Eliminación de microalgas de las aguas mediante métodos físicos y químicos

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(1)TESIS DOCTORAL. ELIMINACIÓN DE MICROALGAS DE LAS AGUAS MEDIANTE MÉTODOS FÍSICOS Y QUÍMICOS. MARÍA DEL MAR BARRADO MORENO. DEPARTAMENTO DE INGENIERÍA QUÍMICA Y QUÍMICA FÍSICA. Conformidad de los directores de Tesis:. Fdo.: Jesús J. Beltrán de Heredia Alonso. Fdo.: José Martín Gallardo. 2016.

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(3) A mi familia.

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(5) La realización de este trabajo ha sido posible gracias a la concesión de una beca de Formación de Personal Investigador de la Fundación Fernando Valhondo Calaff, así como el apoyo económico prestado a través del proyecto CTM2013-41354-R, financiado por el Ministerio de Ciencia e Innovación de España, y también, mediante el proyecto GR15067 del Gobierno de Extremadura..

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(7) Quiero comenzar estas líneas dando las gracias a mis directores por darme la oportunidad de realizar esta Tesis Doctoral. A Jesús, gracias por regalarme tu tiempo y apoyo incondicional durante todo este tiempo, eres un ejemplo de dedicación a esta profesión. A Pepe por estar siempre dispuesto a ayudarme. Mi profundo agradecimiento a la Fundación Fernando Valhondo Calaff por su compromiso con la sociedad cacereña, su apuesta por la formación de los jóvenes de la Universidad de Extremadura y su apoyo a la i+D+I mediante su programa de becas predoctorales. A lo largo de estos años he tenido la suerte la conocer a personas maravillosas que ya forman parte de vida. A María Jesús estar a mi lado durante estos 4 años. Gracias por tu amistad, tu apoyo y tus innumerables excursiones al embalse de Villar del Rey. A Elena por ser mi fuente de energía positiva. Eres un sol. A Paco por ser la alegría del laboratorio siempre capaz de sacarme una sonrisa. A mi nueva compi, Carol, por esas conversaciones que me han hecho más llevadera esta recta final. A Miriam gracias por tu amistad y por aguantarme también fuera del laboratorio. A Fanny, Rafa, Ana Mari, Ana Rey, Sagasti, Patri, Gloria, Nuria, Aza, Diego, Ana, Bea y Upe por los momentos compartidos durante todo este tiempo. A los profesores del Departamento de Ingeniería Química por acogerme y ayudarme siempre que lo he necesitado. No quiero olvidarme de ninguno de los profesores que a lo largo de toda mi etapa educativa me han formado, enseñado y guiado. A mis amigos por estar siempre cerca. Gracias por vuestras locuras y esas super ideas fantásticas que hacen desaparecer los problemas. Por último, quiero dedicar estas últimas líneas a mi familia, el pilar fundamental de mi vida. A mis padres que han sido para mí un ejemplo de trabajo y esfuerzo. Gracias por confiar en mí, por animarme para conseguir mis.

(8) Modelos teóricos de adsorción. metas, y sobre todo, gracias por vuestro cariño. A mi hermana por aguantarme, cuidarme y estar siempre a mi lado. A mis abuelos, gracias por cuidarme y mimarme siempre..

(9) ÍNDICE DE CONTENIDOS.

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(11) Índice. RESUMEN .................................................................................................................... 1 1. INTRODUCCIÓN ................................................................................................. 7 1.1. IMPORTANCIA MUNDIAL DEL AGUA ................................................... 9 1.2. EUTROFIZACIÓN. Problemática de las microalgas .................................. 11 1.2.1. Microalgas....................................................................................................... 14 1.2.1.1. Microalgas estudiadas ............................................................................. 18 1.2.1.2. Fases de crecimiento y factores condicionantes ................................. 21 1.3. TRATAMIENTO DE LAS AGUAS.............................................................. 22 1.3.1. Eliminación de microalgas de las aguas ..................................................... 26 REFERENCIAS ........................................................................................................... 28 2. MATERIALES Y MÉTODOS .......................................................................... 33 2.1. MATERIALES ................................................................................................... 35 2.1.1. Cultivos de microalgas .................................................................................. 35 2.1.2. Aguas ............................................................................................................... 36 2.2. EQUIPOS DE ANÁLISIS ............................................................................... 39 2.3. METODOLOGÍA DE ANÁLISIS ................................................................ 40 2.3.1. Determinación de la concentración de microalgas ................................. 40. i.

(12) Índice. 2.3.1.1. Calibración del fluorímetro.................................................................... 40 2.3.1.2. Medida de algas ....................................................................................... 41 2.3.2. Microscopía electrónica de barrido ........................................................... 41 ANEXO 1. Caracterización de las aguas................................................................... 43 BIBLIOGRAFÍA ......................................................................................................... 53 3. COAGULACIÓN .................................................................................................. 55 3.1. INTRODUCCIÓN............................................................................................ 57 3.1.1. Coagulación. Generalidades ........................................................................ 57 3.1.2. Coagulantes .................................................................................................... 60 3.1.2.1. Sulfato de aluminio ................................................................................. 61 3.1.2.2. Moringa oleifera ........................................................................................... 62 3.1.2.3. Taninos ..................................................................................................... 65 3.1.3. Estudios de eliminación de microalgas por coagulación-floculación .... 69 3.2. MATERIALES Y MÉTODOS ....................................................................... 72 3.2.1. Coagulantes .................................................................................................... 72 3.2.2. Instalaciones .................................................................................................. 74 3.2.2.1. Equipo de floculación ........................................................................... 74 3.2.2.2. Planta Piloto ............................................................................................ 75 ii.

(13) Índice. 3.2.3. Ensayos de coagulación ................................................................................ 76 3.2.3.1. Ensayos en equipo Jar-test .................................................................... 76 3.2.3.2. Ensayos en Planta Piloto ....................................................................... 77 3.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ..................................................................... 78 3.3.1. Influencia de variables de operación .......................................................... 78 3.3.2. Diseño de experimentos............................................................................... 91 3.3.2.1. Análisis numérico ................................................................................... 93 3.3.2.2. Análisis gráfico ........................................................................................ 98 3.3.3. Modelos teóricos de adsorción .................................................................102 3.3.4. Planta piloto .................................................................................................107 3.3.4.1. Funcionamiento y eficacia....................................................................108 ANEXO 2. Diseño de experimentos.......................................................................113 BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................125 4. DEGRADACIÓN FOTOQUÍMICA.............................................................133 4.1. INTRODUCCIÓN ..........................................................................................135 4.1.1. Mecanismos de acción de la radiación ultravioleta.................................135 4.1.2. Naturaleza de la radiación ultravioleta .....................................................136 4.1.2.1. Radiación natural ..................................................................................136 iii.

(14) Índice. 4.1.2.2. Fuentes artificiales ................................................................................ 137 4.1.3. Tipos y diseño de reactores fotoquímicos: modelos de radiación ....... 138 4.1.3.1. Modelo de fuente lineal de emisión esférica .................................... 139 4.1.3.1.1. Actinometría ................................................................................... 142 4.1.4. Cinética de fotodegradación ...................................................................... 143 4.1.4.1. Presencia de H2O2 y TiO2 en el proceso de fotodegradación ........ 144 4.1.5. Estudios de degradación de microalgas ................................................... 147 4.2. MATERIALES Y MÉTODOS ..................................................................... 150 4.2.1. Instalación experimental ............................................................................ 150 4.2.2. Reactivos ...................................................................................................... 151 4.2.2.1. Actinometría ......................................................................................... 151 4.2.2.2. Aditivos ................................................................................................. 151 4.2.3. Experimentos de degradación mediante radiación ultravioleta ........... 152 4.2.3.1. Actinometría ......................................................................................... 152 4.2.3.2. Degradación de microalgas ................................................................. 152 4.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN................................................................... 153 4.3.1. Actinometría ................................................................................................ 153 4.3.2. Fotodegradación de microalgas en agua destilada ................................ 155 iv.

(15) Índice. 4.3.2.1. Estudio cinético .....................................................................................157 4.3.2.2. Pruebas SEM..........................................................................................163 4.3.3. Fotodegradación de microalgas en aguas superficiales ..........................165 4.3.4. Comparativa del proceso de fotodegradación por matrices acuosas ...171 4.3.5. Influencia de aditivos en el proceso de fotodegradación ......................174 REFERENCIAS .........................................................................................................177 5. OZONO .................................................................................................................183 5.1. INTRODUCCIÓN ..........................................................................................185 5.1.1. Ozono. Generalidades ................................................................................185 5.1.2. Mecanismos de generación de ozono ......................................................185 5.1.3. Aplicación del ozono al tratamiento de las aguas ...................................188 5.1.3.1. Presencia de H2O2 y TiO2 en el proceso de ozonización ................192 5.1.4. Estudios de degradación de microalgas por ozonización .....................195 5.2. MATERIALES Y MÉTODOS......................................................................197 5.2.1. Instalación experimental ............................................................................197 5.2.2. Reactivos.......................................................................................................199 5.2.3. Experimentos de degradación de microalgas por ozono ......................200 5.2.4. Análisis de la concentración de ozono .....................................................201 v.

(16) Índice. 5.2.4.1. Análisis de la concentración de ozono en la corriente gaseosa (mezcla O2/O3) ................................................................................... 201 5.2.4.2. Análisis de la concentración de ozono disuelto en agua ................ 202 5.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN................................................................... 204 5.3.1. Degradación de microalgas mediante ozonización ................................ 204 5.3.1.1. Pruebas SEM ........................................................................................ 213 5.3.2. Estudio cinético........................................................................................... 215 5.3.3. Comparativa del proceso de ozonización por matrices acuosas .......... 220 5.3.4. Influencia de aditivos en el proceso de ozonización ............................. 223 ANEXO 3. Autodescomposición de ozono .......................................................... 227 ANEXO 4. Determinación del coeficiente volumétrico de transferencia de materia .......................................................................................................................... 229 ANEXO 5. Saturación de ozono en las diferentes matrices acuosas ................. 235 ANEXO 6. Determinación del área interfacial de transferencia de materia...... 239 REFERENCIAS......................................................................................................... 243 6. TRATAMIENTOS COMBINADOS ............................................................ 247 6.1. INTRODUCCIÓN.......................................................................................... 249 6.2. MATERIALES Y MÉTODOS ..................................................................... 251 vi.

(17) Índice. 6.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ...................................................................253 REFERENCIAS .........................................................................................................257 7. EMBALSES ...........................................................................................................259 7.1. COAGULACIÓN ............................................................................................266 7.1.1. Ensayos Jar-test ...........................................................................................266 7.1.2. Escala Planta Piloto ....................................................................................271 7.2. DEGRADACIÓN FOTOQUÍMICA ..........................................................274 7.3. OZONO ............................................................................................................281 REFERENCIAS .........................................................................................................289 8. CONCLUSIONES ..............................................................................................291 9. PUBLICACIONES .............................................................................................301. vii.

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(19) RESUMEN.

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(21) Resumen. En la actualidad las floraciones de algas causan problemas diversos en los tratamientos convencionales de potabilización del agua, por este motivo, la presente tesis doctoral tiene como objetivo el estudio de la eliminación de cuatro cultivos puros de microalgas, comúnmente presentes en las aguas superficiales: Chlorella, Microcystis, Oocystis y Scenedesmus. Para llevar a cabo la eliminación de estas microalgas se investigan procesos físicos (coagulación-floculación) y procesos químicos (degradación fotoquímica y ozonización). Los cultivos puros de microalgas han sido suspendidos en matrices acuosas de agua destilada, arroyo AEMET (a su paso por el campus de Badajoz de la UEx), río Guadiana y embalse de Villar del Rey. El proceso de coagulación-floculación se llevo a cabo empleando coagulantes naturales: Acquapol C1, Acquapol S5T, Silvafloc y Tanfloc (orígen tanínico); extracto de Moringa oleifera o almidón modificado; así como el sulfato de aluminio de origen químico. Se ha realizado un estudio en régimen discontinuo, Jar-test, en el que se ha analizado la influencia de variables en el proceso para, posteriormente, aplicarlo a un diseño de experimentos con la finalidad de determinar la relación entre las variables de estudio seleccionadas (dosis de coagulante y concentración inicial de masa algal) y encontrar un óptimo de la variable objetivo (capacidad de retirada del coagulante). Por último, y en base a los resultados obtenidos previamente, se ha hecho uso de los modelos teóricos de adsorción de Langmuir y Freundlich para explicar y definir el proceso. Finalmente, se ha realizado un estudio en régimen continuo en una pequeña instalación planta piloto, para confirmar la utilidad de los coagulantes de origen natural en el tratamiento de las aguas en un contexto de trabajo de campo. Por otra parte, se estudia la oxidación de las microalgas mediante técnicas químicas. Dentro de estas técnicas de degradación se ha estudiado el efecto de la radiación UV y del ozono sobre las microalgas. [3].

(22) Resumen. El estudio de la degradación fotoquímica de las microalgas se ha llevado a cabo empleando una lámpara monocromática de baja potencia. Se ha estudiado la influencia de la concentración inicial de masa algal, así como la presencia de aditivos (TiO2 y H2O2). Se han realizado pruebas de microscopía electrónica de barrido (SEM) para ver el efecto de la radiación UV en la estructura de las algas. Finalmente, se ha realizado un estudio cinético de cada proceso con el fin de determinar la constante cinética de fotodegradación de cada alga. El proceso de ozonización de las matrices acuosas se ha realizado en régimen homogéneo y heterogéneo. En ambos regímenes se ha estudiado la influencia de la concentración inicial de masa algal en el proceso. En el régimen heterogéneo se ha estudiado, también, la influencia de la concentración inicial del agente oxidante. De forma análoga al estudio de fotodegradación, se han realizado pruebas SEM. Con los resultados obtenidos en el estudio de la degradación de las microalgas por efecto del ozono, y haciendo uso del programa matemático MATLAB, se ha desarrollado un estudio cinético conjunto (haciendo uso de los resultados en régimen homogéneo y heterogéneo) que proporciona los parámetros cinéticos para cada una de las microalgas en cada matriz acuosa. Una vez que se han implementado cada una de las técnicas citadas, se ha realizado un estudio de secuenciación de las mismas. Así se han realizado las siguientes combinaciones de tratamiento: UV + coagulación y ozono + coagulación. Finalmente, tras estudiar la eficacia de distintos tratamientos en la eliminación o degradación de cultivos puros de microalgas suspendidas en aguas superficiales, se ha estudiado la capacidad de los diferentes agentes en la eliminación de las microalgas presentes en distintas matrices acuosas procedentes de embalses de la cuenca hidrográfica del Tajo, en la provincia de Cáceres (Alcántara, Arrocampo, Guadiloba, Gabriel y Galán, Plasencia, Valdecañas y Valdesalor). Los tratamientos de coagulación-floculación, [4].

(23) Resumen. fotodegradación y ozono se han aplicado sin modificar químicamente las matrices acuosas.. [5].

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(25) INTRODUCCIÓN.

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(27) Introducción. 1.1. IMPORTANCIA MUNDIAL DEL AGUA El agua es un recurso natural escaso, indispensable para la vida y el desarrollo de los seres vivos, así como para el sostenimiento del medio ambiente. Se trata del compuesto químico más abundante del planeta, sin embargo, no todo el agua se encuentra en condiciones aptas para el consumo humano, ya que el 97,5% de la misma es agua salada. Solo el 2,5% restante es agua dulce, de la cual casi el 70% está congelada en forma de glaciares. Desde la antigüedad, los ríos, mares y lagos recogen los residuos producidos por la actividad humana, abusando con ello de la capacidad natural de depuración del agua. Durante décadas, toneladas de sustancias biológicamente activas, sintetizadas para su uso en la agricultura, industria, medicina, etc., han sido vertidas al medio ambiente de forma, muchas veces, inadecuada. Al problema de la contaminación de las aguas, que comenzó a hacerse notable a principios del siglo XIX, cabe añadir el problema de la escasez, aspecto éste que está adquiriendo proporciones alarmantes a causa del cambio climático y la creciente desertización que está sufriendo el planeta. Por este motivo, la importancia de la calidad del agua se ha puesto de manifiesto en los últimos años de manera especial. Según se constata en el segundo informe de las Naciones Unidas sobre el desarrollo de los Recursos Hídricos en el Mundo (ONU, 2006), la mala calidad del agua frena el desarrollo económico, y puede tener efectos negativos sobre la salud y los medios de vida. La contaminación química de las aguas superficiales, principalmente debido a los vertidos industriales y agrícolas, constituye también un gran riesgo para la salud en algunos países en vías de desarrollo. La contaminación y los residuos industriales están poniendo en peligro los recursos hídricos, dañando y destruyendo los ecosistemas del mundo entero.. [9].

(28) Introducción. En un estudio reciente sobre el agua potable en países desarrollados se observó que un 5,8% de la población estaba expuesta a aguas cuya calidad no estaba conforme con los estándares de la Organización Mundial de la Salud (OMS) (ONU, 2009). Las medidas legislativas que se han ido adoptando progresivamente para evitar la contaminación química del agua y los riesgos que se derivan de ella, han contribuido a paliar parcialmente esta situación. Desde la entrada de España en la Unión Europea, han sido muchas las medidas legislativas que, con distinto rango normativo, se han ido adoptando con el objetivo de proteger los recursos hídricos existentes y de armonizar la legislación española con la europea. La normativa vigente en materia de aguas se encuentra dispersa en una amplia variedad de herramientas legislativas con distintos niveles de competencia: a nivel europeo (directivas), nacional (reales decretos, órdenes, etc.) y autonómico (leyes, decretos legislativos, etc.): ámbitos de aplicación (aguas de consumo humano, aguas subterráneas, aguas destinadas a la producción de agua potable, etc.) y aspectos a regular (parámetros de calidad, frecuencias de muestreo y análisis, etc.). No obstante, gran parte de esta normativa ha quedado derogada por la entrada en vigor de la Directiva 2000/60/CE, también denominada Directiva Marco del Agua, por la cual se establece un marco comunitario de actuación para la protección de las aguas superficiales continentales, de transición, costeras y subterráneas, para prevenir o reducir su contaminación, promover su uso sostenible, proteger el medio ambiente, mejorar el estado de los ecosistemas acuáticos y atenuar los efectos de las inundaciones y sequías. Como complemento a esta Directiva se ha adoptado a nivel europeo la Directiva 2006/118/CE relativa a la protección de las aguas subterráneas contra [10].

(29) Introducción. la contaminación y el deterioro, y la Directiva 2008/105/CE relativa a las normas de calidad ambiental en el ámbito de la política de aguas, en la que se definen concentraciones máximas admisibles y medias anuales para las sustancias consideradas como prioritarias y otros contaminantes en aguas superficiales. A nivel español, el Real Decreto 140/2003 establece los criterios sanitarios de la calidad del agua de consumo humano. En este documento están tabulados los compuestos químicos controlados en las aguas de consumo y su concentración máxima admisible. Se trata de compuestos orgánicos, inorgánicos y metales considerados como peligrosos para la salud humana y/o del medio ambiente. A pesar del éxito conseguido en el control de la contaminación del agua en los países más industrializados, muchos efluentes continúan deteriorando los sistemas acuáticos e interfiriendo en los usos potenciales del agua. Por este motivo es necesario someter a los efluentes acuosos a un tratamiento antes de su uso (potabilización) y de depuración antes de su devolución al medio receptor. 1.2. EUTROFIZACIÓN. Problemática de las microalgas El término eutrofización es definido por Lawrence y Jackson (1998) como el enriquecimiento de los cuerpos de agua por nutrientes inorgánicos (por ejemplo, nitrato o fosfato) que favorece el crecimiento excesivo de algas y plantas (Schindler, 2006). Este fenómeno puede ocurrir de forma natural (en especial en medios de baja renovación hidrodinámica) pero también puede ser resultado de la actividad humana “eutrofización cultural” (Silvério, 2006) y es particularmente evidente en los ríos de bajo caudal y en lagos poco profundos. El aumento de la deposición de sedimentos con el tiempo puede elevar el nivel del lecho del lago o río, permite a las plantas terrestres colonizar los bordes, y, finalmente la conversión de la zona en tierra firme.. [11].

(30) Introducción. Desde sus inicios, la limnología ha utilizado los términos eutrófico y oligotrófico para designar ambientes con abundancia o escasez de organismos, materia orgánica o nutrientes. En este sentido son medios eutróficos aquellos en que la disponibilidad de nutrientes permite sustentar una abundante biomasa y, por el contrario, resultan oligotróficos los ambientes prístinos en los cuales la escasa disponibilidad de estas sustancias limita el desarrollo de la actividad biológica. Originariamente los términos eutrófico y oligotrófico tuvieron un significado cualitativo para describir dos tipos de ambientes distintos. No obstante, posteriormente se desarrollaron escalas (caracterizadas por distintos grados de trofia – ultraoligotrofia, oligotrofia, mesotrofia, eutrofia e hipertrofia) basadas en la abundancia de fitoplancton en el medio, que permite dar a este fenómeno un enfoque cuantitativo. Desde entonces ha sido aceptado por la comunidad científica que el “grado eutrófico” de un cuerpo de agua se cuantifica como la concentración media anual de clorofila de ese ambiente (Ryding y Rast, 1992). Fue Vollenweider (1976) el primer autor que propuso medir el grado de eutrofización de un ecosistema a partir de la concentración de clorofila, parámetro que a su vez está relacionado con el incremento en la concentración de nutrientes en el mismo. Rawat et al. (2011) afirman que las concentraciones de nitrógeno y de fósforo pueden alcanzar hasta tres veces más de lo normal (Park et al., 2011) permitiendo la proliferación de algas dañinas que afectan a la calidad del agua (Olguín, 2003). Entre las causas más importantes que producen un enriquecimiento en nutrientes de las aguas continentales, y que pueden conducir a la eutrofización, se encuentran las aguas residuales, domésticas e industriales, las aguas sobrantes de riego en la agricultura que han sido enriquecidas con abonos (Fuess y Garcia, 2014), y el agua de escorrentía después de talas, incendios o del uso de herbicidas, operaciones que movilizan una elevada proporción de nutrientes [12].

(31) Introducción. contenidos en el suelo. En segundo lugar, la escorrentía sobre superficies pavimentadas de ciudades y carreteras, la contaminación térmica al acelerar los procesos biológicos, y las evacuaciones de la industria a la atmósfera, y de ésta al agua. La eutrofización es preocupante porque a día de hoy afecta a una gran parte de las aguas superficiales del mundo (ríos, lagos, aguas costeras) y sus efectos son perniciosos tanto para la biodiversidad como para la calidad de las aguas para consumo humano. En el mar hay que tener en cuenta que a menudo las aguas más susceptibles de sufrir la eutrofización son las más ricas en biodiversidad y las que tienen un mayor valor económico por la producción piscícola. Es bien conocido que gran parte del océano tiene una producción muy limitada situándose las pesquerías del mundo en zonas de la plataforma continental. En cuanto a biodiversidad, las marismas, manglares y estuarios son zonas muy sensibles dada su situación y estructura a cualquier tipo de alteración como construcción de embalses, subida del nivel de las aguas, contaminación, etc. (Nixon, 1995). Las floraciones de algas en reservas de agua pueden causar diversos problemas en los tratamientos de agua convencionales entre los que se encuentran mal sabor y olor, formación de subproductos de desinfección como trihalometanos, obstrucción de los lechos filtrantes, etc. Estas floraciones ponen en peligro directamente la salud humana y biológica (Kaas y Henriksen, 2000; Henriksen, 2005).. [13].

(32) Introducción. Figura 1.1. Problema de eutrofización de las aguas. 1.2.1. Microalgas Las microalgas son microorganismos unicelulares que contienen clorofila a, además de otros pigmentos fotosintéticos, capaces de realizar fotosíntesis oxigénica y sin diferenciación en raíz, tallo y hojas (Richmond, 2004). Se pueden encontrar tanto en colonias como en células independientes (Williams y Laurens, 2010). En este contexto, las cianobacterias o algas verde-azuladas, procariotas, se han considerado tradicionalmente dentro del grupo de las microalgas. Así mismo, según esta definición quedan excluidas las bacterias fotosintéticas ya que no contienen clorofila a sino bacterioclorofila y realizan fotosíntesis anoxigénica. Por tanto, el término microalga no tiene sentido taxonómico y dentro del mismo se incluyen organismos con dos tipos celulares distintos: cianobacterias que tienen estructura celular procariota y las restantes microalgas con estructura celular eucariota. Estos microorganismos fueron los responsables del cambio en la composición de la atmósfera primitiva hace unos 3500 millones de años, aumentando el nivel de oxígeno, originando una atmósfera rica en este gas, que ha permitido el desarrollo de la vida tal como la conocemos (Demirbas y Demirbas, 2010).. [14].

(33) Introducción. Las microalgas son, por lo general, muy eficientes en la fijación de CO2 y la utilización de la energía solar para producir biomasa (Packer, 2009). Así pueden actuar con un metabolismo autótrofo (requieren únicamente compuestos inorgánicos como CO2, sales y luz solar para su crecimiento) o heterótrofo (utilizando una fuente externa de compuestos orgánicos así como nutrientes como fuente de energía). Otras microalgas pueden ser mixótrofas, es decir, presentan la habilidad de realizar fotosíntesis y adquirir nutrientes orgánicos exógenos (Brennan y Owende, 2010). Uno de los factores que le confiere un alto interés a este grupo de microorganismos son sus elevadas tasas de crecimiento. La mayoría de especies son capaces de dividirse cada uno o dos días, aunque algunas algas llegan a dividirse cada 3 ó 4 horas. Por lo tanto, su potencial de crecimiento es enorme y es por lo que estos organismos generan tantas expectativas como productores de biomasa (Williams y Laurens, 2010). Por otra parte, se trata de un grupo muy diverso de microorganismos capaces de colonizar prácticamente cualquier hábitat por lo que están presentes en todos los cuerpos de agua como lagos, embalses, ríos, mares, etc. Los primeros intentos por distinguir grupos y parámetros de microalgas se basaban en la pigmentación cuya importancia todavía se reconoce cuando se habla de los distintos grupos de microalgas. Hoy en día se consideran también las siguientes características importantes para definir los principales grupos de microalgas: morfología (como es la presencia o ausencia de flagelos), características de los flagelos (número, longitud, punto de intersección, presencia o ausencia de pelos o escamas), composición de la pared celular y tipo de producto fotosintético almacenado. En la actualidad existen muchas variables que son tema de discusión para la clasificación de las microalgas. En la tabla 1.1 se muestra una posible clasificación de los grupos más representativos (Graham et al., 2009). [15].

(34) Introducción. La gran diversidad filogenética de las microalgas se refleja en una composición bioquímica igualmente diversa (Graham et al., 2009) que puede modificarse mediante la manipulación de las condiciones de crecimiento y varía de la fase del ciclo de crecimiento en que se encuentren. Hay que destacar que la mayoría de microalgas poseen paredes celulares rígidas. La existencia de una pared celular rígida determinará la accesibilidad a los componentes intracelulares (las microalgas producen una gran variedad de compuestos con actividad biológica, que incluyen antibióticos, toxinas, compuestos farmacéuticamente activos y reguladores de crecimiento vegetal). Por ejemplo, algunas algas verdes como Scenedesmus y Chlorella, presentan paredes celulares compuestas por carbohidratos complejos tipo hemicelulósicos (Takeda, 1996) e incluso biopolímeros de tipo esporopolenino (Mussgnug et al., 2010). Otras especies presentan paredes celulares compuestas de naturaleza proteica, como los euglénidos, mientras que otras como Dunaliella o algunas dinoflageladas no presentan ninguna pared celular.. [16].

(35) Introducción Tabla 1.1. Clasificación de microalgas Grupo Cianobacteria (algas verdeazuladas) Clorofitas (algas verdes). Cloraracniofitas. Criptomonas (Cryptophytes). Características  Organismos procariotas  No poseen membranas internas  Reproducción sexual  Unicelulares y pluricelulares  Abundante clorofila  Especies marinas unicelulares  Forma de ameba con extensiones citoplasmáticas  Unicelulares y flageladas  Células aplanadas. Ejemplos Microcystis Anabaena Spirulina Chlorella Oocystis Scenedesmus Lotharella amoebiformis Bigelowiella longifila. Cryptomonas Chroomonas.  Unicelulares flageladas y no flageladas  Pastos de oro en sus células. Coccolithophore. Dinoflageladas.  Células flageladas móviles  Ranura trasversal. Gymnodirium. Euglenoideas.  Presencia de flagelos  Agua dulce o soluble. Haptofitas. Estramenopilas fotosintéticas. Algas rojas (Rhodophytes). Glaucofitas. Euglena.  Amplia variedad morfológica. Vaucheria.  Unicelulares filamentosas  Pigmentos rojos  Algas marinas. Laurencia.  Unicelulares de agua dulce  Reproducción asexual  Presencia de cianelas. Cyanophora paradoxa. [17].

(36) Introducción. 1.2.1.1. Microalgas estudiadas  Chlorella El género Chlorella es un alga verde unicelular del grupo de las Chlorophytes. Chlorella vulgaris es el alga clorofita más común (Charmichel, 1981). Tiene forma esférica, su diámetro es entre 100 y 1000 veces menor que 1 mm, no poseen flagelos y tienen un ciclo de vida simple. El modo de reproducción de estos organismos eucariotas es por la vía asexual, cada célula madre madura produce de 4 a 8 esporas. La división celular se lleva a cabo durante la noche y el incremento en el volumen celular en el día, dependiendo estos ciclos de las intensidades de luz y a las temperaturas a las cuales el microalga esté expuesta. Debido a varias de sus capacidades en su desarrollo y nutrición, Chlorella presenta la capacidad de crecer en presencia y ausencia de luz (Richmond, 1986).  Microcystis El género Microcystis es un alga común, del grupo de las Cyanobacterias, cuya floración afecta a ecosistemas de agua dulce de todo el mundo (Paerl y Otten, 2013). Las microcistinas producidas por la Microcystis amenaza la seguridad del agua potable (Wang et al., 2013 a) además de provocar olores desagradables, el agotamiento del oxígeno que genera la muerte de peces y otros problemas ecológicos (Tsuchiya et al, 1992). Dentro del género Microcystis existe una gran variedad de cepas tóxicas y no tóxicas. A diferencia de otras sustancias tóxicas, las cianotoxinas se encuentran generalmente contenidas dentro de las células cianobacterianas o unidas a ellas, y solo un pequeño porcentaje del total se halla disuelto en el agua, a menos que las toxinas se hallan liberado por envejecimiento de las células o que tratamientos con algicidas hayan provocado la ruptura de las mismas.. [18].

(37) Introducción. La microcistina L-R es la hepatotoxina más abundante. Esta toxina produce necrosis hepática aguda que da lugar a un cuadro hemorrágico y choque hipovulémico que conduce a la muerte. La Organización Mundial de la Salud recomendó hace ya muchos años unos niveles máximos de microcistina en agua potable de 1 g·L-1, cifra que recoge la legislación española en el Real Decreto 140/2003, aunque la obligatoriedad de determinar microcistina se restringe a aguas emergentes de depuradoras, con sospecha de eutrofización en su origen. El género Microcystis, en condiciones naturales, forma colonias como estrategia frente a factores adversos (Li et al., 2013) como puede ser la mortalidad inducida por virus. De acuerdo con Wang et al. (2013 b), la bacteria algicida Pseudomonas aeruginosa podría inhibir el crecimiento de cepas de Microcystis unicelulares de forma eficaz pero difícilmente inhibir el crecimiento de células coloniales. Se ha demostrado que la Microcystis colonial crece mejor bajo limitadas condiciones de nutrientes y hierro.  Oocystis El género Oocystis forma parte del grupo de las Chlorophytes. Puede vivir flotando formando parte del plancton en las aguas dulces que se encuentran embalsadas. Inicialmente estas algas viven protegidas por una envuelta común de celulosa dentro de la que se reúnen cuatro u ocho individuos que son clones procedentes de una sola célula madre pero, con el paso del tiempo, la fina cubierta externa termina degradándose y los individuos se dispersan adquiriendo así su independencia.  Scenedesmus El género Scenedesmus, descrito por primera vez por Teodoresco (1905) está constituido por algas verdes. A este género pertenecen más de cien especies (muchas de ellas son extremadamente variables por lo que su identificación [19].

(38) Introducción. suele ser, más que complicada, imposible) que viven formando parte del plancton, en grupos de cuatro u ocho células. Abundan en aguas, tanto dulces como saladas, con poca contaminación. Su sencillez y fácil adaptación lo han convertido en uno de los más comunes en lagos y embalses. Todas las algas de este género son unicelulares pero se diferencian enormemente en tamaño y forma. Sus dimensiones varían entre 8 y 25 m de largo y 5-15 m de ancho. Pueden ser ovoides, periformes, alargadas o esféricas. Scenedesmus tiene los orgánulos celulares típicos: núcleo rodeado de membrana, mitocondrias, pequeñas vacuolas, aparato de Golgi y una mancha ocular. Además, presenta un cloroplasto de gran tamaño en forma de copa.. Figura 1.2. (A) Chlorella, (B) Microcystis, (C) Oocystis, (D)Scenedesmus.. [20].

(39) Introducción. 1.2.1.2. Fases de crecimiento y factores condicionantes La curva de crecimiento de las microalgas, de forma general, posee cinco fases en el tiempo. La duración de cada fase puede acortarse, alargarse o apenas reconocerse, dependiendo de diversos factores como la temperatura, fuente de luz, composición química del medio, características propias de las microalgas, etc. (Singh y Singh, 2015).  Fase de inducción o retraso del crecimiento: al inocular un nuevo medio, a menudo no se registra un crecimiento inmediato en el número de células. Esta fase se puede dilatar entre 1 a 3 días, dependiendo del tamaño y estado del inóculo.  Fase exponencial: al adaptarse las células al medio, la densidad de las microalgas aumenta en forma geométrica (exponencial).  Fase de declinamiento del crecimiento: en esta fase, empieza a manifestarse una disminución de la velocidad de reproducción de las células, debido a condiciones desfavorables en el cultivo generadas en la fase anterior. Al final de esta fase la densidad del cultivo alcanza su valor máximo.  Fase estacionaria: en este periodo el número de microalgas permanece aproximadamente estacionario. En ocasiones el fenómeno apenas se detecta.  Fase de muerte: al incrementarse el número de células muertas, las condiciones desfavorables como el aumento del número de bacterias, hongos y espuma, producto de destrucción celular, generan el colapso final del cultivo. Existen diversos parámetros físico – químicos que influyen en el crecimiento de los cultivos de algas. Entre los más importantes cabe destacar: [21].

(40) Introducción. Nutrientes: el medio debe suministrar todas las sales requeridas para el crecimiento del microalga. De forma general todos los medios tienen una fuente de carbono bien en forma de sal inorgánica (bicarbonato sódico), compuesto orgánico (acetato) o como gas (CO2). Otros nutrientes esenciales son N, P, S, Mg, Ca, K y algunos metales. El intercambio de gases debe asegurar el aporte de CO2 y la retirada del O2 fotosintético. Luz: uno de los factores más determinantes para el crecimiento óptimo de un microalga es la disponibilidad de luz, a la que debe considerarse como un nutriente más ya que va a convertirse en biomasa. La irradiación promedio recibida por cada célula está determinada por la irradiación incidente, la geometría del reactor y el sistema de mezclado, que asegura el continuo movimiento de las células desde zonas oscuras a iluminadas y viceversa para que la exposición sea óptima (Masojídek et al., 2004; Ergas y Van der Steen, 2013), evitando la fotoinhibición y daños por estrés fotooxidativo que repercutiría en el crecimiento celular (Vonshak y Torzillo, 2004; Ras et al., 2013). Temperatura: la mayoría de las especies de microalgas crecen entre 10 y 35 ºC, con un óptimo entre 16 y 24 ºC. Agitación y aireación: al inyectar aire a los cultivos se logra una difusión efectiva de los nutrientes, un aporte parcial de CO 2 ayuda a estabilizar el pH, se mantienen las algas en suspensión y el cultivo está uniformemente distribuido. 1.3. TRATAMIENTO DE LAS AGUAS La tecnología y los medios socioeconómicos que se han conseguido en los países del Primer Mundo han permitido tener sistemas de potabilización de aguas muy sofisticados, que pueden depurar aguas altamente contaminadas y generar a partir de ellas aguas aptas para el consumo humano. Las tomas de agua suelen estar en pantanos o embalses, naturales o no, puesto que el [22].

(41) Introducción. abastecimiento requerido normalmente no queda cubierto por efluentes como manantiales o pozos. El tratamiento se lleva a cabo en Estaciones de Tratamiento de Agua Potable (ETAP) (Tebbutt, 2001). La serie de tratamientos que se emplean en la ETAP se dividen en cuatro etapas: pretratamientos, tratamientos primarios, tratamientos terciarios y tratamientos especiales (en estas estaciones no se aplican los conocidos como tratamientos secundarios responsables de la reducción de la materia orgánica disuelta en las aguas). De modo sucinto se describen a continuación (Hernández, 2001): . Pretratamientos: Las operaciones de pretratamientos de aguas son previas, cuyo objetivo es la retirada de sólidos groseros y elementos que pueden ser separados del agua bruta con poco esfuerzo técnico, mediante desbaste, dilaceración, desarenado, predecantación y/o tamizado. Dependiendo de la calidad del agua bruta y de la del agua potable que será servida, así como del nivel de desarrollo de la Estación de Tratamiento (que usualmente estará en función de la población donde se encuentre) se pueden implementar numerosas soluciones para mejorar la entrada de agua, como son también la precloración, preoxidación y la aireación.. . Tratamiento primario: Son todas las operaciones que se efectúan dentro de la planta de potabilización con el agua previamente tratada. En ellas no se da reacción química, y van encaminadas principalmente a la disminución considerable de toda la materia indeseable que no ha sido retirada con los pretratamientos. Así, son tratamientos primarios la coagulación, floculación, decantación, precipitación y filtración. La mayoría de estas operaciones se llevan a cabo en grandes sedimentadores, que pueden hacer las veces de coaguladores, precipitadores y flotadores. El principio fundamental de todas estas técnicas es la separación por gravedad de la materia presente en el agua, [23].

(42) Introducción. responsable de la turbidez, color y olor. La aparición de partículas susceptibles de ser decantadas o flotadas pueden venir inducida por el uso de coagulantes y/o floculantes, que propician la aparición de flóculos y coágulos que sedimentan con mayor facilidad. Después de todo el tratamiento de coagulación – floculación, el agua debe entrar en un decantador que retire, por acción de la sedimentación, los sólidos formados. La operación de decantación puede darse de muy diversas formas: estática o dinámica, con rascado o de caída libre, laminar o super-acelerada…dependiendo siempre de la naturaleza del agua entrante. Los dispositivos empleados para este fin son los decantadores, que pueden presentar también muchas variantes: estáticos laminares, estáticos de flujo horizontal, con barrido mecánico de fangos, circulares, longitudinales, con succión, con recirculación de fangos… El proceso de filtración, por otra parte, también es extremadamente importante, y se pueden emplear en esta etapa primaria, o bien al término de todos los tratamientos a los que se vaya a someter al agua. Los filtros, normalmente van soportados, y responden a principios de microtamizado. Retienen, en la superficie o en el seno del material filtrante, partículas que no son deseables en el agua final. Los filtros se colmatan al cabo de un tiempo de utilización. Por ello deben ser regenerados con el empleo de agua y/o aire a presión en contracorriente para desatascar los poros y permitir de nuevo el paso del agua. Los tipos de filtro también son muy diversos: en lecho multicapa, en capa única heterogénea, filtración biológica, de agua decantada y sedimentada o no, directa, con coagulación, a presión, abiertos, autolavables… . Tratamientos. terciarios:. Son. aquellos. que. contemplan. el. acondicionamiento del agua mediante corrección química, es decir, con reactivos que posibilitan el cumplimiento de las normas higiénico – [24].

(43) Introducción. sanitarias vigentes. Los principales procedimientos son la corrección de pH (o neutralización), la remineralización, la reducción de oxígeno, la inhibición de la corrosión y la desinfección. Para todos ellos se emplean reactivos, pero el tratamiento más importante e interesante para el consumo humano es este último de desinfección. La desinfección es la destrucción de organismos patógenos. Para ello se emplea casi siempre el cloro, o alguno de sus derivados, como el hipoclorito sódico o las cloraminas. El empleo de cloro molecular (Cl 2) en fase gas está en desuso, por lo engorroso de su transporte y almacenamiento,. así. como. su. difícil. manejo. y. dosificación.. Principalmente se emplea el hipoclorito sódico, por su acción oxidante y desinfectante. Es delicado el empleo de este desinfectante en aguas con elevado contenido en materia orgánica, ya que su reacción con compuestos orgánicos, por ejemplo, sustancias húmicas naturales, puede dar lugar a trihalometanos, compuestos altamente peligrosos para la salud humana. También se contempla la oxidación de las aguas por ozono, debido a su elevado poder oxidante y desinfectante. Esta especie no puede comprarse y almacenarse por lo que debe producirse en la planta. Existen otros procesos de desinfección como el empleo de permanganato potásico, dióxido de cloro o la desinfección por medio de rayos ultravioletas o radiaciones ionizantes. . Tratamientos especiales: Vienen motivados por un deseo expreso de alta calidad en el agua potable. Son tratamientos altamente costosos y muy específicos. Se podrían incluir en este grupo todos los procedimientos de membrana (ósmosis inversa, electrodiálisis), adsorción sobre carbón activo o procesos de intercambio iónico…. [25].

(44) Introducción. 1.3.1. Eliminación de las microalgas de las aguas Como resultado de la continua eutrofización de las aguas superficiales se está prestando, por parte de los responsables de la gestión del agua, cada vez más atención a las algas y sus metabolitos por el impacto que tienen en la potabilización del agua. Entre los principales problemas generados por la presencia de estos organismos cabe destacar: taponan los filtros y las mallas de los tamices incrementando el volumen de agua de lavado de éstos, se incrementa la cantidad de coagulante necesario, aumentan la demanda de cloro, se producen olores y sabores desagradables, producen toxinas e incrementan el riesgo de crecimiento microbiano en los sistemas de distribución (Kabsch-Korbutowicz, 2006). En la mayoría de los países del mundo se ataca el problema desde dos perspectivas diferentes y complementarias: acciones en los embalses y cuencas hídricas o mejora de los tratamientos en las plantas potabilizadoras mediante importantes inversiones. Las acciones en los embalses y cuencas hídricas persigue conseguir la disminución de ingreso de nutrientes como fósforo y nitrógeno, bien regulando las actividades agrícola – ganaderas, aumentando la forestación para disminuir la escorrentía y la reducción de efluentes no tratados. Existen, por otra parte, medidas encaminadas a la eliminación de las algas ya presentes como son la utilización de algicidas basados en sulfato de cobre, utilización de peces para el control de algas o utilización de equipos de ultrasonidos para el control de distintos tipos de algas, incluidas las verde – azuladas. En cuanto a los tratamientos en los sistemas de potabilización existen técnicas variadas entre las que se encuentran: la adición de cloro (en desuso por la estricta normativa en cuanto a la formación de THMs) (Plummer y Edzwald, [26].

(45) Introducción. 2001), empleo de algún coagulante como cloruro de aluminio, filtración (Borchardt y O´Melia, 1961), adsorción en carbón activo para la eliminación de olores, flotación por aire disuelto para aguas con baja turbidez y altas cargas algales (Bare et al., 1975), empleo de ozono (Plummer y Edzwald, 2002), radiación ultravioleta (Sakai et al., 2011), etc.. [27].

(46) Introducción. REFERENCIAS Bare, W.R.T., Jones, N.B., Middlebrook, E.J. 1975. Algae removal using dissolved air flotation. Journal Water Pollution Control Federation, 47, 153 169. Borchardt, J.A., O´Melia, C.R. 1961. Sand filtration of algae suspension. Journal of American Water Works Association, 53, 1493-1508. Brennan, L., Owende, P. 2010. Biofuels from microalgae - A review of technologies for production, processing and extractions of biofuels and coproducts. Renewable & Sustainable Energy Reviews, 14(2), 557-577. Carmichael, W.W. 1981. The water environment. Algal toxins and Health. Plenum Press. New York. Demirbas, A., Demirbas, M.F. 2010. Algae Energy - Algae as a new Source of Biodiesel. Springer. Heidelberg. Directiva 2000/60/CE del Parlamento Europeo y del Consejo. 2000. Diario Oficial de las Comunidades Europeas. Directiva 2006/118/CE del Parlamento Europeo y del Consejo. 2006. Diario Oficial de las Comunidades Europeas. Directiva 2008/105/CE del Parlamento Europeo y del Consejo. 2008. Diario Oficial de las Comunidades Europeas. Ergas, S. J., Van der Steen, N.P. 2013. Preface. Review in Environmental Science and Biotechnology, 12, 115-117. Fuess, L.T., Garcia, M.L. 2014. Implications of stillage land disposal: A critical review on the impacts of fertigation. Journal of Environmental Management, 145, 210-229.. [28].

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(51) MATERIALES Y MÉTODOS.

(52)

(53) Materiales y Métodos. 2.1. MATERIALES En esta sección se refieren los materiales que se han utilizado (que son comunes a más de un tratamientos) para el desarrollo de la Tesis. Fundamentalmente se han descrito los cultivos de microalgas y las aguas superficiales empleadas. 2.1.1. Cultivos de microalgas Para la realización de este trabajo se emplearon cultivos de Chlorella vulgaris Beijerinck (cepa 2926), Microcystis aeruginosa Kützing (cepa 707), Oocystis solitaria Wittrock (cepa 2593) y Scenedesmus smithii Teiling (cepa 1438) cuyos inóculos fueron adquiridos en la Universidad de Coimbra (Portugal). Estos inóculos se cultivaron en el laboratorio en un equipo como el que se muestra en la figura 2.1. Se empleó un medio con una concentración de 1,87 g·L -1 de Algae Culture Broth (Fluka). Los inóculos de las microalgas fueron incubados en un equipo previsto de aireación constante que cuenta con un temporizador de luz que propicia el desarrollo fotosintético proporcionando luz 12 horas al día. Así se consigue una población relativamente constante de las microalgas tras un tiempo de crecimiento. A partir de estos cultivos se preparan las suspensiones de distintas concentraciones de algas con las que se han realizado las experiencias en el laboratorio. A continuación se muestra un esquema del equipo de incubación de los cultivos de microalgas.. [35].

(54) Materiales y Métodos. Figura 2.1. Equipo para el cultivo de microalgas.. 2.1.2. Aguas En respuesta a uno de los objetivos de la Tesis se ha trabajado con dos tipos fundamentales de aguas: aguas superficiales (AEMET, embalse de Villar del Rey y río Guadiana) a las que se le ha añadido una cantidad determinada de cultivos de microalgas puros y aguas superficiales (Embalses de Alcántara, Arrocampo, Gabriel y Galán, Guadiloba, Plasencia, Valdecañas y Valdesalor) con las que se ha trabajado sin añadir cultivos de microalgas. Ambas matrices se complementan, pues se estudia: Por una parte, la capacidad de los agentes de tratamiento (coagulantes, radiación UV y ozono) para la potabilización de aguas superficiales a las que se han añadido cultivos puros de microalgas. En este punto, las pruebas experimentales se llevan a cabo con aguas reales, puesto que se pretende evaluar la idoneidad de estos tratamientos para la eliminación de estos cultivos puros para supuestos lo más cercanos a la realidad. A continuación se detallan las matrices acuosas empleadas en este estudio cuya caracterización físico-química se muestra en la tabla 2.1 (los detalles de la metodología de análisis empleada se muestra en el Anexo 1).. [36].

(55) Materiales y Métodos. Embalse de Villar del Rey El embalse de Villar del Rey pertenece a la cuenca hidrográfica del río Guadiana y se encuentra situado en el término municipal de Villar del Rey (Badajoz). Tiene una capacidad de 131 hm3 y abastece a la población de Badajoz. Río Guadiana El río Guadiana es el cuarto río más largo y caudaloso de la Península ibérica con 744 km. Nace en Villarrubia de los Ojos (Villa Real) y desemboca en el Océano Atlántico entre Ayamonte (Huelva) y Vila Real de Santo Antonio (Portugal). Para la realización de esta investigación se tomaron muestras del río a su paso por Badajoz. AEMET La matriz acuosa denominada “AEMET” ha sido tomada de un arroyo a su paso por el campus universitario de Badajoz. La elección de estas matrices acuosas se debió principalmente a la búsqueda de diferentes aguas superficiales cuya cercanía al campus de Badajoz era importante ya que los tratamientos se realizaron en el mismo día de su recogida, para evitar los efectos del almacenamiento tales como caída de la turbidez, eliminación de materia orgánica o consumo de nutrientes por la presencia de microorganismos.. [37].

(56) Materiales y Métodos Tabla 2.1. Parámetros de caracterización del agua superficial.. Valor. Embalse. AEMET. Guadiana. pH. 7,04. 8,18. 7,80. Conductividad (S·cm-1). 126. 351. 415. Sólidos totales (g·L-1). 2,34. 2,65. 3,05. Turbidez (NTU). 10,22. 10,75. 105. Clorofila (g·L-1). 5,03. 6,98. 6,98. Cloruro (mg·L-1). 25,5. 44,0. 97,8. Ortofosfato (mg·L-1). 0,029. 0,044. 0,451. Amonio (mg N·L-1). 0,020. 0,077. 0,052. Calcio (mg L-1). 8,82. 49,7. 50,9. Dureza (mg·CaCO3 L-1). 38. 212. 180. Nitrato (mg·L-1). 5,97. 5,97. 5,97. Materia orgánica (mg·O2 L-1). 5,48. 6,96. 14,2. Coliformes totales (colonias·100 mL-1). 300. 2000. 1700. Coliformes fecales (colonias·100 mL-1). 0. 3. 53. Parámetro. Por otra parte, se ha estudiado la capacidad de los agentes de tratamiento para la eliminación de las microalgas presentes en distintas matrices acuosas procedentes de diferentes embalses de la provincia de Cáceres (España) que se emplean como suministro en potabilizadoras. Los resultados obtenidos en la primera parte se emplean como punto de partida para este estudio. Las características de estas matrices se describen en el capítulo 7.. [38].

(57) Materiales y Métodos. 2.2. EQUIPOS DE ANÁLISIS Los siguientes aparatos o equipos de análisis se utilizaron en algunas de las etapas de investigación de esta Tesis doctoral. Fluorímetro El fluorímetro empleado para la determinación de la concentración de algas en vivo es de la marca Aquafluor. Presenta un doble canal que permite medir dos parámetros en una muestra (clorofila a in vivo y ficocianina). El canal de clorofila en vivo presenta un mínimo de detección de 0,3 g·L-1 y un rango lineal hasta 300 g·L-1. Microscopio Electrónica de Barrido La microscopía electrónica de barrido fue llevada a cabo en el Servicio de Análisis y Caracterización de Sólidos y Superficies de la Universidad de Extremadura empleándose un microscopio electrónico de barrido Quanta 3D FEG suministrado por FEI Company. Este equipo permite trabajar en tres modos diferentes: alto vacio (6·10-4 Pa), bajo vacio (10-130 Pa) y medio ambiental (10-4000 Pa). Otros equipos de análisis . La turbidez fue analizada mediante un turbidímetro HI93703 de Hanna Instruments.. . Las medidas que requirieron espectrofotometría fueron realizadas en un espectrofotómetro Heios Unicam. Se empleo una cubeta de vidrio HELLMA OS, de 1 cm de camino óptico.. . La visualización y toma de imágenes de los cultivos de algas se han llevado a cabo mediante un microscopio óptico del modelo Eclipse E600 (Nikon) al que se acopló una cámara digital de la marca ProgRes. [39].

(58) Materiales y Métodos. 2.3. METODOLOGÍA DE ANÁLISIS 2.3.1. Determinación de la concentración de microalgas La metodología aplicada para analizar la concentración de algas de las muestras se basa en la medida de fluorescencia en un fluorímetro previamente calibrado. La concentración de algas antes y después de los ensayos de coagulación-floculación, degradación fotoquímica y ozonización determinará la eficacia de cada tratamiento. 2.3.1.1. Calibración del fluorímetro La calibración del fluorímetro se realiza a partir de la clorofila extraída de espinacas cuya concentración se obtiene por espectrofotometría y se emplea como referencia. Extracción de clorofila Se pesan 0,15 g de hojas de espinacas. Se depositan en un mortero con un poco de sílice y 10 mL de metanol. Se machaca la mezcla intensamente. Se filtra el líquido y se repite el proceso varias veces hasta que el sólido queda casi incoloro. Finalmente se enrasa con metanol hasta un volumen de 50 mL. La disolución extracto debe guardarse en frio para su conservación. Se debe mantener la clorofila disuelta en metanol ya que en medio acuoso se degrada. Medida de la clorofila La medida de la concentración de clorofila presente en la muestra extraída se realiza mediante medidas de la absorbancia a distintas longitudes de onda y haciendo uso de la ecuación 2.1 (Porras, 2002). [Clorofila a] =16,29 · (A665 – A750) – 8,54 · (A652 – A750) [40]. [2.1].

(59) Materiales y Métodos. donde [Clorofila a] es la concentración de clorofila a expresada en g·L-1; y A652, A665 y A750 la absorbancia a 652, 665 y 750 nm, respectivamente, medida en una cubeta de camino óptico 1 cm. Para la medida de la clorofila se espera una hora aproximadamente para que la disolución alcance la temperatura ambiente. Calibración Una vez obtenida la concentración de clorofila de la disolución obtenida, ésta se emplea como referencia para la calibración del fluorímetro para lo cual se sigue el procedimiento descrito en el manual del aparato. En la calibración se introdujo como valor estándar 140 g·L-1 tras realizar una dilución de la clorofila obtenida de las hojas de espinaca. 2.3.1.2. Medida de algas La medida de algas de las muestras se realiza haciendo uso del fluorímetro. Para ello se toman 3,5 mL de disolución y se depositan en una cubeta de poliestireno. La cubeta se introduce en el fluorímetro y tras esperar unos segundos se obtiene la medida de concentración de clorofila de las disoluciones en g·L-1. 2.3.2. Microscopía electrónica de barrido La microscopía electrónica de barrido se aplicó a las muestras antes y después de los tratamientos químicos. Los análisis se realizaron en las siguientes condiciones: -. Presión de trabajo: 150 Pa.. -. Voltaje de aceleración: 10 kV. -. Detector utilizado: Detector de electrones secundarios para modo ambiental (GSED). [41].

(60) Materiales y Métodos -. Distancia de trabajo: 6 mm aprox.. La preparación de las muestras consistió en la deposición de unas gotas del medio de cultivo sobre unos vidrios previamente recubiertos con oro mediante la técnica sputtering (de este modo el sistema se hace “semiconductor”, a pesar de que el alga no está cubierta, para evitar alteraciones de las mismas). Antes de introducir las muestras en el equipo, se ha quitado gran parte de la humedad de éstas en una estufa a 80ºC, sin dejar que se sequen completamente (se introdujeron en el microscopio aún húmedas).. [42].

(61) Anexo 1: Caracterización de las aguas. Se han realizado una serie de análisis químicos con el fin de caracterizar las aguas superficiales empleadas para suspender los cultivos de algas para los posteriores tratamientos. En todos los casos se analizaron las muestras de agua sin filtrar. A continuación se detallan uno a uno los métodos empleados (APHA, 2005). pH El pH es una medida de la acidez o alcalinidad de una disolución. La determinación de pH consiste en medir el potencial que se desarrolla a través de una membrana de vidrio que separa dos soluciones con diferente concentración de protones. Se toma una muestra de agua en un vaso de precipitado con volumen suficiente para que el electrodo del pH-metro quede completamente sumergido. En la pantalla aparece el valor del pH de la muestra. Conductividad eléctrica Con la medida de la conductividad se determina implícitamente la cantidad de iones que están presentes en la disolución. Se mide con un conductímetro, un aparato que posee un electrodo de grafito donde se enfrentan dos placas entre las cuales se encuentra la disolución. Se debe realizar la medida a una temperatura constante, ya que influye en la conductividad. En un vaso de precipitado se introduce una cantidad de disolución suficiente como para cubrir la célula, y se efectúa la medición. Sólidos totales La determinación de los sólidos totales presentes en una disolución es una medida de utilidad para estimar la calidad de las aguas y la presencia de materiales disueltos. [43].

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