8592 PARA REDUCIR LA LÁMINA DE RIEGO APLICADA DE ACUERDO AL BALANCE HÍDRICO.
GUSTAVO ADOLFO ARCILA OLAYA JUAN DAVID LÓPEZ GARCÍA
MARTHA CONSTANZA DAZA T.
Ingeniera Agrícola M Sc Directora del proyecto de grado
Universidad del Valle
Facultad de Ingeniería
Escuela de Ingeniería de recursos Naturales y del Medio Ambiente Programa de Ingeniería Agrícola
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DEDICATORIA
Este trabajo está dedicado a nuestras familias, quienes nos formaron, nos guiaron por el camino del conocimiento y nos brindaron siempre su amor y apoyo incondicional durante nuestras vidas y el desarrollo de este proyecto.
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AGRADECIMIENTOS
A la profesora Martha Constanza Daza por su motivación para llevar a cabo este proyecto, por su valiosa orientación académica y por la confianza que durante todo este proceso depositó sobre nosotros
A nuestros amigos incondicionales Oscar Vélez, Adriana Torres, Carlos Rodríguez, Sebastián Torres, Sergio Gómez que estuvieron con nosotros en las diferentes etapas de este proyecto brindándonos todo su apoyo de forma desinteresada.
A Edwin Hurtado, Katherine Gómez, Eber Hernández, Jhonatan Herrera, Gerardo Torres del laboratorio de hidráulica y fluidos por toda su colaboración, la cual fue indispensable para el desarrollo de este trabajo.
A CENICAÑA por haber hecho posible la ejecución de este trabajo con la donación de las plántulas de caña de azúcar.
Al IDEAM por facilitar el acceso a la información de la estación meteorológica ubicada en las inmediaciones de la Universidad del Valle.
A Sandra Alarcón por facilitar nuestro acercamiento con Cenicaña.
A la doctora Neuza Asakawa por sus gestiones y valiosa colaboración, poniendo todo su conocimiento a nuestro servicio.
A Rodrigo Camacho por facilitarnos soportes logísticos y Pablo Cesar por facilitarnos información la cual fue de vital importancia.
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TABLA DE CONTENIDO
1. INTRODUCCIÓN ... 8 2. OBJETIVOS ... 10 2.1 Objetivo general ... 10 2.2 Objetivos específicos. ... 10 3. JUSTIFICACIÓN ... 11 4. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA ... 13 4.1. Definición de Micorriza... 13 4.2. Tipos de micorrizas ... 134.3. Anatomía de la micorriza arbuscular (MA) ... 15
4.4. Establecimiento de la simbiosis ... 17
4.5. Función de la micorriza arbuscular ... 19
4.6. Efectos en las relaciones agua-planta ... 20
4.7. Factores que afectan la formación y funcionamiento de la micorriza arbuscular ... 21
4.8. Inoculación con micorrizas ... 22
4.9. Importancia de la micorriza en la agricultura ... 22
4.10. MA en la caña de azúcar... 23
4.11. Cultivo de la Caña de azúcar(variedad CC-8592) ... 23
4.12. Requerimientos hídricos de la caña de azúcar ... 24
4.13. Relaciones suelo-agua ... 25
4.14. Relaciones agua-planta ... 25
4.15. Programación de riegos ... 26
4.16. Programa de Balance hídrico ... 27
5. MATERIALES Y MÉTODOS ... 28
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ... 39
6.1. Caracterización del suelo ... 39
6.1.1. Perfil del suelo ... 40
6.2. Evaluación de la inoculación de plantas de caña de azúcar ... 41
6.3. Aplicación de láminas de riego ... 44
6.4 Análisis de características agronómicas de la caña de azúcar. ... 46
6.4.1. Altura del tallo ... 46
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6.4.3. Población de tallos ... 51
7. CONCLUSIONES ... 53
8. RECOMENDACIONES ... 54
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LISTADO DE TABLAS
Tabla 1.Caudal promedio arrojado por emisor en cada uno de los módulos. ... 33
Tabla 2. Distribución de los tratamientos ... 37
Tabla 3. Análisis químico del suelo ... 41
Tabla 4. Prueba de colonización de raíces. Agosto 2011... 42
Tabla 5. Prueba de colonización de raíces. Marzo 2012 ... 43
Tabla 6. Análisis Físico del suelo. ... 44
Tabla 7. Precipitaciones mensuales [mm] Universidad del Valle, sede Meléndez durante el tiempo de experimentación ... 45
Tabla 8. Riegos aplicados en el experimento ... 45
Tabla 9. Tasa de crecimiento ... 46
Tabla 10. Resultados estadísticos descriptivos de altura. ... 48
Tabla 11. Promedios de humedad con significancia ... 49
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LISTADO DE FIGURAS
Figura 1. Micelio extraradical de Suillusbovinusasociado con Pinussylvestris. Fotografía de D.J.
Read. Tomada por Peterson L. et al 2004. ... 13
Figura 2. Representación de la colonización de raíces por el hongo formador de la micorriza arbuscular. Tomado de Peterson L. et al 2004. ... 18
Figura 3. Cambios con la edad en la población y la altura de la planta de caña de azúcar (Cenicaña, 1995) 24 Figura 4. Imagen satelital obtenida a través del software GoogleEarth (Referencia). Localización del cultivo experimental. ... 28
Figura 5. Granja experimental ubicada en el laboratorio de Hidráulica de la Universidad del Valle, Cali. ... 28
Figura 6. Plántulas de caña de azúcar con 2 meses y 11 días en semillero. Hacienda Bolívar. ... 29
Figura 7. Calicata construida para la caracterización física del suelo en la granja experimental. ... 29
Figura 8. Plántulas donadas por Cenicaña y labores de siembra. ... 30
Figura 9. Inoculación de las plántulas con Mycoral al momento de la siembra. ... 30
Figura 10. Deshierbe manual a los cuatro meses de establecido el cultivo. ... 31
Figura 11. Extracción de raíces para la realización del análisis de porcentaje de colonización. ... 32
Figura 12. Instalación de las cintas de riego en el módulo 1. ... 33
Figura 13. Área de humedecimiento por plántula. ... 34
Figura 14. a) Cañas con 7 meses de edad sin presentar desprendimiento de follaje. b) Desprendimiento de follaje aproximadamente hasta la mitad del tallo, en cañas con 10 meses de edad. ... 36
Figura 15. Módulos de riego con sus respectivas láminas. En color azul se pueden observar las plantas que fueron micorrizadas y en verde las que no. ... 38
Figura 16. Imagenes de la inocualción de plantas de caña de azucar. (A) Iniciando la colonización; (B) Formación de hifas y vesícula; (C) Formación de arbúsculos. ... 44
Figura 17. Velocidad de crecimiento presentado en los 6 tratamientos. ... 46
Figura 18. Valores individuales altura (CM=con micorriza, SM=sin micorriza) ... 47
Figura 19. Interacción entre lamina de riego y la micorriza para la altura (CM=con micorriza, SM=sin micorriza) ... 48
Figura 20. Valores individuales diámetro. (CM=con micorriza, SM=sin micorriza) ... 49
Figura 21. Interacción entre lamina de riego y la micorriza para la altura (CM=con micorriza, SM=sin micorriza) ... 50
Figura 22. Relación entre los tratamientos y el número de tallos por cepa. La franja demarcada por líneas rojas representa el rango promedio de tallos por cepa para la variedad de caña CC-8592 según Cenicaña. .. 51
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1. INTRODUCCIÓN
Las micorrizas arbusculares (MA), son asociaciones ecológicamente mutualistas que se establecen entre los hongos, Glomeromycota, y las plantas (Cuenca. Et. al., 2007). Originalmente fueron consideradas como un fenómeno básico que estudiar desde el punto de vista morfológico, sin embargo, en la actualidad esta simbiosis ha generado un mayor interés, por lo que se han desarrollado estudios ecológicos, taxonómicos, moleculares y biotecnológicos, siendo estos últimos los que están recibiendo mayor atención debido a que inducen una mayor capacidad de absorción nutricional, sanidad, vigor y producción en las plantas (Alarcón y Ferrero-Cerratim, 2000). Uno de los puntos más importantes, es la implementación de esta tecnología para ayudar a las plantas a soportar el estrés hídrico, lo que puede ser de utilidad para mejorar la producción de los cultivos bajo condiciones de déficit de humedad o sequía (Díaz. Et. al., 2008). A partir de lo anterior surge la posibilidad de emplear las micorrizas como parte de las prácticas agrícolas en cualquier zona del mundo, y para cualquier cultivo que requiera de continuos e intensivos riegos, buscando con esto, hacer un uso más eficiente del recurso hídrico sin necesidad de sacrificar los rendimientos agrícolas; sin embargo, para su implementación es necesario profundizar en temas que tienen que ver con las relaciones del agua tanto con la planta como con el suelo, lo que permitirá hacer uso de herramientas como el Balance Hídrico, que tiene como objetivo responder preguntas fundamentales cuando se habla de riego en la agricultura: ¿Cuándo regar? ¿Cuánto aplicar? (Cenicaña, 2002)
La caña de azúcar, Saccharum officinarum, perteneciente a la familia de las gramíneas, se caracteriza por tener un tallo leñoso, de dos a tres metros de altura, hojas largas y flores purpúreas en panoja piramidal (Procaña, 2011).En Colombia se plantó por primera vez en Santa María La Antigua del Darién en 1510. Pedro de Heredia, fundador de Cartagena, introdujo la caña en la Costa Atlántica alrededor de 1533 y posteriormente Sebastián de Belalcázar, fundador de Santiago de Cali, la plantó en el Valle del Cauca, en su estancia en Yumbo en 1540 (Cenicaña, 2011). Actualmente este cultivo es el mayor referente del agro en la región, abarcando 218.311 Ha (50.77%) de las 430.000 Ha disponibles para la agricultura en el valle geográfico del Río Cauca, donde se encuentran distribuidos 13 ingenios azucareros (Cenicaña, 2010). Este crecimiento y fortalecimiento del sector se debe al trabajo conjunto entre agricultores e ingenios, complementado con la creación de estructuras institucionales como La Asociación de Cultivadores de Caña de Azúcar de Colombia ASOCAÑA, la Comercializadora Internacional de Azúcares y Mieles S.A. (CIAMSA), el Centro de Investigación de la Caña de Azúcar de Colombia (CENICAÑA) y la Asociación Colombiana de Técnicos de la Caña de Azúcar (TECNICAÑA) (Asocaña, 2009).
Anualmente se destinan grandes cantidades de recursos a la investigación, principalmente a través de donaciones por parte de los ingenios azucareros y los agricultores, con el fin de
9 generar avances tecnológicos en el sector y aumentar su competitividad en el mercado. Es así como fue posible que Cenicaña, constituido en 1977 como una corporación privada de carácter científico y tecnológico sin ánimo de lucro, de duración indefinida, iniciara programas de investigación como el de cruzamiento y selección de variedades que dio como resultado variedades como la Cenicaña Colombia 8592 (CC-8592) (Cenicaña, 2002), hoy en día la primera variedad comercial en área sembrada por la industria azucarera de Colombia en el Valle del rio Cauca (70 % del área total), debido a su alto nivel de adaptabilidad a condiciones ambientales adversas, a su nivel de resistencia a plagas y enfermedades y finalmente a sus excelentes rendimientos de azúcar (Cenicaña, 2012). Por esta razón es normal que los estudios tiendan a enfocarse en esta variedad, en un intento por desarrollar nuevas tecnologías y prácticas que permitan realizar las labores agronómicas de forma más eficiente y con un menor impacto al medio ambiente.
El presente trabajo tiene como objetivo principal evaluar el efecto de la micorrización sobre el desarrollo del cultivo de caña de azúcar bajo diferentes condiciones de humedad del suelo. Con ello se pretende estudiar la posibilidad de reducir las láminas de riego aplicadas tradicionalmente a la caña de azúcar, un cultivo exigente en cuanto a sus necesidades hídricas, a través de la integración de las tecnologías mencionadas anteriormente, de forma tal que los procesos fisiológicos del cultivo no se vean afectados negativamente y en consecuencia sus rendimientos. Para el desarrollo del proyecto fueron utilizadas plántulas de la variedad de caña de azúcar CC-8592, aplicando al momento de la siembra biofertilizante Mycoral. El éxito de la inoculación fue corroborado con dos pruebas de porcentaje de colonización de raíces, una al inicio y otra al final del experimento. La programación temporal de los riegos se realizó mediante la implementación de un programa de balance hídrico, previa caracterización física del suelo, que permitió calcular la LARA (Lámina de agua rápidamente aprovechable). Para la aplicación de las láminas de agua requeridas se determinaron los caudales arrojados por el sistema de riego por goteo, utilizando como herramienta aforos volumétricos. El diseño experimental que se dispuso para la investigación fue un modelo lineal de parcelas divididas.
En los capítulos 2 y 3 se presentan los objetivos y la justificación del presente trabajo. En el capítulo 4 se hace una breve descripción de los aspectos teóricos referentes a la micorriza, el cultivo de la caña de azúcar, las relaciones suelo-agua-planta y la programación de los riegos. El capítulo 5 da una descripción detallada de la metodología utilizada para llevar a cabo el experimento y de los métodos estadísticos desarrollados para dar respuesta al problema inicialmente planteado. El capítulo 6 expone los resultados obtenidos y plantea una explicación a los mismos, con lo cual se llega a las conclusiones y recomendaciones presentadas en los capítulos 7 y 8.
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2. OBJETIVOS
2.1 Objetivo general
Evaluar la inoculación con micorriza sobre el desarrollo del cultivo de caña de azúcar bajo diferentes condiciones de humedad del suelo en una granja experimental ubicada en la Universidad del Valle, Sede Meléndez, Cali.
2.2 Objetivos específicos.
Evaluar la reducción de la lámina de riego aplicada a un cultivo de caña de azúcar inoculado con hongos micorrizógenos.
Evaluar algunas características agronómicas del cultivo de caña de azúcar durante la etapa de rápido crecimiento.
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3. JUSTIFICACIÓN
Lo que diferencia al planeta Tierra como un punto vivo en un espacio oscuro y muerto es la presencia del agua y del aire. Por esa razón se le da el nombre de Planeta Azul (Guhl, 2003). Sin embargo, se proyecta para al año 2025, que la escasez de agua causará anualmente pérdidas globales de 350 millones de toneladas cúbicas del potencial de producción ligera de alimentos. En otras palabras, esto significa que uno de los principales factores limitantes de la alimentación para el futuro será el agua (Mira, 2006). Para este mismo año se estima que 4.000 millones de personas, que para esa época representarán cerca de la mitad de la población mundial, vivirán en lugares sujetos a altos riesgos de inundaciones y sequías (Perfetti, 2011). En definitiva el efecto más duro lo sufrirán los más pobres.
Para América Latina el panorama no es muy alentador según un estudio de Maude Barlow, activista canadiense y referente mundial en el tema, quien señala que el continente latinoamericano es el de mayor injusticia en el uso y acceso al agua. Aunque es la región con mayor volumen de agua dulce per cápita, con el 20 por ciento del total mundial, 80 millones de personas no tienen acceso al líquido vital en esta región (Vélez, 2011).
Para el caso de Colombia, dentro del panorama descrito anteriormente, cabe resaltar el concepto de “abundancia hídrica relativa”, siendo conveniente discriminar los diversos usos que conforman la demanda por agua en el país. Salta a la vista que tan solo el 6% de la oferta hídrica superficial es utilizada en la actualidad y que el 80 % de ella se utiliza en la autorregulación de los ecosistemas, es decir, en el funcionamiento de la naturaleza. Lo anterior significa que la reserva de la oferta hídrica superficial para el futuro es del orden del 14 %, lo que apunta a una gran conclusión: si bien es cierto que se cuenta con una abundancia hídrica relativa, también lo es que la disponibilidad hacía el futuro dista mucho de ser ilimitada y que por tanto es necesario manejar la riqueza hídrica del país dentro de un marco de racionalidad y de optimización, para lograr su conservación de cantidad y calidad espacial y temporal. Si se observan los consumos sectoriales de la parte de la oferta hídrica que se utilizan en la actualidad, se tiene la siguiente distribución en los diversos sectores: agropecuario 63%, energético 37%, actividades humanas 5% e industrial 1%. De las anteriores cifras resulta evidente la necesidad de mejorar la utilización del agua para el sector agropecuario tanto a escala global como nacional, mediante tecnologías de producción más limpia y el uso de herramientas económicas que tiendan a racionalizar el consumo. Así por ejemplo, en países y zonas donde estas prácticas están en uso, el consumo del sector agropecuario es sustancialmente menor. En Europa es del 31%, en Oceanía del 34% y en los Estados Unidos del 42% (Guhl, 2003).
Para el caso específico del valle geográfico del Río Cauca, la atención debe centrarse en la caña de azúcar, el cultivo más representativo de la región, que abarca 218.311 Ha de las
12 430.000 Ha disponibles para la agricultura (Cenicaña, 2010), siendo este, el cultivo con mayores requerimientos de agua en toda la región, con un consumo promedio de 1125 mm/ha-año (Torres, 1995). Por esta razón la disminución de la lámina de agua aplicada en el riego, se convierte en una necesidad, en un entorno donde los costos económicos y ambientales de prácticas agrícolas ineficientes son cada vez más altos, con consecuencias irreversibles, que hacen de la agricultura sostenible, una utopía.
El presente trabajo pretende hacer uso de las micorrizas como una alternativa razonable para ayudar a alcanzar dicho fin, evaluando el efecto de estas sobre el desarrollo del cultivo de la caña de azúcar bajo diferentes láminas de riego, tomando como punto de referencia estudios previos realizados en especies vegetales de interés agrícola, en las que se ha demostrado que la simbiosis optimiza la absorción tanto de nutrientes como de agua, disminuyendo las cantidades de fertilizantes y láminas hídricas aplicadas tradicionalmente (Díaz. et al, 2008). Con esto se proyecta también contribuir al alcance de los objetivos trazados por la ONU en el año 2000 para el nuevo milenio, relacionados con temas como seguridad alimentaria y cuidado del medio ambiente respectivamente (ONU, 2000).
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4. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
4.1. Definición de Micorriza.
Desde el punto de vista de la botánica, las micorrizas son una simbiosis mutualista, no patogénica, entre las raíces de las plantas superiores y hongos específicos presentes en el suelo (Sieverding, 1991). Este tipo de simbiosis se define como mutualismo clásico, porque la gran mayoría de investigaciones ha demostrado que ambos simbiontes (planta y hongo) se benefician del intercambio reciproco de fuentes minerales y orgánicas. Sin embargo, no siempre ocurre así, en realidad la respuesta de las plantas a la colonización micorrícica están en un rango continuo que va desde respuestas positivas y neutras a negativas (Modjo y Hendrix 1986, Johnson et al.1992 citados por Salas A, 2008). La figura 1 muestra una planta infectada con el hongo formador de micorriza.
Figura 1. Micelio extraradical de Suillusbovinus asociado con Pinussylvestris. Fotografía de D.J. Read. Tomada por Peterson L. et al 2004.
4.2. Tipos de micorrizas.
Las micorrizas han sido agrupadas, con base en la anatomía de las plantas colonizadas, en: ectomicorrizas, endomicorrizas y un grupo intermedio denominado ectendomicorrizas (Azcón-Aguilar y Barea, 1980; Harley y Smith, 1983 citados por Sánchez, 1999).
Ectomicorriza: Existe una variación considerable de las características morfológicas y
14 esta asociación: la formación de un manto o vaina de hifas fúngicas que cubre una considerable parte de las raíces laterales, el desarrollo de las hifas entre las células de la raíz que forman una compleja estructura altamente ramificada denominada red de Hartig y además, se encuentran hifas que emanan del manto y crecen en los alrededores del suelo (micelio extrarradical). Adicionalmente, algunas ectomicorrizas desarrollan agrupaciones lineales de hifas (rizomorfos), en el micelio extrarradical, que se encargan del transporte rápido de nutrientes y agua. Pocos hongos ectomicorrícicos desarrollan esclerocio que consiste en un almacenamiento compacto de hifas rodeada por una corteza. Los hipogeos o epigeos que son los órganos reproductivos, también se puede formar periódicamente del micelio extraradical. (Peterson, 2004).
Ectendomicorrizas: Ectendomycorrhizas son asociaciones formadas entre un número
limitado de hongos ascomicetos y los géneros coníferas, Pinus y Larix (Yu et al.2001 citado por Peterson, 2004). Las ectendomicorrizas han sido definidas por otros autores de diversas maneras y a veces se le han atribuido como micorrizas arbutoides y monotropoides. Estructuralmente, las ectendomicorrizasse asemejan a ectomicorrizas, tienen un manto y la red de Hartig, pero se diferencia en que después de la formación de la red de Hartig hay un desarrollo de hifas intracelulares en las células epidérmicas y corticales (Peterson, 2004).
Endomicorriza: Se caracterizan por la penetración del hongo inter e intracelularmente,
ausencia del manto y acentuadas modificaciones anatómicas en las raíces no visibles a simple vista. Su ocurrencia en muy generalizada y se subdivide en Orquidioide, Ericoide y Arbuscular. (Harley y Smith, 1983; Mosse, 1984; Sánchez de P., 1993 citado por Sánchez, 1999).
Endomicorrizas en orquídeas: La familia de orquídeas es cosmopolita; la mayoría de sus representantes se encuentran en las regiones tropicales. Todas las orquídeas, posean clorofila o no, pasan a través de un estado semillero prolongado durante el cual son incapaces de fotosintetizar, con el agravante que las semillas contienen escasas reservas de almidones o lípidos. Esto hace que el embrión no se desarrolle, a menos que reciba suministro exógeno de carbohidratos o que sea infectado por un simbionte fungoso compatible. En condiciones naturales, dicho requerimiento es suplido por el hongo micorrizógeno, el cual provee de compuestos carbonados a la planta durante su desarrollo, hasta cuando se forman las hojas y se inicia la fotosíntesis. Esta simbiosis difiere de otras en que es el único caso en el cual el hongo provee carbono a la planta, en tanto que en los otros tipos de de micorriza los compuestos carbonados se origina en la fotosíntesis de la planta hospedera y su transporte ocurre hacia el hongo (Harley y Smith, 1983; Read, 1985; Hadley, 1986; Silveira, 1992; Siqueira et al, 1994; Lovato et al, 1995 citado por Sánchez, 1999).
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Endomicorrizasericoides: Se encuentran en plantas con sistemas de raíces muy finas, como los son la mayoría de las Ericoideae, Vaccinioideae y Rhododendroideae. Numerosas hifas septadas se desarrollan alrededor de la raíz y forman un tejido frágil, muy ligero, sobre la superficie de la raíz; una vez en el interior de las células las hifas se desarrollan extensivamente y forman enrollamientos. Una gran cantidad de tejido fungoso se asocia con las raíces. Este tipo de micorriza es común en arbustos y árboles pequeños que proliferan en suelos ácidos y turbosos, caracterizados por altos contenidos de materia orgánica y compuestos polifenólicos, muy pobres en nitrógeno y fósforo (Harley y Smith, 1983; Read, 1985; Siqueira y Franco, 1988; Silveira, 1992 citado Sánchez 1999).
Endomicorrizas arbusculares: Más del 90% de las especies vegetales existentes en el planeta están micorrizadas cuando crecen en condiciones naturales, y de éstas, en 95% de los casos, la asociación corresponde a micorriza de tipo arbuscular, en contraste con la ectomicorrizas donde la diversidad de los hospederos es escasa y la de los simbiontes muy amplia; en las endomicorrizas arbusculares, éstos, en términos relativos, son escasos (más de 150 especies fungosas registradas) y los hospederos, muy diversos, el 97% de las plantas vasculares ( se calcula en unas 300.000 especies vegetales). En los trópicos la endomicorriza arbuscular (MA) es diez veces más abundante que las ectomicorrizas y ocurre en la mayoría de las especies vegetales. Se ha encontrado que el 97% de las fanerógamas, incluidas casi todas las especies de interés agronómico, pastoril y selvático, presentan este tipo de micorriza. (Harley y Smith, 1983; Siqueira y Franco, 1988; Sieverding, 1991 Silveira et al 1994; Sánchez de P., 1993 citado por Sánchez 1999).
La presencia de las micorrizas desde los polos hasta las selvas tropicales y desiertos lleva a pensar, contradiciendo las primeras visiones, que su presencia es regla y no excepción. Se estima que en el trópico alrededor del 71% de las especies vegetales forman MA y un 16% otros tipos de endomicorriza (Cannon, 1984; Sieverding, 1991; Sánchez de P., 1993 citado por Sánchez 1999).
4.3. Anatomía de la micorriza arbuscular (MA).
A nivel del hongo: La presencia de un sistema micelial, integrado por dos fases: micelio externo, el cual coloniza el suelo y cuya extensión puede ser considerable; sin embargo, esta característica varia; y el micelio interno, que se ubica dentro de la corteza de las raíces micorrizadas. La presencia de micelio externo constituye uno de los pilares de la asociación, ya que estas hifas se desarrollan más allá del suelo que circunda la raíz, trasciende la rizósfera y transporta nutrimentos a la planta. Se
16 presentan dos tipos de hifas extramatricales: las hifas de avance en el suelo, y las hifas absorbentes. (Varma, 1995 citado por Sánchez 1999).
Las primeras son de paredes gruesas, grandes, siguen la trayectoria de las raíces en el suelo, o en algunos casos crecen a través del suelo en busca de ellas; estas hifas aunque absorben nutrimentos, su función primordial es de soporte y base permanente de la red micelial. Las hifas que penetran las raíces se inician a partir de estas hifas de avance.
Las hifas absorbentes, de paredes más finas, se desarrollan a partir de las de avance, sufren divisiones dicotómicas y se extienden en el suelo; tienen la función de absorber los nutrimentos para transportarlos al hospedero. (Sander y Tinker, 1971; Abbott y Robson 1985; Jakobsen and Rosendahl, 1990; Friese y Allen, 1991; O´Keefe y Silvia, 1992; y Varma, 1995 citado por Sánchez 1999).
El desarrollo del micelio interno se inicia cuando la hifa entra en contacto con la raíz forma un apresorio, penetra la epidermis, da origen a nuevas hifas que crecen intra e intercelularmente, las cuales se encargan de extender la infección en la raíz y llegar a las células más internas de la corteza. En este lugar, a partir de hifas intercelulares, se forman ramificaciones laterales que trascienden las paredes de las células del hospedero, cuyo plasmalema se invagina y rodea la estructura fungosa. Esta, en el interior de la célula, se ramifica en forma dicotómica una y otra vez, dando lugar a una estructura tridimensional arborescente denominada arbúsculo. En la zona de contacto hospedero-arbúsculo se forma una matriz interfacial (matriz apoplástica), en donde ocurre la mayor transferencia de nutrimentos entre los asociados. (Bonfante, 1992, citado por Varma, 1995, tomado por Sánchez, 1999).
Algunos géneros de hongos que forman micorriza arbuscular (HMA) producen vesículas, que consisten en ensanchamiento de hifas, que se disponen inter o intracelularmente, contienen material lipídico, por lo cual se las acepta como órganos de almacenamiento de algunos de los HMA. (Sliveira, 1992, citado por Sánchez 1999).
A nivel de la planta: En la parte aérea de las plantas micorrizadas experimentan cambios que se logran detectar a simple vista, como incremento en su altura, vigor, área foliar, estado nutricional, entre otras. En la raíz ocurren modificaciones anatómicas y citológicas que no se observan macroscópicamente. Se ha encontrado que el establecimiento de la simbiosis ocasiona cambios en la organización celular del meristemo apical y cilindro vascular de las raíces micorrizadas; en ellos se detiene la actividad meristemática, decrece el índice mitótico medio, la síntesis de ADN y ARN, y se forma un tejido parenquimatoso en los ápices radicales. En contraste, los núcleos de las células corticales, activados por el hongo, se diferencian en forma marcada; estos están involucrados directamente con la infección y la absorción de fosfato, como
17 se demuestra por una menor condensación de la cromatina, en comparación con las células no infectadas. (Berta et al, 1990, citado por Sánchez 1999).
4.4. Establecimiento de la simbiosis.
El establecimiento de la simbiosis va a depender de las interacciones entre los tres componentes del sistema: el hongo, la planta y las condiciones ambientales. Su presencia implica que ocurran procesos de reconocimiento entre los simbiontes, compatibilidad y especificidad, los cuales condicionan su expresión y conducen a la integración morfológica y funcional de los asociados.
En el proceso de formación de la simbiosis se pueden distinguir diferentes fases: precolonización, penetración inicial del hongo, colonización intrarradical y desarrollo del micelio externo y de estructuras reproductivas. Aparentemente los modelos de penetración y colonización del hongo son dependientes no solo del hospedero sino también del tejido a colonizar (Bonfante-fasolo, 1987, citado por Sánchez, 1999).
Precolonización: Se inicia a partir de las fuentes de inóculo de los hongos formadores de micorriza arbuscular (HMA) que se encuentran en el suelo: esporas, células auxiliares, vesículas e hifas y/o hifas externas presentes en una raíz micorrizada. Estos propágalos estimulados por los componentes bióticos, los exudados y las condiciones físico-químicas del suelo crecen en abundancia aumentando las posibilidades de contacto entre la raíz y el hongo (Barea et al, 1991; Azcón, Garcia y Barea, 1991; Bonfante-fasolo y Bianciotto, 1995 citado por Sánchez, 1999).
Penetración inicial del hongo: el hongo al entrar en contacto con la raíz expresa su reconocimiento mediante el ensanchamiento apical de la hifa que toca la superficie radical, dando lugar a su apresorio. La formación de esta estructura se considera una importante señal de reconocimiento en la interacción que podría ser controlado por uno o más genes (Figura 2, 129). A partir del apresorio se origina la hifa de penetración, la cual puede abrirse paso a través de los espacios intercelulares, aunque lo normal es que penetre la pared de las células de la epidermis o la de los pelos radicales, siempre y cuando estos estén fisiológicamente activos. El hongo no penetra ni por heridas ni por partes deterioradas de la raíz; esto indica que para entrar requiere un sitio fisiológicamente funcional. (Silveira, 1992; y Martin-Laurent et al, 1996, citado por Sánchez, 1999).
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Figura 2. Representación de la colonización de raíces por el hongo formador de la micorriza arbuscular. Tomado de Peterson L. et al 2004.
Colonización intrarradical: La colonización de la raíz conlleva la formación de hifas inter e intracelulares muy ramificadas que se dispersan a través del sistema radical (Figura 2, 130; 131). Los patrones de colonización intrarradical varían con las especies de los simbiontes; sin embargo, en general se acepta que, una vez en el interior, la hifa de penetración se ramifica, se desarrolla entre las células de la epidermis y avanza hacia el tejido cortical. (Sanders y Sheikh, 1983 citado por Sánchez, 1999).
Desarrollo del micelio externo y de estructuras reproductivas: El desarrollo del micelio externo depende principalmente del suelo, del hospedero y del hongo mismo.
En el micelio externo se pueden formar células auxiliares aisladas o agrupadas, cuya función no se conoce con exactitud, al igual que esporas de resistencia de paredes gruesas. Estas esporas pueden sobrevivir por años y su germinación da origen a nuevos ciclos de la simbiosis. (Barea et al, 1991; y Silveira, 1992, citado por Sánchez, 1999).
19
4.5. Función de la micorriza arbuscular.
Según Sánchez (1999) las MA traen consigo una serie de beneficios que han sido demostrados en muchas especies vegetales, que a su vez se encuentran bajo unas condiciones determinadas. Estos beneficios se pueden resumir de la siguiente forma:
Debido al efecto que tiene sobre la nutrición mineral del hospedero, se genera un efecto positivo sobre la biomasa y su distribución en la planta.
Suscita unos cambios en la rizósfera, afectando indirectamente la fijación y solubilización de nutrientes, de los cuales el que se considera más importante es el fósforo, por la dificultad que tiene para tomarlo una planta sin micorrizar. Sin embargo, se pueden mencionar otros elementos que se ha comprobado que son tomados por las hifas de manera activa y eficiente, como el zinc, potasio, cobre, hierro, molibdeno, boro, nitrógeno, magnesio.
Mayor tasa fotosintética debido al mejoramiento en la captación de fósforo, elemento que está directamente ligado a la regulación de la fotosíntesis.
Las MA modifican la presencia de hormonas en los tejidos de las plantas, su transporte y distribución dentro de la misma. Lo anterior puede darse como un efecto directo o indirecto de la buena nutrición. Además se ha encontrado que algunas HMA exudan al medio auxinas, giberelinas y citoquininas en cultivo puro.
En cuanto al reciclaje de nutrimentos, el micelio, contrario a las esporas, si representa un aporte significativo de nutrientes. Además de este aporte como reservorio potencial de nutrimentos, las HMA juegan un papel importante en el ciclaje de nutrientes, evitando fijación o lavado de los mismos.
Respecto a la agregación del suelo, se reconoce la importancia de la HMA en dicho proceso, a través de su crecimiento micelial y liberación de compuestos cementantes, que adquiere mayor relevancia en suelos inestables y sometidos a fuertes procesos de erosión.
La MA generalmente incrementa la resistencia de las plantas a enfermedades y plagas que atacan la zona radicular, sin embargo, también se ha demostrado que en cierta medida mejoran la resistencia de hojas y tallos, fenómeno que los expertos atribuyen a los cambios morfológicos y fisiológicos de las plantas micorrizadas.
20
El incremento en la rizósfera es tal vez, el cambio más importante que se da en la interface raíz-suelo cuando se establece la MA, lo anterior se debe a que el micelio extrarradical prolifera más en el suelo que los pelos absorbentes.
Las plantas micorrizadas son más tolerantes al estrés hídrico, se recuperan más rápido del marchitamiento y hacen un uso más eficiente del agua.
4.6. Efectos en las relaciones agua-planta.
Como se mencionó anteriormente la colonización de la raíz por parte de los hongos micorrícicos, conlleva a la formación de hifas inter e intracelulares muy ramificadas que se dispersan a través del sistema radical (Sánchez, 1999), incrementando la rizósfera de la planta, y por ende, el área de absorción; además se genera una mayor resistencia de la planta micorrizada a condiciones de estrés hídrico, como resultado de efectos a nivel químico, físico, fisiológico y celular, provocados por la simbiosis (Ruiz-Lozano, 2003).
Las relaciones hídricas de la planta y el suelo son modificadas en condiciones de estrés, cuando una planta se encuentra inoculada con HMA, a través de cambios en la conductividad estomática, en la tasa fotosintética y en la de transpiración. Adicional a esto, los exudados fúngicos promueven la cohesión de las partículas de suelo, incrementando la retención de agua en el sustrato (Harris-Valle y Esqueda, 2009).
Una planta sometida a estrés hídrico reduce su crecimiento. Una estrategia para resistir tales condiciones de estrés es la asociación con un determinado HMA, ya que la interacción permite a la planta aclimatarse y continuar con la asimilación de nutrimentos en las etapas sucesivas del desarrollo (Harris-Valle y Esqueda, 2009).
La mitigación del efecto negativo del estrés hídrico por la micorrización es resultado de modificaciones de los balances hídricos (transpiración y uso eficiente del agua) y nutricional específico para P, N y K. Se ha demostrado que la simbiosis altera la tasa de movimiento del agua dentro, a través y hacia afuera de la planta, con efectos en la hidratación del tejido y en la fisiología general de la planta. Los suelos colonizados por HMA contienen más agregados estables al agua que los suelos carentes de HMA. El desarrollo de micelio extrarradical permite a las raíces tener un mayor acceso al agua del suelo y aumentar así su hidratación, lo que mejora el metabolismo vegetal aun en condiciones de estrés (Harris-Valle y Esqueda, 2009).
Las diferencias en la efectividad de la micorrización para estimular la asimilación de agua por la planta dependen de la especie de HMA asociadas, y parecen estar relacionadas con la
21 cantidad de micelio producido por cada hongo y la frecuencia con la que la raíz es colonizada por estructuras fúngicas vivas y activas (Harris-Valle y Esqueda, 2009).
La habilidad de sobrevivir en suelos secos está ligada a la posibilidad de sobrevivir a mayor deshidratación. A medida que el suelo se seca y su potencial hídrico decrece, las plantas también deben disminuir su potencial hídrico para mantener un gradiente favorable en el flujo de agua hacia la raíz (Ruiz-Lozano, 2003; Augé et al., 2003 Citado por Harris-Valle y Esqueda, 2009). En condiciones de estrés las plantas disminuyen el potencial hídrico de sus tejidos (Harris-Valle y Esqueda, 2009).
También se ha encontrado que la micorrización mejora el estado hídrico de diversas especies vegetales cuando se presenta un déficit de agua, al incrementar la asimilación relativa del agua, las tasas de transpiración y de intercambio de CO2 y la eficiencia en el uso de agua, porque propician el ajuste osmótico celular (Ruiz-Lozano, 2003).
El ajuste osmótico permite que los tejidos vegetales mantengan un gradiente de potencial hídrico que favorece el flujo del agua en la planta, mejora la turgencia de los tejidos y puede permitir que haya expansión celular y crecimiento; también favorece la apertura de estomas y la fotosíntesis. Los solutos que participan en el ajuste osmótico son iones inorgánicos (principalmente K+ y Cl-) o compuestos orgánicos sin carga (prolina y glicina betaína), así como carbohidratos (sacarosa, pinitol y manitol). Se ha demostrado que la micorrización incrementa la concentración de estos osmolitos cuando las plantas crecen en condiciones de estrés hídrico (Ruiz-Lozano, 2003).
4.7. Factores que afectan la formación y funcionamiento de la micorriza arbuscular.
Respecto a la formación, siguen siendo desconocidas las señales moleculares que dan por terminado el estado de latencia de las esporas y activan su ciclo celular; sin embargo, se ha encontrado que las condiciones ambientales juegan un papel muy importante en el desencadenamiento de la germinación en los diferentes géneros y especies de HMA que han sido motivo de investigación (Giovannetti, M; et al. 2010). Una forma de agrupar dichas condiciones, es la siguiente: las condiciones físico-químicas del suelo como pH, contenido de fósforo, aireación, textura y contenido de materia orgánica; condiciones climáticas como intensidad y duración de luz, temperatura, humedad, épocas de lluvias y épocas secas (González, 1996; Sánchez, 1999 Citado por Buelvas y Peñates, 2008).
Otros factores que afectan negativamente la formación y el funcionamiento de las micorrizas arbusculares, son aquellos que están estrechamente ligados a las malas prácticas agrícolas, como por ejemplo: fumigaciones intensivas o quemas en el suelo, monocultivos permanentes, aplicaciones intensivas de fertilizantes en el suelo, y la continua inversión delos horizontes del suelo que tiene como resultado la erosión del mismo (Jaramillo, 2002).
22 Todas estas prácticas, que hacen parte de la agricultura moderna, reducen drásticamente la actividad biológica del suelo y con ello la actividad benéfica de los hongos micorrícicos (Bolletta et. al., 2004).
4.8. Inoculación con micorrizas.
Para la inoculación, deben hacerse co-cultivos hongo-planta para multiplicar los propágulos (órganos o partes de ellos que se van a utilizar como fuente de inóculo) del hongo; según el tipo de propágulo, el inóculo pueden ser: esporas, raicillas infectadas o suelo micorrícico (suelo con esporas y raicillas infectadas). Las esporas son el inóculo más puro, pero también es el más difícil de obtener; en las raíces el inóculo tiene poca supervivencia; por lo anterior, el suelo micorrícico es el inóculo más utilizado, aunque el riesgo de trasmitir patógenos con él es alto. Con este sistema el inóculo puede durar viable hasta un año (Guerrero, 1996 Citado por Jaramillo, 2002).
4.9. Importancia de la micorriza en la agricultura.
Dentro de los objetivos trazados por la ONU en el año 2000 para el nuevo milenio se encuentran el de erradicar la pobreza extrema y el hambre, objetivo 1, y el de garantizar el sustento del medio ambiente, objetivo 7 (ONU, 2000). El sector agrícola por su nivel de impacto sobre estos temas, es el de mayor responsabilidad para su consecución a través de políticas encaminadas a hacer un uso más eficiente de los recursos, especialmente agua y suelo, de forma que se garantice una cobertura alimentaria total con un menor costo ambiental. La micorriza cumple una función clave cuando se habla de sostenibilidad, ya que brinda a las plantas los mecanismos para hacer un uso más eficiente del agua y de los nutrientes presentes en el suelo, lo que se traduce en la aplicación en menores proporciones tanto de insumos químicos como de riegos (Blanco y Salas, 1997). En cuanto al tema del agua, estos beneficios han sido corroborados a través de estudios, como los realizados por:
Amerian y Steward (2001), quienes demostraron que cuando el maíz (Zea mays L.) sometido a sequía se encuentra micorrizado por G. intraradices y Glomusmosseae (T.H. Nicolson&Gerd.) Gerd. &Trappe, se recupera más rápido y presenta mayores valores de potencial hídrico en la hoja y de tasa de asimilación de CO2, que las plantas no micorrizadas. Además observaron un retraso en el marchitamiento de las plantas micorrizadas respecto a las no miorrizadas.
Díaz. et al (2008) encontraron que la condición de riego restringido elevó la altura de la planta y el rendimiento del grano de sorgo bajo la inoculación de la micorriza arbuscular y
azospirillum en los dos años de estudio, además que se incrementó el contenido de
23 secano. Los resultados demostraron que la inoculación de los simbiontes puede incrementar la productividad del sorgo en condiciones limitadas de humedad en el suelo.
Al-Karaki y Al Raddad (1997) encontraron que el incremento total de materia seca gracias a la inoculación con micorriza arbuscular, para dos genotipos de trigo, fue 42% y 39% bajo buen riego y 35 y 45% bajo estrés hídrico para CR057(genotipo resistente a la sequía) y CR006 (genotipo sensible a la sequía) respectivamente.
4.10. MA en la caña de azúcar.
Son muy pocos los estudios llevados a cabo sobre micorrizas en la caña de azúcar, lo anterior se debe principalmente a la baja dependencia micotrófica de este cultivo y a su largo ciclo de desarrollo, por lo que los efectos de la inoculación con hongos micorríticos arbusculares, no pueden ser evaluados en experimentos de corta duración. Otro problema que hay que enfrentar con cultivos establecidos, es la competencia que representan las micorrizas nativas, que dificultan la colonización y desarrollo de las cepas seleccionadas. Sin embargo, se ha encontrado que la caña de azúcar como cultivo perenne, tiene un gran potencial para mejorar su desempeño, posible de alcanzar mediante la inoculación con micorrizas vesículo arbusculares (MVA) (Tahuico, 2005).
4.11. Cultivo de la Caña de azúcar (variedad CC-8592).
En 1980 se inició el programa de cruzamiento, liderado por CENICAÑA, y en 1981 el programa de selección de variedades, que dio origen en 1985 a la variedad Cenicaña Colombia (CC)-8592, que en 1999 pasó a ser la variedad comercial más cultivada en el área sembrada por la industria azucarera del valle del río Cauca. Esta variedad mostró un incremento en el rendimiento, tanto de toneladas caña por hectárea (TCH) como de toneladas de caña por hectárea (TAH). La edad promedio de cosecha de esta variedad es de 12,2 meses (Cenicaña, 2002).
En cuanto a su genealogía, dicha variedad surge del policruzamiento de la variedad Co 775, utilizada como madre, y un conjunto de variedades conocidas utilizadas como padre, sin embargo no se sabe exactamente cuál de estas fecundo la flor que dio origen a la semilla de la variedad CC-8592 (Cenicaña, 2002).
Morfológicamente, esta variedad tiene un crecimiento ligeramente inclinado, presentando un alto macollamiento. Los tallos tienen entrenudos de coloración morada cuando están expuestos al sol, y morada-amarilla cuando aún no han recibido la luz solar. Los entrenudos, a la altura del tercio del tallo, se encuentran generalmente en un rango 9-15 cm, y tienen un diámetro promedio de 32 mm; su forma es coneiforme con una ligera
24 disposición en zigzag, de textura lisa, con ausencia de yema y escasa presencia de cera. La yema tiene forma ovalada y no sobrepasa el anillo de crecimiento. La hoja tiene un ápice curvo, la copa foliar presenta un volumen denso y de tonalidad verde oscuro, la lígula es creciente, las aurículas son lanceoladas y su distribución es asimétrica, la vaina presenta una escasa pubescencia dorsal, el cogollo es de color verde oscuro. A lo anterior se suma, que la variedad CC-8592 es de fácil deshoje (Cenicaña, 2002).
Figura 3. Cambios con la edad en la población y la altura de la planta de caña de azúcar (Cenicaña, 1995)
En la figura 3 se puede observar el comportamiento general de la caña de azúcar con relación a las variaciones en la altura y población de tallos en función del tiempo.
4.12. Requerimientos hídricos de la caña de azúcar.
En cuanto al requerimiento hídrico de la caña de azúcar, varia ampliamente de un país a otro, debido a que se presentan diferencias en los ciclos del cultivo. Por lo general, este consumo oscila entre 1200 y 1500 mm/año de cultivo, siendo mayor en las zonas subtropicales que se caracterizan por épocas secas más prolongadas y por una evaporación mayor que en las zonas tropicales (Torres, 1995). Otro aspecto importante es el hecho de que la caña de azúcar es un cultivo C4, lo que implica que hacen un uso más eficiente del agua (Muños, 2009). Estas plantas han desarrollado una forma de disminuir la fotorespiración, fenómeno que se presenta cuando la planta está sometida a condiciones de estrés hídrico y que no genera ninguna energía celular útil, en cambio, fomentan la fotosíntesis bajo estas condiciones a través de procesos y órganos especializados. (Audesirk y Audesirk, 1996).
El periodo vegetativo de la caña de azúcar puede ser dividido en tres etapas, que incluyen: un periodo de germinación y macollamiento (0-4 meses), un periodo de rápido crecimiento
25 (4 -10 meses) y maduración (10 -13 meses). En la primera etapa las plantas están pequeñas y sus requerimientos de agua son muy bajos por lo que pueden reducirse al máximo sin afectar la producción de caña de azúcar. Para la etapa de rápido crecimiento, especialmente entre los 4 y 7 meses de edad, las plantas son muy susceptibles a los cambios de humedad y se ha encontrado un gran efecto del déficit en la producción final cuando se ha limitado el suministro de agua en este periodo. Finalmente en la etapa de maduración el crecimiento de la caña se reduce y la planta concentra azucares en los tallos, por lo que se recomienda restringir los riegos para favorecer este proceso (Cenicaña, 1996).
4.13. Relaciones suelo-agua.
El suelo corresponde al manto superficial de la corteza terrestre que ofrece nutrimentos, anclaje mecánico a las plantas y sirve como medio de almacenamiento de agua para los seres vivos. Este se encuentra integrado por una parte sólida, minerales y materiales orgánicos, y por una parte porosa, que ocupa entre un 40% y 60% del volumen total del suelo, donde se almacena agua, aire y algunos gases del suelo. Los suelos están integrados por partículas minerales que varían en tamaño y proporción, y normalmente se han clasificado como arenas, limos y arcillas (Cenicaña, 1996).
La materia orgánica actúa como un agente aglutinante que ayuda para que las partículas individuales se agrupen formando agregados dentro de los cuales existen espacios vacíos donde se almacenan el agua y el aire. La forma como se agrupan las partículas del suelo da origen a grupos estructurales conocidos como: laminar, prismático, esferoidal y bloques cúbicos y subangulares (Cenicaña, 1996).
La textura y la estructura del suelo son propiedades que en conjunto determinan la capacidad de almacenamiento de humedad, la disponibilidad, entrada y movimiento del agua dentro del suelo, así mismo, determinan la capacidad potencial de nutrimento para las plantas. El agua en el suelo está sometida a presiones negativas y por consiguiente la energía del agua en el suelo también es negativa, hecho que se pone en manifiesto por el trabajo que deben realizar las plantas para extraer la humedad del suelo (Cenicaña, 1996).
4.14. Relaciones agua-planta.
El manejo del suelo como un reservorio donde se almacena agua que posteriormente utilizan las plantas implica la definición de una capacidad máxima, donde las plantas no tienen problema para obtener el agua, y una capacidad mínima de almacenamiento de humedad, donde las plantas no pueden tomar suficiente humedad y se marchitan, estos límites han sido denominados capacidad de campo (CC) y punto de marchitez permanente
26 (PMP) respectivamente. El contenido de humedad del suelo no es el mejor criterio para describir la disponibilidad de humedad para las plantas; sin embargo, es un valor muy útil para determinar los requerimientos de agua y el manejo del riego a escala comercial. La disponibilidad de humedad para las plantas comúnmente se relaciona con el agua aprovechable (AA), que corresponde a la cantidad de agua retenida por el suelo en el rango entre CC y PMP. Dentro de este rango de disponibilidad de humedad existe un punto crítico a partir del cual la tasa de crecimiento de los tallos se afecta, identificado como el nivel crítico de humedad (NH). Para el caso de la caña de azúcar, el punto de referencia para aplicar los riegos se ha tomado cuando se consume el 50% del agua aprovechable. El agua almacenada por el suelo entre CC y el NH se conoce como el agua rápidamente aprovechable (ARA); cuando este valor se expresa en términos de lámina, se denomina lámina de agua rápidamente aprovechable (LARA). Para el cálculo de esta variable se puede tomar una profundidad radical de 60 cm para la etapa de germinación y rápido crecimiento, y de 90 cm para la etapa de rápido crecimiento (Cenicaña, 2004).
4.15. Programación de riegos.
En el valle geográfico del río Cauca, el riego es necesario para suplir los déficits de humedad que ocurren en los periodos secos, siendo una operación costosa que requiere personal calificado. El agua es un recurso costoso y en ocasiones los agricultores no disponen de la cantidad suficiente para atender las necesidades de riego. Para disminuir el costo de riego el primer paso es medir el agua, mediante algún método de aforo, para así mejorar la eficiencia en su uso. La programación de los riegos en la caña de azúcar se venía realizando en la mayoría de los casos de manera empírica y sin tener en cuenta las relaciones suelo-agua-planta, lo cual involucra el riesgo de aplicar un número excesivo de riegos o someter el cultivo a déficits de humedad que pueden afectar la producción (Cenicaña, 2004).
El seguimiento de la humedad del suelo se realiza a través del tanque clase A, que se ha tomado como un buen estimativo de la evapotranspiración actual de la caña, ya que los factores que afectan la evaporación del agua en una superficie de agua libre son los mismos que controlan la transpiración desde la superficie de las hojas, siempre y cuando exista en el suelo una buena disponibilidad de agua para la planta. La evaporación se convierte en evapotranspiración actual al multiplicarla por un factor K, que varía de acuerdo a la edad del cultivo y las condiciones del suelo. Cenicaña ha determinado unos valores para el valle geográfico del río Cauca (Cenicaña, 2004).
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4.16. Programa de Balance hídrico.
El balance hídrico es similar a una contabilidad del agua en el suelo, donde se comparan las ganancias y las pérdidas de humedad. El suelo aumenta su contenido de humedad cuando ocurre un evento de precipitación o cuando se le aplica agua artificialmente por medio del riego. En campo también ocurren ganancias de humedad por contribución del nivel freático (NF), escorrentía y por flujo subsuperficial desde áreas cercanas. Las pérdidas de humedad del suelo se deben al agua que transpira la caña, la cual se pierde por evaporación desde la superficie del suelo, las perdidas por percolación profunda y las perdidas por escorrentía (Cenicaña, 2004).
El contenido de humedad del suelo y los otros parámetros incluidos en la ecuación del balance hídrico, generalmente se expresan en términos de lámina de agua, definida como la profundidad de agua que se alcanzaría al colocar un volumen dado de agua en una superficie que es impermeable. Así, una lámina de 1 mm de profundidad se obtiene al verter 1 litro de agua en una superficie de un m2. El cálculo del balance hídrico debe iniciarse después de un aporte de agua con el que se tenga la certeza de que el suelo está a capacidad de campo (Cenicaña, 2004).
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5. MATERIALES Y MÉTODOS
El estudio se llevó a cabo en la granja experimental del Laboratorio de Aguas y Suelos Agrícolas LASA de la Universidad del Valle (Figura 4), latitud 3°22’32,3’’N, 76°32’00,6’’E ubicada en la ciudad de Cali a una de altitud 983msnm.
Figura 4. Imagen satelital obtenida a través del software GoogleEarth (Referencia). Localización del cultivo experimental.
Para la realización del proyecto se destinó un área de 400 m2 (Figura 5) durante un periodo de 10 meses, tiempo necesario para que la caña de azúcar termine su etapa de rápido crecimiento y de alta demanda hídrica; después de esta etapa los requerimientos hídricos son mínimos puesto que ha cumplido casi por completo su desarrollo.
29 Las plántulas de caña utilizadas fueron de la variedad CC 85-92 (Figura 6), variedad seleccionada por ser la más sembrada en el valle geográfico del Rio Cauca, con un 74 % de cobertura (CENICAÑA, 2010).
Figura 6. Plántulas de caña de azúcar con 2 meses y 11 días en semillero. Hacienda Bolívar.
Al inicio del proyecto se realizó la caracterización física del suelo en el lugar de trabajo, a partir de una calicata (Figura 7), ubicada a 40 metros del mismo, con una profundidad de 90 centímetros, debido a que es la profundidad efectiva de raíz alcanzada generalmente por la caña de azúcar. Posteriormente se realizó una descripción en la que se identificaron los horizontes presentes en el perfil y se procedió a hacer un muestreo longitudinal para la determinación de la capacidad de campo (CC), punto de marchitez permanente (PMP) y densidad aparente (Da), con el objeto de establecer la lámina de riego rápidamente aprovechable (LARA) (Tabla 6).
Figura 7. Calicata construida para la caracterización física del suelo en la granja experimental.
La preparación del terreno se realizó con un tractor llantado Massey Ferguson 75HP, con rastras de 4*24” para la rastro-arada y rastras 8*30” para la rastrillada. Una vez preparado
30 el terreno, se procedió a sembrar 300 plántulas de caña de azúcar donadas por Cenicaña (Figura 8), las cuales contaban con 2 meses de desarrollo en los semilleros. Estas se distribuyeron en tres módulos, que en ese momento se encontraban disponibles en la parcela, con 5 surcos cada uno, y cada surco compuesto por 20 plántulas. La profundidad de siembra fue de aproximadamente 20 cm, la distancia entre plántulas fue de 80 cm y de 1.40 entre surcos, valores recomendados por Cenicaña (1995) para la siembra de plántulas en suelos arcillosos y de baja fertilidad.
Figura 8. Plántulas donadas por Cenicaña y labores de siembra.
Al momento de la siembra se aplicó simultáneamente el biofertilizante Mycoral (Figura 9), 50g por plántula (Ver Anexo), el cual contenía endomicorrizas vesículo-arbusculares de los géneros Glomusspp., Acaulosporaspp. yEntrophosporaspp.
Figura 9. Inoculación de las plántulas con Mycoral al momento de la siembra.
Cabe aclarar que al suelo no se le realizó ningún tipo de desinfección, como se acostumbra hacer en estudios a nivel de laboratorio, debido a que una de las cualidades que debe tener el inoculante es competir con la micorriza nativa y superar su eficiencia. Dado el caso en que el hongo no se desarrolle bien en presencia de la micorriza nativa, tampoco sería
31 conveniente desinfectar pues a nivel de campo representaría un alto costo adicional, además de generar un grave impacto ambiental en el suelo.
El deshierbe se realizó semanalmente y de forma manual (Figura 10), debido a que hay estudios que demuestran que la aplicación de herbicidas afectan negativamente la población de micorrizas. Dong y Zhao (2004) encontraron en dos estudios diferentes que la aplicación de herbicidas redujo significativamente los parámetros evaluados, tales como la tasa de infección de la micorriza, el porcentaje de colonización, la actividad enzimática hifal y hasta la biomasa del cultivo, comparado con el tratamiento control. Lin et al (2003) también observaron que el uso de ciertos herbicidas reduce considerablemente la población de esporas después del segundo año.
Figura 10. Deshierbe manual a los cuatro meses de establecido el cultivo.
A los dos meses de sembrada las plántulas se realizó la fertilización de la caña. Se aplicó urea y cloruro de potasio en dosis de 11 g/planta y 13.6 g/planta respectivamente. Para la dosificación se tomó como referencia la tasa máxima de absorción de nutrientes [kg/Ha] reportada por Malavolta (1994) (Ver Anexo1). Se evitó la fertilización fosfórica debido a que en diferentes estudios se ha demostrado que la mayor colonización de la raíz por los HMA y su efecto más marcado ocurre en suelos con baja disponibilidad de fósforo existiendo una correlación negativa entre la alta asequibilidad de fosforo y la actividad de MA. Algunos investigadores sugieren que se debe a que el contenido de este elemento al interior dela planta micorrizada regula la tasa de infección por HMA o que puede deberse a la acción combinada de fosfatasas acumuladas y lectinas que bloquean la penetración del hongo. Otros suponen que el bajo nivel de fósforo reduce la síntesis de fosfolípidos, las células se tornan más permeables y por tanto ocurre mayor exudación de aminoácidos y azucares ala rizósfera, lo cual estimula la colonización de la raíz por los HMA, efecto que se perdería en la medida que este se incrementa. Otra hipótesis sugiere que la mayor disponibilidad de fósforo aumenta la concentración de azúcar en las células corticales lo
32 cual desfavorece la penetración y la colonización de los HMA (Graham, 1985; Sieverding, 1991; Arines 1991; Bolan, 1991; Vinuesa, 1996; y Zhu, 1996; citado por Sánchez de P, 1999).
Durante el experimento se realizaron dos pruebas de colonización de raíces de Vierheilig en el laboratorio de Microbiología del CIAT, la primera a los dos meses y medio y la segunda a los diez meses posteriores a la siembra. En ambas ocasiones fueron seleccionadas las mismas plantas para llevar a cabo la extracción, realizada entre 0 y 25 cm de profundidad (Figura 11), conformando con esto una muestra compuesta para cada tratamiento. Fueron seleccionadas aleatoriamente 3 plantas por cada unidad experimental excluyendo las que limitaban la parcela y cada tratamiento, con el fin de evitar la toma muestras alteradas por factores externos. Para visualizar las estructuras de HMA en el interior de las raíces se clareó en solución de KOH al 10% (Sanchez et al., 2010) y se utilizó el método de tinción por tinta para estilógrafo marca Sheaffer negro, basado en Vierheilinget al. (1998). Los parámetros de la colonización, frecuencia de colonización de raíz (F), porcentaje de colonización de raíz (M) y porcentaje de arbúsculos en la raíz (A) fueron calculados a través del programa MycoCalc (Trouvelotet al. 1986).
Figura 11. Extracción de raíces para la realización del análisis de porcentaje de colonización.
A pesar de que el sistema de riego tradicionalmente utilizado para el cultivo de caña de azúcar en el país es el riego por gravedad o tuberías por compuertas, en el presente estudio el método de riego utilizado fue el de cintas de riego por goteo (Figura 12), sistema disponible en la granja experimental. Para el experimento fueron utilizados 3 módulos de riego, cada módulo arrojó un caudal diferente. Para cada surco se utilizaron dos cintas de riego con emisores espaciados a 10 centímetros para aumentar el volumen de aplicación y disminuir los tiempos de riego.
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Figura 12. Instalación de las cintas de riego en el módulo 1.
Previo a la aplicación del riego se realizó un aforo volumétrico a las cintas de riego por goteo, con tiempos de aforo de 4 minutos porcada orificio para verificar el caudal real que arrojaban (Tabla 1) y así calcular con exactitud los tiempos de riego (Ver Anexo 2). Para cada módulo se seleccionaron las cintas 1, 5 y 10, y en cada cinta fueron evaluados 3 emisores, uno al inicio, otro en la mitad y uno al final.
Tabla 1.Caudal promedio arrojado por emisor en cada uno de los módulos.
Módulo 1 Módulo 2 Módulo 3
0.54 0.38 0.35
Conociendo el caudal promedio de cada emisor se procedió a construir la tabla de cálculo para determinar los tiempos de riego para cada módulo, para lo que se requirió en un principio la información de humedad inicial del suelo, caudal de cada emisor y área de humedecimiento. Para el cálculo de la humedad inicial se tomaron varias muestras por horizonte en diferentes puntos de la parcela con la ayuda de un barreno y se llevaron a estufa de secado a 100°C durante 24 horas (Ver Anexo 10). Con esta información se determinó la lámina requerida para llevar el suelo a capacidad de campo. Previo a la aplicación de los riegos se realizó también este procedimiento con el fin de corroborar la veracidad del balance hídrico y correlacionar con lo presentado en campo. Conociendo la lámina de riego se realizó el cálculo del volumen (V) necesario para aportar dicha lámina, utilizando la siguiente ecuación:
⁄ Ec. 1 Al despejar V, la ecuación queda de la siguiente forma:
34 Siendo Lam la lámina de agua requerida y Ah el área de humedecimiento.
Para determinar el área de humedecimiento por planta se activó el sistema de riego y se esperó hasta que esta se estabilizó, momento en el que se tomaron las medidas. Al haber traslape tanto entre emisores como entre las cintas, el área humedecida se aproximó al área de un rectángulo (Figura 13).
Figura 13. Área de humedecimiento por plántula.
Una vez calculado el volumen, se determinaron los tiempos de riego a partir de la ecuación de caudal:
⁄ Ec. 3
Despejando tRiego, que en este caso corresponde al tiempo de riego, se obtiene lo siguiente:
⁄ Ec. 4
Siendo Qe el caudal de cada emisor y tr el tiempo de riego (Anexo 11).
Para los riegos posteriores se inició a partir del cálculo del volumen, ya que la lámina a reponer fue igual a la LARA. Para el cálculo de la lámina bruta se asumió una eficiencia de aplicación del 95% (Jaramillo, 2008)
La aplicación del riego en los dos primeros meses fue igual en los tres módulos ya que se quiso garantizar el óptimo desarrollo del cultivo de caña en su etapa de germinación con una buena humedad del suelo (CC).Con respecto al desarrollo de la micorriza, los datos en la literatura son contradictorios, sugiriendo que la densidad de esporas puede
35 incrementarse, disminuirse o no mostrar cambios con los contenidos de humedad del suelo (Rickerlet al., 1994; Carvalho et al., 2001; Entry et. al., 2002; citado por Posada Et. al., 2007).
Teniendo los valores de CC, PMP y Da se calculó la LARA para el suelo de la parcela a través de las siguientes ecuaciones:
Ec. 5 Dónde
Nivel crítico de humedad (NH), es un punto crítico de humedad a partir del cual el crecimiento se afecta. Este valor difiere de un cultivo a otro. Y LAA es la lámina de agua aprovechable.
Así:
Ec. 6
Dónde capacidad de campo (CC) se entiende como el contenido de humedad que retiene un suelo bien drenado dos días después de un aporte hídrico considerable, o cuando cesa el flujo de agua gravitacional (Torres et al, 2004); punto de marchitez (PMP) es el límite inferior del agua aprovechable y está asociado a un potencial mátrico de –1500 Kpa, en este punto la fuerza de succión de las raíces es menor que la fuerza con que es retenida el agua en el suelo (Torres et al, 2004); profundidad efectiva de raíz (Pr), que de acuerdo a estudios realizados por CENICAÑA se ha estandarizado para cañas 0 – 4 meses de edad un valor de 60cm, y para cañas entre 4 – 10 meses de edad un valor de 90cm (Cenicaña, 1996); densidad aparente (Da) y como la relación del peso seco de los sólidos del suelo al volumen total (Jaramillo, 2008), siendo:
Ec. 7
Con la LARA calculada se procedió a realizar la programación del riego, teniendo en cuenta los registros de precipitación y evaporación diaria, obtenidos de la estación meteorológica del IDEAM, ubicada en los predios de la Universidad del Valle, a una distancia aproximada de 720 m del lugar de trabajo. Para obtener el valor de la evapotranspiración diaria se utilizó la ecuación 8:
ETd= Evd*Kc Ec. 8
Donde ETd es la evapotranspiración diaria, Evd es la evaporación diaria medida en el tanque clase A y Kc es el coeficiente del cultivo. Los valores de Kc utilizados fueron aquellos determinados por Cenicaña (2010): K=0.3 para cañas entre 1-3 meses, Kc=0.4 de 3-4
