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GUÍA PARA TOMA DE MUESTRAS PATOLOGÍA CLÍNICA

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Academic year: 2021

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(1)


 


GUÍA
PARA
TOMA
DE
MUESTRAS
PATOLOGÍA
CLÍNICA



 
 


Consideraciones
Generales


 Confirmar
ayuno
de
sólidos
y
líquidos
de
12
horas
antes
del
muestreo
  Aguja
de
calibre
adecuado
al
tamaño
del
vaso
sanguíneo
y
al
volumen
de
la
jeringa
(evitar
 vacío
violento)
  Conservar
antisepsia
  Torniquete
máximo
10
segundos
  Retirar
la
aguja
y
depositar
la
muestra
en
el
tubo
resbalándola
por
las
paredes
  Identificar
la
muestra
correctamente:
nombre,
especie,
fecha/hora
de
muestreo,
si
hay
 sospecha
de
zoonosis

 
 



 
 


(2)

I.
Hematología


SANGRE
ENTERA
CON
ANTICOAGULANTE
 ‐Conservar
proporción
sangre/anticoagulante
(llenar
tubo
hasta
la
marca)
 ‐Si
se
centrifuga
se
obtiene
plasma
útil
en
algunas
pruebas
bioquímicas
 
 EDTA
(tubo
con
tapón
morado)
 *Hemograma
 Llenar
hasta
la
capacidad
marcada
y
homogeneizar
10
veces
suavemente.

 Después
de
atemperarse
(15
min),
mantener
la
muestra
en
refrigeración
¡nunca
congelar!
 Si
la
muestra
para
hemograma
va
a
tardar
en
analizarse
más
de
dos
horas,
hacer
2
frotis
y
 fijarlos
al
aire
 Inadecuada
proporción
de
anticoagulante
EDTA
(poca
sangre
en
el
tubo)
ocasiona
un
falso
 incremento
de
sólidos
totales,
deshidratación
de
eritrocitos
(equinocitos).

 La
presencia
de
coágulos
(sin
importar
su
tamaño)
puede
subestimar
los
conteos
celulares
 por
lo
que
dichas
muestras
no
serán
procesadas.
 *Determinación
de
amoniaco
 Utilizamos
plasma


Llenar
 tubo
 con
 EDTA
 hasta
 la
 capacidad
 marcada,
 homogeneizar
 10
 veces
 suavemente
 y
 colocar
en
agua
con
hielo.

 *Pruebas
de
compatibilidad
Sanguínea
 *Tipificación
sanguínea
 *Citometría
de
flujo
 *Prueba
de
Coombs
 *Panel
inmune
canino
 *Perfil
CID
 *Hemoglobina
glicosilada
 *Etilenglicol
 *Plomo
en
sangre
 *Cardiopet
proBNP
 *Coronavirus
felino
 *PCR
 *IFA
 *Mycoplasmas
hemotrópicos
felinos
 *Hemocultivo
general

 Llenar
hasta
la
capacidad
marcada
y
homogeneizar
10
veces
suavemente.

 Después
de
atemperarse
mantener
la
muestra
en
refrigeración
¡nunca
congelar!
 
 
 CITRATO
DE
SODIO
3.8%
(tubo
con
tapón
azul)


(3)

*Perfil
CID


*Brucella
canis
Hemocultivo


Utilizamos
 1
 ml
 de
 plasma
 o
 2‐3
 ml
 sangre
 entera
 con
 citrato
 (conservar
 proporción
 sangre/anticoagulante
9:1),
mezclar
suavemente
10
veces.
 Se
debe
trabajar
en
un
tiempo
máximo
de
4
horas.

 
 
 HEPARINA
(tubo
verde)
 *Amoniaco
 *Calcio
Ionizado
 *Etilenglicol
 *Zinc
en
sangre
 Jeringa
heparinizada
de
1
a
3
mL
de
sangre
completa
venosa
o
arterial,
utilizamos
plasma
 *Gasometría
 Jeringa
heparinizada
de
1
a
3
mL
de
sangre
completa
venosa
o
arterial,
utilizamos
plasma
 No
presionar
el
vaso
sanguíneo
por
más
de
20
segundos
para
evitar
alteraciones
 Evitar
generar
burbujas
o
eliminarlas
dejando
salir
una
gota
de
sangre
 Colocar
tapón
de
goma
en
punta
de
aguja
 Procesar
inmediatamente.
 *Hemograma/Bioquímica
en
especies
exóticas
 Jeringa
heparinizada
de
1
a
3
mL
de
sangre
completa
venosa.
 
 


(4)

II.
Bioquímica


SANGRE
ENTERA
SIN
ANTICOAGULANTE
(SUERO)
 Tubo
rojo
o
amarillo
 *Bioquímica
Clínica
 *ANA
 *Brucella
canis
Aglutinación
en
placa
 *Toxoplasma
 Esperar
formación
de
coágulo
a
temperatura
ambiente
(30
min)
 Separar
el
coágulo
de
las
paredes
del
tubo
con
palillo
de
madera
y
centrifugar
a
3000
rpm
 por
10
min,
separar
el
suero
en
otro
recipiente
 Analizar
de
inmediato
o
conservar
en
refrigeración
(una
vez
separado
se
puede
congelar)
 Evitar
exposición
a
la
luz
 


(5)

III.
Orina


ORINA
(recipiente
limpio
hermético)


*Urianálisis


Colección
 por
 micción
 espontánea
 (más
 común),
 cistocentesis
 (orina
 estéril),
 cateterismo,
 compresión
vesical.
 Colectar
en
un
recipiente
de
plástico
o
vidrio
limpio
y
hermético
(micción),
recipiente
estéril
 (sospecha
de
infección).
 Evitarexposición
a
la
luz
 Trabajar
la
orina
dentro
de
las
primeras
cuatro
horas,
conservar
en
refrigeración
 *Relación
Cortisol/creatinina
 4
ml
de
la
primera
orina
de
la
mañana
 Se
sugiere
obtención
por
el
propietario
mediante
micción
espontánea
 
 *Urocultivo
 Obtención
de
la
muestra
por
cistocentesis,
conservación
en
recipiente
estéril,
mantener
en
 refrigeración.
 


(6)

IV.
Citología


Información
clínica
 Además
de
la
reseña,
anamnesis
y
examen
físico
de
rutina,
se
requiere
de
una
descripción
 detallada
de
la
lesión
a
muestrear
que
incluya:


Distribución
anatómica
de
la(s)
lesión(es)


Planos
anatómicos
afectados
(cutánea,
subcutánea
o
tejidos
profundos)


Superficie,
textura
y
forma
(lisa,
rugosa,
alopécica,
nodular,
pediculada,
sésil
o
ulcerada)


Color
(negro,
eritematoso,
violáceo,
etc.)


Únicos
o
múltiples


Calidad
(seca,
húmeda
(exudado),
hemorrágica)


Dimensiones
(tres:
largo,
ancho
y
profundidad)


Características
a
la
palpación:
consistencia
(dura,
blanda,
mixta,
turgente),
rugosa
o
lisa
 (subcutáneas
o
profundas),
delimitación,
fijo
o
móvil,
dolorosa
o
no.
 Técnicas
de
muestreo
(obtener
de
3‐5
laminillas
por
sitio)
 Aspiración
con
aguja
delgada:

 La
más
común
en
lesions
nodulares.



Delimitar
 y
 sujetar
 la
 masa
 con
 la
 mano
 libre,
 introducir
 la
 aguja
 y
 mantener
 la
 presión
 negativa
 al
 mismo
 tiempo
 que
 se
 rota
 la
 aguja
 para
 obtener
 más
 material.
 Suspender
 la
 presión
 negativa
 una
 vez
 que
 se
 observe
 muestra
 al
 inicio
 de
 la
 jeringa,
 ya
 que
 indicaría
 hemodilución.


Si
lo
que
se
aspira
es
líquido
(lesión
quística),
continuar
aspirando
y
remitirlo.
 Evitar
la
aspiración
en
tejido
u
órgano
muy
irrigado;
preferir
solo
punción.
 


Punción
con
aguja
delgada:



Se
 utiliza
 solo
 la
 aguja
 sin
 jeringa,
 la
 cual
 se
 introduce
 y
 retira
 varias
 veces
 (al
 menos
 10
 veces)
al
mismo
tiempo
que
se
va
rotando.
 
 Impresión:
 Lesiones
ulceradas:
Tomar
impresiones
antes
y
después
de
limpiar
la
úlcera.
 Biopsias:
secar
tejido
en
toallas
de
papel
e
imprimir
varias
veces
en
la
laminilla.
 
 Raspado:

 En
lesiones
duras
(mesenquimatosas),
en
epidermis,
necropsias/biopsias.
 Utilizar
una
hoja
de
bisturí
o
laminilla
hasta
que
la
muestra
sea
evidente
y
untar
la
muestra
 sobre
la
laminilla
 En
raspados
conjuntivales
utilizar
la
base
de
la
hoja
del
bisturí
y
proteger
el
filo
con
cinta.


(7)


 Hisopado:

 Para
lesiones
fistulosas
y
órganos
tubulares
(vagina,
útero,
conducto
auditivo,
fosas
nasales,
 cavidad
oral,
recto).
 Verificar
que
el
hisopo
este
fijo
al
palillo
de
madera
 Introducir
hisopo,
rotar
y
retirar
evitando
la
contaminación
con
otros
tejidos
 Rotar
hisopo
sobre
la
laminilla
ejerciendo
ligera
presión
en
forma
lineal
 
 Aspirado/punción
en
cavidades
corporales:

 Remitir
como
evaluación
de
líquidos
corporales
para
su
examen
físico,
químico
y
citológico.
 (torácico,
abdominal,
LCR,
articulaciones)



Efusiones
 pleurales,
 peritoneales
 pericárdicas
 colectar
 en
 tubo
 EDTA
 (morado)
 y
 tubo
 sin
 anticoagulante

 LCR
y
sinovial
en
tubo
sin
anticoagulante
 El
LCR
debe
ser
procesado
en
los
primeros
30
minutos
posteriores
al
muestreo
debido
a
que
 sufre
rápida
degeneración
celular
lo
cual
interfiere
en
su
identificación
y
diagnóstico.
 

 Preparación
de
muestras
 Depende
de
la
consistencia
de
la
muestra,
como
se
va
a
preparar
para
su
observación
en
una
 laminilla.


Frotis
terminal:
muestras
con
consistencia
como
sangre.


Squash
o
aplastamiento:
Muestras
espesas
y/o
viscosas.


Frotis
lineal:
muestras
muy
líquidas
con
poca
celularidad.
 
 Envío
de
muestras
 Una
vez
que
las
muestras
se
han
fijado
al
aire,
proteger
el
lado
de
la
muestra
con
la
parte
 limpia
de
otra
laminilla
y
enviar
dentro
de
contenedor
rígido
con
material
inmovilizador
para
 evitar
que
se
rompan.
 Las
muestras
con
material
oleoso
no
secarán
por
lo
que
las
laminillas
deben
remitirse
por
 separado
para
evitar
que
se
pierda
la
muestra.
 Incluir
todos
los
datos
de
reseña,
anamnesis
y
descripción
de
la
lesión.


Los
 líquidos
 obtenidos
 de
 masas
 deberán
 ser
 remitidos
 como
 “citología”
 no
 es
 necesario
 remitirla
como
“evaluación
de
líquidos”
 


(8)

V.
Endocrinología


*Hemoglobina
Glicosilada
 *PTHr
 Tubo
con
EDTA:
Llenar
hasta
la
capacidad
marcada
y
homogeneizar
10
veces
suavemente.
 Después
de
atemperarse
mantener
la
muestra
en
refrigeración
¡nunca
congelar!
 *ACTH
endógena


Tubo
 con
 EDTA:
 Utilizar
 pipeta/tubo
 de
 plástico.
 Llenar
 hasta
 la
 capacidad
 marcada
 y
 homogeneizar
 10
 veces
 suavemente.
 Después
 de
 atemperarse
 mantener
 la
 muestra
 en
 refrigeración
¡nunca
congelar!


*Relaxina


Citrato
 de
 Sodio:
 Utilizamos
 1
 ml
 de
 plasma
 o
 2‐3
 ml
 sangre
 (conservar
 proporción
 sangre/anticoagulante
9:1),
mezclar
suavemente
10
veces.
 Heparina:
Jeringa
heparinizada
de
1
a
3
mL
de
sangre
completa
venosa.

 
 *Cortisol

 *Insulina
 *PTH
 *Progesterona
 *Estradiol
 *Testosterona
 Sin
anticoagulante:
Esperar
formación
de
coágulo
a
temperatura
ambiente
(30
min)
 Separarlo
de
las
paredes
del
tubo
con
palillo
de
madera
y
centrifugar
a
3000
rpm
por
10
min
 Separar
 el
 suero
 en
 otro
 recipiente
 y
 analizar
 de
 inmediato
 o
 conservar
 en
 refrigeración
 Evitar
exposición
a
la
luz
 
 *T4
Total/T4
Libre
 Tubo
sin
anticoagulante,
SIN
gel
separador


(9)

VI.
Histopatología


De
manera
general,
seccionar
los
tejidos
con
cuidado
de
no
lastimar
y
alterar
la
arquitectura
 tisular.


Abarcar
siempre
tejido
sano
y
lesionado.


Colocar
 el
 tejido
 recién
 cortado
 en
 el
 fijador
 (formol/formalina
 al
 10%),
 procurando
 tener
 una
proporción
mínima
de
10:1
(mililitros
de
formol/gramos
de
tejido)


Para
evitar
la
retracción
del
tejido,
las
biopsias
de
piel
(sin
tumor/masa)
deberán
colocarse
 en
una
superficie
plana
(por
ejemplo,
cartón
o
abatelenguas)
inmediatamente
después
de
su
 obtención
y
depositarlas
en
el
formol
.
No
colocar
entre
dos
superficies
y
comprimir.


Cualquier
 órgano
 tubular
 (por
 ejemplo,
 esófago,
 intestino,
 vesícula
 biliar
 o
 vejiga)
 no
 deberán
ser
incididos,
lo
recomendado

es
incrementar
la
cantidad
de
ml
de
formol.


En
el
caso
de
tumor/masa,
no
deberán
ser
cortados
por
la
mitad,

es
mejor
incrementar
la
 cantidad
de
ml
de
formol.


En
 caso
 de
 múltiples
 lesiones
 cutáneas
 similares
 y
 en
 diferentes
 sitios
 anatómicos,
 se
 recomienda
muestrear
al
menos
2
sitios
incluyendo
tejido
sano
y
afectado.
Verificar
que
la
 muestra
contenga
tejido
profundo.


Para
el
caso
de
neoplasias,
se
sugiere
considerar
retirar/remitir
linfonodos
regionales.
 Para
 muestras
 obtenidas
 por
 endoscopía
 se
 sugiere
 consultar
 la
 siguiente
 referencia
 http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1939‐1676.2009.0443.x/pdf


Considerar
que
los
tejidos
aumentarán
su
volumen
conforme
pasen
los
días
en
el
formol
por
 lo
que
se
sugiere
que
el
tejido
abarque
2/3
partes
del
contenedor.


En
 el
 caso
 de
 necropsias
 se
 recomienda
 remitir
 el
 cadáver
 lo
 antes
 posible
 (2
 horas),
 la
 refrigeración
es
admisible
máximo
24
horas
y
nunca
debe
congelarse.
 
 


(10)

VI.
Parasitología


Identificar
las
muestras.
 Refrigerar,
NO
congelar
 Considerar
que
estas
pruebas
pueden
presentar
falsos
negativos
debido
a:
 ‐
Baja
carga
parasitaria
 ‐
Tratamientos
antiparasitarios
recientes
 ‐
Formas
parasitarias
lábiles
fuera
del
hospedador
 ‐
Eliminación
intermitente
de
huevos
y/o
formas
parasitarias.
 Se
sugiere
el
muestreo
seriado
(3
días
seguidos)
de
cada
paciente
 
 


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