Determinación, ciclo biológico, parámetros biológicos y comportamiento de Telenomus sp (HYMENOPTERA: SCELIONIDAE) parasitoide de huevos de Liorhyssus hyalinus F (HEMIPTERA: RHOPALIDAE) “chinche de la quinua” en condiciones de laboratorio, 2015 2016

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(1)UNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN AGUSTÍN DE AREQUIPA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS ESCUELA PROFESIONAL DE BIOLOGÍA. Determinación, ciclo biológico, parámetros biológicos y comportamiento de Telenomus sp. (HYMENOPTERA: SCELIONIDAE) parasitoide de huevos de Liorhyssus hyalinus. F (HEMIPTERA: RHOPALIDAE) “chinche de la quinua” en condiciones de laboratorio, 2015-2016.. Tesis presentada por la Bachiller GLENY. EMPERATRIZ. GONZALES Para optar el Título Profesional de BIÓLOGA. Arequipa – Perú 2017. BERNEDO.

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(3) INDICE RESUMEN INTRODUCCIÓN ............................................................................................................... 1 CAPITULO I........................................................................................................................ 3 REVISION BIBLIOGRAFICA.......................................................................................... 3 1.1.. Control Biológico.................................................................................................... 3. 1.2.. Orden Hymenoptera ................................................................................................ 4. 1.3.. Superfamilia Platygastroidea .................................................................................. 4. 1.4.. Familia Scelionidae ................................................................................................. 4. 1.4.1.. Distribución ..................................................................................................... 5. 1.4.2.. Biología ........................................................................................................... 5. 1.5.. Subfamilia Telenominae ......................................................................................... 6. 1.6.. Genero Telenomus y Trissolcus.............................................................................. 7. 1.7.. Orden Hemíptera ..................................................................................................... 7. 1.7.1.. Suborden Heteroptera ...................................................................................... 7. 1.7.2.. Familia Rophalidae .......................................................................................... 7. 1.7.3.. Liorhyssus hyalinus (Fabricius, 1794)............................................................. 8. 1.8.. Trabajos realizados de la familia Scelionidae ......................................................... 8. 1.9.. Trabajos realizados de L. hialinus ........................................................................ 11. CAPITULO II .................................................................................................................... 12 MATERIALES Y METODOS ......................................................................................... 12 2.1. Registro de la temperatura y humedad relativa......................................................... 12 2.2. Colecta de la chinche de la quinua. ........................................................................... 12 2.3. Crianza de la chinche en laboratorio ......................................................................... 15.

(4) 2.4. Recuperación y crianza del parasitoide de la “chinche de la quinua” en el laboratorio .......................................................................................................................................... 15 2.5. Determinación del parasitoide en estudio ................................................................. 18 2.6. Ciclo biológico del parasitoide. ................................................................................ 18 2.7. Descripción de la morfología de los estados de desarrollo del parasitoide .............. 18 2.8. Determinación de los parámetros biológicos del parasitoide ................................... 18 2.8.1. Capacidad de parasitismo y porcentaje de emergencia ...................................... 18 2.8.2. La proporción sexual .......................................................................................... 19 2.8.3. Longevidad ......................................................................................................... 19 2.8.4. Comportamiento del parasitoide ........................................................................ 19 CAPITULO III .................................................................................................................. 20 RESULTADOS Y DISCUSIONES .................................................................................. 20 3.1. Descripción morfológica de los estados de desarrollo de Telenomus sp. ................. 21 3.1.1. Estado de huevo ................................................................................................. 21 3.1.2. Estado de larva ................................................................................................... 21 3.1.2. Estado Pupa ........................................................................................................ 24 3.1.3. Estado adulto ...................................................................................................... 24 3.2. Ciclo de desarrollo de Telenomus sp. ....................................................................... 32 3.2.1. Estado de huevo ................................................................................................. 32 3.2.2. Estado larva ........................................................................................................ 32 3.2.3. Estado de pupa ................................................................................................... 33 3.3. Ciclo biológico de Telenomus sp. ............................................................................. 34 3.4. Parámetros biológicos de Telenomus sp. .................................................................. 34 3.4.1. Capacidad de parasitismo y emergencia del parasitoide .................................... 34 3.4.2. Longevidad del parasitoide ................................................................................ 35 3.4.3. Proporción sexual del parasitoide ...................................................................... 36.

(5) 3.4.4. Comportamiento, emergencia, cópula y oviposición ......................................... 36 CONCLUCIONES............................................................................................................. 38 RECOMEDACIONES ...................................................................................................... 39 BIBLIOGRAFIA ............................................................................................................... 40 ANEXOS............................................................................................................................. 46.

(6) RESUMEN Los cultivos de quinua en la costa Sur del Perú tienen problemas fitosanitarios y uno de estos es la plaga insectil Liorhyssus hyalinus el “chinche de la quinua” y para su control se recurrió a plaguicidas, lo cual originó el rechazo de la quinua por presencia de residuos en las exportaciones. En la búsqueda de controladores biológicos, se observó en posturas de L. hyalinus a una microavispa que fue determinada como Telenomus sp. Para ello en condiciones de laboratorio a 23,1 ± 0,72°C y 43,9± 2,92 % HR se realizó la crianza del hospedante. De las posturas obtenidas se determinó el ciclo biológico de Telenomus sp. siendo de 18,6 días; teniendo una duración de los estados de huevo de 1 día, larva 5, 4 días (LI 2,55; LII 2,9), pupa 10,9 días y pre-oviposición 1 día. Respecto a los parámetros biológicos la capacidad de parasitismo fue de 69,90 ± 2,73 durante 12 días y 6,88 ± 0,90 huevos/hembra/día, el porcentaje de emergencia fue de 60 ± 5,16%, la longevidad de las hembras fue de 21,6 ± 1,94 y machos de 2,3 ± 0,67 días respectivamente y la proporción sexual es de 9:1 (Hembras/Machos). Los machos de Telenomus sp. emergen primero, estos esperan la emergencia de las hembras e inmediatamente copulan y éstas copuladas o no, buscan a los huevos hospederos ofrecidos e introducen su ovipositor, el tiempo de ovipocision fue de 7 a 9 minutos, parasitan los primeros 12 días y durante el periodo de postparasitismo solo se dedican a la alimentación..

(7) 1. INTRODUCCIÓN La quinua (Chenopodium quinoa Willd.) descrita por primera vez en sus aspectos botánicos por Willdenow 1778, como una especie oligocéntrica, su centro de origen son las orillas del lago Titicaca, y se ha extendido su cultivo por todo el altiplano y valles interandinos (Cárdenas, 1944). El 80% de la producción mundial de quinua se concentra en tres países: Bolivia con 64 789 ha sembradas, que equivale a una producción de 38 257 t; Perú con 35 461 ha, que produjeron 41 168 t y Ecuador con 1 277 ha, con una producción de 816 t. (Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura FAO, 2014). En el Perú las áreas sembradas de quinua han aumentado de una manera sostenida de 29 mil ha al 2005 a 68 mil ha en el 2014, lo que representa un crecimiento de 43%. El volumen de la producción aumentó en esa misma proporción a fines de 2014 logrando producir 114 mil t de quinua que corresponde al 105,4 %. Además, se proyecta alcanzar en el año 2020 un volumen de 212 mil t para ello se requiere aproximadamente 113,9 mil ha; es decir 45,8 mil ha adicionales hasta el 2020. (Ministerio de Agricultura y Riego MINAGRI, 2015). En lo referente a plagas y enfermedades en el cultivo de quinua el Servicio Nacional de Sanidad Agraria del Perú (SENASA, 2015) para el caso de las regiones de Ancash, Apurímac, Arequipa, Ayacucho, Cajamarca, Cusco, Huancavelica, Huánuco, Junín, La Libertad, Puno y Tacna, ha reportado a Eurysacca melanocampta, Macrosiphum euphorbiae, Aphis craccivora, Frankliniella occidentales, Liorhyssus hyalinus, Spodoptera eridania, Rhizoctonia solani Peronospora farinosa, y Cercospora sp. y Phoma heteromorphospora solo en Ayacucho. Tambien Zumaran, Delgado y Mamani (2015) reportaron para Arequipa insectos plaga asociados a variedades de quinua roja, blanca y negra siendo estos géneros de gran importancia como Agrotis, Delia, Eurysacca, Nysius, Liorhyssus, Dragbertus, Macrosiphum y Copitarsia, siendo el complejo chinches los más preocupantes, además reportaron especies de aves plaga como el Burhinus superciliaris “Huerequeque”, Sporagra magellanica “jilguero peruano” y en enfermedades reportaron a Rhizoctonia solani “chupadera” y Peronospora farinosa “Mildiu”.. En las irrigaciones de la costa de Arequipa, Vargas (2014) determinó a Liorhyssus hyalinus (Hemíptera: Rhopalidae) y Vásquez (2016) a Nysius sp. (Hemíptera: Lygaeidae) “chinches de la quinua”. En ambas plagas los autores realizaron estudios sobre su ciclo biológico,.

(8) 2. parámetros biológicos y comportamiento. En estas zonas se ha recurrido al control de estos insectos mediante pesticidas, acción que trajo como consecuencia su resurgencia y una posible resistencia a estos productos. Este tipo de control indiscriminado se reflejó en la detección de residuos en los productos de exportación. El uso desfavorable de químicos, para el control de plagas de chinches fitófagos ha conducido a la búsqueda de biocontroladores. Así, en Argentina Cingolani (2011) para el control de Piezodorus guildinii (Hemíptera: Pentatomidae) después de emplear los parasitoides Trissolcus basalis y Telenomus podisi (Hymenóptera: Scelionidae) obtuvo el 83,26% de parasitismo con el último de los mencionados. Hermel et al. (2016) observó la preferencia del parasitoide de T. podisi en huevos de Euchistus heros criado en laboratorio y colectado en campo, resultando que T. podisi parasita preferentemente los huevos de E. heros colectados en campo que los criados en laboratorio. Con estos antecedentes, en las irrigaciones de costa sur occidental del Perú, con cultivo de quinua y en la búsqueda de controladores biológicos para controlar los chinches plaga, se ha encontrado a una micro avispa en las posturas de L. hyalinus. Para realizar el control biológico de este insecto, son necesario los estudios de su biología, con fines de realizar su crianza masiva y liberación. Por lo expuesto y contribuir con el control biológico de L. hyalinus se fijan los siguientes objetivos: . Determinar y describir la morfología de la microavispa parasitoide de huevos de L. hyalinus.. . Determinar el ciclo biológico de la microavispa parasitoide de huevos de L. hyalinus.. . Determinar los parámetros biológicos: proporción sexual, longevidad, capacidad de ovoposición, porcentaje de emergencia así como describir el comportamiento de la microavispa parasitoide de huevos de L. hyalinus..

(9) 3. CAPITULO I REVISION BIBLIOGRAFICA 1.1. Control Biológico El control biológico es la represión de las plagas mediante sus enemigos naturales depredadores, parásitos y patógenos. Los parasitoides son insectos que viven a expensas de sus hospedantes al que devoran progresivamente hasta causarle la muerte. Durante ese tiempo completan su propio desarrollo larval. Los depredadores son insectos u otros animales que causan la muerte de las plagas como presas en forma más o menos rápida. Los patógenos son microorganismos virus, rikettsias, bacterias, protozoarios, hongos y nematodos, que causan enfermedades o epizootias entre las plagas (Cisneros, 1995). Los parasitoides de las plagas agrícolas son principalmente dípteros o himenópteros. Son monófagos o estenófagos. Se refiere a las especies que para alimentarse se sitúan dentro del cuerpo (endoparásito) o sobre el cuerpo (ectoparásito) de otro organismo llamado hospedero u hospedador, generalmente causándoles daño sin producirle la muerte instantánea. Los parásitos pueden ser fitófagos o zoófagos. Existen también hiperparásitos que viven a expensas de otros parasitoides (Aguilar, 1980). Existe dos tipos de control, el control biológico natural se está ejerciendo en todos los campos agrícolas, así en los algodonales del Perú, se ha encontrado no menos de 148 especies benéficas (Beingolea, 1959; Herrera, 1961) incluyendo 52 especies de arañas depredadoras (Aguilar, 1968, 1977) que ejercen su acción contra las plagas de este cultivo. El Control biológico aplicado es el manejo moderno y se hizo notorio desde comienzos del presente siglo XX con la introducción de enemigos biológicos de la queresa algodonosa de los cítricos de Australia a California. Son algunos pocos los ejemplos más antiguos del manejo de enemigos biológicos entre ellos el uso tradicional de hormigas del género Eciton para controlar gusanos de la papa (gorgojo de los Andes y polilla), en almacenes rústicos de algunas comunidades de Cusco (Garmendia, 1961). Este tipo de control junto con el empleo de variedades de plantas resistentes, es la práctica más eficaz y económica que existe comparado con el control químico, que es el más usado y abusado en el mundo en general, en el Perú en particular, y que además origina contaminación ambiental con daño para la vida silvestre (Beingolea, 1977)..

(10) 4. 1.2.Orden Hymenoptera Los Hymenoptera constituyen uno de los órdenes de insectos holometábolos, con cuatro estados de desarrollo: huevo, larva, pupa y adulto. Sus piezas bucales tienden a ser lamedoras a masticadoras. Presentan dos pares de alas membranosas, de los cuales el par posterior es ligeramente más pequeño que el anterior y el mecanismo de unión alar es del tipo hamuli. Algunos adultos pierden sus alas de manera secundaria. Las hembras de la mayoría de las especies tienen un ovipositor más o menos desarrollado que estructuralmente se parece al que poseen los Orthoptera; sin embargo, en algunos de los miembros más especializados del grupo ha perdido la función de depositar huevos y se utiliza sólo como aguijón; mientras que dos subfamilias de hormigas lo han perdido casi por completo. Existe los Proctotrupoidea y Platygastroidea (Hanson & Gauld, 2006). Para el presente estudio resumimos las características de la superfamilia Platygastroidea. 1.3. Superfamilia Platygastroidea Los Platygastroidea se dividen en dos familias, Scelionidae y Platygastroidea, ambas cosmopolitas y con un amplio número de especies. Las relaciones filogenéticas entre los Platygastroidea y otros grupos Hymenoptera aún son motivo de estudio (Gibson, 1999; Austin et al. 2005). Todos los Scelionidae, así como los Platygastroidea más ancestrales, son idiobiontes endoparásitos de huevos de insectos y de arañas, característica que podría construir una sinapomorfia biológica de esta superfamilia. Solo consideramos a la familia Scelionidae donde está incluido el presente trabajo. 1.4. Familia Scelionidae Son Himenópteros con cuerpo de longitud que varía 0,5 y 10,0 mm, casi siempre entre 1,0 y 2,5 mm, con forma muy variable desde muy delgado y alargado hasta muy corto y robusto, según la forma del huevo hospedante. El cuerpo por lo general de color negro, algunas veces amarillo o bicolor, con la cabeza negra, el mesosoma anaranjado rojizo, el metasoma negro; casi siempre con un esculpido superficial muy distintivo, aunque las especies pequeñas pueden ser básicamente lisas. Algunas especies son braquípteras, otras ápteras, sobre todo las hembras. Las antenas, son geniculados y se insertan justo sobre el margen dorsal del clípeo y casi siempre con 12 segmentos (a veces con 11, 10, 9 o 7) escapo alargado, hembras con antenas clavadas, filiformes en macho y con segmento 5 modificado (rara vez con otros.

(11) 5. segmentos modificados). Ala delantera con vena submarginal que suele llegar hasta el borde anterior del ala y continuar luego como vena marginal (a veces engrosada hasta formar un punto negro), venas estigmal y postmarginal mayormente presentes; en la mayoría de géneros, la ala trasera con vena submarginal completa, llega hasta los hamuli; alas excepcionalmente sin venas o con venas indistintas. Metasoma casi siempre con comprensión dorsoventralmente de manera moderada a muy evidente; segmentos metasomales casi siempre de longitud similar, pero a veces un segmento mucho más largo que el resto; el aparente segmento VII en hembras puede ser externo o interno, con pequeños cercos o placas sensoriales que pueden ya sea salir con el ovipositor o bien estar adheridos al tergo VI y no salir con el ovipositor; machos con 8 tergos. (Hanson & Gauld, 2006). 1.4.1. Distribución La familia Scelionidae se encuentra en todo el mundo, se han descrito unas 3.300 especies, pero se estima que debe existir unas 7,000. Actualmente, se reconocen unos 150 géneros clasificados en tres subfamilias, Scelionidae, Teleasinae y Telenominae. (Masner, 1976a). 1.4.2. Biología Los Scelionidos se comportan como idiobiontes endoparásitos de huevos de arañas y completan su desarrollo en un solo huevo hospedero. La gran mayoría de los scelionidos son parasitoides solitarios, pero algunos Telenominae muestran un desarrollo gregario. Por ejemplo, Telenomus fariai, especie que parasita Reduviidae- Triatominae, puede depositar de 6 a 14 huevos por huevo hospedero, según el tamaño hospedero. (Zeledon, 1957). La mayoría de las especies muestra un alto grado de especificidad hospedera: muchas se encuentran restringidas a una sola especie hospedera y la mayor parte se encuentra restringida a una sola familia hospedera. Existen sustancias químicas (kariomonas) que les sirven a los Scelionidos para localizar al hospedero y reconocerlo entre ellas tenemos los terpenoides que liberan las plantas dañadas por pentatómidos (Colazza et al. 2004 a-b; Moraes et al. 2005), las secreciones que aplican las hembras lepidópteras y heterópteras a los huevos para adherirlos al sustrato (p.ej. Telenomus remus y Trissolcus bassalis; Nordlund et al.1987; Bin et al. 1993). Los Scelionidos por lo menos los Telenominae parece depender tanto de kariomonas en el exterior del huevo hospedero como el de las características físicas del huevo mismo. Telenomus podisi se guía de una kariomona externa para reconocer a su.

(12) 6. hospedero, y parece que ciertas señales físicas le ayudan a distinguir entre los huevos fértiles y no fértiles de Euschistus heros (Pentatomidae), aunque muchas veces oviposita en estos últimos (Borges et al. 1999) Los Scelionidae son de Importancia económica, en particular la subfamilia Telenominae, se han empleado con éxito en programas de control biológico clásico para combatir plagas heterópteras y lepidópteras. Las especies de T. basalis y T. remus han sido introducidas en varios países para combatir respectivamente, Nezara viridula (Pentatomidae) varios Noctuidae (Clausen, 1978) y existe mucho potencial en su uso para la crianza masiva (Cave, 2000). La introducción en Colombia de la especie norteamericana, Telenomus alsophilae, para combatir la plaga forestal, Oxidia trichiata (Geometridae), es uno de los programas de control biológico que más éxito ha tenido en el neotropico (Bustillo y Drooz, 1977; Drooz et al. 1977). Más recientemente Trissolcus mitsukurii fue introducida en Brasil para combatir los Pentatomidos que atacan la soya (Kobayashi y Cosenza, 1987). En cuanto a sincronización temporal, capacidad de dispersión y capacidad de responder a la densidad de la plaga, los Sceliónidos también parecen mostrar una gran aptitud para el control biológico. Además, las feromonas sexuales de Spodoptera frugiperda poseen ciertos compuestos que estimulan la búsqueda de hospedero en T. remus, de manera que la aplicación puntual de feromonas sintéticas podría servir para retener a los Sceliónidos en el campo de cultivo (Nordlund et al.1983). 1.5. Subfamilia Telenominae En una subfamilia homogénea cuyos miembros tienen en común la ausencia de lateroesternitos (estructuras que al parecer evolucionaron de manera convergente en algunos Platygastridae-Sceliotrachelinae) y la presencia de placas sensoriales especializadas (en lugar de cercos) en el tergo VIII (Austin y Field, 1997). En la actualidad se han descrito catorce géneros (Johnson, 1992) ocho de los cuales aparecen en el Nuevo Mundo, pero Aradoctonus se halla restringido al néartico. La subfamilia Telenominae es muy grande, y de hecho compite en riqueza de especies con casi cualquier grupo de himenópteros parasíticos. No obstante, sólo un pequeño porcentaje de especies ha sido descrito. Los Telenominae podrían ser un grupo hermano de los Scelioninae-Gryonini y, por tanto, sus hospederos ancestrales podrían ser los Heteróptera (Johnson, 1984)..

(13) 7. 1.6. Genero Telenomus y Trissolcus Son los géneros Scelionidos más importantes desde el punto de vista del control biológico; por lo que su biología se conozca mejor que la de otros Scelionidos. Telenomus probablemente el género más grande de toda la familia, se distingue de la mayoría de los Telenominae por tener la frente de la cabeza y el escutelo casi siempre lisos (sin esculpido), los ojos por lo general setosos, la clava antenal de las hembras generalmente con cinco segmentos o menos (Trissolcus tiene seis) y notauli casi siempre ausentes. Algunos grupos de especies de Telenomus parecen restringidos a ciertos hospederos (Johnson, 1984). 1.7.Orden Hemíptera Los hemípteros son un orden de insectos muy variado, encontrándose entre ellos diversas formas y adaptaciones. Incluye mayormente a organismos terrestres y algunos acuáticos, semi-acuáticos (Covich y Tarp, 2001). 1.7.1. Suborden Heteroptera Henry (2009) resalta que los heterópteros o chinches constituyen un clado monofilético. Las piezas bucales son de tipo picador chupador y están insertadas en la parte anterior de la cabeza. Los palpos están atrofiados. El labium tiene la forma de una funda articulada, dorsalmente acanalada y posee los estiletes largos formados por las mandíbulas las maxilas modificadas. Sus alas anteriores son hemélitros, y las posteriores enteramente membranosas. Las alas posteriores son enteramente membranosa. La metamorfosis es gradual. La mayoría viven sobre el follaje de plantas ya sea como fitófagos, o como depredadores de otros insectos; otras especies son ectoparásitos de aves, mamíferos y también hombre; y aun un grupo relativamente pequeño en número.. 1.7.2. Familia Rophalidae La familia Rhopalidae frecuentemente considerada como una subfamilia (usualmente bajo el nombre de Corizinae) dentro de la familia Coreidae, pero investigadores como Chopra (1967) y Göllner - Scheniding (1983) consideraron que se trata de una familia distinta. Los Rhopalidos a menudo llamados chinches de las plantas sin aroma, forman un pequeño grupo pequeño, que van desde un tamaño aproximado de 4,0 a más de 15 mm. La cabeza tiene el clípeo sobrepasando la juga. Dos ocelos presentes sobre tubérculos elevados. El sistema.

(14) 8. eferente externo de las glándulas metatorácicas es usualmente obsoleto o reducido. Las membranas de los hemélitros tienen numerosas venas. La familia comprende aproximadamente 21 géneros y 209 especies, separadas en dos subfamilias (Cassis y Gross, 2002, Zoological Record 2003-2007). La mayoría de Rhopalidos son de poca importancia económica, pero ciertas especies han llegado a ser plagas molestosas. En América del Norte, hay una especie común, Boisea trivittata, que se alimenta de las semillas de Acer negundo y otros árboles de la familia de la Aceraceae. En otoño es cuando los insectos buscan refugio de hibernación, invaden a grandes cantidades a los hogares, constituyendo plagas a la población dejando manchas en los muebles y otros objetos y emiten un olor desagradable cuando son aplastados. (Henry, 1988). 1.7.3. Liorhyssus hyalinus (Fabricius, 1794) Ríos (2014) sostiene que los huevo de L. hyalinus son ovalados, con 0,76 mm de largo y 0,44 mm de ancho (más o menos como la forma de un frijol) de color rojo claro, pasando por un tono rojo intenso hasta llegar a uno tono marrón cerca de la eclosión. El estado ninfal presenta cinco estadios. El adulto es un individuo alargados-oblongo las hembras con 7,58 mm de longitud y 13,74 mm de extensión alar mientras el macho con 6,18 mm de longitud y 11,75 mm de extensión alar. Ambos individuos presentan el cuerpo de color amarillo pálido variando a marrón oscuro o rojizo y con escasos pelos. La hembra adulta es más grande que el adulto macho. 1.8. Trabajos realizados de la familia Scelionidae Gómez (1987) al estudiar la Biología de T. remus Nixon (Hymenoptera: Scelionidae), parasitoide de Spodoptera eridania en el Perú, describiendo así su ciclo biológico según las estaciones del año como son verano 10-12 días, primavera 14 – 17 días, otoño 15 – 20 días, invierno de 21 – 25 la duración, el estado de desarrollo fue de: huevo 12-18 horas, larva 3 días, pre-pupa 1dia, pupa 5 días, duración total del ciclo es de 9,15 días. El promedio de ovipocision es de 51.5 huevo/hembra, la longevidad de los adultos varia de 4 a 18 días sin alimento y de 10 – 18 días cuando se les alimenta con miel diluida. Los machos emergen 24 horas antes que las hembras, ocurriendo la copula tan pronto como están emergen. En 1993, Hernández y Dilcia en el estudio de la biología de T. remus Nixon (Hymenóptera: Scelionidae) parasitoide de S. frugiperda (Smith) (Lepidóptera: Noctuidae) en Venezuela..

(15) 9. Se realizó el ciclo de vida, morfología y duración de los estados inmaduros; el comportamiento de cópula y ovipostura, la edad del hospedero preferida para ovipostura, la longevidad y fecundidad y el período de ovipostura, edad del parasitoide y del hospedero sobre la proporción sexual de la descendencia; el ambiente A: a temperatura constante de 26,5± 1,0°C; ambiente B: a temperatura constante de 30±1°C ambos con humedad relativa de 60 a 70. La duración del ciclo de vida fue afectada por la temperatura a 26,5°C que fue 10 días entre 9,4 y 10,5 días. A 30°C el ciclo fue de 8,5 días variando entre 7,5 y 9 días. Los huevos de T. remus, ovariales y recientemente depositados son pedicelados. La duración en promedio de la fase de huevos fue de 11,12±0,64 horas a 26,5°C y 10,30 ± 0 horas a 30°C. Este parasitoide posee dos instares larvales. El primer instar son teleaforme, este tuvo una duración de 56,69 ±5,45 horas a 26,5°C y 47,70 ± 0 horas a 30°C, el segundo instar tiene el cuerpo segmentado; tuvo una duración de 27,57 ±4,55 horas a 26,5°C y 14 ± 0 horas a 30°C, este instar fue el más sensible a cambios de temperatura. La duración de la fase de prepupa y pupa fue de 24 ±0 horas a 26,5°C y 20,42 ±7,71 horas a 30°C para el primer caso y de 120 ± 0 horas a 26,5 °C y 112,16 ± 11,31 horas a 30°C para el segundo caso. Los machos de T. remus emergieron 24 horas antes que las hembras e inmediatamente al emerger éstas ocurrió la cópula. La hembra sólo se apareo una vez, con una duración en promedio de la cópula de 18,32 ± 3,95 seg e inmediatamente la hembra estuvo lista para oviponer. En el momento de ovipostura, el oviscapto permaneció dentro del huevo hospedero por un tiempo promedio de 31,50 ± 6,63 seg el primer día, el cual aumentó ligeramente con la edad de la hembra. Al finalizar la ovipostura la hembra realizó el marcaje del hospedero, pero esto no evitó el superparasitismo en condiciones de laboratorio. Este parasitoide logró oviponer en huevos del hospedero de 57 horas de edad pero el mayor porcentaje de parasitismo se logró en huevos de 9 y 33 horas de ovipuestos. Machos y hembras de T. remus murieron en un plazo de 3 días al no ser alimentados. La mayor longevidad fue alcanzada por hembras no apareadas alimentadas con miel pura (X: 17 ± 7 días) Para hembras apareadas que no ovipusieron hubo mayor longevidad en las alimentadas con miel (X: 12 ±1,51 días) y miel pura (X: 11,6 ± 1,51 días) siendo más longevas que hembras que se mantuvieron oviponiendo alimentadas con miel pura (X: 7,25 ± 1-75 días) La hembra de T. remus parasitó en total un promedio de 153 ± 36,59 huevos de hospederos durante un tiempo promedio de 4,75 ± 1,39 días. Los huevos parasitados se concentró durante los tres primeros días de edad de las hembras con un promedio de huevos parasitados de 75,63 ±14,97 el primer día, 33,50.

(16) 10. ± 11,20 el segundo y 26,88 ± 14,06 tercer día. La edad de la hembra no modificó la proporción sexual de la descendencia (machos: hembras) sólo se encontró un ligero aumento de esta proporción para el caso de hembras de 2 días comparadas con las de 1 día de edad. La edad del hospedero aumento la proporción sexual de la descendencia para el caso de hospederos de 57 horas en comparación con hospederos de 9, 33 y 40 horas de edad. Venezuela Cave y Acosta (1999) realizaron un trabajo sobre T. remus Nixon: un parasitoide en el control biológico del gusano cogollero, S. frugiperda (Smith) en Honduras, resumieron la biología de desarrollo va desde 9–15 días a 22–30°C, su biología reproductiva en hembras, estas colocan un huevo en el interior del hospedero, se observó superparasitismo en laboratorio pero solo uno llego a desarrollarse el comportamiento del adulto, el macho emerge 24 horas antes que las hembras. Morales et al. (2000) se realizaron estudios de laboratorio en Venezuela para obtener nueva información sobre la biología del parasitoide T. remus Nixon. Los huevos de S. frugiperda (J. E. Smith) fueron utilizados como hospedero. Ambos, el parasitoide y el hospedero, fueron criados en masas bajo condiciones de laboratorio. El patrón de emergencia de los adultos indicó que los parasitoides de un día de edad expuestos a varias densidades de huevos del hospedero produjeron la más alta progenie (22,5-71,8%). Conteos comenzados el día 1 acumularon para el día 4 una emergencia de adultos entre el 70 y 100%. La longevidad de los adultos de T. remus a las densidades de 50 huevos alcanzó 21 días, mientras que a las densidades de 200 y 250 huevos del hospedero, solamente vivieron 10-11 días. Parasitoides hembras de 1-4 días de edad, confinados con huevos, de 0-24 h de edad, produjeron porcentajes de parasitismo entre 63,6 y 75,3%. Sin embargo, cuando se confinaron con huevos de 24-48 y 48-60 h de edad, el parasitismo fue solamente de 2,6 a 6,9%. En promedio la proporción sexual de la progenie (machos: hembras) aumento desde 1:5,8 hasta 1:2,8 a medida que la edad de los huevos del hospedero se incrementó desde 0-24 hasta 48-60 h de edad. Cingolani (2011) realizo el parasitismo de huevos de Piezodorus guildinii (Hemiptera: Pentatomidae) por Trissolcus basalis y Telenomus podisi (Hymenoptera: Scelionidae) Buenos Aires, Argentina. Si bien T. podisi y T. basalis tienen un buen desempeño sobre P..

(17) 11. guildinii, en el campo el parasitoide dominante fue T. podisi, con una capacidad de parasitismo de 83.26% de parasitismo. Marín (2015) realizó en la Provincia de Valencia, España aportaciones para la identificación y evolución estacional de poblaciones de los Himenópteros de Platygastroidea y Ceraphronoidea en parcelas de cítricos, en la cual encontró 36 géneros o especies de enemigos naturales, englobados en un total de 11 familias taxonómica. Hermel et al. (2016) realizó el trabajo en Paraná, Brasil sobre la preferencia del parasitoide de T. podisi en huevos obtenidos de Euchistus heros criado en laboratorio y colectado en campo, teniendo como resultado obtuvo que huevos de T. podisi parasita preferentemente los huevos de E. heros colectados en campo en relación a los que fueron criados en laboratorio. 1.9.Trabajos realizados de L. hialinus Ríos (2104) realiza la determinación de L. hialinus (Fabricius, 1794) (Hemíptera: Rhopalidae); el ciclo biológico lo determino en 53,75 días, de los cuales 13,95 días para el estado de huevo, 28,11 días, para el estado de ninfa de 5,94 y 11,70 días, para el periodo de pre-ovipocision. Parámetros biológicos como los periodos de pre-oviposición, oviposición y post-oviposición son 11,70; 17,90; 3,00 días, la capacidad de oviposición 110,9 huevos/hembra; la viabilidad de huevos fue de 80%; proporción sexos 1.4:1, la longevidad de 32,60 y 35,20 días para hembras y machos..

(18) 12. CAPITULO II MATERIALES Y METODOS El estudio del parasitoide de L. hyalinus “chinche de la quinua” se realizó en el Laboratorio de Entomología de la Universidad Nacional de San Agustín de Arequipa (UNSA), ubicado a 2327 msnm, 16° 24´ 51” LS y 71° 32´02” LO, con material biológico proveniente de los campos de cultivo de quinua del Fundo América, en el distrito de Santa Rita provincia y departamento de Arequipa, a 1277 msnm, entre los paralelos16° 29´ 34” LS y. 72° 05´40” LO. 2.1. Registro de la temperatura y humedad relativa En el laboratorio de crianza se instaló un termoradiador (®OFR9AO – IMACO) para mantener la temperatura aproximadamente constante (Fig. 1). Además, con termohigrómetro digital ®BOECO Germany se registraron diariamente la temperatura y humedad relativa. Durante el periodo de ejecución del presente trabajo, la temperatura promedio fue 23,1 ± 0,72°C, la mínima, 21,3 ± 0,75°C y máxima 24,9 ± 0,72°C. La humedad relativa promedio fue 43,9 ± 2,92°C, la mínima de 39,5 ± 3,29°C y máxima 48,4 ± 2,62°C (Anexo 1). 2.2. Colecta de la chinche de la quinua. En cultivo de quinua de 6 meses de edad, en surcos predeterminados se sacudió panojas de quinua dentro de una malla entomológica para que las chinches caigan en la malla (Fig. 2). Los individuos obtenidos son transferidos a bolsas de papel kraf N°12 a los que se les colocó un trozo de panoja de quinua como sustrato de alimentación (Fig. 3). En los mismos surcos, también se recolectó manualmente hojas con posturas de la chinche y se colocaron en bolsas de papel kraf N°6. Todo el material colectado se trasladó al laboratorio de Entomología (Fig. 4)..

(19) 13. Fig. 1. Termoradiador y termohigrometro. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016. Fig. 2. Malla entomológica para la colecta de Liorhyssus hyalinus en surcos de cultivo de quinua. Fundo América. Santa Rita de Siguas. Arequipa. 2016.

(20) 14. B. A. Fig. 3. A. Material biológico con Liorhyssus hyalinus y sustrato de alimentación. B. Bolsas de papel kraf N° 12 para su traslado al laboratorio. Fundo América. Santa Rita de Siguas. Arequipa. 2016. A. B. Fig. 4. Colecta de posturas de Liorhyssus hyalinus. A. Posturas de la chinche de la quinua. B. Bolsas de papel kraf N°6 para el traslado de posturas de Liorhyssus hyalinus. Fundo América. Santa Rita de Siguas. Arequipa. 2016.

(21) 15. 2.3. Crianza de la chinche en laboratorio A los adultos colectados, se les confinó en jaulas de crianza de 6 litros de capacidad (tapers de plástico en cuya tapa, para la circulación del aire y la manipulación de la chinche se realizó un orificio de 4x8 cm y reemplazado con tela organza y fijada con pegamento por uno de sus lados). En la base de la jaula se colocó papel toalla y sobre esta trozos cortados y arrugados de papel kraf para la ovipocisión de las chinches. Para su alimentación se les suministró Phaseolus vulgaris L. “vainita fresca” y Arachis hypogaea L. “maní” crudo pelado, ambos fueron cambiados cada dos días (Fig. 5). La crianza de los estadios ninfales se realizó usando las posturas obtenidas en la crianza masiva de adultos durante el proceso antes descrito. Para la crianza de ninfas I, las posturas obtenidas en papel corrugado se trasladaron a pequeños vasos de acrílico (100 ml), cuya tapa fue reemplazado con tela organza asegurada con un pequeño elástico; en el interior de la base del vaso se colocó papel toalla, y sobre ésta como sustrato de alimentación pequeños trozos de lechuga lavada y renovada cada dos días. En estas mismas condiciones se mantuvo a la ninfa II (Fig. 6). Para la crianza de las ninfas III, IV y V se utilizó jaulas de 4 litros de capacidad (tapers de plástico, en la tapa de la jaula se realizó un corte rectangular reemplazado con tela organza y pegamento). Sobre la base del recipiente se colocó papel toalla con trozos de papel kraf; y encima de este el sustrato de alimentación constituida por vainitas frescas y granos de maní crudo pelado y que fue cambiado cada dos días. Luego que mudaron a adultos, estos se trasladaron a jaulas de vidrio de un litro de capacidad (Fig. 7). En ellas se les crió con la metodología de los adultos recolectados del campo. 2.4. Recuperación y crianza del parasitoide de la “chinche de la quinua” en el laboratorio Para recuperar los parasitoides, se colocaron hojas de quinua con posturas de las chinches recolectadas del campo, en placas Petri de vidrio (60 x 15 mm). Una vez que emergieron los parasitoides, para su crianza masiva en las mismas placas, se les ofreció como hospedero posturas de la chinche de la quinua obtenidas de la crianza masiva en laboratorio cuyas edades no pasen de 48 horas (Fig. 8). En la base de la placa con parasitoides y huevos por parasitar se colocó para refugio un trozo de papel bond y en la tapa como alimento unas gotitas de miel de abeja. Para trasladar de una placa a otra y para otros procesos, los.

(22) 16. parasitoides se inmovilizaron sometiendo a temperatura baja (-16°C del refrigerador por un minuto).. Fig. 5. Jaula de crianza de Liorhyssus hyalinus. Laboratorio de Entomología UNSA.. Arequipa. 2016.. A. B. Fig. 6. Metodología de crianza de Liorhyssus hyalinus. A. Crianza de ninfa I y II de Liorhyssus hyalinus. B. Ninfa I y II de Liorhyssus hyalinus con sustrato de alimentación. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016..

(23) 17. A. B. Fig. 7. Crianza del adulto de Liorhyssus hyalinus. A. Jaula de crianza. B. Sustrato de alimentación. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016.. A. B. Fig. 8. Crianza de Telenomus sp. A. Placa Petri con posturas de Liorhyssus hyalinus para la recuperación de Telenomus sp. B. Unidad de crianza de Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016..

(24) 18. 2.5. Determinación del parasitoide en estudio Los parasitoides obtenidos en la crianza anterior, se colocaron en placa Petri (60 x 15 mm) y luego a la congeladora por 5 minutos para producir su muerte. Posteriormente se determinaron empleando las claves taxonómicas de (Masner 1976a). Además para su verificación fueron enviados a SENASA montajes en punta y preservados en hidroalcohol al 70%. 2.6. Ciclo biológico del parasitoide. Para la determinación del ciclo biológico durante la crianza masiva de los parasitoides en las placas Petri, se observó detenidamente a los individuos para diferenciar machos y hembras. Luego del sexado, se confinó en otras placas Petri a 5 parejas (macho y hembra) y a cada una de éstas se ofreció 20 huevos de la chinche de la quinua obtenido dentro de 24 horas de ovipuestos. El ciclo se determinó desde el momento que las hembras comenzaron a ovipositar en los huevos del hospedante hasta que de éstos emergieron como adultos e iniciaron la oviposición en otros huevos hospedantes. A las posturas parasitadas se les disectó cada día para determinar el estado de huevo, larva (I, II) y pupa. 2.7. Descripción de la morfología de los estados de desarrollo del parasitoide Se realizó las descripciones morfológicas de los estados de huevo, lava (I, II), pupa y adulto. Para este proceso se disectó a huevos parasitados diariamente hasta obtener el estado de pupa. Así como la descripción de las características y medidas de los adultos muertos por congelamiento. En estos procesos se usó microscopio estereoscópico Premiere® y Digital Blue TM® y se fotografiaron. 2.8. Determinación de los parámetros biológicos del parasitoide 2.8.1. Capacidad de parasitismo y porcentaje de emergencia Para determinar la capacidad de parasitismo se utilizó una pareja del parasitoide (macho y hembra) que fue colocada en una placa Petri de vidrio de 60 x 15 mm y en la placa se les ofreció, diariamente 100 huevos de la chinche recién ovipuestos hasta su muerte del parasitoide y como sustrato de alimento se les proporcionó gotitas de miel de abeja en la tapa de la placa Petri de vidrio. Para el porcentaje de emergencia se tomó en cuenta a los adultos.

(25) 19. vivos emergidos de los huevos parasitados. Se realizó 10 repeticiones. Los resultados se anotaron. 2.8.2. La proporción sexual Se determinó con los parasitoides adultos emergidos en el proceso anterior. Para esto se les transfirió a placas Petri de vidrio de 60 x 15 mm y luego se procedió al sexado de machos y hembras. Se realizó 10 repeticiones. Los resultados se anotaron. 2.8.3. Longevidad Se determinó en 10 parejas de parasitoides (hembra y macho) que emergieron en el proceso de capacidad de parasitismo. Estas parejas se confinaron hasta su muerte en una placa Petri de vidrio de 60 x 15 mm y se les mantuvo en las mismas condiciones del proceso mencionado. También se realizó 10 repeticiones. 2.8.4. Comportamiento del parasitoide El comportamiento del parasitoide de la chinche de la quinua se observó en los diferentes procesos desde su emergencia, cópula, oviposición en el proceso de parasitismo..

(26) 20. CAPITULO III RESULTADOS Y DISCUSIONES La ubicación taxonómica del parasitoide de Liorhyssus hyalinus “chinche de la quinua” según Hanson y Gauld (2006) es la siguiente: Phylum: Arthropoda Clase: Insecta Orden: Hymenoptera Super - Familia: Platygastroidea Familia: Scelionidae Sub - familia: Telenominae Género: Telenomus Especie: Telenomus sp. En el laboratorio de Entomología de la UNSA mediante claves taxonómicas modificadas de L. Masner (1995) y A. Ribes (2013) (Anexo 2) la microavispa parasitoide de huevos de Liohryssus hyalinus fue determinada como Telenomus sp. teniendo características diferenciales en la Superfamilia Platygastroidea presentando un ovipositor retráctil, familia Scelionidae con ala anterior con vena estigmal, sub-marginal y marginales presentes y vena post-marginal ausente o presente, subfamilia Telenominae con tergo 2 del metasoma más largo que los demás, gáster con cresta submarginal ausente, usualmente antena de la hembra con 11 segmentos antenales y el macho con 12 y el Genero Telenomus con frente desde los tórulos hasta los ocelos laterales lisa y brillante, ojos claramente pilosos y mejillas siempre sin estrías. También se determinó como Telenomus sp. en los laboratorios del SENASA. (Anexo 3)..

(27) 21. 3.1. Descripción morfológica de los estados de desarrollo de Telenomus sp. 3.1.1. Estado de huevo La forma del huevo del endoparasitoide de posturas de L. hyalinus es ovoide con un pequeño pedicelo, color rojo tenue, la cual cambia paulatinamente a rojo intenso hasta adquirir la coloración del huevo hospedante (Fig. 9). Esta descripción morfológica concuerda con aquella de Telenomus remus parasitoide de Spodoptera eridania reportada por Gómez (1987), mas no con la coloración porque sostiene que los huevos del hospedante son translucidos. Hernández y Dilcia (1993) trabajaron con T. remus parasitoide de Spodoptera frugiperda concordando sus descripciones con el presente trabajo.. Huevo. Pedicelo. Fig. 9. Esquema referencial del Huevo de Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016.. 3.1.2. Estado de larva En el interior del huevo hospedante, después de 24 horas de parasitado, se evidencia la larva I. Este estadio es del tipo teleaforme, translucida, algo rojiza, con escaza diferenciación en las regiones del cuerpo y no se observa su segmentación. Sin embargo, en su región anterior se puede aseverar que es la cabeza, por la presencia de un par de protuberancias carnosas, relativamente grandes, en forma de hoz y se dirigen hacia adelante, que corresponden a las.

(28) 22. mandíbulas. La región posterior es el abdomen, abultado, con pequeñas depresiones y pelos circunabdominales que le sirven posiblemente para el movimiento en el interior del hospedero. Además, la parte terminal de la larva presenta un par de apéndices, en forma de colas que se originan de una base en común, el primer apéndice es corto y la segundo es largo ahusado. Conforme la larva se va desarrollando aumenta en volumen y va perdiendo su forma teleaforme hasta quedar semejante a una esfera de color rojizo. El incremento en volumen posiblemente es debido a la nutrición, mientras la coloración rojiza es por la coloración del huevo hospedante (Fig. 10). En estudios sobre la biología de T. remus parasitoide de S. eridania Gómez (1987) reporta la misma descripción para este estadio larval I; autores como (Hernández y Dilcia, 1993; Cave y Acosta, 1999) también reportan la misma descripción para T. remus parasitoide de S. frugiperda. Por otra parte Gauld & Hanson (2006), describen la morfología de los estados inmaduros de Scelionidae concordando con el presente trabajo. Para larva II. Se observa la segmentación del cuerpo, carece de los apéndices caudales. En su parte anterior se hallan las mandíbulas cortas y rectas terminadas en punta. La coloración es roja posiblemente por el color de su hospedero. Sin embargo, conforme las larvas desarrollan, su color rojo es sólo en la parte abdominal (Fig.11), mientras que el resto del cuerpo es blanco cenizo, algo translucido y dejan de alimentarse por lo que a esta etapa se considera como prepupa. Aquí en la prepupa se observa los discos imaginales en formación (Fig. 12). En estudios sobre la biología de T. remus parasitoide de S. eridania Gómez (1987), reporta la misma descripción. Cave y Acosta (1999) en trabajo de S. frugiperda los autores indican la misma descripción para el segundo estadio, además los últimos autores sustentan que asimilan todos los nutrientes del hospedero, por ello en el presente trabajo posiblemente la coloración roja en el abdomen del parasitoide es debido a la asimilación de los nutrientes del hospedero. Además, estos autores refieren a la prepupa como estado, pero en el presente estudio se considera como parte del último estadio larval, sin embargo nuestras descripciones morfológicas para la prepupa concuerdan con las descripciones de los autores mencionados. También Hernández y Dilcia quienes trabajaron con T. remus parasitoide de S. frugiperda (1993) reporta a la prepupa como estado..

(29) 23. Cabeza Mandíbulas Cerdas. 0.083 mm. 0.111 mm. A. Pelos circunabdominales. Abdomen. B. Fig. 10. A. Larva I de Telenomus sp. B. Esquema de las partes de larva I Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016.. 0.111 mm 0.125 mm. A. B. Fig. 11. Larva II de Telenomus sp. A. Larva II dentro del huevo hospedero. B. Partes de la larva. II de Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016..

(30) 24. Discos imaginales. 0.068 mm. Fig. 12. Prepupa de Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016.. 3.1.2. Estado Pupa Dentro de la región anterior del huevo del hospedante se observa la pupa exarate con su cabeza cerca a esta región. Ojos rojos bastante visibles que cambian paulatinamente a negro. También se observa 3 ocelos (Fig. 13). En la parte posterior del abdomen se observa con nitidez el meconio (Fig. 14). El color inicial es blanco plomizo que cambia a gris y finalmente a negro próxima a la emergencia del adulto. En esta etapa se observa con claridad todas las partes del adulto. Estas descripciones del estado de pupa se aproximan con los reportes de Gómez (1987); Cave y Acosta (1999) para T. remus parasitoide de S. eridania y S. frugiperda. 3.1.3. Estado adulto Es un microhimenóptero, de 0,75 mm de largo y extensión alar 1,52 mm para hembra y macho (Fig. 15). La cabeza es hipognata. Las piezas bucales del tipo lamedor. Los ojos compuestos, pilosos, de color negro y se ubican a ambos lados de la cabeza, además, con dos ocelos laterales ubicado cerca el ojo compuesto y el tercer ocelo medial de posición ligeramente superior a los anteriores. Frente lisa y brillante, con mejillas sin estrías (Fig. 16)..

(31) 25. Ocelos. 0.280 mm 0.143 mm. A. B. Fig. 13. A Pupa exarate de Telenomus sp. B. Ocelos de Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016.. Meconio. Fig. 14. Pupa con su meconio de Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016..

(32) 26. Cabeza Torax Abdomen. 0.119 mm. 0.119 mm. B. A. Fig. 15. Adultos hembra de Telenomus sp. A. vista lateral de Telenomus sp. B. Vista ventral de Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016.. Ocelos. 0.036 mm. Frente lisa. Ocelos. 0.036 mm. Ojos piloso A. B. Fig. 16. A. Fotografía de la Cabeza de Telenomus sp. B. esquema de las partes de Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016..

(33) 27. Las antenas geniculadas se insertan en la parte dorsal del clípeo. Los machos presentan 12 segmentos de los cuales el escapo es más largo y grueso, el pedicelo es corto de forma subcónica, y el flagelo filiforme con 10 flagelómeros. En hembras con 11 segmentos, el escapo y pedicelo igual que en los machos, el flagelo sólo tiene 9 flagelómeros con la parte apical clavada. Por lo tanto, la diferencia entre machos y hembras es por las antenas. (Fig. 17 y 18). En el tórax el pronoto en vista dorsal es angosto se observa como una pequeña línea, porque está cubierto por el mesonoto. El mesonoto es el segmento más grande y dividido en mesoescudo en la parte anterior que es lisa, sin notauli mientras que en la parte posterior el mesoescutelo, es liso de color negro con reflejos metálico. El metanoto es más pequeño y poco diferenciado. En las uniones de propleura, mesopleura y metapleura con el proesternon, mesoesterno y metaesterno, se inserta el primer par, segundo par y tercer par de patas, respectivamente. (Fig. 19). Cada par de patas consta de una coxa gruesa y corta, trocánter corto, fémur alargado y un tanto grueso en su parte media, la tibia corta ligeramente gruesa con un espolón en la parte distal, el tarso largo y delgado con cinco tarsómeros, siendo el primero más largo que los otros y en el quinto se observa las uñas (Fig. 20). El tórax además presenta dos pares de alas membranosas semitransparentes bordeadas por flecos delgados, con venación reducida. En el ala anterior cerca al borde presenta la vena submarginal seguido por la marginal y continúa en el borde con la vena postmarginal y entre la marginal y la postmarginal se encuentra la estigmal que es más prolongado que la marginal. Las alas posteriores sin venación y son más pequeñas que las alas anteriores. Con mecanismo de unión alar hamuli (Fig. 21 y 22). Abdomen de color negro con reflejo metálico y cinco segmentos, de los cuales el segundo es más largo referido al eje longitudinal del cuerpo que los demás. Gaster sin cresta submarginal; en las hembras el ovipositor es contraíble en el último segmento (Fig. 23). Para las partes de la cabeza, antenas, tórax, alas y abdomen concuerdan con las descripciones morfológicas de Telenomus spp. por los autores (Masner, 1995; Masner y Hanson, 2006 y Marín, 2015).

(34) 28. 11 segmentos. 0.062 mm 0.053 mm. A. B. Fig. 17. Antenas de Telenomus sp. A. Antena de hembra de Telenomus sp. B. Antena macho de Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016.. 0.032 mm. Escapo Radicula 0.033 mm. Fig. 18. Esquema Antena de Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016..

(35) 29. Pronoto. Mesoescudo sin notauli. Mesoescudo sin notauli. Mesonoto. Metanoto 0.940 mm. 0.080 mm. B. A. Fig. 19. Tórax de Telenomus sp. A. Fotografía del tórax de Telenomus sp. B. Esquema del tórax. de Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016.. Coxa. Coxa. Fémur. Coxa. 0.067 mm. A. B. Uña. 0.072mm. B B Fig. 20. Pata de Telenomus sp. A. Fotografía de la pata de Telenomus sp. B. Esquema de la pata. de Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016..

(36) 30. 0.060 mm. Fig. 21. Fotografía de ala de Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016.. V. marginal V. submarginal. Fig.0.055 22.mmEsquema del Ala de Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2017.. Fig. 22. Esquema del Ala de Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016..

(37) 31. Gáster sin cresta submarginal. 5 segmentos. 0.075 mm 0.063 mm. A. B. Fig. 23. Abdomen de Telenomus sp. A. Fotografía del abdomen de Telenomus sp. B. Esquema. del abdomen de Telenomus sp. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2016..

(38) 32. 3.2. Ciclo de desarrollo de Telenomus sp. 3.2.1. Estado de huevo Este estado dura un día aproximadamente (Tabla 1). Gómez (1987) en el estudio de la biología de T. remus, parasito de S. eridania reporta que en primavera dura de18 a 24 horas a 20°C, en verano 12 a 18 horas a 24,5°C, en otoño de 16 a 20 horas 19,2°C y en invierno de 18 a 24 horas a 15,5°C, sólo concuerda con nuestros resultados a 23,1 ± 0,72°C en el caso de invierno. Por otra parte, Hernández y Dilcia (1993) sobre T. remus parasitoide de S. frugiperda reporta que la fase de huevo dura 11,12 horas a 26,5°C y 10,30 horas a 30°C, estos resultados no concuerdan con el presente estudio porque este autor trabajó con diferentes temperaturas. 3.2.2. Estado larva El primer estadio larval dura 2,50 ± 0,53 días (mínimo 2 días, máximo 3 días). El segundo estadio de 2,90 ± 0,72 días (mínimo 1 día, máximo 3 días). En este estadio se incluye a la prepupa con un día (Tabla 1). En el estudio sobre la biología de T. remus, parasitoide de S. eridania. Gómez (1987), reporta para el estadio I en primavera a 20°C dura 2 días, verano a 24,5°C dura 2 días, otoño a 19,2°C dura 3 días e invierno a 15,5°C dura 3 días, en el presente trabajo a una temperatura de 23,1 ± 0,72°C obtuvimos 2,5 días, encontrándose dentro de los rangos que trabajo la autora. Para el estadio II reporta en primavera a 20°C 1 día, verano a 24,5°C 1 día, otoño a 19,2°C 2 días e invierno a 15,5°C 2 días, en el presente trabajo se obtuvo 2,4 días incluyendo con un día a la prepupa, por ello existe diferencias con el presente trabajo, puesto que la autora separa a este último proceso como un estado. Hernández y Dilcia (1993) de T. remus, parasitoide de S. frugiperda describe que el estadio I dura 56,69 ± 5,45 h a 26,5°C y 47,70 h a 30°C mientras que a 23,1 ± 0,72°C se obtuvo aproximadamente 60 horas (2,5 días) siendo el primer resultado concordante para el presente trabajo. Para el estadio II dura 27,57 ± 4,55 h a 26,5°C y 14 h a 30°C, estos resultados no concuerdan porque existe diferencia en las temperaturas utilizadas..

(39) 33. Este autor reporta a la prepupa como un estado y no parte del estadio II y señala que el proceso duro 24 ± 0 horas a 26.5°C y 20,42 ± 7.71 horas a 30°C siendo con el primero cerca al presente trabajo y el segundo discordante por las diferencias de temperatura. 3.2.3. Estado de pupa Para el estado de pupa tenemos 10,9 ± 1,37 días (mínimo 9 días, máximo 13 días) (Tabla 1). Gómez (1987), sobre la biología de T. remus, parasitoide de S. eridania obtuvo en primavera a 20°C 10 días, en verano a 24,5°C 5 días, en otoño a 19,2°C 10 días y en invierno a 15,5°C 15 días. Estos resultados presentan cierta similitud con el presente trabajo con las estaciones de primavera y otoño a pesar de que trabajó con diferentes temperaturas. Hernández y Dilcia (1993) reporta sobre la biología de T. remus parasitoide de S. frugiperda que para este estado dura 120 horas a 26,5°C y 112,16 horas a 30°C existiendo una diferencia de 5 días promedio puesto este autor trabajó con temperaturas más elevadas que las nuestras. Tabla 1. Ciclo desarrollo de Telenomus sp.. Estados. Estadios. Duración de. Duración de. Ciclo de. los estadios. los estados. desarrollo. (días). (días). (días). Huevo Larva. 1 Larva I. 2,5. Larva II Prepupa. Pupa. 5,4 2,9. 10,9. 17,6.

(40) 34. 3.3. Ciclo biológico de Telenomus sp. El ciclo de desarrollo de Telenomus sp. es 17,6 ± 1,65 días, resultado del estado de huevo en un día, estado de larva 5,4 (LI: 2,55; LII: 2,9), y de pupa 10,9 días. Y el ciclo biológico en promedio es de 18.6 días, que incluye el día en el que el adulto comienza ovipositar que a su vez fue el mismo día que emergió (Tabla 2). Gómez (1987) en el estudio sobre la biología de T. remus, reporta el ciclo biológico en primavera a 20°C 15,5 días, verano a 24,5°C 11,0 días, otoño 19,2°C 17,5, invierno 15,5°C 23,0 días, aproximándose estos valores en las estaciones de primavera y otoño a nuestros resultados. Tabla 2. Ciclo biológico y de desarrollo de Telenomus sp. Duración de Duración de Estados. Estadios. Ciclo. los estadios. los estados. desarrollo. biológico. (días). (días). (días). (días). 1. Huevo Larva. Ciclo de. Larva I Larva II Prepupa. 2,5 2,9. Pupa. 5,4. 17,6 18,6. 10,9. Adulto preovipocision. 1. 3.4. Parámetros biológicos de Telenomus sp. 3.4.1. Capacidad de parasitismo y emergencia del parasitoide La capacidad de parasitismo durante 12 días es 69,90 ± 2,73 resultado de 6,17 ± 0,49 huevos/hembra/día (mínimo 6,8 y máximo 9,0) (Fig. 24). El porcentaje de emergencia es 60 ± 5,16% (Anexo 4). Sobre la capacidad de parasitismo de T. remus, Gómez (1987) en huevos S. eridania reporta en promedio 78,40 %. Resultado que difiere del obtenido en el presente trabajo posiblemente porque lo determinó en otra especie y con otro hospedero. Hernández.

(41) 35. y Dilcia (1993), en huevos S. frugiperda reporta que la capacidad de parasitismo promedio es 153 ± 36.59 huevos de hospederos durante 4.75 ± 1.39 días a 26,5°C y 30°C, existiendo diferencias de 80 huevos y 7 días con las del presente trabajo, puesto que este autor trabajó con temperaturas más elevadas y también por tratarse de una especie distinta.. Capacidad de parasitismo de Telenmus sp. 25.0 20.0. 19.2. HUEVOS. 15.5 15.0. 9.2. 10.0. 9.0 6.0 4.2. 5.0. 2.9. 1.5. 1.0. 1. 1. 1. 8. 9. 10. 11. 12. 0.0 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7 DIA. Fig. 24. Capacidad de parasitismo de Telenomus sp. durante 12 días es 69,90 ± 2,73 resultado de 6,17 ± 0,49 huevos/hembra/día. 3.4.2. Longevidad del parasitoide La longevidad de la hembra Telenomus sp. es 21,6 ± 1,90 (mínimo 18 días y máximo 24 días). Para el macho es 2,3 ± 0,67 días (mínimo 1 día y máximo 3 días) (Anexo 4). Morales et al. (2000), con respecto a la longevidad de T. remus reportan 21 días, pero consideran a este parámetro como tiempo de vida que concuerda con el presente trabajo. Sin embargo, en nuestro reporte, considerando el ciclo biológico en 18,6 días y la longevidad de 21,6 días, que en total sería 40,2 días, lo que confirmaría que Telenomus sp. es otra especie. Hernández y Dilcia (1993), reporta para la longevidad de T. remus en 7,25 ± 1,75 días a 26,5 °C, que es diferente con respecto a la del presente trabajo debido a la elevada temperatura por ser diferente especie y en distinto hospedero..

(42) 36. 3.4.3. Proporción sexual del parasitoide La proporción sexual es de 9:1, lo que indica que existe un 90% hembras y 10% de machos (Anexo 5). Para la proporción sexual de T. remus, Gómez (1987), reporta en 1:1, existiendo 50% de hembras y 50% de machos esto difiere en el presente trabajo, posiblemente porque se tratan de especies distintas y hospederos diferentes. Morales et al. (2000), obtuvo en promedio que la proporción sexual de la progenie (machos: hembras) aumentó desde 1:5,8 hasta 1:2,8 a medida que la edad de los huevos del hospedero se incrementó desde 0-24 hasta 48-60 h de edad. Sus resultados no concuerdan con el presente trabajo puesto que el autor trabajo con diferentes edades del parasitoides y de huevos del hospedero y también por tratarse de otra especie. 3.4.4. Comportamiento, emergencia, cópula y oviposición En los huevos parasitados se observa que las avispitas con sus mandíbulas perforan el corión, y de ésta emergen las antenas. Este proceso se observa primero en los machos y posteriormente en las hembras. La cópula, se efectúa de inmediato porque aparentemente el macho espera la emergencia de la hembra. La hembra inmediatamente se desplaza en busca de huevos de la chinche para parasitar. Para ello, colocan sus antenas sobre las posturas como si estaría palpando, y esto posiblemente para ubicar el sitio preferido para ovipositar; luego coloca el extremo posterior del abdomen sobre el huevo y mediante las patas anteriores se sujeta a la superficie del huevo mientras las patas medias y posteriores quedan a la altura del último segmento de su abdomen, finalmente proyectan su ovipositor y lo introducen dentro del huevo (Fig. 25 y 26). La oviposición dura de 7 a 9 minutos. Según Gómez (1987) en el estudio realizado sobre la biología de T. remus, reporta que el tiempo de ovipocision es de 30 a 45 segundo/huevo, pero si bien se trata de un mismo género se tiene que las posturas a parasitar son distintas, por ello esta diferencia de tiempo de oviposición. Hernández (1993), reporta un tiempo promedio de oviposición de 31,50 ± 6,63 segundos esto debido a que se trata de diferentes hospederos. Luego la hembra, descansa un lapso de 10 - 15 minutos y vuelven a buscar posturas para seguir ovipositando. En las posturas parasitadas no vuelven a parasitar, lo que indicaría que no hay superparasitismo. Con respecto a la longevidad el macho muere más antes. La hembra, puede vivir más tiempo sin ovipositar proporcionándole sustrato de alimentación..

(43) 37. Fig. 25. Emergencia de Telenomus sp. parasitoide huevos de Liorhyssus hyalinus. Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2017.. Fig. 26. Hembras de Telenomus sp. parasitando huevos de Liorhyssus hyalinus Laboratorio de Entomología UNSA. Arequipa. 2017..

(44) 38. CONCLUSIONES 1. El parasitoide de huevos de Liorhyssus hyalinus es Telenomus sp. (Hymenóptera: Scelionidae). 2. En condiciones de laboratorio de 23,1 ± 0,72°C y 43,9± 2,92 % HR constante se determinó el ciclo biológico de Telenomus sp. de 18,6 días teniendo una duración de los estados de huevo de 1 día, larvas 5,4 días (LI 2,55; LII 2,9), pupa 10,9 días y preoviposición1 día respectivamente. 3. Los parámetros biológicos en condiciones de laboratorio para la capacidad de parasitismo fue de 69,90 ± 2,73 durante 12 días y 6,88 ± 0,90 huevos/hembra/día, el porcentaje de emergencia de 60 ± 5,16% la longevidad de las hembras de 21,6 ± 1,94 y machos de 2,3 ± 0,67 días respectivamente; la proporción sexual es de 9:1 (Hembras/Machos). Con respecto al comportamiento, machos de Telenomus sp. emergen primero, estos esperan la emergencia de las hembras e inmediatamente copulan y éstas copuladas o no, buscan a los huevos hospederos ofrecidos e introducen su ovipositor, el tiempo de ovipocision fue de 7 a 9 minutos parasitando los primeros 12 días y durante el periodo de postparasitismo solo se dedican a la alimentación..

(45) 39. RECOMEDACIONES 1. Realizar crianza masiva de Telenomus sp. para fines de comercialización.. 2.. Realizar liberaciones en campos de cultivo de quinua de Telenomus sp. para ver si efectividad en situ..

(46) 40. BIBLIOGRAFIA Aguilar, P G., (1980). Apuntes sobre control biológico y el control integrado de las plagas agrícolas en el Perú. Rev. Per. Ent. 23: 83-110. Aguilar, P. G., (1968). Araneida frecuentes en el algodonero. Rev. Peruana de Ent. 11 (1): 92-95. Aguilar, P. G., (1977). Las arañas en el agroecosistema algodonero de la Costa Peruana. Anales Científicos. Univ. Nacional Agraria La Molina. XV (1-4): 109-121.. Austin A.D., S.A. Field. (1997). The ovipositor system of scelionid and platygastrid wasp. (Hymenoptera:. Platygastroidea):. Phylogenetic implications.. Comparative. morphology. and. Invertebrate Taxonomy 11:1-87 Godfray H.C.. (1994). Austin, A. D., Johnson, N. F. & Dowton, M., (2005). Systematics, evolution and biology of Scelionid and Platygastrid wasps. Rev Entomol 50: 553-582.. Beingolea, O, D., (1977). Consideraciones sobre el control biologico y predacion. Revista Peruana de Entomologia. 20(1): 3-48. Beingolea, O. D., (1959a). Notas sobro la bionómica de arañas e insectos benéficos que ocurren en el cultivo de algodón. Rev. Peruana de Entomol. Agrie. 2 (1): 36-44. Bin, F., Vinson, S. B., Strand, M. R., Colazza, S. and Jones, W. A. (1993). Source of an egg kairomone for Trissolcus basalis, a parasitoid of Nezara viridula. Physiol. Entomol. 18, 7-15 Borges, M., Colazza, S., Ramirez-Lucas, P., Chauhan, K. R., Kramer, M.,Moraes, M. C. B. and Aldrich, J. R. (2003). Kairomonal effect of walkingtraces from Euschistus heros (Heteroptera: Pentatomidae) on two strains ofTelenomus podisi (Hymenoptera: Scelionidade). Physiol. Entomol. 28, 349-355..

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