-Tesis Doctoral-
Estudio a nivel de moléculas individuales de la actividad de replicación del ADN de la
polimerasa del bacteriófago Phi29
José Alberto Morin Lantero Julio de 2013
Universidad Autónoma de Madrid Facultad de Ciencias
Departamento de Física de la Materia Condensada
Memoria presentada para obtar al grado de Doctor en Biofísica José Alberto Morin Lantero
Junio, 2013
Universidad Autónoma de Madrid Facultad de Ciencias
Departamento de Física de la Materia Condensada
Directores de tesis:
Dr. Borja Ibarra IMDEA Nanociencia Dr. José L. Carrascosa CNB - CSIC
Abstract
The accurate replication of DNA is essential to keep genetic integrity. Replicative DNA polymerases are the enzymes responsible for DNA synthesis; they work as molecular motors that translocates along DNA through a series of conformational changes fuelled by dNTP binding and hydrolysis. This process requires overcoming the energetic barrier associated with the base pair melting of its double helix and a ne tuned coordination between the processes of DNA unwinding and replication. One intriguing question that remains poorly understood is the exact mechanism of the coupling of these two reactions. Moreover, little is known about the mechanochemistry of translocation: How thermal and chemical energies are converted to movement? Or more speci cally, which step of the dNTP binding and incorporation cycle lead to translocation? In the bacteriophage Phi29 the processes of replication and unwinding are tightly coupled within the same protein: the Phi29 DNA polymerase.
This polymerase also presents the basic architecture of the polymerase domain, common to all known polymerases, and the basic features of Family B DNA polymerases.
In this thesis we use optical tweezers to characterize, at a single molecule level, the basis for the tight coupling between replication and unwinding and the mechanochemistry of translocation in the Phi29 DNA polymerase. We found, after including the pause kinetic in a model to quantify the unwinding mechanism, that the wild type and an unwinding de cient polymerase variant both destabilize the fork with the same active mechanism: the polymerase destabilize at least two base pairs in the junction with an energy per base pair of 4Gd= 2 kBT.
We also found that this polymerase presents a robust mechanism, capable of processing DNA at high opposing forces. For all conditions tested (opposing and aiding forces (−50 to 20 pN)) the velocity without pauses follows a Michaelis-Menten relation (for dNTP concentrations of 5, 10, 50, 100, 200, 500 µM). The force dependence of the Michaelis-Menten parameters (Vmax and Km) indicates that the force dependent step in the polymerization cycle is related to the binding step, suggesting a Brownian ratchet type of mechanism.
Índice general
Abstract 5
1. Introducción 5
1.1. La Replicación del ADN . . . 5
1.1.1. El ciclo de Polimerización . . . 8
1.2. Mecanoquímica de la translocación. . . 11
1.3. Estudios a nivel de moléculas indviduales. . . 15
1.3.1. Técnicas experimentales de molécula individual . . . 17
1.3.2. Aplicaciones al estudio de la replicación del ADN . . . 19
1.4. La polimerasa de ADN de Phi29 . . . 24
2. Objetivos 29 3. Materiales y Métodos 31 3.1. El instrumento de pinzas ópticas. . . 31
3.1.1. Diseño de la celda de uidos y sistema de uidos. . . 33
3.2. Diseño de las moléculas de ADN . . . 34
3.2.1. Estudio del acoplamiento de las actividades de extensión del primer y despla- zamiento de banda . . . 34
3.2.2. Estudio del mecanismo de translocación. . . 36
3.2.3. Preparación de las asas con digoxigeninas. . . 37
3.3. Protocolo experimental . . . 37
3.3.1. Protocolo para unir las moléculas de ADN entre las microesferas. . . 38
3.3.2. Tampones . . . 38
3.3.3. Obtención de las microesferas recubiertas con antidigoxigenina. . . 39
3.4. Polimerasa de ADN de Phi29 salvaje, mutante D12AD66A y biotinilada. . . 39
4. Resultados 41
4.1. Acoplamiento entre polimerización y desplazamiento de banda. . . 41
4.1.1. Diseño experimental . . . 41
4.1.2. Caracterización de la horquilla . . . 42
4.1.3. Detección de Actividad . . . 43
4.1.4. Efecto de la estabilidad de la horquilla en la velocidad de replicación . . . 47
4.1.5. Cinética de Pausas . . . 49
4.1.6. Cuanti cación del mecanismo de apertura de la doble hebra. . . 58
4.2. Mecanoquímica de la translocación. . . 66
4.2.1. Diseño experimental . . . 66
4.2.2. Detección de Actividad . . . 67
4.2.3. Efecto de la fuerza y la concentración de nucleótidos en la actividad de repli- cación. . . 71
5. Discusión 77 5.1. Acoplamiento entre polimerización y desplazamiento de banda. . . 77
5.2. Mecanoquímica de la translocación. . . 82
6. Conclusiones 85 Agradecimientos 87 7. Anexos 89 7.1. Ensayo bioquímico de actividad de polimerización, exonucleólisis y desplazamiento de banda de la polimerasa de Phi29 etiquetada con biotina en el extremo amino-termial. 90 7.1.1. Ensayo acoplado de polimerización/exonucleólisis (pol/exo). . . 90
7.1.2. Ensayo de desplazamiento de banda acoplado a la replicación del ADN M13. . 91
7.2. Determinación de las energías de enlace entre pares de bases AT y GC. . . 91
7.3. Modelo de Betterton y Julicher . . . 95
7.4. Artículos publicados durante el periodo de tesis . . . 97
Bibliografía 99
Nomenclatura 109
Índice de guras
1.1. Proteínas que componen la horquilla de replicación. . . . 6 1.2. El ciclo de polimerización . . . 9 1.3. Transición de la con guración abierta a cerrada en el dominio dedos de la polimerasa Klentaq1. . . 10 1.4. Diagrama de energía libre de una reacción afectada por una fuerza inhibitoria. . . . 12 1.5. Elasticidad del ADN de cadena doble y sencilla . . . 20 1.6. Ejemplo de aplicaciones de las técnicas de manipulación de moléculas individuales al estudio de
polimerasas de ADN, ARN y helicasas a nivel de moléculas individuales. . . . 21 1.7. Estructura del complejo binario de la polimerasa de Phi29 . . . 25 3.1. Construcción de la celda de uidos. . . . 33 3.2. Representación esquemática (no a escala) de la horquilla construida para el estudio de la replicación
acoplada al desplazamiento de banda . . . 35 3.3. Representación esquemática del diseño y componentes de las moléculas de ADN utilizadas para
formar el complejo ADNp-ADN. . . . 36 4.1. Diseño experimental. Acoplamiento entre polimerización y desplazamiento de banda. . . 42 4.2. Detección de las actividades de desplazamiento de banda y extensión del primer. . . . 43 4.3. Determinación de la curva de fuerza-extensión del ssDNA para el estudio de la replicación acoplada
al desplazamiento de banda. . . . 46 4.4. Dependencia con la tensión de las velocidades medias para la polimerasa salvaje y el mutante ddb. . 48 4.5. Dependencia del tiempo de residencia con la secuencia para la polimerasa salvaje y el mutante ddb. 49 4.6. Procedimiento de detección de pausas. . . . 50 4.7. Procesividad de las polimerasas salvaje y mutante ddb. . . . 52 4.8. Dependencia de la duración de pausas con la concentración de polimerasa para las polimerasas salvaje
y mutante ddb. . . . 53
4.10.Comportamiento de la frecuencia de pausas para el mutante ddb. Estudio del acoplamiento entre las
actividades de desplazamiento de banda y replicación . . . 56
4.11.Duración de pausas para las polimerasas salvaje y mutante ddb. . . . 57
4.12.Representación esquemática y notación del modelo utilizado para describir el avance de la polimerasa en las condiciones de desplazamiento de banda. . . . 59
4.13.Predicción de la velocidad media de desplazamiento de banda con valores alternativos de ∆Gdy M. 64 4.14.Diseño experimental. Estudio del mecanismo de translocación. Con guración fuerza a favor. . . . . 68
4.15.Diseño experimental. Estudio del mecanismo de translocación. Con guración fuerza en contra. . . . 69
4.16.Actividad de replicación de la polimerasa inmovilizada. . . . 70
4.17.Determinación de la curva de fuerza-extensión del ssDNA. Mecanismo de translocación. . . . 70
4.18.Procedimiento de detección de pausas. Mecanismo de translocación . . . 72
4.19.Frecuencia y duración de pausas. Mecanismo de translocación . . . 73
4.20.Dependencia de la velocidad de replicación con la fuerza a diferentes concentraciones de dNTP en los modods de extensión del primer y desplazamiento de banda. . . . 74
4.21.Dependencia de la velocidad sin pausas con la concentración de nucleótidos . . . 75
4.22.Dependencia de de Km, Vmax y Kb con la fuerza. . . . 76
5.1. Mecanismo de apertura del ADN propuesto . . . 79
5.2. Efecto de la fuerza en la estabilidad del complejo binario/terciario . . . 82
7.1. Ensayo acoplado de polimerización/exonucleólisis (pol/exo) . . . 90
7.2. esplazamiento de banda acoplado a la replicación del ADN M13 . . . 91
7.3. Determinación de las energías de enlace entre pares de bases AT y GC . . . . 93
7.4. Alineamiento de las curvas experimentales de apertura mecánica de la doble hebra. . . . 95
Índice de tablas
4.1. Rates y cambios conformacionales durante las reacciones de extensión del primer (e. p.) y despla- zamiento de banda (d. b.) determinados a partir de ajustes independientes a la dependencia de la frecuencia y duración de pausas con la tensión. . . . 60 4.2. Rates de entrada y salida durante las reacciones de polimerización y desplazamiento de banda (poldb)
y solo polimerización (pol) determinados a partir de la distribución de frecuencia de duración de pausas. 61 4.3. Rates de entrada a pausa por unidad de tiempo sin pausa, (a f = 0), y cambios conformacionales
durante las reacciones de polimerización y desplazamiento de banda (poldb) y solo polimrización (pol) determinados a partir de la dependencia de tensión de la longitud y la frecuencia de pausas. . . . . 63
1 Introducción
1.1. La Replicación del ADN
La molécula de ADN contiene toda la información genética necesaria para la vida. Antes de cada evento de división celular, se deben hacer nuevas copias de cada una de las muchas moléculas que forman la célula, incluyendo la duplicación de todas las moléculas de ADN. La replicación es el proceso de duplicación de la información genética (los genes), que permite que esta información pase de cada célula a las dos células hijas producto de la división celular y por tanto de un organismo a su descendencia (Alberts (2003)).
La estructura del ADN, una doble hélice formada por cadenas complementarias antiparalelas (Wat- son (1953)), tiene consecuencias notables en el proceso de replicación. El hecho de que cada nucleótido en una de las cadenas esté apareado con un nucleótido complementario de la cadena opuesta, signi ca que cualquier parte de la secuencia podría actuar como una plantilla para la parte correspondiente de la cadena complementaria. Esta estructura ofrece además, la estabilidad física necesaria, en las condiciones del interior celular, a una molécula cuya función principal es la de contener la informa- ción genética. Al mismo tiempo, cualquier mecanismo de lectura, ya sea durante la replicación o la transcripción de genes, requiere el acceso dinámico a la secuencia de bases escondidas en el interior de la doble hélice. Por esta razón, el proceso de apertura de las dos cadenas no puede ser espontá- neo, sino que requiere de proteínas especializadas capaces de vencer el conjunto de interacciones que mantienen unidas las dos cadenas.
La replicación en el interior celular es llevada a cabo por un complejo de proteínas llamado repliso- ma, que se ensambla para formar una estructura en forma de Y llamada horquilla de replicación (Cairns (1963)) y de la cual la polimerasa replicativa de ADN, la enzima responsable de copiar el ADN, es su componente fundamental, Figura 1.1.
Esta proteína utiliza la energía proveniente de la unión e hidrólisis de los nucleótidos trifosfato (dATP, dTTP, dGTP, dCTP) para desplazarse, en la dirección 3' a 5' de la cadena molde, incorporando
AbrazaderaMdeslizante
Helicasa PolimerasaMenM laMcadenaMlíder
Primasa Primosoma
Topoisomerasa
ParentalMDNAMhelix
ProteínaMdeMunión MaMcadenaMsencilla FragmentoMdeMOkazakiM
MoldeMlíder
CargadorMdeMabrazadera CebadorMdeMARN
MoldeMretrasado
Figura 1.1: Reproducido de Alberts (2003). Proteínas que componen la horquilla de replicación. La maquinaria de replicación en organismos tan variados como virus, bacterias y eucariotas posee un conjunto de proteínas que realizan funciones similares. Cada sistema consiste en una molécula de polimerasa de ADN en la hebra líder y una en la retrasada, una primasa, proteínas de unión a cadena sencilla que revisten al ADN molde y lo mantienen abierto y con las bases expuestas, una helicasa que junto a la topoisomerasa promueven la apertura la doble hélice y proteínas accesorias adicionales que mantienen las polimerasas unidas entre si y al molde de ADN . Adicionalmente, se necesitan un conjunto de proteínas (no se muestran) que promueven la formación de la horquilla en el origen de replicación, una enzima ARNasaH para eliminar los primers de ARN de los fragmentos de Okazaki y una ligasa de ADN para sellar los fragmentos de Okazaki adyacentes entre sí para formar una cadena de ADN continua.
secuencialmente el nucleótido seleccionado, de acuerdo a su emparejamiento con el complementario (T, A, C o G, respectivamente), al extremo 3' de la cadena naciente. La direccionalidad química de la cadena sencilla de ADN y el hecho de que las dos cadenas que forman la doble hebra sean antiparalelas implica que sólo una de las cadenas hija pueda ser sintetizada de manera continua, por una polimerasa que se mueve a lo largo de la cadena líder, mientras otra copia de la polimerasa es necesaria para la síntesis de la cadena retrasada, a través de la síntesis una serie de fragmentos cortos de ADN llamados fragmentos de Okazaki (Okazaki et al. (1968)). Además del molde, las polimerasas de ADN necesitan un extremo de una cadena de ADN o ARN preexistente (un cebador, en inglés primer) al cual unir el nucleótido incorporado. Por esta razón la polimerasa de la cadena retrasada necesita la acción de una enzima llamada primasa que produce una molécula corta de ARN que actúa como primer de cada fragmento de Okazaki.
La delidad del proceso de replicación es crucial para mantener la estabilidad genética. En general, este proceso se lleva a cabo cometiendo un error por cada 109 - 1010 bases replicadas. Esta alta
1.1 La Replicación del ADN
precisión se logra mediante la combinación de diferentes mecanismos que funcionan al unísono: i) La selectividad del nucleótido correcto durante la síntesis procesiva, ii) la capacidad de corrección de errores que tienen muchas polimerasas y iii) mecanismos de eliminación de errores una vez el error ha sido incorporado.
Ante el evento de incorporación de un nucleótido incorrecto, muchas polimerasas poseen una activi- dad de corrección exonucleasa asociada que hidroliza los nucleótidos de la cadena primer apareados de forma incorrecta, mejorando la delidad en más de 100 veces (Kunkel (2004)). En el caso en que un error se sella y queda incorporado en el genoma, existen mecanismos de reparación que eliminan la/s base/s erróneas. La mayor contribución a la delidad en el proceso de replicación la aporta la actividad de la polimerasa de ADN.
La helicasa replicativa de ADN es la enzima encargada de abrir la doble hebra. Esta proteína se mueve a lo largo de una de las cadenas forzando a la doble hélice a abrirse por delante de la horquilla de replicación de manera que la juntura (frontera entre la región de cadena doble y de cadena sencilla) de la horquilla se desplaza en la dirección de replicación de la cadena líder al tiempo que las bases del ADN queden expuestas para ser copiadas por la polimerasa. Estas proteínas poseen actividad ATP-asa, lo que les permite convertir la energía química proveniente de la hidrólisis dATP en trabajo mecánico capaz de generar movimiento unidireccional y aportar energía al proceso de separación de las cadenas de la doble hebra(Lohman and Bjornson (1996)).
La maquinaria replicativa se alinea de manera especí ca de modo que cada paso sucesivo está
namente regulado por el anterior dando lugar a un proceso extremadamente complejo, pero a su vez rápido e increíblemente preciso. La caracterización de un sistema biológico como la replicación del ADN, requiere responder preguntas fundamentales sobre la mecánica, dinámica y mecanoquímica del proceso: ¾Cómo modulan las propiedades físicas del ADN la organización y actividad de la maquinaria replicativa?, ¾Cómo están acopladas las reacciones de apertura y replicación del ADN?
¾Cuál es el mecanismo físico que utilizan las polimerasas y helicasas replicativas para replicar y desestabilizar la juntura al mismo tiempo?
Por otra parte, poco se sabe acerca de la dinámica y mecanoquímica de translocación de las polime- rasas replicativas: ¾Cómo convierten estas proteínas las energías térmica y química en movimiento a lo largo del ADN? ¾Qué paso del proceso de unión e incorporación de dNTP conlleva a la translo- cación? O de manera más general, ¾Presenta la polimerasa un mecanismo de `Brownian ratchet' en el cual la unión de dNTP solo es capaz de capturar y estabilizar el estado translocado o presenta un mecanismo de `power stroke' en el cual la hidrólisis de dNTP, o la liberación del producto, induce
un cambio conformacional en la proteína que empuja la enzima hacia delante (Steitz (2006))?
1.1.1. El ciclo de Polimerización
Todas las polimerasas de ADN de una sola unidad, de las cuales se conoce su estructura, a pesar de provenir de organismos que cubren toda la gama de seres vivos (Archaea, Bacteria, Eukaria y virus) y de presentar una gran disparidad en su secuencia, presentan un dominio de polimerización con una arquitectura básica y una relación espacial similar, que asemeja la forma de una mano derecha formada por subdominios identi cados como palma, pulgar y dedos (Rothwell and Waksman (2005)).
Los subdominios pulgar y dedos forman una hendidura en forma de U debajo de la cual se encuentra el subdominio catalítico palma. El subdominio pulgar estabiliza el dúplex primer-molde, producto de la síntesis, mientras que el subdominio dedos contiene residuos básicos que unen la región trifosfáto del nucleótido entrante y el pirofosfato, producto de la reacción de transferencia fosforil.
Un mecanismo cinético estándar, basado principalmente en estudios de pre-steady state kinetics of nucleotide turnover, (Johnson (1993)), también se ha propuesto para todas las polimerasas conocidas y se inicia una vez la enzima se ha unido al extremo terminal del primer (p/t) para formar el complejo enzima-p/t (E:p/t) (paso 1), Figura 1.2. La unión de la proteína al sitio p/t redunda en cambios conformacionales en la proteína fundamentalmente localizados en el dominio pulgar y cuyo resultado global es el de formar un cilindro que rodea completamente al ADN. Las interacciones que se establecen entre la proteína y la porción corriente arriba del ADN, además de mantener el extremo 3' del primer alineado con el sitio activo de polimerización, permiten que la proteína se mantenga unida al ADN durante el proceso de polimerización procesiva.
El siguiente paso del ciclo de incorporación es la unión del nucleótido (dNTP) al complejo E:p/t (paso 2). Estudios estructurales sugieren que las polimerasas de la familia A (polimerasas de reparación en bacterias, la mayoría de las polimerasas replicativas en bacteriófagos, y la polimerasa de ARN de T7) unen el nucleótido entrante a un sitio de pre-inserción localizado cerca del dominio dedos antes de acompañarlo al sitio de inserción, estando la base de cada nucleótido apuntando hacia la zona de unión a ADN. Por otra parte, debido a que las polimerasas de la familia B (replicación del genoma en virus y eucariota) presentan una discriminación mucho mayor entre el nucleótido correcto y el incorrecto, se ha propuesto que estas polimerasas unen el nucleótido directamente en el sitio activo.
En todo momento el subdominio dedos uctúa entre una conformación abierta y cerrada, estando la conformación abierta favorecida en ausencia del nucleótido entrante o del producto pirofosfato (Dahl
1.1 La Replicación del ADN
3'
5'
-10
+1 5'
sitio)de)inserción Molde
Primer
5'
3' -10
+1 5'
dNTP)entrante 5'
3' -10
+1 5'
Pol)+)p/t)DNA ))))(binario)))
3'
5'
-1 0+1 5'
3'
5'
Translocación)?
Pol+p/t+dNTP pre-inserción)
-10
+1 5'
Pol+p/t+dNTP post-inserción
(ternario)
Liberación)de
pirofosfáto Pol+p+1/t)pre-traslocación )))))))))))))
Molde corriente)abajo
Pol+p+1/t post-traslocación)
(binario)
Figura 1.2: El ciclo de polimerización. Reproducido de Berman et al. (2007). La polimerasa (círculo gris) se une a un molde con un extremo 3' (azul y rojo) para formar el complejo binario E:p/t, seguido de lo cual el nucleótido entrante (verde) se une al sitio de inserción (naranja) para formar el complejo ternario (E:p/t:dNTP).
La incorporación del dNTP al la hebra primer, catalizada por la polimerasa, resulta en la extensión del primer un nucleótido más una molécula de pirofosfato unida cerca del sitio activo. La liberación de pirofosfato es necesaria para que el nucleótido recién incorporado se mueva desde el sitio de inserción al sitio de priming.
et al. (2012); Rothwell et al. (2005)). Adicionalmente, en la con guración abierta de los dedos, un impedimento estérico se inserta en el sitio activo de polimerización y se posiciona encima del primer par de bases del dúplex, Figura 1.3a, bloqueando el acceso directo del nucleótido entrante a la base molde. En la conformación cerrada los dedos se mueven hacia adentro y se posicionan mucho más cerca del sitio activo de polimerización, lo que facilita que los grupos fosfato del nucleótido entrante actúen como un intermediario electrostático1 entre residuos básicos en la punta de los dedos y los iones metálicos catalíticos quelados por los residuos conservados del subdominio palma, estabilizando de esta forma la conformación cerrada (Rothwell and Waksman (2005)), Figura 1.3b. Durante esta transición, el impedimento estérico es liberado del sitio activo, lo que permite a la primera base de la cadena sencilla (la base molde) posicionarse en frente del nucleótido entrante en una con guración espacial similar a la que tendría si formara parte de la doble hebra. Una de las características más llamativas de esta conformación es que contiene, universalmente, una interfase plana con la cual veri car la disposición de planos paralelos inherente al apareamiento de Watson y Crick (Steitz
1Corsslink
(2006)).
(a)
Tyr 671 Base Molde
Molde Molde
(b)
Figura 1.3: Transición de la con guración abierta a cerrada en el dominio dedos de la polimerasa Klentaq1. En la con guración abierta de los dedos 1.3a, la Tirosina 671 se inserta en el sitio activo de polimerización bloqueando el acceso directo del nucleótido entrante a la base molde (violeta). En la conformación cerrada 1.3b los dedos se mueven hacia adentro y se posicionan mucho más cerca del sitio activo de polimerización, lo que facilita que los grupos fosfato del nucleótido entrante (gris) actúen como un intermediario electrostático entre residuos básicos en la punta de los dedos y los iones metálicos catalíticos quelados por los residuos conservados del subdominio palma (naranja). Durante esta transición, el impedimento estérico es liberado del sitio activo.
Como se ha mencionado, la delidad en la replicación de la información genética es un requerimiento esencial del ciclo de polimerización. La idea inicial, propuesta por Watson y Crick y basada en la estructura del ADN, fue que la selección estaba determinada por el apareamiento basado en los enlaces de hidrógeno de las bases A-T y G-C. Sin embargo, la diferencia de energía, debida exclusivamente a los enlaces de hidrógeno, entre la formación de un par de bases A-T y uno G-C podría explicar a lo sumo una frecuencia de error de 10−2, (Loeb and Kunkel (1982)), en clara contradicción con la frecuencia observada (∼ 10−3 - 10−6). La estructura del sitio de unión en la conformación cerrada de los dedos provee una lectura estérica mucho más estricta y se piensa que juega el papel fundamental en la discriminación entre el nucleótido correcto y el incorrecto.
Una vez en la con guración cerrada de los dedos, ocurre una transición estructural, presumiblemente el paso limitante de la reacción, en la cual todos los componentes del sitio activo son ensamblados y organizados en una con guración topológica y geométrica que le permite a la enzima llevar a cabo el paso de la reacción química: una reacción de transferencia fosforil que implica el ataque nucleofílico del grupo 3'-OH del extremo terminal del primer al fosfato alpha del dNTP entrante (paso 4).
1.2 Mecanoquímica de la translocación.
El sitio activo de polimerización se de ne por un conjunto de grupos carboxilato y otros residuos polares conservados en la hendidura de la base de la polimerasa. En particular, los grupos carboxilato sirven para anclar dos iones metálicos divalentes (generalmente Magnesio) uno de los cuales promueve la deprotonación del grupo 3' OH del extremo del primer, mientras que el otro estabiliza la carga negativa que surge debido a la salida del oxigeno y se une a los fosfatos β y γ, facilitando la salida del grupo PPi, promovida por un segundo cambio conformacional en el dominio dedos (paso 5). La necesidad de tener un grupo 3'- OH para catalizar la inserción de un nuevo nucleótido explica el por qué las polimerasas de ADN necesitan un primer, o lo que es lo mismo, no pueden iniciar la síntesis de novo. Una vez que ocurre la reacción, el nucleótido recién incorporado se mueve desde el sitio de inserción al sitio priming, liberando el sitio de inserción para que un nuevo nucleótido pueda ser incorporado (síntesis procesiva).
Como resultado global del ciclo, la polimerasa ha incorporado un nuevo nucleótido y se ha desplaza- do (translocado) sobre la cadena molde una base corriente abajo. En otras palabras, las polimerasas de ADN transforman la energía química, proveniente de la unión y/o hidrólisis del nucleótido incor- porado o la liberación del producto PPi en el trabajo mecánico asociado al desplazamiento sobre la cadena sencilla molde. En cierto sentido la fuerza desarrollada por la polimerasa puede ser consi- derada como un producto de la reacción química de polimerización. Por tanto, una fuerza externa que se opone al movimiento puede actuar como un inhibidor de la reacción y una que asista puede promover la reacción y actuar como un activador. Como resultado, la velocidad del motor frecuen- temente depende de la fuerza externa y de la concentración de substrato de una manera dictada por el mecanismo de operación. Por esta razón, la fuerza desarrollada por, o aplicada sobre el motor resulta una variable natural para la descripción de estas proteínas en cuanto a su carácter mecánico, así como las concentraciones de substrato y producto lo son en cuanto a sus propiedades catalíticas.
1.2. Mecanoquímica de la translocación.
Papel de la fuerza en la termodinámica y cinética de la reacción. De manera general la aplicación de una fuerza externa sobre un sistema molecular tiene dos efectos inmediatos: i) Primeramente introduce una dirección privilegiada que se convierte en la coordenada de reacción natural a lo largo de la cual la reacción va a proceder, por lo que el diagrama de energía de la reacción puede ser descrito como función de la posición a lo largo de esta coordenada, Figura 1.4. y ii) si el trabajo asociado se realiza de manera reversible, a temperatura y presión constante, todo el trabajo entregado al sistema
va a ser empleado en alterar la energía libre de la reacción, ∆G0 (Tinoco and Bustamante (2002);
Bustamante et al. (2004)).
G x
A
B
∆G‡
∆x‡A
∆xAB
f ∆x AB f ∆x‡A
∆G0
Figura 1.4: Diagrama de energía libre hipotético de una reacción afectada por una fuerza inhibitoria. La gura muestra un diagrama de energía hipotético (línea sólida roja) que conecta los estados A (inicial) y B ( nal) con la coordenada mecánica, x, correspondiente al desplaza- miento a lo largo de la dirección de translocación. En este ejemplo, una fuerza inhibitoria f, inclina el per l de energía una cantidad igual al trabajo realizado en con- tra de la fuerza aplicada, produciendo un cambio (línea discontinua azul) en el per l original. El estado de tran- sición de la reacción se incrementa la cantidad f · ∆x‡A, donde ∆x‡Aes la distancia al estado de transición locali- zado entre A y B. La fuerza también afecta la termodiná- mica del equilibrio entre los estados, elevando la energía relativa del estado B la cantidad f · ∆xAB, donde ∆xAB
es la distancia de equilibrio entre A y B.
La Figura 1.4 muestra un diagrama de energía libre, a lo largo de la coordenada establecida por la aplicación de una fuerza externa, de una reac- ción en la cual la especie A se convierte en la especie B. Los estados A y B son observables del sistema con mínimos en las posiciones xA y xB, que en el caso de los motores moleculares que translocan sobre el ADN de cadena sencilla se corresponden a posiciones de bases contiguas.
En este ejemplo, la aplicación de una fuerza (f) inhibidora cambia el per l de energía libre ori- ginal de la reacción (línea sólida roja) de modo que la constante de equilibrio se ve afectada de la forma:
K (f ) = K (0) · exp
−f · ∆xAB kBT
(1.1)
donde K (0) es la constante de equilibrio de la reacción en ausencia de fuerza externa y está to- talmente de nida por el cociente entre las pro- babilidades de ocupación de los estados B y A,
que a su vez viene determinado por la diferencia de energía estándar entre estos estados (∆G0).
∆xAB = xB− xA es el cambio conformacional asociado a la transición A → B; kB es la constante de Boltzmann y T es la temperatura absoluta.
Además de afectar la diferencia de energía estándar ∆G0 entre los estados A y B, si una fuerza externa se opone a la reacción en un determinado sentido, por ejemplo en el sentido A → B, entonces la energía libre del estado de transición ∆G‡ relativa a ese estado aumenta la cantidad f · ∆x‡A, siendo ∆x‡A = x‡ − xA la distancia al estado de transición desde el estado A. Por el contrario, la diferencia de energía entre el estado B y el estado de transición disminuye una cantidad f · ∆x‡B con ∆x‡B= xB− x‡. En consecuencia, los rates de transición a través de la barrera también
1.2 Mecanoquímica de la translocación.
se ven afectados por la fuerza, según (para la transición A → B):
kA→B(f ) = kA→B(0) · exp
"
−f · ∆x‡A kBT
#
(1.2)
donde kA→B(0) es el rate de transición del estado A al B en ausencia de fuerza. Una expresión similar se aplica a la transición B → A.
Por lo tanto, la aplicación de una fuerza externa hace posible modular el equilibrio de una reacción en la cual ocurre un cambio conformacional, así como afectar los rates independientes en uno u otro sentido de la reacción. Adicionalmente, permite conocer las distancias características entre los estados así como la distancia al estado de transición.
Efecto combinado de la fuerza y la concentración de substrato. Como se ha mencionado, la característica fundamental que de ne a una proteína como un motor molecular es que utiliza alguna fuente de energía química para realizar trabajo mecánico. La manera en que se insertan los cambios conformacionales en el ciclo catalítico de la enzima, o más directamente, la identidad de los pasos de este ciclo asociados a la generación de fuerza, de nen la mecanoquímica del motor. Para la descripción apropiada del ciclo mecanoquímico característico de estos sistemas se deben tener en cuenta pasos catalíticos que conecten los distintos estados químicos y pasos mecánicos que conecten los diferentes estados conformacionales. Un camino de reacción debe incluir al menos un paso de unión del sustrato, un paso de reacción química (hidrólisis), un paso de liberación de productos y un paso mecánico, asociado a un cambio conformacional (que puede coincidir o no con alguno de los pasos químicos) (Keller and Bustamante (2000); Bustamante et al. (2004)).
Asumiendo un ciclo mecanoquímico irreversible (como es el caso en el límite cuando la concentración de productos de la reacción tiende a cero), la velocidad a la que la enzima completa un ciclo, kt, (en inglés turnover rate) viene dada por la ecuación de Michaelis-Menten:
kt= kcat· [S]
KM + [S] (1.3)
donde [S] es la concentración de sustrato, kcat es la velocidad catalítica máxima en unidades de moles · sec−1 y KM la constante de Michaelis-Menten. En los experimentos en los que se aplica una fuerza externa, ya sea opuesta o a favor de la dirección de movimiento del motor, la determinación de la velocidad del motor, dada por v = δ ·kt2, donde δ es el tamaño del paso, en función de la fuerza
2En esta de nición se ha asumido, por simplicidad, que cada evento de catálisis produce un evento de movimiento
informa sobre el paso del ciclo mecanoquímico implicado en la generación de fuerza (sólo el paso que conlleva a un cambio conformacional genera una señal observable). Sin embargo, dado que sólo se puede ver el efecto una vez completado el ciclo, esta curva no nos informa sobre la localización de este paso (acoplamiento entre la reacción química y el paso mecánico), por lo que es necesario conocer el comportamiento de esta magnitud a diferentes concentraciones de substrato y producto.
A concentraciones saturantes de substrato ([S] KM), la velocidad máxima, v ∼ Vmax = δ · kcat, es independiente de substrato por lo que va a depender, en general, de todos los rates de transición excepto aquellos asociados al paso de unión a substrato. A bajas concentraciones ([S] < KM), la velocidad está limitada por la unión de substrato, v ∼ δ·kcatKM·[S], donde kcat/KM es una constante de unión (binding) efectiva, por lo que va a depender de todos los rates que conectan reversiblemente los estados de la enzima conectados con el estado de unión a substrato y del rate de entrada al primer estado irreversible posterior a la unión. En consecuencia, la localización del paso dependiente en fuerza dentro del ciclo mecanoquímico, o lo que es lo mismo, la identidad de los rates de transición que dependen de fuerza, dicta como va a ser la dependencia en fuerza de las magnitudes Vmaxy kKcatM. La presencia de un paso ireversible introduce una separación muy clara entre los estados anteriores, relacionados con la unión a substrato y los posteriores, completamente separados de estos. Tres casos se pueden dar, en dependencia de donde se localiza el paso dependiente de fuerza (paso de movimiento) con respecto al paso irreversible del ciclo.
El paso dependiente de fuerza coincide con el paso de unión a substrato. En este caso, una fuerza que se opone al movimiento del motor actúa como un inhibidor competitivo para el substrato, desplazando el equilibrio hacia el estado de la enzima libre y reduciendo por tanto la constante de unión efectiva (kcat/KM). Sin embargo, la adición de mas substrato contrarresta este efecto, desplazando el equilibrio de vuelta al estado enzima-substrato. Como resultado, la velocidad a una concentración in nita de substrato (Vmax) no se ve afectada por la fuerza mientras que KM aumenta con la fuerza, ya que cada vez hace falta más substrato para compensar el efecto de la fuerza.
El paso dependiente de fuerza está después del primer paso irreversible y precede al próximo evento de unión. En este caso, una fuerza opuesta al movimiento del motor afecta el equilibrio entre estados que no están conectados a la unión de substrato, como un inhibidor no competitivo.
Como resultado, cuando la unión de sustrato es limitante ([S] < KM), la velocidad (v ∼ δ ·kcatKM · [S])
(acoplamiento uno a uno)
1.3 Estudios a nivel de moléculas indviduales.
no depende de la fuerza3. En el otro extremo ([S] KM), la velocidad (v = Vmax) disminuye con la fuerza, dado que el paso dependiente de fuerza (translocación) no está asociado a la unión de substrato, por lo que el efecto de la fuerza permanece aun en condiciones de saturación. En este caso, KM y Vmax deben tener la misma dependencia en fuerza, para garantizar la independencia de fuerza de kcat/KM.
El paso dependiente de fuerza coincide con el primer paso irreversible. Este es un caso in- termedio entre los dos anteriores, en el que una fuerza opuesta actúa como un inhibidor mixto (no competitivo). Debido a que el paso irreversible está conectado de manera indirecta tanto a los pasos relacionados con la unión a substrato, como a los posteriores a ésta (corriente abajo del paso irrever- sible), tanto la constante de unión efectiva kcat/KM como la velocidad a concentraciones saturantes, Vmax, van a estar afectadas por la fuerza. En este caso KM puede aumentar o disminuir como función de la fuerza dependiendo de cómo la fuerza afecte relativamente a Vmax y a kcat/KM.
A pesar de la gran cantidad de estudios estructurales y cinéticos disponibles sobre polimerasas replicativas, existe debate acerca de cuál de los pasos del ciclo de polimerización conduce a la translocación []. Dos modelos, el power stroke y el browninan ratchet, han sido propuestos para explicar el acoplamiento de la energía química y térmica a la translocación. En el contexto del ciclo de polimerización, un mecanismo de power stroke implicaría que la energía para la translocación se obtiene de la disociación del producto pirofosfato y es empleada para generar el movimiento de translocación o lo que es lo mismo, que el paso dependiente de fuerza se corresponde con un paso posterior a la hidrólisis del nucleótido (paso irreversible). Por otra parte en un mecanismo de brownian ratchet la unión del nucleótido entrante serviría para jar la posición translocada en un sistema que está oscilando, potenciado por las uctuaciones térmicas, entre las posiciones post- y pre-translocadas (Guajardo and Sousa (1997); Dahl et al. (2012)), por lo que el paso dependiente de fuerza sería anterior a la hidrólisis.
1.3. Estudios a nivel de moléculas indviduales.
El estudio de los motores moleculares vinculados al metabolismo de los ácidos nucléicos se ha abor- dado desde diversas perspectivas experimentales. Por un lado, existe un gran número de estudios estructurales que proporcionan información detallada sobre las distintas conformaciones del motor
3y por tanto kcat/KM
en cada paso del ciclo mecanoquímico (Steitz (2006); Keller and Brozik (2005)). Sin embargo, aun- que imprescindibles, estas imágenes son estáticas y no informan sobre los cambios dinámicos que ocurren entre estados conformacionales del motor. Más aún, en estos estudios sólo es posible observar uno de los múltiples estados accesibles al sistema, aquel que es más estable en la vencindad de las condiciones de cristalización, por lo que se escapa la posibilidad de observar intermediarios de vida corta difíciles de cristalizar.
Por ejemplo, hasta muy recientemente se pensó que los cambios conformacionales observados en el dominio dedos de las polimerasas de ADN eran responsables de generar el movimiento necesario para la translocación y que el paso limitante observado en experimentos cinéticos se debía a esta transición. Posteriormente se ha observado que las conformaciones abierta y cerradas del dominio dedos se encuentran en un equilibrio rápido (en comparación con el paso limitante) en todo momento, por lo que este paso no debe ser el limitante.
Por otra parte, ensayos bioquímicos de motilidad y cinética proporcionan una imagen más dinámica de estos sistemas []. Sin embargo, esta aproximación implica el promediado de señales provenientes de todas las moléculas presentes en la muestra. Esta aproximación tiene limitaciones debido a tres aspectos fundamentales: i) Dado que la reacción ocurre de manera estocástica (activada térmica- mente) una vez comenzada, el alcance de la reacción en el momento de realizar la medición va a ser diferente, en general, para cada molécula, por lo que la medición va a ser un promediado tem- poral del estado de avance de la reacción; ii) una vez alcanzado el equilibrio químico, el proceso de conversión de productos a reaccionantes y viceversa no cesa, sólo se mantiene constante en el tiempo la proporción de moléculas que están en uno u otro estado. Visualizando el sistema como un conjunto de reacciones químicas que ocurren en paralelo, en un momento determinado, cierta proporción de estas reacciones habrán ocurrido en sentido directo (de reaccionantes a productos) y cierta en sentido inverso. El equilibrio químico es el estado en el cual la proporción de reacciones que se encuentran en un estado y en otro no cambia y iii) la presencia de molécuals inactivas o
defectuosas o de estados inactivos intrínsecos (como por ejemplo las pausas transcripcionales []) puede llevar a una subdeterminación de las velocidades de catálisis. El resultado de lo anterior es que al realizar una medición coexisten en la muestra moléculas en diversos estados (en el caso mas simple, reaccionantes y productos), por lo que la señal pudiera corresponder a estados intermedios que no se corresponden con ninguno de los estados accesibles al sistema. El efecto inmediato de este tipo de medición es la observación de trayectorias de reacción suaves, en las cuales no se aprecia el carácter estocástico intrínseco de las reacciones moleculares.
1.3 Estudios a nivel de moléculas indviduales.
Adicionalmente, como ha sido explicado, la fuerza es una variable muy relevante en el estudio de las propiedades de sistemas macromoleculares, ya sea porque es un producto de la reacción, como en el caso de los motores moleculares, o porque la aplicación de una fuerza externa permite la exploración de estados conformacionales no accesibles de otra manera, como es el caso del estudio del plegamiento de proteínas o las propiedades mecánicas de ácidos nucléicos. Las técnicas estructurales y bioquímicas no permiten el acceso a esta variable. Sólo investigando una molécula a la vez es posible ejercer fuerza y/o medir las fuerzas desarrolladas por estos sistemas. Más aún, el acceso a la dinámica de una sola molécula permite, en principio, la observación directa de las uctuaciones inherentes a las reacciones moleculares, así como a todos los intermediarios cinéticos presentes en la reacción a lo largo de la coordenada mecánica establecida (sólo limitado por la resolución experimental). Como consecuencia de lo anterior, también es posible observar estados no representativos de la media, pero que ocurren de manera sistemática así como seleccionar del conjunto sólo las moléculas activas.
Finalmente, debido al carácter estocástico de las reacciones moleculares, las propiedades del siste- ma determinadas a nivel de molécula única presentarán grandes uctuaciones. Por esta razón, es necesario realizar un gran número de mediciones (sobre diferentes moléculas) para obtener una idea acerca del comprtamiento medio de la magnitud en cuestión. La diferencia entre el promedio que se realiza en este caso, y el promedio temporal y poblacional que se realiza en los estudios de muchas moléculas (bulk) radica en que en el primero se promedia sobre propiedades reales del sistema.
1.3.1. Técnicas experimentales de molécula individual
Existe una gran variedad de técnicas experimentales que permiten el estudio de moléculas a nivel individual (Greenleaf et al. (2007)). De manera general, todas estas técnicas requieren un método de seguimiento o identi cación de la molécula en cuestión. Los métodos en los que solamente se sigue la posición de la molécula, o en general, se monitorea alguna propiedad del sistema sin in uir activamente sobre este, se conocen como métodos de seguimiento pasivo. Por otra parte, las técnicas que permiten la manipulación de moléculas individuales requieren, además de un modo de localizar espacialmente las moléculas, una sonda, normalmente de tamaño microscópico, capaz de generar o detectar fuerzas y desplazamientos en la escala molecular(Neuman and Nagy (2008)).
Las pinzas ópticas Las pinzas ópticas es una de las técnicas de manipulación de moléculas in- dividuales más versátiles. Esta técnica se puede utilizar como una herramienta cuantitativa capaz
de ejercer fuerzas calibradas sobre sistemas moleculares de interés, así como para medir con gran precisión y sensibilidad las fuerzas y desplazamientos generados por estos sistemas.
Debido a que la luz porta momento lineal y angular, es capaz de ejercer fuerzas y torques en su interacción con la materia. Las pinzas ópticas explotan esta propiedad fundamental para atrapar objetos en un pozo de potencial tridimensional (Ashkin (1970); Ashkin et al. (1986)). Las trampas ópticas involucran el balance de dos fuerzas: las fuerzas de dispersión, las cuales empujan los objetos a lo largo de la dirección de propagación de la luz y las fuerzas de gradiente, las cuales atraen a los objetos dieléctricos a lo largo de un gradiente espacial de intensidad de la luz [Ricardo]. En las implementaciones prácticas de trampas ópticas, un haz láser de longitud de onda en el infrarojo cercano es fuertemente enfocado por un objetivo de microscopio de alta apertura numérica para crear el gradiente espacial de intensidad necesario para formar una trampa estable (Neuman and Block (2004)). En la vecindad de este foco, la trampa óptica se comporta como un resorte lineal, generando fuerzas sobre el objeto atrapado, en el rango de 0,1 a 100 pN4, proporcionales al desplazamiento de este con respecto al centro de la trampa. Esta escala de fuerzas, en comparación con otras técnicas de manipulación basadas en fuerza, (Neuman and Nagy (2008)), es de especial relevancia en el estudio de los motores asociados al metabolismo del ADN (Mo tt et al. (2008)).
La magnitud de las fuerzas ópticas es generalmente insu ciente para atrapar establemente macro- moléculas biológicas directamente, pero son más que su ciente para atrapar objetos dieléctricos microscópicos, tales como microesferas de polyestireno, las cuales pueden ser unidas bioquímica- mente a las macromoléculas de interés. En la mayoría de los experimentos de molécula individual utilizando pinzas ópticas, estas microesferas sirven como agarraderas del sistema biológico, permi- tiendo su manipulación en el interior de una celda de reacción. Ejercer fuerzas calibradas sobre la molécula de interés, generalmente requiere que esta se una a otro punto de manipulación por el otro extremo. Típicamente, este segundo punto consiste en la super cie de la celda de reacción, una segunda microesfera mantenida mediante succión en la punta de una micropipeta o una miroesfera mantenida en una segunda trampa óptica ( Bustamante et al. (2000a, 2003); Greenleaf et al. (2007)).
De esta manera, es posible estirar el sistema mediante el movimiento relativo de la trampa óptica con respecto al segundo punto de unión. Una vez establecida una coordenada mecánica de reacción, y gracias a los muy sensibles métodos de detección de la posición y la fuerza, es posible seguir en
tiempo real la evolución del sistema molecular en determinadas condiciones de reacción.
41 pN = 10−12N ewtons
1.3 Estudios a nivel de moléculas indviduales.
1.3.2. Aplicaciones al estudio de la replicación del ADN
A nivel de moléculas individuales, la actividad de los motores implicados en la replicación se puede investigar a través de los cambios conformacionales que estos imponen sobre el ADN durante su actividad, por lo que el conocimiento de las propiedades físicas, y en particular elásticas de este biopolímero resulta esencial. Las propiedades físicas de la doble hélice de ADN son diferentes a los de cualquier otro polímero natural o sintético. El apilamiento de las bases y la arquitectura trenzada le con eren una rigidez inusual. Más aún, el esqueleto de fosfatos lo convierten en uno de los polímeros conocidos con mayor densidad de carga lineal.
Propiedades mecánicas del ADN. Aunque las propiedades mecánicas varían con la secuencia local y la estructura de la hélice, las propiedades físicas más relevantes en el contexto biológico se pueden describir utilizando un modelo de grano-grueso conocido como worm-like chain (WLC ) Kratky and Porod (1949), el cual caracteriza al polímero como una línea continua que se dobla suavemente bajo la in uencia de las uctuaciones térmicas aleatorias. En su variante más simple, este modelo caracteriza la elasticidad del ADN a través de un único parámetro, la longitud de persistencia P , que de ne la distancia promedio a la que se pierde la linealidad local del polímero. De acuerdo con este modelo, es energéticamente más favorable doblar la molécula suavemente, distribuyendo el estrés a lo largo de distancias grandes que doblarlo localmente en regiones más pequeñas que la longitud de persistencia (P ∼ 50 nm para el dsDNA y P ∼ 1,5 nm para el ssDNA, en condiciones siológicas) (Schellman (1974)). El modelo WLC conecta explícitamente la elasticidad local con la conformación global de la molécula: un polímero con menor oposición a la exión (menor longitud de persistencia) tiende a adoptar una estructura de ovillo más compacta.
Un polímero exible se enrolla aleatoriamente en solución, dando como resultado una distancia entre extremos mucho más corta que su longitud de contorno. Estirar la molécula hacia un estado más extendido es entrópicamente desfavorable, ya que el número de conformaciones disponibles disminuye a extensiones más largas, siendo el límite una sola conformación posible (una línea recta perfecta) para la extensión máxima (Bustamante et al. (1994)). La distancia entre extremos de la molécula, y la fuerza necesaria para estirarla, son las variables con las que comúnmente se describe, a nivel de moléculas individuales la elasticidad del ADN (Smith et al. (1992, 1996); Wang et al. (1997b)).
Para el ADN de doble cadena, la curva de fuerza extensión muestra un comportamiento no lineal:
por debajo de 6 pN, la fuerza se emplea para vencer el enrollamiento entrópico causado por las
Fuerza (pN) 60 40 20 0 80
0 0.5 1 1.5 2
Extensión Normlizada
dsDNA
ssDNA WLC
inextensible Sobreestiramiento
pol dsDNA = ssDNA
Figura 1.5: Adaptado de Bustamante et al. (2003). Curva de fuerza extensión experimental, por par de bases, del ADN de cadena doble (línea discontínua azul) y sencilla (línea discontínua verde) con los respectivos ajustes del modelo WLC (línea sólida roja). La echa horizontal muestra el cambio en distancia observado, por par de bases, al mantener la tensión en el ADN constante durante la reacción de polimerización (pol).
uctuaciones térmicas. Por encima de 6 pN, la molécula se extiende como un resorte lineal hasta llegar a aprox 65pN, fuerza a la que ocurre una transición de sobre estiramiento. Por el contrario, el ADN de cadena sencilla es un polímero mucho más exible, por lo que adopta una con guración más compacta a bajas fuerzas, como resultado de lo cual se establecen numerosas interacciones intramoleculares débiles que conducen a una extensión de extremo a extremo más corta. En el límite opuesto, donde la fuerza de estiramiento es su ciente para romper las interacciones intramoleculares, el ssDNA se extiende considerablemente más que su homólogo de doble cadena, debido a que no está restringido a adoptar una estructura helicoidal Smith et al. (1996), Figura 1.5.
Efecto de la tensión en el molde sobre la actividad de polimerización Como se ha mencionado las polimerasa de ADN son motores moleculares que translocan sobre el ADN de cadena sencilla al tiempo que incorporan el nucleótido complementario al extremo 3' de la cadena naciente. Dicho de otra manera, estas proteínas convierten secuencialmente una molécula de ADN de cadena sencilla en ADN de cadena doble, Figura 1.5. Esta propiedad ha sido explotada para observar la actividad de replicación de polimerasas de ADN individuales, Figura 1.6 (a). En estos experimentos, una molécula de ADN de cadena sencilla es estirada entre dos super cies al tiempo que una polimerasa replica la molécula, mantenida a una tensión constante. La actividad de replicación se puede monitorear en tiempo real mediante el seguimiento de la extensión (por debajo de 6 pN) o contracción (por encima de 6 pN) de la molécula anclada entre los dos puntos. Estos estudios mostraron que el
1.3 Estudios a nivel de moléculas indviduales.
paso limitante de la velocidad de replicación, es sensible a la tensión en el ADN y es capaz de generar fuerzas tan altas como 35 pN. Un resultado sorprendente fue la inducción de actividad de exonucleólisis procesiva a tensiones por encima de 40 pN Wuite et al. (2000); Maier et al. (2000).
En un estudio relacionado, utilizando la polimerasa de ADN de Phi29 salvaje y dos mutantes, fue posible proponer dos intermediarios de la reacción de transferencia intramolecular del primer, uno correspondiente a una conformación funcional sensible a la tensión y uno inactivo que pudiera funcionar como punto de control para la reacción de corrección de errores Ibarra et al. (2009).
Figura 1.6: Ejemplo de aplicaciones de las técnicas de manipulación de moléculas individuales al estudio de polimerasas de ADN , ARN y helicasas a nivel de moléculas individuales. (a) Adaptado de Wuite et al. (2000) y Ibarra et al. (2009). Una molécula de ssDNA con un inicio de replicación es mantenida a tensión constante entre una microesfera en la trampa óptica y una microesfera en la punta de una micropipeta. La actividad de polimerización se observa como un cambio en distancia, a tensión constante, en la molécula de ADN . (b) Adaptado de Manosas et al. (2012b). Mediante la utilización de imanes, es posible ejercer fuerzas sobre una molécula de ADN anclada entre una super cie funcionalizada y una micoresfera magnética para observar en tiempo real el acoplamiento entre las actavidades de desplazamiento de banda (en este estudio con la helicasa de T4) y la actividad de replicación de la polimerasa de ADN (en este estudio de T4 , T7 y Phi29 ). (c) Adaptado de Thomen et al. (2008). Al unir la polimerasa de ARN de T7 directamente a una supre cie funcionalizada y el extremo corriente abajo de la molécula de ADN a una micoresfera atrapada ópticamente los autores pudieron ejercer tensión mecánica directamente sobre la enzima a diferentes concentraciones de substrato e iones Magnesio.
Efecto de la tensión en la juntura de la horquilla en la actividad helicasa. Además de estirar la molécula linealmente, es posible aplicar tensión en cada una de las cadenas que forman una
horquilla de ADN, promoviendo la apertura mecánica de la doble hebra Essevaz-Roulet et al. (1997);
Bockelmann et al. (2002). El patrón de apertura mecánica del ADN tiene una forma de diente de sierra cuyos picos guardan una relación muy estrecha con la secuencia de la horquilla. Este tipo de experimentos ofrecen información de primera mano sobre el papel que juegan las interacciones entre pares de bases y entre pares de bases vecinos (apilamiento de las bases) en la estabilidad global de la molécula Huguet et al. (2010).
La desnaturalización mecánica del ADN tiene especial relevancia en el estudio de la actividad he- licasa. Las helicasas son motores moleculares que se mueven a lo largo de una de las cadenas del ADN, promoviendo la separación de la cadena complementaria. En este proceso, la interacción entre la helicasa y la horquilla tiene carácter local: ocurre en la interface entre la porción de cadena doble (corriente abajo) y sencilla. A diferencia de los procesos de desnaturalización térmica o por pH, en los cuales toda la molécula está expuesta al agente desnaturalizante, la aplicación de tensión en cada una de las cadenas, en la dirección de apertura, interroga especí camente la estabilidad de la juntura, por lo que simula de manera simpli cada la forma en que las helicasas abren el ADN.
Este hecho ha sido explotado para interrogar si las helicasas interactúan con la horquilla de mane- ra activa: los cambios conformacionales provocados por la hidrólisis del ATP son su cientes para translocar y a la vez desestabilizar la horquilla completamente; o pasiva: sólo tienen la capacidad de translocación y necesitan que los primeros pares de bases de la horquilla se abran espontánea- mente para avanzar y de esta manera evitar que se cierren Betterton and Julicher (2005). En la con guración experimental típica, la horquilla se mantiene a una tensión inferior a la necesaria para abrirla (aprox 14 pN). Dado que la tensión en esta con guración asiste la reacción de apertura de la doble hebra, un mecanismo pasivo se vería favorecido por la aplicación de tensiones crecientes, mientras uno activo no (cualquiera sea la tensión, una enzima activa sería capaz de abrir la doble hebra e cientemente). Los resultados más relevantes muestran que las helicasas utilizan mecanismos de apertura que van desde prácticamente activo, como es el caso de la helicasa NS3 del virus de la hepatitis C Cheng et al. (2007), parcialmente activo, como en el caso de la helicasa gp4 del fago T7 Johnson et al. (2007) hasta un mecanismo prácticamente pasivo, como es el caso de la helicasa gp41 del fago T4 Lionnet et al. (2007).
Acoplamiento entre apertura de la doble hebra y replicación. Este diseño experimental (en este caso con pinzas magnéticas De Vlaminck and Dekker (2012)) ha sido utilizado para elucidar el acoplamiento entre la actividad de polimerización de las polimerasas de los fagos T4, T7 y del
1.3 Estudios a nivel de moléculas indviduales.
bacteriófago Phi29 y la actividad de desplazamiento de banda de la helicasa gp41 de T4 Manosas et al. (2012a). Experimentos con las polimerasas aisladas mostraron la síntesis rápida y procesiva de la cadena líder unido a una capacidad de apertura de la doble hebra de ciente. Adicionalmente, se observa una actividad exonucleasa procesiva a bajas fuerzas, que se debe, según los autores, a que la horquilla corriente abajo de la polimerasa genera una presión de regresión (ver) que inhibe el movimiento de la polimerasa hacia adelante (en sentido de polimerización). Por el contrario, en presencia de la helicasa de T4 el sistema acoplado (polimerasa más helicasa) es capaz de sintetizar el ADN a la velocidad máxima5, excepto en el caso de Phi 29 en el que la velocidad de replicación se observó muy similar en presencia y en ausencia de la horquilla. Finalmente, los autores proponen un modelo de colaboración en el cual la helicasa libera la presión de regresión de la horquilla sobre la polimerasa, permitiéndole adoptar una conformación de polimerización procesiva y a su vez, la polimerasa desestabiliza las primeras bases de la horquilla y por tanto incrementa la e ciencia de apertura de la doble hebra mediada por la helicasaManosas et al. (2012b). Este último aspecto ya había sido observado para el sistema de T7 Stano et al. (2005).
Mecanoquímica de RNAp de T7 El estudio experimental de la mecanoquímica de motores mo- leculares requiere acceder a la coordenada mecánica de translocación al tiempo que se varía la concentración de los cofactores químicos. En los experimentos de molécula individual descritos hasta ahora, la coordenada mecánica con la que se interroga al sistema polimerasa-ADN (o Helicasa-ADN o Helicasa-Polimerasa-ADN) es la distancia entre extremos de la molécula de ADN, en una con gura- ción geométrica u otra. Por esta razón, los cambios conformacionales detectados experimentalmente sólo informan del efecto que tiene la actividad de estos motores sobre el ADN y no sobre los grados de libertad internos de los mismos. Por el contrario, la aplicación de una fuerza directamente sobre el motor, hace posible acceder a la coordenada mecánica de translocación.
Para lograr esto, la estrategia más utilizada consiste en unir la proteína en complejo con el ADN directamente, o a través de una molécula espaciadora, a la super cie pasiva y unir el otro extremo del ADN a la microesfera localizada en la trampa óptica. De esta manera, el movimiento relativo entre la super cie pasiva y la trampa óptica, genera una tensión mecánica que es trasmitida a la proteína a través del ADN.
Estudios de la polimerasa de ARN de T7, estructuralmente similar a las polimerasas de ADN Sousa et al. (1993), bajo el efecto de una fuerza opuesta al movimiento y variando la concentración de
5Velocidad de extensión del primer en ausencia de la horquilla
nucleótidos y magnesio revelaron que la fuerza actúa como un inhibidor competitivo para la unión de nucleótidos y que los iones de de magnesio están involucrados en un paso que no depende de la fuerza externa Thomen et al. (2005, 2008). Utilizando la información obtenida en los experimentos de molécula individual, junto a la información bioquímica, de mutagénesis y estructural disponible para este sistema Yin et al. (2004), los autores proponen un mecanismo de translocación del tipo Brownian ratchet, en el cual la polimerasa uctúa entre los estados pre- y post-translocados y la hidrólisis de los NTP y la posterior liberación del producto, ja a la polimerasa irreversiblemente en el estado post-translocado. Un mecanismo de Power stroke, en el cual la translocación está promovida directamente por la liberación de producto resulta incompatible con las observaciones experimentales.
1.4. La polimerasa de ADN de Phi29
En esta tesis hemos escogido a la polimerasa de ADN de Phi29 (Phi29DNAp) como sistema modelo para el estudio, a nivel de moléculas individuales, de la mecanoquímica de las polimerasas de ADN de la familia B y del acoplamiento entre las actividades de polimerización y desplazamiento de banda.
Esta elección se basa en cuatro aspectos fundamentales: i) Este sistema está muy bien caracterizado a nivel bioquímico Blanco and Salas (1996) y ii) estructural Kamtekar et al. (2004); Berman et al.
(2007); iii) es una polimerasa replicativa altamente procesiva, lo cual facilita la observación de trazas de replicación largas (con muchos pasos del ciclo de polimerización) y iv) posee actividad de desplazamiento de banda acoplada a replicación en la misma proteína, lo cual resulta ideal para el estudio del acoplamiento entre estas actividades. Adicionalmente, existen estudios previos, a nivel de moléculas individuales, del efecto que tiene la tensión en el ADN sobre la actividad de esta proteína Ibarra et al. (2009).
Phi29 es un bacteriófago de B. subtilis con un genoma lineal de 19.2 kb de dsDNA. En este sistema la replicación se inicia de manera no sincronizada desde cada extremo del genoma, cuando la polimerasa de Phi29 se une a una proteína primer unida a cada extremo 5' del genoma (TP del inglés Terminal Portein) Salas et al. (1978). Después de la adición de 10 nucleótidos, la polimerasa se disocia de la TP y replica procesivamente el resto del genoma del fago Blanco and Salas (1985); Blanco et al.
(1989); Mendez et al. (1997). Según avanza desde cada origen de replicación, la polimerasa va generando grandes cantidades de ADN de cadena sencilla (la cadena desplazada) que es protegido de la degradación por la proteína de unión a cadena sencilla de Phi29 (Phi29 SSB, del inglés Single
1.4 La polimerasa de ADN de Phi29
stranded binding protein) hasta que la cadena desplazada se convierte en molde y es replicada por la polimerasa que avanza desde el origen de replicación opuesto, por lo que en este sistema no existe el equivalente a síntesis de la cadena retrasada.
La polimerasa de ADN de Phi29 consiste en un dominio de exonucleólisis (exo) N-terminal y un dominio de polimerización (pol) C-terminal. A pesar de que no contiene el dominio regulatorio N- terminal observado en otras polimerasas de la famila B cuyas estructuras se conocen Wang et al.
(1997a); Zhao et al. (1999); Hopfner et al. (1999); Rodriguez et al. (2000); Hashimoto et al. (2001), la estructura y orientación relativa de los dominios exo y pol encajan bien en la arquitectura global de las polimerasas de ADN de esta familia. El dominio de exo está estructuralmente conservado a lo largo de las familias A, B y C y comparte un mecanismo común de catálisis mediada por dos iones metálicos que se unen a la enzima a través de cuatro grupos carboxilatos. Estos grupos han sido indenti cados en el dominio exo de la Phi29 ADNp Bernad et al. (1990); Soengas et al. (1992);
Esteban et al. (1994).
Molde
Molde
Nucleótido entrante
Túnel corriente
abajo Nucleótido +1
(a) (b)
Figura 1.7: Estructura de la polimerasa de Phi29. (a) Representación tipo cinta de la organización de dominios de la polimerasa de Phi29: dominio de exonucleólisis (rojo), palma (rosa), TPR1 (dorado), dedos (azul), TPR2 (cian) y pulgar (verde). El ADN que se muestra proviene del complejo ternario de RB69 (Franklin et al. (2001)) y ha sido modelado sobre la estructura de la polimerasa de Phi29 usando como único elemento de alineamiento los dominios palma de las estructuras de RB69 y Phi29 (Kamtekar et al. (2004)). Las posiciones del primer modelado (gris claro), el molde (gris oscuro) y el nucleótido entrante (amarillo, representación de esferas sólidas) se indican.
(b): Representación tipo espacio-relleno de la polimerasa cortada a través de un plano que muestra el substrato primer-molde y el ADN de cadena sencilla 5' en el túnel corriente abajo. El nucleótido +1 se muestra en amarillo, el nucleótido entrante en magenta, la cadena primer en verde y la cadena molde en azul.
Adicionalmente a los subdominios encontrados en la arquitectura general del dominio de polime-