UNIVERSIDAD TÉCNICA ESTATAL DE QUEVEDO
FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES
ESCUELA DE INGENIERÍA FORESTAL
Proyecto de Investigación previo a la obtención del título de Ingeniera Forestal
Proyecto de investigación:
“DESINFECCIÓN DE SUSTRATOS PARA EL CONTROL DE FITOPATÓGENOS EN LA GERMINACIÓN Y DESARROLLO DE PLÁNTULAS DE Ochroma pyramidale (Cav. Ex.
Lam.)Urb. (balsa) A NIVEL DE VIVERO”
Autor:
VILLVICENCIO MURILLO MAROLI MABEL
Director del Proyecto de Investigación:
ING. FOR. LOPEZ TOBAR ROLANDO MANUEL MSC.
QUEVEDO – LOS RÍOS – ECUADOR 2019
ii
Declaración de Autoría y Cesión de Derechos
Yo, Maroli Mabel Villavicencio Murillo , declaro bajo juramento que el trabajo aquí descrito es de mi autoría; el cual no ha sido previamente presentado para ningún grado o calificación profesional y que he consultado las referencias bibliográficas que se incluyen en este documento.
La Universidad Tecnica Estatal de Quevedo, puede hacer uso de los derechos correspondientes a este trabajo, según lo establecido por la Ley de Propiedad Intelectual, por su Reglamento y por la normatividad institucional vigente.
--- Maroli Mabel Villavicencio Murillo
iii
Certificación del Director de Proyecto de Investigación
El suscrito, Ing. For. Rolando Manuel López Tobar, Docente de la Universidad Técnica Estatal de Quevedo, certifica que el Estudiante Maroli Mabel Viilavicencio Murillo , realizó el Proyecto de Investigación de grado titulado Desinfección de sustratos para el control de fitopatógenos en la germinación y desarrollo de plántulas de Ochroma pyramidale (Cav. Ex.Lam.)Urb. (balsa) a nivel de vivero. previo a la obtencion del título de Ingeniero Forestal, bajo mi dirección, habiendo cumplido con todas las disposiciones reglamentarias establecidas para el efecto.
---
Ing. For. Rolando Manuel López Tobar
iv
UNIVERSIDAD TÉCNICA ESTATAL DE QUEVEDO
FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES
CARRERA DE INGENIERÍA FORESTAL
PROYECTO DE INVESTIGACIÓN:Desinfección de sustratos para el control de Fitopatógenos en la germinación y desarrollo de plántulas de Ochroma pyramidale (Cav. Ex.Lam.)Urb. (balsa) a nivel de
vivero.
Presentado al Consejo Directivo como requisito previo a la obtención del Título de Ingeniera Forestal:
APROBADO POR:
Ing. Carlos Belezaca P. Ph.D.
PRESIDENTE DEL TRIBUNAL
Ing. Nicolás Cruz, Ph.D. Ing. Enrique Nieto, Ph.D.
INTEGRANTE DEL TRIBUNAL INTEGRANTE DEL TRIBUNAL
Quevedo - Los Ríos - Ecuador 2019
v
AGRADECIEMIENTO
A Dios, todo poderoso, que me ha conservado con vida, salud, me dio inteligencia, y ha guiado, cuidado de mí hasta hoy.
A mis padres, por su dedicación y amor incondicional, y a mis abuelos por brindarme su ayuda y su amor, y a mis hermanos y mi sobrina.
A la escuela de Ingeniería Forestal, Facultad de Ciencias Ambientales, por darme la oportunidad de formarme académicamente y culminar mis estudios.
A mi tutor Ing. Rolando López Tobar y mis docentes Dr. Carlos Belezaca Pinargote, Ing. Edwin Jiménez, Ing. Pedro Suatunce, gracias por su ayuda brindada.
A la empresa PLANTABAL 3A COMPOSITIES S.A., por haberme facilitado sus instalaciones para realizar este trabajo de investigación, de esta manera muy especial mi gratitud al Ing. Marcelino Guachambala, gerente del departamento de Genética, a la Ing. Cinthia Zambrano, Ing. Bernardo Castro, Ing. Geovanna Loor, por depositar su confianza en mí y por su ayuda para realizar este proyecto.
Al Ing. Ricardo Paredes, Jefe de vivero, quien me ayudó mucho con el proyecto de investigación y al personal de trabajo de vivero quienes forman parte de este proyecto por su ayuda incondicional en especial el Sr. Marcelo.
A mis compañeros tesistas Henry Huaraca, Nicolás Yépez, Erick Pinargote, Kevin Villacis gracias por acompañarme día a día y por brindarme su amistad.
A mis compañeros y amigos Ximena C, Derian S, Kevin A, Danny S, Mery A, María L, Jennifer M, Kevin P, Cristian A, Paulo I, Angie S, Joselyn Q, Karla L, Luis C, Mariela M, Rony S, Jean Pierre S .
A mi mejor amigo Jefferson Castro, gracias por siempre estar conmigo, escucharme y ayudarme cuando lo necesito siempre estaré agradecida te quiero 3 millones.
vi
DEDICATORIA
A Dios, por permitirme alcanzar esta meta que es muy importante para mí y gracias por darme paciencia y sabiduría para poder triunfar en la vida profesional.
A mis queridos padres, Rodolfo Samuel Villavicencio Suarez y Fabiola del Rosario Murillo Cercado, y mi querido hermano Elkin Rodolfo Villavicencio Murillo y a la niña de mis ojos mi Génesis Fabiana Villavicencio Murillo y Adriana Annabelle Villavicencio Murillo por brindarme su amor y su apoyo durante este camino muy difícil y de lucha, a mis abuelitos queridos que siempre me apoyan y me apoyaran gracias por darme buenos consejos y todo el amor del mundo son mis segundos padres viviré siempre agradecida.
vii
RESUMEN EJECUTIVO
La presente investigación se realizó en la empresa PLANTABAL 3A COMPOSITIES S.A, ubicada en el cantón Quevedo, perteneciente a la provincia de los Ríos. Se planteó determinar el tratamiento con mayor eficacia en la desinfección de sustrato para el control de Fusarium spp bajo invernadero en el semillero de balsa (Ochroma pyramidale). Se procedió a desinfectar los sustratos Compost de balsa convencional y Sustrato de tierra pura, mediante vapor, basamid y tindalización, se realizaron análisis de suelo y carga microbiana, y por último se sembraron las semillas de balsa. Los 19 tratamientos se distribuyeron en un diseño completo al azar (DCA), cada tratamiento estuvo constituido por 1176 plántulas de balsa distribuidas en 14 bandejas de 84 cavidades cada una. En plantas de 3.5 semanas de germinación, se evaluaron variables fenotípicas, y para el efecto se empleó 98 plantas por tratamientos (7 plantas por bandeja). La menor carga microbiana (bacteria y hongos), se registró en el sustrato Suelo puro con basamid. La mejor desinfección de sustrato se determinó en compost de balsa con desinfección basamid en proporción (400 g / m3), superando al compost de balsa pura (testigo). El mayor porcentaje
de germinación fue notable en compost de balsa con desinfección a tindalización con un porcentaje de 99,49%. En el análisis de variables fenotípicas, los mejores tratamientos fueron 3 y 9.
viii
ABSTRACT
The present investigation was carried out in the company PLANTABAL 3A COMPOSITIES S.A, located in the canton Quevedo, belonging to the province of Los Ríos. It was proposed to determine the treatment with greater efficacy in the disinfection of substrate for the control of Fusarium spp under greenhouse in the balsa seedbed (Ochroma pyramidale). We proceeded to disinfect the substrates Compost of conventional raft and Substrate of pure earth, by means of steam, basamid and tindalization, analyzes of soil and microbial load were carried out, and finally the balsa seeds were sown. The 19 treatments were distributed in a complete randomized design (DCA), each treatment consisted of 1176 balsa seedlings distributed in 14 trays of 84 cavities each. In plants of 3.5 weeks of germination, phenotypic variables were evaluated, and for the effect, 98 plants were used per treatment (7 plants per tray). The lowest microbial load (bacteria and fungi) was recorded in the substrate Pure soil with basamid. The best substrate disinfection was determined in balsa compost with basamid disinfection in proportion (400 g / m3), surpassing the pure balsa compost (control). The highest percentage of germination was remarkable in balsa compost with disinfection to tindalization with a percentage of 99.49%. In the analysis of phenotypic variables, the best treatments were 3 and 9
ix
Índice
Contenido
Págs.
Declaración de Autoría y Cesión de Derechos ... ii
Certificación del Director de Proyecto de Investigación ... iii
AGRADECIEMIENTO ... v
DEDICATORIA ... vi
RESUMEN EJECUTIVO ... vii
ABSTRACT ... viii
Índice ... ix
Índice de cuadros ... xii
Índice de gráficos ... xiii
Código Dublín ... xiv
INTRODUCCIÓN ... 1 CAPÍTULO I ... 3 CONTEXTUALIZACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN ... 3 1.1. Problematización de la Investigación ... 4 1.1.1. Diagnóstico ... 4 1.1.2. Pronóstico ... 4
1.1.3. Formulación del problema ... 4
1.1.4. Sistematización ... 4 1.2. Objetivos ... 5 1.2.1. General ... 5 1.2.2. Específicos ... 5 1.3. Justificación ... 5 CAPÍTULO II ... 6
FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA DE LA INVESTIGACIÓN ... 6
2.1. Marco Conceptual ... 7
2.1.1. Sustrato ... 7
2.1.2. Características del sustrato ... 7
2.1.2.1. Propiedades físicas ... 7
2.1.2.3. Otras propiedades ... 8
x
2.1.4. Mezclas del sustrato ... 9
2.1.5. Descripción de los materiales del sustrato ... 10
2.1.5.1. Compost de balsa ... 10
2.1.5.2. Tierra Pura ... 10
2.1.6. Finalidad del sustrato ... 10
2.1.7. Desinfección de sustratos ... 11 2.1.8. Vapor ... 11 2.1.9. Basamid ... 11 2.1.9.1. Dosificación ... 12 2.1.10. Tindalización ... 12 2.1.11. Patógenos ... 13 2.1.11.1. Fusarium spp. ... 13 2.1.11.2. Phytophthora spp. ... 13
2.1.12. Balsa Ochroma pyramidale (Cav.ex Lam.) Urb ... 14
2.1.12.1. Descripción taxonómica ... 14 2.1.12.2. Descripción botánica ... 14 2.1.12.3. Ecología ... 15 2.1.12.4. Distribución ... 16 2.1.12.5. Características edafoclimaticas ... 16 2.1.12.6. Usos de la madera ... 16 2.1.13. Productos químicos... 17 2.1.13.1. Bacthon ... 17 2.1.13.2. Tricho-D ... 17 2.1.13.3. Micosplag ... 18 2.1.13.4. Bionutrientes ... 18 2.2. Marco Referencial ... 19 CAPÍTULO III ... 21 METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN ... 21 3.1. Materiales y métodos ... 22
3.1.1. Localización del área a evaluar ... 22
3.1.2. Materiales ... 23
3.1.2.1. Materiales de campo ... 23
3.1.2.2. Materiales de oficina ... 23
xi
3.2. Tipo de investigación ... 24
3.3. Metodología ... 24
3.3.1. Tratamientos y Diseño experimental ... 24
3.3.1.1. Dosis de los bioproductos utilizados ... 26
3.3.1.2. Tratamiento pre-germinativo, siembra y riego ... 27
3.3.1.3. Variables estudiadas ... 27
3.3.2. Análisis estadístico ... 28
CAPÍTULO IV ... 30
RESULTADOS Y DISCUSION ... 30
4.1. Análisis de suelo referente a carga microbiana ... 31
4.1.1. Recuento bacterias a partir de muestras de suelo ... 31
4.1.2. Recuento hongos a partir de muestras de suelo ... 31
4.2. Análisis de variables fenotípicas ... 32
4.2.1. Altura ... 32 4.2.2. Diámetro ... 33 4.2.3. Largo de tallo ... 34 4.2.4. Peso de tallo ... 36 4.2.5. Peso de raíz ... 37 4.2.6. Peso de hoja ... 38
4.2.7. Porcentaje de germinación de Balsa ... 39
4.3. Análisis del suelo ... 39
4.3.1. Carga eléctrica y nitrógeno total orgánico ... 40
4.3.2. Aniones ... 40 4.3.3. Cationes ... 40 4.3.4. Micro elementos ... 40 4.4. Discusión ... 43 CAPITULO V ... 45 CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ... 45 5.1. Conclusiones ... 46 5.2. Recomendaciones ... 47 CAPITULO VI ... 48 REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS ... 48 6. Bibliografía ... 49 CAPITULO VII ... 52
xii
ANEXOS ... 52
Índice de cuadros
Cuadro 1. Tratamientos empleados para la desinfección de sustratos en la multiplicación de balsa a nivel de vivero. ... 25
Cuadro 2. Alturas promedio de plantas de O. pyramidale (cm) de 3.5 semanas de edad en sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes + bacterias. Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican medias estadísticamente similares (P <0.05). ... 32
Cuadro 3. Diámetros promedios de plantas de O. pyramidale (cm) de 3.5 semanas de edad en sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes + bacterias. Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican medias estadísticamente similares (P <0.05). ... 34
Cuadro 4. Largo de tallo, promedios de plantas de O. pyramidale (cm) de 3.5 semanas de edad en sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes + bacterias. Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican medias estadísticamente similares (P <0.05). ... 35
Cuadro 5. Longitud de raíz, promedios de plantas de O. pyramidale (cm) de 3.5 semanas de edad en sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes + bacterias. Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican medias estadísticamente similares (P <0.05). ... 36
Cuadro 6. Peso de tallo, promedios de plantas de O. pyramidale (cm) de 3.5 semanas de edad en sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes + bacterias. Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican medias estadísticamente similares (P <0.05). ... 36
Cuadro 7. Peso de raíz, promedios de plantas de O. pyramidale (cm) de 3.5 semanas de edad en sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes + bacterias. Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican medias estadísticamente similares (P <0.05). ... 37
Cuadro 8. Peso de hojas, promedios de plantas de O. pyramidale (cm) de 3.5 semanas de edad en sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes + bacterias.
xiii
Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican medias estadísticamente similares (P <0.05). ... 38
Cuadro 9. Análisis químico (macro y micronutrientes) a muestras del sustrato utilizadas en el estudio. ... 42
Índice de gráficos
Gráfico 1. Localización del vivero perteneciente a la empresa PLANTABAL S.A. ... 22
Gráfico 2.- Densidad bacteriana en unidades formadoras de colonias por gramo de suelo (UFC g-1 s). ... 31 Gráfico 3- Densidad microbiana unidades formadoras de colonias (hongos) por gramo de suelo (UFC g-1 s). ... 32
xiv
Código Dublín
Título:
Desinfección de sustratos para el control de fitopatógenos en la
germinación y desarrollo de plántulas de Ochroma pyramidale (Cav.
Ex.Lam.)Urb. (balsa) a nivel de vivero.
Autora: Villavicencio Murillo Maroli Mabel
Palabras claves: Desinfección Balsa Sustrato Tratamiento Fitopatógenos
Fecha de publicación:
Editorial: FCAMB; Carrera de Ingeniería Forestal; Villavicencio , M.
Resumen:
La presente investigación se realizó en la empresa PLANTABAL 3A COMPOSITIES S.A, ubicada en el cantón Quevedo, perteneciente a la provincia de los Ríos. Se planteó determinar el tratamiento con mayor
eficacia en la desinfección de sustrato para el control de Fusarium spp
bajo invernadero en el semillero de balsa (Ochroma pyramidale). Se
procedió a desinfectar los sustratos Compost de balsa convencional y Sustrato de tierra pura, mediante vapor, basamid y tindalización, se realizaron análisis de suelo y carga microbiana, y por último se sembraron las semillas de balsa. Los 19 tratamientos se distribuyeron en un diseño completo al azar (DCA), cada tratamiento estuvo constituido por 1176 plántulas de balsa distribuidas en 14 bandejas de 84 cavidades cada una. En plantas de 3.5 semanas de germinación, se evaluaron variables fenotípicas, y para el efecto se empleó 98 plantas por tratamientos (7 plantas por bandeja). La menor carga microbiana (bacteria y hongos), se registró en el sustrato Suelo puro con basamid. La mejor desinfección de sustrato se determinó en compost de balsa con desinfección basamid en
proporción (400 g / m3), superando al compost de balsa pura (testigo). El
mayor porcentaje de germinación fue notable en compost de balsa con desinfección a tindalización con un porcentaje de 99,49%. En el análisis de variables fenotípicas, los mejores tratamientos fueron 3 y 9.
Descripción: 62 Hojas: dimensiones, 29 x 21 cm + CD-ROM
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INTRODUCCIÓN
Ochroma pyramidale, comúnmente conocida como balsa, es una especie forestal y maderera, que se cultiva de manera natural y por reforestación, especialmente en la selva sub-tropical de Ecuador, donde es uno de los recursos forestales y maderables de mayor aprovechamiento; por tal razón es uno de los rubros económicos de importancia en la economía de nuestro país. En el comercio internacional se conoce por su nombre común de balso ecuatoriano. La especie ha alcanzado un alto nivel de desarrollo, desde su reforestación hasta su posterior transformación, convirtiéndola en la madera de balsa de mayor calidad a nivel mundial (Gonzáles et al., 2010).
En la actualidad, Ecuador posee, más de 20 mil hectáreas de plantaciones entre bosques naturales y reforestados. Siendo las zonas de mayor producción las provincias del Guayas, El Oro, Los Ríos y Pichincha (Gonzáles et al., 2010).
En nuestro país apenas 10 por ciento es utilizado para elaborar artesanías caseras, mientras que el 90 por ciento se exporta principalmente a Estados Unidos y Comunidad Económica Europea en forma de tableros, láminas, bloques y madera aserrada (Gonzáles et al , 2010).
La germinación de las semillas es un proceso fisiológico complejo causado por inhibición de agua después de los posibles mecanismos de latencia. La variación y la velocidad de la germinación total ocurren en la mayoría de las especies que se reproducen por semillas. La variación existe entre poblaciones y entre semillas de la misma planta. Los mecanismos que regulan el inicio de la germinación están bajo presiones selectivas; así; la variación de la capacidad germinativa entre y dentro de las especies se interpreta como una adaptación a las condiciones específicas del hábitat local y regional (Jiménez et al., 2017).
La Ventaja de cultivar en invernadero es controlar con precisión el suministro de insumos de acuerdo al desarrollo fenológico, manejar las condiciones de temperatura, ventilación, humedad, luminosidad, bióxido de carbono, control de organismos nocivos, etc. El resultado final se traduce en una mejor productividad, mayor rendimiento, sin embargo, así como los invernaderos propician condiciones óptimas para el desarrollo de los cultivos también aportan las condiciones ideales para la proliferación de enfermedades (Aguirre, 2013).
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El componente biológico, posible causal de una enfermedad puede estar asociado a la presencia de un hongo que son los organismos más frecuentes, que pueden ocasionar enfermedades a la plántula, o actuar como vectores de otros organismos dañinos, por ello es necesario conocer su ciclo de vida para un efectivo diagnóstico.
Respecto a la germinación y crecimiento de la balsa con la aplicación de diversos sustratos, se cuenta con información moderada que ratifiquen los resultados de estos tratamientos, por lo cual el presente estudio se refiere a la búsqueda de un mejor sustrato y tratamiento pre-germinativo que ayude a la producción de esta especie de forma cuali - cuantitativa (Jiménez et al., 2017).
CAPÍTULO I
4
1.1.
Problematización de la Investigación
1.1.1.
Diagnóstico
Se desconoce cuál es el método de desinfección más eficiente para sustrato que se aplicara en Ochroma pyramidale (balsa).
1.1.2.
Pronóstico
Se pronostica que existe un método de desinfección para evitar Fitopatógenos y obtener un buen desarrollo en Ochroma pyramidale (balsa).
1.1.3.
Formulación del problema
¿Qué tipo de procedimiento se debe de realizar para obtener el mejor método de desinfección de sustratos para el control de Fitopatógenos en la germinación y desarrollo de plántulas de
Ochroma pyramidale (balsa) a nivel de vivero?
1.1.4.
Sistematización
¿Cuáles son los tratamientos con mayor eficacia en la desinfección del sustrato para el control de Fusarium spp y Phythopthoraen el semillero de balsa?
5
1.2.
Objetivos
1.2.1.
General
Establecer métodos de desinfección de sustratos para el control de Fitopatógenos en la germinación y desarrollo de plántulas de Ochroma pyramidale (balsa) a nivel de vivero.
1.2.2.
Específicos
Determinar el tratamiento con mayor eficacia en la desinfección de sustratos para el control de Fusarium spp y Phythopthora en semilleros de balsa (Ochroma pyramidale) bajo invernadero.
Evaluar el crecimiento de balsa (Ochroma pyramidale) bajo invernadero.
1.3.
Justificación
La balsa al ser una especie comercial a nivel nacional e internacional, genera un alto valor comercial y un gran aporte económico para el país, gracias a su exportación y de la misma manera incrementa la superficie plantada en el desarrollo forestal, generando empleo.
La complejidad de la enfermedad y los diferentes agentes que se pueden desencadenar ha hecho necesario revisar los procesos de producción de las plántulas de balsa, atribuyendo la presencia del daño fisiológico en el tallo de la balsa por donde ingresan agentes patógenos por lo cual, se realizará principalmente una desinfección del sustrato para reducir o eliminar los agentes causales.
En la presente investigación se evaluaron diferentes métodos de desinfección de los sustratos y se evaluara la germinación y crecimiento inicial de ochroma pyramidale a nivel de vivero. Al aplicar los métodos de desinfección de sustratos se buscó reducir el porcentaje de incidencia de fusarium sp, la cual se traducirá para la producción de las plántulas.
CAPÍTULO II
FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA DE LA
INVESTIGACIÓN
7
2.1.
Marco Conceptual
2.1.1. Sustrato
Un sustrato es la mezcla de distintos materiales utilizados en un vivero, entre los que encontramos: tierra vegetal, tierra negra, arenilla, lama, guano, compost y tierra del lugar. El sustrato de almacigo es el medio en el cual germinarán las semillas. Este debe ser un material fino, poroso, suelto y liviano, de tal manera que permita una buena formación de la raíz un sustrato adecuado es aquel que elimina o minimiza los efectos de los problemas en la producción de plantas. El sustrato de los almácigos debe presentar textura franco arenosa, los envases deben presentar consistencia adecuada para mantener la semilla en su sitio el volumen no debe variar drásticamente con los cambios de humedad, textura media para asegurar un drenaje adecuado y buena capacidad de retención de humedad, fertilidad adecuada, libre de sales y materia orgánica (Miriam, 2014).
2.1.2. Características del sustrato
El mejor sustrato de cultivo para cada caso concreto, variará de acuerdo con numerosos factores: tipo de material vegetal con el que se trabaja (semillas, plantas, estacas, etc.), especie vegetal, condiciones climáticas, sistemas y programas de riego y fertilización, aspectos económicos, etc. Las plantas pueden ser sostenidas y cultivadas en diferentes tipos de materiales. De hecho, las plantas pueden ser cultivadas y sobrevivir en cualquier medio de cultivo si las raíces pueden penetrar en el sustrato (Rodríguez, 2013).
Para obtener buenos resultados durante la germinación, el enraizamiento y el crecimiento de las plantas, se requieren las siguientes características del medio de cultivo:
2.1.2.1. Propiedades físicas
A. Elevada capacidad de retención de agua fácilmente disponible o asimilable.
B. Suficiente suministro de aire.
C. Distribución del tamaño de las partículas que mantenga las condiciones antes mencionadas.
8
D. Baja densidad aparente, elevada porosidad total.
E. Estructura estable, que impida la contracción (o hinchazón) del sustrato
2.1.2.2. Propiedades químicas
A. Baja o apreciable capacidad de intercambio catiónico, dependiendo de que la fertirrigación se aplique permanentemente o de modo intermitente, respectivamente.
B. Suficiente nivel de nutrientes asimilables.
C. Baja salinidad.
D. pH ligeramente ácido y moderada capacidad tampón.
E. Mínima velocidad de descomposición.
2.1.2.3. Otras propiedades
A. Libre de semillas de malas arvenses, nemátodos y otros patógenos, y sustancias fitotóxicas.
B. Reproducibilidad y disponibilidad.
C. Bajo costo.
D. Fácil de mezclar.
E. Fácil de desinfectar y estabilidad frente a la desinfección.
F. Resistencia a cambios extremos físicos, químicos y ambientales (Rodríguez, 2013).
2.1.3. Funciones del sustrato
Hay cuatro funciones con las que debe cumplir un medio para mantener un buen crecimiento de las plantas (VIFINEX, 2002).
Proporcionar un anclaje y soporte para la planta.
Retener humedad de modo que esté disponible para la planta.
Permitir el intercambio de gases entre las raíces y la atmósfera.
9
La única función garantizada por el medio, después de hecha la mezcla, es el soporte; las demás deben ser controladas por el productor. Para alcanzar sus funciones el sustrato utilizado debe ser (VIFINEX, 2002):
De peso liviano.
De buena porosidad.
Bien drenado, pero con buena capacidad de retención de humedad.
Ligeramente ácido y con buena capacidad de intercambio de cationes.
Capaz de mantener un volumen constante tanto cuando está húmedo o seco.
Fácil de almacenar por periodos largos sin cambios en sus propiedades físicas y químicas.
De fácil manejo y mezcla.
2.1.4. Mezclas del sustrato
La mezcla de la mayoría de los materiales inorgánicos con orgánicos, juega un papel importante en la obtención de uno nuevo, dado que la materia orgánica es un componente activo y su incorporación en el sustrato inorgánico mejora el espacio poroso, incrementa la retención de humedad y capacidad de intercambio catiónico. Por otra parte, en los sustratos las propiedades físicas se consideran más relevantes que las químicas, debido a que estas últimas son difíciles de corregir después de establecer el cultivo, por lo que desde el inicio deben ser las más apropiadas (Morales y Casanova, 2015).
Para cumplir con el suministro de agua y aire, los sustratos orgánicos deben poseer una porosidad mayor del 85% y capacidad de retención de agua, aunado a un drenaje rápido y una aireación entre 10 y 30%. Un elemento importante a considerar cuando se utilizan materiales orgánicos es su contenido de materia orgánica, ya que la biodegradabilidad de esta afecta las propiedades del sustrato, principalmente las físicas, dado que constituye la mayor parte de la fase sólida (Morales y Casanova, 2015).
En mezclas de materiales orgánicos e inorgánicos, cuando el tamaño de partícula del material inorgánico es mayor a 1 mm de diámetro que el orgánico, la capacidad de aireación se
10
incrementa, lo que facilita el trasporte de nutrimentos y el desarrollo de las raíces (Morales y Casanova, 2015).
2.1.5. Descripción de los materiales del sustrato 2.1.5.1. Compost de balsa
Es el proceso biológico anaeróbico, mediante el cual los microorganismos actúan sobre la materia orgánica degradando los residuos de la balsa y transformándolos a compost de balsa para ser utilizado en vivero que es utilizada en la siembra de semillas de balsa.
2.1.5.2. Tierra Pura
Tierra pura o también conocida como tierra de sembrado es un medio el cual sirve para cultivar plantas, se lo obtiene recolectando la primera capara de tierra de los cultivos de cacao o de guaba, el sustrato de tierra pura es un material orgánico y para utilizarlo en vivero y para otras plantas ornamentales se realiza una desinfección para eliminar hongos y patógenos.
2.1.6. Finalidad del sustrato
Se conoce que las características de los sustratos han de ser diferentes en función de su finalidad; por ejemplo, si va destinado a unos semilleros se requiere un sustrato de fácil manejo, con el mínimo de perturbación para las raíces, de textura fina y elevada retención de agua para mantener una humedad constante, escasa capacidad de nutrición y baja salinidad. Características diferentes deberían de tener los sustratos destinados al enraizamiento o crecimiento y desarrollo de las plantas (Pastor, 2000).
No obstante, se debe ir as allá, ya que se tiene constancia de que las características de os sustratos inducen características diferenciales de las plantas que crecen en ellos. En este sentido, se obtienen plantas cuyo destino sea trasplantarlas a un terreno definitivo (Pastor, 2000).
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Esto puede provocar que para las zonas con elevadas restricciones hídricas y con escasos aportes de lluvia sea un aspecto a considerar, ya que puede aumentar el índice de supervivencia de las plantas trasplantadas al terreno definitivo (Pastor, 2000).
2.1.7. Desinfección de sustratos
La desinfección del suelo es necesaria para luchar contra los organismos como hongos, bacterias y nematodos, los cuales se incrementan año a año. La investigación en el mundo está dirigida a buscar métodos de desinfección de suelo económicos, sin riesgos y con mínimo efecto negativo sobre el medio ambiente.
Es necesario e importante desinfectar los sustratos para almácigos debido a que un hongo o enfermedad podría eliminar miles de plántulas. Se puede desinfectar de las siguientes maneras: Aplicar agua hirviendo con regadera, formol concentrado al 40% (Paco, 2014).
2.1.8. Vapor
El vapor de agua se produce en una caldera y se libera de ella bajo ligera presión (33.77 a 101.32 Pa). La tasa de inyección del vapor de agua no debe exceder la tasa de condensación, la cual es 87.963 kg h–1 m–2 de superficie del medio expuesta, cuando ocurre esta condición, el vapor no fluye hacia el exterior del sustrato. Al mezclar aire con el vapor de agua, la temperatura de la mezcla se reduce de 100 º C a temperaturas más bajas pero sin condensación del vapor. La temperatura exacta del vapor de agua aireado depende de la temperatura del aire, humedad relativa y temperatura del vapor de agua saturado (Chávez, 2019).
2.1.9. Basamid
Basamid Granulado (Dazomet 98%) es un fumigante en formulación micro granulada para el tratamiento del suelo en pre-plantación utilizado para el control de plagas y enfermedades transmitidas por el suelo. Se trata, por tanto, de un fumigante capaz de combatir hongos, nematodos (formas móviles y formadores de nódulos), insectos así como malas hierbas (de semilla y de rizoma). Su principio activo (Dazomet) también presenta una eficacia
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contrastada frente a diversas bacterias en hortícolas, ornamentales, tubérculos, bulbos, solanáceas y replantación de frutales. El producto Basamid es totalmente respetuoso con el medio ambiente encajando perfectamente entre las alternativas de desinfección de suelos al Bromuro de Metilo (BM), producto tradicionalmente utilizado pero retirado por su efecto en la reducción de ozono, puede aplicarse tanto en invernadero como en campo abierto, incorporándolo al terreno en la fase previa al cultivo mostrando una alta eficacia si se respetan los plazos de espera entre desinfección, aireación y plantación. En función de la severidad de la plaga o de la enfermedad transmitida, Basamid puede aplicarse como único producto o en combinación con otros, quedando idealmente incluido en el programa de desinfección de suelos CLEANSTART de Certis (Dossier, 2010).
2.1.9.1. Dosificación
A continuación se muestran los usos autorizados de Basamid indicando las dosis recomendadas calculadas para profundidades de labor de 20 a 25cm. En los casos que se requiera desinfectar a mayor profundidad, se añadirán de 15 a 20 gr /m2 de Basamid por cada 10 cm de aumento. La incorporación superficial (5-10 cm) puede resultar efectiva en el control de malas hierbas (Dossier, 2010).
2.1.10. Tindalización
Este tratamiento es también denominado esterilización intermitente, y consiste básicamente en tratamientos térmicos repetitivos con descansos entre ellos de aproximadamente 24 horas. En el primer tratamiento se destruyen las formas vegetativas, mientras que las esporuladas que sobreviven vuelven a la forma vegetativa durante el reposo, para luego ser tratadas nuevamente con calor. En general se efectúan tres tratamientos en este tipo de método (Alejandro, 2012).
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2.1.11. Patógenos 2.1.11.1. Fusarium spp.
Fusarium oxysporum es un organismo muy amplio a nivel de especie, se han clasificado más de 120 diferentes formas especiales (formae specialis). Este término está basado en la infección que produce el patógeno en un hospedante específico. Las formas especiales a su vez se subdividen en razas, las cuales han sido descritas al basarse en la habilidad del patógeno de infectar diferentes haplotipos o variedades en una especie hospedante (Retana
et al., 2017).
Los principales mecanismos de dispersión del patógeno son los movimientos de suelo infectado, el agua de escorrentía y el uso de almácigo infectado. Este hongo tiene la capacidad de sobrevivir por largos periodos en el suelo, debido a sus estructuras de resistencia denominadas clamidosporas, lo que vuelve inefectiva la rotación de cultivos a corto (Retana et al., 2017).
2.1.11.2. Phytophthora spp.
Phytophthora es un patógeno con un mecanismo de acción eficiente debido a que puede sobrevivir en los residuos de cosecha eliminados y/o abandonados en un campo que ha sido destruido por la enfermedad. Bajo condiciones ambientales favorables, produce esporangios, los cuales se diseminan por el aire o por el suelo a otros cultivos. El patógeno inicia su desarrollo y los esporangios pueden infectar, a través del suelo, del agua de riego y del aire, las raíces, los tallos y el follaje sanos. El patógeno se incrementa en las plantas infectadas, luego invade plantas del mismo campo y posteriormente, constituye un foco de infección para otros campos. Las oosporas, las cuales se encuentran en los residuos vegetales y/o en el suelo y tienen una viabilidad hasta de 2 años, constituyen otra fuente de infección (Aristizábal y Torres, 2015).
El mecanismo de infección se da cuando las estructuras reproductivas se establecen en las hojas y/o en el lugar de inserción de la hoja con el tallo. La infección en las hojas se produce en el ápice y en los bordes de los foliolos, donde casi siempre existe una película de agua. La infección en campo normalmente ocurre bajo condiciones de temperatura y humedad
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relativa alta, por encima de los 25°C y 90-95% de humedad relativa. Los esporangios penetran a través de las estomas o directamente por la cutícula. Finalmente, las células mueren, los tejidos se necrosan y las hojas infectadas muestran manchas negras o marrones. El desarrollo del patógeno continúa dentro de los tejidos a lo largo de los espacios intercelulares y también dentro de las células. Otro mecanismo de infección se produce a través del suelo. La humedad, la cantidad de esporangios viables que caen, la temperatura del suelo y probablemente la condición supresiva de los suelos y la susceptibilidad de la especie favorecen la infección en el campo (Aristizábal y Torres, 2015).
2.1.12.Balsa Ochroma pyramidale (Cav.ex Lam.) Urb
Ochroma pyramidale, también llamada balsa, es una especie forestal y maderera que posee gran demanda en el mercado internacional. Se cultiva de manera natural y por reforestación, especialmente en la selva sub-tropical de Ecuador, donde es uno de los recursos forestales y maderables de mayor aprovechamiento; por tal razón es uno de los rubros económicos de importancia en la economía de nuestro país.
2.1.12.1. Descripción taxonómica Reino: Plantae División: Magnoliophyta Clase: Magnoliopsida Orden: Malvales Familia: Malvacea Género: Ochroma
Nombre Común: Balsa
2.1.12.2. Descripción botánica
Forma. Árbol perennifolio, de 15 a 30 m (hasta 35 m) de altura, con un diámetro a la altura del pecho de 20 a 40 cm (hasta 60 cm).
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Copa / Hojas. Copa ancha, abierta, redondeada o irregular. Hojas dispuestas en espiral, simples; láminas de 13 por 13 a 35 por 35 cm, grandes, casi redondas, acorazonadas, margen entero o repando; nervios principales 7 a 9, muy prominentes en el envés, pecíolo café rojo.
Tronco / Ramas. Tronco recto y cilíndrico, con raíces tubulares pequeñas en los troncos grandes (contrafuertes). Pocas ramas gruesas ascendentes, extendidas y distanciadas. Corteza. Externa lisa con algunas cicatrices lineares protuberantes, parda a pardo grisácea, con lenticelas pequeñas, suberificadas y protuberantes. Interna de color crema amarillento a rosado, cambiando a pardo rosado, fibrosa. Grosor total: 8 a 12 mm.
Flor(es). Flores grandes, solitarias, axilares, sobre pedúnculos hasta de 20 cm de largo; ligeramente perfumadas, actinomórficas, de 10 a 17 cm de largo; cáliz rojo a guinda; pétalos amarillo pálidos con los bordes rojizos.
Fruto(s). Cápsulas de 15 a 25 cm de largo por 3 a 5 cm de ancho, verdosas semileñosas, negras cuando maduran, alargadas, con 8 a 10 costillas longitudinales prominentes, muestran ranuras y están divididas en 5 partes; conteniendo de 500 a 800 semillas.
Semilla(s). Semillas elongadas muy pequeñas, de 2.5 a 4 mm de largo por 1 a 1.5 de ancho, que presentan un extremo acuminado, son muy ligeras, morenas, opacas, rodeadas por un abundante vello sedoso de color café amarillento (CONABIO, 2000).
2.1.12.3. Ecología
La balsa requiere de un clima cálido y húmedo. La cantidad mínima de precipitación que tolera es de alrededor de 1500 mm anuales, excepto a lo largo de corrientes de agua, en donde el nivel del agua subterránea se encuentra cerca de la superficie y puede ser absorbida por las raíces; además esta especie demanda una rica provisión de nutrientes y un suelo bien drenado. De hecho, se reporta que los árboles de balsa mueren con facilidad debido a las inundaciones (González et al., 2010).
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2.1.12.4. Distribución
O. pyramidale es una especie arbórea originaria de América tropical, desde el 2.-Antecedentes 11 sudeste de México hasta Bolivia y hacia el este, a través de Venezuela, Ecuador y las Antillas. En condiciones apropiadas, puede crecer desde el nivel del mar hasta altitudes de 1800 msnm. Para su desarrollo, requiere un clima cálido y húmedo y un suelo rico en nutrientes y bien drenado (Mabberley, 1993).
La balsa se encuentra en todo el litoral ecuatoriano y hacia la parte occidental de la cordillera de los Andes, concentrando su producción en los sectores de Quevedo, Santo Domingo de los Tsáchilas y Quinindé (Bravo, 2008).
2.1.12.5. Características edafoclimaticas
La balsa demanda una rica provisión de nutrientes y un suelo bien drenado. De hecho, se reporta que los árboles de balsa mueren con facilidad debido a las inundaciones. La especie tiene su mejor crecimiento en suelos aluviales a lo largo de ríos y es aquí en donde se le encuentra con mayor frecuencia. La balsa coloniza suelos arcillosos, margosos y limosos, e incluso el relleno de construcción recientemente depositado, pero no tolera los suelos de alta salinidad. Los rodales de balsa se pueden encontrar tanto en áreas llanas como en pendientes escarpadas (Francis y Lowe, 2000).
2.1.12.6. Usos de la madera
Elementos aislantes térmicos, de sonido y de resorte. Marquetas arquitectónicas, aeromodelismo, elementos flotadores, embalajes especiales. Es utilizado para alivianar tableros listonados, como aislante eléctrico y térmico, contra vibraciones y para boyas (Espinoza, 2014).
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2.1.13.Productos químicos 2.1.13.1. Bacthon
El Bacthon es un inoculante biotecnológico que desintoxica el suelo agrícola y las raíces, formulado con microorganismos benéficos que contribuye a la formación de humus en el suelo y a la recuperación de su fertilidad está conformado por su ingrediente activo
Azospirullum brasilense, Azotobacter chroococcum, Lactobacillus acidophillus, Saccharomyces cerevisae (Lazo Yamila et al ., 2017).
Modo de acción
Bacthon desintoxica y limpia el suelo de las toxinas, alcoholes y amoniacos que se acumulan con los años de laboreo, por la descomposición y fermentación de los residuos de cosecha, por la acumulación de agroquímicos, por la acumulación de las sales de los fertilizantes. También digiere y bio transforma los residuos orgánicos de cultivos anteriores como hojas, tallos, raíces, frutos que se colocan sobre el suelo o se incorporan, hasta convertirlos nutrientes mejorando la fracción orgánica, la estructura y la fertilidad. Le aportan nitrógeno al suelo, solubilizan el fósforo, facilitan la asimilación en las plantas de los fertilizantes químicos, orgánicos, minerales y los nutrientes que están bloqueados en el suelo. Es promotor del crecimiento vegetal, estimulando el desarrollo y la formación de las raíces de la planta para lograr una buena asimilación de nutrientes con un buen establecimiento inicial. Cuando la planta tiene una buena formación de raíces se nutre mejor, tolera las condiciones difíciles en el campo, la estructura de la planta es mejor, tolera el volcamiento y contribuye a que la planta tome mejor sus nutrientes para una buena bio nutrición con productividad. Además al digerir y bio transformar la materia orgánica de los cultivos anteriores contribuye con la eliminación de los hospederos de fitopatógenos y de insectos plaga que están en el suelo (Lazo Yamila et al ., 2017).
2.1.13.2. Tricho-D
Es un acondicionador de suelo, bioestimulante y agente biotecnológico que actúa como antagonista de varios problemas en el suelo que dañan las raíces y la planta, mejora la
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formación radicular, bloquea la acción de las enfermedades en el suelo y en las raíces del próximo cultivo para un suelo sano y un cultivo sano contiene un ingrediente activo de minerales nutrientes y esporas en latencia del hongo Trichoderma harzianum, grupo de insumo Acondicionador de suelo, bioestimulante y agente biotecnológico (Lazo Yamila et al., 2017).
Composición garantizada Nitrógeno 1.1% 3,3 g Calcio (cao) 1.5% 4,5 g Magnesio (mgo) 18.70%56,1 g Sílice (seo) 39.50% 118,5 g Trichoderma harzianum: 100 millones de esporas por gramo. 20% 60,0 g Ingredientes aditivos. c.s.p. 300 g 19,2%57,6 g. Dosis aplicar 3 g/L de agua en aspersión al suelo húmedo en capacidad de campo cada una o dos semanas hasta el trasplante (Lazo Yamila et al ., 2017).
2.1.13.3. Micosplag
El Micosplag actúa protegiendo las raíces de los cultivos del daño por los nematodos con antagonismo, parasitismo y bioregulación. La acción se inicia cuando las esporas en latencia encuentran en el suelo los nutrientes, la temperatura, humedad adecuada para germinar y para iniciar la colonización del suelo y de las raíces. El Micosplag actúa sobre los nematodos por antagonismo protegiendo las raíces y evitando su daño, por parasitismo cuando le coloca una trampa para alimentarse del nematodo y por bioregulación al crecer grandes cantidades de agentes benéficas en el suelo, su ingrediente activo son esporas en latencia de los hongos entomopatogenos Paecilomyces lilacinus, Metarhizium anisopliae, Beauveria bassiana así se disminuye el daño en las raíces activas para una buena nutrición y además bioregula la población de nematodos en el suelo de una forma constante hasta disminuirlos a niveles que no hacen daño económico al cultivo. De esta forma las raíces se forman bien y la planta mejora su nutrición (Lazo Yamila et al., 2017).
2.1.13.4. Bionutrientes
Los bionutrientes o estimulantes de crecimiento vegetal son productos anti estrés con sustancias naturales propias del metabolismo vegetal, que estimulan y vigorizanlos cultivos, desde la germinación hasta la fructificación, disminuyen las daños por salinidad, sequía, exceso de humedad, fito-toxicidad, enfermedades, plagas, ciclones, granizadas, podas y trasplantes. Frecuentemente reducen los ciclos de los cultivos, potencian la acción de los
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fertilizantes, agroquímicos y bioproductos propios de la agricultura ecológica lo que en muchos casos contribuye a reducir las dosis recomendadas de algunos agroquímicos sintéticos. Resultan particularmente eficientes en policultivos propios de la agricultura de bajos insumos y también se expresan en la agricultura intensiva, en cultivos con manejo integrado con acción de fertilización química y plaguicidas, como caña de azúcar, maíz, soja donde el incremento delos rendimientos es la principal manifestación (Viñals-Verde et al ., 2011).
2.2.
Marco Referencial
Aguirre, (2013) realizó una investigación, donde evaluó métodos de desinfección de sustrato para el control de la enfermedad Damping-off en semillero de Teca (Tectona grandis L. F.), bajo invernadero en la empresa SERAGROFOREST, provincia Santo Domingo de los Tsáchilas, el tratamiento con mayor eficacia en la desinfección del sustrato para el control del complejo Damping-off en semillero de teca y evaluó el crecimiento de plantas de teca bajo invernadero, los tratamientos fueron: solarización, solarización y Trichoderma harzianum, terraclor, terraclor y Trichoderma harzianum, retostado, retostado y Trichoderma harzianum, Trichoderma harzianum y testigo (sin desinfección), tratamientos para la desinfección del sustrato cascarilla de arroz (60%) + tierra amarilla (40%).
Maynor, (2014) determino el mejor sustrato para la producción de Tabebuia donnell-smithii
en vivero, en el municipio de Santa Catalina La Tinta, Alta Verapaz. Se utilizaron 5 sustratos: T1) 100% suelo (testigo); T2) Arena, gallinaza, suelo (2:1:1); T3) Suelo, arena, lombricompuesto (1:1:1); T4) Lombricompuesto, suelo, arena (2:1:1) y T5) Lombricompuesto, arena (1:1). Al inicio del experimento se evaluaron las propiedades físicas y químicas de los sustratos utilizados y al momento del traslado a campo definitivo se evaluó el crecimiento de las plántulas y la consistencia de los sustratos. Las variables de crecimiento evaluadas fueron las siguientes: Altura, diámetro, relación altura/diámetro, número de hojas, peso fresco tallo, peso fresco radicular y longitud radicular.
Cardenas, (2015) menciono que la desinfección química de suelos es sencilla de aplicar y con alta eficiencia, sin embargo, es importante considerar el alcance de los efectos de su aplicación a nivel de salud humana y ambiental. A diferencia de la situación actual de fumigantes químicos (Bromuro de Metilo principalmente) el Dazomet ingresó como la
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primera sustancia activa con actividad fumigante autorizada en el Anexo I de la Unión Europea, este fumigante de amplio espectro (categoría toxicológica III según la OMS) no causa daño a la capa de ozono, está disponible en el mercado y tiene eficiencia probada contra hongos, nematodos, malezas e insectos.
De acuerdo a Cardenas, (2015) las alternativas ecológicas más estudiadas debido a su bajo impacto ambiental, está la desinfección por calentamiento solar del suelo (solarización). Esta técnica, utilizada por primera vez en Israel, consiste en cubrir suelo húmedo con plástico en la época del año de mayor radiación solar por un período de tiempo prolongado. Con ello aumenta la temperatura del suelo a niveles nocivos, para provocar la muerte y disminución de poblaciones de multitud de organismos, muchos de ellos patógenos que causan daños a las plantas.
CAPÍTULO III
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3.1.
Materiales y métodos
3.1.1. Localización del área a evaluar
La investigación se realizó en el vivero perteneciente a la empresa PLANTABAL S.A, la cual se encuentran ubicada en el Km 4 1/2 de la vía Quevedo – Valencia, provincia de Los Ríos, Ecuador (Gráfico 1).
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3.1.2. Materiales
3.1.2.1. Materiales de campo
Tableros (hoja de datos)
Cámara fotográfica
Lapiceros
Botas
Herramientas (carretilla, pala, regadera etc.)
Sustrato Fertilizantes Bomba de mochila Mascarilla Guantes Etiquetas Bandejas Balde Fundas Bacthon Tricho-D Micosplag Bionutrientes Calibrador Flexómetro 3.1.2.2. Materiales de oficina Laptop Impresora Lápiz Pendrive Artículos científicos
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3.1.2.3. Software
Paquete Microsoft Office 2016 (Word, Excel, Power point)
Programa estadístico InfoStat
3.2.
Tipo de investigación
En esta investigación se empleó el método analítico - evaluativo, en los diferentes tipos de tratamientos de desinfección del suelo. Se realizó un Diseño completamente al azar para probar cual es el tratamiento de desinfección que obtenga mejor resultados en las plantas.
3.3.
Metodología
3.3.1. Tratamientos y Diseño experimental
Se emplearon dos sustratos, el primero consistió en compost de balsa que estuvo compuesto de 100% de desperdicios de balsa (ramas, hojas, partes del tronco, etc.). El segundo sustrato fue tierra pura (de sembrado) compuesta por hojarasca de huerto, tamizado y listo para usar en bandejas de germinación. Estos sustratos fueron la base para la combinación de métodos de desinfección que constituyeron los diferentes tratamientos:
T1 = Suelo puro sin desinfección T2 = Compost de balsa + Tindalización T3 = Compost de balsa puro
T4 = Suelo puro + Vapor
T5 = Compost de balsa + Basamid T6 = Compost de balsa + Vapor T7 = Suelo puro + Basamid T8 = Suelo puro + Tindalización
En los sustratos de los ocho tratamientos que constituyeron los métodos de desinfección se analizaron las variables químicas (pH, macro y micronutrientes), y variables microbiológicas (número de unidades formadoras de colonias bacterianas y fúngicas).
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Los sustratos empleados (compost de balsa, y tierra pura) se desinfectaron mediante dos métodos físicos: tindalización y vapor de agua, y mediante un método químico empleando Basamid (Dazomet 98%) en presentación granulada. El método de tindalización consistió en calentar los sustratos a 90 oC por 45 minutos, cada 24 horas, durante tres días. El método de desinfección por vapor radicó en calentar los sustratos a 90 oC por 45 minutos en una sola oportunidad. Mientras que el método químico consistió en dispersar el pesticida Basamid granulado en el sustrato, homogenizarlo, luego cubrirlo con plástico negro y dejarlo reposar 15 días.
Los sustratos desinfectados (tratamientos) antes mencionados fueron la base para el establecimiento de un nuevo experimento a nivel de vivero, conformado por 19 tratamientos, incluido el control. Los tratamientos estuvieron constituidos por la combinación de sustratos desinfectados (según cada tratamiento), aplicación de controladores biológicos (hongos, bacterias según el tratamiento correspondiente) y nutrientes + bacterias (macro y micronutrientes + Bacillus spp.). En la tabla 1 se muestran los tratamientos estudiados.
Cuadro 1. Tratamientos empleados para la desinfección de sustratos en la multiplicación de balsa a nivel de vivero.
T1 : (S1D1M1). Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bacthon 10cc por litro de agua +Tricho-D 3 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua). T2 :
(S1D1M2). Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bacthon 10cc por litro de agua + Fitodherma 5 g por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de agua).
T3 : (S1D1D3). Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bionutrientes 2 gr por litro de agua).
T4 : (S1D2M1). Sustrato de compost de balsa +Vapor + (Bacthon 10cc por litro de agua +Tricho D 3 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).
T5 : (S1D2M2). Sustrato de compost de balsa +Vapor + (Bacthon 10cc por litro de agua + Fitodherma 5 g por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de agua).
T6 : (S1D2M3). Sustrato de compost de balsa +Vapor + (Bionutrientes 2 g por litro de agua).
T7 : (S1D3M1). Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bacthon 10cc por litro de agua +Tricho D 3 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua). T8 : (S1D3M2). Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bacthon 10cc por litro
de agua + Fitodherma 5 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).
T9 : (S1D2D3). Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bionutrientes 2 g por litro de agua).
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T10 : (S2D1M1). Tierra pura + Tindalización + (Bacthon 10cc por litro de agua + Tricho D 3 g por litro de agua +Micosplag 1 gr por litro de agua).
T11 : (S2D1M2). Tierra pura +Tindalización + (Bacthon 10cc por litro de agua + Fitodherma 5 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).
T12 : (S2D1D3). Tierra pura + Tindalización + (Bionutrientes 2 g por litro de agua).
T13 : (S2D2M1). Tierra pura + Vapor + (Bacthon 10cc por litro de agua +Tricho D 3 g por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de agua).
T14 : (S2D2M2). Tierra pura + Vapor + (Bacthon 10cc por litro de agua + Fitodherma 5 g por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de agua).
T15 : (S2D2D3). Tierra pura + Vapor + (Bionutrientes 2 g por litro de agua).
T16 : (S2D3M1). Tierra pura + Basamid + (Bacthon 10cc por litro de agua +Tricho D 3 gr por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de agua).
T17 : (S2D3M2). Tierra pura + Basamid + (Bacthon 10cc por litro de agua + Fitodherma 5 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).
T18 : (S2D3D3). Tierra pura + Basamid + (Bionutrientes 2 g por litro de agua). T19 : Testigo sustrato convencional de plantabal.
Los 19 tratamientos se distribuyeron en un diseño completo al azar (DCA), cada tratamiento estuvo constituido por 1176 plántulas de balsa distribuidas en 14 bandejas de polímeros de 84 cavidades cada una. Las evaluaciones de variables fenotípicas (altura, diámetro, peso fresco y seco de sistema foliar y radicular, longitud de raíz) se realizó en plantas de 3.5 semanas después de germinadas, y para el efecto se empleó 98 plantas por tratamientos (7 plantas por bandeja).
Por cada sustrato se empleó 1.25 m3, distribuidos en las cavidades de las bandejas. La
aplicación de las combinaciones de biodesinfectantes Bacthon, Tricho-D, Micosplag, Fitodherma, y los bionutrientes se realizó con bomba de mochila dirigido a cada cavidad que contenía el sustrato, en función a cada tratamiento. Cada cavidad equivalía a una planta. Se realizaron tres aplicaciones en diferentes periodos. La primera aplicación se realizó después de la siembra de la semilla, y las bandejas se cubrieron con plástico color negro, con el propósito de generar un ambiente térmico favorable que estimulara la germinación de la semilla y la colonización microbiana.
3.3.1.1. Dosis de los bioproductos utilizados
Bacthon: 10 cc por litro / segunda dosis: 5 cc por litro
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Micosplag: 1 g por litro
Fitodherma: 5 g por litro
Bionutrientes: 2 g por litro
3.3.1.2. Tratamiento pre-germinativo, siembra y riego
Para garantizar la germinación adecuada de la semilla de balsa, se realizó un tratamiento pre-germinativo, que consistió en sumergir las semillas de balsa en agua hervida durante 1 minuto. Posteriormente las semillas se secaron y colocaron dentro del sustrato contenido en cada cavidad. Para el efecto se realizaron evaluaciones diarias con el propósito de vigilar la humedad del sustrato. Cuando se detectó deficiencias hídricas se realizaron los riegos pertinentes.
3.3.1.3. Variables estudiadas
Densidad microbiana en los sustratos
Al momento de la evaluación de variables fenotípicas (3.5 semanas), se analizó la densidad microbiana (bacterias y hongos) de los sustratos que fueron previamente desinfectados. Se empleó el método de recuento de células viables en medios de cultivo sólidos, mediante siembra en superficie. Para este procedimiento, por cada tratamiento se recolectó siete submuestras y formó una muestra homogénea, a partir de la cual se utilizó 1 g de sustrato para hacer cinco disoluciones seriadas, con factor de 1/10.
Para el recuento de bacterias y hongos se seleccionaron las dos últimas diluciones (1x10-4 y 1x10-5), a partir de las cuales se inocularon 200 µL por duplicado en placas de Petri conteniendo medio de cultivo papa-dextrosa-agar + antibióticos (PDA+A) para el caso de hongos, y agar nutritivo (AN) para el conteo de bacterias aeróbias mesófilas, mediante la ayuda de un asa de Drigalsky, distribuyendo la muestra de forma uniforme sobre el agar. El proceso de incubación para hongos fue de 8 días a 20 oC, y para bacterias de 72 horas a 30
oC. Adicionalmente se utilizó un control negativo para cada uno de los medios de cultivo
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Luego del tiempo de incubación se contabilizo el número de unidades formadoras de colonias por gramos de suelo (UFC g-1s). Para los cálculos de densidad microbiana se aplicó
la siguiente ecuación: 𝑈𝐹𝐶 𝑚𝐿 = 𝐴 𝐵+ 𝐹𝐷 Donde: A = Número de colonias B = Volumen sembrado (0.2 mL)
FD = Factor de dilución aplicado (104 en el caso de hongos y de la dilución 105 en el caso
de bacterias)
Altura de planta
Se midió desde el cuello de la raíz hasta el ápice o punto de crecimiento vegetativo, a las 3.5 semanas en 98 plantas por cada tratamiento. Se expresó en cm.
Diámetro de tallo
Se registró en el tercio medio de la planta a las 3 semanas y media en 7 plantas al azar por cada 14 bandejas de tratamiento. Para el efecto se utilizó un calibrador, expresando el valor en mm.
Longitud radicular
A las 3 semanas y media se extrajo 7 plantas por cada 14 bandejas por tratamiento y se procedió a medir su longitud radicular, medida desde el cuello de la raíz hasta la punta de la cofia. Para evitar daños en la misma, se extrajo con cuidado y se las lavó con agua para quitar residuos de suelo.
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Los datos obtenidos se analizaron empleando herramientas de estadística descriptiva. Para establecer si existían o no diferencias estadísticas significativas en las variables evaluadas como altura, diámetro, largo de tallo, largo de raíz, peso de tallo, peso de raíz, peso de hojas de ochroma pyramidale (balsa), los datos se sometieron a un análisis de varianza (ANOVA) con un nivel de significancia de 95% (P < 0.05), previa comprobación de los supuestos de normalidad y homocedasticidad de varianzas. Posteriormente se aplicó la prueba de tukey (mínima diferencia significativa), con un nivel de significancia del 95% (P < 0.05). Para el efecto se empleó el paquete estadístico Programa estadístico InfoStat versión para Windows.
CAPÍTULO IV
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4.1.
Análisis de suelo referente a carga microbiana
4.1.1. Recuento bacterias a partir de muestras de suelo
En el gráfico 2 se presenta los tratamientos con sus métodos de desinfección haciendo refencia a la densidad bacteriana donde se muestra que, hay mayor cantidad de bacterias en el suelo puro (sin desinfección), mientras que, la menor cantidad de bacterias se encontró en el suelo de compost de balsa desinfectado con basamid y suelo puro desinfectado con basamid.
Gráfico 2.- Densidad bacteriana en unidades formadoras de colonias por gramo de suelo (UFC g-1 s).
4.1.2. Recuento hongos a partir de muestras de suelo
En el gráfico 3 se presenta los tratamientos con sus métodos de desinfección haciendo refencia a la densidad fúngica, donde se muestra que hay mayor cantidad de hongos en el suelo compost de balsa puro (sin desinfección), mientras que, la menor cantidad de hongos se encontró en el sustrato suelo puro con basamid y suelo puro con tindalización.
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Gráfico 3- Densidad microbiana unidades formadoras de colonias (hongos) por gramo de suelo (UFC g-1 s).
4.2.
Análisis de variables fenotípicas
4.2.1. AlturaUna vez analizados los datos colectados, se encontraron diferencias estadísticas significativas entre los tratamientos estudiados (F=413.81; P=0.0001), tal como se detalla en el cuadro 2, donde la mayor altura de plantas se obtuvo en los tratamientos 3 (S1D1D3)
y 9 (S1D2D3) con 29.6 cm y 28.1 cm, respectivamente, quienes fueron similares estadísticamente, pero diferentes a los demás tratamientos. La menor altura de plantas se detectó en los tratamientos 13 (S2D2M1) y 16 (S2D3M1) con 5.9 cm y 7.7 cm, respectivamente.
Cuadro 2. Alturas promedio de plantas de O. pyramidale de 3.5 semanas de edad en sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes + bacterias. Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican medias estadísticamente similares (P <0.05).
Tratamientos Alturas (cm) 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
13 5.87 J
33 10 8.00 I H 4 9.27 H 7 11.35 G 1 15.72 F 5 17.76 E 14 17.95 E 15 18.61 E D 11 18.80 E D C 17 18.94 E D C 12 19.70 D C 6 20.02 D C 2 20.20 C 19 20.23 C 18 20.29 C 8 22.86 B 9 28.14 A 3 29.60 A Fuente: Autor 4.2.2. Diámetro
Una vez analizados los datos colectados, se encontraron diferencias estadísticas significativas entre los tratamientos estudiados (F=135,65; P=0,0001) , tal como se detalla en el cuadro 3, donde el mayor diámetro de plantas se obtuvo en los tratamientos 3 (S1D1D3) y 9 (S1D2D3) con4.12 mm y 4.25 mm, respectivamente,quienes fueron similares estadísticamente, pero diferentes a los demás tratamientos. El menor diámetro de plantas se detectó en los tratamientos 13 (S2D2M1) y 16 (S2D3M1) con 5.87 mm y 7.66 mm, respectivamente.
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Cuadro 3. Diámetros promedios de plantas de O. pyramidale de 3.5 semanas de edad en sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes + bacterias. Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican medias estadísticamente similares (P <0.05).
Fuente: Autor
4.2.3. Largo de tallo
Una vez analizados los datos colectados, se encontraron diferencias estadísticas significativas entre los tratamientos estudiados (F=103,02; P=0,0001), tal como se detalla en el cuadro 4, donde el mayor largo de tallo de plantas se obtuvo en los tratamientos 3 (S1D1D3) y 9 (S1D2D3) con 19.97 cm y 19.65 cm, respectivamente, quienes fueron similares estadísticamente, pero diferentes a los demás tratamientos. El menor largo de tallo de plantas se detectó en los tratamientos 13 (S2D2M1) y 16 (S2D3M1) con 4.83 cm y 6.43cm, respectivamente. Tratamiento Diámetro Media(mm) 1 2 3 4 5 6 7 8 9 13 1.95 I 10 2.04 I 16 2.20 I H 4 2.39 H 17 2.98 G 12 3.12 G F 5 3.12 G F E 14 3.25 G F E 15 3.28 F E D 1 3.28 F E D 19 3.33 F E D 11 3.35 F E D 7 3.40 E D C 2 3.53 D C B 6 3.54 D C B 18 3.64 C B 8 3.69 B 3 4.12 A 9 4.25 A
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Cuadro 4. Largo de tallo, promedios de plantas de O. pyramidale de 3.5 semanas de edad en sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes + bacterias. Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican medias estadísticamente similares (P <0.05).
Tratamiento L. tallo media(cm) 1 2 3 4 5 6 7 8 13 4.83 H 16 6.43 H G 10 7.02 G 4 8.08 G F 5 9.47 F E 14 10.48 E D 15 10.89 E D C 11 10.91 E D C 7 10.96 E D C 1 11.09 E D C 17 11.93 D C B 6 11.94 D C B 12 11.99 D C B 18 12.16 D C B 2 12.46 C B 19 13.00 B 8 13.47 B 9 19.65 A 3 19.97 A Fuente: Autor
4.3.4. Longitud de raíz
Una vez analizados los datos colectados, se encontraron diferencias estadísticas significativas entre los tratamientos estudiados (F=123,06; P=0,0001) , tal como se detalla en el cuadro 5, donde la mayor longitud de raíz de plantas se obtuvo en los tratamientos 3 (S1D1D3) y 9 (S1D2D3) con 12.84 cm y 12.78 cm, respectivamente, quienes fueron similares estadísticamente, pero diferentes a los demás tratamientos. La menor longitud de raíz de plantas se detectó en los tratamientos 13 (S2D2M1) con 5.08 cm respectivamente.
