Facultad de Ciencias Veterinarias
-UNCPBA-
Manejo de urgencias en aves
Dolz, Martín Miguel; Mouly, Javier; Fernández, Héctor
Agosto, 2017
Manejo de urgencias en aves
Tesina de la Orientación Sanidad Animal, presentada como parte de los requisitos para optar al grado de Veterinario del estudiante: Dolz, Martín Miguel.
Tutor: MV, Mouly Javier.
Director: MV, Fernandez Héctor.
Resumen
La tenencia de aves silvestres o provenientes de criadero es un hecho común hoy en día con el que el profesional veterinario debe enfrentarse en la clínica diaria, por esto es necesario comprender las diferencias anatómicas, fisiológicas y etológicas que hay con las mascotas convencionales que se encuentran en el hogar y entre las especies aviares entre sí para poder abordar al paciente correctamente. El manejo del paciente aviar descompensado en la consulta necesita ser rápido y eficiente, teniendo a mano el instrumental adecuado. Debe tenerse en cuenta su procedencia, ya sea para considerarlo un posible transmisor de enfermedades zoonóticas, como para evaluar su posible reinserción a la naturaleza si se trata de un ave silvestre. Para esto es necesario actuar con un protocolo de atención simple que le permita al profesional veterinario abordar las urgencias más comunes que se puedan presentar a la consulta y asegurar su correcta recuperación con conocimientos de terapia de soporte aplicados al paciente aviar. En estos casos el rol del profesional veterinario va más allá de la parte médica, actuando también como educador y capacitando a la población de los inconvenientes que puede generar tener un ave silvestre como mascota, tanto para su entorno como para el ecosistema por ausencia de la misma.
Índice
Introducción ... 1
Objetivos ... 2
Antecedentes ... 2
Aspectos anatómicos y fisiológicos ... 3
Manejo de aves en la consulta ... 16
Analgesia... 25
Anestesia... 26
Protocolo de urgencias ... 32
Terapia de soporte ... 36
Urgencias y tratamientos ... 42
Hemorragias ... 42
Fracturas ... 44
Intoxicaciones ... 47
Psitacosis ... 48
Tricomoniasis ... 50
Urgencias anestésicas ... 51
Osteopatía metabólica ... 51
Shock ... 53
Falla cardíaca ... 53
Disnea ... 54
Ruptura de saco aéreo ... 55
Prolapso cloacal ... 55
Retención de huevos ... 56
Trauma craneoencefálico ... 59
Convulsiones ... 59
Coma ... 60
Mordedura de animales ... 61
Quemaduras ... 61
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Introducción
Hoy en día los conceptos básicos de emergencias en pequeños animales pueden aplicarse en aves, sin embargo, la terapia de mantenimiento en aves de compañía es asignatura pendiente en el profesional veterinario. (Branson et al, 1994)
Los conocimientos de anatomía, fisiopatología y etología aviar son necesarios para el accionar con el paciente aviar durante la consulta. (Branson et al, 1994)
En la actualidad, debido a la falta de educación de la población y el creciente tráfico de animales silvestres, dentro de las especies de aves que pueden llegar a la consulta se ve una gran variedad tales como: Federal (Amblyramphus holosericeus), Frutero azul (Stephanohorus diadematus), Fueguero (Piranga flava), Reinamora grande (Cyanocompsa brissonii), Pepitero (Saltator aurantiirostris), Boyero negro (Cacicus solitarus), Corbatitas dominó (Sporophila collaris) y común (Sporophila caerulescens), Jilguero dorado (Sicalis flaveola), Cabecita negra (Carduelis magellanica), Zorzales sp, Naranjero (Pipraeidea bonariensis), Sietevestidos (Poospiza nigrorufa), Celestino (Thraupis sayaca), lechuzas sp. (en especial el Lechuzón orejudo), psitácidos sp. (Narosky y Yzurieta, 2010)
Otras especies de mayor tamaño que se utilizan en el control biológico de plagas son: Gavilán mixto (Parabuteo unicinctus), Taguató común (Buteo magnirostris), Halcón peregrino (Falco peregrinus), Aguilucho colorado (Buteogallus meridionalis), Águila mora (Geranoaetus melanoleucus) y Águila viuda (Spizaetus melanoleucus). (Narosky y Yzurieta, 2010)
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En el presente trabajo se realizará un breve resumen de características anatómicas y fisiológicas del paciente aviar a tener en cuenta, métodos de sujeción durante la consulta, así como las urgencias más comunes que se pueden presentar y su respectivo tratamiento.
Objetivos
Los objetivos del presente trabajo consisten en: a) realizar una reseña bibliográfica sobre el tema Manejo de Urgencias en Aves de Compañía; b) comprender las diferencias anatómicas y fisiológicas en relación a animales domésticos y el manejo que se debe implementar en la consulta veterinaria; c) establecer un protocolo de urgencias al que pueda recurrir el profesional veterinario ante las diferentes urgencias que se le presenten en la consulta.
Antecedentes
En la época medieval, la posesión de halcones se veía como símbolo de autoridad y eran usados para recreación y caza.
Entre los siglos XVIII y XIX, el rápido crecimiento de las ciudades europeas, llevaron a las familias ricas a querer asimilar sus propiedades a campos naturales, por esto se comenzaron a recolectar aves, especialmente patos y establecieron mini jardines zoológicos.
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A mediados del siglo XIX se comenzaron a contratar cuidadores para las largas colecciones de aves, los estudios de estos llevaron a la creación de la ornitología como una rama de la biología.
Hoy en día el gran interés en aves silvestres ofrece al profesional veterinario la oportunidad de participar en su curación, rehabilitación, así como también en la educación del público en general con el propósito de entender el rol de éstas en la naturaleza y el por qué no deben permanecer en cautiverio.
La avicultura fomenta la conservación de aves realizando programas de cría en cautiverio, de esta forma se disminuye el intento de importar aves silvestres y también la presión que se ejerce en el medio ambiente para su captura. A través de estos programas se genera información que permite a biólogos realizar diferentes estudios. El rol del profesional veterinario es unir la labor de quienes hacen avicultura en conjunto con los profesionales de la biología para realizar un trabajo interdisciplinario y una generación de información constante.
Aspectos anatómicos y fisiológicos
En esencia, las aves son vertebrados con el cuerpo recubierto de plumas cuyo efecto aislante evita las pérdidas de calor. (Mattiello, 1995)
La tasa metabólica es sumamente alta, más que en el resto de los vertebrados. Presentan temperatura interna constante (endotermia, homeotermia) y elevada (40 ºC +/- 1,5 ºC), esta temperatura permite un aceleramiento metabólico indispensable para el vuelo. (Mattiello, 1995)
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Las diferencias de tamaño y forma son muy notorias y se deben a la gran diversidad de ambientes a los que se han adaptado, así como también a las variadas dietas y la forma de alimentación. (Mattiello, 1995)
Son capaces de realizar notables desplazamientos (migraciones) y escapar de las adversas condiciones de un medio, para establecerse en otro de condiciones adecuadas para su subsistencia y reproducción. (Mattiello, 1995)
En el sistema músculo-esquelético de las aves tres características repercuten en la configuración de su esqueleto: la adaptación al vuelo, la marcha bípeda y la gran longitud y movimiento del cuello. Además, dicho esqueleto se desarrolla con mayor rapidez que en los mamíferos y sus partes cartilaginosas se osifican más tempranamente. (Mattiello, 1995)
Las aves adultas no poseen más cartílagos que los articulares, otro rasgo peculiar es la neumatización de muchos de sus huesos por divertículos, conectados con los sacos aéreos, lo que los hace mucho más livianos. (Mattiello, 1995)
Los mamíferos domésticos también poseen huesos neumatizados, pero esta particularidad queda reservada sólo a los huesos de la cabeza. (Mattiello, 1995)
Las aves tienen neumatizados todos los huesos, excepto los distales al húmero y al fémur, que presentan abundante médula ósea. Los huesos son muy sólidos y ricos en sales inorgánicas (84 %), lo que los hace quebradizos y poco elásticos. (Mattiello, 1995)
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Los músculos se diferencian, en parte, por su color, hay dos tipos de fibras musculares: rojas y blancas. Las fibras rojas contienen grandes cantidades de mioglobina, siendo ésta la causa del color rojo, además contienen gran cantidad de mitocondrias, alto contenido de vacuolas lipídicas y mayor aporte sanguíneo, utilizan mejor las grasas en vez del glucógeno como fuente de energía (a considerar en la formulación de dietas para aves rapaces) y esto las hace más eficientes que las fibras blancas, ya que las grasas liberan más energía que los carbohidratos. Por todas estas características es que las fibras rojas están mejor adaptadas que las blancas a esfuerzos sostenidos. (Mattiello, 1995)
La mayoría de los músculos de las aves contienen una mezcla de fibras rojas y blancas; la proporción dependerá de cuán prolongada sea la actividad que ese músculo vaya a realizar. En los músculos pectorales de las fuertes voladoras, como palomas o aves migratorias, predominan las fibras rojas. Éstas incluso pueden ser el único tipo de fibra muscular en los pectorales de picaflores, que son quizás los músculos esqueléticos más activos y eficientes que se conozcan entre los vertebrados. (Mattiello, 1995)
Las fibras blancas están menos irrigadas y suelen permitir contracciones rápidas, pero no muy sostenidas y se encuentran por ejemplo, en los pectorales de pollos parrilleros. (Mattiello, 1995)
El sistema digestivo de las aves consiste en orofaringe, esófago, estómago, duodeno, yeyuno, íleon, un par de ciegos y colon; este último finaliza en la cloaca, compartida con el sistema urogenital.(Mattiello, 1995)
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alimento. El esófago cervical y el buche, ambos de pared fina, son subcutáneos y pueden palparse, de modo que están en situación ideal para hacer actos quirúrgicos (en caso de cuerpos extraños o impacción), pero son vulnerables a la laceración. (Caldera Dominguez y Gonzalo Cordero, 1993)
El buche almacena alimentos por breves períodos, cuando el estómago muscular está lleno. La comida almacenada en el buche sufre ablandamiento y maceración, no digestión química, es más bien corto, con poco volumen que guardar, para mantener la premisa de reducción del peso corporal para el vuelo. (Caldera Dominguez y Gonzalo Cordero, 1993)
A continuación del esófago se encuentra el estómago, que está dividido en dos partes. La anterior tiene una consistencia suave y posee glándulas que secretan las enzimas digestivas, en particular la pepsina. La parte posterior, llamada molleja, es predominante en las aves que se alimentan de granos, moluscos o crustáceos que, como no tienen dientes, requieren un estómago triturador. En las paredes se produce una secreción queratinosa, el material de las escamas, que se endurece formando placas, que ayudan a triturar los alimentos.(Ares, 2013)
Comen poca cantidad muy seguido, aprovechando al máximo los nutrientes de cada ingesta. Conforme a ello, la cantidad de excreciones, en comparación con el volumen de alimento ingerido, es pequeña. De presentar el ave deposiciones voluminosas, en función del volumen de su alimento, es para sospechar que se está en presencia de algún problema.(Mattiello, 1995)
El sistema respiratorio de las aves difiere significativamente del de los mamíferos en su mecanismo y flujo de aire. (Vargas, 2008)
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visualizándose fácilmente y no se encuentra cubierta por la epiglotis como en los mamíferos. (Vargas 2008)
La laringe está compuesta de cartílagos osificados y se localiza entre la glotis y la tráquea. En comparación con mamíferos de peso similar, la glotis y la tráquea tienen un diámetro mayor, siendo esta última de mayor longitud, considerándose como adaptaciones fisiológicas de las aves. (Vargas 2008)
El aumento en la longitud de la tráquea incrementa la resistencia del aire, por lo que hay un mayor espacio muerto que es compensado con una baja frecuencia respiratoria. Los anillos cartilaginosos traqueales son completos. (Vargas 2008)
La siringe, localizada en la bifurcación de la tráquea, es el órgano de vocalización; formada por los anillos traqueales y bronquiales, que se ensanchan para formar una caja de resonancia. Hay músculos externos que dilatan o reducen la apertura del tubo para regular el paso del aire. En la parte interna hay uno o dos pares de membranas vibrátiles, las membranas timpánicas. Según el grosor y la apertura, vibran de forma diferente y producen distintos sonidos.(Ares, 2013)
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El pulmón de las aves está fijo en su posición y no se expande durante la inspiración, lo que hace difícil o casi imposible diagnosticar patologías pulmonares por auscultación. (Mattiello, 1995)
Los sacos aéreos son bolsas muy finas que, generalmente en número de nueve, ocupan la cavidad torácica y abdominal. Algunos establecen contacto con los huesos neumáticos del esqueleto, al tiempo que se comunican con los pulmones mediante bronquios primariosy parabronquios. No son estructuras indispensables para la respiración, pero su falta reduce la ventilación pulmonar. Sus principales funciones son humedecer el aire inspirado, actuar como termorregulador del organismo e influyen en la flotabilidad de aves que se sumergen. (Caldera Dominguez y Gonzalo Cordero, 1993)
En el sistema cardiovascular de las aves el corazón se halla en la línea media, ventral a los pulmones que no lo rodean y ventral al hígado que está sobre el borde dorso-caudal del corazón. (Mattiello, 1995)
Éste es hasta dos veces más grande que el de un mamífero del mismo tamaño y tiene una capacidad de volumen de salida hasta siete veces mayor que el de un hombre o un perro. La disposición y el tamaño cardíaco les confieren al corazón y al hígado una silueta en “relojde arena” en las radiografías ventro-dorsales, sobre todo en animales de hígado grande, como lospsitácidos. (Mattiello, 1995)
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El arco aórtico en las aves, se desarrolla hacia la derecha, las arterias son más rígidas que en el resto de los animales, merced al colágeno de las adventicias, esto ayuda a mantener una presión y un flujo sanguíneos más altos que en los mamíferos, lo que contribuye a la notable resistencia y capacidad de ejercicio de las aves. Como contraparte, este detalle predispone a la arteriosclerosis en animales añosos u obesos (como en humanos y primates), lo que conlleva a desarrollar hipertensión arterial, que puede culminar en ruptura aórtica. (Harrison, 1994)
La vena yugular derecha es más prominente que la izquierda, en algunas aves esta última es casi inexistente, debido a una anastomosis entre yugulares cercanas al pico, que permite un bypass de sangre de la yugular izquierda a la derecha. (Dyce, 1996)
Las aves tienen un sistema porta renalcon capacidad de filtrar sangre de la región pelviana, antes de pasarla a circulación general y el tradicional sistema porta hepático. (Dyce, 1996)
La vena mesentérica coccígea (ubicada a la altura de la mesentérica caudal), conecta los sistemas porta renal, porta hepático y la vena cava caudal. En este vaso, la sangre puede recorrer ambas direcciones según sea la necesidad del organismo, usualmente durante un momento de estrés, las venas del sistema porta renal que tienen esfínter muscular, se cierran bajo el efecto de la adrenalina y pasan la sangre directamente al hígado o a veces incluso, directamente a la vena cava.(Dyce, 1996)
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El sistema inmunitario está compuesto por órganos primarios: timo y bolsa de Fabricio, sitios de maduración de los linfocitos T y B respectivamente. Involucionan al llegar el ave a la madurez sexual. (Matiello, 1995)
Los órganos secundarios son el bazo y tejido linfático difuso diseminados en las mucosas de los tractos digestivo, respiratorio, urinario y reproductor. El bazo no actúa como reservorio de sangre, la diferenciación entre pulpa roja y blanca no es tan clara como en los mamíferos; en él se destruyen los eritrocitos envejecidos y se produce linfopoyesis. (Matiello, 1995)
El aparato urinario se diferencia del de los mamíferos por la presencia de unos riñones alargados y lobulados, adheridos fuertemente a la pared dorsal del cuerpo en depresiones óseas del sinsacro, denominadas fosas renales. (Caldera Dominguez y Gonzalo Cordero, 1993)
Los riñones se hallan atravesados por los plexos nerviosos lumbar y sacro (y los vasos que los acompañan), por lo que la manipulación quirúrgica o el daño intrarrenal afectará seriamente la función nerviosa de otras estructuras (por ejemplo, una nefropatía puede causar claudicación severa). (Matiello, 1995)
No presentan división entre corteza y médula y no hay pelvis renal. La mayor parte del parénquima es de tejido cortical y existe un pequeño cono de tejido medular, en el cual sólo hay asas de Henle, conductos tributarios y vasos capilares rectos. (Matiello, 1995)
La mayoría de las nefronas (90%) son de tipo cortical, carentes de asa de Henle (tipo reptil); excretan ácido úrico en los túbulos contorneados. En cambio, las nefronas medulares (tipo mamífero) poseen asa de Henle, que es la responsable de concentrar la orina. (Matiello, 1995)
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El riego sanguíneo proviene de dos ramas: la arterial, de la arteria renal, rama de la aorta (desde ésta se produce la filtración glomerular) y la venosa, de la vena ilíaca externa, que forma la vena ilíaca común por un lado y el sistema porto renal, que recoge sangre de los miembros posteriores, pelvis, última porción del intestino y aparato reproductor. (Matiello, 1995)
El sistema porto renal tiene la ventaja de hacer más eficientes la secreción y reabsorción tubular, así como también tiene la desventaja de que sustancias tóxicas, fármacos o infecciones producidas en la parte posterior del ave, alcancen por lo general los túbulos renales antes de entrar a la circulación general. Esto es de suma importancia en caso de existir infecciones en los miembros o de inyectar fármacos en ellos. (Matiello, 1995)
No poseen vejiga urinaria ni uretra. La orina deja el uréter y entra en el urodeo de la cloaca. Ésta es luego movida por retroperistalsis hacia el coprodeo y recto, donde se almacena hasta la defecación. Durante el almacenamiento hay oportunidad de reabsorber agua y sales.(Matiello, 1995)
Las aves poseen glándulas nasales excretoras de sal, cuya estructura histológica semeja un riñón, que son eficientes excretoras de sodio y osmorreguladoras, están muy desarrolladas en especies marinas.(Matiello, 1995)
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El ciclo reproductivo de las aves es controlado por factores medioambientales. En los climas templados el principal factor disparador es el aumento de los períodos de luz, mientras que en los climas áridos lo es el período de lluvias, que aumenta la disponibilidad de alimento, esto estimula el desarrollo gonadal. (Matiello, 1995)
Al contrario de lo que sucede en los mamíferos, en las aves las hembras son heterogaméticas, poseen cromosomas Z y W. En los machos, los cromosomas sexuales son iguales ZZ. De esto se deduce que es la hembra la que fija el sexo del embrión ulterior y que éste queda ya determinado en el momento de la ovulación. (Matiello, 1995)
El sistema reproductor del macho consiste en un par de testículos, epidídimos y conductos deferentes. Las aves carecen de glándulas sexuales accesorias, y solamente unas pocas especies poseen una estructura peniforme (falo), en el piso de la cloaca. (Matiello, 1995)
En su mayoría las aves de jaula no presentan falo, por lo que la cópula se realiza por eversión de la pared de la cloaca que contiene la papila del conducto deferente, el que transfiere el semen al orificio evertido del oviducto de la hembra. (Matiello, 1995)
El falo es diferente del pene de los mamíferos en dos aspectos: su mecanismo de erección es linfático, no vascular, y tiene una función exclusivamente reproductiva. La presencia de gónadas intraabdominales y la ausencia de falo en aves de jaula hacen que sea imposible determinar el sexo por las características externas. (Matiello, 1995)
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El sistema reproductor de la hembra está formado por ovario y oviducto. Normalmente, sólo se desarrollan el ovario y el oviducto izquierdos. Las hormonas sexuales endógenas, producidas por el aparato genital a edad temprana, inhiben el desarrollo de sus homólogos derechos, de los cuales sólo quedan en el animal adulto esbozos rudimentarios. (Matiello, 1995)
Algunas especies tienen los dos ovarios y, más raramente, los dos oviductos desarrollados (algunas rapaces y ciertas estirpes genéticas de gallinas). (Matiello, 1995)
En el sistema nervioso de las aves el cerebro es pequeño con escaso desarrollo de los hemisferios. Utilizan menos el aprendizaje y la memoria que el instinto y el comportamiento estereotipado. (Matiello, 1995)
Las aves más inteligentes, como los loros, tienen un mayor desarrollo de los hemisferios cerebrales, tienen muy bien desarrollados el cerebelo y los centros ópticos. (Matiello, 1995)
Al igual que los mamíferos, tienen 12 pares de nervios craneales. La médula espinal es similar a la de los mamíferos, salvo que la misma es completa en toda la extensión sin cauda equinani filum terminal. (Matiello, 1995)
La médula presenta engrosamientos a la altura del plexo braquial y lumbosacro, desarrollándose uno más que el otro según que el ave sea voladora o corredora. (Matiello, 1995)
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Las aves son animales “visuales” por excelencia. Las especies diurnas tienen una agudeza visual superior a la de los mamíferos, con ojos extremadamente grandes en relación con el resto de la cabeza. (Matiello, 1995)
Generalmente, tienen los ojos ubicados a los costados de la cabeza, para poder obtener un mayor ángulo de visión, evitando ser atrapadas por sus predadores, son la excepción las rapaces que tienen los ojos hacia adelante, proporcionándoles visión binocular para ubicar a sus presas. (Matiello, 1995)
El globo ocular es asimétrico en su forma; consiste en una pequeña región anterior cubierta por la córnea, una región posterior casi hemisférica, mucho más grande, cubierta por la esclerótica; y una región intermedia, de forma variable, que contiene los huesos del ojo (exclusivos de las aves), que unen las otras dos regiones. (Matiello, 1995)
Hay de 10 a 18 huesos esclerales que se solapan levemente unos sobre otros para formar un anillo que circunscribe la córnea. Estos huesos refuerzan el globo ocular y previenen su deformación cuando los músculos ciliares se contraen. (Matiello, 1995)
La retina de las aves es más gruesa que la de los mamíferos y no presenta vasos sanguíneos. Las aves tienen más conos en la retina que los mamíferos, justificando su gran agudeza visual. (Matiello, 1995)
La decusación del nervio óptico es completa, de ahí que no exista respuesta pupilar consensuada. Tienen tres párpados funcionales. El párpado superior y el inferior, que se mueven verticalmente, y la membrana nictitante o tercer párpado, que lo hace horizontalmente. (Matiello, 1995)
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movilidad de la cabeza y el cuello. A diferencia de los mamíferos, el reflejo pupilar es casi independiente. (Matiello, 1995)
El oído de las aves consiste en tres porciones: externa, media e interna. El oído externoes un conducto relativamente corto que se extiende ventral y caudalmente desde el meato acústico externo hasta la membrana timpánica. (Matiello, 1995)
El meato acústico externo es una abertura circular cubierta por plumas especializadas, que se encuentra por debajo y detrás del ojo. No presenta pabellón auricular. Las infecciones del oído externo son raras en las aves. (Matiello, 1995)
El oído medio es una cavidad llena de aire, ubicada entre la membrana timpánica y el oído interno. A diferencia de los mamíferos, la membrana timpánica protruye hacia afuera en vez de hacerlo hacia adentro. Las vibraciones de la membrana timpánica son llevadas al oído interno por el cartílago extracolumellar, el que se halla en contacto con la columella ósea; ésta tiene forma de bastón y se extiende medialmente hacia la ventana vestibular del oído interno. Es el único hueso del oído medio, a diferencia de los mamíferos que tienen tres: martillo, yunque y estribo. Conectando la cavidad del oído medio con la faringe se encuentra la trompa de Eustaquio, que equilibra las presiones de aire a ambos lados de la membrana timpánica. (Matiello, 1995)
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La performance auditiva de las aves difiere de la de los mamíferos en varias formas. La capacidad para el análisis de frecuencias es buena y similar al humano. A pesar de esto, dentro del rango de audición, las aves son menos sensibles que el hombre a los tonos altos y bajos. La resolución temporal del oído de las aves es aproximadamente 10 veces más rápida que la del hombre. En otras palabras, las aves pueden oír cosas que tendrían que ser 10 veces más lentas para que el oído humano pudiera resolver todos los detalles del sonido. (Matiello, 1995)
Manejo de aves en la consulta
Generalmente, los médicos veterinarios no se sienten cómodos manejando aves, por lo cual tampoco son conscientes de los conocimientos actuales en diagnóstico y tratamiento de patologías aviares. (Mattiello, 1995)
Aunque un canario es una mascota tan corriente como un gato o un perro, psicológicamente hay una mayor cercanía comparativa visual (orgánica y de procedimientos) de la medicina de mamíferos con la práctica médica humana que con la medicina aviar. (Mattiello, 1995)
Las aves presentan estructuras anatómicas diferentes, tasas metabólicas elevadas, tamaños y pesos reducidos y los procedimientos a aplicar en ellas requieren instrumental y entrenamiento particular. (Mattiello, 1995)
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A la hora de hacer la reseña y anamnesis es necesario establecer si es un "ave nueva” aquella que ha sido recién adquirida (de captura, en un comercio de venta, decomiso por autoridades, silvestre rescatada, estación de cuarentena o criadero) y si estuvo expuesta últimamente a otras aves. (Mattiello, 1995)
Los problemas potenciales en éstas pueden ir desde parasitosis e infecciones microbianas, hasta traumas físicos o psíquicos, malnutrición y estrés o un “ave establecida" que es definida como aquella que ha estado sola en una casa particular por más de dos años, sin exposición a otras aves durante ese tiempo. (Mattiello, 1995)
Aquí puede encontrarse un sinnúmero de nuevas situaciones, muchas de las cuales están vinculadas a malnutrición crónica (por deficiencia o exceso): obesidad, lipidosis hepática, sobrecrecimiento del pico y de las uñas, insuficiencia cardíaca congestiva, problemas del plumaje, neoplasias, problemas de conducta, autopicaje, quistes de plumas, etc. (Mattiello, 1995)
A su vez, se puede hacer una segunda división en aves jóvenes y aves adultas. Las jóvenes son más susceptibles a presentar ciertas entidades (psitacosis, circovirosis, poliomavirosis, infecciones bacterianas, candidiasis digestiva). Las adultas presentan con mayor frecuencia enfermedades degenerativas, metabólicas y/o neoplásicas. (Mattiello, 1995)
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La jaula/alojamiento que se utiliza también es importante, en qué lugar de la casa se ubica, tiene las medidas necesarias, están los posaderos a la altura correcta, tiene superficies pintadas, hay juguetes o accesorios atóxicos. (Harrison, 1994)
La dieta del paciente aviar es uno de los puntos más importantes, consume semillas, balanceado, alimentos frescos, un ave que no come durante un día y elimina escasa materia fecal es un ave seriamente enferma. (Harrison, 1994)
Es necesario considerar qué libertades tiene el ave y qué relación tiene con el o los dueños, vuela libremente por la casa, está suelta con los dueños ausentes o presentes, comparten comidas con el ave. (Harrison, 1994)
Al observar al ave en su jaula, es recomendable sentarse y esperar un tiempo mirando a distancia, mientras se realiza la reseña y anamnesis. Esta recomendación tiene dos motivos: en primer lugar, muchas aves se esforzarán por actuar acorde al fenómeno de enmascaramiento ante un extraño; permaneciendo a distancia, ayuda a que el ave no perciba una actitud de amenaza, distinta a la de un extraño con la cara sobre la jaula; además, en ese tiempo de espera el ave comienza a relajarse y hay más posibilidades de que empiece a mostrar su verdadero estado mórbido. (Harrison, 1994)
Una vez el ave tranquila, se debe observar y valorar su actitud, posición, actividad y aspecto general. (Bengoa, 2016)
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Respiración: Golpeteo de cola, jadeo, boqueo o cualquier silbido, estornudo o chasquido evidente. (Harrison, 1994)
Deyecciones: El tipo de deposiciones del animal aporta bastante información acerca de su estado de salud. El promedio en un periquito es de 30-40 deposiciones por día y para un guacamayo de 8-15 por día, una disminución en su número puede indicarnos una disminución del apetito, así como del tránsito gastrointestinal o una obstrucción. (Harrison, 1994)
La ausencia de egagrópilas en aves rapaces indica alguna alteración del tracto digestivo superior. (Harrison, 1994)
La porción fecal suele ser de color verde a marrón, una porción de uratos blanca (ácido úrico) y una pequeña cantidad de orina clara. Las heces de un ave sana (y limpia) no presentan olor. La porción fecal de las deposiciones debe ser bien formada, con estriaciones de uratos de consistencia pastosa sobre ellas. (Harrison, 1994)
El estrés y la excitación del viaje hacia el consultorio producen que las evacuaciones más recientes sean acuosas y menos formadas, por lo cual la muestra de deposiciones debe ser previa al traslado. (Harrison, 1994)
Cuando hablamos de sujeción debemos tener en cuenta que al manipular un ave débil o enferma puede padecer de un shockpor la contención física; es un riesgo que tanto el veterinario como el dueño deben asumir si se pretende llegar a un diagnóstico correcto. (Harrison, 1994)
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Si el ave está en muy mal estado, no soporta maniobras y fue traída en una caja o aún en la mano, rápido, aunque cuidadosamente, se la puede colocar en una unidad de cuidado o recipiente de plástico transparente mientras se la oxigena y se la observa, a través de él. (Isaza, 2016)
El mejor complemento en el procedimiento de captura y sujeción de aves es la toalla: grande o pequeña, más o menos gruesa, según el tamaño del ave a manejar. (Isaza, 2016)
Utilizada con paciencia y cierta destreza, permite realizar la captura dentro de la jaula sin persecuciones estresantes y agotadoras, pérdidas o daño en plumas, fracturas o golpes involuntarios y picotazos. (Isaza, 2016)
También se pueden utilizar guantes de fieltro grueso o cuero, aunque éstos no son muy aconsejables, ya que entorpecen los movimientos finos de la mano, lo que enmascarará la presión que hagamos, provocando más fácilmente daño al ave. Además, la predisponen a tener aversión a las manos del dueño o cuidador. (Isaza, 2016)
Durante los procedimientos de captura y sujeción hay que tener preparados todos los elementos que se van a utilizar, tener las ventanas y puertas cerradas, ventiladores y/o estufas apagados, disminuir al mínimo el número de personas presentes; voces, música y otros ruidos extraños ya que pueden provocar un incremento del estrés y el paciente estará más alerta contra lo que pueda suceder. (Isaza, 2016)
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Es conveniente retirar de la jaula los posaderos, bebederos y resto del ¨mobiliario¨ que puedan interferir en la captura. Es necesario tener siempre presente la primera regla en el manejo de aves: sujetar rápidamente la parte del ave que nos pueda dañar más, que suele ser el pico y/o las garras. (Isaza, 2016)
Dependiendo con las especies que se trabaje hay que tener ciertas consideraciones durante la sujeción. En paseriformes (aves pequeñas o medianas) la captura se realizará a mano desnuda o con guantes de látex o polietileno muy livianos. (Isaza, 2016)
Se debe arrinconar al ave en un ángulo de la jaula, realizando movimientos lentos y seguros, sujetar la cabeza entre los dedos índices y mayor y con el pulgar y el meñique los miembros posteriores, punta de alas y cola. Luego retirar suavemente al ave de la jaula. Nunca se debe tironear al ave fuera de la jaula, porque podría fracturarle los dedos o uñas y producir una hemorragia grave. (Harrison, 1994)
En columbiformes (palomas) la captura se realiza a mano desnuda o con guantes de látex, o polietileno muy liviano. Entre el pulgar y el índice de una mano, se sujeta la cola y las puntas de las alas, y entre el índice y el mayor, las patas. El vientre del ave descansa sobre la palma de la misma mano. (Harrison, 1994)
En psitácidos, los más pequeños, pueden ser fácilmente capturados si se apagan las luces para facilitar la ubicación de la mano lentamente sobre el pájaro. (Aguilar
et al; 2010)
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Para los psitácidos difíciles de manejar, se coloca una mano cubierta con una toalla en la entrada de la jaula o transporte y se espera que ésta agarre el costado del transportador, cuando utilice su pico para apoyarse sobre la jaula, se lo sujeta suavemente, pero con firmeza, del cuello, después se controlan las alas y los pies. (Aguilar et al; 2010)
Para la sujeción de tucanes hay que tener varios recaudos. Idealmente en tucanes grandes se requieren dos personas, usar toalla y tener una porción de cinta adhesiva lista. Tomar al ave con la toalla, capturándola como en forma de red; delicadamente deslizar el toallón al pico y resto del cuerpo, aislar el pico mientras todo el cuerpo es sostenido con cuidado dentro del toallón; retirar la toalla de la primera porción del pico y vendarlo con la cinta adhesiva (sin taparle las narinas). (Harrison, 1994)
El/La asistente sujetará el ave mientras se realiza la inspección; con una mano se sujeta la cabeza y con la otra, las patas, punta de alas y cola. Jamás permitir que se tome al tucán sólo del cuello o del pico. (Harrison, 1994)
Las aves rapaces poseen garras extremadamente fuertes y peligrosas. El pico de la mayoría de los rapaces es muy fuerte, pero unas pocas tienden a picar (águilas, caranchos). (Isaza, 2016)
La captura debe realizarse bajo condiciones de oscuridad para evitar debatidas del animal. Es recomendable arrojarle una toalla amplia por encima y envolverle con la misma, manteniendo las dos alas fijas al cuerpo. La oscuridad le tranquilizará, y con las alas sujetas evitaremos autolesiones. (Caldera Dominguez y Gonzalo Cordero, 1993)
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En animales de talla mediana o pequeña, nuestras dos manos se sujetan firmemente al paciente con la espalda dirigida hacia nosotros, manteniendo envuelta también la cabeza en la tela. (Caldera Dominguez y Gonzalo Cordero, 1993)
Las aves de gran tamaño se sujetan mejor si las encajamos en nuestra región axilar, entre brazo y tronco, al tiempo que una de nuestras manos traba sus dos patas y la otra su cuello y cabeza. (Caldera Domínguez y Gonzalo Cordero, 1993)
Aves con alas fuertes como gansos o cisnes se deben sujetar del cuello con una mano y luego aprisionar las alas entre el otro brazo y el cuerpo del manipulador. Gallos de gran porte que pueden estar acostumbrados al manoseo, son potencialmente peligrosos, por esto se recomienda el mismo estilo de sujeción que se utiliza en gansos y cisnes. (Harrison, 1994)
Ya con el ave sujeta, se procede a realizar el examen físico completo, comenzando desde cabeza hasta patas. (Bengoa, 2016)
La cabeza debe ser simétrica respecto a los ojos y éstos deben estar limpios y brillantes. Debe evaluarse la presencia de inflamación en los senos y alteraciones oculares (lesiones, secreciones, masas, etc.). También debe revisarse el reflejo palpebral. (Bengoa, 2016)
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Durante el examen del cuerpo deben observarse detenidamente las plumas y la piel del ave, aunque en una primera inspección debería haberse observado el aspecto general del plumaje. Hay que prestar especial atención a la zona submandibular del cuello. Palpando con detenimiento el esófago y buche, pueden apreciarse dilataciones, gas, cuerpos extraños, retención de alimentos, etc. (Bengoa, 2016)
La relación entre el esternón y la musculatura pectoral ayuda a valorar el estado general del ave (debe apreciarse una pequeña depresión). No obstante, es fundamental que el animal sea pesado cada vez que visite la clínica. (Bengoa, 2016)
Los órganos abdominales son difíciles de palpar, aunque en algunas aves pequeñas puede examinarse mediante transiluminación. Debe determinarse si existen masas intraabdominales, ascites, hernias, etc. Durante la exploración, también debe confirmarse la presencia de hematomas, heridas, etc. (Bengoa, 2016)
En el área de la cloaca, debe observarse si las plumas están manchadas con materia fecal, lo que puede ser indicativo de enteritis o poliuria. También debe identificarse si hay inflamación, impactación o prolapso. Determinar la presencia de huevos retenidos es importante. (Bengoa, 2016)
Las extremidades se evalúan primero sin tomar el animal, se evalúa la posición, simetría de las alas, capacidad de percharse, etc. Una vez con el ave en mano, deben buscarse fracturas, hematomas, mutilaciones, etc. (Bengoa, 2016)
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Los dedos deben rodear la percha y no presentar ni deformaciones ni fracturas. Las uñas de las aves deben desgastarse de forma natural; esto se consigue poniendo en la jaula palos de madera (preferiblemente ramas naturales que tienen un diámetro variable) de un tamaño adecuado. (Bengoa, 2016)
Analgesia
Históricamente, se considera que las aves tienen una capacidad remarcable para lidiar con el dolor, aunque el reconocimiento del dolor en sí es dificultoso. (Harrison, 1994)
Las aves tienen un sentido al tacto al cual reaccionan vocalizando y retirando el miembro ante cualquier estímulo potencialmente doloroso. (Harrison, 1994)
La respuesta a opioides en aves difiere de la respuesta en mamíferos debido a la mayor cantidad de receptores kappa que receptores mu, por esto la utilización de butorfanol es más efectiva que utilizar morfina, buprenorfina o fentanilo. (Harrison, 1994, 2006)
El tramadol más allá de ser un agonista mu se puede utilizar para producir analgesia aunque con precaución ya que en dosis elevadas puede producir íleo paralitico en aves. (Isaza, 2016)
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(Carpenter, 2013)
Los antiinflamatorios no esteroideos (AINES) más comúnmente usados en medicina aviar son karprofeno, ketoprofeno y meloxicam. Los efectos colaterales que se observan en mamíferos como ulceración gastrointestinal y sangrado por inhibición de síntesis de prostaglandinas también se ven en aves, por esto su uso debe ser con cuidado, no transpolar dosis utilizada en mamíferos a aves y asegurarse que el paciente aviar esté correctamente hidratado. (Murphy y Fialkowski, 2001)
Anestesia
La actitud refractaria de aves a métodos de sujeción leves hace que la utilización de anestésicos locales o tranquilizantes no sea de uso cotidiano. Sin embargo, la anestesia general permite al clínico realizar distintos procedimientos como administración de fluidos, técnicas de emergencia, toma de muestra, placas radiográficas o cirugías invasivas. (Harrison, 1994)
Fármaco Dosis Observaciones Tiletamina/
Zolazepam
4-25 mg/kg IM Dosis utilizada en la mayoría de las especies
Butorfanol 1-2 mg/kg IM Psitácidos Ketoprofeno 1-5 mg/kg IM c/12 hs
2,5 mg/kg IM c/24 hs 12 mg/kg IM
Rapaces Psitácidos Gallinas Meloxicam 0,1-0,2 mg/kg IM PO c/24 hs
0,5 mg/kg EV
Psitácidos y Rapaces
Gallinas, Avestruces, Patos, Pavos y Palomas
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Cuando se administran anestésicos inhalatorios, hay diferencias que hay que tener en cuenta entre el sistema respiratorio de mamíferos y aves. La diferencia más destacada radica en el pulmón del ave, que carece de alveolo como unidad funcional, tiene capilares aéreos donde ocurre el intercambio gaseoso. (Harrison, 1994)
Otra diferencia es la carencia de diafragma, tanto la inspiración como la espiración dependen de movimientos coordinados del coracoides, costillas y esternón, por esto no debe haber ningún elemento que comprima al ave durante la anestesia inhalatoria. (Harrison, 1994)
El isoflurano es el anestésico de elección para trabajar con aves. Tiene efectos depresores dosis dependiente sobre el sistema respiratorio y el sistema cardiovascular, sin embargo, hay un intervalo prolongado entre el paro respiratorio y paro cardiaco, que permite actuar y revertir la situación rápidamente. (Harrison, 1994)
El isoflurano se metaboliza en un 0,3% por lo que el daño hepático es mínimo. La solubilidad del isoflurano en sangre es muy baja, por lo que no se disuelve y produce una rápida inducción y rápida recuperación. (Harrison, 1994)
La inducción debe realizarse al 5% y el mantenimiento no debe superar el 2-3%. En caso de que el ave entre en apnea, debe ser intubada y realizar ventilación positiva. Se recomienda, antes de inducir la anestesia, calcular y preparar dosis de drogas de emergencia estándar y drogas de respaldo o de soporte como epinefrina, doxapram y atropina. (Harrison, 1994)
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diario flojo provee una limitación moderada para prevenir movimientos caóticos del cuerpo, también ayuda a una suave recuperación el mantener al ave en un lugar tibio, silencioso y oscuro. (Harrison, 1994)
El uso de anestésicos inyectables en aves tiene las mismas desventajas que en mamíferos. Hay una gran variabilidad en dosis terapéuticas y efectos fisiológicos, tanto a nivel especie como individuo, tampoco proveen un adecuado plano anestésico y pueden llegar a niveles en los tejidos que comprometan la vida del paciente aviar. (Harrison, 1994)
La mayor desventaja de los anestésicos inyectables es la variación que se da entre individuos y entre especies en relación a la dosis de la droga y la respuesta a una droga específica. La eliminación de una droga inyectada depende de su distribución, su biotransformación y su excreción. Si bien se reconocen diferencias por especie entre los animales domésticos y se ajustan drogas y dosis acorde, se tiende a tratar a las aves como si todas ellas pertenecieran a un solo género o especie. (Murphy y Fialkowski, 2001)
Es importante que la condición clínica general del ave sea considerada durante la selección de un protocolo de anestesia. El peso corporal preciso, en gramos, es esencial para la dosificación correcta. Cuando se usan anestésicos inyectables para aves es difícil mantener un plano quirúrgico de anestesia. El riesgo de depresión cardiopulmonar es alto y requiere un monitoreo cuidadoso durante un procedimiento anestésico. (Murphy y Fialkowski, 2001)
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Los anestésicos inyectables usados en aves incluyen barbitúricos, benzodiazepinas, disociativos, agonistas alfa-2 adrenérgicos, y propofol. (Murphy y Fialkowski, 2001)
El diazepam y midazolam pueden reducir la ansiedad durante la inducción de la anestesia y su recuperación. Estos sedantes trabajan mejor si se administran 10 - 20 min antes de manipulaciones posteriores. (Murphy y Fialkowski, 2001)
El comportamiento del ave frecuentemente no refleja la sedación pre-anestésica, pero las aves parecen forcejear menos durante la contención. Esto es muy ventajoso con aves peligrosas como grandes rapaces. El efecto sedante de estas drogas es evidente durante la recuperación, que es lenta y suave. (Murphy y Fialkowski, 2001)
Las benzodiazepinas causan relajación muscular cuando se usan conjuntamente con ketamina, y reduce el nivel de isoflurano necesario para anestesia. El flumazenil administrado IV ayuda a revertir la sedación inducida por benzodiazepinas, y restablece el estado de alerta tan pronto como haya pasado suficiente tiempo para que el anestésico adicional ya no sea efectivo. (Murphy y Fialkowski, 2001)
La ketamina raramente se usa sola porque se asocia con escasa relajación muscular, tremores musculares, contracciones miotónicas, opistótonos y recuperaciones violentas. (Harrison, 1994)
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La recuperación de la anestesia por ketamina, hasta que el ave es capaz de perchar o sostenerse en pie, puede tomar desde 40 minutos a 1 hora, dependiendo de la dosis, la temperatura corporal, la salud metabólica y el tamaño del ave. (Harrison, 1994)
Es recomendable que la ketamina no se use sola, sino que se combine con benzodiazepinas o con agonistas alfa2-adrenérgicos para mejorar la relajación y la profundidad de la anestesia. (Harrison, 1994)
La xilazina, detomidina y medetomidina frecuentemente se usan en combinación con la ketamina. Los agonistas alfa2-adrenérgicos proporcionan relajación muscular, analgesia y sedación con inducciones y recuperaciones suaves. La mayor ventaja de este grupo de fármacos es la disponibilidad de antagonistas específicos para revertir su efecto, permitiendo así la recuperación rápida y suave. (Murphy y Fialkowski, 2001)
El atipamezol se recomienda para revertir a la medetomidina y a la detomidina, y también revertirá los efectos de la xilacina. La yohimbina se usa en aves rapaces y psitácidos para revertir los efectos de la xilacina, tanto sola como en combinación con ketamina. Cuando el ave se encuentra muy estresada, los agonistas alfa2-adrenérgicos son una pobre opción como anestésicos, solos o en combinación. La excitación general puede sobrepasar los efectos sedantes de los agonistas alfa2-adrenérgicos. (Murphy y Fialkowski, 2001)
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El propofol es un anestésico de administración intravenosa de acción rápida, inducción suave, efecto de corta duración y recuperación rápida y suave. Los catéteres intravenosos están muy recomendados para su administración debido a que el fármaco debe ser administrado lentamente para la inducción, y proporcionado repetidamente para mantener la anestesia. (Murphy y Fialkowski, 2001)
La administración de medicamentos se realiza por vía intramuscular (IM) en los músculos pectorales; las inyecciones intravenosas (IV) pueden realizarse en la vena yugular derecha o la metatarsal. La cateterización intraósea (IO) se realiza cuando el acceso venoso ha sido imposible o se requiere acceso inmediato, el catéter puede ubicarse en el cúbito distal y en tibiotarso proximal. (Vargas, 2008)
Fármaco Dosis Observaciones Isoflurano 3-5 % inducción.
1,5-2,5 % mantenimiento
Mayoría de las especies
Ketamina (K)/ Diazepam (D)
(K) 5-30 mg/kg IM + (D) 0,5-2 mg/kg IM IV
Mayoría de lase species
Ketamina (K)/ Midazolam (Mi)
(K) 10-40 mg/kg + (Mi) 0,2-2 mg/kg SC IM
Mayoría de las especies, incluyendo psitácidos
Ketamina (K)/ Xilacina (X)
(K) 4,4 mg/kg + (X) 2,2 mg/kg EV
(K) 10-15 mg/kg + (X) 2 mg/kg IM
Psitácidos y Rapaces
Búhos y Lechuzas
Ketamina (K)/ Acepromacina (A)
(K) 10-25 mg/kg + (A) 0.5-1 mg/kg IM
Mayoría de las especies.
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Protocolo de urgencias
Cuando un ave llega a consulta en estado grave reúne algunas de las siguientes características (o todas ellas): estrés (transporte, manipulación); deshidratación (pérdida de sangre, falta de ingesta de agua); consunción (falta de ingesta de alimentos); hipoglucemiae hipotermia. (Isaza, 2016)
Antes de realizar cualquier maniobra es necesario tener todos los elementos que se vayan a utilizar entre paso y paso para disminuir el tiempo de sujeción del ave y de esa forma disminuir el estrés que padecerá. (Isaza, 2016)
Deben tenerse a mano: redes de captura de diferente tamaño, toallas limpias de distintos tamaños y grosores, guantes de tela y cuero. Jeringas de diversas medidas, sobretodo de 1 ml, alcohol, algodón, vendas tipo cambric y autoadhesivas, bajalenguas, espéculos orales, balanza con escala en gramos (lo más exacta posible), estetoscopio de membrana y en embudo neonatológico, sondas metálicas curvas de punta atraumática para alimentación forzada, instrumental dental, anticoagulantes sanguíneos, instrumental quirúrgico y traumatológico, equipo de anestesia inhalatoria, etc. (Isaza, 2016)
El protocolo de actuación puede llevarse a cabo en seis pasos. Primero se debe realizar un examen visual, es necesario poner el ave en un lugar oscuro, rico en oxígeno para que se recupere. Durante la observación se debe determinar el evento sucedido, cuándo paso (curso agudo o crónico), signos clínicos visibles, qué especie es (síndromes más comunes y grado de susceptibilidad al estrés), observar posturas anómalas o si respira con pico abierto. (Isaza, 2016)
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todos los materiales y medicamentos preparados si se van a utilizar. (Cubas, 2014)
Es necesario tener presente el concepto de ¨soltar ave¨: si hay signos de asfixia, con taquipnea/disnea debe disminuirse la presión y soltar la cabeza, si no intenta picotear, soltar el ave. Ofrecer algo para que el ave se agarre con los pies, si la fuerza no es suficiente o no agarra el objeto, soltar el ave. Si permanece con los ojos cerrados durante la sujeción, soltar el ave. (Cubas, 2014)
Se deben buscar hemorragias, palpar huesos en busca de fracturas, auscultar, observar si hay descargas. Debe realizarse un examen neurológico y ocular para determinar las fascies neurológicas en base a movimiento de alas y patas, en aves rapaces observar el fondo de ojo ya que la presencia de hemorragias o alteraciones de la retina son indicativos de trauma craneoencefálico. En búhos y lechuzas debe observarse el oído interno ya que ahí puede visualizarse la parte posterior del ojo. (Isaza, 2016)
Se debe establecer la condición corporal palpando la quilla y obtener el peso exacto con una balanza para la posterior administración de medicamentos. (Isaza, 2016)
Se debe evaluar el estado de deshidratación del ave observando las mucosas secas, ojos hundidos, córnea seca, pliegue inguinal plegado y descolorido. (Isaza, 2016)
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En caso de haber focos de dolor, se administra la medicación correspondiente en este paso y si es por una fractura se la estabiliza con vendajes. Por último, en este paso se toma una muestra rápida de sangre para evaluar proteínas totales, glucemia y hematocrito. Una vez realizado el examen físico se debe depositar el ave nuevamente en un lugar oscuro y tranquilo para preparar los elementos próximos a utilizar y dejar que los medicamentos administrados actúen. (Isaza, 2016)
En tercer lugar, se realiza un examen más específico para llegar a un diagnóstico final. Gran parte del manejo que se realiza con el ave en este paso requiere anestesia, preferiblemente inhalatoria con isoflurano ya que reduce el stress en gran medida y se puede controlar la respiración con el ave entubada. (Isaza, 2016)
Los traqueotubos utilizados no deben tener balón en lo posible ya que al ser completos los anillos traqueales en aves, el balón produce una compresión que genera isquemia, necrosis y una posterior estenosis traqueal. (Isaza, 2016)
En aves pequeñas se puede utilizar un catéter modificado como traqueotubo. Al realizar las placas radiográficas se debe realizar una de cuerpo entero y otra del área de interés (por ejemplo, si se está evaluando una fractura). En este paso también se realiza el toilet de las heridas si es que las hay. Ya realizadas las maniobras se deja descansar y recuperarse de la anestesia al ave en su jaula o una incubadora para determinar las siguientes maniobras. (Isaza, 2016)
En cuarto lugar, debe evaluarse si el ave necesita cuidados intensivos y la implementación de terapias más agresivas. En caso de obstrucción de vías respiratorias superiores se puede canalizar el saco aéreo caudal y administrar oxígeno por este medio. (Isaza, 2016)
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dorsal que es de fácil acceso y fijación, la vena yugular derecha también se utiliza y la vena braquial en el lado interno del ala que es de fácil acceso, pero difícil de estabilizar debido a su cercanía a la articulación del codo. (Isaza, 2016)
El acceso intraóseo se utiliza comúnmente en la ulna a nivel de la articulación carpo-metacarpo debido a su buena absorción, pero no es recomendable su uso en aves rapaces que se van a liberar debido a que puede producir artritis en la articulación y dificultar el vuelo. (Isaza, 2016)
Otra de las terapias que se puede utilizar en caso de que el ave esté levemente deshidratada es la fluidoterapia subcutánea que es de absorción lenta, las áreas que se utilizan son la axila e ingle. La administración intracelómica no se usa debido al daño que se puede causar a los sacos aéreos. Deben utilizarse fluidos isotónicos a temperatura corporal con agujas pequeñas. (Isaza, 2016)
El soporte nutricional durante cuidados intensivos es fundamental debido a la elevada tasa metabólica que tienen las aves, un ave pequeña que no coma en un día puede colapsar y morir, un ave rapaz debe embucharse si no come por su cuenta, se pueden utilizar menudos de pollo o el ala entera trozada con yema de huevo y un poco de agua para facilitar el pasaje por el esófago. La administración forzada se debe realizar por último debido a que puede producir regurgitación durante otros procedimientos. (Isaza, 2016)
El suplemento de temperatura también es un factor a tener en cuenta, en caso de no poseer una incubadora se puede utilizar un transportador de animales pequeños, cubrirlo con toallones y usar calor de lámpara que además proporciona un entorno oscuro para que el ave se relaje. (Isaza, 2016)
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Si el ave supera los cuidados intensivos se procede a realizar el quinto paso que es el tratamiento definitivo. En caso de fracturas se realiza corrección quirúrgica con fijación externa o amputación, cirugía oftalmológica, manejo más agresivo de heridas con utilización de drenajes o reducción de heridas extensas, terapia antibiótica especifica en caso de infecciones por trichomona o clamidia y terapia de quelación de plomo en caso de intoxicación. (Isaza, 2016)
Todos estos tratamientos específicos no se pueden realizar con el ave débil, por eso es necesario que se realicen los pasos previos para lograr una correcta estabilización del paciente aviar. (Isaza, 2016)
El último paso es la rehabilitación del ave en caso de que se libere, ésta no puede realizarse en el consultorio u hospital. Para evitar infecciones intrahospitalarias debe enviarse el ave a un centro de rehabilitación. (Isaza, 2016)
Terapia de soporte
Durante la terapia de soporte es necesario proveer oxígeno, calor, fluidos, alimento al paciente aviar y un ambiente libre de estrés. (Harrison, 1994)
Los pacientes críticos se beneficiarán si se les realiza una oxigenoterapia previa, sobre todo los disneicos. La forma menos estresante de oxigenar un ave es colocándola en una cámara de oxígeno al 40% de saturación. (Harrison, 1994)
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La administración de O2 no será útil en aquellos pacientes con una anemia severa o en shock hipovolémico; estos pacientes se van a beneficiar cuando se les expanda adecuadamente el volumen sanguíneo y/o se le realicen transfusiones, con el fin de mejorar la oxigenación de los tejidos. (Harrison, 1994)
Las nebulizaciones, con aporte de O2 o sin él, son eficientes en pacientes que cursan con afecciones respiratorias. Esta vía puede utilizarse también para suministrar antibióticos u otros medicamentos. Las partículas de 3 a 7 micras se depositan en la mucosa traqueal y la de los bronquios primarios, secundarios y sacos aéreos; las menores de 3 micras atraviesan la luz de los parabronquios y se depositan en el parénquima pulmonar. (Harrison, 1994)
Antes de tratar afecciones pulmonares y de sacos aéreos, debe verificarse el diámetro de partícula que emite el nebulizador. Las sesiones de nebulizaciones durarán de 10 a 30 minutos cada 4 horas. En caso de disnea severa por obstrucción de las vías aéreas (tráquea, siringe) o durante cirugías de cabeza, se hace necesario canular los sacos aéreos caudales (abdominales, torácicos caudales), para poder ventilar y oxigenar al ave por esta vía. (Harrison, 1994)
La canulación de los sacos aéreos no es de utilidad en afecciones que afecten bronquios, parénquima pulmonar y/o sacos aéreos, o en caso de afecciones respiratorias secundarias como ascites u organomegalia. La técnica de abordaje a los sacos aéreos es similar a la utilizada para exámenes laparoscópicos. Para realizar la canulación del saco aéreo abdominal se toman como referencia el borde caudal de la última costilla, el pubis y el músculo flexor crurismedial, formándose un triángulo en el cual se realiza una incisión y se perfora el saco aéreo, se introduce el catéter y fija en piel. (Harrison, 1994)
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plumón o hilo fino de algodón; éstos se deben mover al compás de los movimientos respiratorios del ave. (Harrison, 1994)
La temperatura corporal normal de las aves varía de 38 a 42,5 °C. Una temperatura corporal menor de 35 °C es crítica. Una condición corporal pobre influye directamente en la retención del calor. Las aves enfermas a menudo se hallan hipotérmicas y deberían ser colocadas en una unidad de cuidado o incubadora. (Harrison, 1994)
La mayoría de las aves logran bienestar a una temperatura ambiente de 21-29 ºC y 60-70% de Hº. Esta temperatura puede ser focal o ambiental (unidad de cuidado, incubadora). Una temperatura focal adecuada puede lograrse con una manta térmica debajo del piso de la jaula, una lámpara de cerámica, infrarroja o incandescente. (Harrison, 1994)
Debe controlarse la temperatura alcanzada utilizando termómetros ambientales. Es necesario tener precaución con el sobre acaloramiento, las aves en muy mal estado no siempre pueden alejarse de la fuente de calor si éste es excesivo. (Harrison, 1994)
La fuente de calor debe estar ubicada en tal forma que permita un gradiente de temperatura en el recinto del ave, para que ésta pueda escoger el lugar más confortable. De no contar con una incubadora, el nivel de humedad puede conseguirse por medio de un recipiente con agua, dentro de un receptáculo calefaccionado. También sirve una toalla humedecida colocada en el fondo de éste que evapora agua a medida que se seca por el calor. (Harrison, 1994)
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El requerimiento diario de fluidos es de 50 ml/kg/día, (5% peso corporal/día). El objetivo de la fluidoterapia es corregir el desbalance de líquidos y electrolitos que presente el paciente. Al planear una fluidoterapia se debe considerar el funcionamiento de los sistemas cardiovascular y renal. La fluidoterapia está indicada cuando hay disminución de la ingesta de líquidos (anorexia); aumento de su pérdida (vómito, diarrea o poliuria); traumas o quemaduras; intoxicaciones; ascites y durante los actos quirúrgicos. (Harrison, 1994)
Antes de restablecer el porcentaje de líquido perdido, es necesario valorar el nivel de deshidratación mediante la valoración de los signos clínicos asociados a la deshidratación: < 5 %(no detectable), 5-10 %( pérdida sutil de la elasticidad de la piel, pérdida del brillo y turbidez de los ojos, membranas mucosas resecas), 10-12 %( pérdida manifiesta de la elasticidad de la piel, pérdida del brillo y turbidez de los ojos, membranas mucosas resecas, extremidades frías, depresión, frecuencia cardíaca incrementada), 12-15 %(depresión extrema, shock, coma). (Isaza, 2016)
Se asume que un ave con signos de enfermedad presenta aproximadamente un 10% de deshidratación; por lo tanto, para calcular el déficit de fluido (en ml) a suministrar dentro de las 48-72 horas se tendrá en cuenta: el peso del ave (g) y por ende su requerimiento de mantenimiento más el porcentaje de deshidratación (en ml). (Isaza, 2016)
Cálculo y reemplazo de fluidos:
- Requerimientos de mantenimiento diario (ml) = 40-60 ml/kg/día - Déficit estimado (ml) = peso vivo (g) x % deshidratación (ml) ٪ 100.
Ejemplo: ave de 250 g con 10% de deshidratación: - peso: 250 g
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Protocolo de rehidratación:
1er día:100 % del mantenimiento + 50 % del déficit = (12,5 + 12,5) = 25 ml/día. 2do día:100 % del mantenimiento + 25 % del déficit = (12,5 + 6,25) = 19 ml/día. 3er día:100 % del mantenimiento + 25 % del déficit = (12,5 + 6,25) = 19 ml/día.
Luego se continúa con las dosis de mantenimiento, hasta tanto el ave se hidrate por sí sola. (Isaza, 2016)
Las vías de administración que se pueden utilizar son: vía intravenosa (IV) o intraósea (IO). Los puntos de venopunción son la vena yugular derecha, la vena braquial, y la vena metatarsal. (Harrison, 1994)
La canulación intraósea se realiza en la ulna distal o del tibiotarso proximal. Está indicada en casos de shocko deshidratación severa. Esta vía permite expandir el volumen circulatorio y realizar rápidamente una perfusión de los riñones. También es de utilidad para mantener un flujo de fluidos hacia el lecho sanguíneo en procedimientos largos, como reparaciones ortopédicas. En estos casos la vía IO se coloca cuando el paciente ha sido anestesiado, evitando el dolor y el estrés que conlleva esta maniobra. (Harrison, 1994)
La frecuencia de administración por esta vía es por infusión: 10 ml/kg/h durante las primeras 2 horas, luego pasar a 5-8 ml/kg/h por bolo lento: cada 8-12 horas. La desventaja de los bolos es que pueden causar una hipervolemia transitoria que llevará a una poliuria con menor retención de líquidos. Es necesario evaluar la utilización de la vía intraosea en aves rapaces ya que puede causar artritis y dificultar el vuelo. (Harrison, 1994)
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Vía oral (PO): se administra por la técnica de sondaje en buche. Es efectiva sólo en casos de deshidratación leve o durante el manejo de lotes grandes de aves en centros de rehabilitación (ej.: aves acuáticas empetroladas), o aves grandes difíciles de manejar. Está contraindicada en casos de estasis digestivo, aves deprimidas o con convulsiones. No es efectiva en casos de shock. A manera de dosis orientativa, suministrar 30 ml/kg cada 6-8 horas. Los tipos de fluidos que se pueden utilizar por vía enteral son solución ringer lactato, dextrosa 5%, solución fisiológica (ideal la mitad con suero ringer Lactato y la otra mitad con suero glucosado al 5%). (Harrison, 1994)
Para mantenimiento oral se puede utilizar gatorade, seven up (sin gas). En aves rapaces se puede utilizar una mezcla de 40 ml de agua, una cucharada de miel y una cucharada de gatorade, en caso de no haber regurgitación se agrega una yema de huevo a la mezcla y se divide su administración en 2 o 3 tomas. (Isaza, 2016)
La suplementación de glucosa es un pilar en el tratamiento de sostén. Las aves malnutridas, sépticas y con hepatopatías suelen presentar hipoglucemia. Esto es frecuentemente visto en neonatos de todas las especies paseriformes, rara vez en psitácidos y ocasionalmente en rapaces. Los casos graves deben ser tratados de inmediato, ya que pueden disparar convulsiones, debilidad y depresión. (Harrison, 1994)
En pacientes hipoglucémicos críticos el tratamiento de emergencia consiste en el suministro de dextrosa al 25% IV de 1-2 ml/kg lentamente hasta efecto. Si el paciente se halla muy deshidratado, el uso único de dextrosa está contraindicado, debiéndose asociar a solución ringer lactato o solución fisiológica. (Harrison, 1994)
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técnica utilizada para realizarla es vía alimentación forzada por intubación del buche o proventrículo (en aquellas aves que no presenten el primero). (Harrison, 1994)
La alimentación manual en la boca por medio de jeringa sólo es útil en aquellas aves (psitácidos), que presenten una reversión a su conducta de pichón y que muestren un buen reflejo de deglución. Antes de administrar alimento de manera forzada, el ave debe tener corregido su estado de hidratación. (Harrison, 1994)
Cuando se alimenta a un ave adulta enferma hay que tener en cuenta que come proporcionalmente mucho menos que un pichón. Un loro pichón puede acomodar en su buche hasta un 10% de su peso corporal, porque su buche es muy elástico y el tránsito de comida en ellos es muy rápido. El adulto ha perdido esa elasticidad; sólo le queda el 3% de aquella y el tránsito de alimento es más lento, más todavía en aves muy enfermas, que a su vez toleran mal contenidos aun moderados de alimento, por lo que deberá tenerse extremo cuidado de no causar regurgitación. (Harrison, 1994)
Para aves rapaces se debe administrar pollo trozado (con hueso), yema de huevo y un poco de agua para facilitar la deglución, para aves pequeñas se puede utilizar una mezcla de alimento para gatos (Premium), ensure, miel, banana y agua, todo procesado y colado para que no genere oclusión en la sonda. (Isaza, 2016)
Urgencias y tratamientos
Hemorragias
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alta que la de los mamíferos y, por tanto, la salida de sangre es más rápida. (Harrison, 1994)
En las fracturas óseas de los huesos largos, los extremos fracturados actúan a modo de cuchillo cuando se mueven violentamente, cortando y lacerando músculos, nervios, vasos y piel, y desarrollándose una hemorragia tras otra. (Harrison, 1994)
Los pacientes que sufren hemorragias copiosas pueden evolucionar hacia el estado de shock hipovolémico. Si bajo esta situación se administran vasodilatadores o hipotensores (la mayoría de los tranquilizantes y anestésicos poseen este efecto en una u otra medida), las posibilidades de fallecimiento aumentan. (Harrison, 1994)
El tratamiento consiste en realizar hemostasia e identificar el origen de la hemorragia, se debe tener en cuenta que la presión sanguínea de un ave puede sufrir un aumento de hasta el 300% en respuesta a estímulos dolorosos. En caso de poder controlar el sangrado no es recomendable seguir con la exploración física hasta que el paciente se estabilice ya que repetidas manipulaciones pueden reiniciar el sangrado. (Harrison, 1994)
Si el sangrado persiste puede ser necesario realizar cauterización quirúrgica o vendaje compresivo. Reemplazar volumen de fluidos perdidos (IV, IO); administrar hierro dextrano (10 mg/kg IM), Vit. B12 (0,25-0,5 mg/kg IM), Vit. K1 (0,025-2,5 mg/kg IM), Vit. D3 (3300 U/kg IM) y antibióticos si se sospecha de sepsis. (Carpenter, 2013)
