LIBRO MANEJO AGROECOLOGICO PLAGAS RAICES

Texto completo

(1)INISAV-INIFAT Curso-taller nacional “Manejo Agroecológico de Plagas en la Agricultura Suburbana”. Programa de Agricultura Urbana y Suburbana. Ministerio de la Agricultura. Ciudad de La Habana. 22-26 de marzo de 2010.. Manejo agroecológico de plagas en los cultivos de malanga, yuca y boniato Ana Ibis Elizondo Silva Ing. Agron. Grupo Manejo de Plagas. INISAV. CE: aelizondo@inisav.cu. 1. Introducción. La malanga (Xanthosoma spp. y Colocasia esculenta), es considerada una de las especies de raíces y tubérculos con gran potencial en las zonas tropicales. Los cormos, denominación botánica del tallo subterráneo, se utilizan para la alimentación humana, animal y para diferentes usos industriales (Pérez, 2001; Folgueras et al., 2009). Desde 1988 forma parte de la dieta diaria de millones de personas alrededor del mundo, originalmente en África, Asia, Oceanía, y debido sobre todo a la fuerte inmigración a occidente recientemente en América y Europa. La malanga es un producto valioso en los países tropicales y subtropicales. Los valores nutricionales y su fácil cocción unida a sus cualidades digestivas, hacen de este cultivo un producto de alta demanda en el mercado nacional, así como en la dieta de hospitales, hogares de ancianos y círculos infantiles. Es por ello que el Ministerio de la Agricultura plantea obtener un aumento significativo en su producción en los próximos años, con la finalidad de satisfacer las demandas crecientes del mismo. En Cuba se cultivan bajo este nombre dos géneros: Colocasia y Xanthosoma, el primero originario del sureste de Asia entre la India e Indonesia, del cual se consumen indistintamente cormos y cormelos; y el segundo, originario de América, del que son comestibles solamente los cormelos, con excepción de la malanga de masa amarilla. Para diferenciar un género de otro la manera más fácil es a través de la forma de la hoja, que es peltada en Colocasia y sagitada en Xanthosoma (INIVIT, 2008). La yuca (Manihot esculenta Crantz) es un arbusto perenne, con un ciclo de 1 ó 2 años y se encuentra en regiones tropicales y subtropicales donde se logran elevados rendimientos. Es un cultivo de propagación vegetativa con alta tolerancia a la sequía (Bellotti et al., 1999). La raíz tuberosa de la yuca contiene alto valor nutritivo, desempeña un papel importante ya que proporciona un 80 % o más de las calorías necesarias para la alimentación humana y sus posibilidades en la alimentación animal. Los rendimientos pueden ser de hasta 10 000 qq/cab., se recomienda su siembra en la etapa óptima (diciembre-febrero) utilizando la estrategia clonal adecuada, de los elementos que motivan el mejoramiento radica en los bajos rendimientos y las afectaciones por plagas y enfermedades (Milián et al., 2002; Castellanos et al., 2009)..

(2) En Cuba es un alimento muy importante en la dieta y su producción se destina al consumo nacional, por su gran aceptación se le considera un plato nacional (Guerra y Ojeda, 1989). Por tratarse de un cultivo de ciclo largo está expuesto a diversos ataques de plagas y enfermedades (Lozano et al., 1981). En Cuba está ampliamente extendido, en el año 2007 se sembraron 85 000 ha solo en el MINAGRI y una cantidad similar en las áreas agrícolas del MINAZ (INIVIT, 2007). El boniato (Ipomoea batatas (L.) es una planta anual con un ciclo de cuatro a siete meses, este tubérculo es originario de América Central, su cultivo se extendió a países donde las condiciones del clima y del suelo le fueron favorables, por lo que actualmente abarca los hemisferios norte y sur. Es un cultivo tolerante a la sequía, pero el manejo del riego es fundamental para lograr mayores rendimientos y la incidencia de insectos que atacan el tubérculo (Castellón, 2003; Piedra et al., 2008). En nuestro país constituye, en cuanto a vianda se refiere, la base de la alimentación. Por otra parte el boniato se utiliza como fuente de alimentación animal por parte de los campesinos, ya sea el follaje o los tubérculos, puede sustituir en gran parte los cereales. En los últimos años se han desarrollado trabajos de mejoramiento para la obtención de clones con rendimientos altos y estables, resistencia a plagas y enfermedades, gran adaptabilidad al ambiente con un corto ciclo de cosecha que permite su rotación con otros cultivos (Morales y Lima, 1990; Sánchez et al., 2002). 2. Principales problemas fitosanitarios Entre los principales agentes nocivos que afectan el cultivo de la malanga se encuentra el virus del mosaico (DsMV), el cual se trasmite principalmente por la semilla agámica y en los últimos 20 años ha tenido gran incidencia con pérdidas mayores del 90 %. Otras de las enfermedades de importancia son las causadas por los hongos, como las pudriciones secas causadas por Fusarium oxysporum, Rhizoctonia solani, Sclerotium rolfsii y Phytium spp. También se presenta bacteriosis atacando al follaje de las plantas causada por Xanthomonas sp. Los nemátodos del género Meloidogyne spp atacan las raíces y cormos, ácaros del género Rhyzoglyphus sp. y en menor escala existe la incidencia de áfidos (tabla 1). Tabla 1. Principales plagas que afectan a la malanga en Cuba. Órganos de la planta. Raíces, cormos y cormelos. Plagas clave. Síntomas. ácaro de la malanga (Rhizoglyphus sp.). Se observa como túneles o galerías que le dan a la corteza (cáscara) de la malanga un aspecto muy rugoso con acumulaciones de residuos que se ven como una arenilla agrupada. El cormo toma aspecto esponjoso. Presencia de nódulos, agallas, rajaduras y acorchamientos. Pudrición seca, extensa, corchosa, de tejido disgregado, pardo oscuro, que ocupa un tercio o más del cormo desde la base apical. Pudrición seca, corchosa, crecimiento de micelio blanquecino en el cormo o cormelo. Penetración de la bacteria al tejido desarrollando una pudrición suave, húmeda y fétida. Lesiones de color café oscuro con bordes claros, y llegan a invadir todo el tejido.. nemátodos (Meloidogyne spp.), (Pratylenchus sp.) pudrición seca (Fusarium oxysporum Schlecht) (Rhizoctonia solani Kühn) (Sclerotium rolfsii Sacc) (Phytium spp.) pudrición blanda del cormo (Erwinia sp.).

(3) Tallo. Hojas. pudrición seca (Fusarium oxysporum Schlecht) (Rhizoctonia solani Kühn) (Sclerotium rolfsii Sacc) (Phytium spp.) áfidos (Aphis gossypii Glover). virus del mosaico de la malanga (Dasheen Mosaic Virus (DsMV) mancha bacteriana (Xanthomonas sp.). nemátodos (Meloidogyne spp.), (Pratylenchus sp.). Pudrición semiseca o semihúmeda en la base del pedúnculo, de color amarillento en los bordes y pardo claro en el centro. Pudrición seca en el extremo del pedúnculo, pequeña, redondeada, pardo oscuro con bordes claros. El cultivo se torna amarillento y las hojas se enrollan por los bordes. El daño más importante es que son efectivos en la transmisión de enfermedades virales. Reducción del tamaño de las hojas, mosaico en forma de plumilla, deformaciones severas. Manchas necróticas de color marrón, separadas de la parte sana de la hoja por un halo clorótico amarillo brillante. El peciolo puede doblarse por la pudrición o flacidez ocasionada por la infección. Amarillamiento, hojas más pequeñas y marchitez.. Entre los principales agentes nocivos que afectan el cultivo de la yuca se encuentran la primavera de la yuca, la centella, el ácaro verde de la yuca y el tizón bacteriano. En este cultivo también están presentes otras plagas que afectan los rendimientos que es importante tener en cuenta para conformar un programa de manejo (tabla 2). Tabla 2. Principales plagas que afectan a la yuca en Cuba. Órganos de la planta. Tallo. Hojas. Plagas clave. tizón bacteriano (Xanthomonas axonopodis pv. Manihotis Jenkis) mancha parda (Cercospora henningsii Allesh) barrenador del cangre (Lagochirus dezayasi Dillon) primavera de la yuca (Erinnyis ello (L.) centella de la yuca (Lonchaea chalybea Wied) ácaro verde de la yuca (Mononychelus caribbeanae (McG) tizón bacteriano (Xanthomonas axonopodis pv. Manihotis Jenkis) mancha parda (Cercospora viscosae Muller and Chupp) mancha parda (Cercospora henningsii Allesh). Síntomas. Manchas angulares y marchitez del tallo. Necrosis en el tallo Barrena el tallo por el centro o partes blandas. Defoliación de las hojas. Ataca la yema terminal. Deformación de las hojas. Manchas angulares, defoliación en las hojas, marchitez. Defoliación de las hojas. Defoliación de las hojas.. El cultivo del boniato es atacado por diversas plagas como son el tetuán del boniato (Cylas formicarius), los crisomélidos (Diabrotica balteata), (Systena basalis) y nemátodos (Meloidogyne spp.), entre otras. Estas plagas pueden afectar tanto las hojas como las raíces y tubérculos de la planta (tabla 3). Tabla 3. Principales plagas que afectan al boniato en Cuba. Órganos de la planta. Plagas clave. Síntomas.

(4) nemátodos Meloidogyne spp.. Raíces. tetuán del boniato (Cylas formicarius (Sum.) Tubérculos. Hojas. gorgojo antillano (Euscepes porcellus) Boh. crisomélidos (Typophorus nigritus F.) crisomélidos (Diabrotica balteata Le Conte) crisomélidos (Systena basalis Duval) crisomélidos (Typophorus nigritus F.) Mancha (Cercospora ipomoeae, Albugo). Presencia de nódulos, agallas, rajaduras y acorchamientos. Se alimenta del tubérculo, abriendo galerías y provocando un sabor desagradable. Se alimenta del tubérculo, abriendo galerías. Se alimenta del tubérculo, el cual pierde valor comercial. Perforaciones en las hojas Perforaciones en las hojas Perforaciones en las hojas Defoliación de las hojas.. 3. Manejo de la plantación. 3. 1. Malanga. Época de siembra La malanga se puede sembrar en cualquier época del año. Sin embargo, las investigaciones realizadas demuestran que las siembras efectuadas en los meses de marzo, abril y mayo se obtienen mejores rendimientos del cultivo y calidad de cormelos. La fecha óptima de plantación es de enero a marzo. Principales clones comerciales. Xanthosoma. MACAL SPORT ( Xanthosoma sagittifolium) MORADA (Xanthosoma violaceum) AMARILLA ESPECIAL (Xanthosoma atrovirens) JAPONESA (Xanthosoma violaceum) SELECCIÓN INIVIT (Xanthosoma violaceum) MÉXICO 1 (Xanthosoma violaceum) MÉXICO 8 (Xanthosoma violaceum) Colocasia. CAMERUM 14 MC-2 ROSADA HABANA Prácticas culturales. ¾ ¾ ¾ ¾. Rotación de cultivos. Selección del material de plantación. Desinfección de la semilla. No efectuar tratamientos por inmersión porque crean condiciones favorables para el desarrollo de las pudriciones y los ácaros..

(5) ¾ Realizar muestreos al suelo antes de la plantación para detectar la presencia de nemátodos. ¾ Utilizar semilla libre de nemátodos y ácaros. Preparación de suelos Los suelos para la siembra deben ser preparados lo mejor posible con arado de doble vertedera y tracción animal en función del control de malezas, estas labores deben ser ligeras. Suelos pesados y con mal drenaje probablemente son los factores que más afectan la incidencia de mal seco y el desarrollo de la planta. Control de malezas Las malezas representan un gran problema en el manejo agronómico de la malanga por ser este un cultivo de brotación y crecimiento inicial lento, lo que permite que las malezas se apoderen fácilmente. Esto se hace más crítico ante la falta de herbicidas preemergentes. En general la malanga debe mantenerse libre de malezas durante los primeros 5 meses de siembra, edad en que el cultivo cierra. Riego Necesita un riego frecuente durante todo su desarrollo y el déficit de agua influye negativamente sobre el crecimiento y los rendimientos. El intervalo de riego estará en dependencia de la etapa de desarrollo del cultivo, siendo el más adecuado para suelos ligeros de 4-6 días, medios 7-8 días y pesados 8-9 días. Método de muestreo. El comportamiento de las plagas se puede seguir a través de muestreos semanales. Se deben observar 100 plantas por campos en en diagonal en zig- zag. Debe registrarse la población total de organismos nocivos tanto en el tubérculo como en las hojas (insectos, ácaros y las manchas y daños provocados por hongos, bacterias, virus y nemátodos). Control biológico. ¾ Aplicación de Bacillus thuringiensis (cepa LBT-13) para el control del ácaro. ¾ Aplicación de Trichoderma spp. (cepa TS-3) para el control de nemátodos. ¾ Aplicación de Trichoderma spp. (cepa A-34) para el control de patógenos del suelo (hongos) que provocan las pudriciones secas, conocido como la enfermedad del “Mal Seco”. Momento y dosis de aplicación: Se realizarán aplicaciones a la semilla. Espolvorear el biopreparado 24 h antes de la plantación. Si la semilla está fraccionada el tratamiento se realizará 72 h antes. La dosis es de 15 kg/ha. El suelo, se debe aplicar en el momento de realizar la plantación o 2-3 días antes con humedad en el suelo. Repetir a los 25-30 días de efectuada la plantación. La dosis es de 25 g/l (400 l/ha). 3. 2. Yuca. Época de siembra.

(6) La yuca se puede sembrar generalmente durante todo el año, pero el período óptimo de plantación es de diciembre a febrero, donde la planta tiene mejor desarrollo en los primeros seis meses y se obtienen mejores rendimientos. Principales clones comerciales. CEMSA 83-1 CEMSA 74-6329 CEMSA 74-110 CEMSA 79-6159 CEMSA 82-37 CEMSA 6-5 Clon 14 Clon 4 Crema – 1 Señorita Americana Enana rosada Cartagena amarilla Yuca blanca Pinera Mutación jardín Mutación variegada Negroncita Princesa Jagüey dulce CMC – 323 CMC – 40 Selección Holguín Honésimo Señora ponga la mesa Prácticas culturales. ¾ Se debe realizar una selección adecuada del área con buen drenaje interno y externo. ¾ Realizar la rotación de cultivos, para plantar la yuca cada tres años en el mismo campo y evitar extracción excesiva de macro y micro elementos. ¾ Correcta preparación de suelos teniendo en cuenta el tiempo entre labores para que el suelo quede bien mullido. ¾ Lograr la altura requerida del cantero. ¾ Uso de diferentes clones y escalonamiento en las cosechas. ¾ Plantar en etapa de plantación óptima. ¾ Usar semilla certificada. ¾ Realizar la fertilización en el momento de la siembra. ¾ Cultivar a los siete días para reactivar el cantero. ¾ Realizar los riegos programados. ¾ Eliminar malezas de los campos..

(7) Preparación de suelos Los suelos para la siembra deben ser preparados con no menos de 45 días en dependencia del tipo de suelo y el cultivo precedente. Teniendo en cuenta que el fruto de la yuca es la raíz, debe prepararse el suelo lo más correctamente posible para que este alcance un desarrollo óptimo. La profundidad debe ser de 30 cm con vistas a lograr una adecuada estructura, así como la eliminación de malezas y larvas de insectos. Control de malezas El cultivo debe mantenerse libre de malezas las que por efecto de competencia con la planta pueden afectar los rendimientos hasta en un 35 % de su producción. Además cuando se remueve el suelo se evita la compactación, se eliminan las malezas y se logra buen desarrollo radicular. Riego Entre los 120 y los 180 días de germinada la planta, esta demanda un régimen de riego más exigente. Se debe humedecer hasta los 20 cm de profundidad durante los primeros 60 días y posterior hasta los 40 cm. Método de muestreo. El comportamiento de las plagas se puede seguir a través de muestreos semanales. Se deben observar 100 plantas por campos en un muestreo en forma de dos diagonales, registrándose la población de organismos nocivos (insectos, ácaros y las manchas provocadas por hongos y bacterias, así como las larvas parasitadas). Control biológico. ¾ Liberaciones del parasitoide Trichogramma spp. cuando se detecte menos del 90 % de parasitismo en huevos de la primavera de la yuca. ¾ Diseminación del parasitoide Apanteles americanus para el control de larvas de la primavera de la yuca. ¾ Aplicación de Bacillus thuringiensis (LBT-13) para el control del ácaro. ¾ Aplicación de Bacillus thuringiensis (LBT-24) para el control de larvas de la primavera de la yuca. ¾ Conservación de biorreguladores como los ácaros depredadores Phytoseulus macropili, Amblyseus limonicus y Telenomus sp. 3. 3. Boniato. Época de Siembra El boniato se puede plantar todo el año con buenas condiciones, pero en general se establecen dos épocas de plantación: la de primavera de febrero a julio y la de invierno entre julio y enero. Principales clones comerciales..

(8) CEMSA 78-354 CEMSA 78-326 CEMSA 74-228 Yabú 8 CEMSA 85-48 Cautillo INIVIT B-88 INIVIT B-90-510 INIVIT B-98-2 INIVIT B-98-3 INIVIT B-98-4 INIVIT B-98-5 INIVIT B-98-6 INIVIT B-98-7 INIVIT B-98-8 INIVIT B-98-9 Prácticas culturales. ¾ ¾ ¾ ¾ ¾ ¾ ¾. Desinfección de semilla. Uso de semilla sana. Evitar la colindancia. Rotación de Cultivos. Cosecha oportuna. Destrucción de restos de cosecha. Eliminación de plantas hospederas.. Preparación de suelos Los suelos deben prepararse con un mínimo de labores, arado de vertedera para dejarlo libre de terrones y bien mullido. Control de malezas El cultivo debe mantenerse libre de malezas hasta que cierre el campo. Se debe efectuar un pase de cultivador a los 10 ó 12 días de efectuada la plantación, esto permite aumentar la aireación del suelo. Riego Se definen tres períodos: Período de establecimiento: Se extiende desde el día de la plantación hasta que inicia la tuberización (esto ocurre en los clones comerciales actuales de 35 a 50 días). Período de desarrollo: Se extiende desde que inicia la tuberización hasta que alcanza la máxima área foliar (entre 80 y 90 días). Período de maduración: Abarca desde que alcanza la máxima área foliar hasta la cosecha (120 días aproximadamente). En el tercer período el agua no decide el rendimiento, pero sí en disminuir las pérdidas por tetuán por el efecto que tiene el agua en el cierre de las grietas, estas tienen su.

(9) mayor desarrollo entre los 80 y 90 días. Este período suele ser coincidente con altas poblaciones de insectos. Es muy conveniente disponer de riego en esos momentos para reducir el acceso directo de los insectos hasta las raíces tuberosas y evitar pérdidas considerables. Mejoramiento genético. Al elegir la variedad de boniato se debe evitar los clones que tuberizan superficialmente y preferir aquellos que lo hacen profundamente; de preferencia pedunculados, pues se encontró una relación directa entre la longitud de los pedúnculos (unión del tubérculo al tallo) y la profundidad de tuberización. De la misma manera se deben escoger los clones precoces y desechar los clones tardíos. Generalmente el inicio de la acción dañina del tetuán ocurre al final del período de establecimiento e inicio del período de desarrollo. Cada clon posee un período de tiempo diferente desde la presencia del insecto en la planta hasta la cosecha. Este período es de hasta 80 días para los clones precoces, de 110 para los de ciclo intermedio y de 130 aproximadamente para los de ciclo tardío. Método de muestreo. Se inicia el muestreo a partir de los 7 días de la plantación. Se observan 50 puntos en diagonal en zig- zag. Las observaciones serán dirigidas hacia las madres de cada planta (zona de unión del tallo con la raíz principal) fundamentalmente. Debe registrarse la población total de organismos nocivos tanto en el tubérculo como en las hojas (insectos y las manchas y daños provocados por hongos y nemátodos). Control etológico. La feromona puede ser utilizada para monitorear la presencia o no del tetuán del boniato y sus niveles de población, pero además y como objetivo más importante, en el control directo del insecto. Control biológico. ¾ Aplicación de Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae para el control de los adultos machos del tetuán del boniato atraídos en las trampas de feromonas. Momento y dosis de aplicación: Se realizan aplicaciones a toda el área a partir de los 15 días de la plantación y posteriormente 3 aplicaciones más en una frecuencia de 10 días. Si las condiciones de humedad han sido favorables, el hongo debe quedar establecido. La dosis es de 1kg/ha. ¾ Uso de hormigas depredadoras Pheidole megacephala (F) (hormiga leona) y Tetramorium guineense (Mayr) (hormiga del plátano). Momento y dosis de aplicación: A los 30 días de la plantación, se colocan 100 trampas/ha, distribuídas en líneas, protegidas por el follaje de las plantas de boniato. Si el establecimiento de las hormigas no ha sido positivo, se realiza una nueva introducción asegurándose que se den las condiciones de humedad y sombreado necesarios. ¾ Uso de nemátodos Heterorhabditis..

(10) Momento y dosis de aplicación: Las aplicaciones deben comenzar a los 30 días (unos días antes del inicio de la tuberización), para que el nematodo se vaya estableciendo en el suelo, por lo que es necesario mantener la humedad. Posteriormente se realiza una aplicación mensual (es decir a los 60 y 90 días de la plantación). También se recomiendan aplicaciones semanales, localizadas a las trampas de feromona a razón de 80 ml de nematodo por cada 15 litros de agua (capacidad de una mochila). Dosis: 2 litros/ha a razón de 1 –1,5 millones de individuos/litro. ¾ Conservación de biorreguladores como hormigas depredadoras. La mejor ubicación para el establecimiento del reservorio radica en aquellos lugares donde se haya detectado naturalmente la hormiga. El área escogida debe estar libre de la presencia de otras especies de hormigas. Aunque prefiere lugares sombreados, no se recomiendan áreas donde existen árboles de gran tamaño, lo cual propicia el establecimiento de otras especies de formícidos. Para comenzar a fomentar el reservorio serán trasladadas hacia el área estibas de hojas de plátano en demolición. En caso de no ser suficiente la población de hormigas para iniciar la formación del reservorio, estas pueden trasladarse de otras áreas donde se hayan detectado con anterioridad. Dentro del reservorio no se realizará ningún tipo de labor de guataquea o chapea. Es muy importante mantener humedad en el suelo. Para el caso de los hongos entomopatógenos y los nemátodos, las aplicaciones deben realizarse en horas bien tempranas de la mañana o al atardecer para que los rayos ultravioletas no afecten la aplicación. Mantener la humedad en el suelo, para el buen establecimiento de los mismos. Es necesario agitar el biopreparado tanto en la preparación como durante la aplicación. Para el caso del nemátodo el envase para su traslado no puede estar contaminado con productos químicos y su almacenamiento puede llegar hasta 3 meses, siempre y cuando se mantenga en lugares frescos y oxigenarle el agua cada 72 horas. No se debe aplicar a presiones mayores de 5 atmósferas. 4. Cosecha y post cosecha. 4. 1. Malanga. La cosecha se realizará de acuerdo a los medios que disponga cada unidad de producción, teniendo en cuenta la calidad y la selección de cormos y cormelos separados. ¾ La cosecha se realiza generalmente 9 a 12 meses después de la siembra, tomando como índice de cosecha cuando el follaje se torna amarillo y necrótico. ¾ La cosecha se realizará preferiblemente con arado de una vertedera y con tracción animal, teniendo en cuenta la calidad seleccionando los cormos y cormelos de forma separada. Se realizarán dos resaques como mínimo al concluir la cosecha. ¾ Los cormelos pueden tener una vida útil en almacenamiento de tres meses bajo condiciones de temperatura y humedad relativa adecuada en los frigoríficos, donde se conservan para el consumo humano..

(11) ¾ Los cormos una vez separados del plantón, no deben permanecer en el campo por más de 48 horas. ¾ Los cormos deben conservarse en lugares frescos y ventilados en pilones de 1.20 m de ancho y 0.20-0.30 m de altura. ¾ El material se debe sanear y clasificar en cormos y cormelos, revisando periódicamente el pilón para evaluar su estado fitosanitario. 4. 2. Yuca. ¾ La cosecha se realiza entre los 8 a 12 meses después de la siembra, dependiendo del tipo de clon y la época de plantación. ¾ Se puede realizar manual y semimecanizada, pero la que más se utiliza es la manual. ¾ Se elimina la parte superior del tallo y se efectúa el saque, el suelo debe tener un determinado grado de humedad que facilite la extracción. ¾ Después de cortado el cangre de la yuca debe ser sacado antes de 24 horas. ¾ Las raíces se distribuyen inmediatamente de modo que llegue al consumidor al día siguiente de ser sacadas del campo.. 4. 3. Boniato. ¾ La cosecha debe realizarse en el momento oportuno y es muy importante la eliminación de los restos de cosecha. ¾ No deben quedar tubérculos sin cosechar: 1 kg de boniato puede potencialmente proporcionar 2 400 insectos. 700 kg x 2400 insectos= 1 680 000 insectos/ha. Equivale: 45 insectos por cada nueva planta a sembrar. 1 kg proporciona 1200 hembras. 1200 x 300 huevos= 360 000 insectos/ kg.. 5. Bibliografía Consultada. • • •. • •. Bellotti, A. C.; Smith, L. y Lapointe, S. L. (1999). Recent advances in cassava pest management. Annual Review of Entomology 44, 343-370. Bruner S. C.; Scaramuza L. C. y A. R. Otero. (1975). Catálogo de los insectos que atacan a las plantas económicas de Cuba. Segunda edición. Academia de Ciencias de Cuba. 245 p. Castellanos, L; Bárbara Roselló; Roquelina Jiménez; Carmen Martín; R. Acea y F. Martínez. (2009). Las plagas y enfermedades de la yuca y su manejo. Informe para Premio MINAG. Centro de Estudios para la transformación agraria sostenible. Universidad de Cienfuegos. Castellón, María del Carmen. (2003). Programa de control biológico del tetuán del boniato. I Curso-Taller Nacional Formación de facilitadores en Control Biológico. CD – ROM. Villa Clara. 15-19 septiembre. Folgueras, Maryluz; S. Rodríguez y L. Herrera. (2009). El mal seco de la malanga: una enfermedad manejable con tecnologías de base agroecológica. Agricultura Orgánica, año 15, no. 2, p: 25-26..

(12) • • •. • • •. • •. •. •. García, R. Manejo Agroecológico de Plagas en Patios y Parcelas. http://www.monografías.com/trabajos47/manejo-plagas/shtml. (Consulta: 20/11/2009). Guerra, R; Leonor Ojeda. (1989). Cultivo de algunas viandas en Cuba, segunda parte. Ministerio de Educación. 92 p. INIVIT. (2007). “Recubrimiento de la semilla de yuca: Nuevo método para la inoculación con micorrizas”. Expediente para el control de la Extensión. MINAG/MES. Instituto de Investigaciones en Viandas Tropicales/ Instituto Nacional de Ciencias Agrícolas. 9 p. INIVIT. (2008). Instructivo Técnico del cultivo de la malanga. Género Xanthosoma. Biblioteca ACTAF. Segunda Edición. 11 p. INIVIT. (2008). Instructivo Técnico del cultivo de la malanga. Género Colocasia. Biblioteca ACTAF. Segunda Edición. 11 p. Milián, Marilys; I. Sánchez, Maryluz, Folgueras; Y. Beovides; D. Guerra y I. Marañón. (2002). Influencia de las principales plagas y enfermedades en el rendimiento de clones del germoplasma de yuca (Manihot esculenta Crantz) en Cuba. Centro Agrícola, No. 1, año 29, p. 46-51. Morales, T. A. y M. Lima (1990). Comparación de nueve clones de boniato (Ipomoea batatas (L.) Lam) para ciclos de 100 días de cosecha, Cien. Tec. Agric. Viandas Tropicales 13 (2): 31-41. Pérez Alina. Caracterización de los daños, pérdidas y manejo de Meloidogyne spp. en el cultivo de la malanga en Cienfuegos. (2001). Tesis presentada en opción del título académico de master en Ciencias Biológicas. Universidad Agraria de La Habana “Fructuoso Rodríguez”. 72 p. Piedra, Felicia; Eslinda Fernánd; María E. Rodríguez; M. Milán; Orly López y R. Oramos. (2008). Lucha biológica contra el tetúan del boniato Cylas formicarius. Informe final de proyecto. Instituto de Investigaciones de Sanidad Vegetal. 28 p. Sánchez, I; Marilys Milián, D. Guerra y Amparo Corrales. (2002). Selección de clones de boniato (Ipomoea batatas (L.) Lam). Centro Agrícola, No. 1, año 29, p. 30-33..

(13)