UNIVERSIDAD TECNOLÓGICA EQUINOCCIAL
FACULTAD DE CIENCIAS DE LA INGENIERÍA
CARRERA DE INGENIERÍA DE ALIMENTOS
EFECTO DEL USO COMBINADO DE LA RADIACIÓN UV-C Y
ATMÓSFERA MODIFICADA SOBRE EL CONTENIDO DE
COMPUESTOS ANTIOXIDANTES EN MORA DE CASTILLA
(
Rubus glaucus)
SIN ESPINAS ALMACENADA EN
REFRIGERACIÓN
TRABAJO PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO
DE INGENIERA DE ALIMENTOS
KATHERINE LIZETH ROMERO AYALA
DIRECTORA: ING. CARLOTA MORENO
DECLARACIÓN
Yo KATHERINE LIZETH ROMERO AYALA, declaro que el trabajo aquí descrito es de mi autoría; que no ha sido previamente presentado para ningún grado o calificación profesional; y, que he consultado las referencias bibliográficas que se incluyen en este documento.
La Universidad Tecnológica Equinoccial puede hacer uso de los derechos correspondientes a este trabajo, según lo establecido por la Ley de Propiedad Intelectual, por su Reglamento y por la normativa institucional vigente.
_________________________
KATHERINE LIZETH ROMERO AYALA
CERTIFICACIÓN
Certifico que el presente trabajo que lleva por título “Efecto del uso combinado de la radiación UV-C y atmósfera modificada sobre el contenido de compuestos antioxidantes en mora de castilla (Rubus glaucus) sin espinas almacenada en refrigeración”, que, para aspirar al título de Ingeniera de Alimentos fue desarrollado por Katherine Lizeth Romero Ayala, bajo mi dirección y supervisión, en la Facultad de Ciencias de la Ingeniería; y cumple con las condiciones requeridas por el reglamento de Trabajos de Titulación artículos 18 y 25.
___________________
ING. CARLOTA MORENO DIRECTORA DEL TRABAJO
DEDICATORIA
AGRADECIMIENTO
Agradezco a Dios por su inmenso amor y misericordia, por estar siempre a mi lado.
A mis padres, hermanas y cuñado por su amor, dedicación, comprensión, sabiduría y apoyo incondicional en cada meta que me propongo en mi vida.
A la Ing. Carlota Moreno por su confianza, consejos y apoyo a lo largo de mi carrera y del desarrollo de este trabajo de investigación.
A la Bioq. María José Andrade, a la Ingeniera Nubia Grijalva y al Ingeniero Juan Bravo por brindarme las facilidades y conocimientos para el desarrollo de esta investigación.
A mis compañeras de aula por los buenos y malos momentos vividos a lo largo de la carrera.
ÍNDICE DE CONTENIDOS
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RESUMEN vii
ABSTRACT ix
1. INTRODUCCIÓN 1
2. MARCO TEÓRICO 4
2.1. GENERALIDADES DE LA MORA DE CASTILLA (Rubus glaucus)
SIN ESPINAS 4
2.1.1. ORIGEN 4
2.1.2. MORFOLOGÍA 5
2.1.3. TAXONOMÍA 6
2.1.4. COMPOSICIÓN NUTRICIONAL 6
2.1.5. CULTIVO DE LA MORA DE CASTILLA 7
2.1.6. COSECHA 8
2.1.7. POSTCOSECHA DE MORA DE CASTILLA 11
2.1.8. USOS 13
2.2.TECNOLOGÍA POSTCOSECHA 13
2.2.1. ALMACENAMIENTO REFRIGERADO 14
2.2.2. ATMÓSFERA MODIFICADA 15
2.2.2.1. Empaque en Atmósfera Modificada 15
2.2.2.2. Aplicación de la atmósfera modificada en productos
frutihortícolas 17
2.2.3. RADIACIÓN UV-C 18
2.2.3.1. Aplicación de la radiación UV-C como tratamiento
postcosecha de productos frutihortícolas. 19
2.2.3.2. Efectos de la radiación UV-C en la composición
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2.3. RADICALES LIBRES Y ANTIOXIDANTES 22
2.3.1. LOS RADICALES LIBRES 22
2.3.2. LOS ANTIOXIDANTES 23
2.3.2.1. Compuestos Fenólicos Totales 25
2.3.2.1.1. Antocianinas 26
2.3.2.2. Capacidad Antioxidante Total 27
3. METODOLOGÍA 30
3.1. MATERIAL VEGETAL 30
3.2. PÉRDIDA DE PESO 31
3.3. DETERMINACIÓN DE HUMEDAD Y MATERIA SECA 32
3.4. DETERMINACIÓN DE COMPUESTOS ANTIOXIDANTES 32
3.4.1. PREPARACIÓN DE EXTRACTOS ETANÓLICOS 32
3.4.2. DETERMINACIÓN DEL CONTENIDO DE FENOLES
TOTALES 33
3.4.3. CUANTIFICACIÓN DE ANTOCIANINAS TOTALES 34
3.4.4. CAPACIDAD ANTIOXIDANTE 35
3.4.4.1. Determinación de Capacidad Antioxidante Total
por el método ABTS•+ 35
3.4.4.2. Determinación de Capacidad Antioxidante Total
por el método DPPH• 36
3.5. ANÁLISIS ESTADÍSTICO 36
4. ANÁLISIS DE RESULTADOS 38
4.1. EFECTO DEL USO COMBINADO DE LA RADIACIÓN UV-C Y
ATMÓSFERA MODIFICADA SOBRE LA PÉRDIDA DE PESO 38
4.2. EFECTO DEL USO COMBINADO DE LA RADIACIÓN UV-C Y ATMÓSFERA MODIFICADA SOBRE EL CONTENIDO DE
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4.3. EFECTO DEL USO COMBINADO DE LA RADIACIÓN UV-C Y ATMÓSFERA MODIFICADA SOBRE EL CONTENIDO DE
ANTOCIANINAS TOTALES 41
4.4. EFECTO DEL USO COMBINADO DE LA RADIACIÓN UV-C Y ATMÓSFERA MODIFICADA SOBRE LA CAPACIDAD
ANTIOXIDANTE TOTAL 42
4.4.1. CAPACIDAD ANTIOXIDANTE MÉTODO ABTS•+ 42
4.4.2. CAPACIDAD ANTIOXIDANTE TOTAL MÉTODO DPPH• 44
4.4.3. CORRELACIÓN ENTRE LA DETERMINACIÓN DE CAPACIDAD ANTIOXIDANTE TOTAL POR EL MÉTODO
ABTS•+ Y DPPH• 45
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES 48
5.1. CONCLUSIONES 48
5.2. RECOMENDACIONES 50
BIBLIOGRAFÍA 51
ÍNDICE DE TABLAS
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Tabla 1.Taxonomía de la Mora de Castilla (Rubus glaucus) ... 6
Tabla 2. Composición Nutricional de Mora de Castilla ... 7
Tabla 3. Principales requerimientos para cultivo de Mora de Castilla ... 8
Tabla 4. Operaciones Postcosecha de Mora de Castilla ... 12
Tabla 5. Características Químicas y Efectos Bioquímicos de los Gases ... 17
Tabla 6. Ventajas y desventajas del uso de AM en productos frutihortícola 18
Tabla 7. Ventajas y desventajas del uso de radiación UV-C ... 20
Tabla 8. Clasificación de los antioxidantes ... 23
Tabla 9. Fuentes de antioxidantes provenientes de frutas y vegetales ... 24
ÍNDICE DE FIGURAS
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Figura 1. Mora de castilla (Rubus glaucus) sin espinas ... 5 Figura 2. Índice de madurez para la cosecha de Mora de Castilla... 10
Figura 3. Formación de radical libre ... 22 Figura 4. Estructura general de las antocianinas, R1 y R2 pueden ser H o
azúcares, R puede ser OH o H. ... 26 Figura 5. Pérdida de peso de mora sin espinas control y tratadas
almacenadas a 4°C. ... 39 Figura 6. Contenido de Fenoles Totales en mora sin espinas control y
tratadas almacenadas a 4°C. ... 40 Figura 7. Contenido de Antocianinas Totales en mora sin espinas
control y tratadas almacenadas a 4 °C. ... 42 Figura 8. Capacidad Antioxidante Total ABTS•+ (a) y Capacidad
Antioxidante Total DPPH• (b) en mora sin espinas control y
tratadas almacenadas a 4°C. ... 43 Figura 9. Correlaciones entre la capacidad antioxidante total con los
métodos ABTS•+ y DPPH• en mora sin espinas (a) Frutos
control, (b) Frutos tratados con AM y (c) Frutos tratados con UVC-AM. ... 47 Figura A.1. Recolección de mora de castilla sin espinas ... 62 Figura A.2. Aplicación de radiación UV-C en mora de castilla sin espinas ... 63 Figura A.3. Pre-enfriamiento de mora de castilla sin espinas ... 63
Figura A.4. Empacado con atmósfera modificada de mora de castilla sin espinas ... 64
ÍNDICE DE ANEXOS
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ANEXO I
SECUENCIA DEL PROCESO DE RECOLECCIÓN, APLICACIÓN DE RADIACIÓN UV-C Y ATMÓSFERA MODIFICADA EN MORA DE
RESUMEN
La mora de castilla (Rubus glaucus) sin espinas es una variedad obtenida por técnicos del Programa Nacional de Fruticultura del Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias (INIAP-Ecuador), posee mayor contenido de sólidos solubles, frutos de mayor tamaño y mayor productividad. Su vida útil es muy corta (3 a 5 días), se ha probado el uso de tecnologías postcosecha como radiación UV-C y atmósfera modifica con el fin de alargar su vida útil logrando un incremento de 5 días. El objetivo de
esta investigación fue evaluar el efecto del uso combinado de la radiación UV-C y atmósfera modificada sobre el contenido de compuestos antioxidantes en mora de castilla sin espinas. Los frutos se cosecharon en la zona sierra centro del Ecuador, inmediatamente se trasladaron al laboratorio y se dividieron en dos grupos: Control (sin radiación UV-C/sin atmósfera modificada), tratados con atmósfera modificada -AM- (5%O2 + 5%CO2) y radiación UV-C con atmósfera modificada -UVC-AM- (2kJ/m2 y 5%O2 + 5%CO2). Los frutos se almacenaron a 4°C durante 15 días, durante este periodo se determinó la pérdida de peso y se conservó el tejido congelado para su posterior análisis bioquímico (fenoles totales -FT-, antocianinas totales -AT-, y capacidad antioxidante total -CA-) por espectrofotometría, los resultados se expresaron en base seca. Al final del periodo de almacenamiento se encontró una pérdida de peso de 18,52% para los frutos control mientras que los frutos tratados presentaron una reducción de peso de 4% para AM y UVC-AM. Con respecto al día inicial, se produjo una reducción del 18% del contenido de FT en frutos control y de aproximadamente 25% en frutos tratados (AM y UVC-AM) que probablemente podría relacionarse con un retraso en la maduración y/o en
tratados (AM) que presentaron una reducción de 50 y 36%, respectivamente. En base a estos resultados, se determinó que la aplicación de AM permite
ABSTRACT
The thornless blackberry (Rubus glaucus) is a variety obtained by technicians of the National Program of fruit-growing of the Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias (INIAP-Ecuador), has higher content of soluble solids, fruits of larger size and greater productivity. Shelf life is very short (3-5 days), has been tested using technologies post-harvest as UV-C radiation and atmosphere modifies in order to lengthen its useful life achieving an increase of 5 days. The aim of this research was to study the effect of the combined uses of UV-C radiation and modified atmosphere on the antioxidant compound content of the thornless. The fruits were harvested in the area saw centre of Ecuador, immediately moved to the lab and divided into two groups: Control (no UV-C radiation or modified atmosphere, treated
with modified atmosphere -AM- (5%O2 + 5%CO2) and UV-C radiation with modified atmosphere -UVC-AM- (2kJ/m2 & 5%O2 + 5%CO2). The fruits were
1. INTRODUCCIÓN
La mora de castilla (Rubus glaucus) sin espinas es una variedad obtenida por técnicos e investigadores del Programa Nacional de Fruticultura del Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias (INIAP), se caracteriza por poseer mayor contenido de sólidos solubles totales ( ͦ Brix), mayor tamaño de fruto y mayor productividad (INIAP, 2010).
La vida útil de la mora es muy corta, de sólo 3 a 5 días, es por ello que la cosecha y el manejo postcosecha deben ser muy cuidadosos. Para extender la vida útil de productos frutihortícolas se puede utilizar tecnologías postcosecha que ayudan a evitar y reducir el envejecimiento durante el almacenamiento, por ejemplo: tratamientos térmicos, refrigeración, radiación UV-C, atmósferas modificadas (AM), entre otras (Allende & Artés, 2003; González, Wang & Krizek, 2001; Sora, Fischer & Flóres, 2006).
La radiación UV-C como tratamiento postcosecha ha sido usada en frutos ecuatorianos como: mora de castilla con espinas (Cueva, 2010), uvilla (Guijarro, 2012; Toapanta, 2012), carambola (Henríquez, 2012), tomate de árbol (González, 2010), mortiño (De la Cruz, 2011 y Andrade, 2012) y
naranjilla (Díaz, 2012; Lara, 2012). Los resultados reportados en estas investigaciones demuestran un aumento de tiempo de vida útil, cambios en
el contenido de compuestos antioxidantes, control de crecimiento de microorganismos, reducción de la pérdida de peso y mantener la firmeza durante el almacenamiento refrigerado una vez que se aplica el tratamiento.
Estudios realizados por Cantos, Espín, Fernández, Olivia y Varberán (2003) sugieren que la radiación UV-C puede alterar la composición nutricional de
algunas frutas y hortalizas, recomendando su uso potencial en alimentos funcionales llamados así a los que aportan beneficios para la salud más allá de la nutrición básica. Se ha reportado un incremento de antioxidantes como antocianinas en mora de castilla (Cueva, 2010), fenoles totales y mayor poder anti-radical en carambola (Henríquez, 2012), flavonoides, fenoles totales, antocianinas, vitamina C en mortiño (Andrade, 2012).
Además, se ha recomendado usar la radiación UV-C en combinación con otras técnicas de conservación para obtener resultados favorables (inactivación de muchos microorganismos, retraso de la maduración, entre otros), ya que el daño acumulativo al ADN microbiano debido a la radiación UV-C parece eficaz disminuyendo el número de células de las bacterias, pero no en su totalidad, teniendo como resultado una esterilización incompleta (Allende & Artés, 2003).
Por otro lado, las atmósferas modificadas se han aplicado en productos como: mora de castilla con espinas (Sora, Fischer, & Flores, 2006), fresa (Sanz, Olearte, Echávarri & Ayala, 2007), lechuga (Allende & Artés, 2003), frutos de pepita (Cantín, Crisosto, & Day, 2008), carambola (Teixeira,
Durigan, Mattiuz, Alves & O' Hare, 2007), en los cuales se han reportado reducción de pérdida de peso y crecimiento fúngico, mayor conservación del
producto, menor pérdida del color durante el almacenamiento.
pérdida de peso y el contenido de los compuestos antioxidantes en mora de castilla (Rubus glaucus) sin espinas.
El presente trabajo de titulación se realizó como parte del proyecto “Efecto de la radiación UV-C y atmósfera modificada sobre la actividad respiratoria y la calidad postcosecha de mora de castilla sin espinas almacenada en refrigeración” que se ejecuta en la Carrera de Ingeniería de Alimentos de la
Facultad de Ciencias de la Ingeniería.
Los objetivos específicos del presente trabajo de titulación fueron:
Estudiar el efecto del uso combinado de la radiación UV-C y atmósfera modificada sobre la humedad y pérdida de peso en mora de castilla (Rubus glaucus) sin espinas almacenada en refrigeración.
Determinar el efecto del uso combinado de la radiación UV-C y atmósfera modificada sobre el contenido de los compuestos antioxidantes: fenoles totales y antocianinas totales en mora de castilla (Rubus glaucus) sin espinas almacenada en refrigeración.
2. MARCO TEÓRICO
2.1. GENERALIDADES DE LA MORA DE CASTILLA
(Rubus
glaucus)
SIN ESPINAS
2.1.1. ORIGEN
La mora de Castilla (Rubus glaucus) fue descubierta por Hartw y descrita por Benth (Jennings, 1988). En todo el mundo existen alrededor de 400 especies, gran parte de las variedades aún no identificadas son nativas de los climas fríos y moderados de la cordillera de los Andes Ecuatorianos y Colombianos que se han extendido hasta Guatemala, Panamá y México (Cabezas, 2008; Martínez et al., 2007)
El género Rubus es uno de los de mayor número de especies en el reino vegetal. Las especies más conocidas son Rubus idaeus (frambuesa), Rubus occidentalia (mora cultivada), Rubus glaucus benth (mora de castilla) y
Rubus folius (zarzamora), las cuales se cultivan en zonas templadas (Cabezas, 2008).
En el Ecuador, actualmente, la mora se encuentra distribuida a lo largo de todo el callejón interandino, especialmente en las provincias del Tungurahua, Cotopaxi, Bolívar, Chimborazo, Pichincha, Imbabura y Carchi (Martínez et al., 2007).
La mora de castilla (Rubus glaucus) sin espinas (Figura 1) es una nueva variedad obtenida por técnicos e investigadores del Programa Nacional de
Fruticultura del Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones
Figura 1. Mora de castilla (Rubus glaucus) sin espinas
2.1.2. MORFOLOGÍA
La mora es una planta perenne, de porte arbustivo, semierecto de tallos rastreros o semierguidos que forman macollas (grupo de brotes que nacen del mismo pie) (Gérman & Giraldo, 2002).
2.1.3. TAXONOMÍA
En la Tabla 1, se describe la taxonomía de la mora de castilla (Rubus glaucus).
Tabla 1.Taxonomía de la Mora de Castilla (Rubus glaucus)
Reino: Vegetal
División: Antofita
Clase: Angiospermae
Subclase: Dicotyledoneae
Orden: Rosae
Familia: Rosaceae
Género: Rubus
Nombre Científico: Rubus sp.
Especies:
glaucus, floribundus, gigantus, adenotrichas, ollalie, brazos, entre otras.
(Martínez et al., 2007)
2.1.4. COMPOSICIÓN NUTRICIONAL
La mora es una fruta con bajo valor calórico por su escaso aporte de hidratos de carbono. Sin embargo, es muy rica en vitamina C, aporta fibra (principalmente pectina), potasio, hierro y calcio, taninos (sustancias de
acción astringente) y diversos ácidos orgánicos, como se puede observar en la Tabla 2. Se caracteriza por su contenido de pigmentos naturales, tales
Las antocianinas le dan color a la mora, mientras que el ácido oxálico y el ácido málico son responsables de su sabor (Cabezas, 2008).
Tabla 2. Composición Nutricional de Mora de Castilla
Factor
Nutricional
Composición nutricional
por cada 100 g de fruta
(90% comestible)
Calorías 23 Kcal
Agua 92.8 g
Fibra 0.5 g
Proteínas 0.6 g
Grasa 0.1 g
Carbohidratos 5.6 g
Cenizas 0.4 g
Calcio 42 mg
Fósforo 10 mg
Hierro 1.7 mg
Ácido Ascórbico 8 mg
Niacina 0.3 mg
Riboflavina 0.05 mg
Tiamina 0.02 mg
(Hernández, Uribe & Vargas, 2007)
2.1.5. CULTIVO DE LA MORA DE CASTILLA
Se distinguen tres etapas en el cultivo de la mora (Castro & Cerdas, 2005):
Reproductiva.- Se extiende desde la selección de la estrategia de
reproducción (por estaca, por puntas u otras) hasta la obtención de la nueva plántula.
condiciones agroclimáticas y del cuidado que se le brinde, concluye con el inicio de la floración, entre 14 y 16 meses luego del trasplante.
Productiva.- Se da desde la floración hasta que el fruto alcanza la madurez fisiológica, es decir, el momento propicio para la cosecha.
Los principales requerimientos agroclimáticos de mora de castilla, se presentan en la Tabla 3:
Tabla 3. Principales requerimientos para cultivo de Mora de Castilla
Factor Rango
Altitud 1.500-2.400 m.s.n.m
Temperatura 11-22 ̊C
Humedad relativa 70-90%
Precipitación mínima anual 1200-2500 mm
Horas de luz diaria 3.5-4.5
Vientos Ausentes a moderados
Suelos Textura franca arcillosa, buen drenaje
Profundidad efectiva 1.9-1.5 m, pH 5-3-6.9 Ricos en materia orgánica, nitrógeno, fósforo, potasio, calcio y magnesio.
(Castro & Cerdas, 2005; Gérman & Giraldo, 2002)
2.1.6. COSECHA
La cosecha es la etapa más delicada de todo el proceso de producción de la mora (Bejarano, 2002). Según Gérman & Giraldo (2002) las primeras frutas se cosechan entre los siete y nueve meses después de la siembra y para la recolección se debe conocer los indicadores de madurez, los más empleados son: (Gérman & Giraldo, 2002).
a) El color externo del fruto debe ser el clasificado como:
o Color 0: Fruto de color amarillo verdoso, con sus drupillas bien
o Color 1: Fruto de color amarillo verdoso con algunas drupillas de
color rosado.
o Color 2: Se incrementa el área de color rosado. o Color 3: El fruto es de color rojo claro.
o Color 4: El color rojo del fruto es más intenso.
o Color 5: El fruto es de color rojo intenso, con algunas drupillas de
color morado.
o Color 6: El fruto es de color morado oscuro.
b) El sabor y aroma característicos.
c) Que se desprenda fácilmente de la planta.
d) El tiempo transcurrido desde la floración que varía entre 45 y 65 días, según el sitio de siembra.
e) Exigencias del mercado o del comprador.
La maduración de la mora no es uniforme, por lo cual se requiere por lo menos entre dos y tres cosechas por semana para obtener frutos con adecuada coloración. Se deben recoger los frutos de consistencia dura, firmes, de color vino tinto brillante, sanos, enteros y con péndulo, según el índice de madurez como se observa en la Figura 2. Es importante aclarar que la mora es una fruta no climatérica, por lo que la madurez de cosecha debe ser igual o muy cercana a la de consumo, ya que los frutos una vez
separados de la planta no siguen madurando, si se recolecta en estado verde no alcanza las características de color, sabor y se reduce
notablemente el rendimiento por no alcanzar el peso real de la fruta en óptimo estado de cosecha, y por lo contrario, si la fruta se recoge demasiado madura, la vida útil en la postcosecha será extremadamente corta, de 3 a 4 días en condiciones ambientales (Castro & Cerdas, 2005; Cueva, 2010; Gérman & Giraldo, 2002; Montalvo, 2010).
crecimiento de microorganismos que producen la fermentación y el exceso de calor acelera la maduración (Montalvo, 2010).
Figura 2. Índice de madurez para la cosecha de Mora de Castilla
(INEN, 2010)
Las moras pueden sufrir daño físico por manipulación excesiva o simplemente por el sobrepeso en el sistema de empaque, por ello se
recomienda recoger la fruta en recipientes no muy profundos, para evitar el sobrepeso. Es preferible realizarlo en empaques individuales de 125 a 250 g, en el mismo recipiente que se va a transportar para evitar la excesiva manipulación. Para disminuir la manipulación es preferible seleccionar la fruta al momento mismo de la recolección. Se debe acopiar en lugares frescos y ventilados (Cueva, 2010; Montalvo, 2010; Paz, 2008).
Otros factores que se deben tomar en cuenta son: el control de maleza (mayor disponibilidad de agua, luz, nutrientes y buena circulación de aire a través del cultivo), de plagas y enfermedades (aceleran la fermentación y acortan su tiempo de vida útil), se deben realizar podas frecuentes (mayor rendimiento, mejor calidad de la fruta y brote de ramas productivas) (Gérman & Giraldo, 2002).
Según Paz (2008), la mora se puede clasificar en tres grados de calidad:
morado oscuro, prácticamente uniforme, y sin defectos; que posea una buena apariencia, sabor y olor normales.
2. El estándar también debe tener características que posean un buen color prácticamente uniforme; estar razonablemente libre de defectos; poseer un carácter razonablemente bueno, y tener un sabor y olor normales.
3. El subestándar es el de las bayas que no cumplen con los requisitos de las anteriores clasificaciones.
2.1.7. POSTCOSECHA DE MORA DE CASTILLA
El período postcosecha comienza en el momento de la separación del producto del medio donde ha crecido o en donde se ha producido y termina con la preparación del alimento para su consumo final o para su posterior conservación (Rahman, 2003).
El manejo del fruto desde la cosecha, empaque, transporte y almacenamiento debe ser muy cuidadoso ya que durante la etapa de
comercialización se pueden producir algunos daños importantes, entre ellos: reducción de la firmeza, daño mecánico, pudriciones y fermentaciones. En la
Tabla 4, se describen las operaciones de almacenamiento, empaque y transporte que se realizan para prolongar la vida útil de mora (Castro & Cerdas, 2005).
Según López Camelo (2003), las operaciones de acondicionamiento sirven para preparar a la fruta para su comercialización, con el propósito de
garantizar su adecuada sanidad, madurez y presentación.
Las operaciones de acondicionamiento de la fruta son las siguientes (Gérman & Giraldo, 2002):
Separar y desechar los frutos no aptos para la comercialización, es decir, los que no cumplan con la calidad exigida.
Agrupar la fruta con características de calidad similar de acuerdo a lo convenido con el cliente.
Remover el exceso de agua adherida a la superficie de la fruta, por algún método que no afecte desfavorablemente su calidad e integridad.
Disponer de la fruta en canastillas, canecas o en empaques de venta al consumidor final.
Entregar la fruta en un tiempo máximo de 8 a 12 horas después de la cosecha.
Tabla 4. Operaciones Postcosecha de Mora de Castilla
Factor Requisitos
Almacenamiento
En refrigeración de 0-1 ̊C y 92% de humedad. En galera o bodega
debe ser fresca que proteja a la fruta del sol. Deben tener una buena
aireación, pisos paredes, techo limpios para evitar la contaminación
con hongos, insectos, polvo u otros.
Empaque
El empaque debe ser fabricado con material no tóxico, debe evitar la
mezcla de la fruta con materiales extraños y humedad, entre otros.
Los tipos de empaque que existen son: cajas de madera, de cartón,
canastillas plásticas, canecas plásticas, contenedores pequeños de
plástico cubiertos con vitafilm o vinipel.
Transporte
Disponer de elementos de protección (contra sol, lluvia y viento) y
conservación (refrigeración) de la fruta en el vehículo, es preferible
en furgones. Se debe realizarlo en horas frescas del día.
2.1.8. USOS
La mora se puede consumir de varias formas: en estado fresco e industrializado. En estado fresco el fruto se consume entero o licuado, sin que haya mediado ninguna transformación. En esta forma se encuentra en las ferias del agricultor, mercados tradicionales y supermercados (Castro & Cerdas, 2005).
En la agroindustria se ofrecen diversas opciones como: néctares, jugos, pulpas, mermeladas, jaleas, vino, lácteos (helados, malteadas), repostería y confitería (Bentham, 2011; Casaca, 2005).
2.2. TECNOLOGÍA POSTCOSECHA
Pérdidas en cantidad y calidad afectan los productos hortofrutícolas entre la cosecha y el consumo. La magnitud de las pérdidas postcosecha de estos productos está estimada de un 5 a un 25% en países desarrollados, y de un 20 a un 50% en países en vías de desarrollo, dependiendo del tipo de producto. Para reducir estas pérdidas, productores y comerciantes deben: 1) entender los factores ambientales y biológicos que están involucrados en el deterioro y 2) el uso de tecnologías postcosecha para retardar la senescencia, mantener el producto en su mejor calidad posible y para proporcionar alimentos con funcionalidades mejoradas (Kader, 2007).
Los tres objetivos principales de la aplicación de la tecnología postcosecha a los productos hortofrutícolas son (FAO, 2000):
1. Mantener la calidad (apariencia, textura, sabor y valor nutritivo) 2. Proteger o garantizar la seguridad alimentaria
Entre las tecnologías postcosecha están la alta presión, irradiación UV-C, pulsos eléctricos, ultrasonidos de potencia, atmósferas modificadas, ozono y
los campos magnéticos oscilantes (Márquez & Petrell, 2013).
2.2.1. ALMACENAMIENTO REFRIGERADO
Las frutas y hortalizas son organismos vivos que deben mantenerse como tal durante al almacenamiento (Casp & Abril, 2003).
Las bajas temperaturas disminuyen la actividad de las enzimas y microorganismos responsables del deterioro de los productos perecederos. De esta manera se reduce la intensidad respiratoria, se retarda la producción de etileno (compuesto que acelera la maduración y senescencia), se evita las pérdidas de peso por transpiración (deshidratación). La suma de todos estos factores favorece la conservación de la frescura del producto así como la preservación de la calidad y el valor nutritivo (Casp & Abril, 2003; López, 2003).
Algunos factores que afectan la vida útil de productos frutihortícolas almacenados en refrigeración son: tipo de fruta, condiciones de refrigeración
después de la cosecha, transporte, almacenamiento, venta y distribución, higiene y procesado (intensidad y tipo de proceso) y la permeabilidad del
envase. Los factores que se deben controlar durante el almacenamiento en refrigeración según Saltos (2011) son: (Saltos, 2011):
Temperatura: Estable durante todo el almacenamiento, transporte y comercialización.
Circulación del aire: Adecuado, purificado (evitar mezcla de aromas).
2.2.2. ATMÓSFERA MODIFICADA
En las atmósferas modificadas (AM) o controladas (AC) se eliminan o se añaden gases para crear una composición atmosférica alrededor del producto que difiera de aquella del aire. El potencial beneficio o riesgo de las AM depende del producto, cultivar o variedad, edad fisiológica, composición atmosférica, así como de la temperatura y duración del almacenamiento (Kader, 2007).
En el almacenamiento por AC, la proporción de cada gas que compone la atmósfera se mantiene al mismo nivel durante el ciclo de distribución, así como la temperatura y la humedad relativa. Las AC se emplean para el almacenamiento y transporte de grandes cantidades de producto y requiere
de monitoreo constante y control preciso de la composición gaseosa (Welti, Vergara, Guerrero, García & Villa, 2005).
2.2.2.1. Empaque en Atmósfera Modificada
En el empacado bajo atmósferas modificadas, se remplaza el aire en un empaque por un solo gas o una mezcla de gases como nitrógeno (N2), oxígeno (O2) y dióxido de carbono (CO2). En ésta técnica no se requiere un control sobre la composición que cambia a través del tiempo debido a la respiración del producto y a la permeabilidad de los gases a través de la película que rodea al producto (Kuklinski, 2003; Welti et al., 2005).
generalmente por inyección de una mezcla de gases de una composición dada y en la pasiva permite crear una atmósfera apropiada o de equilibrio
cuando la permeabilidad de la película a los gases sea la correcta, por medio del consumo de O2 y la producción de CO2 originado por la respiración del órgano vegetal (Valdenegro & Escalona, 2010).
El control de vapor de agua dentro de un empaque en atmósfera modificada es importante porque si las frutas y hortalizas pierden agua, pierden turgencia y si por el contrario tiene una alta humedad relativa puede presentarse condensación afectando la apariencia y creando condiciones propicias para el crecimiento de microorganismos patógenos y deteriorativos (Zagory & Kader, 1988).
De acuerdo a la permeabilidad de la película, pueden ocurrir tres situaciones en la atmósfera interna del empaque (Welti et al., 2005):
Si es una película impermeable se pueden generar condiciones de
anaerobiosis lo que provoca deterioro fisiológico del producto.
Si la película es demasiado permeable se pueden generar
condiciones de aerobiosis que provocan deshidratación y pérdida de
peso del producto.
Si la película es de permeabilidad intermedia generará un balance
adecuado en los niveles de O2 y CO2 en AM y conservará el producto por mayor tiempo.
Tabla 5. Características Químicas y Efectos Bioquímicos de los Gases
Gas Característica
Nitrógeno
(N2)
Gas inerte, incoloro, inodoro e insípido. Es insoluble en agua y
en lípidos. Al aumentar la cantidad de nitrógeno, disminuye la
cantidad de oxígeno, y así se evitan oxidaciones y la
proliferación de microorganismos aerobios. Inhibe algunas
proteasas (enzimas que fragmentan las proteínas), lipasas
(enzimas que causan enranciamiento), descarboxilasas
(enzimas respiratorias). Por otra parte, evita el colapso de los
envases por depresión y mantiene la forma y el volumen del
envase.
Oxígeno
(O2)
Gas incoloro, inodoro e insípido. No es inerte sino altamente
reactivo, pero imprescindible para que puedan madurar las
frutas y hortalizas. Evita la proliferación de microorganismos
anaerobios. Por otra parte, es responsable de muchas
alteraciones, principalmente la oxidación enzimática y química
y degradación del beta caroteno.
Dióxido de
Carbono
(CO2)
Es un gas incoloro, inodoro, pero con un cierto sabor ácido.
Tiene propiedades fungicidas y bacteriostáticas, y ambas
acciones se potencian sobre todo a baja temperatura.
Disminuye la maduración de las frutas y hortalizas porque
inhibe su respiración y evita el ablandamiento.
(Kuklinski, 2003; Welti et al., 2005)
2.2.2.2. Aplicación de la atmósfera modificada en productos frutihortícolas
Tabla 6. Ventajas y desventajas del uso de AM en productos frutihortícolas
VENTAJAS DESVENTAJAS
Retarda la maduración
Reduce la producción y la sensibilidad
al etileno.
Retarda el ablandamiento y otras
reacciones asociadas a la maduración.
Puede reducir el daño por frío.
Si los niveles de CO2 son más altos
que los que el producto tolera puede
tener daño fisiológico.
Si los niveles de O2 son bajos puede
haber respiración anaeróbica y
producirse malos olores debido a la
acumulación de etanol y acetaldehído.
(Kader, 2007; Welti et al., 2005)
2.2.3. RADIACIÓN UV-C
La radiación UV-C es una radiación no ionizante que se obtiene de fuentes artificiales, tales como lámparas germicidas, que emiten la mayor parte de la energía a una longitud de onda de 254 nanómetros (nm) y que posee una
importante acción bactericida. De este modo, se han realizado
investigaciones orientadas a determinar las bases fisiológicas de los efectos de la radiación UV-C en alimentos, así como los beneficios que puede
proveer esta tecnología (Andrade & Moreno, 2012; Aquaflash, 2009; Shama & Alderson, 2005).
En los últimos años, el tratamiento con radiación UV-C se propuso como un método para reducir las pérdidas postcosecha de productos frutihortícolas ocasionadas por el ataque de microorganismos, retrasar la sobre-maduración y senescencia, y para producir un efecto beneficioso, basándose en el concepto de “hormesis” (Luckey, 1980), definido como la estimulación
La aplicación de la radiación UV-C en frutas y hortalizas ha resultado un sistema efectivo para prolongar la vida útil de estos productos por ser letal
para la mayoría de los microorganismos. Los efectos de la luz UV-C sobre los microorganismos pueden variar de especie a especie y en las mismas especies, puede depender de la cepa y otras características como tipo y composición del alimento, afectando entre otras estructuras su material genético que causa un cambio físico de electrones que provoca la ruptura de los enlaces de ADN, lo que impide la multiplicación y la viabilidad de las células y mutaciones (Guerrero & Barbosa, 2009; Rivera, Gardea & Martínez, 2007).
Se ha recomendado usar la radiación UV-C en combinación con otras técnicas de conservación para obtener mejores resultados, ya que el daño acumulativo al ADN microbiano debido a la radiación parece eficaz disminuyendo el número de células de las bacterias, pero no en su totalidad, teniendo como resultado una esterilización incompleta (Allende & Artés, 2003).
2.2.3.1. Aplicación de la radiación UV-C como tratamiento postcosecha de productos frutihortícolas.
La radiación UV-C como tratamiento postcosecha ha demostrado ser
beneficioso para retrasar la incidencia en el desarrollo de microorganismos y en consecuencia la severidad de enfermedades postcosecha en productos frutihortícolas (Wang, Chen & Wang, 2009). Existen reportes del control eficaz de Alternaria en manzana Golden Delicious, para contrarrestar la pudrición causada por Botrytis cinerea en frutos de fresa, (Baka, Mercier, Corcuff, Castaigne & Arul, 1999), reducir el deterioro de mandarina por
Además, varios trabajos han permitido determinar que los tratamientos con bajas dosis de UV-C resultan valiosos para retrasar la senescencia y
maduración de diferentes productos frutihortícolas. Los efectos se han descrito en hortalizas de hoja como lechuga (Allende & Artés, 2003), naranja, uva y frutilla (Baka et al., 1999), carambola (Henríquez, 2012), racimos de brócoli (Costa, Civello, Chaves & Martínez, 2006), mortiño (Andrade, 2012; De la Cruz, 2011), naranjilla (Díaz, 2012; Lara, 2012), uvilla (Guijarro, 2012; Toapanta, 2012), tomate de árbol (González, 2010), mora de castilla con espinas (Cueva, 2010), mora de castilla sin espinas (Angulo, 2013), entre otros.
La radiación de frutas y vegetales presenta ventajas y limitaciones, como cualquier otro método de conservación, las cuales se indican en la Tabla 7.
Tabla 7. Ventajas y desventajas del uso de radiación UV-C
Ventajas Desventajas
No produce alteraciones
organolépticas en la mayor parte
de los alimentos.
No produce residuos químicos ni
radiación.
Método físico en el cual la energía
es el medio germicida, sin generar
productos secundarios
indeseables.
Efectivo para la desinfección de
diversas superficies.
Eficaz para la inactivación de
muchos organismos.
Bajo costo y mantenimiento.
Los organismos protegidos por
sólidos (partículas, polvo o
cubiertas) no son afectados.
Poca penetración en materiales
sólidos y líquidos no
transparentes.
Para desinfección, la unidad o
equipo de UV-C se debe colocar
tan cerca como sea posible al
objetivo en el proceso.
Posible desarrollo de resistencias
por parte de los microorganismos
que se someten a dosis de radiación “efecto hormético”.
2.2.3.2. Efectos de la radiación UV-C en la composición nutricional de los alimentos
Se ha demostrado que el tratamiento con radiación UV-C es efectivo para reducir significativamente la actividad de gran parte de las enzimas como las oxidoreductasas, hidrolasas, lipasas, isomerasas, proteinasas que están presentes en algunas frutas, vegetales, carnes, pescados y mariscos, pero solo en una superficie de 0,1 mm de profundidad (Tagle, Coello & Hidalgo, 2011).
Según estudios realizados por Cantos, Espín, Fernández, Olivia, y Varberan (2003), sugieren que la UV-C puede alterar la composición nutricional de algunas frutas y hortalizas, revelando su uso potencial en alimentos funcionales llamados así a los que aportan beneficios para la salud más allá de la nutrición básica. Por ejemplo, acelera la capacidad de las frutas y hortalizas para producir antioxidantes, dándoles un valor agregado, porque la radiación provoca el inicio de un mecanismo de defensa de los vegetales, al recibir esta energía como una agresión, activando los mecanismos metabólicos responsables de generar los compuestos antioxidantes (Gimferrer, 2012). En diversos estudios se ha reportado, incremento de antioxidantes: antocianinas en mora de castilla con espinas (Cueva, 2010;
Repice, Martínez, Civello, Sozzi & Aries, 2003), fenoles totales y mayor poder anti-radical en carambola (Henríquez, 2012), flavonoides, fenoles
2.3. RADICALES LIBRES Y ANTIOXIDANTES
2.3.1. LOS RADICALES LIBRES
Un radical libre es una molécula o un fragmento molecular muy reactivo e inestable, que contiene uno o más electrones no apareados en su orbital exterior. Son metabolitos secundarios de los procesos oxidativos normales de las células. Son capaces de reaccionar con muchos componentes celulares, entre los que incluyen ADN, proteínas y lípidos; reacción que puede provocar modificaciones del funcionamiento normal de estas moléculas (pues la molécula a la que le han “robado” el electrón busca a su
vez otra molécula) y así iniciar cambios patológicos. La pérdida de uno de los electrones que forman una pareja se conoce como oxidación. El proceso de devolver un electrón a su pareja original se conoce como “reducción” en
acción. En la Figura 3, se puede observar la formación un radical libre
(Challem & Block, 2008; Vasudevan, Sreekumari & Vaidyanathan, 2011; Webb, 2007).
Figura 3. Formación de radical libre
cambio, en cantidades excesivas tienen la capacidad de dañar las células y el material genético (Criado & Moya, 2009).
Los radicales libres pueden atacar a las proteínas provocando cambios estructurales, que a su vez, disminuyen la habilidad de estas macromoléculas para llevar a cabo las tareas que les corresponden en nuestro cuerpo: síntesis de hormonas y enzimas, formación y reparación de tejidos, entre otras (Challem & Block, 2008).
2.3.2. LOS ANTIOXIDANTES
El término “antioxidante” se refiere a cualquier molécula capaz de estabilizar
o desactivar los radicales libres antes de que puedan atacar a las células. Los antioxidantes se clasifican en endógenos (fabricados por la propia célula) y exógenos (no enzimáticos obtenidos a través de la alimentación o suplementos dietéticos) (Rahman, 2007).
En la Tabla 8 se indica la clasificación de los antioxidantes.
Tabla 8. Clasificación de los antioxidantes
Exógenos Endógenos
Vitaminas E y C Catalasa (CAT)
Ácido úrico Glutation S-transferasas
Betacarotenos Tioredoxina-reductasas
Flavonoides Superóxido-dismutasa (SOD)
Licopenos Gutation-peroxidasa (GPX)
Glutation Sulfoci-metionina-reductasas
Los compuestos antioxidantes son un grupo de vitaminas, minerales y enzimas que protegen el cuerpo de la formación de estos radicales: cuatro
enzimas los neutralizan en el organismo naturalmente son la superóxido dismutasa, metionina reductasa, catalasa, gutation peroxidasa. El cuerpo los produce pero, la acción de estas enzimas barredoras, pueden ser suplementadas por una dieta rica en antioxidantes como las vitaminas A, E, C, el selenio, el zinc, entre otros nutrientes (Halliwell, 2000).
El papel de los antioxidantes es clave en la reducción de enfermedades cardiovasculares, de tumores y enfermedades neurodegenerativas; también actúan potenciando el sistema inmunológico (Vilaplana, 2007).
Las frutas frescas y secas, vegetales, hortalizas, legumbres, cereales, aceites y en algunas carnes, pescados y mariscos son considerados como fuentes de compuestos con poder antioxidante como fenoles, antocianinas, carotenoides, entre otros (Vela, 2010). Algunas fuentes de antioxidantes de la dieta se presentan en la Tabla 9.
Tabla 9. Fuentes de antioxidantes provenientes de frutas y vegetales
Antioxidante Fuente Vitamina C Cítricos, kiwi, papaya
Vitamina E Cereales integrales, plantas oleaginosas, yema de huevo
Zinc Cereales integrales, carne, pescado
Selenio Cereales integrales, carne, pescado, mariscos
Carotenoides Tomate (licopeno), frutas y vegetales de color amarillo (betacaroteno)
Polifenoles Café (hidroxinamatos), té verde, cacao, vino, frutos silvestres y soja (flavonoides)
La presencia natural de antioxidantes en los alimentos cumple, primordialmente, la función de prevenir y/o retardar el daño oxidativo que
afecta a los lípidos y, en menor grado, a las proteínas. Como consecuencia de ello, protegen a los alimentos contra la pérdida del valor nutricional asociado al consumo oxidativo de dichos nutrientes (Flores, Sandoval, Valdivia & Aguilar, 2010).
2.3.2.1. Compuestos Fenólicos Totales
El término “compuestos fenólicos” engloba a todas aquellas sustancias que
poseen varias funciones fenol, nombre popular del hidroxibenceno, unido a estructuras aromáticas o alifáticas. Los tres grupos más importantes son los flavonoides, los ácidos fenólicos y los polifenoles (Creus, 2004; Martínez, Periago & Ros, 2000).
Sus principales funciones en las células vegetales son actuar como: metabolitos esenciales para el crecimiento y reproducción de las plantas, y como agentes protectores frente a la acción de patógenos, siendo secretados como mecanismo de defensa (Butler, 1992).
Los compuestos fenólicos están relacionados con la calidad sensorial de los alimentos de origen vegetal tanto frescos como procesados. Su contribución
a la pigmentación de los alimentos vegetales está claramente reconocida, a través de las antocianidinas. Además, la reacción de oxidación de los compuestos fenólicos hacia la formación de quinonas, catalizada por las enzimas polifenol oxidasas, produce un pardeamiento enzimático en los alimentos, fenómeno de vital importancia para asegurar la calidad de frutas y
verduras durante el procesado. Los taninos condensados o
La actividad antioxidante de los compuestos fenólicos tiene interés desde un punto de vista tecnológico y nutricional. Así, los compuestos fenólicos
intervienen como antioxidantes naturales de los alimentos, por lo que la obtención y preparación de alimentos con un alto contenido en estos compuestos supone una reducción en la utilización de aditivos antioxidantes, a la vez que se obtienen alimentos más saludables, que incluso pueden llegar a englobarse dentro de los alimentos funcionales. Desde un punto de vista nutricional, esta actividad antioxidante se asocia con su papel protector en las enfermedades cardiovasculares y el cáncer así como en procesos de envejecimiento (Martínez et al., 2000).
2.3.2.1.1. Antocianinas
Las antocianinas son glucósidos de antocianidinas, pertenecientes a la familia de los flavonoides, es decir, están constituidas por una molécula de antocianidina, que es la aglicona, a la que se le une un azúcar por medio del enlace β-glucosídico como se observa en la Figura 4 (Aguilera, Reza, Chew
& Meza, 2011).
Las antocianinas son pigmentos naturales responsables por una variedad de colores atractivos y brillantes de frutas, flores y hojas que varían desde el
rojo vino al violeta o azul (González, 2011).
Factores como su misma estructura química, pH, concentración, temperatura, presencia de oxígeno y ácido ascórbico, y actividad de agua de la matriz determinan la estabilidad del pigmento (Garzón, 2008).
Las antocianinas están presentes en diferentes órganos de las plantas, tales como frutas, flores, tallo, hojas y raíces (Aguilera et al., 2011). La principal fuente de antocianinas son frutas rojas, principalmente las bayas y uvas rojas, cereales, principalmente maíz morado, vegetales y vino rojo entre las bebidas (Escribano, Beulga & Rivas, 2004; Harbone, 1993).
El interés en los pigmentos antociánicos se ha intensificado por sus propiedades farmacológicas y terapéuticas. Durante el paso del tracto digestivo al torrente sanguíneo de los mamíferos, las antocianinas permanecen intactas y ejercen efectos terapéuticos conocidos que incluyen la reducción de la enfermedad coronaria, efectos anticancerígenos, antitumorales, antiinflamatorios y antidiabéticos; además del mejoramiento de la agudeza visual y del comportamiento cognitivo (Aguilera et al., 2011;
Garzón, 2008).
Estos pigmentos representan un potencial para el reemplazo competitivo de los colorantes artificiales y para la obtención de productos de valor agregado dirigidos al consumo humano (Garzón, 2008).
2.3.2.2. Capacidad Antioxidante Total
puede ofrecer una idea de cómo se encuentra el conjunto de la respuesta antioxidante ante cada agresor oxidativo en cada sistema (Londoño, 2009;
Quintanar & Calderón, 2009).
Los métodos de determinación de la actividad antioxidante total se basan en comprobar cómo un agente oxidante induce daño oxidativo a un sustrato oxidable, daño que es inhibido o reducido en presencia de un antioxidante. Esta inhibición es proporcional a la actividad antioxidante del compuesto o de la muestra. Existen ensayos que se basan en la cuantificación de los productos formados tras el proceso oxidativo. Los distintos métodos difieren en el agente oxidante, en el sustrato empleado, en el tiempo de evaluación, en la técnica instrumental utilizada, la sensibilidad y en las interacciones de la muestra con el medio de reacción (Gil, Barberán, Hess & Kader, 2002; Gutiérrez, Ledesma, García & Grajales, 2007).
Existen métodos directos e indirectos para medir la actividad antioxidante. En los métodos indirectos se estudia la habilidad del antioxidante para estabilizar algún radical libre, de hecho, se ha popularizado el uso de algunos radicales libres metaestables, coloreados, con fuerte absorción en el espectro visible, como herramienta para determinar actividad estabilizadora de radicales libres por ejemplo DPPH• (2,2-difenil –1-picrilhidraziI), ABTS•+
(ácido 2,2'-azino-bis-(3-etillbenzotiazolin-6-sulfonico), entre otros. Por su parte, los métodos indirectos están basados en el estudio del efecto de un
antioxidante sobre la degradación oxidativa de un sistema, de los cuales los más usados han sido: proteínas, ácidos nucleicos, plasma sanguíneo, grasas, liproteínas, entre otros (Londoño, 2009).
Según Kukosqui, Vega, Ríos, Felt, Troncoso & Agustín (2005) los métodos más aplicados para evaluar la actividad antioxidante son DPPH• y ABTS•+
El ensayo ABTS / TEAC (Trolox Equivalent Antioxidant Capacity) mide la capacidad antioxidante en equivalentes de trolox. Este ensayo se fundamenta en la cuantificación de la decoloración del radical ABTS•+
(presenta coloración azul-verde), debido a la interacción con especies donantes de hidrógeno o de electrones. El radical catiónico ABTS•+ es un
cromóforo que absorbe a una longitud de onda de 415 ó 734 nm y se genera por una reacción de oxidación del ABTS•+ con persulfato de potasio. Es
soluble tanto en medio acuoso como orgánico y permite la evaluación de antioxidantes hidrofílicos y lipofílicos (Rojano et al., 2008).
El DPPH• es un radical orgánico estable de color violeta, cuya absorbancia
disminuye al ser reducido por un antioxidante (AH):
El ensayo se fundamenta en la medición de la capacidad antioxidante para
estabilizar el radical DPPH•, esta cuantificación puede hacerse
espectrofotométricamente midiendo el grado de decoloración de una disolución metanólica de DPPH• (20 mg/L), a una longitud de onda de
515-517 nm. Se disuelve solo en medio orgánico y se estabiliza en 5 horas de agitación constante a diferencia del ABTS•+ que requiere alrededor de 16
3. METODOLOGÍA
3.1. MATERIAL VEGETAL
Para esta investigación se utilizó mora de castilla (Rubus glaucus) sin espinas, cosechada en la parroquia Huachi La Magdalena, del cantón Ambato, provincia de Tungurahua. La fruta se cosechó en estados de madurez entre tres y cuatro según la escala presentada en la Figura 2, e inmediatamente fue trasladada a los laboratorios de la Facultad de Ciencias de la Ingeniería de la Universidad Tecnológica Equinoccial, donde se procedió a descartar los frutos con daño mecánico y los que no cumplieron con la maduración deseada. Los frutos se dividieron en dos grupos, según indica la Tabla 10.
Tabla 10. Dosis de radiación UV-C y atmósfera modificada para los frutos de mora de castilla sin espinas
Grupos Dosis radiación UV-C
Atmósfera
Modificada Denominación
Frutos
Control 0 kJ/m
2 0% Control
Frutos Tratados
0 kJ/m2 5% O2 + 5% CO2 AM
2 kJ/m2 5% O2 + 5% CO2 UVC-AM
como referencia el eje longitudinal. La intensidad de la radiación fue medida con un radiómetro digital (UVX Radiómeter UVP).
Se pesaron alrededor de 160 g de frutas tratadas y control y se colocaron en bandejas plásticas de PVC con dimensiones de 10 cm x 9 cm x 6 cm, con perforaciones.
Para el tratamiento con atmósfera modificada se realizó un pre-enfriamiento a 4 °C durante 10 horas antes del empacado.
Para el empacado en AM se usaron bolsas de 30.5 cm x 40.6 cm de polietileno de baja densidad de permeabilidad selectiva (PEAKfresh), se colocaron 4 bandejas en cada bolsa. La inyección de gases en el empaque se realizó en una empacadora de vacío Komet, Vacuboy.
Los frutos fueron almacenados en una cámara de refrigeración a 4 °C durante 20 días, cada cinco días de almacenamiento se tomaron 50 g de muestra al azar de cada bandeja y para cada tratamiento para medir humedad y pérdida de peso, se conservó tejido en congelación para el posterior análisis del contenido de compuestos antioxidantes: antocianinas, fenoles totales y la capacidad antioxidante total. Los ensayos se realizaron
por triplicado.
Los análisis bioquímicos se realizaron hasta el día 15 de almacenamiento ya que en estudios preliminares se determinó que ese es el tiempo máximo de vida útil de la mora de castilla (Rubus glaucus)sin espinas.
3.2. PÉRDIDA DE PESO
pérdida de peso se expresó como el porcentaje de pérdida de masa en relación a la masa inicial, como se indica en la ecuación [1].
Pérdida de peso (%) =Pi−Pf
Pi ∗ 100% [1]
Donde:
Pi = Peso inicial
Pf = Peso al término de cada período de almacenamiento
3.3. DETERMINACIÓN DE HUMEDAD Y MATERIA SECA
La determinación de humedad se realizó según el método oficial de la AOAC 930.15. Se pesaron 5 g de muestra fresca en un plato de aluminio previamente pesado y tarado y se secó a 105°C hasta peso constante. Los análisis se realizaron por triplicado. Los resultados se expresaron en porcentaje de humedad, según la ecuación [2] y la materia seca se calculó
por diferencia según la ecuación [3]. (AOAC, 2005)
Humedad (%) = ((Peso cápsula+muestra)−(Peso cápsula+muestra seca)
(Peso cápsula+muestra)−(Peso cápsula) ) (100%) [2]
Materia seca (%) = 100%–Humedad (%) [3]
3.4. DETERMINACIÓN DE COMPUESTOS ANTIOXIDANTES
Una porción significativa (50 g) del tejido congelado se trituró en un mimipimer Philips. En una balanza analítica (Adventurer Ohaus) se pesaron
0.5 g en un tubo falcon protegido de la luz. La muestra se homogenizó con 10 ml de etanol en un agitador magnético (Velp Scientifica) durante 15 min a 4°C, y se centrifugó en una centrífuga (Hermle Labortechnik) a 6000 rpm durante 15 min a 4 ̊C. El sobrenadante se separó y se dispensó en frascos ámbar de 20 ml para ser almacenado a -20 ̊C.
Los extractos etanólicos preparados (sobrenadante) se utilizaron para la determinación del contenido de fenoles totales y la capacidad antioxidante.
3.4.2. DETERMINACIÓN DEL CONTENIDO DE FENOLES TOTALES
El contenido de fenoles totales se medió usando el método colorimétrico con el reactivo de Folin-Ciocalteau (Singleton & Rossi, 1965) con ligeras modificaciones. Una alícuota de 45 µL de extracto se transfirió a un tubo que contenía 1155 µL de agua bidestilada; se añadieron 100 µL de la solución del reactivo Folin-Ciocalteau y agua destilada (1:1), se homogenizó y se
mantuvo a temperatura ambiente por 3 min. Inmediatamente se añadieron 200 µL de Na2CO3 al 20% (p/v) en NaOH 0,1 N. Esta mezcla se homogenizó, se cubrió con papel film y se mantuvo en reposo a temperatura ambiente durante 60 min, luego se realizó las lectura de la absorbancia a 760 nm utilizando un espectrofotómetro (Génesis 20- Thermo Spectronic).
(Singleton & Rossi, 1995)
3.4.3. CUANTIFICACIÓN DE ANTOCIANINAS TOTALES
Para la cuantificación de antocianinas totales se utilizó el método de Beas et.al. (2011) con ligeras modificaciones. Una cantidad (50 g) de tejido congelado se trituró en un minipimer Philips, de la cual se pesaron 0.17 g. La muestra se mezcló con 10 ml de metanol-HCl 1% (para mantener pH) en un agitador durante 15 min a 4°C, y posteriormente se centrifugó a 6000 rpm durante 15 min a 4°C. El sobrenadante se separó mediante filtración y el pellet se mezcló con 10 ml del solvente y se repitió el proceso una vez más o hasta que el pellet quedó completamente blanco. Los sobrenadantes se recogieron en el mismo tubo y al finalizar las extracciones se aforó a un volumen final de 30 ml con solvente. La preparación del extracto se realizó en oscuridad para evitar el deterioro de las antocianinas.(Beas et al., 2011)
Para comprobar la longitud de onda de máxima absorción de la muestra, se realizó un barrido espectral donde se observó que el pico más alto de absorción es de 530nm, siendo ésta la longitud de onda utilizada para las mediciones.
Se expresó el contenido de antocianinas totales por gramo tejido seco (como equivalentes de cianitidina-3-glucósido, según la ecuación [4].
C = (A
Ɛ) ( Vol
1000) (PM) ( 1
Peso muestra) (10
6) [4]
Donde
C = Concentración de antocianinas totales (mg/g)
A = Absorbancia máxima
Ɛ = Absortividad molar cianidina-3-glicósido (25955/cmM)
Vol = volumen total del extracto de antocianinas
3.4.4. CAPACIDAD ANTIOXIDANTE
3.4.4.1. Determinación de Capacidad Antioxidante Total por el método ABTS•+
La capacidad antioxidante se determinó por espectrofotometría en los extractos etanólicos. El análisis se basó en una decoloración del radical ABTS•+ según la metodología desarrollada por Re (1999) y descrita por
Kuskoski (2005) con ligeras modificaciones.
El radical ABTS•+ se obtuvo mediante la reacción de ABTS•+ 7 mM con
persulfato de potasio 2.5 mM incubados a temperatura ambiente, sin agitación y en oscuridad durante 16 h. Una vez formado el radical ABTS•+,
se diluyó con etanol hasta obtener un valor de absorbancia entre 0.695 – 0.705 a 734 nm. Se diluyeron aproximadamente 200 µL ABTS•+ en 25 ml de
etanol.
A 1000 µL de la dilución del radical ABTS•+ se añadieron 10 µL de extracto.
La muestra se homogenizó y se dejó reposar 6 minutos previo a la lectura de su absorbancia a 734 nm; tomando en cuenta que la medida resulta válida al obtener entre un 20 y 80% de inhibición, comparada con la absorbancia de
la lectura de referencia, la misma que se preparó sustituyendo el volumen de extracto por etanol.
3.4.4.2. Determinación de Capacidad Antioxidante Total por el método DPPH•
La capacidad antioxidante se determinó por espectrofotometría en los extractos etanólicos través de la reacción con el radical estable 2,2-difenil-1-picrilhidrazil (DPPH•) en etanol, según el procedimiento descrito por Brand
Williams, Cuvelier & Berset, (1995) con ligeras modificaciones.
Alícuotas de diferentes volúmenes de muestra (volumen final 250 µL) se añadieron a 1 ml de una solución de DPPH• 40 mg/L en etanol (volumen
final de reacción 1250 µL). Se homogenizó, y la absorbancia fue medida a 515 nm después de 45 min empleando un espectrofotómetro. Se realizó la cinética de consumo de DPPH• con diferentes cantidades de extracto para
determinar el tiempo de reacción y se determinó que a este tiempo (45 min) la reacción alcanza un plateau o estado estacionario. El consumo de DPPH•
fue calculado usando una curva de calibración de 60 a 160 µL con trolox 0.2mM en el volumen final de reacción. Los resultados se expresaron como µmol de trolox/ g de tejido seco. El ensayo se realizó por triplicado.(cuestaBrand, Cuvelier & Berset, 1995)
3.5. ANÁLISIS ESTADÍSTICO
Para el análisis de los resultados se empleó un diseño experimental AxB, donde la variable A representó los tratamientos: dosis de atmósfera modificada y radiación UV-C y la variable B el tiempo de almacenamiento. Se analizó la influencia sobre pérdida de peso, fenoles totales, antocianinas totales y capacidad antioxidante total.
La correlación de la capacidad antioxidante total entre los métodos ABTS•+ y DPPH•, se determinó mediante un análisis de regresión bivariada a través
4. ANÁLISIS DE RESULTADOS
4.1. EFECTO DEL USO COMBINADO DE LA RADIACIÓN
UV-C Y ATMÓSFERA MODIFIUV-CADA SOBRE LA PÉRDIDA
DE PESO
Durante el almacenamiento los frutos de todos los tratamientos presentaron un incremento de la pérdida de peso, que sería resultado de la pérdida de
agua debido a los procesos de transpiración y respiración (Sora et al., 2006). Los frutos control mostraron mayor pérdida de peso en relación a los frutos tratados con AM y UVC-AM, que no presentaron diferencias significativas entre sí, a lo largo del almacenamiento.
Como se puede observar en la Figura 5, en el día 20, los frutos control presentaron 4.6 veces más pérdida de peso (18.52%) que los frutos tratados cuyo valor fue de 4.02%, 3.99% para AM y UVC-AM, respectivamente. En base a estos resultados se comprueba que el almacenamiento en refrigeración combinado con la radiación UV-C y atmósfera modificada ayuda a reducir la de pérdida de peso en mora de castilla (Rubus glaucus) sin espinas.
Estos resultados son similares a los encontrados en varios estudios realizados en mora de castilla sin espinas (Angulo, 2013), mora con espinas (Cueva, 2010) y cabezas de brócoli (Lemoine, Civello, Martínez & Chaves, 2007) en donde los frutos tratados con radiación UV-C presentaron una pérdida significativamente menor que las muestras control. Por otro lado, en estudios realizados en ciruela tipo fraile (Cantín, Crisosto & Day, 2008),
puede deberse al tipo de empaque utilizado, el cual puede actuar como una barrera semipermeable que permite regular adecuadamente los intercambios
gaseosos entre el órgano vegetal y el ambiente que los rodea (Terán, 2013; Thompson & Mitchell, 2007).
Figura 5. Pérdida de peso de mora sin espinas control y tratadas almacenadas a 4°C.
Letras minúsculas diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos (p<0.05) en un mismo
día de análisis. Letras mayúsculas diferentes indican diferencias significativas para un mismo
tratamiento durante el tiempo de almacenamiento. Diferencia de Tukey = 2.462
4.2. EFECTO DEL USO COMBINADO DE LA RADIACIÓN
UV-C Y ATMÓSFERA MODIFIUV-CADA SOBRE EL UV-CONTENIDO
DE FENOLES TOTALES
En la Figura 6 se observa que durante el almacenamiento el contenido de
fenoles totales disminuyó para todos los frutos, tanto control como tratados. La pérdida de compuestos fenólicos al final del período de almacenamiento fue de 28.22%, 25.16% y 18.80% para UVC-AM, AM y frutos control, respectivamente. Probablemente el uso combinado de radiación UV-C y
aD aC aB aA aA bA bA bA
aA bA bA bA
0 4 8 12 16 20
0 5 10 15 20
P ér d ida d e P es o ( % )
Tiempo de almacenamiento (días)
