MICROBIOTA BACTERIANA ASOCIADA A LA CAVIDAD BUCAL DE SERPIENTES

MICROBIOTA BACTERIANA ASOCIADA A LA CAVIDAD BUCAL DE SERPIENTES

Ana María Clavijo Vanegas*

*Universidad Distrital Francisco José de Caldas. Facultad de Ciencias y Educación.

Licenciatura en Biología, Bogotá – Colombia.

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INTRODUCCIÓN

En el siglo XX se reportan los primeros estudios en Estados Unidos, Costa Rica, Brasil, Tailandia y Sudáfrica, relacionados con la microbiota bacteriana asociada a cavidad bucal de serpientes y su influencia en la infección de la herida causada en la víctima de accidente ofídico. Ledbetter y Kutscher (1969) documentaron la microbiota bacteriana anaerobia y aerobia presente en la boca de Crotalus atrox y evaluaron la susceptibilidad de las mismas frente a algunos antibióticos. Arroyo, Bolaños y Muñoz (1980), determinaron la microbiota presente en la cavidad bucal de Bothrops asper, Lachesis muta, y Crotalus durissus y determinarion los antibióticos a usar en caso de emergencia. Goldstein et al., (1981), evaluaron la microbiota bacteriana presente en la boca de serpientes del género Thamnophis, las cuales eran comúnmente usadas en laboratorios o como mascotas. Jorge et al., (1990), sometieron a un examen bacteriológico a Bothrops jararaca ya que consideraron válido afirmar que al momento del ataque la serpiente implantaba las bacterias en su presa y que las condiciones de la herida favorecían su reproducción y por ende promovían infecciones. Theakston et al., (1990), determinaron la microbiota bacteriana presente en la cavidad bucal de Calloselasma rhodostoma en cautiverio y vida silvestre y encontraron que en las serpientes en cautiverio hubo menos cultivos positivos y sugirieron una combinación de antibióticos para combatir las infecciones causadas por la mordedura de esta serpiente. Weed (1993), investigó la infección en la herida causada por serpiente no venenosa y concluyó que los antibióticos profilácticos no eran necesarios. Jorge y Ribeiro (1997), reportaron las infecciones causadas luego de una mordedura de Bothrops y sugirieron algunos antibióticos efectivos para tratarlas. Pochanugool et al., (1998), reportaron la experiencia clínica de mordeduras por serpientes venenosas en Tailandia. Blaylock (1999), determinó la incidencia de infección en víctimas de mordedura de serpiente, las bacterias involucradas y las indicaciones para tratamiento con antibiótico. Finalmente, se pretende aportar información concerniente a la microbiota bacteriana presente en la boca de las serpientes y su sensibilidad a antibióticos, para proveer una base teórica que sustente los trabajos prácticos enfocados en accidentes ofídicos en Colombia.

PROBLEMA

El último reporte de accidentes ofídicos en Colombia emitido por el Instituto

Nacional de Salud (2018), menciona que en dicho año se registraron 5.434 accidentes

ofídicos, en promedio 105 casos por semana. Gracias a estudios realizados en Costa Rica,

Zimbabue, Sudáfrica, Tailandia, Brasil, India, China, Corea, Nigeria, Irán, Malasia,

Croacia, Francia, Estados Unidos, España y Taiwán, se conoce que no sólo el veneno es un factor determinante en la letalidad de un accidente ofídico, sino también lo son las bacterias gram positivas y gram negativas asociadas a las cavidades bucales de las serpientes, siendo los géneros más comunes Proteus, Pseudomonas, Bacillus, Staphylococcus, Escherichia, Citrobacter, Salmonella, Serratia, Clostridium, Klebsiella, Aeromonas, Enterobacter, Morganella, Enterococcus, Micrococcus, y Providencia.

Autores como Ferreira et al., (2009), Garg et al., (2009), Shek et al., (2009), Lam et al., (2010), Campagner et al., (2012), Babalola y Balogun (2013), Dipineto et al., (2014), Ajit y Ajay (2016), Artavia et al., (2017), Shaikh et al., (2017), y Résière et al., (2018), realizaron pruebas de sensibilidad a antibióticos, encontrando que bacterias patógenas como Escherichia coli, Morganella morganii, Proteus mirabilis, Bacillus sp, Staphylococcus spp., y Pseudomonas aeruginosa, son resistentes a amoxicilina, ampicilina, y penicilina.

Al abordar un tratamiento de accidente ofídico es necesario tener en cuenta la microbiota bacteriana asociada a la cavidad bucal de la serpiente, Colombia tiene altas tasas de accidentes ofídicos por lo cual es indispensable aportar una base teórica que permita soportar trabajos prácticos en este campo para evaluar los tratamientos administrados al paciente, de este modo surge la pregunta de investigación: ¿cuál es la microbiota bacteriana asociada a la cavidad bucal de serpientes venenosas y no venenosas ex situ o in situ, sus características, patologías asociadas y su sensibilidad a los antibióticos usados en el tratamiento de accidentes ofídicos?

JUSTIFICACIÓN

Según el reporte de la Organización Mundial de la Salud (OMS) emitido el 9 de abril de 2019, las mordeduras de serpientes afectan a unos 5,4 millones de personas al año, de las cuales unos 2,7 millones se envenenan. Los estudios relacionados con el veneno de serpientes son de importancia social. Sin embargo, autores como Zancolli et al., (2015), Malani y Keoliya (2016), Panda, Padhi, y Sahoo (2018), postulan que las complicaciones en las heridas de la víctima, se atribuyen a la microbiota bacteriana presente en la cavidad bucal de las serpientes, y no sólo a su veneno. En Colombia, el Instituto Nacional de Salud (2018), reportó las serpientes con mayor incidencia de accidentes ofídicos, estas pertenecen a la familia Viperidae (Lachesis, Bothrops y Crotalus). Según la búsqueda realizada en Scopus, Science Direct, Springer Link, NCBI, y Google Académico, los estudios relacionados con la microbiota bacteriana asociada a las cavidades bucales de serpientes, han sido reportados en Costa Rica (Quiroga, Ávila y Faingezicht, 2000; Artavia et al., 2017), Zimbabue (Tagwireyi, Ball, y Nhachi, 2001), Sudáfrica (Blaylock, 2001; Wagener, Naidoo, y Aldous, 2017), Tailandia (Suankratay et al., 2002), Brasil (Ferreira et al., 2009; Fonseca et al., 2009; Campagner et al., 2012;

Marçal, 2012; Barbosa, Souza y Avello, 2015; Castro et al., 2017; Barbosa et al., 2018), India (Garg et al., 2009; Sasidharan, 2015; Malani y Keoliya, 2016; Shaikn et al., 2017;

Panda, Padhi y Sahoo, 2018; Krishnankutty et al., 2018; Panda, Padhi y Sahoo, 2019;

Padhi et al., 2020), China (Shek et al., 2009; Lam et al., 2010), Corea (Jho et al., 2011), Nigeria (Babalola y Balogun, 2013), Italia (Dipineto et al., 2014), Alemania-Reino Unido (Zancolli et al., 2015), Irán (Dehghani et al., 2015), Malasia (Abba, Maina y Mohamed, 2017; Cheong et al., 2010), Croacia (Lukač et al., 2017), Francia (Résière et al., 2018;

Résière et al., 2020), Estados Unidos (August et al., 2018), España (Fariñas y Martínez,

2013) y Taiwán (Chen et al., 2011; Huang et al, 2012; Liu et al., 2012; Liu, Shi, Shyu et al., 2014; Mao et al., 2016), pero no hay estudios reportados para Colombia lo cual ocasiona el desconocimiento de este factor que influye en las complicaciones derivadas de un accidente ofídico.

El presente estudio se hace con el fin de aportar información referente a las características generales, patologías asociadas y sensibilidad a antibióticos de la microbiota bacteriana presente en la cavidad bucal de serpientes venenosas y no venenosas ex situ o in situ, para evaluar los tratamientos que se aplican en Colombia cuando se involucran dichos reptiles y de esta forma administrar un tratamiento específico para combatir las comlicaciones de la herida (infecciones, necrosis, gangrena, abscesos, ampollas, amputación de las extremidades afectadas) causadas por un accidente ofídico.

OBJETIVOS Objetivo general

Aportar información referente a la microbiota bacteriana asociada a la cavidad bucal de serpientes.

Objetivos específicos

● Brindar bases teóricas respecto a las características generales y patologías asociadas a los géneros de bacterias comúnmente reportados por los autores, en la cavidad bucal de las serpientes, contribuyendo a los futuros trabajos prácticos de este campo de estudio en Colombia.

● Contrastar información de diferentes autores referente a la sensibilidad que poseen las bacterias asociadas a la cavidad bucal de serpientes frente a los antibióticos, que permita evaluar los tratamientos brindados en Colombia frente a un accidente ofídico.

● Determinar si existen diferencias entre las bacterias presentes en la cavidad bucal de serpientes venenosas y no venenosas, ex situ o in situ, para soportar las hipótesis de futuros trabajos prácticos.

METODOLOGÍA

La revisión bibliográfica se realizó haciendo uso de las bases de datos y herramientas de investigación que dispone la Universidad Distrital Francisco José de Caldas en su Biblioteca Digital, las cuales son: Science Direct, Springer Link, Scopus, Google Académico y bases de datos alternas como el Centro Nacional para la Información Biotecnológica (NCBI).

Para recopilar información referente a la microbiota bacteriana presente en

cavidades bucales de serpientes, se filtraron los artículos científicos con las siguientes

palabras clave: snakebite, oral microbiota, ophidic accident. En un rango de los últimos

20 años. Sin embargo, para realizar el apartado de antecedentes se tomaron todos los

artículos existentes antes del año 2000.

Para ampliar información referente a las bacterias presentes y su incidencia en la salud humana, se filtran artículos científicos con palabras clave que varían según la bacteria que sea consultada. En un rango de los últimos 20 años.

La información se clasificó en una base de datos diseñada para esta monografía, la cual se separa en ítems (microbiota bacteriana, enfoque de salud, pruebas de sensibilidad a antibióticos, bacterias, y serpientes) y cada uno de ellos se organiza por año y autor. De esta manera facilitó el cruce de información y la recopilación de datos de cada artículo revisado. Finalmente, se usó la plataforma Mendeley para tener una mejor organización y agilizar el proceso de citas y bibliografía.

DESARROLLO DE LA PROPUESTA I. CONTEXTO

La microbiota bacteriana asociada a la cavidad bucal de serpientes, es un campo de estudio desconocido y nuevo para Colombia. Esta revisión bibliográfica permite señalar los países pioneros en estas investigaciones gracias a los cuales es posible considerar a estos microorganismos al momento de tratar un accidente ofídico y evitar las múltiples complicaciones del mismo.

Ahora bien, la microbiota bacteriana asociada a la cavidad bucal de serpientes empezó a ser estudiada debido a que los tejidos afectados luego de una mordedura de serpiente presentaban infección y al realizar análisis microbiológicos se hallaban las bacterias responsables. Gracias a esta problemática se derivan autores que empezaron a hacer numerosos estudios para comprobar si las bacterias halladas en los tejidos eran propias de la piel de la víctima o también influían las bacterias de la boca de la serpiente (Blaylock, 2001). Ferreira et al., y Shek et al., (2009), resaltan la importancia de determinar los microorganismos asociados a las serpientes no sólo para ampliar el conocimiento de las bacterias que co-habitan con estos reptiles, sino para contribuir a la comprensión de los agentes etiológicos que causan infecciones secundarias luego de un accidente ofídico, siendo la herida el medio propicio para la colonización y reproducción de bacterias.

La importancia de este campo de estudio se reafirma cuando autores como

Fonseca et al., (2009), mencionan que tanto la mordedura de serpientes venenosas y no

venenosas pueden causar complicaciones debido a las bacterias que habitan en su cavidad

bucal. Y lo más interesante sucede cuando autores como Garg et al., (2009), Shek et al.,

(2009), Lam et al., (2010), Campagner et al., (2012), Babalola y Balogun (2013), Dipineto

et al., (2014), Ajit y Ajay (2016), Artavia et al., (2017), Shaikh et al., (2017), Résière et

al., (2018), Panda, Padhi y Sahoo (2018, 2019) y Padhi, Panda, Mohapatrab y Sahoo

(2020), no sólo determinan las bacterias presentes en la boca de serpientes de alta

incidencia en accidentes ofídicos, sino que además realizan pruebas de antibiograma para

evaluar la sensibilidad de estas bacterias frente a antibióticos y de esta manera poder

contribuir con tratamientos efectivos para las víctimas de accidentes ofídicos reduciendo

el impacto y mortalidad de los mismos en la población.

II. Microbiota bacteriana asociada a cavidad bucal de serpientes

Quiroga, Avila y Faingezicht (2000), reportaron el primer caso de una mordeura facial inusual y no fatal de Bothrops asper en Costa Rica. Blaylock (2001), aisló bacterias gram-positivas y gram-negativas de la boca de serpientes venenosas y no venenosas.

Tagwireyi, Ball y Nhachi (2001), exponen la rutina de antibióticos profilácticos en el manejo de mordedura de serpiente. Suankratay et al., (2002), reportan un caso de tétano después de la mordedura de Trimeresurus albolabris. Ahmed et al., (2008), abordan el tratamiento de emergencia de una mordedura de serpiente con base en directrices de la Organización Mundial de la Salud. Ferreira et al., (2009), comparan la microbiota bacteriana de la cavidad bucal de Crotalus durissus in situ y ex situ. Fonseca et al., (2009), determinan la microbiota oral de serpientes brasileras. Garg et al., (2009), determinan bacterias patógenas que causan las infecciones luego de una mordeudra de serpiente, y su respectiva sensibilidad a antibióticos. Shek et al., (2009), determinan la microbiota oral de las serpientes venenosas comunes en Hong-Kong, China. Cheong et al., (2010), reportan un estudio de caso de una infección luego de mordedura de serpiente. Lam et al., (2010), realizan un estudio de la microbiota oral de serpientes en China y su sensibilidad a antibióticos. Chen et al., (2011), extrajeron datos de historias clínicas en un periodo de 10 años de pacientes que presentaron infección bacteriana luego de una mordedura de serpiente. Jho et al., (2011), determinaron la microbiota presente en cavidad oral de serpientes de Vietnam. Jho, Park, Lee y Lyoo (2011), determinaron la microbiota de cavidad oral de serpientes en un zoológico. Campagner et al., (2012), determinaron bacterias de serpientes en cautiverio. Huang et al., (2012), reunieron datos de 121 pacientes para investigar el tratamiento seguido luego de una mordedura de serpiente.

Bastos (2012), reportó Salmonella asociada a serpientes. Liu et al., (2012) estudiaron la infección por Shewanella luego de una mordedura de serpiente con datos recolectados durante 12 años. Babalola y Balogun (2013), determinan la microbiota bacteriana de una serpiente no venenosa cautiva y una serpiente venenosa silvestre. Dipineto et al., (2014), determinan la microbiota bacteriana oral de 60 Python regius y su resistencia a antibióticos. Liu, Shi, Shyu et al., (2014), estudiaron el caso de una mujer que contrajo infección por Shewanella algae luego de mordedura por Naja atra. Sasidharan (2015), establece el patrón de uso de antibióticos luego de la mordedura de serpiente. Zancolli et al., (2015), determina la microbiota oral de serpientes que son tenidas como mascota.

Dehghani et al., (2015), determinan las bacterias presentes en la cavidad oral de serpientes venenosas y no venenosas; antes y después de comer. Barbosa, Souza y Avello (2015), determinan la microbiota oral de Thamnodynastes sp., en cautiverio. Ajjit y Ajay (2016), determinan la microbiota bacteriana oral de 68 serpientes elegidas al azar de un parque de serpientes en India. Mao et al., (2016), se enfocan en la bacteriología de la herida causada por la mordedura de Naja atra y sus implicaciones para el uso de antibióticos.

Abba, Maina y Mohamed (2017), determinan las bacterias comunes aisladas de serpientes

no venenosas y cautivas durante un período de cinco años. Artavia et al., (2017), aislan

las bacterias aeróbicas presentes en la boca de serpientes de vida silvestre y su

sensibilidad a antibióticos. Shaikh et al., (2017), determinan la microbiota oral de

serpientes venenosas de India y su sensibilidad a antibióticos. Castro et al., (2017), hacen

una comparación de la microbiota oral de una serpiente sana y una que presenta

estomatitis. Lukač et al., (2017), evalúan la microbiota bacteriana de la boca de Elaphe

quatuorlineata. Wagener, Naidoo y Aldous (2017), determinan la bacteria causante de la

infección de la herida por mordedura de serpiente en 164 pacientes. August et al., (2018), revisan 2.748 casos de mordedura de serpiente Crotalus durissus en un periodo de 18 años para determinar si los antibióticos profilácticos son necesarios luego de la mordedura. Panda, Padhi y Sahoo (2018), determinan la microbiota oral de Naja naja y su sensibilidad a antibióticos. Résière et al., (2018), determinan la microbiota oral de Bothrops lanceolatus y sensibilidad a antibióticos. Krishnankutty et al., (2018), realizan análisis de secuencias para determinar bacterias en la cavidad bucal de serpientes venenosas y no venenosas. Barbosa et al., (2018), determinan la microbiota oral de Bothrops insularis. Panda, Padhi y Sahoo (2019), determinan la microbiota de la cavidad oral de la serpiente Daboia russelii y sensibilidad a antibióticos comunes. Resiere, Mehdaoui et al., (2020), discuten el tratamiento con antibióticos y complicaciones de la herida causada por mordedura de Bothrops lanceolatus. Finalmente, Padhi et al., (2020), evalúan la susceptibilidad a antibióticos de la microbiota aerobica de Echis carinatus.

Hay gran variedad de estos microorganismos en la boca de las serpientes. No obstante, hay mayor presencia de bacterias gram negativas, las cuales presentan resistencia simultánea a múltiples clases de antibióticos lo que las convierte en un problema de salud global (Partridge, 2011). En el apartado III, son expuestas las características generales y las patologías asociadas a los géneros de bacterias que más se reportan en estos estudios: Proteus, Pseudomonas, Bacillus, Staphylococcus, Escherichia, Citrobacter, Salmonella, Serratia, Clostridium, Klebsiella, Aeromonas, Enterobacter, Morganella, Enterococcus, Micrococcus, y Providencia.

III. Características generales y patologías asociadas a los géneros de bacterias que más se reportan asociados a la cavidad bucal de serpientes

De las investigaciones hechas por los 42 autores mencionados en el apartado II, se extraen los géneros de bacterias que más se reportan y se describen sus generalidades e impacto en la salud humana.

Proteus

El género Proteus está compuesto de bacterias gram negativas pertenecientes a la familia Enterobacteriaceae, son comensales comunes del tracto gastrointestinal, causan infecciones urinarias (Hamilton et al., 2018) y también son ampliamente encontrados en el suelo, el agua estancada, y las aguas residuales (Armbruster y Mobley, 2012).

Pseudomonas

El género Pseudomonas está compuesto de bacilos gram negativos aeróbicos no

esporulantes pertenecientes a la familia Pseudomonadaceae, son bacterias de importancia

médica y biotecnológica que viven en una amplia gama de nichos, incluidos los entornos

de suelo y agua, además de asociaciones con plantas y animales y son conocidos por

presentar versatilidad metabólica (Özen y Ussery, 2011). Poseen la capacidad de crecer

en medios anaerobios tomando el nitrógeno o arginina como terminal de aceptación de

protones. Además, producen una serie de proteasas (proteasa alcalina, proteasa IV) y

elastasas, enzimas capaces de degradar múltiples proteínas inmunoreguladoras,

incluyendo las proteínas surfactantes A y D, el complemento, inmunoglobulinas y péptidos antibacterianos (Paz et al., 2019).

Bacillus

El género Bacillus está compuesto por bacterias en forma de bastón gram positivas pertenecientes a la familia Bacillaceae, formadores de endosporas lo que los hace altamente resistentes en el ambiente, anaerobios o aerobios facultativos y catalasa positivos (Cuervo, 2010). También se caracterizan por sus altas tasas de crecimiento, ciclos de fermentación cortos, secreción de proteínas al medio extracelular (Schallmey, Singh y Ward, 2004).

Staphylococcus

El género Staphylococcus está compuesto por bacterias gram positivas pertenecientes a la familia Staphylococcaceae, tienen una gran capacidad de adaptación, por lo cual afectan a todas las especies conocidas de mamíferos, incluyendo a los roedores comunes de laboratorio, se propagan fácilmente y pueden transmitirse de una especie a otra, siendo frecuentes los casos humano-animales y viceversa (Zendejas, Avalos & Soto, 2014). Algunas especies forman parte de la microbiota de piel y mucosas en humanos, y otras se encuentran sólo en otro mamíferos y aves (Cervantes, García & Salazar, 2014).

Este es un grupo que ha tenido amplia investigación, debido a hallazgos filogenéticos y a su clasificación, pero lo que concierne mencionar es la clasificación basada en conceptos clínicos y diagnósticos que hay en torno a este grupo.

Los estafilococos se dividen en coagulasa positivos, representados por S. aureus, caracterizados por su alta letalidad en humanos y su asociación tanto en humanos como animales y coagulasa negativos representados por S. epidermidis, caracterizados por ser oportunistas y residentes en la piel y mucosas humanas (Becker, Heilman y Peters, 2014).

Escherichia

El género Escherichia está compuesto de bacterias gram negativas anaerobias facultativas pertenecientes a la familia Enterobacteriaceae, la especie representativa de este género es E. coli, la cual está ampliamente distribuida y habita el intestino grueso de humanos y animales. La mayoría de cepas es inofensiva, pero las cepas patógenas pueden causar enfermedades intestinales y extraintestinales tanto en individuos sanos como inmunodeprimidos (Gomes et al., 2016).

Citrobacter

El género Citrobacter comprende a las bacilos aerobios gram negativos pertenecientes a la familia Enterobacteriaceae, son oxidasa-negativos y utilizan citrato como única fuente de carbono (Samonis et al., 2009). Estas bacterias se encuentran en agua, suelo, alimentos e intestino de animales y humanos, su nivel de virulencia es bajo pero se han asociado con un amplio espectro de infecciones que afectan al sistema nervioso central y al tracto gastrointestinal, urinario o respiratorio (Lavigne et al., 2007).

Salmonella

El género Salmonella comprende a bacilos anaerobios facultativos gram negativos

pertenecientes a la familia Enterobacteriaceae, son catalasa positivos y oxidasa negativos.

Son bacterias asociadas mundialmente con enfermedades diarreicas y están ampliamente distribuidas en la naturaleza e incluso en el tracto gastrointestinal de mamíferos, reptiles, aves e insectos (Parra, Durango y Máttar, 2002).

Serratia

El género Serratia está compuesto de bacilos cortos y rectos gram negativos anaerobios facultativos, oxidasa negativos, reductores de nitrato y pertenecientes a la familia Yersiniaceae. Estas bacterias tienen la capacidad de formar biopelículas, invadir células epiteliales corneales humanas, causar queratitis y producir gelatinasa, elastasa y proteasa alcalina (Samonis, Vouloumanou et al., 2011).

Clostridium

El género Clostridium comprende bacilos gram positivos esporulados y anaerobios pertenecientes a la familia Clostridiaceae (García, García y García, 2016). Son bacterias de naturaleza ubicua, incluido el colon humano. En su forma activa secretan exotoxinas que causan enfermedades como el tétano, botulismo, y gangrena gaseosa (Finegold y Rey, 2015).

Klebsiella

El género Klebsiella comprende bacterias gram negativas que no forman esporas pertenecientes a la familia Enterobacteriaceae, están distribuidas ampliamente en la naturaleza y especies como K. pneumoniae son patógenos comunes en humanos y animales que causan infecciones como bacteriemia, neumonía, meningitis, infección del tracto urinario e intra infección abdominal (Hu et al., 2019).

Aeromonas

El género Aeromonas comprende bacterias gram negativas pertenecientes a la familia Aeromonadaceae, la mayoría actúan como microorganismos oportunistas y se distribuyen naturalmente en diversos ecosistemas acuáticos. Sin embargo, poseen gran capacidad de adaptación, por lo que pueden colonizar diferentes ambientes y ser encontrados en el suelo, plantas, frutas, aves, reptiles, entre otros (Gonçalves et al., 2019).

Son importantes patógenos en humanos, causando septicemia, infecciones graves en heridas, peritonitis, meningitis, infecciones en los ojos, articulaciones y huesos (Abbott, Cheung y Janda, 2019).

Enterobacter

El género Enterobacter está compuesto por bacilos anaerobios facultativos gram negativos pertenecientes a la familia Enterobacteriaceae y considerados como los patógenos bacterianos más resistentes, se encuentran en el ambiente y son reportados como patógenos oportunistas en plantas, animales y humanos. También, son comensales naturales de la microbiota intestinal de animales y humanos (Davin, Lavigne y Pagès, 2019).

Morganella

El género Morganella está compuesta de bacilos gram negativos pertenecientes a

la familia Enterobacteriaceae, están presentes en el medio ambiente y se caracterizan por

producir diversos factores de virulencia como ureasa, hemolisinas, lipopolisacárido (LPS), adhesinas y enzimas que hidrolizan y modifican antibióticos (Zalas, Michalska y Gospodarek, 2012). Estas bacterias infectan la sangre, el tracto urinario y el sistema respiratorio de los humanos (Manos y Belas, 2006).

Enterococcus

El género Enterococcus comprende a bacterias no formadoras de esporas gram positivas pertenecientes a la familia Enterococcaceae, son de gran importancia para los humanos ya que son los agentes que más causan infecciones asociadas a ambientes de atención en salud, en especial ocasionan problemas en el tracto urinario y tejidos blandos y son resistentes a múltiples antibióticos. Cabe mencionar que estas bacterias están asociadas naturalmente al intestino de invertebrados y vertebrados pero poseen la capacidad de volverse patogénicas (García y Rice, 2019).

Micrococcus

El género Micrococcus comprende a cocos aeróbicos, catalasa-positivos, coagulasa- negativos y gram positivos pertenecientes a la familia Micrococcaceae. Se encuentran comúnmente en el suelo, agua, polvo y piel de humanos. Generalmente se consideran no patogénicos pero se comportan como patógenos oportunistas en personas inmunodeprimidas (Kao, Chiang y Huang, 2014).

Providencia

El género Providencia abarca las bacterias gram negativas pertenecientes a la familia Enterobacteriaceae, son consideradas como patógenos oportunistas y se pueden aislar de una variedad de ambientes y organismos, algunas especies hacen parte de la microbiota natural del intestino humano y otras causan problemas gástricos. Las especies que se aíslan comúnmente de muestras clínicas y que causan infecciones urinarias y nosocomiales en humanos son: P. alcalifaciens, P. rettgeri y P. stuartii (Yuan et al., 2020), las cuales coinciden con las tres especies de bacterias reportadas en la cavidad bucal de serpientes.

IV. Resistencia a antibióticos de las bacterias presentes en cavidad bucal de serpientes

Se presenta falta de consenso general en los resultados de sensibilidad y resistencia a antibióticos, pero, al revisar las discusiones de los 11 autores que realizaron pruebas de antibiograma, la mayoría comparte algunas determinaciones en cuanto al uso de antibióticos en víctimas de mordedura de serpiente y hacen recomendaciones generalizadas que pueden guiar los tratamientos administrados al paciente.

El uso de antibióticos profilácticos es un aspecto controversial y a pesar de ser un

tratamiento común en algunos países, Ferreira et al., (2009), Garg et al., (2009), Ajit y

Ajay (2016) y Panda, Padhi y Sahoo (2018), postulan que no es necesario a menos que el

paciente presente necrosis, gangrena, celulitis, abscesos y ampollas y hacen énfasis en

realizar cultivos de bacterias de pacientes con dichas complicaciones, antes de administrar

algún tratamiento. Campagner et al., (2012), Babalola y Balogun (2013) y Artavia et al.,

(2017), concuerdan en la poca eficiencia de penicilinas naturales, ampicilina,

cefalosporinas de primera generación, macrólidos, cotrimoxazol, ácido nalidíxico y

nitrofurantoína frente a bacterias gram negativas. Lam et al., (2010) y Shaikh et al., (2017) proponen netilmicina, levofloxacina, imipenem y levofloxacina, para combatirlas. Para combatir bacterias gram positivas Shek et al., (2009), Garg et al., (2009), Lam et al., (2010), y Shaikh et al., (2017), proponen ampicilina, vancomicina, ciprofloxacina, amoxicilina azitromicina y amoxiclavulánico. Campagner et al., (2012) y Dipineto et al., (2014) concluyen que los antibióticos más efectivos son: amikacina, ciprofloxacina, doxicilina, enrofloxacina, gentamicina y tobramicina. Finalmente, autores como Shek et al., (2009) y Résière et al., (2018), sugieren que se considere plantear tratamientos específicos, acorde con la serpiente involucrada en el accidente; por ejemplo: la tercera generación de cefalosporinas en caso de complicaciones luego de mordedura de B.

lanceolatus.

V. Diferencias de la microbiota bacteriana asociada a cavidad bucal en serpientes venenosas y no venenosas

Con base en los estudios relacionados con la determinación de la microbiota bacteriana asociada a cavidades bucales de serpientes y mencionados en el apartado I, las familias de serpientes con mayor cantidad de géneros que participan en estos son: la familia Colubridae, con 14 géneros siendo Thamnophis el que reporta más cantidad de especies, la familia Viperidae, con 13 géneros donde el que reporta más cantidad de especies es Bothrops, y la familia Elapidae, con cinco géneros donde destacan los géneros Bungarus y Naja.

Se abordan las generalidades de las familias mencionadas anteriormente; la familia Colubridae, se clasifica tradicionalmente como familia no venenosa. Sin embargo, presenta la glándula Duvernoy, la cual está ubicada en la región supralabial, posterior a los ojos (se considera equivalente y precursora de las glándulas venenosas en elápidos y viperidos), y la capacidad de secretar sustancias tóxicas que pueden generar envenenamientos. En esta familia se pueden presentar dos tipos de colmillos: aglifos, caracterizados por ser grandes pero sin canales de inoculación de veneno y opistoglifos, caracterizados por ser estriados y ubicarse en la parte posterior de la boca (Da Silva et al., 2019). La familia Viperidae posee un sistema muy efectivo de inoculación de veneno, inyectan la cantidad necesaria en una mordida, ya que sus órganos termo-receptores pueden estimar el peso de la presa (Lynch, 2012). Esta familia es la más importante desde el punto de vista médico en las Américas, en Colombia está representada por los géneros Bothrops, Crotalus y Lachesis (Castrillón et al., 2007), y la familia Elapidae, posee colmillos proteroglifos caracterizados por estar fijos y poseer canales para la inoculación de veneno. Tanto Viperidae como Elapidae son de alta importancia médica, inducen daño local extenso, hemorragia sistémica que puede dar paso a un shock cardiovascular, neurotoxicidad, entre otros (Borges, 2019).

Han sido estudiadas tanto serpientes venenosas como no venenosas, debido a que

ambas están implicadas en accidentes ofídicos. Fonseca et al., (2009), extrajeron muestras

de serpientes en cautiverio (ex situ) y encontraron que en Boa constrictor (Boidae) y en

Bothrops alternatus, Bothrops pauloensis (Viperidae) hay presencia de bacilos gram

positivos y bacilos gram negativos, también reportaron que en Eunectes murinus (Boidae)

y Crotalus durissus (Viperidae) hay presencia de cocos gram positivos. Jho et al., (2011),

extrajeron muestras de Python molurus (Pythonidae) las cuales se mantenían en su hábitat

natural (in situ) y presentan en sus resultados que a pesar de ser serpiente no venenosa, se encuentra la presencia de bacterias como Pseudomonas sp., Acinetobacter sp., y Escherchia coli. Babalola y Balogun (2013), reportaron la presencia de Morganella morganii, Serratia marcescens, Proteus mirabilis, Pseudomonas proteolytica, Serratia liquefaciens, Citrobacter freundii, Yersinia enterocolitica y Neisseria flora en Python regius (Pythonidae) serpiente no venenosa cautiva (ex situ) y Clelia scyntalina (Dipsadidae) serpiente venenosa en vida libre (in situ). Dehghani et al., (2015), extrajeron muestras de serpientes no venenosas Coluber spp. (Colubridae), Spalerosophis spp.

(Colubridae), y serpientes venenosas Vipera spp. (Viperidae), las cuales se encontraban cautivas (ex situ), reportando la presencia de Pseudomonas, Salmonella, Proteus, Staphylococcus, Enterococcus, Bacillus, Escherichia y Providencia en todos los individuos.

Los autores y sus resultados mencionados anteriormente permiten afirmar que en la boca de las serpientes la presencia de bacterias que afectan la salud del ser humano promoviendo el desarrollo de complicaciones luego de un accidente ofídico, no está determinada por la presencia o ausencia de veneno ni por la condición de libertad (in situ) o cautiverio (ex situ) de la serpiente. Lo cual demuestra que la microbiota bacteriana es un factor inherente a las serpientes y por ende debe ser estudiado y considerado al tratar a un paciente afectado por las mismas.

CONSIDERACIONES FINALES

Al consultar el capítulo 9.1 “Accidente ofídico” de la Guía para el manejo de Emergencias Toxicológicas, elaborada entre el Ministerio de Salud y Protección Social y la Organización Panamericana de la Salud (2017), la médica magister en toxicología Ariadna Rodríguez Vargas, enfatiza en los componentes y la ruta de acción frente al veneno de las serpientes que son de alta incidencia en accidentes ofídicos. Además, aborda grosso modo las complicaciones derivadas de dicho evento y las divide como local y sistémicas. Dentro de las complicaciones locales están las infecciones y la necrosis. Sin embargo, en dicho documento no se amplía la sección de complicaciones locales sino que predomina el veneno y el tratamiento con los antiofídicos.

A pesar de ser información muy relevante, se hace evidente la intención de construir esta monografía. Se está pasando por alto un factor que se ha venido estudiando desde 1969 (como se mencionó en los antecedentes) y es la microbiota bacteriana asociada a la cavidad bucal de la serpiente implicada en el accidente ofídico y su sensibilidad o resistencia frente a antibióticos que sean administrados en el paciente.

Al no tener un punto de comparación de los tratamientos administrados en Colombia, con los hallazgos de los autores frente a la sensibilidad y resistencia de las bacterias presentes en la boca de serpientes, se puede tomar esta monografía como documento de referencia para plantear tratamientos acorde al caso de cada paciente.

CONCLUSIÓN

Mediante los aportes de los investigadores mencionados en este trabajo escrito se

hace evidente un campo de investigación nuevo para Colombia. La microbiota bacteriana

asociada a la cavidad bucal de serpientes se manifiesta como un factor determinanate en

las complicaciones que se derivan de un accidente ofídico; hinchazón, ampollas,

gangrena, necrosis, abscesos, amputación, y su respectivo protocolo de acción. Tanto en las serpientes venenosas como no venenosas y cautivas (exsitu) como silvestres (insitu), se encuentran bacterias gram positivas y gram negativas, pertenecientes en su mayoría a la familia Enterobacteriaceae, que afectan la salud del ser humano y que son resistentes a antibióticos como: penicilinas, cefalosporinas de primera generación, macrólidos, cotrimoxazol, ácido nalidíxico y nitrofurantoína. En las investigaciones reportadas desde el año 1969 hasta el 2020, se plantean los siguientes factores como influyentes en la diversidad de bacterias presentes en la cavidad bucal de serpientes: hábitat, alimentación, microbiota presente en la presa, y salud bucal. Finalmente, el uso de antibióticos profilácticos en un paciente de accidente ofídico que no presente las complicaciones mencionadas, puede generar multiresistencia a drogas por su uso inadecuado.

RECOMENDACIONES

Para las personas que se vean inspiradas a continuar y enriquecer este trabajo escrito, recomiendo que se tengan en cuenta los estudios que existen frente a la microbiota bacteriana hallada en el veneno y la cloaca de serpientes, este es un componente que brinda nuevos aportes y teorías en este campo de estudio, permitiendo que sea más amplio. Y a las personas que se sientan inspiradas a llevar a cabo trabajos prácticos en este campo, deben saber que al ser un tema de investigación que abarca numerosos factores entre los cuales están: las características del organismo de estudio, en este caso la serpiente; hábitat, alimentación, salud bucal, las condiciones del cultivo e identificación de bacterias; anaerobias, aerobias, gram positivas, gram negativas, y los antibióticos empleados para las pruebas, recomiendo que se tenga en cuenta a cada uno de estos para poder ofrecer y divulgar conocimiento interdisciplinar que contribuya a un problema de salud pública que vive la sociedad colombiana. Por último, para plantear tratamientos efectivos que puedan combatir las infecciones derivadas de un accidente ofídico, recomiendo conocer la microbiota involucrada y la sensibilidad a antibióticos de la misma.

AGRADECIMIENTOS

Agradezco a la Universidad Distrital Francisco José de Caldas y en especial al

Proyecto Curricular Licenciatura en Biología, por haberme formado como profesional y

por haber aportado tantas enseñanzas que impactaron positivamente mi crecimiento

personal. Gracias a los docentes que hicieron parte de mi carrera, a ellos les debo una

parte de mi motivación para asumir los retos a los que me enfrenté a lo largo de estos

semestres. Gracias a mis compañeros por ser un soporte fundamental en estos años, por

exaltar mis capacidades y corregirme cuando tenía falencias. Gracias a Dios y mi familia

por apoyarme siempre, por ser ese polo a tierra en medio de todo el ruido de la sociedad,

por cuidarme, tolerarme y amarme tanto. En este momento no soy la misma que cuando

empecé la carrera, hoy tengo un mundo de oportunidades profesionales y experiencias

personales por vivir, infinitas gracias a todos los que aportaron su granito de arena en este

proceso.

BIBLIOGRAFÍA

Abba, Y., Maina, Y., & Mohamed, M. (2017). Isolation and identification of bacterial populations of zoonotic importance from captive non-venomous snakes in

Malaysia. Microbial Pathogenesis, 108, 49–54.

https://doi.org/10.1016/j.micpath.2017.04.038

Abbott, S., Cheung, W. K., & Janda, M. (2003). The Genus Aeromonas : Biochemical Characteristics , Atypical Reactions , and Phenotypic Identification Schemes. Journal of Clinical Microbiology, 41(6), 2348–2357.

https://doi.org/10.1128/JCM.41.6.2348

Ajit, M., & Ajay, K. (2016). A Study of Snake Oral Flora – An Aid in Management of Snake Bite. Indian Journal of Forensic Medicine & Toxicology, 5(1),

47–50. Retrieved

fromhttp://www.indianjournals.com/ijor.aspx?target=ijor:ijfmt&volume=5&issue=1&ar ticle=035

Armbruster, C., & Mobley, H. (2012). Merging mythology and morphology: the multifaceted lifestyle of Proteus mirabilis. Nature Reviews Microbiology, 10(11), 743–

754. https://doi.org/10.1038/nrmicro2890

Arroyo, O., Bolaños, R., & Muñoz, G. (1980). The bacterial flora of venoms and mouth cavities of costa rican snakes. Bull Pan Am Health Organ, 14(3), 280–285.

Artavia, A., Romero, A., Sancho, C., Rojas, N., & Umaña, R. (2017). Diversity of Aerobic Bacteria Isolated from Oral and Cloacal Cavities from Free-Living Snakes Species in Costa Rica Rainforest, (1999). https://doi.org/10.1155/2017/8934285

August, J., Boesen, K., Hurst, N., Mazda, F., & Klotz, S. (2018). Prophylactic Antibiotics are Not Needed Following Rattlesnake Bites. The American Journal of Medicine, 1–19. https://doi.org/10.1016/j.amjmed.2018.06.006

Avila, H. (2005). Aspectos ecológicos de la serpiente de cascabel de la Isla Santa Catalina Crotalus cataliensis, Golfo de California, México. Centro de Investigaciones Biológicas Del Noroeste, S. C.

Babalola, M., & Balogun, J. (2013). The ecology and potential health risk of the oral microflora of Python regius and Clelia scyntalina. International Journal of Microbiology Research, 5(1), 348.355.

Barbosa, J., Souza, K., & Avello, P. (2015). Oral microbiota of colubrid snake thamnodynastes sp (Serpentes, Dipsadidae) in captivity. REB, 8(3), 308–313.

Barbosa, L., Seabra, R., Mello, P., Luana, J., Frachin, T., Barros, L., … DosSantos, L. (2018). Molecular identification and phylogenetic analysis of Bothrops insularis bacterial and fungal microbiota. Journal of Toxicology and Environmental Health, Part A, 1–12. https://doi.org/10.1080/15287394.2017.1395581

Bastos, H. (2012). Salmonella Associated with Snakes (Suborder Serpentes).

Clínica Veterinária Vila Sabrina, São Paulo, SP Brazil, 81–98.

Becker, K., Heilmann, C., & Peters, G. (2014). Coagulase-Negative Staphylococci. Clinical Microbiology Reviews, 27(4), 1–58.

https://doi.org/10.1128/CMR.00109-13

Blaylock, R. S. (1999). Antibiotic use and infection in snakebite victims. South African Medical Journal, 89(8), 875–876.

Blaylock, R. S. (2001). Normal oral bacterial flora from some southern African snakes. The Onderstepoort Journal of Veterinary Research, 68(3), 175–182. Retrieved from http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11769348

Borges, A. (2019). Ofidismo en el Paraguay: distribución geográfica, alteraciones fisiopatólogicas y necesidad de la preparación de un veneno de referencia nacional. Rev.

Soc. Cient. Parag., 24(2), 249–261.

Campagner, M., Bosco, S., Bagagli, E., Cunha, M., Jeronimo, B., Saad, E., … Barraviera, B. (2012). Microbiological Evaluation of Different Strategies for Management of Snakes in Captivity. Journal of Toxicology and Environmental Health, Part A, 75(16–17), 1070–1080. https://doi.org/10.1080/15287394.2012.697837

Castrillón, D., Acosta, J., Hernández, E., & Alonso, L. (2007). Envenenamiento ofídico. Salud Uninorte. Barranquilla (Col.), 23(1), 96–111.

https://doi.org/10.1109/IAS.2009.5324933

Castro, H., Gomes, D., Queiroz, L., Hirano, L., Quagliatto, A., & Correia, A.

(2017). Oral microbiota in healthy Bothrops atrox (Serpentes: Viperidae) and in snakes with stomatitis. Acta Veterinaria Brasilica, 11, 180–183.

Cervantes, E., García, R., & Salazar, P. M. (2014). Características generales del Staphylococcus aureus. Revista Latinoamericana de Patología Clínica, 61(1), 28–40.

Chen, C., Wu, K., Chen, C., & Wang, C. (2011). Bacterial infection in association with snakebite : A 10-year experience in a northern Taiwan medical center. Journal of Microbiology, Immunology and Infection, 44(6), 456–460.

https://doi.org/10.1016/j.jmii.2011.04.011

Cheong, C. Y., Lee, C. K., & Zuki, Z. (2010). A Rare Infection Following Snakebite. Malaysian Orthopaedic Journal, 4(1), 53–55.

Cuervo, J. (2010). Aislamiento y Caracterizacion de Bacillus spp como fijadores biologicos de nitrogeno y solubilizadores de fosfatos en dos muestras de biofertilizantes comerciales. Pontificia Universidad Javeriana, 1–35. Retrieved from http://www.javeriana.edu.co/biblos/tesis/ciencias/tesis404.pdf

Da-Silva, A., Da-Graça, V., Monteiro, W., & Bernarde, P. (2019). Non-venomous snakebites in the Western Brazilian Amazon. Revista Da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, 52, 1–4. https://doi.org/10.1590/0037-8682-0120-2019

Davin, A., Lavigne, J., & Pagès, J. (2019). Enterobacter spp.: Update on Taxonomy, Clinical Aspects, and Emerging Antimicrobial Resistance. Clinical Microbiology Reviews, 32(4), 1–32.

Dehghani, R., Sharif, M. R., Moniri, R., & Sharif, A. (2015). The identification of bacterial flora in oral cavity of snakes, (October). https://doi.org/10.1007/s00580-015- 2178-9

Díaz, J., Guevara, C., & Cubides, S. (2017). Lachesis muta (Linnaeus 1766).

Catálogo de Anfibios Y Reptiles de Colombia.

https://doi.org/10.13140/RG.2.2.11949.49126

Dipineto, L., Russo, T., Calabria, M., Rosa, L., Capasso, M., Menna, L. F., … Fioretti, A. (2014). Oral flora of Python regius kept as pets. Letters in Applied Microbiology, 58, 462–465. https://doi.org/10.1111/lam.12214

Fariñas, C., & Martínez, L. (2013). Infecciones causadas por bacterias gramnegativas multirresistentes : enterobacterias , Pseudomonas aeruginosa , Acinetobacter baumannii y otros bacilos gramnegativos no fermentadores. Enfermedades Infecciosas Y Microbiología Clínica, 31(6), 402–409.

Ferreira, R., Siqueira, A., Campagner, M., Salerno, T., Soares, T., Lucheis, S., … Barraviera, B. (2009). Comparison of wildlife and captivity rattlesnakes (Crotalus durissus terrificus) microbiota. Pesq. Vet. Bras., 29(12), 999–1003.

Finegold, S., & Rey, M. (2015). Method of treating gastrontestinal diseases assocated with species of genus Clostridium. United States Patent, 2.

Fonseca, M., Moreira, W., Cunha, K., Ribeiro, A., & Almeida, M. (2009). Oral microbiota of brazilian captive snakes. J Venom Anim Toxins Incl Trop Dis, 15(1), 54–

60.

García, J., García, E., & García, M. (2016). El microbiólogo clínico ante los cambios taxonómicos en el género Clostridium. Rev Esp Quimioter, 29(5), 239–243.

Garcia, M., & Rice, L. (2019). The Enterococcus: a Model of Adaptability to Its Environment. Clinical Microbiology Reviews, 32(2), 1–28.

Garg, A., Sujatha, S., Garg, J., Srinivas, N., & Subhash, C. (2009). Wound infections secondary to snakebite. J Infect Developing Countries, 3(3), 221–223.

Ghosh, T., Biswas, M. K., Pradipta, R., & Chiranjib, G. (2018). Short review of different microflora from the oral cavity of snakes, (March).

Goldstein, E., Agyare, E., Vagvolgyi, A., & Halpern, M. (1981). Aerobic Bacterial Oral Flora of Garter Snakes: Development of Normal Flora and Pathogenic Potential for Snakes and Humans. Journal of clinical microbiology, 13(5), 954–956.

Gomes, T., Elias, W., Scaletsky, I., Guth, B., Rodrigues, J., Piazza, R., … Martinez, M. (2016). Diarrheagenic Escherichia coli. Brazilian Journal of Microbiology, 47, 3–30. https://doi.org/10.1016/j.bjm.2016.10.015

Gonçalves, R., Oliveira, W., Santa-Clara, D., Dos-Santos, M., Matoso, E., &

Breitenbach, L. (2019). The genus Aeromonas: A general approach. Microbial Pathogenesis, 130, 81–94. https://doi.org/10.1016/j.micpath.2019.02.036

Hamilton, A., Kamm, M., Ng, S., & Morrison, M. (2018). Proteus spp. as Putative Gastrointestinal Pathogens. American Society for Microbiology, 31(3), 1–19.

Hu, Y., Wei, L., Feng, Y., Xie, Y., & Zong, Z. (2019). Klebsiella huaxiensis sp . nov ., recovered from human urine. Int J Syst Evol Microbiol, 69, 333–336.

https://doi.org/10.1099/ijsem.0.003102

Huang, L.-W., Wang, J.-D., Huang, J.-A., Hu, S.-Y., Wang, L.-M., & Tsan, Y.-T.

(2012). Wound infections secondary to snakebite in central Taiwan. The Journal of

Venomous Animals and Toxins Including Tropical Diseases, 18(3), 272–276.

Jho, Y.-S., Park, D.-H., Lee, J.-H., & Lyoo, Y. (2011). Aerobic bacteria from oral cavities and cloaca of snakes in a petting zoo. Korean J Vet Res, 51(3), 243–247.

Jho, Y., Park, D., Lee, J., Cha, S., & Han, J.-S. (2011). Identification of bacteria from the oral cavity and cloaca of snakes imported from Vietnam. Laboratory Animal Reseach, 27(3), 213–217.

Jorge, M., Mendonca, J., Ribeiro, L., Dasilva, M., Kusano, E., & Cordeiro, C.

(1990). Flora bacteriana da caviadade oral, presas e veneno de bothrops juraraca: possivel fonte de infeccao no local da picada. Rev. Inst. Med. Trop. Sao Paulo, 32(1), 6–10.

Kao, C., Chiang, C., & Huang, J. (2014). Micrococcus species-related peritonitis in patients receiving peritoneal dialysis. Int Urol Nephrol, 46, 261–264.

https://doi.org/10.1007/s11255-012-0302-1

Krishnankutty, S., Muraleedharan, M., Perumal, R., Michael, S., Benny, J., Balan, B., … Zachariah, A. (2018). Next-generation sequencing analysis reveals high bacterial diversity in wild venomous and non-venomous snakes from India. Journal of Venomous Animals and Toxins Including Tropical Diseases, 24(41), 1–11.

Lam, K. K., Crow, P., Leung, K., Shek, K. C., Fung, H. T., Ades, G., … Kam, C.

W. (2010). A cross-sectional survey of snake oral bacterial flora. Emerg Med J.

https://doi.org/10.1136/emj.2009.086694

Lavigne, J., Defez, C., Bouziges, N., Mahamat, A., & Sotto, A. (2007). Clinical and molecular epidemiology of multidrug-resistant Citrobacter spp . infections in a French university hospital. Eur J Clin Microbiol Infect Dis, 26, 439–441.

https://doi.org/10.1007/s10096-007-0315-3

Ledbetter, E., & Kutscher, E. (1969). The Aerobic and Anaerobic Flora of Rattlesnake Fangs and Venom The Aerobic and Anaerobic Flora of Rattlesnake Fangs and Venom. Arch. Environ Health, 19. https://doi.org/10.1080/00039896.1969.10666929 Liu, P., Shi, Z., Lin, C., Huang, J., Liu, J., Chan, K., & Tung, K.-C. (2012).

Shewanella infection of snake bites : a twelve-year retrospective study. Clinical Science, 67(5), 431–435. https://doi.org/10.6061/clinics/2012(05)05

Liu, P., Shi, Z., Shyu, C., Wu, Z., & Lai, K. (2014). International Journal of Infectious Diseases Cobra bite wound infection caused by Shewanella algae.

International Journal of Infectious Diseases, 20, 11–12.

https://doi.org/10.1016/j.ijid.2013.08.014

Lukač, M., Tomić, D., Mandac, Z., Mihoković, S., & Prukner-radovčić, E. (2017).

Oral and cloacal aerobic bacterial and fungal flora of free-living four-lined snakes (Elaphe quatuorlineata) from Croatia. Veterinarski Arhiv, 87(3), 351–361.

https://doi.org/10.24099/vet.arhiv.

Lynch, J. D. (2012). El contexto de las serpientes de colombia con un análisis de las amenazas en contra de su conservación. Zoología, (1).

Manos, J., & Belas, R. (2006). The Genera Proteus, Providencia, and Morganella.

Prokaryotes, 6, 245–269.

Mao, Y., Liu, P., Hung, D., Lai, W., Huang, S., Hung, Y., & Yang, C. (2016).

Bacteriology of Naja atra Snakebite Wound and Its Implications for Antibiotic Therapy.

Am. J. Trop. Med. Hyg, 94(5), 1129–1135. https://doi.org/10.4269/ajtmh.15-0667 Özen, A., & Ussery, D. (2012). Defining the Pseudomonas Genus : Where Do We Draw the Line with Azotobacter ? Microb Ecol, 63, 239–248.

https://doi.org/10.1007/s00248-011-9914-8

Padhi, L., Kumar, S., Mohapatra, P., & Sahoo, G. (2020). Antibiotic susceptibility of cultivable aerobic microbiota from the oral cavity of Echis carinatus from Odisha (India). Microbial Pthogenesis, 143, 1–6. https://doi.org/10.1016/j.micpath.2020.104121 Panda, S., Padhi, L., & Sahoo, G. (2018). Oral bacterial fl ora of Indian cobra ( Naja naja ) and their antibiotic susceptibilities. Heliyon, (October), e01008.

https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2018.e01008

Panda, S., Padhi, L., & Sahoo, G. (2019). Microbial Pathogenesis Evaluation of cultivable aerobic bacterial fl ora from Russell â€

s viper ( Daboia russelii ) oral cavity.

Microbial Pthogenesis, 134(August 2018), 103573.

https://doi.org/10.1016/j.micpath.2019.103573

Parra, M., Durango, J., & Máttar, S. (2002). Microbiología, patogénesis, epidemiología, clínica y diagnóstico de las infecciones producidas por Salmonella. Mvz- Córdoba, 7(2), 187–200.

Partridge, S. R. (2011). Analysis of antibiotic resistance regions in Gram-negative bacteria. FEMS Microbiol Rev, 35, 820–855. https://doi.org/10.1111/j.1574- 6976.2011.00277.x

Paz, V., Mangwani, S., Martínez, A., Álvarez, D., Solano, S., & Vázquez, R.

(2019). Pseudomonas aeruginosa: patogenicidad y resistencia antimicrobiana en la infección urinaria. Revista Chilena Infectología, 36(2), 180–189.

Pochanugool, C., Wilde, H., Bhanganada, K., Chanhome, L., Cox, M., Chaiyabutr, N., & Sitprija, V. (1998). Venomous Snakebite in Thailand Il : Clinical Experience. Military Medicine, 163(5), 318–323.

Resiere, D., Mehdaoui, H., Neviere, R., Olive, C., Severyns, M., Beaudoin, A., … Kallel, H. (2020). Infectious Complications Following Snakebite by Bothrops lanceolatus in Martinique: A Case Series. Am. J. Trop. Med. Hyg, 102(1), 232–240.

https://doi.org/10.4269/ajtmh.19-0369

Résière, D., Olive, C., Kallel, H., Cabié, A., Névière, R., Mégarbane, B., … Mehdaoui, H. (2018). Oral Microbiota of the Snake Bothrops lanceolatus in Martinique.

International Journal of Environmental Research and Public Health, 15, 1–6.

https://doi.org/10.3390/ijerph15102122

Rodríguez, A. (2017). Guía para el manejo de emergencias toxicológicas.

Ministerio de Salud. 1-680.

Rojas, A. (2017). Accidente ofídico colombia, 2017. Ministerio De Salud, 3, 1–

16.

Rojas, A. (2018). Accidente ofídico Colombia 2018. Ministerio De Salud, 4, 1–

33.

Samonis, G., Karageorgopoulos, D., Kofteridis, D., Matthaiou, D., Sidiropoulou,

V., Maraki, S., & Falagas, M. (2009). Citrobacter infections in a general hospital : characteristics and outcomes. Eur J Clin Microbiol Infect Dis, 28, 61–68.

https://doi.org/10.1007/s10096-008-0598-z

Samonis, G., Vouloumanou, E., Christofaki, M., Dimopoulou, D., Maraki, S., Triantafyllou, E., … Falagas, M. (2011). Serratia infections in a general hospital : characteristics and outcomes. Eur J Clin Microbiol Infect Dis, 30, 653–660.

https://doi.org/10.1007/s10096-010-1135-4

Sasidharan, D. (2015). Pattern of Use of Antibiotics Following Snake Bite in a Tertiary Care Hospital. Journal of Clinical and Diagnostic Research, 9(8), 5–9.

https://doi.org/10.7860/JCDR/2015/14753.6322

Schallmey, M., Singh, A., & Ward, O. (2004). Developments in the use of Bacillus species for industrial production. Can. J. Microbiol, 50, 1–17.

https://doi.org/10.1139/W03-076

Shaikh, I., Dixit, P., Pawade, B., Lele, M., & Kurhe, B. (2017). Assessment of Cultivable Oral Bacterial Flora from Important Venomous Snakes of India and Their Antibiotic Susceptibilities. Current Microbiology, 74(11), 1278–1286.

https://doi.org/10.1007/s00284-017-1313-z

Shek, K., Tsui, K., Lam, K., Crow, P., Kenneth, H., Ades, G., … Kam, C. (2009).

Oral bacterial flora of the Chinese cobra (Naja atra) and bamboo pit viper (Trimeresurus albolabris) in Hong Kong SAR, China. Hong Kong Med J, 15(3), 183–190.

Suankratay, C., Wilde, H., Nunthapisud, P., & Khantipong, M. (2002). Tetanus After White-Lipped Green Pit Viper (Trimeresurus albolabris) Bite. Wilderness and Environmental Medicine, 13(4), 256–261. https://doi.org/10.1580/1080-6032(2002)013

Tagwireyi, D., Ball, D., & Nhachi, C. (2001). Routine prophylactic antibiotic use in the management of snakebite. BMC Clinical Pharmacology 2001, 1(4), 1–7.

Theakston, R., Phillips, R., Looareesuwan, S., Echeverria, P., & Makin, T. (1990).

Bacteriological studies of the venom and mouth cavities of wild Malayan vipers ( Calloselasma rhodostoma ) in southern Thailand pit. Transaccions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, 84, 875–879.

Wagener, M., Naidoo, M., & Aldous, C. (2017). Wound infection secondary to

snakebite. Sam Research, 107(4), 315–319.

https://doi.org/10.7196/SAMJ.2017.v107i4.12084

Weed, H. (1993). Nonvenomous Snakebite in Massachusetts: Prophylactic Antibiotics Are Unnecessary. Annals of Emergency Medicine, 22(2), 220–224.

Yuan, C., Wei, Y., Zhang, S., Cheng, J., Cheng, X., Qian, C., … Chen, H. (2020).

Comparative Genomic Analysis Reveals Genetic Mechanisms of the Variety of Pathogenicity, Antibiotic Resistance, and Environmental Adaptation of Providencia Genus. Frontiers in Microbiology, 11, 1–15. https://doi.org/10.3389/fmicb.2020.572642 Zalas, P., Michalska, A., & Gospodarek, E. (2012). mechanizmy oporności na antybiotyki Morganella sp . rods – characteristics , infections , mechanisms of resistance to antibiotics. Postepy Hig Med Dosw, 66, 242–251.

Zancolli, G., Mahsberg, D., Sickel, W., & Keller, A. (2015). Reptiles as

Reservoirs of Bacterial Infections : Real Threat or Methodological Bias ? Microbial

Ecology, 579–584. https://doi.org/10.1007/s00248-015-0618-3

Zendejas, G., Avalos, H., & Soto, M. (2014). Microbiología general de Staphylococcus aureus : Generalidades , patogenicidad y métodos de identificación.

Revista Biomed, 25(3), 129–143.