Instituto Nacional de Ecología
Libros INE
CLASIFICA
CION
AE 003156
LIBRO
Manual de técnicas de muestreo y
Análisis de plancton y perifito n
TOMO
I
I I I I I I
I
IIIIIIIII I I I I I
IIIIII I I I I
IIIIII I I I I I I I I I I I I I
I
I I
I
~ "r :>.' • ~ I ~ . . ~ MANI iAL DE
"TECNICAS DE MUESTREO Y ANALISIS DE PLANCTON Y .PERIFITON "
3a . Edició n
Preparado y , editado por :
. Dirección General de Protecció n y ordenación Ecológic a
. Subdirección de Investigación y Entrenamiento
. ' Departamento de Entrenamient o
.SECRETARIA DE AGRICULTURA Y RECURSOS HIDRAULICOS
SECRETARIO DEL_RAMO
C . FRANCISCO MERINO RABAGO'
-SUBSECRETARIO'DE PLANEACIO N C .P . MARIO HIGHLAND GOME Z
-
DIRECTOR GENERAL DE PROTECCIÓN Y ORDENACION ECOLOGICA •
DR . JORGE AGUIRRE MARTINEZ .
-
SUBDIRECTOR DE INVESTIGACION Y ENTRENAMIENTO
DR . UBALDO BONILLA DOMINGUE Z
-
DEPARTAMENTO DE ENTRENAMIENTO QFB LUZ MARIA OROPEZA MENDOZA
EL,ABORACION :
BIOL . ADRIANA RUSSELL VAZQUE Z
- Técnicas de muestreo y análisis de perifito n
- Métodos para la caracterización biológica de la Calidad del agu a
BIOL . JAVIER GONZALEZ HERNANDE Z
- Técnicas de muestreo y análisis de plancto n - Análisis de resultado s
BIOL . JOSE JESUS DEL TORNO ABRE U
- Técnicas para medir la productividad primari a
QFB MATILDE GALVAN GARCI A
SUPERVISION :
COORDINACION :
BIOL . ADRIANA ROSSELL VAZQUE Z
BIOL . JAVIER GONZALEZ HERNANDE Z
REVISION Y CORRECCION :
MECANOGRAFIA :
ESTELA BAUTISTA CHAVE Z MARICELA LEMUS LEMU S
DIBUJOS :
CAPITULO
1 TECNICAS DE MUESTRF:o Y ANALISIS DE PLANCTON
1 .1 .
Introducció n
1 .2
Clasificación del plancton 2
1 .3 Consideraciones generales 3 1 .4 Muestreos 3 1 .5 Registro y etiquetado de lar muestras 6 1 .6
.Equipo de muestreo y análisis de la muestra para fito- 1 0
plancto n
1 .7
Equipo de muestreo y análisis de la muestra para zooplanc- 1 8
to n
1 .8
Montaje y preparación de las muestras de plancton 2 8
1 .9
Bibliografía 2 9
2 TF•CNICAS DE MUESTREO Y ANALISIS DE PERIFITON
2 .1 Introducción 3 1 2 .2 Muestreo 3 2 2 .3 Preservación de la muestra 3 9 2 .4 Análisis de la muestra 3 9 2 .5
Interpretación y reporte de los resultados 4 5
2 .6
CAPITULO Y^ ~t . . . ANALISIS D x~OS .;', .PAGINA 3 .1 Introducción 4 9
3 .2 Análisis de los resultados 5 0
3 .3 Bibliografía 58
TECNICAS PARA MEDIR LA PRODUCTIVIDAD PRIMARI A
4 .1 Introducción 5 9 4 .2 Métodos 5 9 4 .3 Bibliografía 6 6
METODOS PARA LA CARACTERIZACION BIOLOGICA ' DE LA CALIDAD DEL AGUA 67 .
5 .1 Métodos ecológicos 6 8 5 .2 Métodos fisiológicos 8 8 5 .3 Bibliografía 9 1
APFNDICE I .- CALIBRACION Y USO DEL EQUIPO PARA RECUENTO DE PLANCTO N
1. CALIBRACION DEL MICROSCOPIO PARA RECUENT O
2. TECNICAS PARA EL RECUENTO DEL PLANCTO N
3. RECUENTO DE ZOOPLANCTON
4. BIBLIOGRAFI A
APENDICE II .- CLAVES PARA LA IDENTIFICACION DE FITOPLANCTON Y _
ZOOPLANCTON DE AGUA DULC E
CLAVE A : FITOPLANCTO N CLAVE B : ZOOPLANCTON 9 3 95 10 1 10 2 10 4 14 9
TECNICAS DE MUESTREO Y ANALISIS DE PL Y ~~~ ^; 7.7 ;.S'7'- _,-, "' ,.;~°d~ L':.x_s ..~vrvl , . -1 1. •~,~,~~ri4 1 .1 Introducción, r-„
El plancton es un término aplicado a las comunidades de organismos
-flotantes, a la deriva o transportados principalmente por los movimientos del -agua, más que por su propia actividad natatoria .
Por la naturaleza de sus componentes se distingue el fitoplancton o plancton vegetal, del zooplancton o plancton animal . El fitoplancton (algas y bacterias microscópicas) se presentan en formas unicelulares, coloniales o fi
-lamentosas ; teniendo la característica de ser fotosintéticas y de servir de al i mento para el zooplancton y otros organismos acuáticos . El zooplancton de agua dulce, comprende principalmente, protozoarios, rotíferós, cladóceros y copépo-dos ; en aguas marinas la variedad de organismos es mucho más grande, (foramin i
faros, radiolarios, tintínidos, eufásidos y crustáceos) .
El plancton, principalmente el fitoplancton,ha sido usado como indi -cador de la calidad del agua . Algunas especies proliferan en aguas altamente -eutroficadas mientras que otras son muy sensitivas a los desechos orgánicos -y/o químicos .
El fitoplancton reportado que puede ser indicador de agua limpia -incluye Melosira islandica , _Cyc]ol*l]a oceilata, y algunas especies de Dino-bryon . Las especies reportadas como indicadoras de agua contaminada incluyen
-Nitzchia Palea, Microcystis aeruginosa y Aphanizomenun flos-aquae . Las última s
dos especies han sido asociadas con los florecimientos tóxicos y las condicio -nesanóxicas . Estas y otras algas han sido asociadas con las condiciones
noci-vas de las aguas el plancton . respon -dN3Tt:. " • - ^C~1 T\I .^ .5..",1.` °i`a't!,I, fi ; . . ' '•~,. -~ ~ N r...,~ . r = +
contaminadas . Por ü`.-óiló` a é
'de a los cambios ambientales y, por lo tanto, su colecta que da la composición
de las especies indican
la
calidad . del cuerpo•de .agua enla.
cual están estable-cidos . También por su pequeño tamaño y su gran número, influyen fuertemente e n
aspectos de la calidad del• agua como pH, color, sabor y olor, aunque' la conce n
•tración .del plancton depend e -de muchos factores, incluyendo la profundidad, .l a
hora del día, la estación del año, losnutrientes .en el agua, materiales tóxi
-cos, etc . 1 .2 Clasificacióndelplancton . .ültraplancton: Nanoplancto n Micropfancto n Mesoplancton Macroplancton Megaloplancton Menor a .50-Micras . 50 Micras .50 -500 Micras 0 .5 ' . - 5 5 - 50 mm Mayor a 50 mm Bacterias, microflagelado s Cocolitoforale s .Dinoflagelado s Copépodo s Salpas Grandes medusa s
El meroplancton está constituido por : los seres que forman parte de l
plancton solamente durante una parte de su ciclo de vida, como son las larva s
de crustáceos, gasteropo.dos, peces, etc .
El holoplancton comprende el conjunto de seres que todo su ciclo d e
vida pertenecen al plancton (copépodo .s, rotiferos, etc) .
-Por
lo
que se refiere a la distribución vertical . , se suele distin-guir un epiplancton en las capas iluminadas donde el .fitop .lancton asimila ac
tivámentela luz y un escotoplancton o plancton batipelágico enaguas profun
r .. ./; .'~ :. .', . . ~
rM.r,
NA :1NA L _ 1 .3 Consideraciones generales . i' ~ , . •• `'_~ :• •_ _,~ _ . •'', ~~ — r~" '•.J . . . ~_ . . , . s,-- ~Se debe establecer un programa de trabajo antes de realizar un mue s treo . Los objetivos deben estar claramente definidos, y la mayor parte del e s tudio debe considerar los recursos humanos, material y equipo, el tiempo y -dinero disponible . Deben examinarse los datos históricos, químicos, físicos y biológicos del cuerpo de agua que se planea estudiar .
Los datos históricos deben examinarse para que posteriormente se
-"haga una visita al lugar de estudio, para un reconocimiento y realización de -muestreos preliminares .
Los datos físicos se usan mucho en
el
disefio del estudio del plancton ; son de particular interes los datos del volumen, corrientes, mareas, d i -rección del viento, temperatura, turbiedad, mezclas de agua, etc .
El examen de los datos químicos y biológicos descubre áreas que re
-quieren muestreos intensivos y otras donde los muestreos periódicos o estaci o nales son suficientes .
1 .4 Muestreos .
La localización de las estaciones de muestreo deben hacerse lo más -cerca posible o en el mismo lugar donde se muestrea los análisis fisicos-quim i
cos y bacteriólógicos, para asegurar al máximo la interpretación de los resul
Establecer
un númer~-leieRt-e-de=es~iórrés
tantas como sean ne-cesarías para definir cualitativa y cuantitativamente las especies y la canti
-dad del plancton en el : cuerpo de aqua
a
estudiar.1 .4 .1 Frecuencia de los, muestreo s
La frecuencia del muestreo está determinada por los objeti
vos y alcances del estudio, así como también por las fluctuaciones estaciona
-les, las condiciones meteorológicas,
equipo .
adecuado y disponibilidad de lo srecursos humanos Si se quiere conocer
la
, población del plancton de .un cuerp ode agua determinado a lo largo de un áño,es necesario un muestreo semanal :
-continuo, tanto en primavera como en verano, y muestreos mensuales en otoño
-e
invierno . Idealmente en los ríos, lagos, estuarios y océanos se deben reco-lectar una o dos muestras superficiales por día en cada estación de muestreo .
1 .4 .2 Localización de las estaciones de muestreo .
En arroyos. pequeñosse,localizan la s , estacionesaguas arri
-ba de la supuesta fuente de contaminación, y tan a-bajo como se pueda para ob
tener los efectos de los contaminantes ; sin embargo,se debe tener mucho cui
-dado en la interpretación de los datos de pequeños arroyos, donde mucho de l plancton puede derivarse ddl limpiado del perifiton por la corriente .
En 1ós 1'01 os1as estaciónes•de muestreo se deben localizar
-arriba y abajo de
las
fuentes de contaminación, porque generalmente la me zT : . ._ „ ..,~ (^'iOI~~.go ~ : y ' , r ( 5 .
En ríos y arr~ñybs'
sé'debs! -
tene :r cii .idado al considerar, porconfusión, interferencias tales como contribuciones de plancton de los lagos ,
presas y áreas de contra corriente . Las estaciones de muestreo en lagos,
pre-sas, estuarios y el oceáno, se realizaá , generalmente, en cuadrantes o
tran-sectos longitudinales .
La localización, magnitud y temperatura de las descargas d e contaminación, afecta su dispersión, dilución y los efectos sobre el plancton .
Las descargas de contaminantes de varias fuentes pueden ser antagónicas
(dis-minuir el efecto tóxico) o sinergistas (aumento del efecto tóxico) .sobrei el
-plancton . Si es posible, se deben eAtablecer las estaciones de muestreo de ta l
manera que se puedan separar estos efectos .
1 .4 .3 Profundidad de los muestreos .
Los ríos y arroyos son, generalmente, mezclas homogéneas y , en éstas, los muestreos superficiales son suficientemente'representativos s i
se muestrea en el canal principal y se evitan las contra corrientes . En los
-lagos y presas, donde la densidad y la composición del plancton pueden varia r con respecto a la profundidad, deben tomarse muestras de varias profundidades ; tomando en cuenta también la profundidad de la termoclina . En áreas poco profundas de 2. a 3 metros, colectar abajo de la superficie entre 0 .5 y 1 metros -de profundidad, para obtener datos confiables . Si sólo se va a examinar el fi-toplancton, los muestreos pueden tomarse a tres profundidades igualmente espa-ciadas, desde la superficie hasta la termoclina . Cuando se muestrea zooplancton ,
los muestreos se hacen a intervalos de 1 m desde la superficie hasta el fond o
del lago . Como son mucho los factores que influyen en la naturaleza y distribu-ción del plancton en los estuarios, es necesario hacer un muestreo intensivo
.en este lugar pueden estar presentes tanto plancton marino como de agua dulce , además de organismos de aguas salobres que no son ni estrictamente marinos, n i estrictamente dulceacuicolas' .
Además de las influencias de la termoclina y'la penetració n de la luz en la distribución profund a .del plancton, las capas de diferente
salinidad pueden inhibir' la mezcla completa de las formas planctónicas marina s
y dúlceacuicolas .
Eh estuarios con corrientes extremas las dimensiones de esa s
capas pueden cambiar considerablemente durante el curso del ciclo de mareas ;
-sin embargo, la natural flotabilidad
del
plancton facilita generalmente la mez-cla de las formas . El plancton éstuarino'puede ser muestreado a intervalos re
-guiares desde la superficie hasta el fondo, .3 ó 4 veces durante uno o más
cic-los de . marea .
En aguas, profundas, marinas o de lagos, el plancton se re
-colecta a una profundidad de 3 a 6 metros de intervalo, a través de la zona
-eufótica . .
1 .5 Registro y etiquetado de . las muestras .
-1 .5 .1
Notas de' camp o
Se debe tener un libro o una hoja 'de registro que conteng a
escrito toda la información sobre la muestra etiquetad a . ; ' . dicha informació n
debe ser obtenida y registrada en el campo en el momento de tomar la muestra . Los puntos quesuelen considerarse se demuestran en la .fig 1, e incluir un
-mapa donde se hayan señalado lai estaciones de muestreo (ver fig . 2 )
1 .5 .2 Etiquetado de las muestras .
Las etiquetas y los marcadores que se vayan a utilizar deben
ser resistentes al agua . Las etiquetas se insertan dentro de
los
recipientesde las muestras tan pronto como éstas se tomen . Las etiquetas deben tener re -gistrada la información siguiente .
a) Localización . Nombre del rio, lago, etc ., distancia y di
-rección de la ciudad más cercana e importante, longitud y latitud, o cualquie r otra discripción .
b) Fech a
c) Hor a
d) Profundidad
e) Tipo de muestre o
f) Volumen muestreado, longitud de arrastr e
g) Tipos de preservativos usados y su concentració n h) Nombre del recolecto r
Rio Lerma o 2km de Toluca 10-IV-81
10a.m . of. I metro
Arrastre con red plonctón I m. de orrostre
125m1 . formal 4 % Raul Jimine z
.,,
C '.NAL, f I A .. .
Nola de
Registro
de
Datos .
. .Lúgor . FechaL ._
Estación (Núm.) Profundidad Cdor del Agua
DATOS METEOROLDGICOS Temperatura del agua (°C) Dirección y velocidad del viento
Esc . Beaufort ( I )] Cantidad de nubes (2)__
Condiciones Atmosfericas [Beaufort (3) ]
I
NCunESC.
Nombre velocidad Caracteres Esc .
Beaufort ( I ) m/seg .
0 Calmo O. a 0.5 0 o I El humo sube vertical I Ventolina 0.6 a 1.7 2 a 6 El humo se ¡nano
2 Flojito
o viento suave 1,8
a 33 7 a 12 Set
Z
sientero moVirnlentoen elrostro.dela delos arboles .3
Flojo o viento
Hive 3.4 a 5.2 13 a 18
Agito las hojosde los arboles y los banderas ligeras.
4 viento moderadoBonancible o 5.3 a 7.4 19 a 26
Se mueven los ramitos selevanto pavo y popeles ligeros .
5
res+ 7.5 o 98 27 a 35
Mueve loe arbolitos y tormo andas en elagu o de los estonaues . 6 Fresco o vlanlo
fuerte 9.9 a12 .4 36 a 44 Mueve la lamasgrandes
7 Frescachón o viento muy fuerte 2 .5 a 15 .2 45 o 54
Semueven todos los arboles ,no sepuede an. darcontra el viento . 8 Duro o Temporal 15.3 o 18.2 55 o 65 Romp minas delgodos
e Impide andar 9 Muy duro o temporal fuerte 18.3 a 21 .5 66 a 77 Destrozos en edificios , caen tejos ychrneneas
10 muyTempora l fuerte 219 a a I 78 a90 Arboles orrancodos desperfectos en edits. Borrasca o Tempestad 252 a 29 91 a 104 Desperfectos grave s muy gensrokodos 12 Huracán + de 29 + de 104 Cotostrofe NOTA La dirección
del viento se obtiene
observando lo veleta o bien el movimiento de una banderola y mediante una brujula . Observaciones .
Fig.. I
Nu Esc . . Cantidad de nubes- (2) Ninguno 1/8 de cielo cubierto 2 2/8 It It 3 3/8 ' ' .4 4/8 st 5 '5/8 ^' n u 6 6/8 s1 .n . q 7 7/8 es si8 Cielo completamente cubierto Cielo obscurecido
Anotaciones Beaufort paro Condiciones Atmosfericas (3 )
Smbolo Caracteristicas
b Cielo azul , despejad o d Llovizna e Aire , an preap f Niebla q Ventarrón h Granizo
Tormentadepolvoo arena m P sobro , a '04
ia
Chubascovs Cdiscci (1luvioynievejuntas )
S Nieve tl Tormenta eléctrico w Rocio x Escarcho en aguj a Unla . . R Uuvia intenso ro Lluvia ligera
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M- 50
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I M- I M- 2 M3 M4 Z1 5 - -EJEO
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I 2 .7 K m M- Centro M-Orient e (Biológico)o
0
(Biologic o M-3 M-4 M- 50
TUNEL _ --- _ _ _ _ _Fig . 2 .-LOCALIZACIONDE LASESTACIONESDEMUESTREO
El conocimiento teórico de la división heterogénea del plancton (f i
to - y zooplancton) en un cuerpo de agua es extraordinariamente importante par a
el trabajo práctico . Se deben tener en cuenta estos hechos en todas las inves
tigaciones precisas, tanto cuantitativas como cualitativas sobre la distribu
-ción del plancton ; en caso contrario, existe el peligro de deducir erróneame n te, en un muestreo, una falsa , distribución del plancton .
El desarrollo metódico de la investigación del plancton se ocupa ,
principalmente, de dos problemas : la toma cuantitativa de muestras represent a
tivas de plancton y la enumeración de los organismos encontrados en las mues
tras . Por cuantitativo se entiende que todos los instrumentos que se introdu
cen en el agua. por estudiar, capturan "todos" los organismos planctónicospo
-sibles ; por representativo se entiende que la cantidad y composición del plan c
ton capturado corresponde a las características planctónicas del agua, y q u
con la ayuda de aparatos apropiados se puede asegurar ésto . El recuento de los
organismos capturados parece trivial, pero la metodología está muy diferenci a
da y se mejora continuamente, especialmente para fitoplancton .
La toma de muestras para el plancton vegetal y animal se tratará
-por separado .
1 .6 .1
Equipo de muestreo para fitoplancton .
Los muestreadores más usados operan con un cierre mecánic o
(mensajero) que tiene como función cerrar herméticamente los lados del cilin
-dro después de que la botella ha colectado el agua a un nivel determinado .
1 .6 Equipode muestre -arca sis x
a
la muestra-Pa;
a fitoplancton .1 1
Los muestreadores Kemmerer, Niskin y Van Dorn son muy simi
-lares, excepto por los mecanismos de cierre (fig . 4) : éstos tienen tal diseñ o qúe pueden ser adquiridos en una gran variedad de tamaños y materiales . Es r e
L comendable no usar muestreadores metálicos cuando se vayan a analizar metales ,
algas
o
a medir productividad primaria .Fig . 4 .- Muestreadores Niskin, Kenmerer y Van Dorn .
En aguas profundas y aquas superficiales los muestreos pue -den realizarse de una manera horizontal, aunque, generalmente, en aguas profu n das se realizan muestreos de tipo vertical usándose . comúnmente la botella inve r
Las redes colectoras dé p.lancton .; { f igura~5)
son muy
re-comendadas para realizar trabajos cuantitativos de fitoplancton . El nanoplanc
ton y aún algas grandes, tales como algunas diatomeas penadas, son muy delgada s
y pasan a través de las mallas de la red si no se orientan apropiadamente . Usa n
do la bomba de muestreo también se presentan problemas ; cuando el agua es estr a
tificada, el tubo se levanta entre muestreo y muestreo- .y las delicadas algas
-pueden dañarse .
Fig . 5 .- Redes para plancton :
'A) Red cónica, B) Red Hensen, C) Red Apstein, D) Red Judai ,
E) Red Apstein con tapa semicircular, F) Red Nansen abiert a
1 3
No existe una regla sobre el volumen de muestra que se deb a
tomar, por lo cual el personal de muestreo puede utilizar su propio criterio .
'El
volumen de muestra depende, necesariamente, del número y clase de análisi s' a realizar . Ejemplo : contenido de células, clorofila, peso seco, etc . Cuando
-en el fitoplancton hay m-enos de 500 células/ml ; se requier-en aproximadam-ente -•
6 litros de muestra para recuentos proporcionales en celdas SedwickRafter y
-para algunas especies de diatomeas . En la mayoría de los casos 1 ó 2 litros d e
muestra son suficientes para aguas más productivas .
1 .6 .3 Preservación de la muestr a
En los análisis biológicos se usa una gran variedad de pre
-servativos, y cada uno tiene sus ventajas y desventajas . Si las muestras se
-almacenan por más de un año, el preservativo preferido es formalina (40% d e
formaldehido - 100% de formalina), el cual se neutraliza con tetraborato de s o
dio (pH 7 .0 a 7 .3) ; se adicionan 0 .5 ml de formalina a cada 100 ml de muestra .
.Sin embargo este preservativo provocará la pérdida de flagelos en muchas forma s
flageladas . La adición de 1 ml de solución saturada de sulfato cúprico a las
-muestras preservadas mantiene el color verde de las -muestras de fitoplancton y
ayuda a distinguir el fitoplancton del detritus . Si se añade solución detergen
-te se evita la aglutinación de ciertas formas de organismos . Para una solución
madre adecuada se usa una parte del detergente quirúrgico en 5 partes de agua ,
(1 :5) . Se agregan 5 ml de la solución madre por cada litro de muestra . No es
-recomendable usar esta solución cuando se vayan a hacer preparaciones de diat o
meas .
t
~;1 ¡
El mertioláte se considera-como un preservativo
menos-efi-pero ofrece la ventaja de colorear partes de l a . célula y simplificar
-su identificación . Esto también ocasiona, la pérdida de vacuolas en alguna s
algas, como las azulverdes y, por lo tanto, mejora su fijación . Las muestras
preservadas con mertiolate no son estériles y no pueden ser almacenadas por
-más de 1 año .
1 .6 .4 Técnicas de concentració n
Como regla empírica las muestras se concentran cuando hay
-menos de 500 células 1 ml en el fitoplancton . En ese caso se requieren aprox i
madamente 6 litros de muestra para concentrar las células . En la mayoría de
-los casos 1 litro es un volumen de muestra adecuado .
Los siguientes 3 métodos pueden usarse para concentrar el
-fitoplancton preservado, pero se recomienda más el método de sedimentación .
a) Sedimentación . Las muestras preservadas de fitoplancto n
se pueden asentar en el envase original que las contiene . El tiempo de sedi
mentación está en relación directa con la profundidad de la muestra en la bo
-tella o tubo de sedimentación . Como promedio se requieren 4 horas por cada
10 ml de profundidad . Después del asentamiento el sobrenadante se saca con
un sifón o bien se decanta . El uso de detergentes ayuda al asentamiento . Se
-debe tener precaución, en el momento de la práctica, debido a los diferentes
ámbitos de sedimentación que presentan los diversos tamaños y formas del fito
-plancton .
b) Centrifugación . Durante la centrifugación algunas de las
14 .
1 5
formas más frágiles pueden destuirse, o los flagelos pueden llegar a separar
-se . Al poner las muestras de plancton en centrífugas muchas de las células s e
pierden ; no sucede ésto en la mayoría de las centrífugas modernas de flujo
-continuo . Por . lo tanto se recomienda una velocidad de 1000 atm/20 minutos .
c) Filtración . Las muestras concentradas por filtración s e hacen pasar a través de un filtro de membrana . Con un diametro de membrana de
0 .45 nm . Se requiere un aparato especial de filtro y una bomba de vacío . Las muestras que contienen grandes cantidades de material suspendido (que no sea
fitoplancton) son difíciles de contar por este método, ya que la materia sus
-pendida tiende a romper el fitoplancton o a obscurecer su visión ; el vacio n o
debe exceder de 0 .5 atm . ó 50 Kpa .Se usa particularmente la concentración po r
filtración para
muestras con bajo contenido de plancton y sedimentos .
1 .6 .5 Análisis cualitativo
El análisis de fitoplancton es importante, ya que por medi o de éste se llega a saber qué tipo de células predominan y, junto con los aná
lisis hidrobiológicos, se puede conocer el estado de envejecimiento del cuer -po de agua .
El muestreo para realizar este análisis se efectúa con bote
lías muestreadoras o redes planctónicas .
El equipo óptico necesario incluye un microscopio binocula r
compuesto, de buena calidad, con una plataforma mecánica . Los lentes del
ocu-lar deben ser de 8X a 12X . Los 4 objetivos deben tener aumentos de aproximad a
mente 10,20,45 y 100X . Como el tamaño de los organismos puede extenderse a
-1 . y, A ~i9~
1 6
varios árdenes en cuanto a;ám,plituâ-,--este'aiiméñtó no es siempre satisfacotrio ;
para la identificación .
Es necesario efectuar un examen inicial, ya que la mayor par
te del plancton contendrá una asociación diversa de organismos ; es preciso efe c
tuarsu identificación hasta donde sea posible . El examen inicial ayuda a obte
-ner una estimación de la densidad de
la
población y puede indicar la necesida dde diluciones o concentraciones subsecuentes de la muestra para reconocer la s
características de pequeñas formas, difíciles de reconocer durante el recuent o de rutina, y para decidir $i se debe emplear un tipo determinado•de procedimie n to de recuento .
Si se identifica el fitoplanctonde muestras no preservadas , se deben examinar en fresco . La preservación puede provocar la distorsión de -algunas formas, perder flagelos o se eliminen totalmente . Esto puede determina r
se al hacer una comparación entre muestras frescas y las muestras preservadas .
Cuando las muestras de fitiplancton se examinan bajo el mi croscopio, se cuentan e identifican bajo las siguientes categorías : cocoides azulverdes, filamentos azulverdes, cocoides verdes, filamentos verdes, flage lados verdes, otros flagelados pigmentados, diatomeas esféricas y diatomeas pe
-nadas .-(ver claves de identificación y referencias) .
1 .6 .6
Análisis cuantitativ o
Por medio de este análisis se pueden obtener diversos indice s
como : productividad, sucesión, diversidad y asociaciones fitoplanctónicas .El
1 7 WY, . :_ --~ 'r`>y(»IAla
la diferencia de que se sustituye la red por el muest.reador de agua ( en est e
ease Vañ Dorn ), debido a que como ya se mencionó, la red es incapaz de captu
-rar, el ultraplancton, el nanoplancton y parte del microplancton del cuerpo d e
aqua .
La mayoría de las aguas naturales rara vez necesita de dil u ción o concentración, y puede someterse a recuento directamente . Algunas mues
-tras, donde la concentracion de algas es muy elevada, o donde el . cieno o
detri-tus pueden interferir, se diluyen cuidadosamente tomando una porción de 10 m l
de la muestra en 5 a 10 partes de agua destilada . En muestras con poblacione s
muy bajas puede ser necesaria la concentración de organismos para disminui r
estadísticamente errores de recuento .
Entre los variados grupos taxonómicos se encuentran formas
-de vida que se presentan como células solitarias, componentes -de grupos natur a
lee o agregados (colonias), o ambos ; sin embargo, muchas células, ya sean or -ganismos solitarios o en grupo, pueden contarse individualmente ; este proces o
es dificil y rara vez se justifica .
La cuenta por unidad o grupo es fácil y rápida, y es el si s tema que comúnmente se usa . En este procedimiento los organismos unicelulare s
y coloniales (multicelulares) se cuentan como unidades simples y tienen igua l
peso numérico sobre la clave de identificación .
a) Determinación de la productividad primaria .
La productividad primaria es la síntesis de materia orgánic a
pro-1 8
viene de la luz (fotosíntesis), o de fuentes químicas (quimiosintesis) . La sin tesis primaria de la materia orgánica en lagos y corriente la efectúan algas, -bacterias planctónicas y bénticas, así como macrofitas acuáticas .
1 .7 Equipo de muestreo y análisis de la muestra para zooplancton .
El análisis de zooplancton requiere muestras más grandes que las que se requieren para
el
análisis de fitoplancton . La recolecta de muestras cuant i tativas se hace con una botella muestreadora con mensajero, o con red de plan c ton con contador incluido . Las muestras semicuantitativas se obtienen por mue s treadores que filtran el agua superficial a través de redes de nilón o por re d de arrastre de plancton (con contador incluido) a través del agua . En aguas -altas o moderadamente productivas, es suficiente con muestras de 6 litros . En aguas oligotróficas, estuarinas y costeras, la remoción del zooplancton a par = tir de cientos de litros de agua, requiere el uso de redes remolcables . Se su-giere la toma de muestras por duplicado si han de realizarse análisis químicos .Se pueden usar varios métodos :
a) Captura con redes .
La red funciona como un filtro y, dependiendo de la abertura de ma -lle, será el tipo de organismos que se colecten ; por ejemplo, pera recolectar zooplancton, se utiliza una malla del número 8 y 10, que recoge organismos zo o planctonicos, pero no estadios larvales ni plancton pequeño .
La gran dificultad de la captura con red estriba en que no cumple con
1 9
se utilizan instrumentos para recuento en la red (contadores) : sin embargo,
-las
redes son especialmente efiáientes para dar una idea cualitativa sobre l acomposición del zooplancton en el agua .
Se requiere de una lancha con motor fuera de borda, un winche o me
-didor de profundidad, un clinómetro y un operador . Se debe fijar un peso de
-3
a 5 kg-sobre la red de plancton . para mantenerla sumergida . Es-muy frecuentedurante los muestreos, que el cable forme un ángulo con respecto a la vertica l
debido a la deriva natural de la embarcación, a las corrientes y al viento ;
-por lo tanto, es necesario saber que cantidad de cable se ha soltadó y cual e s
el
ángulo formado para conocer la profundidad real a la que está la red mues-treadora (fig 6) .
Para estimar la abundancia del plancton, el . arrastre inclinado se
-hace
a
4 niveles enun
tiempo de 8 min (2 minutos para cada nivel) : uno cerc adel fondo, otro a 1/3 de la profundidad total, uno más a 2/3 de la profundidad
total y el último justo abajo de la superficie .
La toma de muestras horizontales, con elfin de estimar la distrib u
ción y abundancia del zooplancton dentro de una capa de agua en particular,
-se realiza con una red Clarke-Bumpus o un equipo similar (red con mensajero y
medidor del flujo) .
El arrastre vertical se realiza haciendo bajar una
red
pesada a l aprofundidad deseada, y se sube con velocidad de 0 .5 a 1 .0 metros/seg .
Para muestrear la mayoría de los tamaños de zooplancton, se puede n
fijar 2 redes de diferentes tamaños de mallas, a una corta distancia, sobre
a : es el ángulo formado en grados medido con el clinómetro .
c: es la cantidad en metros de cable qué ha soltado y medid o
d: es la profundidad en metros que hay qüe calcula r
Ejemplo :
a = 30 °
c = 20 m
Con el dato de 30° se busca el coseno en las tablas logarítmicas y
i ''[;\11 ` NdLULO 00IiMA00 a se .tendrá : COS 30° - 0 .86 6 Entonces : ' d = 0 .866 X 20 = 17 .32 m
2 1
• El zooplancton se puede muestrear desde la ribera lanzando, tan
le-jos
como sea posible una red pesada se deja que . la red llegue a la profundidadque sehabia determinado y, posteriormente, se arrastra hacia la ribera co n una velocidad de 0 .5 a 1 .0 m/seg . Se toman varias muestras para una estimació n cuantitativa de abundancia relativa y especies presentes .
Los tamaños de redes sugeridas son : # 6 (0 .239 mm de abertura) par a
cópépodos adultos de estuarios y aguas costeras ; #10 (0 .158 mm) para
copépo-dos jóvenes de agua salina y microcrustáceos de agua dulce ; # 20 (0 .076 mm)
-para rotíferos y larvas nauplio (ésta se atasca fácilmente porque
su
tamaño-de abertura es muy pequeño) .
Los muestreadores con mensajero se lavan con agua corriente, se de -jan secar y se lubrican las partes móviles con aceite ligero para máquina . L a
red de material de nilón se lava con agua clara y se deja secar antes de guar
darla, (no se debe poner a secar al sol) .
b) Captura con muestreadores para agua .
Actualmente se emplea este medio, ya que se toma un volumen exact o
de agua junto con el plancton que vive en ella, lo que implica que la relació n
entre el volumen de agua y el contenido de plancton se obtiene directamente .
Una de las deficiencias de este método es que algunos muestreadore s
tienen un volumen muy pequeño (2
a
5 litros) dando, por ello, valores no mu yexactos, por lo cual'se deben introducir en la misma profundidad varias ve
-ces, El uso del muestreador se decide dependiendo de la concentración de l
2 2
c) Captura con bombas de agua .
Tiene la ventaja de que, desde una determinada profundidad del cuer
-po .deagua, se puede tomar toda. el agua que se requiere ; la fuente de error .
-de este método estriba en el escape -de• los organismos gran-des, especialment e copépodos ; pero si se añade un embudo al tubo, se evital a , huida de éstos .
1 .7 .1
Volumen de
la
muestra.El volumen de la muestra varia, dependiendó del propósito
-especifico del estudio . Po r , ejemplo, las muestras superficiales de 20 litros ,
pueden ser obtenidas mediante un cubo de red de plancton y ser filtradas po r
una malla #20, que es
lo
suficientemente grande como para obtener una estima-ción del zooplannton presente en'e .l flujo de un"arroyo o de una laguna . En
la-gos, grandes ríos, aguas estúarinas y costeras, se úsa un filtrado de 1 .5 m%
-para un arrastre horizontal, y hasta 5m3 en un arrastre inclinado para obteñe r
las especies representativas presentes .
1 .7 .2 Preservación de la muestr a
Para la identificación y el recuento, las muestras se
pre-servan con una concentración final de formalina neutra al 5% . Se adicionan
70% de etanol ó 5% de glicerina (glicerol), para preservar los concentrados d e
las muestras'tomadas con red .
La formalina es muy utilizada con el fin de preservar mues
tras obtenidas de aguas costeras . En muestreos cargados de detritus se adicio
-2 3
zooplancton y el material vegetal .
Para el análisis químico (tomado en parte del, RECOMMENDED
-PROCEDURES FOR MEASURING THE PRODUCTIVITY OF PLANKTON, STANDING STOCK AN D
RELATED OCEANIC PROPERTIES ; NATIONAL ACADEMY OF SCIENCES, WASHINGTON, D .C .
-1960) la muestra concentrada se toma con una malla fina (tamiz o nilón) se es
-curre el exceso de agua, se coloca en una bolsa de plástico y se congela para
su manipulación en el laboratorio . Si esta muestra se toma de una estación e s
tuarina o costera, la bolsa de nilón con la muestra se sumerge varias veces e n
aguas destilada, para remover el cloro del agua intersticial, el cual inter
-fiere con los análisis de carbono .
1 .7 .3 Análisis cualitativo
El análisis cualitativo se puede realizar con redes o bote -,
11as, identificando toxonómicamente a los organismos por medio de claves de
-identificación .
En el examen inicial se remueve el exceso del preservativo de la muestra con un ' tubo aspirador fijado a una pequeña pieza de tubo de vidrio . Se agita la muestra y con una pipeta se remueve una porción de la sus
-pensión ; se toman 2 ml y se colocan en una caja de Petri . Se examina un tota l
de 8 ml para copépodos adultos, cladóceros y otras formas grandes ; se utiliz a
un microscopio binocular de disección con aumento de 20X a 40X ; se cuentan
-e
identifican los rotiferos con un aumento de 100X . Todos los organismos de-ser posible se deben identificar hasta especie . Para los análisis cualitativo s
2 4 Especie en campo % Frecuencia relativa 60 -, 100 . abundant e 30- 60 muy común -5 30 común . 1 - 5 . menos de 1 ocasional rara 1 .7,4 Análisis cuantitativo
Este análisis se puede hacer calculando la biomasa (cantida d de materia orgánica, peso, área/volumen), en peso seco, en peso exento de ce -nizas, por el método de la pipeta, o bien por recuento en cámara .
a) Método de la pipeta .
Se remueve el exceso de liquido filtrando la muestra hast a dejar un remanente de 125 a 250 ml . Verter la muestra en un recipiente cónic o graduado en ml (conos Imhoff, por ejemplo) y se deja que el zooplancton s e asiente durante 5 min . Leer el volumen del zooplancton asentado y multiplica r lo por un factor de "5" para obtener el total del volumen diluido y adiciona r bastante agua hasta obtener ese volumen . Insertar una pipeta (Stempel) de 1 m l dentro de la mezcla aguaplancton y agitar constantemente . Mientras se agita -la mezc-la, sacar rápidamente 1 ml de muestra del centro de -la masa de agua ; -transferir la submuestra a•una caja de Petri, lavar la pipeta con agua destil a da dentro de otra caja dé Petri para remover los organismos que hayan quedado . Contare identificar (cerca de 200 organismos) con un microscopio de disección .
Para calcular la cantidad de plancton recolectado, en ausen
2 5
Número Total DV X TN
SV
Para calcular la cantidad de plancton recolectado usando u n
aparato contador :
Núm/m 3 de agua =
DV TN x
Q
Donde : DV = total de volumen diluido (ml) .
SV = total de volumen de submuestra (ml) .
TN = Núm . total de zooplancton en la muestra .
q Cantidad de agua colada, m 3 (peso a través de
-la red )
b) Recuento en cámara .
Se lleva el total del concentrado
(o
una alícuota apropiad asegún la capacidad de la celda) bien mezclado y transferido a una cámara de
-recuento . Para llenar, usar
la
técnica de la celda Sedwick-Rafter .Usando el microscopio compuesto se cuentan e identifican lo s
rotíferos revisando 10 franjas con un aumento de 100X (1/5 del volumen de la
-c'ámara) ; se cuentan las larvas nauplio durante el recuento de rotíferos . El
-recuento de los microcrustáceos adultos se hace en un microscopio de disección .
Para la identificación de la especie de los rotíferos y los microcrustáceos,
-a
veces se requiere disección y examen con el microscopio compuesto (Pennak,-1953) .
-2 6
usa la siguiente relación :
Rotiferos por litro = Tx C
P x V
Microcrustáceos por litro = T xC S x V
Donde : T = recuento tota l
C =volumen total de la muestra concentrada (ml) .
P = volumen de 10 franjas en la cámara de recuent o
(ml) .
V = volumen de redada o muestra tomada en litro s
S = volumen contenido en
la
cámara (ml) .c) Determinación de biomdsa .
Como las poblaciones de plancton natural están compuestas de muchos tipos de organismos (ejemplo : animales, vegetales y bacterias) es difí
-cil obtener valores cuantitativos de'cada una de las poblaciones que lo compo
nen . Los índices usados frecuentemente incluyen peso seco y peso de cenizas,
-volumen celular, superficie del área celular, carbono total, nitrógeno total y
contenido de clorofila . Los métodos de peso seco y peso exento de cenizas in -cluyen los datos de partículas de materia inorgánica, aparté del peso del plan c
ton .
Las determinaciones del volumen celular y superficie del áre a
celular, pueden realizarse sobre componentes individuales de la población, y =
así se obtienen datos sobré el volumen vegetal o animal, el volumen bacteri a
-2 7
clorofila nos proporcionan datos sobre el fitoplancton (Biological Field an d
Laboratory Methods, 1973, Plankton, PP 13-16) .
Peso seco y peso exento de cenizas . Para reducir la cantidad
de sólidos disueltos se lava la muestra con un gran volumen de agua destilada ,
ya sea por centrifugación o sedimentación, además de hacer una concentración
-de la muestra por centrifugación . Si es posible, tomar suficiente muestra co n
el fin de obtener varias alícuotas que tengan cada una un mínimo de 10 mg po r
peso seco (generalmente 10 mg de peso seco equivalen a 100 mg de peso húmedo) .
Tratar ' un minimo de dos alícuotas por duplicado para cada muestra .
d) Pesó seco .
Tomar una alícuota de la muestra concentrada y colocarla e n
un crisol de porcelana tarado y a peso constante, y secar a una temperatura
-constante de 10 5 °C (24 h . son suficientes) . Obtener el peso del crisol y, por
diferencia, el peso seco .
e) Peso exento de cenizas .
Después que se ha determinado el peso seco, se pone el cri
sol en una mufla a 500°C una hora . Se enfría y se vuelven a humedecer las ce
nizas con agua destilada y se pone a temperatura constante de 105°C . Cuando
-se reintroduce agua a las cenizas, -se hidratan las tizas y otros minerale s
que no se separaron a los 105°C, y se restituyen los que se perdieron a los
-500°C . Este volumen de agua 6s, en ocasiones, menor del 10% del peso durante
la combustión y, si no se corrige, se interpretará como materia orgánica . S e
obtiene el peso del crisol y el peso seco de las cenizas para obtener el pes o
' 2 8
1 .8 Montajeypreparación de las muestras de plancto n
'1 .8 .1
Montaje fresco semi-permanente de fitiplancton .
Agite la muestra concentrada por sedimentación . y tomar 0 .lm l con una pipeta, transfierala a un . cubreobjetos ; sellar el cubreobjetos con u n
adbesivo como esmalte para uñas transparente para prevenir
is
evaporación .Para placas semipermanentes, mantener embebidos a los org
á-nismos en glicerina, y sellar con esmalte para que puedan ser guardados unos
-cuantos años .
1 .8 .2 Montaje del fitoplacton en filtro de membrana .
Poner 2 gotas de aceite de inmersión sobre un portaobjetos . Inmediatamente después de h ber filtrado el fitoplancton, transfieralo con l a
ayuda de unas pinzas sobre el aceite que se encuentra en el portaobjetos y
-adicione 2 gotas de aceite de inmersión sobre el filtro ; el aceite se
impreg-nara de 24 a 48 hrs . Sin embargo, este tiempo puede ser completado en 1 ó 2
hrs por la aplicación de calor a 70°C . Una vez que el filtro se ha aclarado,
-poner unas cuantas gotas adicionales de aceite de inmersión sobre el filtro y cubrirlas con un cubreobjetos .
El filtro montado ya esta listo para examinarlo al micrósco
-pio .,
1 .8 .3
Montaje de zooplancton .
-2 9
ha sido concentrada o diluida transferir la muestra a un contador de células -o a una cámara para análisis de m-ontaje humed-o . Usar p-olivinil-o lactil fen-ol -para pre-parar montajes semipermanentes de zooplancton . Los montajes son buenos durante casi un año, después del cual el agente aclarador daña a los organis -mos .
1 .9 Bibliografí a
- CUSHING, D .H . AND WALSH, J .J .- The Ecology of the Seas .- W .B . Saunders, Co .- Philadelphia (1976) .
- APHA, AWWA, WPCF .- Standard Methods for the Examination of Water an d Wastewater .- 15th Edition .- Washington (1980) .
- DEPARTAMENTO DE PESCA .- Dirección de Acuacultura/FIDEFA .- Manual d e Técnicas Limnobiológicas Simplificadas .- junio de 1977 .
- SCHWOERBEL, J .- Métodosde Hidrobiología .- la edición .-Editorial H . Blume .- Madrid (1975) .
- U .S . ENVIRONMENTAL PROTECTION AGENCY .- Biological Field and Laboratory Methods for Measuring the Quality of Surface Waters and Effluents . -Environmental Monitoring Series . Cincinnati . (1973) .
TECNICAS DE MUESTREO Y ANALISIS DE PERIFITON
2 .1
Introducció n
El perifiton es un césped, más o menos espeso, formado principalme n
te por algas filamentosas y diatomeas,las cuales se fijan a partículas de fan
go, de tal manera que se forma una cubierta casi fangosa de la cual se alimen -tan muchos animales (Schwoerbel . 1975) .
Estas comunidades de microorganismos que crecen sobre piedras,
ba-rras, plantas acuáticas y otros substratos sumergidos, son útiles en la evalu a ción de los efectos de la contaminación sobre los lagos, ríos y arroyos . Inclu i
dos en ese grupo de organismos están las zoogleas y las bacterias filamentosas ,
los protozoarios, los rótíferos, las algas y también los microorganismos de
-vida libre que se encuentran nadando, arrastrandose, o alojandose entre las
-formas fijas .
El perifiton bajo las fuentes de contaminación muestra respuestas
-inmediatas a diferencia del plancton, el cual no siempre responde completament e
" a lainfluencia de la contaminación en los ríos en una distancia considerable .
Un ejemplo son las capas de Sphaerotilus y otros organismos del fan
-go que se observan comunmente en las corrientes con descargas de desechos or
-gánicos .
Como la abundancia y la composición del perifiton en un lugar dado
-está gobernado por la calidad del agua en ese punto, las observacionés de su
3 2
cuerpo de agua .
El uso del perifiton en la evaluación de la calidad del agua siempre
está obstruida por la falta de substratos naturales apropiados en la estación
de muestreo deseada, además, siempre es' difícil el colectar muestras cuantita
tivás de esas superficies . Para evitar esos problemas pueden ser utilizados
-los substratos artificiales que proporcionan una superficie, área y orientació n de tipo uniforme .
2 .2 Muestreo
2 .2 .1
Selección de la estación de muestre o
En los ríos, las estaciones se localizan a una corta dista n cia río arriba, y en uno o más puntos río abajo de la fuente de contaminación ,
O del área que se intenta estudiar . Mientras los efectos de un contaminante
-dependen de la capaidad asimilativa de la corriente y de la naturaleza del co n taminante, los cambios progresivos en la calidad del agua, corriente abajo de la fuente de contaminación, pueden ser causados enteramente por dilución y en
-friamiento, come en el caso de nutrientes, desechos industriales tóxicos y
-contaminación termal, o la mineralización gradual de orgánicos degradables .
-En el caso de desechos domésticos y algunos industriales, el examen rápido de l fondo y el contorno del crecimiento del perifiton corriente abajo, desde l a desembocadura, puede descubrir zonas conspicuas de respuestas biológicas en l a calidad del agua, que será utilizada en determinar las localizaciones apropia das, para las estaciones de muestreo . De esta forma, pueden delinearse los 11
-mites de varias zonas de contaminación y puede determinarse también la exten
3 3 .
extensivo, un mínimo de dos estaciones de muestreo nos proporcionaría datos
-sobre la comunidad del perifiton ; en un punto de referencia arriba de la fue n
te de contaminación, y otra abajo de la fuente donde ha ocurrido la mezcla con
el cuerpo de agua .
En lagos, presas, aguas lénticas y otros cuerpos de agua es
-tancadas donde las zonas de contaminación pueden estar arregladas
concéntrica-mente, se localizan las estaciones en áreas adyacentes a la de la salida de
-los desechos y en las áreas no afectadas .
En aguas muy eutroficadas o contaminadas, se deben utilizar
placas en posición vertical . En aguas oligotróficas, las placas horizóntales
-dan buenos resultados . Para encontrar el perfil de la colonización del perif i
ton desde la superficie del agua hasta el fondo, se colocan varias placas en
-forma vertical separadas no más de 20 cm, en la zona próxima a la superficie, -..
y mas abajo a no más de 100 cm . Las placas se sujetan de acuerdo con el cuadro"
2 .1 ; este método es la modificación por Sládeckova (1960,1962) del original d e
Kusnetzow . (Fig . 2-1) .
También es muy sencillo construir un bastidor de madera, qu e
tenga en los cuatró lados incisiones longitudinales para portaobjetos, como
-una caja para preparaciones microscópicas . El bastidor con las placas se puede
disponer horizontal o verticalmente y, también, se puede atar a una boya .
Se ponen tantos portaobjetos como tipos de análisis se vaya n a realizar asegurando, así, la recolecta de material suficiente, y para deter
-minar la variabilidad causada por diferencias normales de'la colonización
3 4
efectos de la contaminación, la longitud del substrato expuesto y :los cambios estacionales en temperatura y otras condiciones medio ambientales naturales, pueden tener efectos profundos sobre la composición de las muestras recolecta
-das .
Sin embargo, cabe considerar que la comunidad que crece en -un substrato artificial no es completamente representativo de la com-unidad na-tural .
Se recomienda situar, exponer y manejar todos los substrato s artificiales en condiciones tan identicas como sea posible, independientemente de que se repita el muestreo en una localización en particular o .en diferente s lugares . El tipo y/o construcción del. muestreador causa cambios en las condi-ciones físicas del ambiente que a su vez afectan el crecimiento del perifiton .
Aunque no son muy comunes las variaciones (10 al 25ó) entre las repeticione s
de las muestras se recomienda que para disminuir
el
error de.muestreo e incre --mentar el poder de interpretación, reducir la magnitud de todas las posibles-variables de prueba y usar un máximo de repeticiones .
A menudo se pueden presentar problemas secundarios asociado s con la infestación de . macroinvertebrados y raspadores, el periodo suele ser de
7 a 14 días ; para reducir la influencia de desorden ocasionado por los raspado -res se debe aumentar elArea del substrato muestreador y exponerlo de 7 a 10
-días
2 .2 .2
Recolecta de las muestras .
3 5
Pueden tomarse muestras cualitativas al raspar piedras, esta
cas, pilotes y otros subtratos que hayan estado sumergidos en la estación . Se
pueden desarrollar muchos dispositivos para la recolecta de muestras cuantita
-tivas en superficies irregulares, pero no es representativo .
b) Substratos artificiales .
Los substratos artificiales más ampliamente usados son lo s
portaobjetos estandares (25x75mm), pero también se utilizan otros materiales
-como placas de acrílico y asbesto . Sin embargo no es recomendable hacer cambio s
del tipo de substrato durante un estudio porque la colonización varia con el
-substrato . En arroyos pequeños superficiales y lagos de regiones litorales ,
donde la luz está limitada en el fondo, los bastidores con placas u otros subs
-tratos se sitúan fijos al fondo .
E n , arroyos grandes, profundos, o cuerpos de agua donde la
-turbiedad varía mucho, es mejor situat las placas en forma vertical, formand o
con una cara de la placa, un ángulo recto, hacia la corriente dominante . Sin .
-embargo para la exposición de portaobjetos cada investigador utiliza su propi o método .
c) Periodo de exposición .
La colonización de portaobjetos limpios procede en un rang o
exponencial en la primera o segunda semana, y después decrece lentamente, y a
que la exposición de menos de dos semanas da muestras muy pobres y de más de
-dos semanas puede dar menor material debido al detritus, el lapso de 2 semana s
generalmente constituye el intervalo de muestreo óptimo, al menos durante el
verano . Sin embargo, ese tiempo de exposición excluye la recolecta de las ta
Stigeo-3 6
clonium .
Para un trabajo más exacto, determine
el
periodo de exposi-ción óptimo por medio de una exposi-ción previa de casi 6 semanas .
2 .2 .3 Muestreos cualitativo s
El perifiton usualmente crece sobre el substrato, y es de
-color café, café verdoso, o verde . En aguas estancadas y aguas corrientes, e l
perifiton puede ser recolectado cualitativamente raspando con alguna navaja o
algún otro objeto afilado, en las superficies de rocas y maderas . Esta recolec
3 7
de las áreas muestreadas, tomando por ejemplo 1 m 2 . Cuando se utiliza este m é
todo, se deben limitar las recolectas a las áreas litorales, lagos, y áreas d e
corriente superficial o profunda, que es donde se encuentra una gran varieda d
y un gran número de organismos .
Para obtener una muestra suficiente, se combinan los raspa
-dos obteniendo un volumen de 5 a 10 ml .
2 .2 .4 Muestreos cuantitativo s
Si se quiere estudiar esta comunidad cuantitativamente, se
-tiene que remover del substrato el perifiton vegetal y animal, sin embargo, e s
to no es posible . Ponyi (1962), ha demostrado en sus investigaciones que los
-pequeños crustáceos estan muy débilmente unidos al perifiton, y se caen a la
-menor agitación ; esto no le ocurre a los organismos que se sujetan fuertemente .
Meschkat '(1934), ideó un método para obtener resultados sobr e
el estudio de la distribución vertical del périfiton en los tallos de las plan
-tas . Se cortan los tallos de las plan-tas con una hoz larga, justo al nivel de l
suelo, sacándolas ó se les corta el ápice y se pone un tubo largo de vidrio e n
el tallo antes de sacarlas . Se corta el tallo en trozos de 20 cm de longitud,
-numerándolos según su posición, y se transportan en tubos de vidrio de longitu d
parecida . Los trozos se deben estudiar por separado, pues se dan diferencias =
verticales en las plantas y en los animales que aparecen en ellas . Con este m é
todo se pierden casi todos los entomostráceos, pero es eficiente para lo ante
-riormente mencionado .
Según Sch8nborn (1962) : Se capturan los testáceos del perif i
3 8
riormente se pone el raspado en un recipiente con agua ; 25 cm . de longitud co
rresponden a una superficie de 225 cm2; tanbién (Schonborn) se pueden aplastar
las algas del perifiton distribuyendo regularmente el detrito en una determin a da cantidad de agua . Se hace el recuento de 50 c m3 de esta muestra . Con este
-método, tanto la población animal : como la vegetal se pueden relacionar con l a
superficie del tallo, pero hay que tener en cuenta que existe una superficie
-mucho mayor de substrato, a disposición de . los organismos del perifiton .
Otra técnica,la de Meschkat es aquella en la que se raspa e l perifiton enel laboratorio y se . cuentan los animales grandes al microscopio ,
El aguó de los tubos de transporte se fija con . formalina, y los organismos que se ,quedan en las paredes se quitan con un
cepilló :
Después de una sedimentación de 25 horas, se saca el depósito de los tubos usados par ael transporte y se vierte a una caja de Petri con el'fondo cuadriculado,
a
con-tinuacion se cuentan junto con el agua fijada con formalina .Las algas que no se van a analizar inmediatamente se debe n fijar con una solución de formalina al 2%, que también las conserva perfecta mente . La cantidad de perifiton vegetal de los tallos se puede estimarcuanti
-tativamente por •peso o volumen .
2 .2 .5 Recolección y transporte de las placas . de vidrio expuestas . . A intervalos de una o varias semanas se quita de cada uno de los corchos u n portaobjetos de posición horizontal y otro vertical, o bien, si se utilizan -otras técnicas de exposición, se procede .de manera similar . Cada placa que s e quita es substituida por . otra nueva .
'
3 9
Las placas recogidas se transportan aisladamente erg frasco s de boca anch a
2 .3 Preservación delamuestr a
Las muestras tomadas para conteo e identificación, deben ser preserva das con formalina al 5% neutralizada con tetraborato de sodio .
Cuando se está en él campo, las placas pueden ser colocadas en bot e
lías de tamaño apropiado o bien pueden ser raspadas dentro del récipiente .
Para muestras que van a ser utilizadas en la determinación de peso
-seco y peso libre de cenizas es necesario secar las placas al aire y almacena r
las en botellas de vidrio de 3 a 7 cm .
Las placas para análisis de clorofila hay que ponerlas en acetona
después de la colecta y refrigerarlas con triclorotrifluoroetano (freón o s u . equivalente) o con CO2 y mantenerlas en hielo seco hasta la llegada al labora
-torio : Almacenar'todas las muestras en la obscuridad .
2 .4 Análisis de la muestra .
2 .4 .1
Conteo de Sedwick-Rafte r
Remover el perifiton de las placas con una hoja de afeitar y
un gendarme, no incluir el perifiton de los lados de la placa, dispersar e l
4 0 :
Transferir 1. ml a una,celda Sedwick-Rafter, y hacer un conteo en franjas com o
se describe en el apéndice . Si el material de la celda es muy denso para. ser
contado directamente, descartarlo ' .y poner otra muestra más diluida .
Expresar el conteo como células o filamentos por mm2 de area
de substrato, calculando ;
1) Células/ ml de raspado suspendido
. = Conteo real franj a volumen de 1 franja, m l
2) Células ./ mm2 de, superficie de plac a
= células /• mlde raspado suspendido x volumen .
área d e total delraspado
franja (s), mm2
2 .4 .2 Conteo proporcional de especies de diatomeas .
La preparación de montajes permanentes de diatomeas de la s
-muestras de perifiton difiere de la preparación de montajes de .plancton porque
es necesario remover' la materia orgánica extracelular (tal como el material g e
latinoso), ya que si esto . no es removido se producirá un depósito café o negr o
sobre el cubre objetos cuando la muestra sea incinerada . Las substancias orgá
nicas se deben descomponer por medio de oxidación con (persulfato de amonio),
-( NH 4 ) 2 5 2O 8 o HNO
3 (o H 2 O 2 , 30%) y K 2 Cr 2 0 7_ (ver :capitulo anterior) antes de
montar la muestra ; para oxidar con, persulfato poner aproximadamente 5 ml de
muestra en un frasco de 10 ml . Permitir la sedimentación durante 24 horas, sa
4 1
de (N H 4 ) 2 S 2 0 8 al 5% y mezclar constantemente, no exceder de un volumen total
-.de 8 ml . Calentar el frasco a 90°C durante 30 min . Permitir la sedimentación
-por 24
h,
eliminar el sobrenadante y reponerlo con agua destilada .Después de 3 cambios de agua destilada, transferir con un a
pipeta una gota de la suspensión de diatomeas a un portaobjetos, evaporar par a
secar y preparar y contar el montaje como se describe en la sección para plan c
ton . Contar como mínimo 500 frústulas y expresar el resultado como organismo s 2
por mm .
2 .4 .3 Preparación y conteo de la muestra teñid a
Las muestras de perifiton teñidas permiten distinguir las
-alga s, de los detritus y las diatomeas vivas de las diatomeas muertas . Esta
-distinción es importante especialmente porque el perifiton . siempre actua como
cementerio para las diatomeas planctónicas muertas, así como también para la s de origen perifitico . En este método todos los componentes algales del perifi
ton pueden ser estudiados en una preparación sin sacrificar la taxonomía deta
-liada de la diatomea .
Donde :
N = número de organismos contado s área total de la placa, mm2
volumen total de la muestra original en suspensión, ml .
área contada (franjas o campos), . mm2
V s = volumen de la muestra usada para preparar la placa, ml .
A s = área superficial de la placa
o
substrato,2 mm . A t= Vt= A c=
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2 .4 .4 Peso seco y peso libré dé cenizas .
Recolectar por
lo
menos 3 placas repetidas para lasdetermi-naciones de peso . Las placas que se secan al aire cuando se está en el campo,
-pueden ser almacenadas por tiempo indefinido si están protegidas de la
abra-sión, humedad y .el polvo . Aunque los pesos pueden ser obtenidos del material
-usado para determinaciones clorofílicas, es preferible usar placas destinada s
expresamente para análisis de peso seco y peso libre de cenizas .
a) Equipo .
1) Balanza analítica con una sensibilidad de 0 .1 mg .
2) Horno de secado, de doble pared, termostáticamente contro
lado dentro de ± 1 0C
3) Mufla eléctrica con control de temperatura automático .
4)'Crisoles de porcelana de 30 ml de capacidad .
'5) Navaja dé afeitar de orilla simple o gendarme .
b) Procedimiento .
1) Si los pesos secos o libres de cenizas pueden ser obten i
dos del material usado para determinaciones de clorofila, combinar la materia
-fragmentada y el extracto de acetona de cada lado, evaporar la acetona en una
-capucha sobre un baño de vapor o en un horno a prueba de explosión, secar a
peso constante en 105°C y poner a ignición por•1 h . a 500°C . .Si el peso puede
ser obtenido de l . material secado en el campo, rehumedezca el material secado -con agua destilada y remuevalo de las placas -con sná navaja de afeitar, pone r
-4 3
desecadory pesar ; meter a ignición por una hora a 500°C .
2) Rehumedecer las cenizas con agua destilada y secar a pe
-so constante a 105°C, esto reintroduce agua de hidratación al barro y otros
-minerales, los cuales no son secados a 105°C pero son perdidos durante la ign i
ción . Si no es corregido por esa pérdida de agua, será registrado como materi a
orgánica volátil .
c) Cálculos .
Calcular el peso promedio de las placas y reportar como pes o seco y peso libre de cenizas por m 2 de superficie expuesta . Si son usadas pla -cas de 25x75 mm entonces : g / m2 = g/ placa ( promedio ) 0 .0037 5 2 :4 .5 Clorofila y feofitina .
El contenido de clorofila de las comunidades establecidas , es un índice utilizado en la biomasa del fitoperifiton . Como las determinaci o nes cuantitativas de clorofila requieren de la recolecta del perifiton de'un a área superficial conocida, utilizar substratos artificiales ; extraer los pig
-mentos con .acetona acuosa y completar el análisis utilizando un espectrofotó
-metro o un fluoró-metro .
Si no es posible la extracción inmediata de los pigmentos,
las muestras pueden ser almacenadas en refrigeración hasta 30 días si se man
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las células varía considerablemente con las diferentes algas ; para asegurar l a
completa extracción de los pigmentos, desbaratar las
células
mecanicaménte co nun triturador, mezclador o desintegrador sónico, o
el
mismo congelador . El tr iturador es el método más riguroso y efectivo .
El índice autotrófico (IA) es un medio para determinarla n a
turaleza autotrófica de la comunidad perifitónica y se calcula como'sigue :
IA Biomasa ( peso de la materia orgánica libre de cenizas )
Clorofila a, mg/m ¿
El rango de valores normales-de IA va desde 50-200 ; los
vlores grandes, indican asociaciones heterotróficas o agua pura, ya que la m
a-teria orgánica no viviente afecta este índice .
Dependiendo de la comunidad, su localización, habitos de cre .
,cimiento y método de recolección de la muestra, será la calidad del material
-orgánico no viviente que puede aumentar el numerador y producir altos valore s
desproporcionados del 'IA . Sin embargo, el IA es un medió utilizado para descr i
bir los cambios en las comunidades del périfiton entre cada localización de
-muestreo .
a) Equipo' y reactivos ( ver 4 ,.'2 .5 .. )
b) Procedimiento .
Los portaobjetos•o placas que se han utilizado como substr á
tos deben ser puestos directamente . en 100 ml de una mezcla de acetona acuos a
y solución de MgCO3 al 10%, almacenar inmediatamente sobre hielo seco