Efecto de la hidrólisis enzimática y la pasteurización sobre la calidad de una bebida fermentada a base de maíz morado, Zea Mays, Variedad Kulli

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(1)UNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN AGUSTÍN DE AREQUIPA FACULTAD DE INGENIERÍA DE PROCESOS ESCUELA PROFESIONAL DE INGENIERÍA DE INDUSTRIAS ALIMENTARIAS. EFECTO DE LA HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA Y LA PASTEURIZACIÓN SOBRE LA CALIDAD DE UNA BEBIDA FERMENTADA A BASE DE MAÍZ MORADO (Zea Mays) VARIEDAD KULLI. TESIS PRESENTADA POR:. Bach. KAREN CENTENO ORDOÑO. PARA. OPTAR. EL. TÍTULO. PROFESIONAL DE INGENIERO EN INDUSTRIAS ALIMENTARIAS. AREQUIPA- PERÚ 2016.

(2) UNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN AGUSTÍN DE AREQUIPA FACULTAD DE INGENIERÍA DE PROCESOS ESCUELA PROFESIONAL DE INGENIERÍA DE INDUSTRIAS ALIMENTARIAS. EFECTO DE LA HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA Y LA PASTEURIZACIÓN SOBRE LA CALIDAD DE UNA BEBIDA FERMENTADA A BASE DE MAÍZ MORADO (Zea Mays) VARIEDAD KULLI. TESIS PARA OPTAR EL TÍTULO DE INGENIERO EN INDUSTRIAS ALIMENTARIAS KAREN CENTENO ORDOÑO SUSTENTADO Y APROBADO POR EL SIGUIENTE JURADO. _____________________________. ____________________________. PRESIDENTE. MIEMBRO DE JURADO. M. Sc. Teresa Tejada Purizaca. Dr. Hugo Lastarria Tapia. ___________________________ SECRETARIO Ing. Giuliana Rondón Saravia.

(3) PRESENTACIÓN. Señor Decano de la Facultad de Ingeniería de Procesos: Dr. Henry Polanco Cornejo. Señor Director de la Escuela Profesional de Ingeniería de Industrias Alimentarias: Ing. Fernando Mejía Nova. Señores Miembros del Jurado: M. Sc. Teresa Tejada Purizaca, Dr. Hugo Lastarria Tapia, Ing. Giuliana Rondón Saravia Cumpliendo con las disposiciones de grados y títulos de la Escuela Profesional de Ingeniería de Industrias Alimentarias de la Universidad Nacional de San Agustín de Arequipa, pongo a vuestra disposición el siguiente trabajo de tesis titulado: “EFECTO DE LA HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA Y LA PASTEURIZACIÓN SOBRE LA CALIDAD DE UNA BEBIDA FERMENTADA A BASE DE MAÍZ MORADO (Zea Mays) VARIEDAD KULLI” Que previo dictamen favorable me permitirá optar el título profesional de Ingeniero de Industrias Alimentarias.. Bach. Karen Centeno Ordoño.

(4) A mis padres; Jaime Centeno Carpio y Delfina Ordoño Vilca, por su apoyo incondicional, por su infinito amor y sacrificio, por creer en mí y porque son el regalo más grande que Dios me dio. A mis hermanos Gary y Yadira, mis grandes amigos..

(5) AGRADECIMIENTO. A Dios, quien nos da todos los medios y talentos, para lograr nuestros propósitos en la vida, el único que nos abre las puertas y nos cierra algunas otras, que aunque no lo podamos comprender es por nuestro bien. A la Universidad Nacional de San Agustín de Arequipa y a la Escuela Profesional de Ingeniería de Industrias Alimentarias, por permitirnos formarnos como profesionales servibles a la sociedad. Al Dr. Hugo Lastarria Tapia, mi asesor de tesis, por su orientación para llevar a cabo la presente investigación..

(6) A mis padres; Jaime y Delfina, por todo el apoyo económico, sin el cual no hubiera sido posible la realización de esta tesis..

(7) ÍNDICE INTRODUCCIÓN.................................................................................................................. 1 OBJETIVOS DEL ESTUDIO ................................................................................................ 4 OBJETIVO GENERAL .............................................................................................................. 4 OBJETIVOS ESPECÍFICOS ............................................................................................. 4 FORMULACIÓN DE PROBLEMA....................................................................................... 5 FINALIDAD .......................................................................................................................... 5 JUSTIFICACIÓN E IMPORTANCIA ................................................................................... 5 1.. MARCO TEÓRICO ....................................................................................................... 7 1.1.. MAÍZ MORADO .................................................................................................... 7. 1.2.. CHICHA DE JORA ................................................................................................ 8. 1.3.. COMPOSICIÓN QUÍMICA DE LA CHICHA DE JORA....................................... 9. 1.4.. FLORA MICROBIANA DE LA CHICHA DE JORA ........................................... 10. 1.5.. MALTEADO ......................................................................................................... 11. 1.5.1.. FASES DE LA GERMINACIÓN ................................................................... 12. 1.5.2.. FUNCIÓN DE LA GERMINACIÓN ............................................................. 13. 1.6.. POLISACÁRIDOS ................................................................................................ 13. 1.6.1.. CELULOSA ................................................................................................... 16. 1.6.2.. HEMICELULOSA ......................................................................................... 17. 1.6.3.. ALMIDÓN ..................................................................................................... 18. 1.6.4.. PECTINAS..................................................................................................... 21. 1.7.. SACARIFICACIÓN .............................................................................................. 22. 1.8.. ENZIMAS ............................................................................................................. 24. 1.8.1.. NOMENCLATURA ....................................................................................... 25. 1.8.2.. LAS ENZIMAS COMO CATALIZADORES ................................................ 28. 1.8.3.. SITIO ACTIVO ............................................................................................. 29. 1.8.4.. FACTORES QUE AFECTAN LA VELOCIDAD DE LAS REACCIONES ENZIMÁTICAS ............................................................................................. 30. 1.8.5.. ENZIMAS COMO CLARIFICANTES .......................................................... 46. 1.9.. HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA................................................................................ 47. 1.10.. LEVADURA ...................................................................................................... 47. 1.11.. SACCHAROMYCES CEREVISIAE ................................................................. 48. 1.12.. FERMENTACIÓN ALCOHÓLICA .................................................................. 53. 1.12.1.. CRECIMIENTO DE LAS LEVADURAS DURANTE LA FERMENTACIÓN ALCOHÓLICA .............................................................................................. 53.

(8) 1.12.2.. PASTEURIZACIÓN .......................................................................................... 55. 1.13. 1.13.1.. COMBINACIÓN DE TIEMPO Y TEMPERATURA .................................... 57. 1.13.2.. APLICACIÓN DEL MÉTODO GENERAL O MÉTODO GRÁFICO DE BIGELOW PARA HALLAR F0 ..................................................................... 58. 1.13.3.. LETALIDAD DE UN PROCESO .................................................................. 59. 1.13.4.. INTEGRACIÓN NUMÉRICA DE SIMPSON .............................................. 64. 1.14.. CLARIFICACIÓN ............................................................................................ 67. 1.15.. FILTRACIÓN ................................................................................................... 68. 1.15.1.. MEDIO FILTRANTE .................................................................................... 71. 1.15.2.. POROSIDAD ................................................................................................. 71. 1.15.3.. MEDIO DISPERSANTE ................................................................................ 72. 1.15.4.. EL MATERIAL EN SUSPENSIÓN (TURBIOS) .......................................... 74 TIERRA DE DIATOMEAS ( KIESELGUR) ..................................................... 77. 1.16. 1.16.1. 2.. CONDICIONES DE LA FERMENTACIÓN ................................................. 54. FUNCIONAMIENTO DEL FILTRO CON TIERRAS DIATOMEAS ........... 77. MATERIALES Y MÉTODOS ...................................................................................... 78 2.1.. LUGAR DE EJECUCIÓN ..................................................................................... 78. 2.2.. MATERIALES EQUIPOS Y REACTIVOS: ......................................................... 78. 2.2.1.. MATERIA PRIMA ........................................................................................ 78. 2.2.2.. MEDIO DE CULTIVO .................................................................................. 78. 2.2.3.. MATERIAL DE VIDRIO .............................................................................. 78. 2.2.4.. EQUIPOS....................................................................................................... 79. 2.2.5.. REACTIVOS ................................................................................................. 80. 2.2.6.. OTROS .......................................................................................................... 80. 2.3.. MÉTODO DE ANÁLISIS...................................................................................... 81. 2.3.1.. ANÁLISIS PROXIMAL................................................................................. 81. 2.3.2.. ANÁLISIS FISICOQUÍMICOS ..................................................................... 81. 2.3.3.. ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO .................................................................. 82. 2.3.4.. ANÁLISIS SENSORIAL ................................................................................ 83. 2.3.5.. VIDA EN ANAQUEL..................................................................................... 83. 2.3.6.. PROCESAMIENTO ESTADÍSTICO ............................................................ 84. 2.4.. METODOLOGÍA EXPERIMENTAL ................................................................... 85. 2.4.1.. PROCESO EXPERIMENTAL PARA OBTENER UNA BEDIDA FERMENTADA, CLARIFICADA Y PASTEURIZADA A PARTIR DE MAÍZ MORADO VARIEDAD KULLI. .................................................................... 85. FLUJO GENERAL DE PROCESAMIENTO PARA OBTENER LA BEBIDA FERMENTADA A BASE DE MAIZ MORADO (Zea Mays) VARIEDAD KULLI ...... 90.

(9) 3.. 2.4.2.. DISEÑO EXPERIMENTAL .......................................................................... 91. 2.4.3.. ESQUEMA EXPERIMENTAL PARA OBTENER UNA BEBIDA FERMENTADA A BASE DE MAIZ MORADO (zea mays) VARIEDAD KULLI ........................................................................................................... 92. RESULTADOS Y DISCUSIÓN .................................................................................... 93 3.1.. ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DEL CULTIVO INICIADOR (CONCHO) ...... 93. 3.2.. HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA................................................................................ 94. 3.3.. FERMENTACIÓN ................................................................................................ 95. 3.4. DETERMINACIÓN DEL TIEMPO DE PASTEURIZACIÓN PARA CADA UNO DE LOS TRATAMIENTOS CONSIDERANDO F0 = 5 Y F0 = 7 .................................... 96 3.5. ANÁLISIS FISICOQUÍMICOS DE LAS BEBIDAS FERMENTADAS, CLARIFICADAS Y PASTEURIZADAS DE MAIZ MORADO (Zea Mays) VARIEDAD KULLI ................................................................................................100 3.5.1.. ANÁLISIS PROXIMAL................................................................................100. 3.5.2.. CONTENIDO DE ALCOHOL ......................................................................101. 3.5.3.. TURBIDEZ ...................................................................................................103. 3.5.4.. ACIDEZ ........................................................................................................104. 3.5.5.. PH .................................................................................................................105. 3.5.6.. GRADOS BRIX ............................................................................................106. 3.5.7.. VISCOSIDAD ...............................................................................................108. 3.5.8.. DENSIDAD ...................................................................................................109. 3.5.9.. ANTOCIANINAS .........................................................................................110. 3.5.10.. AZÚCARES REDUCTORES........................................................................111. 3.5.11.. PORCENTAJE DE SATURACIÓN DE COLOR .........................................112. 3.6. ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DE LAS BEBIDAS FERMENTADAS, CLARIFICADAS Y PASTEURIZADAS. ................................................................114 3.7.. EVALUACIÓN SENSORIAL ..............................................................................115. 3.7.1.. COLOR .........................................................................................................115. 3.7.2.. SABOR..........................................................................................................116. 3.7.3.. OLOR ...........................................................................................................117. 3.7.4.. TEXTURA ....................................................................................................118. 3.7.5.. APARIENCIA GENERAL ............................................................................119. 3.8. EVALUACIÓN EN EL ALMACENAMIENTO DE LAS BEBIDAS FERMENTADAS, CLARIFICADAS Y PASTEURIZADAS DURANTE 30 DÍAS. 120 3.8.1.. ANÁLISIS DE PH EN EL ALMACENAMIENTO .......................................120. 3.8.2.. ANÁLISIS DE LA ACIDEZ EN EL ALMACENAMIENTO ........................121. 3.8.3.. ANÁLISIS DE LOS °BRIX EN EL ALMACENAMIENTO .........................122. 3.8.4.. ANÁLISIS DE LA TURBIDEZ (NTU) EN EL ALMACENAMIENTO ........123.

(10) 3.9. ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DE LAS BEBIDAS FERMENTADAS, CLARIFICADAS Y PASTEURIZADAS. ................................................................124 3.10. PREDICCIÓN DE LA VIDA EN ANAQUEL DE LAS BEBIDAS FERMENTADAS Y CLARIFICADAS DE MAIZ MORADO VARIEDAD KULLI. ...........................125 CONCLUSIONES ...............................................................................................................127 RECOMENDACIONES ......................................................................................................129 BIBLIOGRAFÍA .................................................................................................................130.

(11) ÍNDICE DE CUADROS CUADRO 1. Características del maíz morado .................................................................................. 7 CUADRO 2. Composición por 100g de parte comestible ................................................................. 9 CUADRO 3. Composición química promedio de 9 muestras de chicha de jora ............................... 9 CUADRO 4. Flora microbiana de la chicha de jora ........................................................................ 10 CUADRO 5. Especies de bacterias identificadas en chicha de jora ................................................ 11 CUADRO 6. Características de los polisacáridos ........................................................................... 15 CUADRO 7. Características de algunos almidones usados en la industria alimentaria .................. 19 CUADRO 8. Algunas enzimas de interés en alimentos. ................................................................. 27 CUADRO 9. Algunas fuentes microbianas comerciales de preparaciones enzimáticas ................. 36 CUADRO 10. Algunas de las aplicaciones de enzimas en el procesamiento de alimentos. .......... 37 CUADRO 11. Clasificación de enzimas pécticas............................................................................ 44 CUADRO 12. Usos de enzimas proteolíticas en alimentos ............................................................ 45 CUADRO 13. Características morfológicas y fisiológicas de la especie ....................................... 50 CUADRO 14. Tiempos aplicados habitualmente a diversos productos expresados en minutos a la temperatura estándar de pasteurización de 60° C............................................................................. 63 CUADRO 15. Porosidades para distintos materiales filtrantes ....................................................... 72 CUADRO 16. Partículas y macromoléculas de los vinos, según sus características y tecnología de tratamiento........................................................................................................................................ 75 CUADRO 17. Lectura nefelométrica (NTU) y aspecto del vino .................................................... 76 CUADRO 18. Vinos en distintos estados de elaboración y lectura nefelométrica de la turbidez (NTU) ............................................................................................................................................... 76 CUADRO 19. Recuento levaduras y coliformes totales en 1ml.................................................... 93 CUADRO 20. Grados Brix luego del proceso de hidrólisis enzimática .......................................... 94 CUADRO 21. Tiempo de calentamiento y enfriamiento para la pasteurización a 80° C de todos los tratamientos ...................................................................................................................................... 98 CUADRO 22. Análisis proximal de las bebidas fermentadas clarificadas y pasteurizadas .......... 100 CUADRO 23. Contenido de alcohol de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas.... 101 CUADRO 24. Acidez total (mg. de ácido acético /100 ml) de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas. .............................................................................................................................. 104 CUADRO 25. pH de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas de maíz morado. .... 105 CUADRO 26. Medición del contenido de azúcares reductores de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas. ........................................................................................................... 111 CUADRO 27. Longitud de onda dominante de las de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas de maíz morado germinado. .................................................................................... 113 CUADRO 28. Análisis microbiológico de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas ........................................................................................................................................................ 114 CUADRO 29. Análisis microbiológico de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas a los 30 días....................................................................................................................................... 124 CUADRO 30 Predicción de vida en anaquel según el valor de acidez de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas ............................................................................................................ 125.

(12) ÍNDICE DE FIGURAS. Fig. 1 Gelatinización del almidón. ................................................................................................... 20 Fig. 2 Diagrama de energía libre para una reacción química efectuada con catalizador y sin catalizador. (Badui, 2006) ................................................................................................................ 29 Fig. 3 Efecto del pH en la actividad enzimática: (a), pH óptimo; (b), intervalo de estabilidad de la enzima; (c), intervalo de inactivación reversible, y (d), inactivación irreversible ........................... 31 Fig. 4 Efecto de la temperatura en la actividad catalítica de las enzimas ....................................... 32 Fig. 5 Efecto de la concentración del sustrato en la velocidad de reacción de las enzimas. ............ 33 Fig. 6 Hidrólisis del almidón por diferentes enzimas. .................................................................... 40 Fig. 7 Perfil de temperatura-tiempo característico de una autoclave ............................................... 57 Fig. 8 Historia típica de la temperatura en el punto frio de una lata durante el proceso en el autoclave. ......................................................................................................................................... 58 Fig. 9 Representación gráfica de “D” .............................................................................................. 60 Fig. 10 Representación gráfica del valor z ...................................................................................... 61 Fig. 11 Aproximación al área bajo la curva con la fórmula de Simpson de 1/3 .............................. 67 Fig. 12 Comportamiento de los grados Brix durante la fermentación luego de la adición de los 3 complejos enzimáticos (E1, E2, E3) durante 24 horas. .................................................................... 95 Fig. 13 Curva de letalidad de los tratamientos con F0=5 (P1) 80°C ............................................... 96 Fig. 14 Curva de letalidad de los tratamientos con F0=7 (P2) 80 °C.............................................. 96 Fig. 15 Gráfico de tiempo de calentamiento y enfriamiento de los tratamientos ........................... 97 Fig. 16 Gráfico de tiempo de calentamiento y enfriamiento de los tratamientos .......................... 97 Fig. 17 valores de turbidez de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas de maíz morado germinado. ........................................................................................................................ 103 Fig. 18 ° Brix de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas de maíz morado germinado. ...................................................................................................................................... 106 Fig. 19 Viscosidad (Cp. 25 rpm) de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas de maíz morado germinado. ........................................................................................................................ 108 Fig. 20 Densidad gr/ml 20 ° C de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas de maíz morado germinado. ........................................................................................................................ 109 Fig. 21 cuantificación de antocianinas (mg de cianidina /100 mL) de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas de maíz morado germinado. .............................................................. 110 Fig. 22 Porcentaje de saturación de color de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas de maíz morado germinado. ........................................................................................................... 112 Fig. 23 Puntuación promedio del atributo color en la evaluación sensorial de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas de maíz morado. ........................................................... 115 Fig. 24 Puntuación promedio del atributo sabor en la evaluación sensorial de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas de maíz morado. ........................................................... 116 Fig. 25 Puntuación promedio del atributo olor en la evaluación sensorial de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas de maíz morado. ........................................................... 117 Fig. 26 Puntuación promedio del atributo textura en la evaluación sensorial de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas de maíz morado. ........................................................... 118 Fig. 27 Puntuación promedio de la apariencia general en la evaluación sensorial de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas de maíz morado. ........................................................... 119 Fig. 28 Evaluación del pH en el almacenamiento durante 30 días de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas. ........................................................................................................... 120.

(13) Fig. 29 Evaluación de la acidez en el almacenamiento a los 0, 15 y 30 días, de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas. ..................................................................................... 121 Fig. 30 Evaluación del ° Brix en el almacenamiento a los 0, 15 y 30 días, de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas. ..................................................................................... 122 Fig. 31 Evaluación de la turbidez (NTU) en el almacenamiento a los 0, 15 y 30 días, de las bebidas fermentadas, clarificadas y pasteurizadas. ..................................................................................... 123.

(14) ÍNDICE DE ANEXOS. ANEXO 1: Cálculo de la letalidad y aplicación del método de Simpson. ANEXO 2: Análisis fisicoquímicos. ANEXO 3: Cartilla de evaluación sensorial. ANEXO 4: Cálculos de X y Y para la determinación de longitud de onda dominante y el porcentaje de saturación de color en el diagrama de cromaticidad. ANEXO 5: Análisis estadístico. ANEXO 6: Fichas técnicas de los complejos enzimáticos. ANEXO 7: Informes de ensayo de los análisis fisicoquímicos y microbiológicos. ANEXO 8: Norma sanitaria de criterios microbiológicos de calidad sanitaria e inocuidad para alimentos y bebidas de consumo humano. ANEXO 9: cálculos de predicción de la vida en anaquel del producto terminado ANEXO 10: Fotografías de la parte experimental..

(15) RESUMEN La presente investigación se realizó en la escuela profesional de Ingeniería de Industrias Alimentarias de la Universidad Nacional San Agustín de Arequipa, con el objetivo de evaluar el efecto de la hidrólisis enzimática y la pasteurización sobre la calidad de una bebida fermentada a base de maíz morado (zea mays) variedad Kulli. Para el proceso de clarificación se utilizaron tres complejos enzimáticos siendo E1: Rohavin Clear (pectinasa/celulasa/hemicelulasa), E2: Rohalase Bx (β glucanasa/proteasa) y E3: Rohalase Barley (β glucanasa/celulasa/ endo xilanasa). Para el proceso de pasteurización se utilizaron dos tiempos térmicos F0 =5 (P1) y F0 =7 (P2) a 80° C. Se realizó la experimentación con ambos factores (F0 y Enzima) obteniendo 6 tratamientos (E1P1, E1P2, E2P1, E2P2, E3P1, E3P2) los cuales se compararon con una muestra testigo (bebida fermentada no pasteurizada ni clarificada) para su evaluación. Donde el complejo enzimático ROHAVIN CLEAR (pectinasa/celulasa/hemicelulasa) fue la más efectiva para la clarificación pues redujo significativamente la turbidez, obteniendo en los tratamientos E1P1, E1P2. valores de 342 y 341 NTU respectivamente, mientras que el resto de. tratamientos tuvieron valores entre 450 y 470 NTU. Los tiempos de pasteurización F0=5 y F0=7 no afectaron significativamente en los resultados ya que actuaron de manera similar en todos los tratamientos, ambos tiempos fueron efectivos ya que redujeron los microorganismos a niveles aceptables. En la evaluación sensorial la puntuación de los atributos de color, textura y apariencia general de la muestra testigo fueron inferiores a los tratamientos (E1P1, E1P2, E2P1, E2P2, E3P1, E3P2), mientras que en los atributos de sabor y olor, las puntuaciones de la muestra testigo fueron mejores a los tratamientos clarificados y pasteurizados..

(16) Durante el almacenamiento de las bebidas no se encontró variaciones significativas en cuanto a ° Brix, acidez y pH, por lo que los procesos de clarificación y pasteurización mantuvieron la estabilidad de la bebida. Se realizó el cálculo de predicción del tiempo de vida en anaquel de las bebidas fermentadas clarificadas y pasteurizadas, por el método; cinética de las reacciones químicas con la ecuación de primer orden, donde los tratamientos E1P1 y E1P2 tendrían mayor tiempo de vida útil 477 días y 536 días respectivamente, mientras que el resto de tratamientos tendrían un periodo de vida útil que varía entre; 351días – 434 días..

(17) INTRODUCCIÓN La Chicha de Jora, es un producto oriundo del Perú, la cual es una bebida alcohólica que se obtiene por fermentación natural de la materia azucarada contenida en el mosto de malta de maíz, con un contenido alcohólico de 9% en volumen (León, 2010). Es elaborada artesanalmente en muchas partes del Perú especialmente en la costa norte, como en el distrito de Catacaos, en Piura, así como en los pueblos andinos, especialmente Cusco y Arequipa. Su elaboración depende de la jora, que es el nombre que reciben los granos de maíz germinado, los cuales son obtenidos del remojado del maíz; ya sea en pozas de germinación o en sacos de yute, para luego trasladarlas a unas pozas de mayor área hasta que emerja el coleóptilo, luego de lo cual los granos pasan a ser secados al sol. Luego se procede a la molienda de la jora y posteriormente a la fermentación de ésta, para finalmente obtener la bebida alcohólica (IICA - PROCIANDINO, 1995). Como es sabido, los licores después de un prolongado reposo tienden a pasar por un proceso de clarificación mediante el cual se lleva a cabo la separación de las partículas responsables de la turbidez, estos procesos son lentos y requieren de varios años para que alcancen la total limpidez y estabilidad deseada; en consecuencia, es necesario utilizar ciertos procedimientos para acelerar esta etapa (García et al., 2004). Para facilitar la precipitación de los elementos que confieren turbiedad a la cerveza, es una práctica común adicionar compuestos como colágena de pescado, bentonita, carragenina etc. una práctica alternativa es utilizar enzimas como las proteasas para lograr una hidrolisis parcial de las proteínas, con lo cual se solubilizan y se impide su posterior precipitación. (García et al, 2004). Los preparados enzimáticos de utilidad en enología que se pueden encontrar en el mercado, varían en función del fin que se persiga. Las pectinasas para disminuir la viscosidad al 1.

(18) hidrolizar las pectinas y así provocar un aumento de rendimiento en zumo tras el prensado y también favorecer la filtración y clarificación. La enzima β-glucanasa, degrada los β- glucanos, pentosas y otros polisacáridos que no son almidones, estas sustancias se pueden encontrar en la malta, mosto y en la cerveza y son causa de varios problemas técnicos como la turbidez y viscosidad (AB Enzymes GmbH Germany- Capsucor Quim Perú, 2015). La biotecnología ha progresado significativamente en estas últimas décadas en la industria alimentaria en cuanto a la elaboración de enzimas; y en especial ha favorecido la industria vinícola, en donde las enzimas comerciales han generado un mayor rendimiento en la extracción de la pulpa, han aumentado la eficiencia en la clarificación, filtración del mosto del vino (Matewson, 1998) y han obtenido un vino con más color y rico en compuestos fenólicos. Por tales razones es una oportunidad importante de experimentar en este trabajo con estas enzimas comerciales para analizar su comportamiento en la producción de chicha de maíz morado germinado. Para el proceso de sedimentación de licores se pueden utilizar coadyuvantes como bentonita, gelatina, caseína, carbono o clara de huevo; para luego aplicar adicionalmente operaciones de centrifugación, decantación y/o filtración a través de mallas de asbesto, celulosa o derivados de esta para obtener un producto libre de levaduras u otros productos que enturbian el licor (García et al., 2004). Entre las características que los coadyuvantes de sedimentación deben reunir son de las de no influir en el olor, color, ni sabor propio de los vinos; además deben ser de fácil preparación y no quitar al licor en proporción sensible ninguno de sus componentes. (Morris y Main, 2007).. 2.

(19) Para este proceso se utilizara tierra de diatomeas, para luego aplicar operaciones de filtración obteniendo un producto libre de levaduras u otros productos que enturbian el licor (García et al., 2004). Como los vinos y la cerveza, la chicha de jora también tiene que ser sometida a un proceso de pasteurización, según (Fraizier Y Westhoff, 2003) la pasteurización es un tratamiento térmico que destruye parte de los microorganismos existentes en los alimentos y que generalmente supone la aplicación de temperaturas menores a 100 °C. Los elementos de conservación que se emplean para complementar la pasteurización incluyen: Refrigeración, envasado térmico, envasado al vacío. Para este proceso se analizará el efecto del tiempo y la temperatura en la letalidad de los microorganismos, y se encontrará el tiempo de pasteurización del producto, utilizando el método gráfico de Biguelow.. 3.

(20) OBJETIVOS DEL ESTUDIO. OBJETIVO GENERAL . Evaluar el efecto de la hidrólisis enzimática y la pasteurización sobre la calidad de una bebida fermentada a base de maíz morado (Zea Mays) variedad Kulli.. OBJETIVOS ESPECÍFICOS . Evaluar el efecto de diferentes enzimas hidrolíticas sobre la clarificación de la bebida fermentada.. . Optimizar el tiempo de pasteurización en la elaboración de la bebida fermentada.. . Caracterizar física, química, microbiológicamente la bebida fermentada clarificada y pasteurizada.. . Realizar una evaluación sensorial del producto terminado. . Evaluar la vida en anaquel del producto terminado. 4.

(21) FORMULACIÓN DE PROBLEMA. En el mercado peruano existen diferentes tipos de bebidas moderadas que son de fácil adquisición al consumidor, lo que no sucede con la chicha de jora, debido a que la mayor parte de su producción es artesanal y su consumo se da exclusivamente en fechas y celebraciones especiales, esto ha provocado el desplazamiento de esta bebida. Así también al ser elaborada artesanalmente puede traer problemas higiénicos y toxicológicos, debido a que no existe un adecuado control de calidad durante su fabricación, lo cual no garantiza la inocuidad del producto, de esta manera existe el riesgo de consumir una bebida que atente a la salud de los consumidores. Por otra parte al no existir una norma técnica para la elaboración de chicha de jora, es muy difícil establecer parámetros óptimos de fabricación como la clarificación y pasteurización, retardando así el desarrollo de esta bebida y su posterior comercialización en el mercado.. FINALIDAD. Esta investigación se realiza con la finalidad de mejorar la calidad de la chicha de jora mediante la aplicación de procesos de clarificación y pasteurización, promoviendo así el consumo de esta bebida como licor y presentándola con una mejor apariencia y atractivo para el consumidor.. JUSTIFICACIÓN E IMPORTANCIA. En el Perú y muchos países de Sudamérica la chicha es ampliamente consumida, constituyéndose en mercado potencial de consumo que posibilitaría su industrialización, hasta ahora la producción de chicha solo se ha realizado artesanalmente, el presente trabajo. 5.

(22) se fundamenta en investigar el proceso óptimo de clarificación y pasteurización de la chicha Arequipeña, propuesta que contribuirá a mejorar la calidad del producto terminado, fomentando así la industrialización de la chicha a nivel de la tecnología cervecera. Consumo de bebidas alcohólicas en el Perú. Según el INEI en la encuesta demográfica y de salud familiar 2012, Las bebidas de mayor consumo en el área urbana fueron la cerveza (61,8%) y el vino (21,7%); y, en el área rural la cerveza (48,7%) y chicha de jora (18,6%).. Fuente: instituto nacional de estadística e informática: encuesta demográfica y salud familiar. DEFINICIÓN DEL PROBLEMA. En la elaboración de chicha de jora al ser un producto producido artesanalmente no hay parámetros definidos en su proceso de clarificación y pasteurización, la determinación del complejo enzimático con mejor capacidad hidrolítica y su influencia sobre la clarificación y la determinación del tiempo óptimo de pasteurización ayudaría a mejorar la calidad del producto terminado, garantizar la inocuidad del producto y elaborarlo a nivel industrial.. 6.

(23) 1.. 1.1.. MARCO TEÓRICO. MAÍZ MORADO. El maíz morado es un producto que se cultiva el Perú desde épocas prehispánicas y era conocido como Sara o Kulli, pertenece a la familia gramínea y es conocido por su nombre científico como también por su nombre común, es decir Zea Mays, maíz morado, killusara respectivamente, (Exportadora productores incas, 2010). La. principal característica de la variedad Kulli es la gran cantidad de pigmentos. antocianídicos que se encuentran en toda la planta y la mazorca (Prociandino, 1991) Este producto se encuentra principalmente en lima Arequipa y Cajamarca y sus épocas de siembra mayormente son todo el año a excepción de algunos meses. Los meses en los que se cultivan son de agosto a octubre en la sierra y de abril a septiembre en la costa, su altura de siembra es de 1200 – 4000 msnm. (Exportadora productores incas, 2010) El maíz morado es una mazorca (tusa y grano) que contiene el pigmento denominado antocianina cianidina -3β – glucosa, que se encuentra en mayor cantidad en la coronta (tusa) y en menor proporción en el pericarpio (cascara) del grano. Este fruto está constituido en un 85 % por grano y 15% por coronta (Sierra exportadora, 2011). CUADRO 1. Características del maíz morado. CARACTERISTICAS PROMEDIO MÁXIMO MÍNIMO Largo de la mazorca (cm) 15.0 20.0 12.0 Ancho de la mazorca (cm) 5.0 5.8 4.0 Numero de hilera 10.0 12.0 8.0 Numero de granos por 25.0 36.0 18.8 hileras Largo de granos (mm) 11.6 13.0 10.4 Ancho de granos (mm) 5.6 6.2 5.0 Espesor de hileras (mm) 6.0 6.5 5.5 Fuente: Boletín de información técnica del ministerio de agricultura - Lima Perú, 1998 7.

(24) Según Terranova (1955), el Maíz se clasifica de la siguiente forma:. Reino División Clase Orden Familia Género Especie Nombre científico. 1.2.. vegetal Angiosperme Monocotyldoneae Cereales Poaceae Zea Mays Zea Maíz. CHICHA DE JORA. Chicha es el nombre que reciben diversas variedades de bebidas alcohólicas derivada principalmente de la fermentación no destilada del maíz y otros cereales originarios de América (Guamán, 2013) Ezquerra M, 2009. Define chicha a “bebida alcohólica resultante de la fermentación del maíz y de otros granos”. La chicha de jora es una bebida alcohólica obtenida por fermentación de la materia azucarada contenida en el mosto del maíz germinado (De Florio, 1986), es una bebida de baja graduación alcohólica obtenida por fermentación de los azúcares contenidos en el mosto de malta de maíz (Manrique, 1987). La Chicha de Jora, es un producto oriundo del Perú, la cual es una bebida alcohólica que se obtiene por fermentación natural de la materia azucarada contenida en el mosto de malta de maíz, con un contenido alcohólico de 9% en volumen (León, 2010). El producto de fermentación alcohólica de mostos de uva, jora (malta de maíz), frutas y otros vegetales con características propias según su origen (NTE INEN 338, 1992).. 8.

(25) 1.3.. COMPOSICIÓN QUÍMICA DE LA CHICHA DE JORA. Según Collazos (1993) la composición química de chicha de jora contiene los siguientes elementos que se encuentran en el Cuadro 2.. CUADRO 2. Composición por 100g de parte comestible. Energía (kcal) Agua (g) Proteína (g) Grasa (g) Carbohidratos (g) Fibra (g) Ceniza (g) Calcio (mg) Fósforo (mg) Hierro (mg) Tiamina (mg) Riboflavina (mg) Niacina (mg) Ac. Ascórbico reducido (mg). 28 93.2 0.4 0.3 5.8 0.2 0.3 22 18 1.8 0.02 0.1 0.2 2.4. Según Gonzales (1976) mencionado por García y Mamani 2008, la chicha de jora contiene los siguientes elementos que se encuentran en la presente tabla: CUADRO 3. Composición química promedio de 9 muestras de chicha de jora Elaborada en Catacaos y Sullana. Composición pH Densidad (g/mL) Grado alcohólico (g/100 mL) Acidez total (g/L Ac. sulfúrico) Acidez fija (g/L Ac. sulfúrico) Acidez volátil (g/L Ac. acético) Residuo seco (g/100 mL) Humedad (g/100mL) Extracto etéreo (g/100 mL). 9. 3.28 1.0055 6.64 5.25 4.62 0.5640 5.00 95.00 0.34.

(26) Proteína (g/100 mL) Fibra (g/100 mL) Carbohidratos (g/100 mL) Azúcares reductores directos (g/100 mL) Azúcares totales (g/100 mL) Cenizas totales (g/100 mL) Cenizas solubles (g/100 mL) Cenizas insolubles (g/100 mL) Cloruros (g/100 mL) Fósforo (mg/L) Calcio (mg/L) Hierro (mg/L) Magnesio (mg/L) Potasio (mg/L) Sodio (mg/L) Acido ascórbico (mg/100 mL) Valor calórico (kcal/100 mL). 0.31 0.18 3.97 0.319 1.390 0.196 0.173 0.017 0.080 229.63 154.00 8.63 241.11 350.00 216.67 4.22 20.07. Fuente: Gonzáles, 1987.. 1.4.. FLORA MICROBIANA DE LA CHICHA DE JORA. En la fermentación de la chicha de jora intervienen diversas especies de bacterias lácticas y levaduras que generalmente pertenecen al género Saccharomyces, en donde la especie Saccharomyces cerevisiae constituye la principal especie responsable de la fermentación de esta bebida (Manrique, 1978). CUADRO 4. Flora microbiana de la chicha de jora Especies Saccharomyces cereviseae Saccharomyces pasteurianus Brettanomyces anomalus Saccharomyces tropicales Saccharomyces hanseii Saccharomyces elegans Torulaspora famata. 10. % 53 11 7 6 5 4 4.

(27) Saccharomyces fructum Candida solani Saccharomyces carlsbergensis Saccharomyces exigius Saccharomyces heterogenes. 4 3 1 1 1. Fuente: Manrique, 1978. CUADRO 5. Especies de bacterias identificadas en chicha de jora Especies Lactobacillus pasteurianus Lactobacillus delbruekii Bacillus subtilis Escherichia coli Bacillus cereus Enterobacter aerogenes Micrococcus spp.. % 35 26 18 8 5 5 3. Fuente: Manrique, 1978. 1.5.. MALTEADO. La malta es un cereal en etapas tempranas de germinación, cuyo proceso fisiológico ha sido controlado y detenido por secado, la germinación es un proceso fisiológico que requiere de oxígeno, por lo tanto la aireación para proveerlo y a la vez eliminar el dióxido de carbono que se produce es una operación muy importante. El principal objetivo del malteo es incrementar la actividad enzimática del grano, principalmente amilolítica, ya que durante este proceso se incrementa considerablemente el contenido de enzimas amilolíticas, las cuales van a degradar el almidón del mosto generando cantidades necesarias de azucares fermentables para llevar a cabo la fermentación.. 11.

(28) Una gran cantidad de enzimas son sintetizadas durante la germinación del grano, siendo las más relevantes en el proceso de elaboración de cerveza las amilasas, la α glucosidasas, las glucanasas, las proteasas y las pentonasas. (García et al., 2004).. 1.5.1.. FASES DE LA GERMINACIÓN. Según García y Primo (1993), se distinguen las siguientes tres fases: -. Fase de hidratación. La absorción de agua es el primer paso de la germinación, sin el cual el proceso no se puede llevar a cabo. Esta fase se encuentra en función del potencial hídrico de las células de la semilla y de la diferencia entre el potencial hídrico de la semilla y del sustrato, lo cual determina la magnitud de flujo que entra a la semilla.. -. Fase de germinación. Representa el verdadero proceso de la germinación. En esta fase la absorción de agua se reduce considerablemente, llegando incluso a detenerse, y se producen las transformaciones metabólicas necesarias para el correcto desarrollo de la plántula.. -. Fase de crecimiento. Es la última fase de la germinación y se asocia con la emergencia de la radícula como cambio morfológico visible; se caracteriza porque la absorción de agua vuelve a aumentar, así como la actividad respiratoria. De esta forma, se reconoce la siguiente secuencia de etapas en la germinación: 1. Hidratación y absorción de agua. 2. Hidratación de tejidos. 3. Absorción de oxígeno. 4. Intensificación de las actividades enzimáticas y de digestión.. 12.

(29) 5. Inicio de la multiplicación y del crecimiento celular. 6. Intensificación de la respiración y de la asimilación. 7. Intensificación de la multiplicación y del crecimiento celular. 8. Diferenciación celular.. 1.5.2.. FUNCIÓN DE LA GERMINACIÓN. Durante la germinación o malteo el ácido giberélico da lugar a las α-amilasas (enzima dextrogénica) y por difusión se activan las β-amilasas presentes (enzima sacarogénica) produciendo amilasas (α-amilasa) para la conversión del almidón en azúcares fermentables; el grano germinado constituye el principal agente sacarificante siendo que con la molienda de éste se rompe la capa protectora de celulosa y se expone más almidón superficial a la acción de los procesos de cocción y conversión (García, 2004).. 1.6.. POLISACÁRIDOS. Los polisacáridos constituyen un grupo heterogéneo de polímeros, en el que intervienen más de 10 monosacáridos unidos por distintos enlaces glucosídicos; los polisacáridos de menos de 10 son los oligosacáridos. Casi todos los polisacáridos naturales contienen cientos de monómeros y, en ocasiones, varios miles. No producen verdaderas soluciones, sino más bien dispersiones de tamaño coloidal; puros no tienen color, aroma ni sabor. Su peso molecular, que puede llegar a ser hasta de millones, es en realidad un promedio, puesto que las moléculas no son iguales y siempre presentan una distribución de valores (Badui, 2006). Los polisacáridos son polímeros de monosacáridos. Del mismo modo que los oligosacáridos, están compuestos de unidades glicosílicas en disposición lineal o ramificada, y la inmensa. 13.

(30) mayoría son mucho más largos que el límite de 20 unidades de los oligosacáridos. El número de unidades de monosacárido en un polisacárido, denominado grado de polimerización (GP), es muy variable. Sólo unos pocos polisacáridos poseen un GP menor de 100, y la mayoría presentan un GP comprendido en el intervalo 200-3.000. Los más grandes, como puede ser la celulosa, tienen un GP de 7.000 a 15~000. Se estima que más del 90% de la considerable masa de carbohidratos existente en la naturaleza se encuentra en forma de polisacáridos. (Fennema, 2000). Se encuentran como cadenas lineales o ramificadas, que a su vez pueden estar integradas por un solo tipo de monosacárido (homopolisacárido) —como el almidón y la celulosa— o por varios tipos de monosacáridos (heteropolisacárido), como es el caso de la mayoría de las gomas. De cualquier manera, sus componentes siempre están unidos regularmente con una secuencia y estructura repetitivas, representando polímeros con un alto grado de ordenación. Estos enlaces pueden darse entre el C1 o C2 y el C2, C3, C4, C5 o C6 del segundo residuo. Un polisacárido ramificado presenta más de dos tipos de enlace en una misma molécula. (Badui, 2006). La nomenclatura de los polisacáridos se basa en la adición de la terminación “ana” a las primeras letras que identifiquen el nombre del azúcar que los integran; por ejemplo, aquellos constituidos por glucosa exclusivamente, se denominan glucanas, los que contienen sólo galactosa, galactanas, etc. Cuando contienen más de un monómero se hace una combinación, como galactomanana, arabinogalactana, etcétera (Jauregui,etal. 1995). De acuerdo con su función biológica, los polisacáridos se han dividido en dos grandes grupos: los que constituyen la estructura celular y le confieren rigidez a los tejidos (celulosa, pectinas, gomas, etc.), y los que representan la reserva energética de animales (glucógeno). 14.

(31) y vegetales (inulina y almidón); cada grupo tiene propiedades físicas y químicas muy distintas, tal como se muestra en el siguiente cuadro (Badui, 2006).. CUADRO 6. Características de los polisacáridos Estructurales Forman puentes de hidrógeno. De reserva alimenticia Pocos puentes de hidrógeno. intermoleculares muy fuertes. intermoleculares y débiles. Producen fibras muy rígidas. No producen fibras. Insolubles en agua. Solubles en agua. Enlaces glucosídicos generalmente b. Enlaces glucosídicos generalmente a. Muy resistentes a enzimas. Muy vulnerables a enzimas,. microorganismos y agentes químicos , Sus. microorganismos y agentes químicos Sus. dispersiones son de alta viscosidad. dispersiones no son muy viscosas. Fuente: Badui, 2006.. Su hidrólisis, al igual que la de los oligosacáridos, depende del pH, la temperatura, el tipo de enlace glucosídico, la configuración anomérica y la presencia de grupos voluminosos (vg. sulfatos) que ejercen un efecto estabilizador. Por ejemplo, los α-D-enlaces del almidón son más susceptibles que los β-D-enlaces de la celulosa; a su vez, los α (1,3) se rompen más fácilmente que los α (1,6) o los α (1,4). Las uniones en que intervienen furanosas (fructosa) son más lábiles que las que contienen piranosas. La presencia de grupos sulfato estabiliza los enlaces glucosídicos, a pesar de que éstos, en forma individual, son muy sensibles a los ácidos. Los azúcares anhidros, como la 3,6anhidro-galactosa, son sumamente lábiles y aceleran la hidrólisis de los polisacáridos que los contienen. Al igual que otras macromoléculas, estos polímeros pueden tener una conformación ordenada o carecer de ella y estar al “azar”; cada una de ellas es resultado de. 15.

(32) las interacciones que tienen sus monómeros constituyentes y que, en términos generales, se agrupan en su entropía conformacional. Debido al gran número de uniones covalentes y no covalentes, los polisacáridos, con un cambio muy pequeño en su energía interna, presentan cierta rotación y flexibilidad de movimiento. Las estructuras de hélice, como en el almidón y la celulosa, son más ordenadas y rígidas que las estructuras al azar. Los polisacáridos se encuentran en forma natural en muchos alimentos, pero en algunas ocasiones se añaden a otros para obtener la formulación correcta, como en el caso del almidón, la carragenina y las pectinas, que se utilizan por sus propiedades funcionales. Por su gran capacidad de retener agua, producen partículas coloidales muy hidratadas, razón por la cual se les da el nombre de hidrocoloides (Badui, 2006).. 1.6.1.. CELULOSA. Según Badui (2006): Es el polisacárido estructural de todo el reino vegetal; por ser considerado el compuesto orgánico más abundante en la naturaleza y constituir una fuente de glucosa prácticamente inagotable que se renueva de forma continua mediante la fotosíntesis, los científicos han desarrollado muchas investigaciones para aprovecharlo en la obtención de glucosa. En el arroz, el maíz y el trigo se localiza en el pericarpio, y en el germen junto con las hemicelulosas y la lignina, representando 1.0, 2.5 y 2.0% del grano, respectivamente. Al igual que la amilosa del almidón, la celulosa es un homopolisacárido lineal de unidades de D-glucopiranosas, pero con la diferencia de que los monómeros se unen mediante enlaces glucosídicos β(1,4); su peso molecular llega a ser hasta de varios millones, y su alta resistencia mecánica y química se debe a que sus cadenas paralelas se alinean sobre un eje. 16.

(33) longitudinal y establecen un gran número de puentes de hidrógeno intermoleculares, lo que da origen a microfibrillas altamente estructuradas. Puede ser hidrolizada a residuos de D-glucosa por la acción de ácidos como el sulfúrico y el clorhídrico a una temperatura de más de 125ºC; también se han desarrollado métodos enzimáticos. aprovechando. las. celulasas. extracelulares. que. sintetizan. ciertos. microorganismos. 1.6.2.. HEMICELULOSA. Este término es algo ambiguo; se emplea para referirse a un grupo muy extenso de polisacáridos con diversos tipos de monómeros (heteropolisacáridos) que se localizan principalmente en la pared celular, y que son muy distintos a la celulosa o al almidón.(Badui,2006) Se asocian principalmente a las pectinas, a la celulosa y a otros polímeros con estructuras de mananas, glucomananas, galactanas, arabinogalactanas, etc. Su composición química se basa en la unión glucosídica de distintos monosacáridos, sobre todo pentosas (vg. arabinosa y xilosa), hexosas (glucosa, manosa y galactosa), ácidos urónicos (galacturónico y glucurónico) y algunos desoxiazúcares. El contenido de hemicelulosas cambia durante la maduración de los frutos y vegetales (Soda, etal. 1987). El trigo contiene de 2 a 3% de hemicelulosa, y una fracción de ésta (0.5 a 0.8%) es de peso molecular bajo y soluble en agua, mientras que la otra es de peso molecular alto e insoluble (Badui, 2006).. 17.

(34) 1.6.3.. ALMIDÓN. El almidón es la sustancia de reserva alimenticia predominante en las plantas, y proporciona el70-80% de las calorías consumidas por los humanos de todo el mundo. Tanto el almidón como los productos de la hidrólisis del almidón constituyen la mayor parte de los carbohidratos digestibles de la dieta habitual (Fennema, 2000). Desde el punto de vista químico, el almidón es una mezcla de dos polisacáridos muy similares, la amilosa y la amilopectina; el primero es producto de la condensación de Dglucopiranosas por medio de enlaces glucosídicos α (1,4), que establece largas cadenas lineales con 200-2 500 unidades y pesos moleculares hasta de un millón; es decir, la amilosa es una α-D-(1,4)-glucana, cuya unidad repetitiva es la α -maltosa. Tiene la facilidad de adquirir una conformación tridimensional helicoidal, en la que cada vuelta de la hélice consta de seis moléculas de glucosa. (Badui, 2006). Por su parte, la amilopectina se diferencia de la amilosa en que contiene ramificaciones que le dan una forma molecular similar a la de un árbol; las ramas están unidas al tronco central (semejante a la amilosa) por enlaces α-D-(1,6), localizadas cada 15-25 unidades lineales de glucosa. Su peso molecular es muy alto, ya que algunas fracciones llegan a alcanzar hasta 200 millones de daltones, aunque se han reportado pesos de entre 300,000 y 500,000 (French, 1969) En términos generales, los almidones contienen aproximadamente 17-27% de amilosa, y el resto de amilopectina (cuadro 7). Algunos cereales, como el maíz, el sorgo y el arroz, tienen variedades llamadas “céreas” que están constituidas casi únicamente por amilopectina; hay otras que tienen hasta 90% de amilosa. La concentración relativa de estos dos polímeros está regida por factores genéticos típicos de cada cereal (Badui, 2006).. 18.

(35) CUADRO 7. Características de algunos almidones usados en la industria alimentaria. Tipo. Amilopectina (%). Amilosa (%). Tamaño del gránulo (micras). 26-31. Temperatura de gelatinización (°C) 62-72. Maíz. 69-74. Maíz rico en amilosa. 20-45. 55-80. 67-80. 5-25. Papa. 73-77. 18-27. 58-67. 5 - 100. Arroz. 83. 17. 62-78. 2-5. Tapioca. 82. 18. 51-65. 5-35. Maíz céreo. 99-100. 0-1. 63-72. 5-25. Sorgo céreo. 99-100. 0-1. 67-74. 5-25. 76. 24. 58-64. 11- 41. Trigo. 5 - 25. Fuente: Badui, 2006.. 1.6.3.1. GELATINIZACIÓN DEL ALMIDÓN Los gránulos de almidón son insolubles en agua fría, debido a que su estructura está altamente organizada y a que presenta una gran estabilidad por las múltiples interacciones que existen con sus dos polisacáridos constituyentes; sin embargo, cuando se calientan empieza un proceso lento de absorción de agua en las zonas intermicelares amorfas, que son las menos organizadas y las más accesibles, ya que los puentes de hidrógeno no son tan numerosos ni rígidos como en las áreas cristalinas. A medida que se incrementa la temperatura, se retiene más agua y el gránulo empieza a hincharse y a aumentar de volumen, fenómeno que puede observarse en el microscopio, sin que se presente un aumento importante en la viscosidad; una vez que la parte amorfa se ha hidratado completamente, la cristalina inicia un proceso semejante, pero para esto se requiere más energía (Oosten, 1982).. 19.

(36) Al llegar a ciertas temperaturas normalmente cercanas a 65°C, aunque dependen de cada tipo de almidón, el gránulo alcanza su volumen máximo y pierde tanto su patrón de difracción de rayos X como la propiedad de birrefringencia; si se administra más calor, el gránulo hinchado, incapacitado para retener el líquido, se rompe parcialmente y la amilosa y la amilopectina, fuertemente hidratadas, se dispersan en el seno de la disolución. En este punto se pierden la estructura original y la birrefringencia del gránulo; esto va aunado a un aumento de la viscosidad. Aproximadamente 30% de la amilosa se encuentra en solución. A todo este proceso se le llama gelatinización, y es una transición de un estado ordenado (vg. la estructura cristalina) a otro desordenado en el que se absorbe calor. Es decir, la gelatinización transforma los gránulos de almidón insolubles en una solución de las moléculas constituyentes en forma individual (Oosten, 1982).. Fig. 1 Gelatinización del almidón. Los gránulos se hinchan y retienen un máximo de agua hasta que se rompen y producen una dispersión de moléculas de amilosa y amilopectina (Oosten, 1982).. 20.

(37) 1.6.4.. PECTINAS. Las sustancias pécticas comprenden un extenso grupo de heteropolisacáridos vegetales cuya estructura básica está integrada por moléculas de ácido D-galacturónico, unidas por enlaces glucosídicos α-D - (1,4), en la cual algunos de los carboxilos pueden estar esterificados con metilos o en forma de sal. Las pectinas se encuentran asociadas con otros hidratos de carbono, principalmente con hemicelulosas, en las paredes celulares de los vegetales, y son responsables de la firmeza de algunos productos (May, 1992). Se pueden distinguir dos clases principales de sustancias pécticas: los ácidos pectínicos, que tienen una pequeña porción de sus ácidos poligalacturónicos como ésteres metílicos, y los ácidos pécticos, que sólo contienen moléculas de ácido poligalacturónico libre de esterificación. Por definición, las pectinas son ácidos pectínicos con diferentes grados de esterificación y neutralización, que pueden contener de 200 a 1,000 unidades de ácido galacturónico. Existen otros compuestos de este tipo, las protopectinas, altamente esterificadas con metanol y muy insolubles en agua, que se encuentran en los tejidos inmaduros de los frutos y son responsables de su textura rígida; sin embargo, la acción de la enzima protopectinasa hace que se conviertan en pectinas solubles o ácido pectínico, en un proceso que ocurre durante la maduración y que trae consigo el ablandamiento del fruto. Las pectinas son las más abundantes e importantes, están en mayor cantidad en los frutos inmaduros y especialmente en algunos tejidos suaves, como en la cáscara de los cítricos (naranja, limón, toronja, lima), en las manzanas, las peras, etc.108 Aun dentro del propio vegetal existe una distribución de las pectinas; las más esterificadas están en la parte más interna, y las menos esterificadas en la periferia (Badui, 2006).. 21.

(38) Las pectinas están presentes en las células vegetales, principalmente en la lamela media y en la pared primaria, y son un grupo heterogéneo de polisacáridos de grados de polimerización y ramificación variable. Son hidrocoloides negativos estables, con alta tendencia a mantenerse en suspensión por largos periodos de tiempo. Además, son capaces de estabilizar en suspensión a otros componentes coloidales de los zumos y mostos, y presentan gran capacidad de retención de agua. Por todo ello, contribuyen a la turbidez y viscosidad de los mostos y zumos (Grassin, 1992), e impiden la adecuada clarificación y filtración de estos productos, provocando la colmatación rápida de los filtros (Bosso, 1992). 1.7.. SACARIFICACIÓN. Durante el proceso de sacarificación las enzimas de la malta (y enzimas microbianas adicionadas) actúan sobre los componentes de la molienda (malta y adjuntos) así el almidón se hidroliza produciendo azucares fermentables, las proteínas se degradan en péptidos y aminoácidos libres los cuales serán asimilados por las levaduras. Las βglucanasas y pentonasas degradan los polímeros correspondientes reduciendo la viscosidad del mosto. En las etapas iniciales de maceración de la malta (45-60 ºC) actúan principalmente las proteasas y β glucanasas. A temperaturas más altas (60-65 ºC) se favorece la acción de las amilasas de la malta. En el proceso de decocción, las enzimas de la porción que se hierven se desnaturalizan, por lo que esta política de sacarificación implica una disminución gradual de la actividad enzimática, pero por otro lado, el almidón se gelatiniza en mayor grado y por lo tanto, es más susceptible al ataque por las enzimas. Las proteasas hidrolizan las proteínas de la malta y otros cereales. Los productos de esta degradación son péptidos y aminoácidos que serán nutrientes importantes de la levadura durante la fermentación y además contribuyen al sabor porque son precursores de. 22.

(39) congenéricos y a la formación y estabilidad de la futura cerveza. La degradación de las proteínas es también importante porque disminuye la posibilidad de su precipitación en el producto, evitando así su enturbiamiento. Las β glucanasas de la malta hidrolizan los enlaces β13 y β14 de los polímeros de glucosa conocidos como glucanos, presentes en la cebada y otros cereales. La degradación de estos polímeros y de las pentosanas es importante para disminuir la viscosidad del mosto, facilitando así las operaciones de bombeo y filtración. Estos polímeros además estabilizan suspensiones coloidales en la cerveza, por lo que su degradación es importante para reducir la turbiedad. del producto. Cuando se mantienen las temperaturas iniciales de la. sacarificación por tiempo prolongados, la degradación es intensiva reduciéndose considerablemente la viscosidad, la temperatura, la temperatura optima de las glucanasas es 43 – 45º C y se inactivan a 60 ºC. El almidón es hidrolizado por varias enzimas con diferentes patrones. La α amilasa es una endoenzima que hidroliza los enlaces α14 de la amilosa y la amilopectina en diferentes puntos dentro del polímero, pero alejados de los puntos de ramificación (enlaces α16, por lo que sus productos de hidrolisis son maltosa y dextrinas. Su temperatura óptima se encuentra alrededor de los 60ºC. En cada corte de la α amilasa se genera un nuevo extremo no reductor donde la β amilasa puede actuar. La α glucosidasa (“maltasa”) hidroliza los enlaces α14 como los α16, pero tiene mucho mayor afinidad por las cadenas cortas, por lo que actúa mas bien sobre los oligosacáridos. Con la combinación de estas enzimas durante la sacarificación se obtiene una mezcla de dextrinas, dextrinas limite, oligosacáridos como maltosa y maltotrosa principalmente y en menor proporción la matotretrosa, isomaltosa panosa, etc. y el monosacárido glucosa, las cantidades dependerán de las proporciones de las enzimas y del perfil de tiempos y temperaturas durante la sacarificación, es decir, de la. 23.

(40) oportunidad que se dé a cada enzima de actuar durante el proceso, cada enzima tiene su temperatura optima , por lo tanto entre mayor tiempo se encuentre una enzima en esa temperatura o cerca de ella , mayor oportunidad existirá de que la enzima actúe en condiciones óptimas. Con base en esto, diferentes perfiles de sacarificación generaran composiciones distintas en el mosto, por ejemplo si se favorece la acción de la α – amilasa (altas temperaturas se obtendrá altas proporciones de dextrinas en el mosto trayendo como consecuencia alta densidad y estabilidad de espuma, mientras que si se favorece la acción de la β – amilasa (bajas temperaturas) se obtendrán proporciones abundantes de azucares fermentables y por lo tanto un mayor contenido de alcohol en la cerveza. En general el grado de conversión que se obtiene por la combinación de estas enzimas fluctúa alrededor de 80% de almidón convertido en azucares fermentables (García et al, 2004). 1.8.. ENZIMAS. Las enzimas son proteínas presentes en todas las células vivas de plantas, animales y microorganismos. Funcionan como catalizadores para las miles de reacciones químicas que se produce en la naturaleza. Las enzimas ejercen su actividad sin que sean consumidas ellas mismas como parte de la reacción, pero su presencia produce un gran incremento en la velocidad de dicha reacción (Pozo y Gallegos, 2006). Las enzimas tienen una estructura tridimensional globular y sólo presentan actividad cuando tienen una conformación espacial que permite establecer una disposición óptima de los aminoácidos de su centro activo o sitio catalítico. Actualmente se conoce la existencia de más de 3,000 tipos de reacciones catalizadas por enzimas; muchas enzimas ya han sido aisladas, purificadas y cristalizadas. (Badui, 2006).. 24.

(41) En muchos casos las enzimas están integradas por una parte de naturaleza proteínica y otra que no lo es; la primera se conoce como apoenzima y la segunda como cofactor. Este último es un compuesto de peso molecular bajo, muy estable al calor, y presenta diversos grados de unión con la apoenzima; los principales cofactores son: las vitaminas (tiamina, niacina, piridoxina, riboflavina y ácido pantoténico), los cationes (cobre, molibdeno, zinc, magnesio, hierro, manganeso y calcio), los aniones (cloruros) y otras sustancias orgánicas. Debido a su naturaleza química, a las enzimas les afectan los mismos factores que alteran a las proteínas; por esta razón, para actuar en forma óptima, cada una requiere de ciertas condiciones de temperatura, de pH, de fuerza iónica, etcétera; condiciones en las que la estructura tridimensional es estable y la carga óptima para interactuar con el sustrato (Badui, 2006). 1.8.1.. NOMENCLATURA. Según Badui (2006): En general, se ha nombrado a las enzimas de manera empírica y poco sistemática; ya que en algunos casos se ha tomado como raíz del nombre el del sustrato que reconoce la enzima y se le agrega el sufijo — asa. Por ejemplo, a una enzima que degrada proteínas se le llama proteinasa o proteasa. Algunas enzimas tienen nombres asignados antes de adoptar esta convención, por ejemplo, tripsina, papaína, invertasa, diastasa. Posteriormente, hubo la necesidad de asignarles un nombre sistemático. Miembros de la IUPAC (International Union of Pure and Applied Chemistry) y del IUB (International Union of Biochemistry) y posteriormente de la IUBMB (International Union of Biochemistry and Molecular Biology) idearon un sistema de identificación en el que a cada enzima se le asigna una serie de cuatro. 25.

(42) dígitos, al que se ha llamado número de la EC (Enzyme Comission).52 El primer dígito está relacionado con la reacción química que cataliza la enzima, de acuerdo al siguiente código: 1. Oxidorreductasas: catalizan reacciones de oxidorreducción. En este grupo se incluyen las deshidrogenasas, oxidasas, oxigenasas y peroxidasas. 2. Transferasas: promueven la transferencia de distintos grupos químicos entre una molécula donadora y una aceptora. Dentro de las más estudiadas se incluye a las glicosil transferasas, amino transferasas y fosfo transferasas. 3. Hidrolasas: llevan a cabo la ruptura de enlaces covalentes con la introducción de una molécula de agua. Las enzimas hidrolíticas (que incluyen a las amilasas, esterasas, glicosidasas, lipasas y proteasas, entre otras) son las que se utilizan, con mayor frecuencia, como aditivos en la industria alimentaria. 4. Liasas: rompen enlaces para la eliminación de un determinado grupo químico del sustrato y forman dobles ligaduras sin la introducción de moléculas agua. Entre ellas se encuentran: aldolasas, descarboxilasas, deshidratasas y pectina liasa. 5. Isomerasas: catalizan el rearreglo espacial de grupos del sustrato sin modificar su composición química; y son: epimerasas y racemasas. 6. Ligasas: promueven la unión covalente de dos moléculas acopladas con la ruptura de un enlace pirofosfato proveniente de ATP, UTP o CTP, como fuente de energía. El término ligasa es sinónimo de sintetasa.. 26.

(43) CUADRO 8. Algunas enzimas de interés en alimentos.. Grupo. Oxidorreductasas. Transferasas. Nombre común Glucosa oxidasa Catecol oxidasa Catalasa Lipoxigenasa Amilosacarasa Dextransacarasa Levansacarasa Ciclomaltodextrin. Número E.C. 1.1.3.4 1.10.3.1 1.11.1.6 1.13.11.12 2.4.1.4 2.4.1.5 2.4.1.10. Glucosiltransferasa Lipasa Pectinesterasa α-amilasa β-amilasa Amiloglucosidasa. 2.4.1.19 3.1.1.3 3.1.1.11 3.2.1.1 3.2.1.2 3.2.1.3. Endoglucanasa (Celulasa) β-glucanasa. 3.2.1.4 3.2.1.6. proteasa Poligalacturonasa Invertasa Pululanasa. 3.2.1.15 3.2.1.26 3.2.1.41. Subtilisina Papaína Bromelina Renina Pectato liasa Pectina liasa Glucosa (xilosa). 3.4.21.62 3.4.22.2 3.4.22.32 3.4.23.4 4.2.2.2 4.2.2.10 5.3.1.5. Hidrolasas. Liasas Isomerasas. isomerasa. Fuente: (Badui, 2006).. 27. Sustrato D-glucosa y oxígeno Catecol y oxígeno Peróxido de hidrógeno Ácidos grasos poli insaturados Sacarosa Sacarosa Sacarosa. Almidón Acilglicéridos Pectina esterificada Almidón Almidón Gluco oligosacáridos con enlaces α-(1-4) o α-(1-6) Celulosa Glucanos con enlaces β-(1-4) o β(1-3) Proteínas Pectatos Sacarosa Gluco oligosacáridos con enlaces α-(1-6) Proteínas Proteínas Proteínas Caseína Pectatos Pectinas esterificadas Glucosa (xilosa).