METODOLOGÍAS BIOANALITICAS AVANZADAS (Curso académico )

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MÓDULO MATERIA CURSO SEMESTRE CRÉDITOS TIPO

Biotecnológico Metodologías Bioanalíticas Avanzadas 3º 5º 6 Optativa

PROFESOR(ES)

DIRECCIÓN COMPLETA DE CONTACTO PARA TUTORÍAS (Dirección postal, teléfono, correo electrónico, etc.)

Antonio Segura Carretero María Isabel Borrás Linares

Despacho 10, Dpto. Química Analítica, Facultad de Ciencias

Tlf: 958248435, 655984310, 78154 (Interno UGR) e-mail: ansegura@ugr.es

e-mail: iborras@ugr.es

HORARIO DE TUTORÍAS

Los horarios de tutoría están recogidas en el página WEB del Departamento de Química Analítica

GRADO EN EL QUE SE IMPARTE OTROS GRADOS A LOS QUE SE PODRÍA OFERTAR

Grado en Bioquímica

PRERREQUISITOS Y/O RECOMENDACIONES (si procede)

BREVE DESCRIPCIÓN DE CONTENIDOS (SEGÚN MEMORIA DE VERIFICACIÓN DEL GRADO)

Espectrometrías moleculares avanzadas: Resonancia Magnética Nuclear y Espectrometría de Masas. Aplicaciones en screening de biomarcadores.

Espectrometrías atómicas: Espectroscopía de Absorción Atómica, ICP e ICP-MS. Aplicaciones en metalómica.

Separaciones instrumentales de alta resolución: CG, HPLC y Electroforesis capilar. Técnicas acopladas. Aplicaciones a biomoléculas.

Sensores y Biosensores. Tipos. Electroquímicos y ópticos. Sensores comerciales.

COMPETENCIAS GENERALES Y ESPECÍFICAS Generales/transversales:

METODOLOGÍAS BIOANALITICAS AVANZADAS (Curso académico 2014-15)

GUIA DOCENTE DE LA ASIGNATURA

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Página 2 CT1.- Adquirir la capacidad de razonamiento crítico y autocrítico.

CT2.- Saber trabajar en equipo de forma colaborativa y con responsabilidad compartida. CT3.- Tener un compromiso ético y preocupación por la deontología profesional.

CT4.- Tener capacidad de aprendizaje y trabajo autónomo. CT5.- Saber aplicar los principios del método científico.

CT6.- Saber reconocer y analizar un problema, identificando sus componentes esenciales, y planear una estrategia científica para resolverlo.

CT7.- Saber utilizar las herramientas informáticas básicas para la comunicación, la búsqueda de información, y el tratamiento de datos en su actividad profesional.

Específicas:

CE1.- Entender las bases físicas y químicas de los procesos biológicos, así como las principales herramientas físicas, químicas y matemáticas utilizadas para investigarlos.

CE16.- Conocer los principios y aplicaciones de los principales métodos experimentales e instrumentación utilizados en Bioquímica y Biología Molecular, con énfasis en las técnicas de aislamiento y caracterización de macromoléculas biológicas.

CE19.- Conocer como se determinan en el laboratorio clínico los marcadores genéticos, moleculares y

bioquímicos asociados a las diferentes patologías, y ser capaz de evaluar de forma crítica como pueden usarse en el diagnóstico y en el pronóstico de las enfermedades.

CE21.- Poseer las habilidades “cuantitativas” para el trabajo en el laboratorio bioquímico, incluyendo la capacidad de preparar reactivos para experimentos de manera exacta y reproducible.

CE22- Saber trabajar de forma adecuada en un laboratorio bioquímico con material biológico y químico, incluyendo seguridad, manipulación, eliminación de residuos biológicos y químicos, y registro anotado de actividades.

OBJETIVOS (EXPRESADOS COMO RESULTADOS ESPERABLES DE LA ENSEÑANZA)

El objetivo general es introducir al estudiante de Grado en los conocimientos y proporcionarle las capacidades relacionadas con la aplicación de diferentes técnicas bioanalíticas avanzadas (cromatografía de gases,

cromatografía líquida y/o electroforesis capilar acopladas a espectrometría de masas y/o resonancia magnética nuclear; espectroscopía de absorción atómica, espectroscopía de emisión atómica y técnicas con sistemas de atomización de plasma (ICP-MS); Sensores y biosensores) a sistemas biológicos y a la resolución de problemáticas dentro del campo de la metabolómica, metalómica y otros problemas bioanalíticos.

TEMARIO DETALLADO DE LA ASIGNATURA

TEMARIO TEÓRICO (para grupo grande):

Tema 1. Introducción a la Bioanalítica: Definición de Bioanalítica. Diversidad de problemas bioanalíticos en el mundo actual. Metodología general en el análisis. Problemas asociados al análisis de muestras biológicas. Tipos de muestras. Composición de las muestras biológicas. El proceso analítico en las muestras biológicas.

Tema 2. Análisis metabolómico: Definiciones y campos de aplicación. Estrategias y metodología analítica en metabolómica. Tipos de muestras. Procedimientos de limpieza “clean up”. Filtración. Ultrafiltración.

Centrifugación. Osmosis. Extracción de metabolitos.Extracción líquido-liquido. Extracción sólido-líquido. Microextracción en fase sólida. Otros sistemas de extracción.

Tema 3. Técnicas de análisis en metabolómica I: Técnicas separativas continuas. Clasificación. Cromatografía de gases: Introducción, fundamentos de separación, detectores y acoplamiento a

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Página 3 cromatografía de gases, detectores, acoplamiento a espectrometría de masas y aplicaciones en

metabolómica. Electroforesis capilar: Introducción, fundamentos de separación, detectores, acoplamiento a espectrometría de masas y aplicaciones en metabolómica.

Tema 4. Técnicas de análisis en metabolómica II: Espectrometría de masas: Introducción, fundamentos, tipos de analizadores e interpretación de datos de espectrometría de masas. Aplicaciones y ejemplos. Resonancia magnética nuclear: Introducción, fundamentos e interpretación de espectros. Aplicaciones y ejemplos.

Tema 5. Análisis de metales en muestras biológicas: Interacción metales-sistemas biológicos (metalómica). Técnicas de análisis de metales: Espectroscopía de absorción atómica, de emisión atómica y técnicas con sistemas de atomización de plasma. Aplicaciones y ejemplos.

Tema 6. Introducción a los sensores (bio)químicos: Clasificación. Sensores electroquímicos. Electrodos selectivos de iones (ISEs). Sensores ópticos. Biosensores: Tipos; Inmovilización de reactivos; Biosensores catalíticos; Biosensores de afinidad. Sensores de aplicación en bioanalítica.

TEMARIO PRÁCTICO:

Seminario práctico en grupos reducidos:

 Interpretación de datos de espectrometría de masas y resonancia magnética nuclear.

Clases prácticas de Laboratorio y en aulas de informática en grupos reducidos:  Aplicaciones de la bioanalítica en estudios metabolómicos.

 Tratamiento de muestras biológicas.

 Análisis de metabolitos secundarios de muestras vegetales mediante técnicas analíticas avanzadas.  Análisis metabolómico de muestras biológicas mediante técnicas separativas.

 Procesamiento de datos en metabolómica y metalómica

 Utilización de bases de datos y software específico en metabolómica.  Análisis de metales por espectroscopía de absorción atómica

 Análisis mediante sensores químicos de muestras de interés biológico. BIBLIOGRAFÍA

BIBLIOGRAFÍA FUNDAMENTAL:

 Principles and practice of bioanalysis. 2ª ed. R. F. Venn (editor). CRC Press. Taylor & Francis group. New York, 2008

 Principios de análisis instrumental. D.A. Skoog, F.J. Holler y T.A. Nieman. McGraw-Hill/Interamericana. Madrid, 2001.

 Metabolome analysis: An introduction, G. Silas, Research and Markets, 2009.

 Bioanalytical Chemistry. S. R. Mikkelsen and E. Cortón. Wiley-Interscience. John Wiley & Sons, 2004  Chemical sensors and biosensors. B.R. Eggins, John Wiley & Sons, 2002.

 The Handbook of Metabonomics and Metabolomics. J. C. Lindon, J. K. Nicholson y E. Holmes ed.;Ed. Elsevier. 2010

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Página 4 BIBLIOGRAFÍA COMPLEMENTARIA:

 Principles and practice of bioanalysis. 2ª ed. R. F. Venn (editor). CRC Press. Taylor & Francis group. New York, 2008.

 Bioanalytical Chemistry, Susan R. Mikkelsen, Eduardo Cortón, Wiley-interscience. 2004

 Técnicas Instrumentales en Farmacia y Ciencias de la Salud, O. Valls, B. del Castillo, Ediciones Piros, 2005.

 Fundamentos y Técnicas de Análisis Bioquímico. Principios de Análisis Instrumental, M.C. D’Ocon Davaza, M.J. García García-Saavedra, J.C. Vicene García, Paraninfo, Madrid, 2006

 Espectroscopía atómica electrotérmica analítica. A. J. Aller. Univ. León. Secretariado de public. 2003  Metabolomics: Metabolites, Metabonomics, and Analytical Technologies (Hardcover). J.S. Knapp y

W.L. Cabrera, Nova Publishers 2010. ENLACES RECOMENDADOS http://www.metabolomicssociety.org/tutorials http://www.thermo.com/com/cda/article/general/1,,20594,00.html#top http://www.genome.jp/ligand/ http://www.foodbs.org/foodb http://www.drugbank.ca/ http://www.hmdb.ca/ http://www.pathmetrics.com/ http://pht.tu-bs.de/PHT/ METODOLOGÍA DOCENTE

ACTIVIDAD FORMATIVA COMPETENCIAS ECTS %

Pr es en cia le s

Clases de teoría, problemas y casos prácticos

Con las que se pretende que el alumno adquiera capacidad de razonamiento crítico y autocrítico, Saber reconocer y analizar un problema, identificando sus componentes esenciales, y planear una estrategia científica para resolverlo, aplicando los principios del método científico

Entender las bases físicas y químicas de los procesos biológicos.

Conocer los principios y aplicaciones de los principales métodos experimentales e instrumentación utilizados en Bioquímica y Biología Molecular, con énfasis en las técnicas de aislamiento y caracterización de

macromoléculas biológicas.

Conocer como se determinan en el laboratorio clínico los marcadores genéticos, moleculares y bioquímicos asociados a diferentes patologías, y cómo pueden usarse en el diagnóstico y en el pronóstico de las enfermedades. CT1, CT5, CT6 CE1, CE16, CE19 1’2 (30 h) 20 40%

Clases prácticas de laboratorio y/o informática

El alumno podrá adquirir la capacidad de razonamiento crítico y autocrítico, saber trabajar en equipo de forma colaborativa y con responsabilidad compartida.

CT1, CT2, CT4, CT5, CT7 CE1, CE16, CE19, CE21, 0’84 (21 h) 14

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Página 5 Tener capacidad de aprendizaje y trabajo autónomo.

Saber aplicar los principios del método científico. Saber utilizar las herramientas informáticas básicas para la comunicación, la búsqueda de información, y el tratamiento de datos.

Entender las bases físicas y químicas de los procesos biológicos

Conocer los principios y aplicaciones de los principales métodos experimentales e instrumentación utilizados en Bioquímica y Biología Molecular, con énfasis en las técnicas de aislamiento y caracterización de

macromoléculas biológicas.

Conocer como se determinan en el laboratorio clínico los marcadores genéticos, moleculares y bioquímicos asociados a diferentes patologías, y cómo pueden usarse en el diagnóstico y en el pronóstico de las enfermedades.

Poseer las habilidades “cuantitativas” para el trabajo en el laboratorio bioquímico, incluyendo la capacidad de preparar reactivos para experimentos de manera exacta y reproducible.

Saber trabajar de forma adecuada en un laboratorio bioquímico con material biológico y químico, incluyendo seguridad, manipulación, eliminación de residuos biológicos y químicos, y registro anotado de actividades.

CE22

Seminarios

Con ellos se adquirirá capacidad de razonamiento crítico y autocrítico.

Se aprenderá a trabajar en equipo de forma colaborativa y con responsabilidad compartida.

Se utilizarán las herramientas informáticas básicas para la comunicación, la búsqueda de información, y el tratamiento de datos en su actividad profesional.

CT1, CT2, CT7 (3 h) 0’12 2

Tutorías individuales y/o en grupos reducidos

Con las que adquirir la capacidad de razonamiento crítico y autocrítico.

Saber trabajar en equipo de forma colaborativa y con responsabilidad compartida.

CT1, CT2 (3 h) 0’12 2

Realización de exámenes

Con lo que se adquirirá capacidad de razonamiento crítico y autocrítico.

Saber aplicar los principios del método científico. Saber utilizar las herramientas informáticas básicas para la comunicación, la búsqueda de información, y el tratamiento de datos en su actividad profesional.

CT1, CT5, CT7 (3 h) 0’12 2

PROGRAMA DE ACTIVIDADES

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Página 6 5º Clases de teoría, problemas y casos prácticos (horas) Clases prácticas de laboratorio (horas) Seminarios (horas) Tutorías en grupos reducidos(h oras) Examen Contenidos Estudio de teoría y problemas (horas) Preparación y estudio de prácticas (horas) Preparación de trabajos (horas)

Semana 1 Tema 1 2 Bioanalítica 3.5

Semana 2 Tema 2 2 Estrategias en análisis

metabolómico 3.5

Semana 3 Tema 3 2 Técnicas separativas: CG 3.5

Semana 4 Tema 3 2 3 Técnicas separativas: HPLC Tratamiento de muestras biológicas 3.5

Semana 5 Tema 3 2 Técnicas separativas: HPLC 3.5

Semana 6 Tema 3 2 Técnicas separativas: EC 3.5

Semana 7 Tema 4 2 3 Sistemas de detección: MS Interpretación de datos de espectrometría de masas y resonancia magnética nuclear 3.5 Semana8 Tema 4 2 Sistemas de detección: MS 3.5 2

Semana9 Tema 4 2 Sistemas de detección: MS 3.5 2 4

Semana 10 Tema 4 2 9 Sistemas de detección: RMN Tratamiento de muestras biológicas para análisis Análisis metabolómico de muestras biológicas Determinación de parámetros bioquímicos en sangre y orina 3.5 2 4

Semana 11 Tema 5 2 Metalómica 3.5 2 4

Semana 12 Tema 5 2 3 ICP-MS Aplicaciones de metabolómica en bioquímica 3.5 2 4

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Página 7 Análisis de metales por espectroscopía de absorción atómica Semana 14 Tema 6 2 3 3 Sensores químicos Aplicaciones bioqímicas de sensores 3.5

Semana 15 Tema 6 2 3 Sensores bioquímicos 3.5

Total horas 30 21 3 3 3 60 10 20

EVALUACIÓN (INSTRUMENTOS DE EVALUACIÓN, CRITERIOS DE EVALUACIÓN Y PORCENTAJE SOBRE LA CALIFICACIÓN FINAL, ETC.)

Evaluación Ordinaria (por curso)

**Nota: Para que se tengan en cuenta todos los porcentajes, el alumno debe superar una nota mínima de 4

sobre 10 en el examen escrito así como tener una asistencia a prácticas y seminarios igual o superior al 80 % de las sesiones establecidas.

Evaluación Extraordinaria

El examen extraordinario será un examen escrito que supondrá el 55% de la asignatura el resto de calificaciones serán las de la evaluación ordinaria (por curso)

Aquellos alumnos que por motivos laborales, estado de salud, discapacidad o cualquier otra causa debidamente justificada no puedan cumplir con el método de evaluación continua, podrán acogerse a una

SISTEMA DE EVALUACIÓN % CALIFICACIÓN FINAL Competencias

Evaluación de los contenidos teóricos. Se realizarán 2 exámenes parciales (pruebas de

respuesta múltiple) 55

CT1, CT5, CT6 CE1, CE16, CE19 Exposición de trabajos. Se evaluarán

conocimientos, capacidad de comunicación, claridad de la presentación, participación activa, bibliografía utilizada, actitud crítica.

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CT1, CT5, CT6 CE1, CE16, CE19 Asistencia, realización de informes de prácticas y

evaluación. La asistencia a las clases prácticas es obligatoria. Se evaluarán mediante la realización de un examen escrito (12%), trabajo en equipo (3%) y la valoración de la actividad y resultados obtenidos en el laboratorio (5%). 20 CT1, CT2, CT4, CT5, CT7, CE1, CE16, CE19, CE21, CE22 Asistencia, participación y evaluación de

seminarios. Se evaluarán mediante la realización de un examen escrito (12%) y la participación y presencialidad (3%). 15 CT1, CT2, CT4, CT5, CT7, CE1, CE16, CE19, CE21, CE22

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evaluación única final. Para ello, el estudiante, en las dos primeras semanas de impartición de la asignatura, lo solicitará al Director del Departamento, quien dará traslado al profesorado correspondiente, alegando y acreditando las razones que le asisten para no poder seguir el sistema de evaluación continua. Los alumnos que se acojan a esta modalidad de evaluación única final:

1.- Si el alumno asiste a las prácticas de la asignatura y realiza el examen correspondiente se enfrentará a un examen escrito sobre la teoría del temario de la asignatura en cualquiera de las convocatorias (ordinaria y/o extraordinaria).

2.- Si el alumno no asiste a las prácticas deberá de realizar un examen escrito teórico-práctico de la asignatura en cualquiera de las convocatorias (ordinaria y/o extraordinaria).

INFORMACIÓN ADICIONAL

Las fechas de los exámenes serán para la evaluación ordinaria y la evaluación final extraordinaria los fijados por el Grado de Bioquímica y publicados en la página web de la Facultad de Ciencias y/o Grado de

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