacterias diazótrofas es menor. Por el contrario, elementos importantes para el proceso de fijación, como el P y el Mg, no mostraron correlación con el recuento de bacterias diazótrofas microaerófilas.

El hierro es un elemento fundamental para la expresión de la nitrogenasa, debido a que es una de las subunidades que comprenden el complejo enzimático para reducir el N2. Por su parte el fósforo y con ayuda del magnesio que en este caso actúa como co-factor brindan la energía necesaria para el desarrollo del proceso que es altamente energético (Sylvia et al., 2005,).

(22)

22 

En cuanto a las características microscópicas se observaron bacilos Gram negativos y en algunos casos se observó la presencia de quistes, que se presentan en bacterias diazótrofas microaerófilas como mecanismo de protección frente a la difusión de oxígeno y metales pesados por producción de polisacáridos (Atlas y Bartha, 2002) por bacterias diazótrofas como Azotobacter vinelandii o

Azotobacter chroococcum y algunas especies que producen alginato como polisacárido extracelular generando quistes, como mecanismo de resistencia frente a estrés ambiental (Espín, 2010).

Se evaluaron los medios de cultivo Nfb modificado y JMV modificado. Estos medios con manitol (JMV) y ácido málico (Nfb) que fueron modificados durante el presente trabajo adicionando sacarosa y glucosa, respectivamente, como fuentes de carbono son altamente selectivos para bacterias diazótrofas, tal como se evidencia en el trabajo realizado por Jha y colaboradores en el 2009, que demuestran que la formación de la película en el medio indica el crecimiento de bacterias fijadoras de nitrógeno.

Los medios Nfb y JMV han sido reportados para el aislamiento de bacterias fijadoras de nitrógeno, entre otras para las bacterias de los géneros Azospirillum, Pseudomonas, Herbaspirillum y Burkholderia spp. (Pimentel et al., 1991; Roesch et al., 2006).

El medio Nfb vira de amarillo verdoso a azul debido, principalmente a la fijación de nitrógeno, este proceso genera amoniaco como producto mayoritario, lo cual alcaliniza el medio y por eso se observa finalmente el color azul por viraje del indicador presente en el medio; sin embargo este color se observa más en el segundo pase al medio semi-sólido debido a que se genera mayor recuperación de bacterias diazótrofas y además la consistencia del mismo permite que se genere microaerofilia, lo cual hace que se pueda desarrollar la fijación por tensiones más bajas de oxígeno; este último siendo un mecanismo de importancia en la inactivación de la nitrogenasa (Sylvia et al., 2005). Otro factor que puede generar la alcalinización del medio es la conversión del ácido málico presente en el medio a malato (Mantilla, 2008).

Dada la versatilidad metabólica de las bacterias diazótrofas microaerófilas es deseable la identificación de los aislamientos obtenidos, por ello se plantea como una de las recomendaciones del presente trabajo.

El análisis de reducción de acetileno (ARA) se realizó a aquellos aislamientos de Nfb que presentaron morfologías similares en las diferentes condiciones y sistemas agroforestales evaluados.

Versatilidad metabólica

(23)

estudiadas (p<0,0001). Para detectar las diferencias entre las morfologías se hizo una prueba de tukey, la cual se presenta en la tabla 7.

Tabla 7. Producción de etileno mediante el ensayo de reducción del acetileno (ARA) por las diferentes morfologías encontradas.

Cepa Concentración etileno (nmoles etileno/hora /mL de

medio de cultivo)

1 19,81 d

2 32,44 bcd

3 52,79 b

4 9,03 e

5 39,43 bc

6 30,67 bcd

7 41,15 b

8 52,73 b

9 22,73 cd

10 4,46 e

11 5,72 ef

Control Stock 1. 112,2 a

A. vinelandii 10,12 e

Entre las cepas se observaron diferencias significativas (P< 0,0001) (α=0,05), evidenciando la mayor actividad enzimática por la cepas 3, 7 y 8 y la más bajita actividad por las cepas 4,10 y 11 estas últimas inferiores al control Azotobacter vinelandii.

Las cepas 8 y 7 se presentan solamente en la condición ecosistémica Tierra Firme, mientras que la cepa 3 se presenta en las dos condiciones ecosistémicas, por otro lado las cepas 10 y 11 se presentan solamente en la condición ecosistémica vega del río y son además dos de las cepas que presentan menor actividad metabólica, respecto a la producción de la nitrogenasa. Esto es correspondiente con los análisis ya mencionados, pues en tierra firme, que es donde se presenta mayor acidez, mayor concentración de aluminio, son suelos con más baja fertilidad; además de presentar mayor abundancia de bacterias diazótrofas se presenta mayor actividad metabólica por parte de las cepas respecto a la fijación de nitrógeno. El control Stock del banco de cepas del Instituto SINCHI mostró alta actividad enzimática, superior a todas las cepas del presente estudio.

Los valores obtenidos de concentraciones de etileno muestran alta actividad metabólica por parte de las bacterias aisladas haciendo una comparación con el control y analizando también los resultados obtenidos por Carcaño y colaboradores que mostraron actividad de cepas aisladas de rizósfera de maíz y teocintle entre 8,62 y 70,08 nanomoles de etileno/hora/mL (Carcaño et al., 2006) y teniendo en cuenta que ellos hicieron análisis de producción de etileno en condiciones similares a las trabajadas en el presente trabajo.

(24)

24 

Mediante análisis de varianza (Anova) (Anexo 5) para la producción de AIA entre las cepas se observaron diferencias significativas (P< 0,0001). Para detectar entre que cepas exixtieron diferencias para la producción de la auxina se hizo una prueba de tukey, la cual se expresa en la tabla 5. La mayor actividad enzimática la presentaron las cepas 4, 7 y 8 y la menor actividad por las cepas 6, 3 y 1. Las primeras presentes en la condición ecosistémica Tierra Firme. En el trabajo de Carcaño y colaboradores muestran actividad de cepas aisladas de rizósfera de maíz y teocintle entre 2 y 39,11 µg/mL de indol total, valores menores en todos los casos que los obtenidos en este estudio (Carcaño et al., 2006).

Además de presentar mayor actividad respecto a la producción de la nitrogenasa las cepas presentes también en la condición ecosistémica Tierra Firme presentan mayor actividad metabólica, respecto a la producción de AIA, lo cual sigue afirmando los análisis planteados respecto a las condiciones y la necesidad de los microorganismos de presentar actividades metabólicas altas en dicha condición.

Tabla 8. Determinación de producción de la auxina Ácido Indol Acético (AIA).

Cepa Concentración AIA (µg/mL)

1 0,023 d

2 19,021 abc

3 1,55 c

4 92,275 ab

5 16,78 abc

6 7,632 bc

7 58,02 ab

8 51,51 ab

9 31,77 ab

10 12,201 bc

11 11,36 bc

A. brasilense 182,65 a

Abundancia de esporas de hongos formadores de micorriza arbuscular (HMA)

Respecto a la unidad fisiográfica se evidenciaron diferencias significativas (P=0,001), evidenciándose mayor abundancia de esporas en la condición ecosistémica Tierra Firme (Tabla 10). Se analizó también el suelo asociado a sistemas agroforestales para dos frutos (Arazá y Cocona) y en este caso no se presentaron diferencias significativas (P=1).

(25)

Unidad Fisiográfica

Abundancia (N° esporas/100 g se

suelo)

Arreglo Agroforestal

Abundancia (N° esporas/100 g se

suelo)

Tierra Firme 487,42 a Arazá 331,25 a

Vega del Río 144,25 b Cocona 300,42 a

Letras diferentes indican diferencias significativas (α =0,05) entre Unidades fisiográficas. Prueba de Friedman.

Debido a que se presentaron diferencias significativas entre las unidades fisiográficas se estudiaron los resultados de la abundancia obtenida entre Vega del Río y Tierra Firme para los frutos asociados a sistemas agroforestales. Se obtuvieron diferencias significativas en los recuentos asociados a la rizósfera de arazá (P= 0,014) y cocona (P= 0,014), siendo los mayores promedios los reportados para Tierra Firme (Tabla 11).

Tabla 11. Abundancia promedio de HMA asociados a los sistemas agroforestales para cada unidad fisiográfica.

Letras diferentes indican diferencias significativas (α =0,05) entre Unidades fisiográficas. Prueba de Friedman.

La abundancia de esporas de HMA es mayor en Tierra Firme (Tabla 10,11), así mismo el número de morfologías descritas para los HMA (tabla 12). Varios autores como Salamanca y Cano en 2005, Azcón y Barea en 1996 y Barea, Azcón y Azcón-Aguilar en 2002 presentan en sus trabajos la importancia del desarrollo de las interacciones hongos micorrícicos-plantas, debido principalmente al aumento en la absorción de nutrientes, mejoramiento de la calidad del suelo y plantas y protección frente a estrés ambiental.

Es importante mencionar que la mayoría de las plantas presentan asociaciones con hongos de micorriza arbuscular y en el trabajo presentado por Salamanca y Cano en el 2005, se hace evidente el mejoramiento en la formación de biomasa de las plantas de Arazá (Eugenia stipitata), obteniendo aumento con micorriza introducida a nivel del altura (69%), diámetro del tallo (40%) y volumen de raíz (126%) frente a la asociación con HMA.

Unidad 

Fisiográfica  Abundancia (Número de esporas 

HMA/100g suelo seco) 

Arazá Cocona

Tierra Firme.   633  a 341,83  a

(26)

26 

Tabla 12. Distribución de morfologías de esporas de HMA en la rizósfera de suelos asociados a sistemas agroforestales del departamento del Guaviare.

Morfología

Tierra Firme Vega del Río. Arazá Cocona Arazá Cocona

1 P P P A

2 P P P P

3 P P A P

4 P P A A

5 A P A A

6 A P A P

7 A P A A

8 A P A A

9 A A A P

10 P A P P

11 A A A P

12 P P A A

13 P A P A

14 P P P A

15 P P P A

      P: Presente. A: Ausente. 

En el anexo 7 se presenta la caracterización de algunas de las morfologías de esporas encontradas en los suelos de las dos unidades fisiográficas del departamento del Guaviare.

Dentro de la diversidad estudiada para HMA se determinó el género Glomus como el de mayor ocurrencia, encontrando 8 especies diferentes para dicho género, siendo esta una característica importante en suelos amazónicos. Así fue demostrado por Peña-Venegas y colaboradores en 2006 en su trabajo catálogo ilustrado de micorrizas, en el cual luego de trabajar con diferentes muestras de la región encontraron que el género Glomus era el que se presentaba en mayor abundancia.

Relación de los parámetros fisicoquímicos con la abundancia de esporas de Hongos formadores de micorrizas arbusculares

Para determinar la correlación existente entre los parámetros físicoquímicos con la abundancia de esporas de hongos de micorriza arbuscular (HMA) se realizó la prueba de Spearman.

Se presentó correlación positiva con las variables: carbono orgánico total, potasio, arena, arcilla, aluminio, nitrógeno orgánico total, porcentaje de saturación de aluminio intercambiable, capacidad de intercambio catiónico, y con las que se presentó correlación negativa fueron concentraciones de zinc, hierro, limo, porcentaje de saturación de bases, manganeso y con los diferentes valores de pH. Respecto al fósforo no se presentó correlación

(27)

Variable Spearman ρ Prob>|ρ|

Arena 0,78 <,0001*

Limo -0,91 <,0001*

Arcilla 0,76 <,0001*

pH -0,76 <,0001*

Aluminio 0,76 <,0001*

% COT 0,96 <,0001*

% NOT 0,76 <,0001*

S.A.I. % 0,76 <,0001*

C.I.C 0,76 <,0001*

Calcio -0,91 <,0001*

Potasio 0,96 <,0001*

% SB -0,96 <,0001*

Mn -0,96 <,0001*

Fe -0,96 <,0001*

Zn -0,96 <,0001*

Cu -0,76 <,0001*

P -0,19 0,3505

Hay factores como la acidez, la textura y las concentraciones de fósforo que afectan el establecimiento de este tipo de hongos (Peña-venegas et al., 2006; Harley y Smith, 1983; Guerrero

et al., 1996).

Respecto al pH y a la concentración de fósforo disponible, valores altos pueden afectar el establecimiento de esporas de HMA. Este análisis es correspondiente con los datos obtenidos, teniendo en cuenta que se obtuvieron recuentos superiores en el suelo en Tierra Firme (Tabla 10), en donde se presentan valores de pH ácidos y concentraciones de fósforo menores respecto a los valores de Vega del Río (Anexo 3).

Aunque los niveles altos de aluminio presentan toxicidad en los cultivos, al igual que los valores de acidez, se ha reportado la adaptación de HMA en estas condiciones, beneficiando ampliamente el desarrollo de las plantas al movilizar el fósforo que pueda estar inmovilizado con el aluminio y previniendo de la toxicidad que el elemento puede causar a las plantas (Guerrero et al., 1996; Sánchez de Prager, 1999; Cuenca et al., 2001). Esto se corresponde con los resultados obtenidos, pues hubo un recuento superior en tierra firme (pH promedio de 4,1 ± 0,28) donde los porcentajes de saturación de aluminio son altos (% S.A.I. promedio de 76,4 ± 21,071) en comparación con los de vega del rio (pH promedio de 5,85 ± 0,07) y (% S.A.I promedio de 1,55 ± 2,19)

(28)

28 

Otro de los factores influyentes en la formación de micorrizas es el contenido de materia orgánica. Aunque los suelos de la amazonía se caracterizan por tener bajos niveles de fertilidad, es necesario tener unos contenidos mínimos de materia orgánica pues en esta se presentan algunas concentraciones de fósforo y son las que finalmente van a absorber los HMA favoreciendo el desarrollo de la planta (Ianson y Allen, 1986). Los suelos de vega por ser constantemente

|inundados por afluentes reciben cierta cantidad de nutrientes y materia orgánica proveniente de los ríos. Sin embargo de los suelos analizados se presenta mayor cantidad de materia orgánica para suelos de Tierra Firme que para los de Vega del Río (Anexo 3), que corresponde a los suelos donde se encontró mayor recuento de esporas formadoras de micorrizas.

Conclusiones

• Se encontró que para la unidad fisiográfica Tierra Firme, unidad caracterizada por

presentar menores niveles de fertilidad, mayor acidez y niveles altos de aluminio así como de porcentajes altos de aluminio intercambiable se presentó mayor abundancia de bacterias diazótrofas microaerófilas.

• Se encontró que para la unidad fisiográfica Tierra Firme, unidad caracterizada por presentar menores niveles de fertilidad, mayor acidez, niveles altos de aluminio así como de porcentajes altos de aluminio intercambiable y menores concentraciones de fósforo se presentó mayor abundancia de hongos de micorriza arbuscular.

• Se presentó actividad de la nitrogenasa y producción de ácido indol acético por parte de las bacterias evaluadas aisladas de los suelos de Tierra Firme y vega del Río y presentaron buena actividad respecto a los controles.

• Los factores que permiten explicar la distribución de poblaciones diazótrofas microaerófilas en los suelos del Guaviare son el pH, las concentraciones de elementos menores, la cantidad de materia orgánica y la textura de los suelos.

(29)

• Dentro de los géneros estudiados de esporas de HMA se encontró alta ocurrencia del género Glomus, seguido por especies del género Acaulospora, Scutellospora,

Archaeospora y Gigaspora.

Recomendaciones

• Evaluar la inoculación de bacterias diazótrofas microaerófilas y hongos de micorriza arbuscular en plantas para determinar el efecto de estas poblaciones microbianas sobre el desarrollo de las plantas.

• Debido a que la concentración de fósforo es una de las variables relevantes en el estudio de HMA pero en el presente trabajo no se presentó correlación entre los recuentos obtenidos en cada unidad fisiográfica y dicha variable es necesario estudiar a fondo esta variable y su comportamiento para determinar la relación con la abundancia de HMA.

• Evaluar las poblaciones microbianas, la abundancia y la versatilidad metabolica de las poblaciones microbianas en suelos del Amazonas en condiciones diferentes a las unidades fisiográficas estudiadas para determinar la relación con los resultados obtenidos en el presente estudio.

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Anexo 1. Composición medios de cultivo trabajados para el aislamiento de Bacterias Diazótrofas MIcroaerófilas.

Medio de cultivo Nfb modificado

Componente Cantidad

Ácido málico 3 g/L

Glucosa 2 g/L

K2HPO4 (sol 10%) 5 ml/L

MgSO4 * 7 H2O (sol 10%) 2 ml/L

NaCl (sol 10%): 1 ml/L

CaCl2 * 2H2O (sol 1%) 2 ml/L Azul de bromotimol

0,5% en 0,2N de KOH

2 ml/L

Solución micronutrientes 2 ml/L Fe EDTA (sol 1,64%) 4 ml/L Solución de vitaminas 1 ml/L pH: 5,8

Agar semisólido 1,9 g/L

Agar sólido 19 g/L

Medio de cultivo JMV modificado

Componente Cantidad

Manitol  3 g/L

Sacarosa  2 g/L

K2HPO4 (sol 10%) 2 ml/L

Figure

Tabla 1. Abundancia promedio de bacterias diazótrofas microaerófilas (BFNm) presentes en las dos unidades fisiográficas, asociados a dos arreglos agroforestales

Tabla 1.

Abundancia promedio de bacterias diazótrofas microaerófilas (BFNm) presentes en las dos unidades fisiográficas, asociados a dos arreglos agroforestales p.17
Tabla 2. Abundancia promedio de bacterias diazótrofas microaerófilas en dos condiciones

Tabla 2.

Abundancia promedio de bacterias diazótrofas microaerófilas en dos condiciones p.18
Tabla 3. Promedio de abundancia relativa de bacterias diazótrofas microaerófilas entre los factores unidad fisiográfica y arreglo agroforestal

Tabla 3.

Promedio de abundancia relativa de bacterias diazótrofas microaerófilas entre los factores unidad fisiográfica y arreglo agroforestal p.18
Tabla 4. Abundancia relativa por morfotipo de bacterias diazótrofas microaerófilas en las dos unidades fisiográficas (Tierra Firme y Vega del Río) del departamento del Guaviare

Tabla 4.

Abundancia relativa por morfotipo de bacterias diazótrofas microaerófilas en las dos unidades fisiográficas (Tierra Firme y Vega del Río) del departamento del Guaviare p.19
Tabla 5. Promedio de abundancia relativa de bacterias diazótrofas microaerófilas en cada unidad fisiográfica (Tierra Firme y Vega del Río) del departamento del Guaviare

Tabla 5.

Promedio de abundancia relativa de bacterias diazótrofas microaerófilas en cada unidad fisiográfica (Tierra Firme y Vega del Río) del departamento del Guaviare p.19
Tabla 6. Análisis de correlaciones entre los parámetros fisicoquímicos con los datos de abundancia de bacterias diazótrofas microaerófilas  realizado por la prueba de Spearman

Tabla 6.

Análisis de correlaciones entre los parámetros fisicoquímicos con los datos de abundancia de bacterias diazótrofas microaerófilas realizado por la prueba de Spearman p.20
Tabla 7. Producción de etileno mediante el ensayo de reducción del acetileno (ARA) por las diferentes morfologías encontradas

Tabla 7.

Producción de etileno mediante el ensayo de reducción del acetileno (ARA) por las diferentes morfologías encontradas p.23
Tabla 8. Determinación de producción de la auxina  Ácido Indol Acético (AIA).

Tabla 8.

Determinación de producción de la auxina Ácido Indol Acético (AIA). p.24
Tabla 11. Abundancia promedio de HMA asociados a los sistemas agroforestales para cada unidad fisiográfica

Tabla 11.

Abundancia promedio de HMA asociados a los sistemas agroforestales para cada unidad fisiográfica p.25
Tabla 11. Abundancia promedio de HMA asociados a los sistemas agroforestales para cada

Tabla 11.

Abundancia promedio de HMA asociados a los sistemas agroforestales para cada p.25
Tabla 12. Distribución de morfologías de esporas de HMA en la rizósfera de suelos asociados a

Tabla 12.

Distribución de morfologías de esporas de HMA en la rizósfera de suelos asociados a p.26

Referencias

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