UNIVERSIDAD AUSTRAL DE CHILE FACULTAD DE CIENCIAS VETERINARIAS INSTITUTO DE MEDICINA PREVENTIVA VETERINARIA

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INSTITUTO DE MEDICINA PREVENTIVA VETERINARIA

CONDICIÓN HIGIÉNICO SANITARIA DE SALMONES DEL ATLÁNTICO

(Salmo salar), COMERCIALIZADOS EN PUERTO MONTT.

Memoria de título presentada como parte de los requisitos para optar al TÍTULO DE MÉDICO VETERINARIO

CECILIA ANDREA CRISOSTOMO RIVAS VALDIVIA – CHILE

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PROFESOR PATROCINANTE :

Dr. Rafael Tamayo C.

PROFESORES CALIFICADORES :

Dr. Rafael Burgos A.

Dr. José de la Vega M.

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A mi Padre y Hermano, …Los Amo.

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Capítulo Página 1. RESUMEN 1 2. SUMMARY 2 3. INTRODUCCIÓN 3 4. MATERIAL Y MÉTODOS 9 5. RESULTADOS 11 6. DISCUSIÓN 14 7. BIBLIOGRAFÍA 19 8. ANEXOS 26 9. AGRADECIMIENTOS 29

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1. RESUMEN

El objetivo del estudio fue determinar los niveles de residuos de antibióticos presentes en la musculatura de salmónidos de consumo interno en la X Región, adquiridos en diferentes puestos de venta en el mercado de Angelmó y en supermercados de la ciudad de Puerto Montt.

Para llevar a cabo la investigación se compraron 24 ejemplares de Salmón del atlántico (Salmo salar). De cada ejemplar se obtuvieron muestras de 400 gr. de músculo, las que fueron analizadas para determinar la presencia de los antibióticos: ácido oxolínico, florfenicol, flumequina y oxitetraciclina, mediante cromatografía líquida de alta resolución (HPLC). Las muestras fueron recolectadas y analizadas entre septiembre y noviembre del año 2007.

La evaluación de características organolépticas mostró que el 100% presentó ausencia de rigor mortis. La evisceración parcial se presentó en 20 (83,3%) pescados, 17 (70,8%) presentaron la mucosa de las branquias opaca y el olor desagradable.

Del total de muestras analizadas, 17 (70,8%) presentaron residuos de antibióticos, de las cuales 15 (62,5%) superaron el límite máximo residual (LMR) establecido para uno o mas de los principales países importadores de salmónidos (Estados Unidos, la Unión Europea y Japón) y Chile. En cuanto a la frecuencia individual, la flumequina se presentó en 9 (37,5%) muestras, oxitetraciclina en 8 (33,3%), acido oxolínico en 6 (25,0%) y florfenicol en 1 (4,2%).

A partir de los resultados se puede concluir que las muestras analizadas, no cumplen con las características higiénico sanitarias deseables por el consumidor, presentando niveles detectables de algunos de los antibióticos utilizados en el ciclo productivo del salmón, lo cual significa un riesgo de salud pública para quienes los consuman.

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2. SUMMARY

“HEALTH AND HYGIENIC STATUS OF ATLANTIC SALMON (Salmo salar), MARKETED IN PUERTO MONTT”

The objective was to determine antibiotic residues levels present in muscle of salmonids in domestic consumption in Region X, acquired in different market in the city of Puerto Montt, from September to November of 2007.

Twenty four specimens of atlantic salmon (Salmo salar) were purchased. From each specimen 400 g samples of muscle were obtained. The presence of antimicrobial agents: oxolinic acid, florfenicol, flumequine and oxytetracycline were analyzed by using a high pressure liquid chromatography (HPLC) procedure.

The organoleptic evaluation showed that 100% of salmonids had no rigor mortis. The partial evisceration occurred in 20 (83.3%) fish and 17 (70.8%) had gill mucus opaque and unacceptable odor.

Of the total samples tested, 17 (70.8%) had antibiotic residues, of which 15 (62.5%) exceeded the maximum residual limit (MRL) established for one or more of the major importing countries of salmonids (USA, EU and Japan) and Chile. The antibiotics individual frequency was higher in flumequine in 9 (37.5%), oxytetracycline in 8 (33.3%), oxolinic acid in 6 (25.0%) and florfenicol in 1 (4.1% ).

It was concluded that the samples do not meet sanitary hygienic characteristics desired by consumers, presenting detectable levels of some of the antibiotics used in the production cycle of salmon, which means a public health risk who consume them.

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3. INTRODUCCION

3.1. USO AGRICOLA DE ANTIBIÓTICOS

La resistencia a antibióticos es un problema latente en todo el mundo, tanto en medicina humana como veterinaria (Levy y Marshall 2004). Aunque la resistencia sea una consecuencia inevitable de la evolución de los microorganismos, el uso humano y el uso indebido de ellos han impulsado la aparición cada vez mas rápida y frecuente de la resistencia en una amplia gama de patógenos y microorganismos comensales.

Los antibióticos son usados en agricultura como aditivos para animales y también en el cultivo y la producción de frutas. Su uso principal se centra en la producción de aves de corral, cerdos y ganado vacuno, pero también se utilizan en acuicultura (Cabello 2006) y en menor medida en plantas (McManus y col 2002).

El uso agrícola de los antimicrobianos actúa como un importante conductor hacia la aparición de resistencia, ya que en primer lugar, el mayor uso de antibióticos se realiza en la producción de carne de animales para consumo humano, leche y huevos, en segundo lugar se utilizan como aditivos en el alimento de éstos animales, en tercer lugar porque se utiliza una amplia gama de antimicrobianos y en cuarto lugar por la exposición que genera a los seres humanos el consumo de alimentos contaminados con fármacos y la liberación de estos contaminantes al medio ambiente (Silbergeld 2008).

3.1.1. USO DE ANTIBIÓTICOS EN SALMONICULTURA Y RESISTENCIA

En salmonicultura la utilización de antibióticos busca estimular el crecimiento de los peces, prevenir y tratar enfermedades (Burka y col 1997; Alderman y Hastings 1998; Angulo 2000; Macmillan 2000). Este uso de antimicrobianos no ha sido acompañado de racionalidad científica o de una legislación robusta, siendo habitualmente indiscriminado y sin control (Cabello 2003, 2004; Bravo y col 2005; Buschmann y col 2006). En Chile el espectro de antimicrobianos utilizados en salmonicultura abarca prácticamente todos los grupos conocidos de estas sustancias, realidad opuesta a lo acontecido en los países del hemisferio norte donde los antibióticos autorizados para el uso en acuicultura son limitados (Buschmann 2001; Buschmann y Pizarro 2001). En el año 2003 se estimó que los laboratorios vendieron a la salmonicultura chilena aproximadamente 134 toneladas de antibacterianos (Bravo y col 2005), siendo la mayor parte de estos antibióticos utilizados como práctica de manejo preventivo (Weber y col 1994; Macmillan 2000; Bruun y col 2000; Sorum 2000). Así el uso de antimicrobianos en Chile, vía oral (pelet), inyectable o inmersión, ha demandado la utilización de diversos antibióticos, entre ellos: ácido oxolínico (SRS, Flavobacteria sp, Yersinia ruckeri, Aeromonas sp), que es una quinolona sistémica de amplio espectro, con actividad especialmente sobre bacterias Gram negativas, fue la segunda quinolona en ser empleada en medicina humana y veterinaria (Bryskier y

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Chantot 1995), oxitetraciclina (SRS, BKD, Aeromonas sp), que corresponde a un antibacteriano sistémico, pertenece al grupo de las tetraciclinas, cuyo mecanismo de acción es inhibir la síntesis de las proteínas bacterianas en la iniciación por fijarse a la subunidad 30s del ribosoma (Chopra y Roberts 2001; Pratt 1981), flumequina (SRS, Aeromonas sp, Flavobacteria sp), que corresponde a una fluoroquinolona de amplio espectro y de rápida acción, lo que sugiere una fácil penetración al interior de la célula bacteriana especialmente las Gram negativas (Zemelman 1992). Actúa interfieriendo la síntesis y/o el metabolismo de los ácidos nucleicos, el sitio de acción de la flumequina es específicamente la enzima bacteriana DNA girasa (Hoope 1999) y florfenicol (SRS, Flavobacteria Sp) que corresponde a un antibacteriano sistémico de amplio espectro que pertenece al grupo de los anfenicoles, el mecanismo de acción de este grupo, consiste en inhibir la síntesis proteica en la elongación al unirse a la subunidad 50s ribosomal (Florez y col 1997).

Noruega, primer productor a nivel mundial, muestra una tendencia inversa a la chilena, controlando, limitando y restringiendo drásticamente el uso de antibióticos, sin grandes repercusiones económicas para la industria (Silva y col 1987; Sorum y L'Abee-Lund 2002). Esto gracias a la implementación de medidas sanitarias preventivas y el uso de vacunas, que se ha transformado en una de las prácticas con mayor éxito en el combate de enfermedades infecciosas en la acuicultura internacional, en función de inducir inmunidad específica, prevenir la aparición de enfermedades, reducir su impacto y disminuir la diseminación de los patógenos (Bravo y col 2005).

El uso intensivo de antibióticos en salmonicultura ha sido asociado con la acumulación de compuestos farmacéuticos, no consumidos o asimilados, en la columna de agua y sedimentos (Cabello 2003; Davenport y col 2003; Pillay 2004), perturbando los equilibrios ecológicos de las poblaciones de los cuerpos de agua, incluyendo las especies de consumo humano (Giovannoni y col 1990; Atlas y Bartha 1998; Kirchman 2000; Buschmann 2001).

Sin duda el efecto ambiental más importante del uso de antibióticos en salmonicultura es la selección de bacterias resistentes (Harrison y Lederberg 1998; NASAC/NAA 1998; Levy 2001; Paone 2001; McEwen y Fedorka-Cray 2002), tanto en la flora normal de los recintos acuícolas y alrededor de ellos como entre los patógenos causantes de enfermedades en peces (Alderman y Hastings 1998; Angulo 2000; Miranda y Zemelman 2002). La resistencia a los antibióticos es un problema serio de salud pública en Chile, con proyecciones económicas y sanitarias importantes, y hasta este momento ha sido el resultado del uso indiscriminado de antibióticos en la prevención y tratamiento de enfermedades con implicancias económicas para la industria acuícola (Cabello 2003; Cabello 2004; Bravo y col 2005). Dada ésta situación y la escasez de estudios que hagan referencia al tema en Chile, se sospecha de la presencia de residuos de antibióticos en la musculatura de pescados expendidos en mercados públicos.

3.2. GENERALIDADES DE LA SALMONICULTURA EN CHILE

La salmonicultura en Chile se inició mediante la introducción de especies salmonídeas a fines del siglo XIX (Méndez y Munita 1989; Achurra 1992). Con el objeto

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de potenciar e incentivar la pesca recreativa, se introdujeron ovas de trucha arco iris (Oncorhynchus mykiss) y trucha café (Salmo trutta) en la mayoría de los sistemas lacustres de la zona centro-sur de Chile (Soto y col 1997). Análogamente, entre los años 1930 y 1970, se realizaron otras introducciones destinadas principalmente a la liberación de alevines y posterior captura de salmónidos adultos. Estas actividades se concentraron fundamentalmente a fines de los años 60 en la zona sur austral de Chile (Zama y Cárdenas 1984; Méndez y Munita 1989). Finalmente, a partir de los años 70 se dieron los primeros pasos tendientes a la consolidación de la salmonicultura, implementándose entre los años 1973 y 1976 las primeras pisciculturas comerciales del país, ubicadas a orillas del lago Llanquihue, Décima Región de Los Lagos (Méndez y Munita 1989).

Gracias a un crecimiento continuo Chile se ha convertido en uno de los principales productores de salmones a nivel mundial junto a Noruega (Gajardo y Laikre 2003). En el año 2008, las exportaciones chilenas de salmónidos llegaron a un total de 529.512,2 toneladas, mostrando un aumentos del 6,3 % con respecto al año 2007, en cuanto a valor el año 2008 la exportación de salmónidos alcanzó los $2.474.572,9 superando en un 6,4 % el valor del año 2007 (IFOP 2009). No hay que olvidar que si bien el desempeño de la trucha y el salmón coho obedecen a un crecimiento de la industria, en el caso del salmón atlántico la expansión se explica en gran medida por la cosecha acelerada producto del virus Anemia Infecciosa del Salmón (ISA) (SalmonChile 2009).

En el año 2009 se produjo una caída de las exportaciones de salmón, lo que tiene origen en las consecuencias derivadas del virus ISA. De acuerdo con el Informe Mensual de Comercio Exterior elaborado por el Servicio Nacional de Aduanas, los envíos, que representan un 55% del sector pesquero y acuícola, cayeron un 17% el año pasado. El adelanto de las cosechas para evitar pérdidas mayores impidió una caída mayor, previéndose para el año 2010 las cifras de exportaciones más bajas (Servicio Nacional de Aduanas 2010).

Las especies cultivadas en Chile son el salmón del atlántico, la trucha, el salmón coho, y el salmón rey, entre las cuales existen marcadas diferencias.

3.2.1. SALMON DEL ATLÁNTICO (Salmo salar) Y SUS CARACTERISTICAS

Especie originaria del hemisferio norte, donde abarca el norte del océano atlántico y las aguas adyacentes, incluidos los grandes lagos de Norteamérica. El cultivo de esta especie contempla períodos de crecimiento en agua dulce y en ambientes marinos (12 a 18 meses). Su peso y longitud promedio de cosecha alcanza los 5 Kg. y 45 cm. aproximadamente (Page y Burr 1991).

Morfológicamente es un pez grande y poderoso (Robins 1986), tienen 3 a 4 espinas en la aleta dorsal y otras 3 a 4 en la aleta anal, además de numerosos radios blandos (Page y Burr 1991); cuerpo fusiforme con escamas pequeñas (Rochard 1994), Los adultos cuando viven en el mar tienen el dorso de color verde azulado con un recubrimiento plateado y unos pocos puntos, pero durante el periodo reproductor, en agua dulce, pierde la cubierta de camuflaje plateada y se vuelve de color marrón rojizo a verdoso con un

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moteado rojo a naranja muy patente en los machos; por el contrario, los alevines que descienden los ríos tienen poco menos de una docena de puntos de color violeta-azulado en los laterales con pequeños puntos rojos entre ellos (Rochard 1994).

Fig. 1 Salmo salar

3.2.2. SISTEMAS DE PRODUCCION

Las especies salmonídeas en su estado natural se distribuyen espacialmente de manera amplia, regulado por los cambios fisiológicos durante su ciclo de vida. Los salmónidos nacen en ecosistemas de agua dulce, al ser éstos una especia migratoria, luego se aclimatan en agua salada en estuarios u otros sistemas de transición (smoltificación), alcanzando la madurez sexual en océano para migrar finalmente a su ecosistema de origen para la reproducción (Klemetsen y col 2003).

En respuesta al comportamiento migratorio, en Chile la producción de salmón industrial se basa exclusivamente en el sistema de cultivo intensivo, donde las características ambientales asociadas al crecimiento de estos peces se encuentran predeterminadas, a diferencia de otros países en que además se usa el sistema de cultivo abierto. De esta manera, esta actividad productiva homologó el desove y fertilización natural en ríos, con la generación y fertilización de ovas en pisciculturas; el período de smoltificación, con centros de cultivo en zonas estuariales; y el desarrollo y maduración sexual, con centros de cultivo ubicados en mar abierto. En otros términos la salmonicultura utiliza áreas reducidas, con condiciones medioambientales conocidas, que maximizan su desarrollo y producción (Romero 1994), pero producto de las elevadas biomasas de producción y las reducidas áreas de cultivo, se han introducido enfermedades exóticas y se ha favorecido el incremento de las población de patógenos, aumentando la tasas de contacto con los hospederos (Smith y col 2001).

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3.2.3. ENFERMEDADES Y PATÓGENOS EN LA SALMONICULTURA CHILENA

En la acuicultura, al igual que en toda actividad de cultivo intensivo, la existencia de problemas sanitarios y de manejo productivo, ha favorecido la proliferación y diseminación de enfermedades (Gabrielsen y Austreng 1998).

En el hemisferio norte, cuna de la salmonicultura, se ha descrito un amplio espectro y número de patógenos que afectan significativamente a esta industria, incluyendo bacterias como Piscirickettsia salmonis (Branson y Nieto 1991), virus como el de la necrosis pancreática infecciosa o IPN (Reno 1999; Roberts y Pearson 2005), ectoparásitos y enfermedades micóticas como la generada por Saprolegnia parasítica (Bruno y Wood 1999).

En Chile, si bien la salmonicultura presenta una historia menos extensa que en el hemisferio norte, desafortunadamente se ha ido perdiendo la condición inicial de ambientes acuáticos prácticamente libres de patógenos nocivos para el desarrollo de esta actividad (Smith y col 2001). Entre las enfermedades bacterianas de mayor diseminación, prevalencia e impacto sobre la salmonicultura chilena se sitúan la piscirickettsiosis o SRS (Bravo y Campos 1989) y la enfermedad bacteriana del riñón o BKD (Sanders y Barros 1986; Enríquez y col 1988). Así en torno a las perdidas económicas causadas por los patógenos presentes en los sistemas acuáticos, Chile ha optado por un fuerte uso de antibióticos en los sistemas de cultivo (Cabello 2003; Bravo y col 2005).

3.3. EVALUACIÓN SENSORIAL DEL PESCADO

El pescado ha sido tradicionalmente un elemento popular de la alimentación de muchos lugares del mundo y en algunos países ha constituido el mayor aporte de proteína de origen animal. Hoy en día, cada vez más personas, están optando por el pescado como alternativa alimenticia saludable respecto a la carne roja. El bajo contenido de grasa de muchas especies de peces y los efectos beneficiosos sobre afecciones cardiovasculares. No obstante, el consumo de pescado y productos pesqueros también puede producir enfermedades por infección o intoxicación (Huss 1997). Frente a éste riesgo de enfermedad, los consumidores deben estar alertas al momento de la compra y exigir un producto inocuo, existen hoy en día las herramientas necesarias para que el consumidor se informe de cómo poder evaluar por sí mismo de manera sensorial si un pescado cumple con las características mínimas de frescura.

La evaluación sensorial es definida como una disciplina científica, empleada para evocar, medir, analizar e interpretar reacciones características del alimento, percibidas a través de los sentidos de la vista, olfato, gusto, tacto y audición. La mayoría de las características sensoriales sólo pueden ser medidas significativamente por humanos. Sin embargo, se han efectuado avances en el desarrollo de instrumentos que pueden medir cambios individuales de la calidad (Nanto y col 1993).

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El pescado se descompone más rápido que las otras carnes, los primeros cambios sensoriales del pescado durante el almacenamiento están relacionados con la apariencia y la textura. Existen pruebas analíticas objetivas, usadas en el control de la calidad, pueden ser divididas en dos grupos: pruebas discriminativas y pruebas descriptivas y, la prueba subjetiva que consiste en una prueba emocional basada en una medición de preferencias o aceptación, que se utiliza en trabajos de campo donde se necesita de la reacción del consumidor.

La evaluación sensorial del pescado crudo en mercados y sitios de desembarque se efectúa mediante la evaluación de la apariencia, textura y olor, para lograr resultados con más objetividad en la evaluación sensorial es necesario contar con personal entrenado, sin embargo el consumidor puede aplicar los mismos criterios para seleccionar un producto fresco (Huss 1999).

3.4 DETECCION DE ANTIBIOTICOS EN PESCADOS

El uso de antibacterianos en la salmonicultura, conlleva a la posibilidad de retención de residuos de estos fármacos en el producto final y por ende al riesgo de provocar transferencia no deseada al consumidor (Booth y Mc Donald 1988). Es por ello que en Chile, impulsados por la garantía de calidad del producto de exportación, se ha puesto énfasis en la determinación de residuos de antibacterianos en productos pesqueros (Chile 1997). Para la detección de residuos de inhibidores en alimentos se han desarrollado variadas técnicas físicas, químicas e inmunológicas que hacen uso de materiales y equipos especializados, permitiendo, además de la identificación, la cuantificación del antibacteriano extraído del alimento (Silva y Anhalt 1980; Moats 1983; Bishop y White 1984). Para un análisis inicial de tipo meramente cualitativo, es corriente el uso de métodos microbiológicos basados en la inhibición de cepas tipo de bacterias especialmente sensibles a antibacterianos (Nouws y col 1979), y para un análisis mas detallado que nos pueda entregar la carga antibiotica de las muestras, es de elección la cromatografía líquida de alta resolución (HPLC).

En base a todos los antecedentes señalados se formularon los objetivos del estudio:

El objetivo general fue conocer los niveles de residuos de antibióticos presentes en la musculatura de salmónidos de consumo interno en la X Región, adquiridos en diferentes puestos de venta en el mercado de Angelmó y en supermercados de la ciudad de Puerto Montt.

El objetivo específico fue la identificación de características de frescura de los salmónidos recolectados.

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4. MATERIAL Y MÉTODOS

4.1. MATERIAL

4.1.1. Pescados experimentales .

24 ejemplares de salmón del atlántico (Salmo salar) destinados a consumo nacional entre 1 y 3 kg, 18 obtenidos en el mercado de Angelmó y 6 en supermercados de la Ciudad de Puerto Montt.

4.1.2. Materiales para la obtención comercial • Planilla de muestreo (una por salmón) • Bolsas herméticas

• Cajas de poliestireno expandido • Hielo

4.1.3. Materiales para la toma de muestras • Bisturí • Tijeras quirúrgicas • Guantes de látex • Alcohol 70% • Mechero • Bolsas herméticas 4.2. MÉTODO

4.2.1. Obtención salmones y toma de muestras individuales

Durante los días viernes y sábados, entre el 21 de septiembre y 13 de octubre del año 2007, se realizó un estudio exploratorio, par el cual se adquirieron salmones, recolectándose 3 por día en diferentes puestos de venta. Los individuos comprados correspondieron a salmón del Atlántico (Salmo salar) entre 1 – 3 kg de peso, a los cuales se les realizó una evaluación de características de frescura y daño en aletas utilizando una pauta (Anexo 1), el personal que realizó dicha evaluación correspondió a personal sin experiencia (un Ingeniero Acuícola y un Licenciado en Medicina Veterinaria) y la evaluación se realizó en el puesto de venta, intentando imitar lo que busca el consumidor al momento de la compra. La obtención se realizó mediante muestreo de conveniencia,

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privilegiando aquellos pescados con signos físicos de cultivo (daño en aletas). Los pescados fueron almacenados en cajas de poliestireno expandido para ser transportadas posteriormente al laboratorio de Ciencias Biológicas de la Universidad Austral de Chile, Campus Puerto Montt. En el laboratorio se procedió a cortar trozos de 400 g. de peso aproximadamente, realizando un corte con bisturí flameado entre las aletas dorsal y anal de cada uno de los pescados, posteriormente fueron identificados, congelados a -20º C y trasladados a uno de los laboratorios acreditado en el Sistema Nacional de Acreditación, dependiente del Instituto Nacional de Normalización (INN) y autorizado por el Servicio Nacional de Pesca (SERNAPESCA) para emitir reportes bajo el programa de control de fármacos.

4.2.2. Detección de residuos de antibióticos en las muestras

Las 24 muestras recolectadas fueron sometidas a análisis para la detección de residuos de los antibióticos: ácido oxolínico, florfenicol, flumequina y oxitetraciclina. Para oxitetraciclina y florfenicol se utilizó HPLC con detector de Arreglo de Diodos (Björklund 1988; Hormazabal y col 1993; Meinertz y col 1998) y para acido oxolínico y flumequina HPLC con detector de Fluorescencia (Larocque 1991; Degroodt y col 1994). Los resultados colectados en este muestreo fueron contrastados con los límites permitidos por los principales países importadores de salmónidos (Estados Unidos, Japón, Unión Europea) y los establecidos para Chile.

4.2.3. Análisis de los datos

Los datos obtenidos mediante la planilla de muestreo y los resultados enviados por el laboratorio fueron ordenados en tablas, indicando números y porcentajes, para lo cual se utilizó el programa computacional Microsoft Excel.

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5. RESULTADOS

Tabla 1: Distribución de las principales características de frescura de los 24 ejemplares (Salmo salar) comprados en mercado público y supermercados de la ciudad de Puerto Montt.

Característica organoléptica Condición Nº de muestras %

Color externo Opaco 10 41,7

Brillante 14 58,3

Rigor mortis Presente 0 0,0

Ausente 24 100,0

Impresión digital se mantiene 21 87,5

Desaparece 3 12,5 Limpieza Parcial 20 83,3 Limpio 2 8,3 Eviscerado 2 8,3

Branquias Color Pálido 16 66,7

Rojo brillante 8 33,3 Mucosa Opaca 17 70,8 Clara 7 29,2 Olor Desagradable 17 70,8 Fresco 7 29,2

Ojos Forma Cóncavos 12 50,0

Convexos 12 50,0 Claridad Opacos 16 66,7 indeterminado 1 4,2 Brillantes 7 29,2 Color Hemorrágicos 8 33,3 Decolorados 7 29,2 indeterminado 1 4,2 Normal 8 33,3

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Tabla 2: N° de muestras que resultaron positivas a los distintos tipos de antibióticos, analizadas mediante la técnica de HPLC el año 2007 en un laboratorio acreditado de la ciudad de Puerto Montt.

Tabla 3: Muestras positivas a residuos de antibióticos que presentaron uno o más de un antibiótico simultáneamente. N° de antibióticos presentes N° de muestras % 1 10 58,8% > 2 7 41,2% Total 17 100,0%

Tabla 4: Distribución de antibióticos según característica de aletas y lugar de recolección de las muestras.

Característica de aletas

Lugar de

obtención Total

Flumequina Oxitetraciclina Acido

Oxolínico Florfenicol N % N % N % N % M 12 3 25,0 3 25,0 3 25,0 1 8,3 Aleta dañada S 5 1 20,0 0 0.0 3 60.0 0 0.0 M 6 4 66,7 4 66,7 0 0.0 0 0.0 Aleta normal S 1 1 100,0 1 100.0 0 0.0 0 0.0 TOTAL 24 9 37,5 8 33,3 6 25,0 1 4,2

M: Mercado Público; S: Supermercado.

Antibiótico N° de muestras positivas % Flumequina 9 37,5 Oxitetraciclina 8 33,3 Acido Oxolínico 6 25,0 Florfenicol 1 4,2

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Tabla 5: Muestras positivas que sobrepasaron el LMR establecido para los diferentes países.

Fármaco

Estados Unidos Unión Europea Japón Chile Muestras LMR (ppb) Muestras LMR (ppb) Muestras LMR (ppb) Muestras LMR (ppb) % % % % 37,5 Ausencia 0,0 600 0,0 500 0,0 600 Flumequina 9 0 0 0 0,0 2000 16,7 100 0,0 200 16,7 100 Oxitetraciclina 0 4 0 4 25,0 Ausencia 0,0 100 0,0 50 0,0 100 Ácido Oxolínico 6 0 0 0 0,0 1000 0,0 1000 0,0 200 0,0 1000 Florfenicol 0 0 0 0

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6. DISCUSIÓN

Prácticamente la totalidad del salmón que se comercializa en Chile proviene de crianza en pisciculturas (Muñoz 2010*) y existen características físico organolépticas que son indicadores de esta situación, como aletas mordidas, muchas veces cicatrizadas, que son manifestaciones de estrés producto de la alta densidad de población a la que están sometidos, lo que genera competencia jerárquica, la cual está liderada por los peces mas agresivos (EFSA 2008). El daño de aletas fue la característica a las que estuvo dirigido el muestreo, con la finalidad de comprobar que los salmones provienen de centros de engorda.

La totalidad de las muestras evidenciaron al menos dos características físico organolépticas no deseables para el consumidor (Tabla 1). La característica más frecuente fue la ausencia de rigor mortis en 24 (100,0%) de las muestras, lo cual al acompañarse de impresión digital mantenida, es un indicador clave de ausencia de frescura. Este estado, de rigor mortis o rigidez cadavérica, comienza entre 1 a 7 horas posterior a la muerte y su duración es variable de acuerdo a varios parámetros como lo son el estado de fatiga, reservas de glucógeno, estado reproductivo, nutricional, temperatura, etc. (Huss 1999). Esta etapa comienza cuando los valores de pH del músculo llegan a su valor mínimo (alrededor de 6). Aquí los sarcómeros se encuentran contraídos y existe una formación irreversible de actinomiosina. Las características de éste estado es que el pescado se torna rígido y duro por la contracción de las proteínas miofibrilares. El rigor mortis comienza en la región de la cabeza, propagándose luego, a la región de la cola, desapareciendo luego en el mismo sentido que se instala (Huss 1999).

A la condición de rigor mortis, le sigue la persistencia de la impresión digital sobre el cuerpo del pescado en 21 muestras (87,5%), lo cual es indicador de ausencia de frescura, ya que la superficie muscular debiera ser rígida, que no se hunda a la presión del dedo o bien, si lo hace, retorna de inmediato a su condición normal (Chile 2009a).

La evisceración parcial se presentó en 20 (83,3%) de los ejemplares, es requisitito la completa evisceración del pescado, según el articulo 317 presente en el titulo XII del Reglamento Sanitario de los Alimentos que señala que: “Todos los pescados frescos y enfriados que se expenden o elaboren deben ser eviscerados tan pronto sean capturados, excepto algunas especies de talla reducida (sardinas, pejerreyes, anchovetas y otros)”. Al no ser eviscerados inmediatamente deberían cumplir con el artículo 318 del mismo reglamento que indica que: “El pescado fresco que no sea eviscerado inmediatamente después de su captura, sólo podrá comercializarse si ha sido sometido de inmediato a la congelación a temperatura de -18°C como máxima, medida en su centro térmico” (Chile 2009a).

*Rubén Muñoz Sanhueza, Biólogo Marino. Profesional de apoyo en la Unidad de Acuicultura. SERNAPESCA. Valdivia. Comunicación personal. 2010.

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Diecisiete (70,8%) ejemplares presentaron la mucosa de las branquias opaca y el olor de ellas desagradable, en donde la mucosa debió ser brillante y el olor fresco a mar o a algas frescas (Chile 2009a).

En 16 (66,7%) casos las branquias se observaron pálidas, debiendo ser rojas brillantes. En otros 16 (66,7%) casos se observó la mucosa ocular opaca y en 15 (62,5%) casos también, se observaron los ojos decolorados o hemorrágicos, los cuales deberían presentar la cornea transparente, el iris pigmentado y las pupilas negras. En 12 (50,0%) salmones se observaron los globos oculares cóncavos, siendo la condición ideal convexos, llenando la cavidad orbitaria o ligeramente hundido (Chile 2009a).

Finalmente en 10 (41,7%) de las unidades muestrales se observo color externo opaco el cual debió presentarse brillante (Chile 2009a). Lo anterior indica con claridad que los 24 pescados comprados para el estudio en el mercado público de Angelmó y algunos supermercados de Puerto Montt no cumplieron con las características ideales de frescura, lo que genera un riesgo para quienes los consuman, ya que no tienen la certeza de estar adquiriendo un producto alimenticio inocuo.

En cuanto a los resultados de residuos de antibióticos (Tabla 2), flumequina fue la que se presentó con mayor frecuencia (37,5%) en la musculatura de los salmones, superando en 9 de los casos el LMR establecido para Estados Unidos (Tabla 5). La muestra que presentó la concentración mayor alcanzo 9,1 ppb, (Anexo 3).

La oxitetraciclina se encontró en el 33,3% de las muestras (Tabla 2), fue el antimicrobiano pesquisado en más altas concentraciones (Anexo 3), superando el LMR establecido por la Unión Europea y por Chile (Tabla 5).

El acido oxolínico ocupa el tercer lugar en frecuencia con el 25,0% de las muestras positivas (Tabla 2), 6 muestras superan el LMR establecido por Estados unidos (Tabla 5). La detección de ácido oxolínico en la carne de estos peces es alarmante, ya que éste antimicrobiano está totalmente prohibido en salmonicultura en otros países. Esto producto de las consecuencias que podría tener sobre la salud pública al generarse resistencia bacteriana, ya que la droga es aún muy eficaz en medicina humana (Grave y col 1999; Wolf 2004).

Finalmente se pesquisó Florfenicol en el 4.17% de las muestras (Tabla 2), que corresponde a una única muestra en dónde, se detectó el antimicrobiano y el nivel detectado no superó los LMR establecidos por SERNAPESCA (Tabla 5).

Los pescados comprados fueron agrupados además según características de aletas (Tabla 4), se puede observar la relación de esta variable con la presencia de residuos de antibióticos. De los 17 salmones con aletas dañadas, 10 (58,8%) resultaron positivos a antibióticos y de los 7 salmones con aletas normales, el 100% resultó positivo a residuos de antibióticos (Anexo 3), esto indicaría que la característica de aletas dañadas no tiene una relación directa con salmones positivos a residuos de antibióticos.

Los cuatro antibióticos pesquisados están autorizados por el Servicio Agrícola y Ganadero (SAG), para su uso y comercialización en Chile, luego de pasar por un proceso

(20)

de evaluación que consiste en verificar los antecedentes legales y las características de calidad, eficacia y seguridad del producto, tanto para la especie de destino como para el ser humano y el medio ambiente, de acuerdo a las indicaciones y condiciones de uso propuestas. Este proceso se realiza mediante la emisión de una resolución exenta que se notifica personalmente al interesado (SAG 2007). Los periodos de resguardo correspondientes los determinará el laboratorio según la concentración del fármaco y su vía de administración.

Los LMR establecidos por Chile y mercados de destino de carne y piel de pescado, se encuentran establecidos en el Programa de Control de Residuos incluido en el Manual de Procedimientos sección 1 del programa de Control de Fármacos, publicado por el Departamento de Sanidad Pesquera que establece los límites máximos residuales de antibióticos establecidos por Chile (Chile 2009b). No obstante quienes deben cumplir con éste programa son todos los centros de cultivo que cosechen peces destinados a la exportación, no así quienes practican la pesca artesanal. No existe un manual de procedimientos para el control de fármacos dirigido a evaluar pescados destinados al consumo interno expendidos en mercados públicos (Cabello 2003) y las investigaciones relacionadas con el tema son escasas en nuestro país.

Los pescados que no cumplen con lo establecido en el programa para los países importadores, son destinados a consumo nacional, siempre que cumplan con lo estipulado para Chile, de lo contrario deben ser eliminados. La Tabla 5 indica la presencia de muestras que superan el LMR establecido para Chile, lo que indica sin duda que esos peces no cumplieron con el periodo de resguardo que les correspondía, ésta situación nos lleva a la incertidumbre de saber cuál es el origen real de los pescados expendidos en mercados públicos.

Al observar pescados que se muestran positivos a dos antibióticos simultáneamente (Tabla 3) y los niveles de residuos encontrados, especialmente de oxitetraciclina (Anexo 3), indicaría que aunque no se superen los limites permitidos, los chilenos al comer salmón están expuestos al riesgo de ingerir antimicrobianos, aumentando las posibilidades de generar resistencia bacteriana a estos fármacos.

Un estudio reciente realizado en sistemas marinos costeros del sur de Chile en donde se desarrolla salmonicultura, demuestran que peces silvestres, incluyendo róbalo (Scorpaena hystrio) y cabrilla (Elginops maclovinus), ingieren alimento artificial (pelet) en el área adyacente a los centros de cultivo, el cual al contener, en algunos casos, dosis de antibacterianos, gatilla la presencia de estos compuestos en la carne de algunos de estos peces es así como una cabrilla, sin pelet en su estomago presenta 89 ppb de oxitetraciclina en muestra de músculo, que correspondió al igual que en éste estudio al antibiótico encontrado en mayor concentración (Fortt y col 2007).

En Chile existe una gran polución ambiental con bacterias resistentes a los antibióticos y éstas se encuentran contaminando los ríos, los lagos y mar (Silva y col 1987; Montoya y col 1992; Martínez y col 1994; Miranda y Castillo 1998; Rozen y Belkin 2001), ésta polución no sólo se restringe a un problema en las bacterias aisladas de los hospitales, sino que también es un problema importante en bacterias aisladas de la comunidad (Contreras y col 2002; Wolf 2002),

(21)

Diversos estudios han demostrado que las infecciones humanas producidas por bacterias resistentes a los antibióticos tienen una mortalidad más elevada, una morbilidad prolongada, y el tratamiento de ellas es más costoso, ya que deben usarse antibióticos de precio más elevado y por tiempos prolongados (Harrison y Lederberg 1998; Rubin y col 1999; Levy 2001). Por esta razón, el uso de este grupo de antibióticos está limitado solamente a medicina humana en muchos países, y su empleo está totalmente proscrito en otras actividades, incluyendo la salmonicultura (Harrison y Lederberg 1998; Angulo 2000; Benbrook 2002).

Las bacterias existentes en Chile contienen todos los elementos genéticos responsables de la evolución hacia la resistencia a antibióticos, incluyendo plásmidos, transposones e integrones (Cabello y Silva 1972; Gonzalez y col 1998). Se ha reportado la presencia de bacterias potencialmente patógenas con resistencia múltiple a antibióticos en el entorno acuático que rodea a varios recintos de salmonicultura, sugiriendo que el uso de antibióticos en estas actividades ya está influenciando la aparición y la permanencia de estas bacterias en este ambiente (Miranda y Zemelman 2002).

El uso profiláctico de antibióticos en la acuicultura puede ser reemplazado por medidas de higiene, sin repercusiones para la salud animal y la economía de la industria, demostrando que este uso profiláctico de antibióticos es innecesario y totalmente prescindible (Dowling 2000; Gorbach 2001; Sorum y L'Abee-Lund 2002). Por ejemplo, en Noruega existe racionalidad y control en el uso de antibióticos, allí se restringió drásticamente el número de estas sustancias, eliminándose totalmente el uso de aquellos antibióticos de relevancia para la salud humana como las quinolonas (Grave y col 1999; Wolf 2004; Sorum 2006).

Los hallazgos del estudio indican que el control y la limitación del uso indiscriminado de antibióticos en la salmonicultura chilena es una necesidad basada en razones de salud pública, ambientales y ecológicas bien racionales y claras, y pareciera que el uso indiscriminado es el resultado de deficiencias tecnológicas y de la legalidad vigente que permite una situación con resultados deletéreos para las áreas involucradas (Silva y col 1987; Sorum y L'Abee-Lund 2002).

El presente estudio tiene ciertas limitaciones que deberían considerarse al realizar investigaciones futuras, es así como se podrían obtener resultados más extrapolables utilizando una muestra mas representativa de los pescados expendidos en mercados públicos, también se lograría mayor objetividad en la evaluación de frescura del pescado contando con personal entrenado y/o con referencias objetivas (fotos, cartilla) de las apreciaciones subjetivas, sobre color o apariencia de los pescados, además contar con los límites de detección de la técnica HPLC entregados por el laboratorio y finalmente se podría mejorar la medición de residuos de antibióticos utilizando como técnica complementaria la espectrometría de masa.

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CONCLUSIONES

- El 100% los ejemplares comprados para el estudio no cumplen con las características de frescura ideales para su consumo de acuerdo a lo indicado en el Reglamento Sanitario de los Alimentos.

- Se detectaron residuos de los antibióticos: flumequina, oxitetraciclina, ácido oxolínico y florfenicol en 17 (70,8%) muestras de musculatura de salmón.

- De lo anterior se desprende que es necesario realizar mayores estudios para determinar el riesgo de salud pública para los consumidores.

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8. BIBLIOGRAFÌA

Achurra M. 1992. Gran impulso a la salmonicultura chilena. Chile Pesquero. Agosto-Septiembre: 21 - 25.

Alderman D, T Hastings. 1998. Antibiotic use in aquaculture: development of antibiotic resistance potential for consumer health risks. International Journal of Food Science

and Technology 33, 139-155.

Angulo F. 2000. Antimicrobial agents in aquaculture: Potential impact on public health. APUA Newslett 18, 1,4-5

Atlas R, R Bartha. 1998. Microbial Ecology. Fundamentals and applications. Editorial Benjamin / Cummings Publishing Company, Inc., Menlo Park, California, U.S.A. Benbrook C. 2002. Antibiotic drug use in U.S. aquaculture. IATP Report. The Northwest

Science and Environmental Policy Center, Sandpoint, Idaho. Pp. 1-18.

Bishop J, C White. 1984. Antibiotics residues detection in Milk-a review. J. Food Prot. 47, 647-652

Bjorklund H. 1988. Determination of oxytetracycline in fish by high performance liquid chromatography. J Chromatogr 432: 381-387.

Branson E, D Nieto-Diaz-hlunoz. 1991. Description of a new disease condition occurring in farmed coho salmon, Oncorhynchus kisutch, (Walbaum), in South America. J Fish Dis 14, 147-156.

Bravo S, H Dolz , M Silva , C Lagos , A Millanao, M Urbina. 2005. Informe Final. Diagnóstico del uso de fármacos y otros productos químicos en la acuicultura. Proyecto Nº 2003 – 28, Universidad Austral de Chile, Puerto Montt, Chile.

Bravo S, M Campos. 1989. Síndrome del salmón coho. Chile Pesquero 54, 47-48.

Bryskier A y J Chantot. 1995. Classification and structure-activity relationships of fluoroquinolones. Drugs 49 (Suppl.): 16-28.

Booth N, L Mc Donald. 1988. Farmacología y terapéutica veterinaria. Editorial Acribia, Zaragoza, España.

Bruno D, B Wood. 1999. Saprolegnia and the other Oomycetes. In: P. T. K. Woo and D. W. Bruno, ed, Fish Diseases and Disorders, Volume 3: Viral, Bacterial and Fungal infections,CAB International 3, 599-659.

(24)

Bruun M, A Schmidt, L Madsen, I Dalsgaard. 2000. Antimicrobial resistance patterns in danish isolates of Flavobacterium psychrophilum. Aquaculture 187, 201-212.

Burka J, K Hammell, T Horsberg, G Johnson, D Rainnie, D Speare. 1997. Drugs in salmonid aquacultcure - A review. J. Vet. Pharmacol. Therap 20, 333-349.

Buschmann A. 2001. Impactos de la acuicultura: El estado del conocimiento en Chile y el mundo. Terram Publicaciones, Santiago, Chile.

Buschmann A, R Pizarro. 2001. El costo ambiental de la salmonicultura en Chile. Análisis de Politicas Publicas, Nº 5. Fundación Terram. Santiago, Chile.

Buschmann A, V Riquelme, M Hernández, M González, D Varela, J Jiménez, L Henríquez. 2006. A review of the impacts of salmon farming on marine coastal ecosystems in the southeast Pacific. ICES J Marine Sci 63, 1338- 45.

Cabello F. 2003. Antibióticos y acuicultura: un análisis de sus potenciales impactos para el medio ambiente, la salud humana y animal en Chile. Análisis de Políticas Públicas. Nº 17. Fundación Terram. Santiago, Chile

Cabello F. 2004. Antibiotics and aquaculture in Chile: Implications for human and animal health. Re. Med Chile 132, 1001-1006.

Cabello F, y A Silva. 1972. Resistencia bacteriana a antibioticos mediante herencia extracromosomica. Rev. Med. Chile 101:216-222. of aquaculture. Emerg. Infect. Dis. 3:453-457.

Chile. 1997. Ministerio de Economía Fomento y Reconstrucción. Sistema de control de residuos en peces de exportación. Servicio Nacional de Pesca. ORD.SP Nº 595/97. Valparaíso.

Chile. 2009a. Ministerio de Salud. Reglamento Sanitario de los Alimentos. Departamento de asesoría jurídica. Chile. DTO. 977/96. D.OF. 13.05.97.

Chile. 2009b. Servicio Nacional de pesca. Programa de Control de fármacos. Manual de Procedimientos 1. Programa de Control de Residuos. Departamento de Sanidad Pesquera.

Chopra I y M Roberts. 2001. Tetracycline antibiotics: mode of actions, applications, molecular biology and epidemiology of bacterial resistance. Microbiol Mol Biol Rev 65 (2): 232-260.

Contreras M, L Fica, D Figueroa, O Enriquez, H Urrulia, L Herrera. 2002. Resistance of Streptococcus pneumoniae to penicillin. Clinical and epidemiological aspects. Rev Med Chile 130, 2-9

(25)

Davenport J, K Back, G Burnell, T Cross, S Culloty, S Ekaratne, B Furness, M Mulcahy, H Thetmeyer. 2003. Aquaculture. The Ecological Issues. Berlin, Germany: Blackwell Science Ltd.

Degroodt J, B De Bukanski, S Srebrnik. 1994. Oxolinic Acid and flumequine in Fish Tissues: Validation of an HPLC Method; Analysis of Medicated Fish and Commercial Fish Samples. Journal of Chromatography 17, 85-94.

Dowling H. 2000. Fighting infection. Conquests of the Twentieth Century. Harvard University Press. Cambridge. MA, 2000.

EEC. 1976 Council Regulation No 103/76 freshness ratings. Off. J. Eur. Communities No

L120.

EFSA, Autoridad Europea de Seguridad Alimentaria. 2008. Animal welfare aspects of husbandry Systems for farmed Atlantic salmon - Scientific Opinion of the Panel on Animal Health and Welfare. The EFSA journal 736, 1-31.

Enríquez R, J Schaffer, M Monras, C Silva. 1988. Primer aislamiento de Renibacterium salmoninarum, agente causal de la enfermedad bacteriana del riñón (BKD) de los salmónidos. XII Congreso Chileno de Microbiología. Comunicación 10. Noviembre de 1988, Santiago, Chile.

Florez J, J Armijo, A Mediavilla. 1997. Farmacología humana. 3° Edición. Masson S.A. Barcelona. España. Pp: 1355.

Fortt A, F Cabello, A Buschmann. 2007. Residuos de tetraciclina y quinolonas en peces silvestres en una zona costera donde se desarrolla la acuicultura del salmón en Chile. Revista de infectología 24, 14-18.

Gajardo G, L Laikre. 2003. Chilean aquaculture boom is based on exotic salmon resources: a conservation paradox. Conservation Biology 17, 1173–1174.

Gabrielsen B, E Austreng . 1998. Growth. Product quality and inmune status of Atlantic salmon, Salmo salar, fed wet feed with alginate. Aquaculture Research 29, 397- 401. Giovannoni S, T Britschgi, C Moyer, K Field. 1990. Genetic diversity in Sargasso Sea

bacterioplankton. Nature 345, 60-63.

Gonzalez G, K Sossa, H Bello, M Dominquez, S Mella y R Zemelman. 1998. Presence of integrons in isolates of different biotypes of Acinetobacter baumannii from Chilean hospitals. FEMS Microbiol. Lett, 161, 125-128.

Grave K, E Lingaas, M Bangen, M Ronning. 1999. Surveillance of te overall consumption of antibacterial drugs in humans, domestic animals and farmed fish in Norway in 1992 and 1996. J Antimicrob Chemother 43, 243-52.

(26)

Gorbach S. 2001. Antimicrobial use in animal feed. Time to stop. N Engl J Med 345, 1202-3.

Harrison P, J Lederberg. 1998. Antimicrobial Resistance: Issues and Options. Workshop Report. National Academy Press, Washington, DC.

Hoope. 1999. Mode of action of fluoroquinolones. Drugs 58 (Supp.2): 6-10.

Hormazabal V, I Steffenak, M Yndestad. 1993. Simultaneous determination of residues of florfenicol and the metabolite florfenicol amine in fish tissues by high-performance liquid chromatography. J of Chromatography 616, 161-165.

Huss H. 1997. Aseguramiento de calidad de los productos pesqueros. FAO Documento Técnico de pesca N° 334. 174p. http://books.google.cl/books?id=zg9Q-ZvOO_0C&pg=PR5&dq=calidad+pescado&cd=10#v=onepage&q=calidad%20pescad o&f=false (Consulta: Viernes 02 de Marzo del 2010)

Huss H. 1999. El Pescado Fresco: Su Calidad y Cambios de su Calidad. FAO Documento

Técnico de Pesca. Nº. 348. http://www.fao.org/documents/pub_dett.asp?pub_id=19239&lang=es (Consulta:

Lunes, 28 de Diciembre del 2009).

IFOP, Instituto de Fomento Pesquero. 2009. Exportaciones de salmónidos/salmon and trout exports Enero-Diciembre 2007-2008. (información obtenida de datos de aduana). Kirchman D. 2000. Microbial Ecology of the Oceans. Wiley-Liss, New York.

Klemetsen A, P Amundsen, J Dempson, B Jonsson, N Jonsson, M O’Connell, E Mortensen. 2003. Atlantic salmon Salmo salar L., brown trout Salmo trutta L. and Arctic charr Salvelinus alpinus. Ecology of Freshwater Fish 12, 1–59.

Larocque. 1991. Determination of Oxolinic Acid Residues in Salmon Muscle Tissue by Liquid Chromatography with Fluorescence Detection. J Assoc Off Anal Chem 74, 608-611.

Levy S. 2001. Antibiotic resistance: Consequences of inaction. Clin Infect Dis 33, S124-S129.

Levy S, B Marshall. 2004. Antibacterial resistance worldwide: causes, challenges and responses. Nat. Med. 10:S122–29

MacMillan J. 2000. Antibiotics in aquaculture: Questionable risk to public health. APUA. Newslett 18, 1-5.

Martínez M, M Mondaca, R Zemelman. 1994. Antibiotic resistant gramnegative bacilli in the sewage of the City of Concepcion, Chile. Rev Latinoam Microbiol 36, 39-46.

(27)

McEwen S, P Fedorka-Cray. 2002. Antimicrobial use and resistance in animals. Clin Infect Dis 34, S93-S106.

McManus P, V Stockwell, G Sundin, A Jones. 2002. Antibiotic use in plant agriculture. Annu. Rev. Phytopathol. 40:443–65

Meinertz J, G Stehly, W Gingerich. 1998. Liquid chromatographic determination of oxytetracycline in edible fish fillets from six species of fish. Journal of the Association of Official Analytical Chemists International 81, 702-708.

Méndez R, C Munita. 1989. La salmonicultura en Chile. Fundación Chile, Santiago. Pp. 228.

Miranda C, G Castillo. 1998. Resistance to antibiotic and heavy metals of motile aeromonads from Chilean freshwater. Sci Total Environ 224,167-176.

Miranda C, R Zemelman. 2002. Antimicrobial multiresistance in bactéria isolated from freshwater Chilean salmon farms. Sci Total Environ 293, 207-218.

Montoya R, M Dominquez, C Gonzalez, M Mondaca, R Zemelman. 1992. Susceptibility to antimicrobial agents and plasmid carrying in Aeromonas hydrophila isolated from two estuarine systems. Micróbios 69, 181-189.

Moats A. 1983. Determination of Penicilin G, Penicilin V and Cloxacilin in Milk by Reversed-Phase High Performance Liquid Chromatografy. J. Agric. Food Chem. 31, 880-883.

Nanto H, H Sokooshi, T Kawai. 1993. Aluminium-doped ZnO thin film gas sensor capable of detecting freshness of sea foods. Sensors an actuators 13-14.

NASAC/NAA Aquatic Animal Health Policy. 1998. Antibiotic Use in Aquaculture: NAA & Center for Dis Control.

Nouws J, M Schothorst,G Ziv. 1979. A critical evaluation of several microbiological test method for residues of antimicrobial drugs in rumiants. Arch. Lebensmittelhyg. 30, 4-8.

Page L, B Burr. 1991. A field guide to freshwater fishes of North America north of Mexico. Houghton Mifflin Company, Boston. 432 p.

Paone S. 2001. Farmed and Dangerous. Human Health Risks Associated with Salmon Farming. Friends of Clayoquot Sound, Tofino, British Columbia.

Pillay T. 2004. Aquaculture and the Enviroment. 2º Edition. United Kingdom: Blackwell Publishing Ltd.

Pratt W. 1981. Quimioterapia de la infección. Ed. Oxford University Press. New York. USA. Pp: 431.

(28)

Reno P. 1999. Infectious pancreatic necrosis and associated aquatic Birnaviruses. En: P.T.K. Woo y D.W. Bruno (3 eds). Fish Diseases and Disorders, CAB International Ltd, Wallingford, Pp. 1–55.

Rochard E, P Elie. 1994. La macrofaune aquatique de l'estuaire de la Gironde. Contribution au livre blanc de l'Agence de l'Eau Adour Garonne. p. 1-56. En J.-L. Mauvais y J.-F. Guillaud (eds.) État des connaissances sur l'estuaire de la Gironde. Agence de l'Eau Adour-Garonne, Éditions Bergeret, Bordeaux, Francia. 115 p.

Roberts R, M Pearson. 2005. Infectious pancreatic necrosis in Atlantic salmon, Salmo salar. Journal of Fish Diseases 28, 383–39.

Robins C, G Ray. 1986. A field guide to Atlantic coast fishes of North America. Houghton Mifflin Company, Boston, EEUU. 354 p.

Romero J. 1994. La acuicultura en Chile. En: Ciencia e investigación agrária 20, 212-223. Rozen Y, S Belkin. 2001. Survival of enteric bacteria in seawater. FEMS Microbiol. Rev

25, 513-529.

Rubin R, C Harrington, A Poon, K Dietrich, J Greebe, A Moiduddin. 1999. The economic impact of Staphyloccocus aureus infection in New Cork City hospitals. Emerg Infect Dis 5, 9-17.

SAG. 2007. Servicio Agricola y Ganadero. Registro de Productos Farmacéuticos de Uso Veterinario. www.sag.cl (Consulta: Lunes, 4 de enero del 2010).

SalmonChile. 2009. Temas del Salmón. La reconversion de la Industria a través del sistema barrios. Boletín N° 4. www.salmonchile.cl/files/boletin04-v3.pdf. (Consulta: Lunes, 4 de Enero del 2010).

Sanders J, J Barros. 1986. Evidence by the fluorescence antibody test for the occurrence of Renibacterium salmoninarum among salmonid fish in Chile. Journal of Wildlife Diseases 22, 255-257.

Servicio Nacional de Aduanas. 2010. Exportaciones año 2009. http://www.aduana.cl/prontus_aduana/site/artic/20070416/pags/20070416165951.html #T0. (Consulta: Martes 09 de Febrero del 2010).

Silva J, J Anhalt. 1980. Determinación de oxitetraciclina en cobayos infectados intramuscularmente comparando algunos métodos. Arch.Med.Vet. 12, 79-106.

Silva J, R Zemelman, MA Mendoza, M Henriquez, C Merino, C Gonzalez. 1987. Antibiotic- resistant gram negative bacilli isolated from sea water and shellfish. Possible epidemiological implications. Rev. Latinoam. Micróbiol 29, 165-169.

Silbergeld E, Graham J, Price L. 2008. Production, antimicrobial resistance, and human health. Annu. Rev. Public Health 2008. 29:151–69.

(29)

Smith P, J Larenas, P Vera. 2001. Principales enfermedades de los peces salmonídeos cultivados en chile. Monografías de Medicina Veterinaria 21(2).

Sorum H. 2000. Farming of Atlantic salmon na experience from Norway. Acta Vet. Scand S93, 129 -134.

Sorum H. 2006. Antimicrobial drug resistance in fish pathogens. In Antimicrobial Resistance in Bacteria of Animal Origin. Aarestrup, F.M., ed. Washington, DC: ASM Press. Pp. 213-238.

Sorum H y T L'Abee-Lund. 2002. Antibiotic resistance in food-related bacteria a result of interfering with the global web of bacterial genetics. Int. J. Food Microbiol 78, 43-56. Soto D, F Jara, A Guerreo, C Godoy, X Avila, C Moreno,E Niklitschek, C Molinet, J

Aedo. 1997. Evaluación de salmónidos de vida libre existentes en las aguas interiores de las regiones X y XI. Informe Final Proyecto FIP 95-31. Universidad Austral de Chile, Puerto Montt, Chile. Pp. 98.

Weber J, E Mintz, R Canizares, A Semiglia, I Gomez, R Sempertegui, A Davila, K Greene, N Puhr, D Cameron, F Tenover, T Barrett, N Bean, C Ivey, R Tauxe, P Blake. 1994. Epidemic cholera in Ecuador: multidrug-resistance and transmission by water and seafood. Epidemiol. Infect 112, 1-11.

Wolf M. 2004. Uso y abuso de antibioticos. Momento de su evaluación, más alla del ser humano. Rev Med Chile 132, 909-11.

Wolf M. 2002. Changes in the epidemiology of infectious diseases in Chile: 1990-200. Rev Med Chile 130, 353-362.

Zama A, E Cárdenas. 1984. Recapture of juvenile Chum salmon (Oncorhynchus keta) released into Aysén Fjord, Southern Chile, with notes on their condition factor, feeding index and migration rate. Introduction into Aysén Chile of Pacific Salmon. Servicio Nacional de Pesca, República de Chile, Bulletin Nº12. Japan International cooperation Agency. Santiago, Chile. Pp. 33.

(30)

9. ANEXOS

Anexo 1: Ficha de muestreo utilizada en la evaluación de ejemplares comprados.

MUESTRA Nº FECHA

PESO RIGOR MORTIS IMPRESIÓN DIGITAL LUGAR DE OBTENCIÓN SUPERFICIE EXTERIOR

COLOR EXTERNO MUCUS

CAVIDAD DEL VIENTRE OJOS

ASPECTO DE LAS BRANQUIAS

ANEXO 2 ANEXO 2 PRESENTE SE MANTIENE AUSENTE DESAPARECE MERCADO SUPERMERCADO BRILLANTE OPACO BLANQUECINO TRASLUCIDO OPACO GRADO DE LIMPIEZA PARCIAL LIMPIO EVISCERADO FORMA CONVEXOS PLANOS CONCAVOS EXOFTALMIA UNILATERAL EXOFTALMIA BILATERAL I D CLARIDAD BRILLANTES OPACOS COLOR NORMAL DECOLORADOS HEMORRAGICOS HALLAZGOS MICROFTALMIA HEMORRAGIA PERIOCULAR OPACIDAD CORNEAL OTROS COLOR

ROJO O ROSA BRILL. PALIDAS MUCOSA CLARA OPACA PARASITOS HONGOS OTROS OLOR FRESCO DESAGRADABLE DORSAL N-D PECTORALES N-D PELVICAS N-D ANAL N-D

CAUDAL N-D N= normales; D= dañadas

(31)

Anexo 2: Cuadro resúmen de características organolépticas evaluadas.

Color externo: B=Brillante; O=Opaco. Rigor Mortis: P=Presente; A=Ausente.

Impresión digital: M=Se mantiene; D=Desaparece. Limpieza: E=Eviscerado; L=Limpio; P=Parte eviscerado. Color Branquias: R=Rojo brillante; P=Pálidas.

Mucosa Branquias: C=Clara; O=Opaca. Olor Branquias: F=Fresco; D=Desagradable. Forma de ojos: C=Cóncavos; V=Convexos.

Claridad de ojos: B=Brillantes; O=Opacos; I: Indeterminado.

Color de ojos: N=Normal; D=Decolorados; H=Hemorrágicos; I: Indeterminado. Mercado Angelmó Muestra Color externo Rigor Mortis Impresión digital Limpieza Branquias Ojos Color Mucosa Olor Forma Claridad Color

1 B A M P P O D V O N 2 B A M P P O D V B N 3 B A M P P O D V B D 4 O A D P P O D V O H 5 B A M P P O D V O H 6 O A M P P O D C O I 7 B A M E P O D C O H 8 O A M P P O D C I H 9 O A M P P O D C O H 10 B A M P R C F V O N 11 B A M P R C F V B N 12 B A M P R C F V B N 13 O A M P P O D C O D 14 O A M P P O D C O D 15 O A M P P O D C O D 16 O A M P P O D C O D 17 O A M L R C F C O H 18 O A M L R O D V O N

Supermercados Puerto Montt

19 B A M P P O D V O D 20 B A D P R C F V B N 21 B A M P P O D C O D 22 B A D P R C F C B H 23 B A M P R C F V B N 24 B A M E P O D C O H

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Anexo 3: Distribución de antibióticos detectados mediante técnica HPLC, expresados en ppb (partes por billón).

Mercado Angelmó

Muestra Aletas dañadas flumequina oxitetraciclina ac. oxolínico florfenicol

1 SI Traza 44,7 ND ND 2 SI Traza 189 ND ND 3 SI Traza ND ND ND 4 SI Traza 143,0 ND ND 5 SI 9,1 ND ND 154 6 SI 1,2 ND 2,3 ND 7 SI 1,2 ND 1,2 ND 8 SI ND ND 1,3 ND 9 SI ND ND ND ND 10 SI ND ND ND ND 11 SI Traza ND ND ND 12 SI Traza ND ND ND 13 NO 1,4 Traza ND ND 14 NO 1,3 143,0 ND ND 15 NO 1,0 Traza ND ND 16 NO 2,6 65,0 ND ND 17 NO Traza 100,3 ND ND 18 NO ND 76,1 ND ND

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19 SI ND ND traza ND 20 SI Traza ND 1,5 ND 21 SI 2,0 ND 1,4 ND 22 SI Traza ND 1,2 ND 23 SI ND ND ND ND 24 NO 1,03 22,3 traza ND

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10. AGRADECIMIENTOS

Papá, amigo incondicional, infinitas gracias por darme el amor, la fuerza, el apoyo y la confianza durante todo el proceso para lograr este gran sueño….nuestro sueño, te amo por sobre todas las cosas, gran parte de lo que soy es gracias a tí…sigue a mi lado, te adoro.

Nico, pedazote de mi corazón, haz sido la inspiración en todo momento, no sabes lo feliz que me hace saber que estas ahí siempre, no sabes cuanta fuerza me entrega tu sonrisa y lo inmensamente orgullosa que estoy de ti y de tus logros, gracias por llenar mi vida…te amo hermanito.

Abues, por estar siempre para mí, por su preocupación, por sus atenciones, por recibirme siempre con los brazos abiertos, por confiar en mi y amarme incondicionalmente, muchas gracias, sin ustedes esto tampoco hubiese sido posible..los quiero.

Amigos, que mas que amigos son mi familia, Fafy, Angelito, Ferny, Pame, Chango, Gaguiel, Negra, Alejandro, Andy, Pablo, Marisel, José....como poder agradecerles el infinito apoyo, el hombro en los momentos difíciles, lo exquisito de el estar por estar y disfrutar de la simplicidad de tenernos cerca, por ocupar gran parte de mi corazón, por alegrarme día a día….los adoro y los extraño!!

Dr. Tamayo, gracias por el apoyo, la paciencia y la comprensión durante todo el proceso de éste trabajo.

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