Efecto de la irradiación UV-C sobre el color, flora nativa y capacidad antioxidante del paico (chenopodiumambrosioides) y de la ortiga (urtica dioica) de la zona andina de Cotacachi

Texto completo

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UNIVERSIDAD TECNOLÓGICA EQUINOCCIAL

FACULTAD DE CIENCIAS DE LA INGENIERÍA

CARRERA DE INGENIERÍA DE ALIMENTOS

EFECTO DE LA IRRADIACIÓN UV-C SOBRE EL COLOR,

FLORA NATIVA Y CAPACIDAD ANTIOXIDANTE DEL PAICO

(

Chenopodium ambrosioides

) Y DE LA ORTIGA (

Urtica

dioica

) DE LA ZONA ANDINA DE COTACACHI

TRABAJO PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE INGENIERO DE ALIMENTOS

ANDREI DARÍO CHARPENTIER RODRÍGUEZ

DIRECTORA: ING. ELENA BELTRÁN

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DECLARACIÓN

Yo, ANDREI DARÍO CHARPENTIER RODRÍGUEZ, declaro que el trabajo aquí descrito es de mi autoría; que no ha sido previamente presentado para ningún grado o calificación profesional; y, que he consultado las referencias bibliográficas que se incluyen en este documento.

La Universidad Tecnológica Equinoccial puede hacer uso de los derechos correspondientes a este trabajo, según lo establecido por la Ley de Propiedad Intelectual, por su Reglamento y por la normativa institucional vigente.

_______________________________ Andrei Darío Charpentier Rodríguez

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CERTIFICACIÓN

Certifico que el presente trabajo que lleva por título “Efecto de la irradiación UV-C sobre el color, flora nativa y capacidad antioxidante del paico (Chenopodium ambrosioides) y de la ortiga (Urtica dioica) de la zona andina de Cotacachi”, que, para aspirar al título de Ingeniero en Alimentos fue desarrollado por Andrei Darío Charpentier Rodríguez, bajo mi dirección y supervisión, en la Facultad de Ciencias de la Ingeniería; y cumple con las condiciones requeridas por el reglamento de Trabajos de Titulación artículos 18 y 25.

___________________ Ing. Elena Beltrán

DIRECTORA DEL TRABAJO

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DEDICATORIA

Este trabajo lo dedico a mi familia por su apoyo y cariño incondicional, sin ustedes no lo podría haber hecho.

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AGRADECIMIENTOS

A la Universidad Tecnológica Equinoccial y en especial a la Facultad de Ciencias de la Ingeniería por enrumbar mi camino al conocimiento.

A mi directora de tesis Ingeniera Elena Beltrán por su esfuerzo y dedicación en la guía de esta tesis.

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ÍNDICE DE CONTENIDOS

PÁGINA

RESUMEN ... vii

ABSTRACT ... viii

1. INTRODUCCIÓN ... 1

2. MARCO TEÓRICO ... 3

2.1. EL PAICO Y LA ORTIGA ... 3

2.1.1. PAICO (Chenopodium ambrosioides) ... 3

2.1.1.1. Origen ... 3

2.1.1.2. Descripción de la planta ... 4

2.1.1.3. Clasificación Taxonómica ... 4

2.1.1.4. Valor Nutricional ... 5

2.1.1.5. Usos del paico ... 5

2.1.2. ORTIGA (Urtica dioica) ... 6

2.1.2.1. Origen ... 6

2.1.2.2. Descripción de la planta de la Ortiga ... 7

2.1.2.3. Clasificación Taxonómica ... 8

2.1.2.4. Valor nutricional ... 8

2.1.2.5. Usos y consumos de Ortiga ... 9

2.2. TRATAMIENTO POST-COSECHA ... 10

2.2.1. TÉCNICA DE RADIACIÓN UV-C ... 11

2.2.2. EFECTO HÓRMICO ... 12

2.2.3. ANTIOXIDANTES ... 12

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ii

PÁGINA

2.2.3.2. Sistema de defensa Antioxidante ... 14

2.2.3.3. Capacidad Antioxidante ... 14

2.2.3.4. Clasificación de Antioxidantes ... 15

2.2.4. CLOROFILA ... 16

2.2.4.1. Acciones de la clorofila ... 17

2.2.5. POLIFENOLES ... 18

2.2.5.1. Tipos de Polifenoles ... 18

2.3. COLORIMETRÍA ... 20

2.3.1. COLOR ... 20

2.3.2. EL ESPACIO COLORIMÉTRICO CIELAB ... 20

3. METODOLOGÍA ... 22

3.1. MATERIAL VEGETAL ... 22

3.2. TRATAMIENTO CON LUZ UV-C... 22

3.3. MÉTODOS DE ANÁLISIS ... 23

3.3.1. COLOR ... 23

3.3.2. MEDIDA DEL CONTENIDO DE CLOROFILA ... 23

3.3.2.1. Preparación del extracto en acetona ... 23

3.3.2.2. Lectura de clorofila en espectrofotómetro... 23

3.3.3. MEDIDA DE LA CAPACIDAD ANTIOXIDANTE ... 24

3.3.3.1. Preparación del extracto ... 24

3.3.3.2. Determinación de la Capacidad Antioxidante ... 25

3.3.4. DETERMINACIÓN DE POLIFENOLES TOTALES ... 25

3.3.4.1. Preparación del extracto ... 25

3.3.4.2. Determinación de Polifenoles ... 26

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iii

PÁGINA

3.3.5.1. Preparación de la muestra e inoculación ... 27

3.3.5.2. Interpretación de resultados ... 28

3.4. DISEÑO EXPERIMENTAL Y ANÁLISIS ESTADÍSTICO ... 28

4. ANÁLISIS DE RESULTADOS ... 29

4.1. PAICO ... 29

4.1.1. COLOR ... 29

4.1.2. CLOROFILA ... 30

4.1.3. CAPACIDAD ANTIOXIDANTE ... 31

4.1.4. POLIFENOLES ... 32

4.2. ORTIGA ... 33

4.2.1. COLOR ... 33

4.2.2. CLOROFILA ... 34

4.2.3. CAPACIDAD ANTIOXIDANTE ... 35

4.2.4. POLIFENOLES ... 36

4.3. TABLA GENERAL DE RESULTADOS ... 37

4.4. TABLA DE RESULTADOS MICROBIOLÓGICOS ... 39

5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ... 40

5.1. CONCLUSIONES ... 40

5.2. RECOMENDACIONES ... 41

BIBLIOGRAFÍA ... 42

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iv

ÍNDICE DE TABLAS

PÁGINA

Tabla 1. Valor Nutricional del Paico (Chenopodium ambrosioides) ... 5

Tabla 2. Tabla nutricional de la ortiga (Urtica Dioica) ... 8

Tabla 3. Clasificación Antioxidantes ... 16

Tabla 4. Tabla de resultados de color para paico (Chenopodium

ambrosioides) control y tratadas con 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m² ... 29

Tabla 5. Tabla de resultados de color de la ortiga (Urtica dioica)

control y tratadas con 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m² ... 33

Tabla 6. Tabla general de resultados de paico (Chenopodium

ambrosioides) y ortiga (Urtica dioica) control y tratadas con

3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m² ... 37

Tabla 7. Tabla de resultados microbiológicos de paico

(Chenopodium ambrosioides) y ortiga (Urtica dioica) control

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v

ÍNDICE DE FIGURAS

PÁGINA

Figura 1. Planta de paico (Chenopodium ambrosioides) ... 3

Figura 2. Planta de ortiga (Urtica dioica) ... 6

Figura 3. Flores de la ortiga ... 7

Figura 4. Estructura de Clorofilas a y b ... 17

Figura 5. Estructura Flavonoides ... 19

Figura 6. Estructura de polifenoles No Flavonoides ... 19

Figura 7. Diagrama CIELAB ... 21

Figura 8. Contenido de clorofila en paico (Chenopodium ambrosioides) control y tratadas con 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m² ... 30

Figura 9. Capacidad antioxidante del paico (Chenopodium ambrosioides) control y tratadas con 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m² ... 31

Figura 10. Cantidad de polifenoles del paico (Chenopodium ambrosioides) control y tratadas con 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m² ... 32

Figura 11. Cantidad de clorofila de la ortiga (Urtica dioica) control y tratadas con 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m² ... 34

Figura 12. Capacidad antioxidante de la ortiga (Urtica dioica) control y tratadas con 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m² ... 35

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vi

ÍNDICE DE ANEXOS

PÁGINA Anexo I. Plantación de ortiga (Urtica Dioica) en la zona andina de

Cotacachi ... 47

Anexo II. Paico (Chenopodium ambrosioides) zona andina

Cotacachi ... ¡Error! Marcador no definido. Anexo III. Deshoje ortiga (Urtica dioica) Laboratorios de la

Universidad Tecnológica Equinoccial ... 49

Anexo IV. Deshoje Paico (Chenopodium ambrosioides) Laboratorios

de la Universidad Tecnológica Equinoccial. ... 50

Anexo V. Medida de color ortiga (Urtica dioica) ... 51

Anexo VI. Congelamiento de hojas de paico (Chenopodium

ambrosioides) con nitrógeno líquido a -80°C. ... 52

Anexo VII. Empacaque de paico y ortiga en papel aluminio y almacenados en fundas plásticas Ziploc® en un

Congelador a -20ºC hasta su posterior análisis. ... 53

Anexo VIII. Extracto de paico y ortiga control sobre plancha de

agitación para prueba de clorofila ... 54

Anexo IX. Extracto de clorofila paico (Chenopodium ambrosioides)

en eppendorf ... 55

Anexo X. Extractos cetónicos para prueba de polifenoles. Ortiga

control, 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m2. ... 56

Anexo XI. Pesado paico dosis 6.0 kJ/m2 para extracto etanólico para

el analisis de capacidad antioxidante ... 57

Anexo XII. Extracto paico control en eppendorf para análisis de

capacidad antioxidante ... 58

Anexo XIII. Curva de calibración Trolox. Prueba Capacidad

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RESUMEN

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ABSTRACT

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1. INTRODUCCIÓN

En la actualidad, nuevas tendencias medicinales como la Homeopatía, la Naturopatía y principalmente la Fitoterapia, una terapia basada en plantas medicinales, han resaltado el valor de las prácticas ancestrales.

En los pueblos antiguos localizados en los Andes es de uso frecuente la utilización de las hierbas medicinales de forma cotidiana. Esto provee a nuestros pueblos andinos de un bagaje cultural, medicinal y ancestral basado en ellas.

Este trabajo pretende obtener mayor información sobre el paico y la ortiga, organizar los datos obtenidos y analizar los efectos de la radiación UV-C al ser expuestas las hojas de la ortiga y del paico de la zona andina de Cotacachi. En este trabajo se realizó análisis de: color, contenido de clorofila y polifenoles totales, la capacidad antioxidante y el recuento de microorganismos específicos (e. coli, levaduras, mohos y aerobios mesófilos).

Este estudio beneficiará a las asociaciones de la zona andina de Cotacachi para lograr el fortalecimiento y potenciar los saberes ancestrales de las comunidades que utilizan estos productos. Es importante recalcar que, también, la industria moderna (alimenticia y médica) busca beneficiarse de estas plantas.

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2 Por estas razones se ha planteado el uso de radiación UV-C en estas plantas para determinar su influencia en los compuestos antioxidantes de las mismas.

Objetivo General

Determinar el efecto de la radiación UV-C sobre el color, flora nativa y capacidad antioxidante del paico (Chenopodium ambrosioides) y la ortiga (Urtica dioica) de la zona Andina de Cotacachi.

Objetivos Específicos

1. Determinar el color, la capacidad antioxidante y el contenido polifenoles del paico (Chenopodium ambrosioides) y de la ortiga (Urtica dioica) de la zona andina de Cotacachi.

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2. MARCO TEÓRICO

2.1. EL PAICO Y LA ORTIGA

2.1.1. PAICO (Chenopodium ambrosioides)

Figura 1. Planta de paico (Chenopodium ambrosioides)

2.1.1.1. Origen

El género Chenopodium consta de 120 especies, abundantes en las zonas tropicales y cálidas. Este género C. Ambrosioides es el más importante por su uso medicinal. La especie es originaria de América, pero ahora crece en Europa y en África. C. Ambrosioides es popularmente conocida como “apazote”, “pazote”, “paico” o “mastruz” (Pardo, BLanco, & Morales, 2005).

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2.1.1.2. Descripción de la planta

Es una planta aromática, perenne con una altura aproximada de 40 centímetros; las hojas son oblongo – lanceoladas y serradas de un centímetro de ancho y 4 de longitud. Sus flores son pequeñas verdes en panículos terminales densos con cinco sépalos cada uno. Las semillas son negras no mayores a 0,8 mm de longitud (Gadano, 2006).

Además, existen en el paico distintos aminoácidos, como el ácido oxálico y el ácido succínico. También se encuentran concentraciones variables de glucosa y ácido málico (Montes, 1985).

Se le atribuyen propiedades medicinales. Es usada en patologías respiratorias, los atrasos menstruales. Es beneficiosa para los nervios, entre otros. Aunque sus virtudes más destacables se atribuyen a las afecciones del aparato digestivo, como antiparasitario, principalmente.

El componente activo principal del paico es un aceite esencial que se forma en los pelos glandulares que existen en hojas, flores y frutos. Este aceite es el componente activo de mayor responsabilidad en las propiedades de la planta. Sus componentes son el ascaridol en un 60-80% y otros compuestos hidrocarbonados como el p-cimeno, l-limoneno, d-alcanfor y cineol (Montes & Wilkomirsky, 1987).

2.1.1.3. Clasificación Taxonómica

Nombre Científico: Chenopodium ambrosioides

Reino: Plantae

Phylum: Magnoliophyta

Clase: Magnoliopsida

Orden: Caryophyllales

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Género: Chenopodium

Epíteto Específico: ambrosioides (Arteta, 2008).

2.1.1.4. Valor Nutricional

Según Antúnez de Mayolo (1981), el paico es una planta muy estudiada por investigadores peruanos, pues es utilizado como alimento desde épocas prehispánicas.

Tabla 1. Valor Nutricional del Paico (Chenopodium ambrosioides)

Cada 100 g. de hojas contiene:

Proteína 5 g.

Carbohidratos 9.2 g.

Calcio 459 mg.

Fósforo 65 mg.

Hierro 6.3 mg.

(Antunéz de Mayolo, 1981)

2.1.1.5. Usos del paico

Sus usos son medicinales, y en el conocimiento de la gente es difundido puesto que han sido reportados desde la época prehispánica. Actualmente se le atribuye cualidades para calmar dolor de estómago, eliminar lombrices intestinales, curar empacho en los niños, agilizar la memoria. Es usado en caso de cólicos, nerviosidades y calambres al estómago y curar el espanto. También se le utiliza en algunas limpias, (actividad ancestral para eliminar malas energías del cuerpo) (Tyler, Brady, & Robbers, 1979).

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6  Dolores de estómago/cólicos.

 Contra la gastritis.  Contra la hinchazón.  Contra abscesos dentales.  Contra resfriado.

 Para curar enfermedades de la piel  Contra artritis (Chiriboga X. B., 1995).

Es también usado como:  Purgante.

 Antidiarreico pediátrico.  Antitusígeno.

 Antihelmíntico (acaris, oxiuros). (Chiriboga X. B., 1995)

2.1.2. ORTIGA (Urtica dioica) 2.1.2.1. Origen

La ortiga crece de forma rural en zonas montañosas con la exigencia de que sean suelos con gran cantidad de nitrógeno. Es una planta que requiere de humedad y es común que crezca cerca de acequias, quebradas, entre otros; y como mala yerba cerca de cultivos rotativos y permanentes en la sierra ecuatoriana (Ríos, 2008).

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2.1.2.2. Descripción de la planta de la Ortiga

Es una planta grande que sobrepasa el metro de altura en forma de arbusto, perenne, dioica y de aspecto tosco. Su tallo es grueso y estriado, de él salen las hojas con muescas desiguales. Las más antiguas son aovadas y las nuevas se estrechan tomando una forma lanceolada. Las hojas están cubiertas por finísimos pelos que se clavan fácilmente en la piel cuando se la roza. Cuando vierten su contenido (ácido fórmico, resina, histamina y una sustancia proteínica desconocida) sobre ella, provocan ronchas, escozor y prurito. Además presenta unas flores muy pequeñas que se agrupan en racimos que cuelgan en grupos de cuatro en los encuentros de dos hojas.

Figura 3. Flores de la ortiga

Se trata de un alimento muy nutritivo, con cantidades destacables de micronutrientes y de una hierba con efectos favorables para el organismo. Posee una acción antihemorrágica y, se la recomienda para los diabéticos porque reduce los niveles de azúcar en la sangre (Chiriboga X. , 2007).

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8 resina, silicio, acetilcolina, potasio, glucoquininas y una gran cantidad de clorofila, histamina y serotonina. La planta también posee una sustancia llamada secretina, que es uno de los mejores estimulantes de las secreciones estomacales, del páncreas y de la bilis, así como de los movimientos peristálticos del intestino. También contiene clorofila y ácidos orgánicos, a los que se debe su marcado efecto diurético (Arteta, 2008).

2.1.2.3. Clasificación Taxonómica

Dominio: Eukaryota

Reino: Plantae

Phylum: Magnoliphyta

Clase: Magnoliopsida

Origen: Urticales

Familia: Urticaceae

Género: Urtica

Especie: dioica (Arteta, 2008).

2.1.2.4. Valor nutricional

Las hojas deshidratadas de ortiga son nutritivas destacándose los aminoácidos que son nutricionalmente superiores a los de la alfalfa deshidratada (Basset, Cromp, & Woodland, 1977).

Tabla 2. Tabla nutricional de la ortiga (Urtica Dioica)

Cada 100 g. de hojas contiene:

Proteína 23%

Grasa 5%

Extractos no Nitrogenados

21%

Fibra 12%

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9

2.1.2.5. Usos y consumos de Ortiga

Esta planta tiene algunas aplicaciones medicinales y aparece también en rituales indígenas de curación. Es estimulante del aparato digestivo y antidiarreica puesto que aumenta las secreciones y favorece los movimientos peristálticos, por lo que contribuye a la digestión, ayudando al estómago y a la eliminación de las heces del intestino, por lo que se puede considerar como un laxante suave. Protege el hígado y ayuda a su recuperación en caso de enfermedad hepática puesto que los ácidos cafeico, linoleico y oleico intervienen en su poder hepato-protector. Favorece la función biliar. La riqueza en taninos, especialmente en la raíz, la hace adecuada en algunos tratamientos (Thomson, 1981). Según Chiriboga (2007) la ortiga tiene propiedades:

Hemostática: detiene las hemorragias y previene el flujo descontrolado de la sangre. Muy adecuada para tratar las hemorragias nasales, la hemofilia y los trastornos de la menopausia.

Anti-arteriosclerótica: su riqueza en clorofila le confiere propiedades circulatorias en el tratamiento de la arteriosclerosis y en la mejora de la circulación sanguínea.

Antidiabética: rebaja el nivel de azúcar en la sangre y previene o ayuda a combatir la diabetes.

Antianémica: por su alto contenido en hierro se hace ideal en la curación de la anemia.

Galactógena: incrementa el caudal de leche en las lactantes.

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10 la hipertrofia prostática benigna al aumentar la cantidad de micción diaria, relajar la vejiga urinaria e inhibir el crecimiento de esta glándula.

Diurético: favorece la eliminación de líquido en el cuerpo, por lo que resulta interesante no solamente en caso de obesidad, sino también en aquel conjunto de dolencias que mejoran con la eliminación de agua y la consiguiente eliminación de toxinas y especialmente el ácido úrico; enfermedades circulatorias, hepáticas, piedras en el riñón, gota, artritis, artrosis, reumatismo, etc.

Además es utilizado como tratamiento para:

Alzheimer: favorece la formación de estrógenos que mejoran el estado mental de los enfermos de Alzheimer.

Cosmético: Son muy beneficiosas para el cuidado de la piel, proporcionando a esta una fina textura, al eliminar imperfecciones, como granos, eczemas, herpes, acné, etc.

Tratamiento capilar: Se ha probado su efecto regenerador del cuero cabelludo, así como su capacidad para combatir la caspa, seborrea y otras alteraciones relacionadas con la caída del pelo.

En la medicina científica también se ha comprobado una cierta acción de los preparados de ortiga contra la artritis (Chiriboga, 2007).

2.2. TRATAMIENTO POST-COSECHA

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11 su vida de anaquel y prevenir enfermedades durante el almacenamiento (Katinoja, 1996).

2.2.1. TÉCNICA DE RADIACIÓN UV-C

Se habla de radiación UV-C en el caso de longitudes de onda entre 200 y 280 nm. No obstante, de la eliminación de microorganismos es responsable principalmente la longitud de onda de 253,7 nm, pues posee la máxima eficacia sobre el factor hereditario contenido en el núcleo celular de los microorganismos (BÄRO, 2012).

En función de la intensidad y longitud de onda, la irradiación UV puede inducir un estrés biológico en plantas y activar algunos mecanismos de defensa de los tejidos vegetales, con la consecuente producción de fitoalexinas (Mercier, 1997).

Las dosis bajas de irradiación UV pueden causar daño reversible al ADN al activar mecanismos de reparación inducidos por radiación. Lo que sugiere que estas dosis estimulan procesos celulares y crean un cambio positivo en la homeostasis de la planta (Rivera-Pastrana, 2007).

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2.2.2. EFECTO HÓRMICO

Hormesis es una respuesta adaptativa con características diferenciables por la relación dosis-respuesta, que es inducida por un proceso de acción directa o de sobre-estimulación a dosis bajas (Calabrese, 2002). En plantas equivale al efecto de la aplicación de dosis bajas de un tratamiento potencialmente dañino, que induce respuestas positivas o negativas en los tejidos contra varios tipos de estrés (Shama G. A., 2005).

Hay evidencias del efecto positivo del tratamiento de UV-C en aumentar las propiedades nutracéuticas en frutas y hortalizas y la síntesis de compuestos que actúan con los mecanismos de defensa natural de los vegetales expuestos a estrés. La exposición de los tejidos a dosis bajas de irradiación UV puede inducir la producción de compuestos fungicidas como fitoalexinas, y retrasar procesos de maduración y senescencia. En el sector hortícola eso permite reducir las pérdidas poscosecha ocasionadas por desórdenes fisiológicos, como daño por frío, susceptibilidad al ataque de fitopatógenos, daños mecánicos, pérdida de firmeza y otros (Luckey, 1991) (Cisneros Zevallos, 2003).

2.2.3. ANTIOXIDANTES

Los antioxidantes son sustancias que tienen la capacidad de retardar o prevenir la oxidación en presencia de oxígeno, o sea se encargan de contrarrestar los efectos nocivos de los radicales libres.

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2.2.3.1. Radicales libres

Los radicales libres son átomos o grupos de átomos que tienen un electrón (e-) desapareado en capacidad de aparearse, por lo que son muy reactivos. Estos radicales recorren nuestro organismo intentando robar un electrón de las moléculas estables, con el fin de alcanzar su estabilidad electroquímica (Venereo, 2002).

Una vez que el radical libre ha conseguido robar el electrón que necesita para aparear su electrón libre, la molécula estable que se lo cede se convierte a su vez en un radical libre, por quedar con un electrón desapareado, iniciándose así una verdadera reacción en cadena que destruye nuestras células. La vida biológica media del radical libre es de microsegundos; pero tiene la capacidad de reaccionar con todo lo que esté a su alrededor provocando un gran daño a las moléculas y a las membranas celulares. Los radicales libres no son intrínsecamente malos. De hecho, nuestro propio cuerpo los fabrica en cantidades moderadas para luchar contra bacterias y virus. Los radicales libres producidos por el cuerpo para llevar a cabo determinadas funciones son neutralizados fácilmente por nuestro propio sistema. Con este fin, nuestro cuerpo produce unas enzimas (como la catalasa o la dismutasa) que son las encargadas de neutralizarlos. Estas enzimas tienen la capacidad de desarmar los radicales libres sin desestabilizar su propio estado (Salas, 2011).

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14 aldehídos que producen distintos tipos de radicales libres en nuestro organismo. El consumo de aceites vegetales hidrogenados tales como la margarina y el consumo de ácidos grasos trans como los de las grasas de la carne y de la leche también contribuye al aumento de los radicales libres (Salas, 2011).

2.2.3.2. Sistema de defensa Antioxidante

El sistema de defensa antioxidante está constituido por un grupo de sustancias que al estar presente en concentraciones bajas con respecto al sustrato oxidable, retrasan o previenen significativamente la oxidación de este (Venereo, 2002).

Según Venereo (2002), como sustrato oxidable se pueden considerar casi todas las moléculas orgánicas o inorgánicas que se encuentran en las células vivas, como proteínas, lípidos, hidratos de carbono. Los antioxidantes impiden que otras moléculas se unan al oxígeno, al reaccionar más rápido con los radicales libres del oxígeno y las especies reactivas del oxígeno que con el resto de las moléculas presentes. La acción del antioxidante es de sacrificio de su propia integridad molecular para evitar alteraciones de moléculas (lípidos, proteínas, ADN, entre otros) funcionalmente vitales o más importantes. Los antioxidantes exógenos actúan como moléculas suicidas, ya que se oxidan al neutralizar al radical libre, por lo que la reposición de ellos debe ser continua, mediante la ingestión de los nutrientes que los contienen.

2.2.3.3. Capacidad Antioxidante

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15 Los mecanismos homeostáticos antioxidantes con los que el organismo enfrenta el daño oxidativo son específicos, afines, numerosos y diversos; reflejando la necesidad de hacer frente a la multiplicidad de formas de radicales libres y especies reactivas; también son numerosos los compartimientos donde actúan en el organismo y en las células (Quintanar, 2009).

El sistema amortiguador antioxidante puede ser evaluado indirectamente como una capacidad antioxidante total. Este parámetro puede ofrecer una idea de cómo se encuentra el conjunto de la respuesta antioxidante ante cada agresor oxidativo en cada sistema.

La evaluación depende del fluido, tejido o célula que se pretenda estudiar, ya que cada uno de los ambientes tiene diferentes sistemas antioxidantes y una conjunción o integración diferente. Así mismo, el tipo de sistema antioxidante predominante es heterogéneo y se debe de considerar para saber efectivamente que se está evaluando (Quintanar, 2009).

Las técnicas desarrolladas para medir la capacidad antioxidante total de las muestras biológicas valoran la habilidad de los compuestos antioxidantes (donantes de un hidrógeno o un electrón) presentes en el fluido o célula, para reducir las especies oxidantes introducidas (iniciador) en el sistema de ensayo, por lo que son, en general, clasificados como métodos de inhibición directos o indirectos del poder oxidante de una molécula estándar determinada que es el iniciador (Quintanar, 2009).

2.2.3.4. Clasificación de Antioxidantes

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16

Tabla 3. Clasificación Antioxidantes

Exógenos Endógenos Cofactores

Vitamina E Glutatión Cobre

Vitamina C Coenzima Q Zinc

Betacaroteno Ácido tióctico Manganeso

Flavonoides Enzimas:

 Superóxidodismutasa  Catalasa

 Glutatión peroxidasa

Hierro

Licopeno Selenio

2.2.4. CLOROFILA

Los pigmentos fotosintéticos (clorofilas, carotenoides, etc.) son fundamentales para transformar la energía lumínica en energía química, por medio de la fotosíntesis. En plantas superiores se encuentra, en su mayoría, la Clorofila a (PM=893.4) y en menor proporción la Clorofila b (PM=907.4). La relación entre ambas depende de las condiciones ambientales y de crecimiento. Una relación (a/b) de 3-4 se espera en plantas que han crecido bajo altas intensidades de luz y una relación de 2.5-3 se espera en plantas que han crecido con poca luz (Lichtenthaler, 1987).

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17

Figura 4. Estructura de Clorofilas a y b (Muñoz, 2005)

2.2.4.1. Acciones de la clorofila

Además de aportar energía vital en el proceso de la fotosíntesis, a la clorofila se le atribuyen propiedades oxigenantes y desintoxicantes además de ser un compuesto 100% natural y abundante. Estos pigmentos son fuentes de vitaminas y minerales altamente digeribles, y apoya a la circulación sanguínea, intestino, riñones e hígado al ayudar en su metabolismo (Espin, 2011).

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2.2.5. POLIFENOLES

Los compuestos fenólicos son el grupo más extenso de sustancias no energéticas presentes en los alimentos de origen vegetal. Por su característica antioxidante, en los últimos años se ha demostrado que una dieta rica en polifenoles vegetales puede mejorar la salud. Las características fisicoquímicas de estos compuestos, les permiten anticipar en distintas reacciones metabólicas celulares de óxido-reducción.

Estos compuestos denominados polifenoles se originan principalmente en las plantas, que los sintetizan en gran cantidad, como producto de su metabolismo secundario. Algunos son indispensables para las funciones fisiológicas vegetales. Otros participan en funciones de defensa ante situaciones de estrés y estímulos diversos (hídrico, luminoso, entre otros) (Quiñonez, Miguel, & Aleixandre, 2012).

2.2.5.1. Tipos de Polifenoles

Los polifenoles se clasifican, en general, en dos grupos principales: los flavonoides, que comparten el mismo esqueleto carbónico, y los no flavonoides, que difieren en esto entre sí. Dentro de ambos grupos hay varios subgrupos que comparten las características principales, en cuanto a propiedades químicas, solubilidad y polaridad (Mattivi, 2002).

Entre el grupo de los Flavonoides se encuentra:

 Antocianinas  Flavonoles  Flavonas  Flavanonas  Isoflavonas

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19  Proantoncianidinas (Wilson, 2009).

Flavonas Flavonoles Isoflavonas

Figura 5. Estructura Flavonoides (Collado, 2011)

Entre el grupo de los No Flavonoides se presentan:

 Ácidos fenólicos  Lignanos

 Estilbenos (Wilson, 2009).

Flavonas Lignanos Estilbenos

(36)

20

2.3. COLORIMETRÍA

2.3.1. COLOR

El color está asociado a las ondas electromagnéticas y más concretamente a su distribución espectral en el espectro visible. Las longitudes de onda de las radicaciones situadas entre el violeta y el rojo, del espectro visible, se extienden desde el 400 a 700 nm aproximadamente. Las radicaciones que se absorben son entonces reflejadas o transmitidas por los objetos, que son visibles por parte de los observadores (Ruíz, 2003).

En términos de física, el color de un objeto se mide y se representa por su curva espectrofotométrica; ésta es el trazado representativo de la parte reflejada o transmitida de la longitud de onda, en lo que se refiere al espectro visible de 400 a 700 nm (Ruíz, 2003).

2.3.2. EL ESPACIO COLORIMÉTRICO CIELAB

El espacio CIE 1976, llamado el sistema CIELAB, se basa en una transformación matemática del sistema CIE 1931, la cual busca, obtener un espacio uniforme en diferencias de colores; uno de los objetivos de esta investigación ha sido el de desarrollar un sistema mucho más fácil de interpretar y, al mismo tiempo, más fácil de referenciar. En el espacio CIELAB, se encuentra el método de identificación tridimensional, retomando la teoría de los tres pares antagonistas blanco-negro, rojo-verde, amarillo-azul de la visión de los colores.

(37)

21 los colores, pero es sobre todo mucho más sencillo a la hora de interpretar un punto de color y las diferencias colorimétricas (Ruíz, 2003).

(38)
(39)

22

3. METODOLOGÍA

3.1. MATERIAL VEGETAL

Para el estudio se utilizó Paico (Chenopodium ambrosioides) y Ortiga (Urtica dioica), plantas cosechadas en el cantón Cotacachi de la Provincia de Imbabura, Ecuador, en las plantaciones de la empresa Sumak Jambina de la Unión de Organizaciones Campesinas e Indígenas de Cotacachi (UNORCAC) como indica el anexo I y II. Las muestras fueron trasladadas, inmediatamente, a los laboratorios de la Facultad de Ingeniería de Alimentos de la Universidad Tecnológica Equinoccial.

3.2. TRATAMIENTO CON LUZ UV-C

Después de ser deshojadas las plantas como indica el anexo III y IV, las muestras, se dividieron en 2 grupos:

 Muestras Control (no irradiadas)  Muestras Irradiadas con dosis de:

o 3.2 kJ/m²

o 4.4 kJ/m²

o 6.0 kJ/m²

(40)

23

3.3. MÉTODOS DE ANÁLISIS

3.3.1. COLOR

Con un colorímetro de superficie, ChoromaMeter marca Konica Minolta, modelo CR-400 se midió como indica el anexo V el color de 20 hojas de cada tratamiento, utilizando la escala L*, a*, b*, Croma y Hue según (Soysal, 2004).

3.3.2. MEDIDA DEL CONTENIDO DE CLOROFILA

3.3.2.1. Preparación del extracto en acetona

Se prepararon tubos con tapa que contenían 10 ml de una mezcla acetona:agua (80:20). Se trituró el tejido vegetal con un molinillo PEABODY modelo PE-MC9103 y se pesó 0.5 g de tejido luego se colocó en un tubo falcón con 10 ml de la mezcla acetona:agua. Se agitaron a 500 rpm por 10 min en un agitador magnético marca Corning modelo PC-620D como indica el anexo VIII. Se centrifugaron en tubos Falcon a 5000 rpm por 5 min a 4ºC en centrifuga Hermle, Labnet modelo Z323K. El extracto cetónico fue almacenado en eppendorf a -40ºC como lo indica el anexo IX para su posterior análisis (Lichtenthaler, 1987).

3.3.2.2. Lectura de clorofila en espectrofotómetro

(41)

24 Ct=Ca+Cb=7.15Abs (663.8) +18.71Abs (646.3) [1]

Donde:

Ct = Clorofila total Ca= Clorofila alfa

Cb= Clorofila beta

Abs = Absorbancia

Con esta fórmula de cálculo se obtiene el valor de clorofila en microgramos por mililitros.

3.3.3. MEDIDA DE LA CAPACIDAD ANTIOXIDANTE

La capacidad antioxidante se determinó por espectrofotometría, basándose en la decoloración del radical ABTS*+. (RE, 1999)

El radical ABTS*+ se obtuvo tras la reacción de ABTS (7mM) con persulfato de potasio (2.45 mM) a temperatura ambiente, sin agitación y en oscuridad durante 16 h. Una vez formado el radical ABTS*+ se diluyó con etanol hasta obtener un valor de absorbancia de 0.700 ± 0.050 a 734 nm. Para la lectura de referencia se sustituyó el extracto por 10 µL del solvente de extracción. La capacidad antioxidante se expresó como equivalentes de Trolox, con una curva de calibración. Las medidas se realizaron por triplicado.

3.3.3.1. Preparación del extracto

(42)

25 min. Se separó el líquido sobrenadante y se llevó a un volumen final de 15 ml. El extracto se almacenó a -20ºC en eppendorf como indica el anexo XII.

3.3.3.2. Determinación de la Capacidad Antioxidante

A 1000 µl del reactivo ABTS+ se añadieron 50µl de extracto y se dejó cursar la reacción durante 3 min en agitación constante, se midió la absorbancia a 734 nm. en un espectrofotómetro THERMOSCIENTIFIC modelo EVOLUTION 60S UV-VISIBLE SPECTROPHOTOMETER. La capacidad antioxidante se expresó como equivalentes de Trolox, con una curva de calibración como indica el anexo XIII. Las medidas se realizaron por triplicado.

3.3.4. DETERMINACIÓN DE POLIFENOLES TOTALES

La determinación está basada en el uso del reactivo de Folin-Ciocalteu utilizado en cuantificación de polifenoles. Este interactúa con otras sustancias diferentes llevando a una estimación del contenido de polifenoles Slinkard & Singleton, 1977, Georgé, Brat, & Amiot, 2005, por lo que por diferencia, es decir, eliminando la interferencia que produce la vitamina C en la reacción, puede determinarse su contenido.

3.3.4.1. Preparación del extracto

(43)

26 entre 15 y 20 ml como lo indica el anexo X. El extracto se almacenó en botellas ámbar a una temperatura de -20ºC.

3.3.4.2. Determinación de Polifenoles

Los extractos cetónicos fueron tratados de dos formas diferentes A y B.

Muestra A

Se tomó una alícuota de 500ml de extracto cetónico y se lo llevó a un balón cubierto de papel aluminio de 10 ml con metanol hasta la marca de aforo. De esta dilución de tomó una alícuota de 500µl y se la colocó en un tubo de ensayo por triplicado. Se agrega 2.5ml de solución folin en los tubos y se agitó con vortex y se volvió a agitar en reposo durante 2 minutos. Se agrega 2 ml de solución de carbonato de sodio a cada tubo de ensayo. Se agitaron en el vortex y se colocaron en baño de agua a 50ºC por 15 minutos. Se enfriaron rápidamente en baño de hielo. Por último, se midió la absorbancia de cada tubo a 760nm.

Muestra B

(44)

27 se midió la absorbancia de cada tubo a 760nm. Se utilizó las siguientes ecuaciones:

Cn A= (y-b)/m*fd*V extractante (L)/masa de la muestra (g) [2]

Cn B= (y-b)/m*fd*V extractante (L)/masa de la muestra (g) [3]

Cn Polifenoles totales= CnA–CnB [4]

Donde:

Cn= Concentración de polifenoles totales como equivalente de ácido gálico (mg/g de muestra)

fd = Factor de dilución

V = Volumen de la muestra

y = Absorbancia

b = Intercepto en el eje y

3.3.5. ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO

Se realizó el recuento de aerobios mesófilos totales, E. coli, mohos y levaduras en placas 3M™ PetrifilmTM. Metodo AOAC , 3M Microbiology (2012)

Para la interpretación de resultados se utilizó la Guía de Interpretación 3M™ PetrifilmTM.

3.3.5.1. Preparación de la muestra e inoculación

(45)

28 como alícuota 1 ml de muestra y se inocularon en placas para recuento de mohos y levaduras, y placas para recuento de aerobios 3M™ PetrifilmTM.

3.3.5.2. Interpretación de resultados

Para el recuento de aerobios mesófilos y E. coli las placas se incubaron durante 48 ± 3 horas a 35° C ± 1° C, según el método AOAC 990.12 (2005).

Para la interpretación de recuento de aerobios mesófilos totales, se utilizó la Guía de interpretación (Petrifilm, 2004), donde explica que se identifican por colonias rojas sin importar su tamaño o la intensidad de tono rojo.

En la interpretación Petrifilm (2004) para el recuento de mohos y levaduras sugiere incubar las placas por 5 días entre 21 y 25° C según el método AOAC 997.02 (2005).

La Guía de interpretación 3M Petrifilm, muestra la diferencia entre las colonias de mohos y levaduras.

3.4. DISEÑO EXPERIMENTAL Y ANÁLISIS ESTADÍSTICO

(46)
(47)

29

4. ANÁLISIS DE RESULTADOS

4.1. PAICO

A continuación se presentan los resultados obtenidos para el paico en los análisis de laboratorio realizados.

4.1.1. COLOR

En la Tabla 1 se muestran los valores L, a*, b*, Hue y croma (C)

correspondientes a la medida del color inmediatamente después de irradiar las muestras. Como se puede observar no existe diferencia significativa entre los valores para los diferentes tratamientos. Se observa además que los valores de a* y b* se encuentran en el cuadrante II del diagrama CIELAB correspondiente al color verde.

Tabla 4. Tabla de resultados de color para paico (Chenopodium ambrosioides) control y tratadas con 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m²

MUESTRA L a* b* Hue C

CONTROL 39.298ᵃ±2.477 -13.305ᵃ±0.836 20.614ᵃ±2.201 123.030ᵃ±1.143 23.129ᵃ±1.233 DOSIS 3.2

kJ/m² 40.329ᵃ±0.957 -13.198ᵃ±0.017 20.958ᵃ±4.265 123.832ᵃ±1.142 23.422ᵃ±1.189 DOSIS 4.4

kJ/m² 40.403ᵃ±1.011 -13.818ᵃ±0.246 20.509ᵃ±0.746 123.492ᵃ±1.178 23.411ᵃ±1.367 DOSIS 6.0

kJ/m² 39.410ᵃ±0.492 -13.290ᵃ±0.095 20.567ᵃ±0.538 123.823ᵃ±1.044 23.369ᵃ±1.424

(48)

30

4.1.2. CLOROFILA

Figura 8. Contenido de clorofila en paico (Chenopodium ambrosioides) control y tratadas con 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m²

En la Figura 5. Se observa que las muestras irradiadas presentan un incremento en el contenido de clorofila; el incremento es mayor a una mayor dosis de radiación. Con respecto a la muestra control, las dosis de 3.2 y 4.4 kJ/m2 muestran un incremento de 2.200 y 2.358 µg/ml y no presentan

diferencia significativa con la muestra control. Por otro lado la dosis de 6.0 kJ/m² muestra un incremento de 4.271 µg/ml que presenta diferencia significativa con la muestra control (p<0.05).

Según Costa et al. (2006) en el estudio de floretes de brócoli no presentaron cambios directos en la molécula de clorofila después de irradiarlos con UV-C, pero existió un aumento de la enzima clorofilasa. Esta enzima actúa en la biosíntesis de clorofila (Navarro, 2011). Esto se lo puede relacionar con el incremento de los valores de clorofila en las muestras irradiadas, presentes en este trabajo.

0 5 10 15 20 25 30 35 40

Control Dosis 3.2 kJ/m² Dosis 4.4 kJ/m² Dosis 6.0 kJ/m²

µg

de clorof

ila

(49)

31 Con base en los datos experimentales se puede decir que el aumento de clorofila no se ve representado en el color, puesto que no existió diferencia significativa en el análisis hecho previamente.

4.1.3. CAPACIDAD ANTIOXIDANTE

Figura 9. Capacidad antioxidante del paico (Chenopodium ambrosioides) control y tratadas con 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m²

En la Figura 6 se observa que a mayor dosis de radiación mayor es el incremento de la capacidad antioxidante. Respecto a la muestra control las dosis de 3.2 y 4.4 kJ/m2 no presentan diferencia significativa y muestran un incremento de 0.009 y 0.018 mg equivalente de Trolox / g de tejido, respectivamente. Por otro lado la dosis de 6.0 kJ/m² muestra un incremento de 0.071 mg equivalente de Trolox /g de tejido presentando una diferencia significativa con la muestra control. Resultados semejantes se encontraron en pimientos irradiados en el estudio de Vicente, Pineda, Lemoine, Civello, Martínez, & Chaves (2005), en donde el uso de la irradiación ultravioleta de que presentaron un mayor poder antioxidante inmediatamente después de ser irradiados. 0 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,35

Control Dosis 3.2 kJ/m² Dosis 4.4 kJ/m² Dosis 6.0 kJ/m²

(50)

32

4.1.4. POLIFENOLES

Figura 10. Cantidad de polifenoles del paico (Chenopodium ambrosioides) control y tratadas con 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m²

Como se puede observar en la Figura 7, el tratamiento poscosecha de luz ultravioleta influencia de forma directa a la cantidad de polifenoles totales en las muestras analizadas. Todas las muestras irradiadas muestran incremento del contenido de polifenoles y presentan diferencia significativa con la muestra control. El incremento del contenido de polifenoles de las dosis de 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m2 es de 0.191, 0.217 y 0.427 mg equivalente de ácido gálico / g de tejido respectivamente. El aumento de la cantidad polifenoles, según Foyer, Descoutviéres, & Kunert (1994), puede deberse a que el tratamiento de UV-C ha estimulado la síntesis de la enzima fenilalanina amonio-liasa (PAL) lo que ayuda a la síntesis de fenoles, ligninas y la biosíntesis de flavonoles como una respuesta de defensa a la UV-C. Este efecto involucra el aumento o activación de compuestos antioxidantes y la inactivación de enzimas en algunos sistemas vegetales.

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2

Control Dosis 3.2 kJ/m² Dosis 4.4 kJ/m² Dosis 6.0 kJ/m²

(51)

33

4.2. ORTIGA

De la misma manera, a continuación, se presentan los resultados obtenidos para la ortiga en los análisis de laboratorio realizados, teniendo en cuenta los parámetros previamente explicados: color, clorofila, capacidad antioxidante y polifenoles.

4.2.1. COLOR

Tabla 5. Tabla de resultados de color de la ortiga (Urtica dioica) control y tratadas con 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m²

MUESTRAS L a* b* Hue C

CONTROL 39.107ᵃ±0.652 -10.683ᵃ±0.196 14.931ᵃ±0.283 122.690ᵃ±1.343 18.409ᵃ±1.111 DOSIS 3.2

kJ/m² 38.736ᵃ±1.674 -10.659ᵃ±0.136 15.114ᵃ±0.432 123.190ᵃ±1.279 18.231ᵃ±0.912 DOSIS 4.4

kJ/m² 38.715ᵃ±0.792 -10.552ᵃ±0.159 15.246ᵃ±0.943 123.708ᵃ±1.381 18.372ᵃ±1.012 DOSIS 6.0

kJ/m² 38.943ᵃ±1.034 -10.350ᵃ±0.996 15.534ᵃ±0.652 123.363ᵃ±1.278 18.670ᵃ±0.985

En la Tabla 2 se muestra los valores correspondientes al color. De la misma manera que el paico, no se presentan cambios significativos en los resultados de color inmediatamente después de irradiar las muestras. Los valores indican que se encuentra en el II cuadrante del diagrama CIELAB.

Al analizar Croma, se observa que en el tratamiento de 3.2, kJ/m2 disminuye levemente los valores 0.178. Para la dosis de 4.4 kJ/m2 también existe disminución en los datos 0.037. Con 6.0 kJ/m2 existe un crecimiento con respecto al control de 0.261. Todos estos resultados no representan diferencias significativas. En el caso del Hue los datos presentan un incremento pero no presentan diferencias significativas.

(52)

34 pretratados con 10 kJ/m2,además de un ligero aumento de la luminosidad (Costa, Vicente, Civello, Chaves, & G., 2006). Corroborando los datos expuestos en el presente trabajo ya que las tres dosis de radiación a la que fue expuesta la ortiga no fueron suficientes para que se dé una diferencia significativa en el color.

4.2.2. CLOROFILA

Figura 11. Cantidad de clorofila de la ortiga (Urtica dioica) control y tratadas con 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m²

Las muestras tratadas con radiación UV-C presentan un incremento en la cantidad de clorofila. La dosis de 3.2 kJ/m2 muestra un incremento de 3.060 µg/ml, la dosis de 4.4 kJ/m2 un aumento de 10.005 µg/ml y la dosis de 6.0 kJ/m² muestra un crecimiento de 10.044 µg/ml. Todos los resultados representan una diferencia significativa con respecto al control. Como se puede observar entre los tratamientos de 4.4 kJ/m2 y 6.0 kJ/m² no existe diferencia significativa entre sí.

Según Costa et al. (2006) en el estudio de floretes de brócoli no presentaron cambios directos en la molécula de clorofila después de irradiarlos con

UV-0 5 10 15 20 25 30 35 40

Control Dosis 3.2 kJ/m² Dosis 4.4 kJ/m² Dosis 6.0 kJ/m²

µg

de clorof

ila

(53)

35 C, pero existió un aumento de la enzima clorofilasa. Esta enzima actúa en la biosíntesis de clorofila (Navarro, 2011). Esto se lo puede relacionar con el incremento de los valores de clorofila en las muestras irradiadas, presentes en este trabajo.

Con base en los datos experimentales se puede concluir que el aumento de clorofila como en el caso del paico no se ve representado en el color, puesto que no existió diferencia significativa en el análisis colorimétrico hecho previamente.

4.2.3. CAPACIDAD ANTIOXIDANTE

Figura 12. Capacidad antioxidante de la ortiga (Urtica dioica) control y tratadas con 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m²

Las muestras tratadas con radiación UV-C presentan incremento en la capacidad antioxidante con respecto a la muestra control. La dosis de 3.2 kJ/m2 muestra un incremento de 0.034 y la dosis de 4.4 kJ/m2 un aumento

de 0.055 mg equivalente de Trolox / g de tejido con respecto al control. Ambas dosis presentan diferencia significativa. Por otro lado se destaca la

0 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,35

Control Dosis 3.2 kJ/m² Dosis 4.4 kJ/m² Dosis 6.0 kJ/m²

(54)

36 dosis de 6.0 kJ/m² dado que muestra un crecimiento de 0.081 mg equivalente de Trolox / g de tejido, igual que las otras dosis esta presenta diferencia significativa.

Este incremento en los resultados se relacionan con lo encontrado por Vicente, Pineda, Lemoine, Civello, Martínez, & Chaves (2005), en donde el uso de la irradiación ultravioleta de onda corta en pimientos presentaron un mayor poder antioxidante inmediatamente después de ser irradiados.

Por otro lado los resultados del repollo mínimamente procesado muestran una menor capacidad antioxidante después de ser tratado con luz UV-C (Ruiz, Qüesta, & Rodríguez, 2010). Esto se debe al sobre estrés sometido en el procesamiento y su posterior irradiación con UV-C.

4.2.4. POLIFENOLES

Figura 13. Cantidad de polifenoles en la ortiga (Urtica dioica) control y tratadas con 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m²

Como se puede observar, el tratamiento poscosecha de luz ultravioleta incrementa la cantidad de polifenoles totales en las muestras analizadas. La dosis de 3.2 kJ/m2 muestra un incremento de 0.126 y la dosis de 4.4 kJ/m2 un aumento de 0.193 mg equivalente de ácido gálico / g de tejido. Ambas

0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6

Control Dosis 3.2 kJ/m² Dosis 4.4 kJ/m² Dosis 6.0 kJ/m²

(55)

37 dosis no tienen diferencia significativa con respecto al control. Por otro lado la dosis de 6.0 kJ/m² si representa una diferencia significativa pues aumenta su cantidad de polifenoles totales en 0.245 mg equivalente de Trolox / g liofilizado.

Los resultados de polifenoles totales tienen relación con lo dicho por Foyer, Descoutviéres, & Kunert (1994). El aumento de la cantidad polifenoles es la respuesta de defensa a la UV-C. Este efecto involucra el aumento o activación de compuestos antioxidantes y la inactivación de enzimas en algunos sistemas vegetales. El tratamiento de UV-C ha estimulado la síntesis de la enzima fenilalanina amonio-liasa (PAL) lo que ayuda a la síntesis de fenoles, ligninas y la biosíntesis de flavonoles.

4.3. TABLA GENERAL DE RESULTADOS

En base a lo expuesto, la siguiente tabla presenta una consolidación de los resultados individuales hallados con el objetivo de facilitar la comparación y el análisis.

Tabla 6. Tabla general de resultados de paico (Chenopodium ambrosioides) y ortiga (Urtica dioica) control y tratadas con 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m²

Clorofila Capacidad Antioxidante Polifenoles

PAICO

Control 28.924 b ± 5.185 0.240 b ± 0.070 0.512 b ± 0.277 Dosis 3.2 kJ/m² 31.124 ab ± 1.658 0.249 b ± 0.068 0.703 ab ± 0.331 Dosis 4.4 kJ/m² 31.283 ab ± 1.734 0.258 b ± 0.059 0.729 ab ± 0.063 Dosis 6.0 kJ/m² 33.195 a ± 4.018 0.311 a ± 0.067 0.939 a ± 0.205

ORTIGA

Control 23.468 b ± 2.629 0.234 b ± 0.013 0.228b ± 0.048 Dosis 3.2 kJ/m² 26.528 b ± 2.776 0.268 ab ± 0.030 0.354 ab ± 0.168 Dosis 4.4 kJ/m² 33.473 a ± 3.097 0.289 ab ± 0.041 0.421 ab ± 0.175 Dosis 6.0 kJ/m² 33.512 a ± 2.220 0.315 a ±0.018 0.473 a ± 0.051

(56)

38 ortiga. La dosis de 4.4 kJ/m2 presenta 8.16% paico y 42.63% en ortiga con respecto al control. En la dosis de 6.0 kJ/m2 que presentó un aumento del 14.77% en el paico y la ortiga un aumento del 42.80% con respecto al control. Como se puede observar la ortiga presenta mayores incrementos en la cantidad de clorofila en todos los tratamientos.

A su vez la capacidad antioxidante la dosis de 3.2 kJ/m2 muestra un incremento de 3.75% en el caso del paico y 14.53% en ortiga. La dosis de 4.4 kJ/m2 presenta en paico un aumento del 7.5% y 23.5% en ortiga con respecto al control. En la dosis de 6.0 kJ/m2 que presentó un aumento del 29.58% en el paico y la ortiga un aumento del 34.62%.

La cantidad de polifenoles totales sube en la dosis de 3.2 kJ/m2 y muestra un incremento de 37.3% en el caso del paico y 55.26% en ortiga. La dosis de 4.4 kJ/m2 presenta en paico un aumento del 42.38% y 84.65% en ortiga con respecto al control. En la dosis de 6.0 kJ/m2 que presentó mayor cantidad de polifenoles, un 83.39% en el paico y un 107.45% en la ortiga con respecto al control.

Con base en los datos experimentales se puede concluir que los polifenoles aumentan considerablemente en sus valores y tienen incidencia directa con el aumento de la capacidad antioxidante total. La dosis de 6.0 kJ/m2 fue el tratamiento que mejores resultados presentó.

(57)

39

4.4. TABLA DE RESULTADOS MICROBIOLÓGICOS

Tabla 7. Tabla de resultados microbiológicos de paico (Chenopodium ambrosioides) y ortiga (Urtica dioica) control y tratadas con 6.0 kJ/m²

Aerobios Totales E. Coli Mohos + Levaduras

Mohos Levadu. Mohos Levadu.

Control Dosis 6.0 kJ/m² Control Dosis 6.0 kJ/m² Control Dosis 6.0 kJ/m²

PAICO 4.46 ulog 3.90 ulog 4.61 ulog --- 3.5 ulog 3.6 ulog 3.3 ulog 3.4 ulog

ORTIGA 5.67 ulog 4.57 ulog 4.51 ulog 3.32 ulog 4.5 ulog 4.6 ulog 3.7 ulog 3.8 ulog

En este cuadro de resultados microbiológicos se puede observar la influencia de la radiación UV-C de 6.0 kJ/m2 en el paico y la ortiga. El poder germicida de este tratamiento se vuelve notorio tras la disminución en las unidades logarítmicas en Aerobios Totales, Escherichia Coli y mohos y levaduras. El mecanismo de acción directo de UV-C interviene en la inactivación microbiana porque produce mutaciones y daña el ADN, además de generar de compuestos fungicidas. (Rivera-Pastrana, 2007).

En la fresa tratada con UV-C hubo una disminución de entre el 43 hasta el 78% en mohos y levaduras y un 92% en el caso de las bacterias. (Beltrán, 2010)

En el presente trabajo los valores de aerobios mesófilos en el paico bajan un 12.56%. La ortiga, a su vez, tiene una disminución del 19.41% en el conteo de estas bacterias. En cuanto a los mohos y levaduras el paico disminuyo 5.72% en unidades logarítmicas y la ortiga 17.77%.

(58)

(59)

40

5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

5.1. CONCLUSIONES

 Los resultados de color, tanto en el paico como en la ortiga, no presentaron diferencias significativas con los tratamientos de 3.2, 4.4 y 6.0 kJ/m2.

 Los valores de clorofila, capacidad antioxidante total y polifenoles totales fueron más altos con la dosis de 6.0 kJ/m2. Concluyendo que fue la dosis adecuada para las dos especies analizadas.

 La clorofila, en la dosis de 6.0 kJ/m2, aumentó en un 14.77% y un 42.80% en el paico y en la ortiga respectivamente.

 El paico (Chenopodium ambrosioides) y la ortiga (Urtica Dioica) aumentaron su capacidad antioxidante en un 29.58% y en un 34.62% de los valores iniciales respectivamente bajo la influencia de la radiación UV-C de 6.0 kJ/m2.

 Los polifenoles sufrieron un cambio significativo entre las muestras control y las tratadas con UV-C, siendo un aumento del 83.39% y 107.45% para el paico y la ortiga respectivamente, como defensa por el estrés ejercido en la planta por la irradiación.

 Existe una fuerte relación entre la cantidad de polifenoles y la capacidad antioxidante total.

(60)

41 un 12.56% en el caso del paico y 19.41% con la ortiga. En cuanto a los mohos y levaduras el paico disminuyo 5.72% en unidades logarítmicas y la ortiga 17.77%.

5.2. RECOMENDACIONES

 Estudiar tratamientos poscosecha combinados.

 Por ser de fácil aplicación, es recomendable que se realice un estudio de prefactibilidad para la introducción de este tratamiento poscosecha en la empresa Sumak Jambina.

(61)
(62)

42

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ANEXO I. PLANTACIÓN DE ORTIGA (URTICA DIOICA) EN LA ZONA ANDINA DE COTACACHI

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ANEXO VII. EMPACAQUE DE PAICO Y ORTIGA EN PAPEL ALUMINIO Y ALMACENADOS EN FUNDAS PLÁSTICAS ZIPLOC® EN UN

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ANEXO IX. EXTRACTO DE CLOROFILA PAICO (CHENOPODIUM

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