Microencapsulación de probióticos para concentrados animales

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(1)MICROENCAPSULACIÓN DE PROBIÓTICOS PARA CONCENTRADOS ANIMALES. MARIA ALEXANDRA ROMERO DÍAZ. UNIVERSIDAD DE LOS ANDES FACULTAD DE INGENIERIA DEPARTAMENTO DE INGENIERIA QUÍMICA BOGOTÁ, ENERO 2004.

(2) MICROENCAPSULACIÓN DE PROBIÓTICOS PARA CONCENTRADOS ANIMALES. MARIA ALEXANDRA ROMERO DÍAZ. Tesis de grado para optar por el título de Ingeniero químico. Asesor EDGAR VARGAS Ingeniero Químico. UNIVERSIDAD DE LOS ANDES FACULTAD DE INGENIERIA DEPARTAMENTO DE INGENIERIA QUÍMICA BOGOTÁ, ENERO 2004.

(3) Nota de Aceptación. ----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------. ---------------------------------------------------Asesor. ---------------------------------------------------Jurado. ---------------------------------------------------Jurado. Bogotá Enero de 2004.

(4) IQ-2003-2-21. TABLA DE CONTENIDO. Pag. INTRODUCCIÓN. 10. OBJETIVOS. 12. 1.. MICROENCAPSULACIÓN DE PROBIÓTICOS. 13. 1.1. Métodos de Microencapsulación de Probóticos. 14. 1.1.1. Extrusión. 15. 1.1.2 Emulsión. 15. 1.2. 16. Materiales de Soporte. 1.2.1 Alginato de Sodio. 17. 1.2.2 Aceite de Girasol. 17. 1.3. Ventajas y Limitaciones de los Métodos de Microencapsulación. 18. 1.4. Aplicaciones. 19. 1.5. Materiales y Métodos. 20. 2.. SOBREVIVENCIA DE LOS PROBIÓTICOS ENCAPSULADOS. 25. 2.1. Siembra de los Probióticos. 25. 2.2. Materiales y Métodos. 25. 1.

(5) IQ-2003-2-21. 3.. FORMULACIÓN DE UN CONCENTRADO PARA EL ENGORDE DE TERNEROS. 27. 3.1. Importancia del Concentrado de Iniciación. 29. 3.2. Requerimientos Protéicos y Energéticos de los Terneros de Engorde. 31. 3.2.1 Requerimientos Protéicos. 31. 3.2.3 Requerimientos Energéticos. 32. 3.3. Alimentos Prohibidos. 32. 3.4. Problemas Metabólicos en el Engorde de Terneros. 34. 3.5. Materiales y Métodos. 35. 4.. MEZCLADO DEL CONCENTRADO CON LOS PROBIÓTICOS. 36. 4.1. Selección y Adquisición de una Micromezcladora. 37. 4.2. Factores a tener en cuenta para el Mezclado. 40. 4.2.1. Propiedades Físicas de los Ingredientes. 40. 4.2.2. Secuencia de Adición de los Ingredientes a la Mezcladora. 41. 4.3. Materiales y Métodos. 42. 5.. SOBREVIVIENCIA DE LOS PROBIÓTICOS DENTRO DEL CONCENTRADO. 44. 5.1. Siembra del Concentrado. 44. 5.2. Materiales y Métodos. 45. 2.

(6) IQ-2003-2-21. 6.. RESULTADOS. 47. 6.1. Microencapsulación de Probióticos. 47. 6.2. Sobreviviencia de los Probióticos Encapsulados. 49. 6.3. Formulación del Concentrado. 52. 6.4. Mezclado del Concentrado con Probióticos. 53. 6.5. Sobrevivencia de los Probióticos dentro del Concentrado. 54. 7.. ANÁLISIS DE RESULTADOS. 55. 7.1. Microencapsulación de Probióticos. 55. 7.2. Sobreviviencia de los Probióticos Encapsulados. 60. 7.3. Formulación del Concentrado. 61. 7.4. Mezclado del Concentrado con Probióticos. 62. 7.5. Sobrevivencia de los Probióticos dentro del Concentrado. 63. 8.. CONCLUSIONES. 65. 9.. RECOMENDACIONES. 67. BIBLIOGRAFÍA. 70. ANEXOS. 72. 3.

(7) IQ-2003-2-21. INDICE DE FIGURAS. pág.. Figura 1.. Diseño experimental de microencapsulación para los métodos de Extrusión y Emulsión tanto para Lactobacillus como para Bifidobacterium.. Figura 2.. 21. Procedimientos para la microencapsulación de Lactobacillus y Bifidobacaterium por los métodos de Extrusión y Emulsión.. 23. Figura 3.. Foto del montaje de la microencapsulación. 24. Figura 4.. Foto de cápsulas de alginato de sodio cayendo al beaker con cloruro de calcio.. Figura 5.. Esquema general del procedimiento realizado para la siembra de los probióticos.. Figura 6.. 24. 27. Gráfica de consumo de concentrado de iniciación vs edad. 4.

(8) IQ-2003-2-21. del ternero.. Figura 7.. 30. Foto de los productos farináceos utilizados para la elaboración del concentrado.. 36. Figura 8.. Foto micromezcladora horizontal adquirida.. 39. Figura 9.. Foto cintas helicoidales de la micromezcladora.. 39. Figura 10.. Esquema general del procedimiento realizado para la mezcla del concentrado con probióticos.. 44. Figura 11.. Gráfica del diámetro de cápsulas vs viscosidad de Lactobacillus por el método de Extrusión y Emulsión. 49. Figura 12.. Foto mezcla de concentrado con probióticos.. 53. 5.

(9) IQ-2003-2-21. INDICE DE TABLAS. pág.. Tabla 1.. Aspectos positivos y negativos de los métodos de microencapsulación.. Tabla 2.. Resultados de diámetro de cápsulas de Lactobacillus por el método de Extrusión.. Tabla 3.. 47. Resultados de diámetro de cápsulas de Lactobacillus por el método de Emulsión.. Tabla 5.. 47. Resultados de diámetro de cápsulas de Bifidobacterium por el método de Extrusión.. Tabla 4.. 18. 48. Resultados de diámetro de cápsulas de Bifidobacterium por el método de Emulsión.. 48. 6.

(10) IQ-2003-2-21. Tabla 6.. Resultados de sobreviviencia de los probióticos encapsulados para Lactobacillus por el método de Extrusión.. Tabla 7.. Resultados de sobreviviencia de los probióticos encapsulados para Lactobacillus por el método de Emulsión.. Tabla 8.. 50. Resultados de sobreviviencia de los probióticos encapsulados para Bifidobacterium por el método de Emulsión.. Tabla 10.. Formulación del concentrado para el engorde de terneros.. Tabla 11.. Sobreviviencia de los probióticos dentro del concentrado a los distintos tiempos de mezclado, Batch 6.. Tabla 12.. 50. Resultados de sobreviviencia de los probióticos encapsulados para Bifidobacterium por el método de Extrusión.. Tabla 9.. 49. 51. 52. 54. Sobreviviencia de los probióticos dentro del concentrado a los distintos tiempos de mezclado, Batch 15.. 54. 7.

(11) IQ-2003-2-21. INDICE DE ANEXOS. pág. Anexo A.. Datos de viscosidades para diferentes cantidades de Alginato de sodio.. 72. 8.

(12) IQ-2003-2-21. RESUMEN. El objetivo del presente trabajo, es el de microencapsular los probióticos: Lactobacilllus Thuringenesis y Bifidobacterium Pseudulongum a través de dos métodos de encapsulación: Extrusión y Emulsión, para su incorporación en un concentrado formulado para el engorde de terneros. Así mismo, se llevó a cabo el mezclado del concentrado con los probióticos encapsulados y la corroboración de la sobreviviencia de los mismos luego de ser microencapsulados e incorporados a la mezcla formulada.. Abstract: The objective of this project, is to microencapsulate the probiotics: Lactobacillus Thuringenesis and Bifidobacterium Pseudulongum, bye two methods of encapsulation: Extrusion and Emulsion, for their incorporation in a formulated calve diet. Also, the mixing of the calve diet with the microencapsulated probiotics was done, and the calve food tested next of being encapsulated and incorporated to the food, assuring in this way the survival of the probiotics.. 9.

(13) IQ-2003-2-21. INTRODUCCIÓN. La producción de ganado y transformación en carne vacuna constituye hoy en día, una actividad tradicional y estratégica en la economía colombiana. Por la importancia de la parte social que se vinculan a la misma, por el significado de la carne en la dieta alimenticia de la población, por su relevancia en el comercio exterior, por su capacidad para generar excedentes al resto del sistema económico, constituye para nosotros uno de los temas más desafiantes que la sociedad debe estudiar y resolver. El rápido crecimiento de la producción ganadera está ejerciendo una presión cada vez mayor en los recursos naturales. Se necesitan tecnologías para aumentar la eficacia de la transformación de los piensos, reduciendo así los insumos y las pérdidas de nutrientes, y para organizar sistemas de producción sostenibles y la utilización de los productos.. La finalidad última, es mostrar la importancia que dentro de la vida y desarrollo animal representa el uso de los concentrados, tomados como complemento alimenticio. Un concentrado que a diferencia de otros, ofrece como valor agregado la incorporación de probióticos (Lactobacillus Thuiringenesis y Bifidobacterium Pseudulongum) encapsulados y de nutrientes requeridos por el animal, de acuerdo a la etapa de su vida útil en que se encuentra, en lo que se refiere a la. 10.

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(15) IQ-2003-2-21. OBJETIVOS. GENERAL. •. Microencapsulación de probióticos en concentrados animales por los métodos de Extrusión y Emulsión. ESPECÍFICOS •. Proponer la formulación más adecuada para el producto concentrado con probiótico.. •. Evaluar los diferentes métodos de microencapsulación del probiótico.. •. Montaje del sistema de microencapsulación de prebiótico.. •. Selección de una micromezcladora para su adquisición.. •. Corroborar el mezclado y la estabilidad de los probióticos después de ser encapsulados y luego de ser incorporados al concentrado.. 12.

(16) IQ-2003-2-21. 1. MICROENCAPSULACIÓN DE PROBIÓTICOS. La habilidad de los microorganismos para sobrevivir y multiplicarse en el medio, influye considerablemente en los beneficios mismos de los probióticos. Los microorganismos deben estar metabólicamente estables y activos en el producto, sobrevivir al paso por el sistema digestivo en grandes números, y tener efectos benéficos en el intestino del animal. Para ello necesitan estar protegidos del medio y de factores externos que puedan impedir su pérdida y degradación.. La microencapsulación, es un proceso mediante el cual ciertas sustancias bioactivas son introducidas en una matriz o sistema de pared con el objetivo de impedir su pérdida, para protegerlos de la reacción con otros compuestos presentes en el alimento o para impedir que sufran reacciones de oxidación debido a la luz o al oxigeno. Una ventaja adicional, es que un compuesto encapsulado se libera gradualmente del compuesto que lo ha atrapado y se obtienen productos con mejores características nutricionales y sensoriales. La microencapsulación de probióticos ha sido una práctica comúnmente utilizada para extender el tiempo de vida de éstos, y lograr convertirlos en una forma más fácil de utilizar2.. 2. Chang, H.N, Microencapsulation of Microbial Cells, Biotechnology Advances, 2000, pg 303-319. 13.

(17) IQ-2003-2-21. 1.1 Métodos de microencapsulación de probióticos Diversos métodos han sido propuestos para la microencapsulación y producción de microcápsulas. En general, estos métodos pueden ser divididos en tres grupos3: 1. Procesos. Físicos:. Secado. por. aspersión,. extrusión,. emulsión. y. recubrimiento por aspersión. 2. Procesos Fisicoquímicos: Coaservación simple o compleja y atrapamiento en liposomas. 3. Procesos Químicos: Polimerización interfacial e inclusión molecular.. La selección del proceso de encapsulación para una aplicación, considera el tamaño medio de la partícula requerida, las propiedades fisicoquímicas del agente encapsulante y la sustancia a encapsular, las aplicaciones para el material microencapsulado, el mecanismo de liberación deseado y el costo.. Sin embargo, los microorganismos encapsulados por algunas de estas técnicas, son liberados completamente en el producto. En este caso, los microorganismos no son protegidos del ambiente o durante su paso por el estómago o el tracto intestinal. La microencapsulación por camas hidrocoloidales, entrapan e. 3. Fernández, Yañez, J, Aplicaciones Biotecnológicas de la Microencapsulación, XXX Aniversario de Biotecnología y Bioingeniería, vol 21, Septiembre-Octubre 2002, pg 313-319.. 14.

(18) IQ-2003-2-21. inmovilizan los microorganismos dentro de una matriz, que provee protección en un ambiente cualquiera. Por esta razón, los métodos de encapsulación por Extrusión y Emulsión resultan ser tan adecuados y convenientes para este caso.. 1.1.1 Extrusión La microencapsulación por Extrusión constituye el segundo proceso más usado, después del secado por aspersión para la encapsulación de probióticos. Éste, involucra simplemente la preparación de una solución hidrocoloidal, añadiendo microorganismos a ésta, y extruyendo la suspensión celular a través de una aguja o bureta en la forma de gotas que caen en una solución de endurecimiento o refuerzo. El tamaño y forma de las cápsulas, depende en el diámetro de orificio de la bureta y la distancia de caída respectivamente. Este método es el más popular, debido a su simplicidad, bajo costo y alta retención de viabilidad de las células.. 1.1.2 Emulsión En este método, una pequeña porción de polímero celular (fase discontinua), es añadida a un gran volumen de aceite vegetal (fase continua) como lo es: el aceite de soya, el aceite de girasol, aceite de canola o de maíz. La mezcla es homogenizada para formar una emulsión de agua-aceite. Una vez la emulsión de agua-aceite es formada, el polímero soluble de agua debe ser insolubilizado para. 15.

(19) IQ-2003-2-21. formar pequeñas bolas de gel de la fase aceitosa. El método de insolubilización escogido, depende en el tipo de material de soporte utilizado. Las cápsulas son recogidas luego por filtración. El tamaño de las bolas es controlado por la velocidad de agitación, y puede variar entre 25um y 2mm. Esta técnica ha sido utilizada exitosamente para encapsular bacteria ácido láctica para fermentaciones batch o continúas.. 1.2 Materiales de soporte Existe una amplia variedad de materiales para cobertura que pueden ser usados para encapsular sustancias bioactivas, donde se incluyen4: •. Carbohidratos (almidón, maltodextrinas, ciclodextrinas). •. Ésteres y Éteres celulosas (metilcelulosa, etilcelulosa). •. Gomas (goma de acacia, agar, alginato de sodio). •. Lípidos (ceras, parafina, grasas, aceites). •. Proteínas (gelatina, proteína de soya). La elección del material se soporte, se basa principalmente en los componentes a encapsular, la compatibilidad con ellos y también el tiempo de retención que uno desea que estos estén dentro de las cápsulas. 4. M, Ré, Microencapsulation by Spray Drying, Institute for Technological Research - Chemistry Division, Sao Paulo, Brazil, 1998, pg 1206.. 16.

(20) IQ-2003-2-21. 1.2.1 Alginato de Sodio El material de soporte utilizado para Extrusión y Emulsión es el alginato de sodio, el cual es un ácido hidrocoloidal extraído de algas, el cual reacciona con iones de calcio para la formación de geles estables. El tamaño y esfericidad de las cápsulas depende básicamente de la viscosidad del alginato utilizado y de la distancia entre la bureta y la solución de cloruro de calcio. A medida que la concentración, y por ende la viscosidad del alginato aumenta, el tamaño de las cápsulas disminuye. El. 17.

(21) IQ-2003-2-21. 1.3 Ventajas y limitaciones de los métodos de encapsulación Para la encapsulación de probióticos, tanto el método por Extrusión como por Emulsión pueden ser utilizados. Las ventajas y desventajas de estos métodos se muestran en la siguiente tabla.. Extrusión Factibilidad Tecnológica. Dificultad para escalar. Emulsión Fácil de escalar. Costo. Bajo. Alto. Simplicidad. Alto. Bajo. 80-95%. 80-95%. 2-5mm. 25um-2mm. Sobreviviencia de los microorganismos Tamaño de las cápsulas. TABLA 1: Aspectos positivos y negativos de los métodos de Extrusión y Emulsión (Fuente: Krasaekoopt, Wunwisa, Evaluation of encapsulation techniques of probiotics for Yoghurt, International Dairy journal, Octubre 10, 2002, Australia, pg10). El método de Extrusión es un método relativamente simple. Usualmente produce material encapsulado, y puede ser llevado a cabo por medio de equipos de coextrusión o dejando gotear un material de recubrimiento que reacciona con la superficie de la gota. Este método puede ser difícil, para producciones a grande. 18.

(22) IQ-2003-2-21. escala debido a la lenta formación de cápsulas comparado con el método de Emulsión.. Por otro lado, el método de Emulsión es un método relativamente nuevo y es fácil de escalar, para producciones a gran escala. Provee tanto materiales encapsulados como entrapados. El tamaño de las cápsulas son menores (25um2mm) que aquellas producidas por el método de extrusión (2-5mm). El tamaño de las cápsulas en el método de extrusión depende básicamente en el tamaño de orifico de la bureta o aguja, mientras que el tamaño de la cápsulas por Emulsión depende de la velocidad de agitación y el tipo de emulsificante utilizado. Debido a la necesidad de un aceite vegetal, el costo de operación del método de Emulsión es más alto que el de Extrusión.. 1.4 Aplicaciones Las aplicaciones de la microencapsulación han ido incrementándose en la industria de los alimentos debido a la protección de los materiales encapsulados de factores como calor y humedad, permitiendo mantener su estabilidad y viabilidad. La microencapsulación puede mejorar el sabor y la estabilidad de los medicamentos. Las microcápsulas ayudan a que los materiales frágiles resistan las condiciones de procesamiento y empacado mejorando sabor, aroma,. 19.

(23) IQ-2003-2-21. estabilidad, valor nutritivo y apariencia de sus productos. Debido a los múltiples beneficios que ofrece la encapsulación, ésta también puede ser utilizada para entrapar microorganismos que pueden ser utilizados para la elaboración de productos diarios como el yogurt, el queso, la leche y hasta para alimentos concentrados.. 1.5 Materiales y Métodos La. microencapsulación. de. los. probióticos. (Lactobacillus. Thuringenesis,. Bifidobacterium pseudulongun), se llevó a cabo por los métodos de Extrusión y Emulsión, debido a la infinidad de ventajas que ofrecen como se mencionó anteriormente, especialmente por la sobrevivencia que tienen los microorganismos por estos métodos y por el diámetro de las cápsulas que se obtienen. Este último, factor importante para nuestro caso, ya que el objetivo de este trabajo era lograr cápsulas lo más pequeñas posibles para que luego al incorporarlas al concentrado hubiera una buena mezcla y homogenización del mismo. Sin embargo, el tamaño de estas cápsulas depende de los siguientes factores durante la experimentación:. 1. Viscosidad del alginato * 2. Diámetro de orificio de la bureta 3. Altura de caída de la gota *. 20.

(24) IQ-2003-2-21. 4. Velocidad de Agitación 5. Material de soporte. Por esta razón para la experimentación se decidió solo cambiar dos variables que fueron: la viscosidad del alginato y la altura de caída de la gota. Una vez definidas las variables a cambiar se hizo un diseño experimental que involucrará éstas, para de esta forma diseñar las distintas combinaciones a llevar a cabo en la experimentación. A continuación se muestran las combinaciones diseñadas tanto para el método de Extrusión como para el de Emulsión:. FIGURA 1: Diseño experimental de microencapsulación para los métodos de Extrusión y Emulsión tanto para Lactobacillus como para Bifidobacterium.. 21.

(25) IQ-2003-2-21. Las viscosidades del alginato de sodio utilizadas fueron calculadas utilizando un viscosímetro Brookfield Digital a distintas revoluciones por minuto (rpm). Los datos de viscosidades a cada rpm se muestran en el Anexo 1. Las relaciones de cantidad utilizada de Alginato de sodio para cada viscosidad y para cada método fueron las siguientes:. •. 30 cp ( 1gr de Alginato de sodio x 100ml de agua). •. 40 cp ( 1,5gr de Alginato de sodio x 100ml de agua). •. 220 cp ( 2gr de Alginato de sodio x 100ml de agua). •. 230 cp ( 2,5gr de Alginato de sodio x 100ml de agua). En cuanto a la cantidad de Cloruro de Calcio utilizado para cada combinación, se empleó 4gr de cloruro por 100ml de agua. Esta relación se mantuvo constante todo el tiempo. En total se llevaron a cabo 32 microencapsulaciones por Extrusión, 32 por Emulsión cada una con sus duplicados, dando así un total de 64 microencapsulaciones logradas. Sin embargo al final de la experimentación se hicieron 6 pruebas mas, utilizando dos alturas mas (1cm, 40cm) y a otra viscosidad 470cp (3,5gr de Alginato de sodio x 100ml de agua), con el fin de profundizar y corroborar los resultados. A continuación se muestra el procedimiento llevado a cabo por cada método:. 22.

(26) IQ-2003-2-21. FIGURA 2:. Procedimientos para la Microencapsulación de Lactobacillus y Bifidobacterium por los métodos de Extrusión y Emulsión.. 23.

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(28) IQ-2003-2-21. 2. SOBREVIENCIA DE LOS PROBIÓTICOS ENCAPSULADOS. 2.1 Siembra de los probióticos. Según estudios realizados se ha encontrado ciertas desventajas e inconvenientes de la microencapsuilación con lo que tiene que ver al material de soporte utilizado. Este material tiene un efecto trascendental en cuanto al mecanismo de retención de los mismos dentro de la matriz. Se han encontrado cápsulas con huecos y ondulaciones que permiten la liberación de los microorganismos al exterior, de esta forma impidiendo la llegado de los mismos al tracto intestinal6. Así mismo muchas veces los microorganismos no logran sobrevivir dentro de la matriz no por ser liberados de ella, sino por otras razones como falta de compatibilidad o falta de nutrientes necesarios para que estos sobrevivan. Por esta razón, fue necesario verificar que los probióticos una vez encapsulados, hubieran sobrevivido por ambos métodos llevados a cabo, de esta manera pudiendo proseguir a la otra etapa de este trabajo.. 2.2 Materiales y Métodos Para llevar a cabo la siembra de los probióticos, en primer lugar se autoclavaron y se esterilizaron todos los materiales y equipos a utilizar. Una vez esterilizados, se 6. Islas, Pedroza, Ruth, Alimentos Microencapsulados: Particularidades de los Proceso para la Microencapsulacion de Alimentos para Larvas de Especies Acuícolas, Universidad Iberoamericana, Departamento de Ingenierías, México.. 25.

(29) IQ-2003-2-21. tomaron muestras de cápsulas aproximadamente 15 bolas de cada combinación realizada y se colocaron en diferentes tubos de ensayo debidamente marcados con la microencapsulación correspondiente. Colocadas las cápsulas dentro de los tubos, se utilizaron dos agitadores de vidrio para poder abrir y romper las cápsulas dentro, exponiendo de esta manera al exterior los microorganismos. Luego se utilizaron dos Kits de identificación de Lactobacillus y de Bifidobacterium; el Kit Api CHL y el Kit Api CHB. De cada Kit se tomaron unas ampolletas de identificación agregando de esta manera 2ml de ampolleta a cada tubo y luego en la parte superior 3ml de parafina líquida. Terminado este procedimiento se taparon los tubos de ensayo y se incubaron a una temperatura de 38ºC por 48 horas. Si la coloración del tubo era amarilla, la sobrevivencia de los probióticos era positiva. A continuación se presenta el esquema general de este procedimiento:. 26.

(30) IQ-2003-2-21. Esterilización de los equipos y materiales. Toma de muestras de cápsulas tanto de Lactobacillus como de Bifidobacterium. Ubicación de las muestras en tubos de ensayo. Adición de 3ml de parafina a cada tubo. Colocación de los tubos de ensayo en la incubadora a 44ºC durante 48 horas. Adición de 2ml de ampolleta a cada tubo. Rompimiento de las cápsulas con agitadores de vidrio. FIGURA 5: Esquema general del procedimiento realizado para la siembra de los probióticos.. 27.

(31) IQ-2003-2-21. 3. FORMULACIÓN DE UN CONCENTRADO PARA EL ENGORDE DE TERNEROS. La apropiada nutrición para el ganado de carne es un componente clave para obtener el éxito en un sistema de producción. La alimentación comúnmente es el componente más caro con respecto a los otros en la producción de ganado de carne. Es por ello que una comprensión del proceso digestivo del rumiante y conocimientos básicos de nutrición se requieren para realizar un programa de alimentación adecuado. La nutrición de bovinos es tan solo una parte del complejo sistema de manejo que debe ser practicado correctamente si se pretende alcanzar el éxito en la alimentación del ternero joven. Las enfermedades y los factores ambientales afectan de forma tan importante el rendimiento del animal que deben ser considerados cuando se diseña un programa de alimentación que cubra las necesidades del ternero. La nutrición por si sola no es suficiente para asegurar terneros fuertes y sanos con baja mortalidad. No existe hoy en día una formulación precisa de las necesidades específicas de nutrientes que pueda ser aplicada en diferentes casos y en cualquier tipo de condiciones.. 28.

(32) IQ-2003-2-21. Por esta razón el concentrado elaborado, debe ser una mezcla de ciertos ingredientes como: proteína vegetal, proteína animal, vitaminas, minerales que tienen como objetivo suplir los requerimientos del animal y así lograr su más alto rendimiento. Las raciones pueden variar de acuerdo a la edad, estado nutricional del animal, disponibilidad, costo de los ingredientes y condiciones climáticas de la zona7. La orientación de la formulación de raciones para engorde de terneros debe estar dirigida a la aplicación de los conceptos de proteína de baja degradación ruminal y al uso de insumos productores de compuestos gluconeogéticos como el ácido propiónico, que es uno de los principales precursores de glucosa y energía. Así como también al empleo de insumos de bajo costo como los residuos y subproductos agroindustriales.. Consideraciones Técnicas Para formular raciones balanceadas es necesario conocer: 1. La edad y condiciones de los animales para engorde 2. El requerimiento de nutrientes de los animales para engorde 3. La composición química de los alimentos para engorde 4. La disponibilidad y precios de los alimentos 5. La calidad nutricional y posibles restricciones de los alimentos. 7. Moncada, Apolinar, Producción de Carne y Leche en Semiestabulación, Lima-Perú.. 29.

(33) IQ-2003-2-21. 3.1 Importancia del concentrado de iniciación El primer pienso que consume el rumiante tiene una importancia vital, ya que con el se sustituye definitivamente el aporte lácteo y se desarrolla el epitelio ruminal8. Con el concentrado elaborado se pretende desarrollar las pupilas de epitelio retículo ruminal para empezar el proceso de absorción de los productos finales de la fermentación. Con esto, los animales se convierten en rumiantes adultos y pueden llegar a las productividades máximas. El periodo de entrada de los terneros, supone un cúmulo de situaciones diferentes que provocan un fuerte estado de estrés y que es el principal desencadenante de los problemas relacionados con la acidosis. Al entrar al cebadero se les provoca un estrés muy fuerte, debido a. todos los cuidados que se les practican, desparasitación,. vacunación, el cambio de clima, el transporte ect. Por estas razones y otras, es que el concentrado de arranque juega un papel importante en la dieta del ternero joven, en cuanto a su productividad y salud entre otros. A continuación se muestra una gráfica del aumento de consumo de concentrado durante el crecimiento del becerro:. 8. Bacha, Fernando, Nutrición, Patología Digestiva y Salud Intestinal Rumiantes en Cebo, Curso de Especialización Fedna, Barcelona, 2002, pg 143-159.. 30.

(34) IQ-2003-2-21. FIGURA 6: Consumo de concentrado de iniciación vs edad del tenero (Fuente: http://tarwi.lamolina.edu.pe/~cgomez/20). 3.2 Requerimientos protéicos y energéticos de los terneros de engorde. 3.2.1 Requerimiento protéico Las necesidades de proteína de los terneros varían en función a la edad, peso corporal, estado fisiológico y nivel de producción de carne. Para un crecimiento normal, el vacuno requiere en forma progresiva mayor cantidad de proteína, ya que parte de la ganancia en peso se atribuye a depósitos de proteína y agua en los tejidos y órganos. A medida que el animal madura, el incremento de peso se debe al depósito de grasa corporal y menor cantidad de proteína y agua. En la. 31.

(35) IQ-2003-2-21. práctica para formular una ración balanceada para vacunos de engorde se debe considerar un nivel de proteína total que pueda oscilar de 12 a 14% de acuerdo a. 32.

(36) IQ-2003-2-21. protéicos, el requerimiento energético se ve reflejado en el consumo de forrajes, fibra y algunos cereales que aportan los nutrientes básicos y necesidades físicas del animal.. 3.3 Alimentos Prohibidos Cada vez más, la producción pecuaria mediante métodos agropecuarios orgánicos o ecológicos, como alternativa a las técnicas industriales intensivas se hace cada día más importante. Esto se debe, a la creciente demanda del consumo de productos orgánicos y ecológicos y al rechazo por los consumidores de productos que incluyan pesticidas, antibióticos, aditivos químicos, que son vistos como alimentos producidos mediante el uso de métodos antitéticos. Se ha encontrado que los residuos de hormonas y antibióticos en la leche y la carne afectan la salud humana, especialmente de los niños. Un gran porcentaje de la carne empleada en hamburguesas proviene de vacas lecheras "agotadas". La pubertad precoz es atribuida por algunos al mayor uso de hormonas en el ganado, y las niñas que menstrúan antes de los 12 años tienen mayor riesgo de contraer posteriormente cáncer de mama10.. Sumado a esto, el empleo de proteína animal (Harina de carne, harina de sangre, harina de plumas), para la alimentación de ganado fue prohibida en algunos 10. http://www.nodo50.org/gpm/vacaslocas/03.htm. 33.

(37) IQ-2003-2-21. países como Argentina, Estados Unidos y otros de la comunidad Europea, por su incidencia en la aparición del “Mal de la Vaca Loca” a principios de la década de los noventa. La nutrición de los animales con sus propios restos, había provocado la aparición de la proteína o prión, que en los seres humanos provoca la enfermedad de Creutzfeld-Jakob, luego del contagio oral por la ingesta de carne y subproductos infectados11. Por estas razones, hoy en día es muy importante a la hora de elaborar una ración para ganado de ceba, tener en cuenta este tipo de restricciones que empiezan a regir en muchos países, y también al interés que aumenta día a día por parte de los consumidores de cuidarse y de utilizar para consumo humano, productos totalmente orgánicos y ecológicos.. 3.4 Problemas metabólicos en el engorde de terneros Los fenómenos de acidosis e intoxicación con nitratos, están directamente relacionados con la composición de los alimentos del concentrado y cantidades del mismo que se le suministren al becerro. Estos problemas se presentan cuando se suministra al vacuno una ración alta de carbohidratos solubles y baja en fibra. Estos carbohidratos producen alta concentración de ácidos grasos volátiles, reduciendo el ph ruminal cercano a 5.0 con alta producción de ácido láctico. Este ácido altera la flora microbiana del rumen como también la motilidad de este compartimiento llegando inclusive a inhibir el sistema nervioso central. 11. Ibid. 34.

(38) IQ-2003-2-21. Una buena formulación y sobretodo cuidado a la hora de suministrar cada componente al concentrado, son factores vitales para evitar que se presenten las enfermedades anteriormente mencionadas, ya sea por la adición de cantidades superiores a las indicadas en el concentrado o inferiores que puedan generar una falta de los mismos.. 3.5 Materiales y Métodos. Una vez estudiada la patología digestiva del animal, los requerimientos nutricionales del mismo y los probióticos encapsulados, con la ayuda de la finca “Santa Teresa” ubicada en Tenjo Cundinamarca, se procedió a elaborar la formulación de un concentrado para el engorde de becerros. Un concentrado que incluye la proteína vegetal necesaria, representada básicamente por productos farináceos (Harina de Arroz, Harina de Trigo, Harina de Maíz, Palmiste, Torta de Soya) y por vitaminas y minerales (Azufre, Fhosbic, Óxido de Zinc, Promocalier, Sulfato de Cobre, Óxido de Magnesio, Pecuaroma, Estereato, Yoduro de Potasio, Sulfato de Cobalto, Selenito, Óxido de Hierro, Sulfato de Potasio) necesarios para suplir las necesidades del animal. Una dieta completa basada en subproductos explotados en nuestro país, sin la inclusión de proteína animal ni antibióticos que. 35.

(39) IQ-2003-2-21. puedan repercutir en las personas y en la salud del animal mismo. Un producto “dos en uno”, que ofrece además el valor agregado de los probióticos, que ayudan a que en el becerro se regenere la flora intestinal, se active el sistema inmunológico, se aumente de peso, se promueva el crecimiento, controle las diarreas, controle el estrés, aumente la absorción de nutrientes y disminuya la mortalidad entre muchos otros. A continuación se muestran los productos farináceos utilizados para la elaboración del concentrado:. FIGURA 7: Productos farináceos utilizados para la elaboración del concentrado. (De arriba hacia abajo: Harina de Trigo, Fhosbic, Palmiste, Torta de Soya, Harina de Maíz, Harina de Arroz). 36.

(40) IQ-2003-2-21. 4. MEZCLADO DEL CONCENTRADO CON PROBIÓTICOS. El proceso de mezcla es central por no decir principal en la fabricación del pienso. El objetivo de esta etapa es mezclar en conjunto, tan uniformemente como sea posible, componentes de tamaño de partícula y peso especifico variable. Entre más similares sean los ingredientes en relación con el peso especifico, granulometría y fluidez, mejor será la calidad del mezclado y la estabilidad de la mezcla. Una mezcla debe contener niveles consistentes de cada ingrediente a lo largo del batch. Es decir, que cualquier muestra que se tome de una mezcla debe ser idéntica en contenido nutricional a cualquier otra mezcla. El éxito del proceso de mezclado depende de muchos factores como lo son: tipo de mezcladora, tiempo de mezclado, tamaño de partícula, premezcla de micronutrientes y secuencia de los ingredientes añadidos.. 4.1 Selección y Adquisición de una Micromezcladora Existen tres tipos de mezcladoras: Horizontales, Verticales y Mezcladoras Continuas. Las mezcladoras más utilizadas en la producción de alimentos balanceados son las horizontales12. Las verticales por requerir de tiempos de mezclado muy largos no se deben considerar al momento de seleccionar equipos 12. Rico, Acedo, J, Seguridad Alimentaría y Fabricación de Piensos Compuestos, XVII Curso de Especialización FEDNA, Monterrey, México, Marzo 26, 2001,. 37.

(41) IQ-2003-2-21. para la elaboración de piensos. Las horizontales manejan un buen rango de densidades, producen menor fricción, por lo tanto menor calor en mezclas y proveen de una mayor área de superficie de exposición. Por lo general estos equipos están equipados con cintas o aspas que rotan de derecha a izquierda transportando los materiales de un lado a otro. Las mezcladoras horizontales deber ser equipadas con una tolva pulmón que permita la descarga instantánea de la mezcla y una para la alimentación. Con este tipo de mezcladoras, se reduce considerablemente lo que se conoce como el tiempo de bacheo o de lote, que inicia desde el momento que los ingredientes se comienzan a añadir hasta que la mezcla es descargada de la mezcladora.. Para la adquisición de una micromezcladora en este trabajo se tuvieron en cuenta los siguientes factores:. •. Material que funcionara para alimentos: Colling Roll. •. Que su orientación fuera Horizontal. •. Helicoidal. •. Tuviera una tolva pulmón de carga y descarga. •. Viable para otros proyectos. 38.

(42) IQ-2003-2-21. A continuación se muestra la micromezcladora adquirida para la elaboración del concentrado con sus especificaciones técnicas:. FIGURA 8: Micromezcladora horizontal adquirida. FIGURA 9: Cintas helicoidales de la micromezcladora. 39.

(43) IQ-2003-2-21. 4.2 Factores a tener en cuenta para el mezclado Durante la elaboración de concentrados existen ciertas variables que afectan la homogeneidad de la mezcla y por ende la productividad del animal. Variables como propiedades físicas de las materias primas, y secuencia de adición de los ingredientes a la mezcladora son aspectos a tener cuidado y en cuenta durante el proceso.. 4.2.1 Propiedades físicas de los ingredientes Las propiedades físicas de los ingredientes se dividen en: •. Tamaño de partícula. •. Forma de partículas. •. Densidad o peso especifico. •. Higroscopicidad. •. Carga estática. •. Adhesividad. Las tres primeras propiedades son las más importantes. Las partículas grandes no se mezclan bien. Se puede lograr un mejor mezclado cuando el rango de. 40.

(44) IQ-2003-2-21. diferencia de tamaño de partículas es menor13. Las partículas de alta densidad, como los minerales tienden a segregarse en el fondo de la mezcladora.. La higrospicidad que es la tendencia de los ingredientes de atraer agua también puede causar problemas en el mezclado. Un material muy higroscópico puede absorber agua del medio ambiente y formar grumos o pelotas que no se dispersan bien en el mezclado. Otros ingredientes, además de ser higroscópicos pueden también cargarse con electricidad estática. Esto también es causante de segregación en el mezclado debido a que algunos de estos ingredientes se pueden pegar a las paredes de las tolvas o de la mezcladora sin dispersarse en la mezcla.. 4.2.2 Secuencia de adición de los ingredientes a la micromezcladora La secuencia de adición a la mezcladora tiene un impacto directo en la calidad de la mezcla. Las variables que establecen la secuencia de la adición son la formulación, tipo de ingredientes, procedimientos y manejo de los ingredientes utilizados.. 13. Beorlegui, Blas, Tamaño de los Forrajes en la Alimentación de Vacas de Ceba, IX Curso de Especialización FEDNA, Barcelona, 8 y 9 de Noviembre de 1993.. 41.

(45) IQ-2003-2-21. El orden de adición de los ingredientes a la mezcladora para la elaboración de concentrados animales es el siguiente14: 1. Ingredientes Mayores: Se añaden primero por ser los de mayor cantidad. 2. Ingredientes Menores: Se añaden por último comenzando por el de mayor cantidad y terminando con el de menor cantidad. Por ser los más densos, se añaden después ya que si se agregan primero, se irían al fondo de la mezcladora ocasionando mala homogenización para la mezcla.. 4.3 Materiales y Métodos Con la micromezcladora seleccionada y adquirida se procedió a llevar a cabo el mezclado del concentrado con los probióticos. Para esto, en primer lugar se pesaron todas las materias primas requeridas y luego éstas se tamizaron con la ayuda de un tamiz de malla 4mm. El tamizado era un procedimiento clave y esencial en la elaboración ya que con éste, se pudo obtener insumos de diámetros similares y de tamaño menores, característica importante para que hubiera un aumento en la superficie de contacto del ingrediente con las enzimas digestivas. Así mismo, a menores diámetros se aumentó los puntos de contacto obteniendo mejor enlace entre los componentes15. Finalizado el tamizado, se inició la adición. 14. Ibid Goodband, Robert, The Effect of Diet Particle Size on Animal Performance, Department of Grain and Industry, Kansas State University Agricultural experiment Station and Cooperative Extension service, 1995. 15. 42.

(46) IQ-2003-2-21. de los insumos a la mezcladora comenzando primero con los productos farináceos y luego con la premezcla de las vitaminas y minerales, terminando con la adición de los probióticos encapsulados.. Para cada batch la formulación fue la misma, lo único que se varió de batch a batch fueron los probióticos que se agregaron dependiendo de la combinación. Cabe a notar que para cada batch se agregó tanto los probióticos encapsulados de Lactobacillus como de Bifidobacterium correspondientes cada uno a la misma microencapsulación. Para cada batch se tomaron muestras a los 5, 10, 15 y 20 minutos. Una vez terminadas de tomar las muestras, la maquina se descargaba totalmente se limpiaba y se cargaba con el siguiente batch. A continuación se muestra un esquema general de este procedimiento:. 43.

(47) IQ-2003-2-21. Pesaje de las materias primas. Tamizado de las materias primas con un tamiz de malla. Adición de la premezcla a la mezcladora. Adición de Lactobacillus y Bifidobacterium. encapsulados. Premezcla de vitaminas y minerales. Toma de muestras a los 5,10, 15 y 20 minutos. 4mm. Almacenamiento de los productos en bolsas negras. Adición de los productos farináceos. FIGURA 10: Esquema general del procedimiento realizado para la mezcla del concentrado con Probióticos.. 44.

(48) IQ-2003-2-21. 5. SOBREVIVIENCIA DE LOS PROBIÓTICOS DENTRO DEL CONCENTRADO. 5.1 Siembra del Concentrado. La sobrevivencia de los probióticos en distintos medios es aún un tema vago por descifrar. Se han encontrado en varios estudios, que el hecho de microencapsular los probióticos no asegura de una vez la sobreviviencia de éstos dentro de las cápsulas. Muchas veces factores como compatibilidad con el material, humedad, nutrientes y hasta inclusive la luz y el oxigeno, influyen de manera marcada para que su sobreviviencia se haga día a día mas dificultosa. Se han tratado de utilizar distintos materiales de soporte que puedan ayudar a mejorar la retención de los mismos y otros factores, sin embargo no existe hoy en día una recomendación específica que se ajuste a todos y que funcione para cualquier medio. Por esta razón, al mezclar los probióticos en un medio específico, en este caso el concentrado, se hace necesario evaluar y corroborar la sobreviviencia de los mismos, para de esta manera asegurar la viabilidad de los mismos para su uso ya sea en humanos o en animales. Un seguimiento de viabilidad es necesario desde el momento que estos son aislados, hasta su incorporación ya encapsulado y colocado en un medio cualquiera.. 45.

(49) IQ-2003-2-21. 5.2 Materiales y Métodos Para corroborar la sobrevivencia de los probióticos dentro del concentrado, se tomaron dos batchs de todas las mezclas que se habían realizado, el Batch 6 y el Batch 15, cada uno con sus cuatro muestras tomadas a los distintos tiempos. En una lámina de aluminio de 51cm de largo y 35 de ancho, se extendió primero la muestra a los 5min del Batch 6 uniformemente. Luego so tomaron muestras de cada lado de la lámina y se colocaron en tubos de ensayo previamente marcados. A estos tubos se le añadió una pequeña porción de agua destilada y con la ayuda de agitadores de vidrio, se procedió a macerarlo y diluirlo. Una vez macerado lo máximo posible, en cada tubo se formó una suspensión blanca lechosa y ésta fue extraída de cada tubo con un pipeta para ser sembradas en cajas petri con agar Mrs. Sembradas las cajas se incubaron por 48 horas a una temperatura de 44ºC. Este mismo procedimiento se llevó a cabo para cada muestra a distinto tiempo y para los dos Batchs.. 46.

(50) IQ-2003-2-21. 6. RESULTADOS. 6.1 Microencapsulacion de probióticos 1cm. 10cm. 20cm. 40cm. 30 cp. 4. 4. 4. 4. 40 cp. 4. 4. 4. 4. 220 cp. 3. 3. 3. 3. 230 cp. 3. 3. 3. 3. 470 cp. 2. 2. 2. 2. TABLA 2: Resultados de Diámetro de Cápsulas (mm) de Lactobacillus por el Método de. 47.

(51) IQ-2003-2-21. Extrusión.. 1cm. 10cm. 20cm. 40cm. 30 cp. 4. 4. 4. 4. 40 cp. 4. 4. 4. 4. 220 cp. 3. 3. 3. 3. 230 cp. 3. 3. 3. 3. 470 cp. 2. 2. 2. 2. TABLA 3: Resultados de Diámetro de Cápsulas (mm) de Bifidobacterium por el Método de Extrusión.. 1cm. 10cm. 20cm. 40cm. 30 cp. 4. 4. 4. 4. 40 cp. 4. 4. 4. 4. 220 cp. 4. 4. 4. 4. 230 cp. 5. 4. 4. 4. 470 cp. 4. 4. 4. 4. TABLA 4: Resultados de Diámetro de Cápsulas (mm) de Lactobacillus por el Método de Emulsión.. 48.

(52) IQ-2003-2-21. 1cm. 10cm. 20cm. 40cm. 30 cp. 4. 4. 4. 4. 40 cp. 4. 4. 4. 4. 220 cp. 4. 4. 4. 4. 230 cp. 5. 4. 4. 4. 470 cp. 4. 4. 4. 4. TABLA 5: Resultados de Diámetro de Cápsulas (mm) de Bifidobacterium por el Método de Emulsión.. FIGURA 11: Diámetro de Cápsulas vs Viscosidad de Lactobacillus por el Método de Extrusión y Emulsión.. 49.

(53) IQ-2003-2-21. 6.2 Sobrevivencia de los probióticos encapsulados. 1cm. 10cm. 20cm. 40cm. 30 cp. -. -. -. -. 40 cp. -. -. -. -. 220 cp. +. +. +. +. 230 cp. ++. ++. ++. ++. 470 cp. +++. +++. +++. +++. TABLA 6: Resultados de Sobrevivencia de los probióticos encapsulados para Lactobacillus por el Método de Extrusión.. 1cm. 10cm. 20cm. 40cm. 30 cp. -. -. -. -. 40 cp. -. -. -. -. 220 cp. +. +. +. +. 230 cp. ++. ++. ++. ++. 470 cp. +++. +++. +++. +++. TABLA 7: Resultados de Sobrevivencia de los probióticos encapsulados para Lactobacillus por el Método de Emulsión.. 50.

(54) IQ-2003-2-21. 1cm. 10cm. 20cm. 40cm. 30 cp. -. -. -. -. 40 cp. -. -. -. -. 220 cp. +. +. +. +. 230 cp. ++. ++. ++. ++. 470 cp. +++. +++. +++. +++. TABLA 8: Resultados de Sobrevivencia de los probióticos encapsulados para Bifidobacterium por el Método de Extrusión.. 1cm. 10cm. 20cm. 40cm. 30 cp. -. -. -. -. 40 cp. -. -. -. -. 220 cp. +. +. +. +. 230 cp. ++. ++. ++. ++. 470 cp. +++. +++. +++. +++. TABLA 9: Resultados de Sobrevivencia de los probióticos encapsulados para Bifidobacterium por el Método de Emulsión... 51.

(55) IQ-2003-2-21. 6.3 Formulación del Concentrado MATERIAS PRIMAS. CANTIDAD (gr). Harina de Arroz. 5600. Harina de Maíz. 3700. Harina de Trigo. 3700. Palmiste. 3700. Torta de Soya. 1800. Fhosbic. 1000. Azúcar. 27. Azufre. 53. Oxido de Zinc. 56. Promocalier. 10. Sulfato de Cobre. 8. Oxido de Magnesio. 4. Prbióticos. 7. Pecuaroma. 1,3. Estereato. 0,7. Yoduro de Potasio. 1,3. Sulfato de Cobalto. 0,7. Selenito. 0,7. Oxido de Hierro. 2,7. Sulfato de Potasio. 1,3. TABLA 10: Formulación del Concentrado para el Engorde de Terneros. 52.

(56) IQ-2003-2-21. 6.4 Mezclado del Concentrado con Probióticos. Obtenidas las muestras de concentrado para cada batch, se pudo observar que las muestras aparentemente estaban bien homogenizadas y mezcladas. El concentrado tenía una textura fina y suave, de olor agradable y color uniforme.. FIGURA 12: Mezcla de Concentrado con Probióticos.. 53.

(57) IQ-2003-2-21. 6.5 Sobrevivencia de los Probióticos dentro del Concentrado. 5 min. 5 min. 5 min. 5 min. 10 min. 10 min. 10 min. 10 min. 15 min. 15 min. 15 min. 15 min. 20 min. 20 min. 20 min. 20 min. No. No. Si. Si. No. No. Si. Si. Si. No. Si. Si. No. Si. No. Si. TABLA 11: Sobreviviencia de los Probióticos dentro del Concentrado a los distintos Tiempos de Mezclado (Batch 6: Lactobacillus+Bifidobacterium+Altura 10cm+Viscosidad 230cp). 5 min. 5 min. 5 min. 5 min. 10 min. 10 min. 10 min. 10 min. 15 min. 15 min. 15 min. 15 min. 20 min. 20 min. 20 min. 20 min. No. Si. No. No. No. No. No. Si. Si. No. No. Si. No. Si. No. Si. TABLA 12: Sobreviviencia de los Probióticos dentro del Concentrado a los distintos Tiempos de Mezclado (Batch 15: Lactobacillus+Bifidobacterium+Altura 20cm+Viscosidad 220cp). 54.

(58) IQ-2003-2-21. 7. ANALISIS DE RESULTADOS. 7.1 Microencapsulación de Probióticos Finalizada la microencapsulación de los probióticos, se encontraron resultados bastante interesantes en cuanto a los métodos de encapsulación utilizados y el efecto de viscosidad de alginato en éstos. En primer lugar por el método de Extrusión para Lactobacillus, se encontró que para viscosidades muy pobres como el caso de 30cp y 40cp, las cápsulas obtenidas tenían un diámetro promedio de 4mm y una forma bastante irregular y achatada. Aparentemente se veían masas aglomeradas que no eran similares entre sí, de un color transparente. Para la microencapsulación utilizando una viscosidad de 40cp, el resultado fue el mismo no notando cambio alguno; para estas cápsulas el diámetro también fue de 4mm.. Sin embargo, para viscosidades mayores: 220cp y 230cp, los resultados fueron sorprendentes. A medida que se aumentaba la viscosidad del Alginato, las cápsulas empezaron a tener diámetros promedio menores y a tener una forma más esférica y regular. Para estas dos viscosidades, el diámetro de bolas fue de 3mm con una forma bastante esférica. Algunas que otras bolas aparecían con ciertas deformaciones y no eran tan parejas, sin embargo mejoraron en cuento a diámetro y forma que las anteriores. En cuanto al color, el blanco pasó a ser más. 55.

(59) IQ-2003-2-21. marcado e intenso que las otras. Así mismo, debido a una mayor cantidad de alginato utilizado para estas pruebas, mejoraron también en cuanto a consistencia y resistencia.. Al realizar las encapsulaciones por el mismo método: Extrusión, pero esta vez para Bifidobacterium, las cápsulas a las distintas combinaciones resultaron tener el mismo diámetro y forma que aquellas encapsuladas para Lactobacillus. De esta manera se confirmó que a pesar de encapsular microorganismos distintos, ésto no influye ni tiene incidencia en cuanto al diámetro de las bolas obtenidas.. Para la viscosidad de 470cp, los resultados fueron importantes para la experimentación, porque a pesar de que fue una prueba que se realizó para profundizar en el tema, se pudo confirmar y corroborar los resultados obtenidos de encapsulaciones anteriores. Para esta microencapsulación el diámetro de cápsulas fue de 2mm, arrojando de esta manera el diámetro más pequeño obtenido de toda la experimentación. En cuanto a forma las cápsulas eran totalmente esféricas, parejas y similares entre sí. Sin embargo se observaron ciertas ventajas y desventajas de esta prueba. Por un lado, esta prueba tomó 14 horas en ser realizada, debido a lo espeso y viscoso que estaba el alginato. Desventaja que vista desde el punto industrial, no resulta ser muy eficiente y rentable. Sin embargo, debido a esa viscosidad elevada la agitación manual no fue. 56.

(60) IQ-2003-2-21. necesaria, ya que las gotas de alginato caían muy lentamente permitiendo suprimir la agitación sin que se pegaran y ramificaran. De esta manera con los resultados obtenidos de cápsulas tanto de Lactobacillus como de Bifidobacterium, por el método de Extrusión, se pudo corroborar que a medida que se aumenta la viscosidad del alginato, mejora considerablemente no solo el diámetro sino también la forma de las cápsulas. Resultados bastantes satisfactorios para este trabajo, ya que, uno de los objetivos era poder lograr estas cápsulas con diámetros lo mas pequeños posibles, para asegurar en el mezclado una buena homogeneidad.. Por otro lado, en cuanto a las encapsulaciones por Emulsión, los resultados obtenidos no fueron bastante halagadores como por el otro método. Para esta prueba a pesar de que se varió la viscosidad de alginato igual que por el método de Extrusión, los diámetros de cápsulas no variaron, permaneciendo siempre con uno de 4mm. Sin embargo el efecto más marcado fue en cuanto a la forma. A diferencia del método de Extrusión donde a medida que se aumentaba la viscosidad mejoraba la forma, aquí en este método la forma nunca mejoró, al contrario las bolas eran muy irregulares, algunas achatadas y poco consistentes. De esta manera se pudo concluir que por el método de Emulsión, la viscosidad no tenía incidencia alguna, y esto estaba muy relacionado con el aceite utilizado. 57.

(61) IQ-2003-2-21. como emulsificante en esta prueba. A pesar de que la metodología utilizada para este procedimiento era muy similar a la de Extrusión, el aceite utilizado en este método no ofreció los requerimientos de solidez y conformación que necesitaban las cápsulas. Así mismo se notó durante la experimentación que por este método era muy importante la velocidad de agitación de la suspensión, ya que de ésta dependía que las cápsulas salieran más pequeñas; tarea bastante difícil porque la agitación manual no era tan fácil de llevar a cabo.. Pero a pesar de que por ambos métodos los resultados no habían sido los mismos, aún quedaba una variable por mirar que era la altura de caída de la gota. Cambiando esta variable para 10cm y para 40cm, se pudo observar que tanto para el método de Extrusión como para Emulsión y para ambos microorganismos, la variable de respuesta en este caso, el diámetro, no cambió ni tampoco la forma. Ésto ocurrió para cada combinación llevada a cabo, y para cada método como se explicó anteriormente. Así que variando la altura de caída de la gota, ya fuera a distancias cortas u otras más distanciadas, no tenia incidencia alguna en las cápsulas obtenidas. De esta manera pudiendo concluir de la experimentación total, que la variable de viscosidad cambiada en este trabajo, dejó resultados interesantes y fue la que más incidencia tuvo en el diámetro de las bolas... 58.

(62) IQ-2003-2-21. A. pesar. de. que. existen. muchas. variables. para. cambiar. durante. la. microencapsulación, como la viscosidad y la altura, es importante tener en cuenta que por más que éstas se cambien y se varíen, una variable que seria importante cambiar para futuras experimentaciones, es el diámetro de orificio de la bureta. Ya que por más que uno trate de sacar cápsulas pequeñas, éstas van a tender a salir con un diámetro y una forma ya predispuesta por la misma bureta.. En cuanto a la eficiencia y manejo de los métodos de encapsulación, se pudo concluir que ambos métodos son fáciles de realizar y de llevar a cabo por cualquier persona que se lo proponga. Sin embargo ambos son métodos muy dispendiosos, que requieren de bastante tiempo y paciencia por parte de la persona que lleve a cabo la experimentación.. Para sintetizar entonces en lo dicho anteriormente, se podría decir, que finalmente de los resultados obtenidos, el método que arrojó las cápsulas de diámetros más pequeños y de mejor forma, fue el de Extrusión. Y que la variable que mejor aporta para que estas características de las bolas se den, es la viscosidad, donde aumentándola se disminuye el diámetro y se mejora la esfericidad de las mismas.. 59.

(63) IQ-2003-2-21. 7.2 Sobreviviencia de los Probióticos Encapsulados Los resultados que se obtuvieron de la siembra de los probióticos encapsulados, fueron bastantes interesantes ya que permitieron hallar un patrón y encontrar una relación entre la sobreviviencia de los microorganismos y la viscosidad utilizada. Primero que todo cabe anotar que los resultados para Lactobacillus y Bifidobacterium fueron los mismos por ambos métodos, por esta razón se hará el análisis para un solo microorganismo.. Terminada la incubación de los tubos de ensayo con los probióticos, se observó un patrón bastante marcado para ambos métodos, donde para viscosidades menores, es decir para 30cp y 40cp, la sobreviviencia de los microorganismos fue nula debido a que los tubos no cambiaron de coloración. Por el contrario, para las viscosidades de 220cp para arriba la sobrevivencia si fue positiva, notando que a medida que la viscosidad aumentaba, la coloración de los tubos era mas intensa. De esta manera, se obtuvo que para la máxima viscosidad que fue de 470cp, la coloración fue la más intensa, mientras que para aquella de 220cp fue la menor. A pesar de que la sobreviviencia de los probióticos no se dio en todas las microencapsulaciones como se quería, se pudo determinar que a mayores cantidades de alginato utilizado, mejor es la retención de los microorganismos en el interior de las cápsulas, evitando de esta manera la liberación de los mismos. Y. 60.

(64) IQ-2003-2-21. estos resultados de hecho son muy importantes a la hora de encapsular probióticos, porque una de las finalidades de la microencapsulación es lograr que los microorganismos puedan sobrevivir a ph elevados, al igual que a factores externos como los ácidos gástricos de los animales. De nada sirve si los microorganismos no son retenidos dentro de las cápsulas antes de llegar al rumen del animal donde se desea que se multipliquen y trabajen.. 7.3 Formulación del Concentrado. Con la elaboración del concentrado se pudo obtener como resultado, una formulación de un concentrado compuesto por una dieta básica, más el valor agregado de los probióticos incluidos en su formulación, que permiten ofrecer un producto “dos en uno”. Así mismo, es un concentrado que se caracteriza por tener los requerimientos nutricionales que los terneros de engorde necesitan, en cuanto a nivel proteico, de vitaminas y minerales se refiere. De no incluir alimentos prohibidos como esteroides o antibióticos, ni proteína animal (harina de sangre, harina de plumas), que puedan resultar perjudiciales tanto para el animal como para las personas. Es un concentrado animal que garantiza el aumento de peso en 180 días, de un ternero de 30 días de destetado, de 30kg a 250kg.. 61.

(65) IQ-2003-2-21. Así mismo, para la elaboración del concentrado, se tuvo en cuenta, a la hora de elaborarlo las materias primas e insumos a utilizar, ya que de éstos dependen no solo la productividad del animal sino también los costos involucrados. Para la formulación se tuvo en cuenta la disponibilidad y precio de los alimentos; muchas de las harinas son subproductos agrícolas de nuestro país que son disponibles durante toda la época del año y son accesibles económicamente. De esta manera se contribuye a la utilización de materias primas nacionales y a la explotación de las mismas.. Sin embargo a pesar de todos los resultados sorprendentes de este producto, es importante destacar que para la elaboración de este tipo de productos, especialmente de un concentrado animal, es necesaria la ayuda de veterinarios y zootecnistas que permitan contribuir con sus conocimientos en cuanto a la nutrición y patología digestiva del vacuno.. 7.4 Mezclado del Concentrado con Probióticos Con los 16 batchs obtenidos del mezclado, cada uno con sus 4 muestras a los distintos tiempos, se observó que aparentemente y a simple vista cada muestra que fue tomada tenía las mismas características físicas que las otras. Ésto, en cuanto a color, textura y olor. El concentrado mezclado con los probióticos tuvo. 62.

(66) IQ-2003-2-21. una textura fina y suave con un olor agradable para los animales. No se observaron residuos ni grumos de ingredientes añadidos, ni tampoco partes de las muestras mal mezcladas. En cuanto a los probióticos, lo satisfactorio fue poder haber visto por medio de las muestras, que las cápsulas se mezclaron homogéneamente como se deseaba con el concentrado, siendo dificultosa su búsqueda dentro de éste. Por el color de las cápsulas al igual que el del concentrado, no eran fáciles de distinguir aun mirando con detenimiento el mismo. Por esta razón, como resultado se pudo confirmar, que finalmente el mezclado si fue el óptimo, que los ingredientes añadidos desde los elementos mayores hasta los menores tuvieron un buen enlace y que gracias a la textura flexible y pegajosa del alginato, las cápsulas se añadieron fácilmente a la mezcla.. 7.5 Sobrevivencia de los Probióticos dentro del Concentrado A pesar de que la corroboración de la sobreviviencia de los probióticos fue comprobada solo para dos batchs y no para todos, los resultados de estos dos, demostraron la sobreviviencia de los microorganismos hasta el final de la experimentación, cumpliendo de esta forma 33 días de haber sido encapsulados, incluyendo la encapsulación, el mezclado etc.. 63.

(67) IQ-2003-2-21. Para ambos batchs se observó que para cada muestra a distinto tiempo que fue sembrada, siempre hubo sobrevivencia de los probióticos en mínimo una caja a un tiempo determinado. Es decir, que para los 5min como mínimo hubo una caja con resultados positivos, para los 10min también y así para todas. Estos resultados fueron bastante interesantes ya que se logró de alguna manera, que la experimentación llegara a su final con éxito y que la viabilidad de los probióticos fuera positiva aún mezclados con el concentrado.. Sin embargo, a pesar de que no hubo sobreviviencia en todas las muestras a los distintos tiempos de mezclado para los dos Batchs, se pudo determinar según el número de cajas donde mas habían sobrevivido probióticos, que para el tiempo de mezclado a los 15min la sobreviviencia fue la mayor. Es decir para este tiempo, hubo tres cajas de siembra, donde los microorganismos si nacieron, a diferencia a la de 10min, donde solo nacieron en dos cajas, en la de 20min lo mismo y en la de 5min solo una.. De esta forma, se pudo llegar al final e la experimentación concluyendo que el tiempo óptimo de mezclado para el concentrado con probióticos es de 15 minutos.. 64.

(68) IQ-2003-2-21. 8. CONCLUSIONES. •. Con la microencapsulación por extrusión se lograron obtener los diámetros de cápsulas más pequeñas, observando que la viscosidad es una variable importante para lograr tamaños menores y formas esféricas, mientras que la altura no tiene incidencia alguna en estos resultados.. •. Se observó que una tendencia marcada de la encapsulación, fue que a medida que se aumenta la viscosidad del alginato, el diámetro de las cápsulas es menor.. •. Se pudo comprobar que los probióticos que lograron sobrevivir los 23 primeros días de encapsulación, fueron aquellos que se encapsularon con viscosidades mayores.. •. Las mezclas de concentrado presentaron una buena homogeneidad, de textura suave y fina, con un olor agradable, características importantes para la palatabilidad y gusto de este producto por parte de los bovinos.. 65.

(69) IQ-2003-2-21. •. Los probióticos encapsulados lograron sobrevivir y mantenerse una vez incorporados en el concentrado, cumpliendo de esta forma 23 días de microencapsulación, más 10 días de su mezclado, para un total de 33 días de exitosa sobreviviencia.. 66.

(70) IQ-2003-2-21. 9. RECOMENDACIONES. •. Para la microencapsulacion utilizar un montaje que facilite la salida del alginato de sodio mas rápido, y de esta manera se eviten inconvenientes como demora y taponamientos del orificio.. •. Se recomienda intentar hacer la microencapsulacion utilizando el alginato a temperaturas elevadas, para permitir de esta forma su paso por la bureta.. •. Reemplazar el procedimiento de agitación manual del beaker de cloruro de calcio, por uno mecánico.. •. Esterilizar la bureta utilizada para encapsulación, por otro método que no sea autoclavándola, para evitar que el vidrio se corroe y que ésta se trabe, ocasionando la probabilidad por ende de que se rompa.. •. Para la siembra de los probióticos encapsulados, encontrar un método adecuado que facilite el rompimiento de las cápsulas dentro del beaker, para de esta forma exponer los microorganismos al medio del kit.. 67.

(71) IQ-2003-2-21. •. Para el mezclado del concentrado con los probióticos tener cuidado a la hora de pesar los elementos menores y mayores, ya que cantidades superiores pueden ocasionar intoxicación o acidosis en el animal. Así mismo tener cuidado con el orden de adición de los ingredientes para evitar la segregación de aquellos muy livianos.. •. Triturar antes de adicionar el palmiste a la mezcladora, ya que se observaron ciertas hojuelas de este componente que no quedaron bien mezcladas. Así mismo para el azufre, deshacerlo con cuidado durante el tamizado ya que debido a su humedad tiende a formar pelotas y grumos.. 68.

(72) IQ-2003-2-21. 69.

(73) IQ-2003-2-21. BIBLIOGRAFÍA. •. Bacha, Fernando, Nutrición, Patología Digestiva y Salud Intestinal Rumiantes en Cebo, Curso de Especialización Fedna, Barcelona, 2002, pg 143-159.. •. Beorlegui, Blas, Tamaño de los Forrajes en la Alimentación de Vacas de Ceba, IX Curso de Especialización FEDNA, Barcelona, 8 y 9 de Noviembre de 1993.. •. Chang, H.N, Microencapsulation of Microbial Cells, Biotechnology Advances, 2000, pg 303-319. •. Fernández, Yañez, J, Aplicaciones Biotecnológicas de la Microencapsulación, XXX Aniversario de Biotecnología y Bioingeniería, vol 21, Septiembre-Octubre 2002, pg 313-319. •. Goodband, Robert, The Effect of Diet Particle Size on Animal Performance, Department of Grain and Industry, Kansas State University Agricultural experiment Station and Cooperative Extension service, 1995.. •. Hidalgo, Lozano, Víctor, Nutrición y Alimentación de Vacuno de Engorde, Universidad Nacional Agraria la Molina, 2nd Edición, Lima-Perú, 1996, pg 51.. •. Islas, Pedroza, Ruth, Alimentos Microencapsulados: Particularidades de los Proceso para la Microencapsulacion de Alimentos para Larvas de Especies Acuícolas, Universidad Iberoamericana, Departamento de Ingenierías, México.. •. Krasaekoopt, Wunwisa, Evaluation of Encapsulation Techniques of Probiotics for Yogurt, International Dairy Journal, 2003, pg 3-13.. •. M, Ré, Microencapsulation by Spray Drying, Institute for Technological Research - Chemistry Division, Sao Paulo, Brazil, 1998, pg 1206.. •. Moncada, Apolinar, Producción de Carne y Leche en Semiestabulación, LimaPerú.. •. Rico, Acedo, J, Seguridad Alimentaría y Fabricación de Piensos Compuestos, XVII Curso de Especialización FEDNA, Monterrey, México, Marzo 26, 2001,. 70.

(74) IQ-2003-2-21. •. Tatar, Gabriel, Uso de la Biotecnología en la Ganadería Colombiana, Revista Normando Colombiano, Edición 25, Diciembre 96, pg1-7.. •. http://www.nodo50.org/gpm/vacaslocas/03.htm. Bibliografía Complementaria •. Moreno, Y, Aplicación de Fluorocromos para el Estudio de la Viabilidad de las Bacterias Ácido Lácticas presentes en Productos Lácteos, Departamento de Biotecnología, Universidad Politécnica de Valencia, 2000, pg 287-292.. •. Pardio, Sedas, Violeta, Los Probióticos y su Futuro, Archivos Latinoamericanos de Nutrición, vol 46, 1996.. •. Stanton, C, New Probiotic Cheddar Cheese, Dept of Microbiology, University College Cork, September 200, Teagasc.. 71.

(75) IQ-2003-2-21. ANEXOS. ANEXO 1: DETERMINACIÓN DE VISCOSIDADES CANTIDADES DE ALGINATO DE SODIO. PARA. DISTINTAS. Para 1gr de Alginato de Sodio. Revoluciones por Minuto (rpm) 0.5 1 2.5 5 10 20 50 100 100 50 20 10 5 2.5 1 0.5. Viscosidades (Centipoises) 0 0 0 0 0 0 0 30 30 0 0 0 0 0 0 0. 72.

(76) IQ-2003-2-21. Para 1,5gr de Alginato de Sodio Revoluciones por Minuto (rpm) 0.5 1 2.5 5 10 20 50 100 100 50 20 10 5 2.5 1 0.5. Viscosidades (Centipoises) 0 0 0 0 0 0 0 40 40 0 0 0 0 0 0 0. Para 2gr de Alginato de Sodio Revoluciones por Minuto (rpm) 0.5 1 2.5 5. Viscosidades (Centipoises) 0 0 0 0. 73.

(77) IQ-2003-2-21. Revoluciones por Minuto (rpm) 0.5 1 2.5 5 10 20 50 100 100 50 20 10 5 2.5 1 0.5. Viscosidades (Centipoises) 0 0 0 0 0 200 220 230 230 220 200 0 0 0 0 0. Para 3,5gr de Alginato de Sodio Revoluciones por Minuto (rpm) 0.5 1 2.5 5 10 20 50 100 100 50 20 10 5 2.5 1 0.5. Viscosidades (Centipoises) 0 3000 1200 600 600 550 480 470 470 480 550 600 600 1200 3000 0. Para 4gr de Alginato de Sodio. 74.

(78) IQ-2003-2-21. Revoluciones por Minuto (rpm) 0.5 1 2.5 5 10 20 50 100 100 50 20 10 5 2.5 1 0.5. Viscosidades (Centipoises) 8000 5000 2400 2200 2100 2100 2020 1920 1920 2020 2100 2100 2000 2400 3000 0. 75.

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