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Ecto y endoparásitos en aves ornamentales de zoológico

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Academic year: 2020

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(1)13.190. UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA. FACULTAD DE fIEDICINA VETERINARIA Y DE ZOOTECNIA. IeLioC4 ECrO Y ENDOPARASITOS EN AVES ORNAMENTALES DE ZOOLOGICO. Trabajo dirigido como requisito parcial para optar al tftulo de Médico Veterinario. Por: JOSE ELIAS PERDOMO DE CASTRO JAl RO TRIANA CESPEDES. Bogotá, Agosto de 1983. 1999.

(2) Rector de la Universidad. Dr. FERNANDO SANCHEZ TORRES. Vicerrector. Dr. RODRIGO BONILLA ESCOVAR. Vicerrector Académico. Dr. ANTONIO RAMIREZ SOTO. Secretario General. Dr. ALBERTO AMARIS MORA. Decano de la Facultad. Dr. AURELIANO HERNANDEZ VASQUEZ. Vicedecano de la Facultad. Dr. ORLANDO OSUNA SUAREZ. Secretario de la Facultad. Dra. NHORA MARTINEZ RUEDA. Director del Trabajo. Dr. FRANCISCO BUSTOS MALAVET. Codirector del Trabajo. Dr., JULIO MARIO RODR1GUEZ P.. Profesor de la Materia. Dra. HELIA RODRIGUEZ DE CAflDONA. Jurados. Dra. MARTHA MORENODE SANDINO Dr. ELADIO JARAMILLO M.. •IBLIOTECA. 25. ENE. 1999.

(3) "El Presidente de tesis, el Consejo de Jueces de Tesis y el Jurado Examinador, no serán responsables de las ideas emitidas por el candidato". (Artículo 104 del Reglamento de la Facultad)..

(4) TABLA DE CONTENIDO. Pág. 1.. INTRODUCCION ........................................ 1. 2.. REVISION DE LITERATURA ............................. 3. 2.1. ARTROPODOS .......................................... 5. 2.1.1. Garrapatas ......................................... 5. 2.1.2. Acaros ............................................. 7. 2.1.3. Insectos ............................................ 9. 2.1.3.1 Piojos ............................................. 9. 2.1.3.2 Mosquitos y Coleópteros ............................ 12. 2.1.3.3 Pulgas ............................................. 12. 2.2. HELMINTOS .......................................... 13. 2.2.1. Nematodos ........................................... 14. 2.2.2. Cestodos ............................................. 17. 2.3. PROTOZOARIOS ....................................... 19. 2.3.1. Eimeria ............................................. 19. 2.3.2. Plasmodium ......................................... 20. 2.3.3. Babesia ............................................ 20. 2 .3.4. Tripanosoma ........................................ 21. 2.3.5. Trichomona ......................................... 21.

(5) Pág. 2.3.6. Otros protozoarios ................................21. 3.. MATERIALES Y METODOS .............................. 23. 3.1. LOCALIZACION GEOGRAFICA Y FACTORES AMBIENTALES. 23. 3.2. CARACTERISTICAS DE LA POBLACION ................... 23. 3.3. TOMA DE MUESTRAS ................................... 27. 3.3.1. Endoparásitos ..................................... 27. 3.3.2. Ectoparásitos ....................................... 27. 3.4. TECNICAS DE LABORATORIO ........................... 28. 3.4.1. Técnicas de Mc. Master ............................ 28. 3.4.2. Técnica de Sloss modificada ........................ 29. 3.4.3. Método de Sedimentación ............................. 32. 3.4.4. Método usado para la clasificación de los ectoparsitos............................................. 34. 4.. RESULTADOS ......................................... 35. 4.1. ENDOPARASITOS ..................................... 35. 4.1.1. Primerrecuento .................................... 35. 4.1.2. Segundo recuento .................................. 39. 4.1.3. Tercer recuento ................................... 43. 4.1.4. Cuarto recuento ................................... 46. 4.2. ECTOPARASITOS ..................................... 49. 4.2.1. Primer recuento ................................... 49. 4.2.2. Segundo recuento .................................... 52. 1.

(6) Pág. .. 55. 4.2.3. Tercer recuento. 5.. DISCUSION .......................................58. 6.. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ..................61. 7.. RESUMEN .........................................63. 8.. BIBLIOGRAFIA ....................................73.

(7) LISTA DE TABLAS. TABLA 1. Resultado primer recuento Endoparásitos (gallinas) ...........................................36. TABLA 2. Resultado primer recuento Endoparásitos (faisanes) ............................................. TABLA 3. Resultado segundo recuento Endoparásitos (gallinas) ........................................40. TABLA 4. Resultado segundo recuento Endoparásitos (faisanes) ........................................43. TABLA 5. Resultado tercer recuento Endoparásitos (gallinas) ...........................................44. TABLA 6. Resultado tercer recuento Endoparásitos (Faisanes) ......................................... TABLA 7. Resultado cuarto recuento Endoparásitos (gallinas) ........................................... TABLA 8. 47. Resultado cuarto recuento Endoparásitos (faisanes) .........................................49. TABLA 9. Resultado primer recuento Ectoparásitos (gallinas) ...........................................5Ó 1....

(8) TABLA 10. Resultado primer recuento Ectoparásitos (faisanes) ........................................51. TABLA 11. Resultados segundo recuento Ectoparásitos (gallinas) ......................................52. TABLA 12. Resultado segundo recuento Ectoparásitos (faisanes........................................5. TABLA 13 Resultados tercer recuento Ectoparásitos (ga-. llinas) .......................................55 TABLA 14. Resultado tercer recuento EctoDarásitos (faisanes) ........................................ El.

(9) LISTA DE FIGURAS Pág. FIGURA 1. Ciclo de Ascaridia gaili ......................22. FIGURA 2. Ciclo de Capillaria Contorta ...................26. FIGURA 3. Ciclo evolutivo de los coccidios .............33. FIGURA 4. Ciclo de plasmodium gallinaceum ...............38. FT((IRA 5. Características diferenciales para 9 especies de coccidia en gallinas ........................42. FIGURA 6. Faisán Dorado ................................65. FIGURA 7. Faisán Dorado y Gallinas Hamburguesas .........65. FIGURA 8. Faisán Plateado ..............................66. FIGURA 9. Faisán Reeves .................................66. FIGURA 10. Huevo de Ascaridia spp . ....................... 67. FIGURA 11. Ooquiste de Eimeria spp . ...................... 67. FIGURA 12. Huevo de Ascaridia spp . ....................... 68. FIGURA 13. Huevo de Capillaria spp. FIGURA 14. Huevo de Capillaria spp . ...................... 69. FIGURA 15. Huevos de Heterakis spp . ...................... 69. FIGURA 16. Artrópodo no identificado encontrado en materia fecal ..................70. FIGURA 17. Lipeurus caponis ..............................70. FIGURA 18. Goniocotesgallinae ..........................71. FIGURA 19. Lipeuruscaponis .............................71. FIGURA 20. Menopongallinae .............................72. .....................68.

(10) 1. INTROUCCION. La importancia del presente estudio radica en el conocimiento de los ecto y endoparásitos en las aves ornamentales, con el objeto de evaluar su posible incidencia en la producción de aves comerciales (pollo de engorde y ponedoras), ya que como es sabido, este tipo de organismos fuera de ejercer una acción directa deleterea sobre éstas, cumplen el papel de vectores y huéspedes intermediarios de determinados agentes patológicos.. Con alguna frecuencia se observan aves ornamentales en algunos planteles comerciales, poniendo a riesgo la población explotada, puesto que se desconocen en nuestro medio los parásitos que afectan estas aves.. Las aves ornamentales son para Colombia una nueva fuente de divisas participando por lo tanto, en el sector comercial como importación y exportación, máxime si se tiene en cuenta que la fauna aviar de nuestro país es una de las más importantes del mundo, lo que implica un estudio más profundo y concienzudo, no solo en lo relacionado con endo y ectoparásitos, sino respecto de otras en-.

(11) fermedades que pueden afectar y ejercer fenómenos adversos en el desarrollo de esta industria.. En cuanto a su valor comercial se tendrá en cuenta la relación directa de este estudio con los fenómenos de atraso del desarrollo, pérdida de peso y susceptibilidad a otras enfermedades que en nuestro medio son problemas para aves de explotación comercial y que posiblemente llegarían a afectarlas con todos los inconvenientes que afectarían una explotación adecuada y racional de este tipo de aves..

(12) 2. REVISION DE LITERATURA. Según su etimología "parasitismo" es la forma de vida de un individuo que se alimenta en la misma mesa, el mismo plato, que es otro ser vivo llamado huésped; existiendo sin embargo, parásitos facultativos que pueden ser patógenos y parásitos desprovistos de toda nocividad. En el presente estudio se tendrán en cuenta desde el punto de vista patológico, para lo cual se cuentan los parásitos patógenos. Desde el punto de vista biológico, por otra parte, los parásitos facultativos no son verdaderos parásitos, ya que el parasitismo implica la noción de necesidad. (6). El parásito extrae necesaria y directamente de un ser vivo, su huésped, los materiales necesarios para el desarrollo y el mantenimiento de su propia substancia (Grassé). De aquí se deducen dos conceptos:. a). El de la necesidad de la vida parasitaria para el individuo que de ella depende.. b). El de la expoliación de que es víctima el huésped por parte del parásito.. 3.

(13) A estos dos conceptos señalados por los naturalistas, los pató l ogos añaden un tercero: el de la nocividad o poder patógeno del parásito para su huésped. (6). Se dirá, pués, que el parásito se nutre directamente y necesariamente de su huésped, ejerciendo sobre él efectos nocivos. En este caso, el parásito parece haber perdido el instinto de conservación, ya que puede ocasionar la muerte del ser a cuyas expensas vive.. En el presente trabajo el término "parásito" se empleará en el sentido clásico, convencional, es decir, a los agentes patógenos de naturaleza animal en aves ornamentales de un zoológico, tanto internos como externos. Los parásitos estudiados y que se encontraron en este estudio, pertenecen a diversos grupos zoológicos:. a). PROTOZOARIOS: Coccidios. b). HELMINTOS. c). ASTROPODOS : Insectos-Acaros. Algunos parásitos son estacio-. : Nematodos.. nales, como en el caso de los agentes de las sarnas y parásitos intermitentes, aquellos que pasando de un individuo a otro, pueden inocular agentes patógenos (bacterias, virus, hematozoarios).. La presencia de parásitos conlleva a una utilización antieconómica del alimento, pues los animales afectados no aprovechan plenamente éste. A ello se suma que los animales jóvenes afectados por los pa-. 4.

(14) rsitos padecen trastornos del desarrollo, manifestados por pérdida dela condición, la cual contribuye a disminuir su resistencia contra diversas enfermedades e influencias ambientales desfavorables, siendo su mortalidad superior a la de los animales que se desarrollan sanos. (2). El parasitismo pasa frecuentemente inadvertido en aves de jaula porque éstos no presentan signos clfnicos obvios, sino en casos muy severos. (11). 2.1 ARTROPODOS. Los parásitos externos de las aves en general son artrópodos que viven sobre la piel y las plumas, causando problemas sanitarios y de salud pública. (7). 2.1.1 Garrapatas Familia Argasfdae (Garrapatas blandas).. La especie Argas persicus (Oken, 1818), la garrapata blanda de las aves es un parásito común en muchos climas cálidos y medios afectando aves, pavos, palomas, patos, gansos, canarios, avestruces, ciertas aves salvajes, y el hombre. (14). Las garrapatas en general son transmisoras de enfermedades tales como espiroquetosis aviar, tularemia, babesiosis, anaplasmosis, di-. 5.

(15) rofilariasis, y ciertas enfermedades ricketsiales (fiebre de las montañas rocosas) y muchos virus, incluyendo la encefalitis. (7). El Argas persicus es el vector del piroplasma aviar Aeyptianella puliorum, pero las garrapatas vectores de otras especies aegyptianella son desconocidos. (12). El Argas persicus ocasiona la denominada parálisis de garrapata de los patos y transmite Anaplasma marginale en los Estados Unidos y el Piroplasnia de las avés de corral.. La Borrelia anserina es la causante de la espiroquetosis aviar; esta pasa al huevo y de allí •a la progenie en hembras infectadas, y solo puede ser erradicada con las garrapatas. (14). Argas robertsi se encontró en gallinas en Australia, junto con Argas persicus (Hoog Straal et al., 1968). Argas walkerae es la garrapata común en gallinas en Sur Africa (Kaiser y Hoogstraal, 1969), (7). Haemaphysalis leporispalustris, la garrapata del conejo, se encuentra principalmente en conejos, pero también en perros, gatos, caballos y raramente en el hombre. La larva y ninfa puede infestar pollos o gallinas, codornices y otras aves salvajes. Haemaphysalis chordeilis, la garrapata de los pájaros, se ha encontrado en pavos. 6.

(16) en Norte América, e igualmente en muchas aves salvajes, varios mamíferos domésticos y el hombre (Cooley, 1946). Las ninfas de Haemaphysalis punctata, ocasionaron parálisis en pollitos en Europa (Pavlov, 1963). Arnblyomma americanum, ha sido hallada en gallinas y pavos, aunque es usualmente un parásito del caballo, bovinos y otros mamíferos, y varios huéspedes salvajes. Kellogg et al. (1969) encontraron que era común en pavos salvajes. Pmblyomma tuberculatum, el cual ha sido hallada en la gallina. Otros huéspedes incluyen bovinos, perros y varias especies de aves salvajes. Las garrapatas tipo Ixodidae son los parásitos más importantes en el trópico. Haemaphysalis hoodi ha sido reportada en gallinas en Uganda causando gran mortalidad (Lucas, 1954). (7). 2.1.2 Acaros. Familia: Dermanyssi dae. El Dermanyssus gallinae es un parásito cosmopolita. Vive preferentemente en los gallineros sucios y ataca las gallinas, palomas, canarios, faisanes y también pájaros de jaula, patos, gansos y pájaros salvajes. Puede también en ocasiones parasitar mamíferos domésticos y al hombre. (2) (7) (9) (14). El ácaro rojo ha sido reportado por Hertel (1904) y Plasaj (1925) como un transmisor del cólera y por Hart (1938) de la espiroqueta del pollo, Borrelia'anserina. Sulkin (1945) mostró que este ácaro aloja. 7.

(17) el virus en la Encefalitis Equina del Oeste. (7). I-Iowitt et al., (1948) señalaron a este ácaro como hospedador del virus tipo Este de la Encefalitis Equina. (7) (12). El Dermanyssus gallinae es en Australia un vector de la Borrelia anserina, el causante de Espiroquetosis aviar. (14). El Dermanyssus gallinae puede presentarse como un parásito temporal en humanos, ocasionando lesiones cutáneas. (14). El Ornithonyssus silviarum ha sido reportado en muchas especies de aves, incluyendo gallinas domésticas, gorriones, palomas y otras aves en las regiones clidas del mundo. Matthysse (1965) y Reeves et al (1947), aislaron el virus de la Encefalitis Equina del Este, de este parásito. (7) (12) (14). El Cnemidocoptes spp ataca a pollos, palomas, faisanes, pericos y otras especies de aves. Los pericos son susceptibles a infestaciones parasitarias del pico y de las patas. (1) (7) (13) (14) (15). El Cnemidocoptes gallinae causa la condición conocida como "sarna desplumante" en aves, pavos, palomas y faisanes. (7). La enfermedad causada por el Cnemidocoptes mutans puede conllevar. 8.

(18) a laminitis y malformaciones de las patas, ademas de cojera marcada. (14). El Laminosioptes cysticola (Laminosioptidae) ha sido reportado principalmente de gallinas, pavos, faisanes, gansos y palomas en varias partes del mundo. Se localiza frecuentemente en el tejido conectivo subcutáneo. (7). El Cytodites nudus (Cytoditidae) ácaro de los sacos aéreos, ha sido encontrado en gallinas, pavos, faisanes, palomas, canarios y aves salvajes. Se encuentra en los bronquios, pulmones y sacos aéreos. (4) (6) (7) (8) (12). El Cytodites nudus ha sido reportado de muchas partes del mundo, y en Colombia fue reconocido por Bustos y Col en gallos de pelea y por Lozano y Col en canarios. (4) (8). Poco se conoce de su incidencia en aves de zoológico y de jaula. (12). 2.1.3 Insectos Clase: Insecta. 2.1.3.1 Piojos Ordén: Mallophaga. Muchas de las especies tienen huésped específico, aunque una sola.

(19) ave puede ser reservorio de varias especies diferentes, algunas veces representando más de un género. (7) (12). Los efectos principales de los piojos sobre sus huéspedes se deben a la irritación que ellos ocasionan (14). Los piojos son comunes en pájaros libres como aves acuáticas, faisanes, palomas, halcones y lechuzas, pero poco comunes en aves de jaula a menos que el ave tenga una historia de exposición previa con pájaros salvajes. (11). Un estudio de Gless y Raun (1959) reveló que un promedio de 23.000 piojos por ave, reduce la producción de huevos entre un 15 y un 84% durante un período de catorce semanas (7). Como todos los piojos, los efectos principales se deben a la irritación ocasionada, siendo más numerosos en el invierno, posiblemente por el contacto estrecho entre los animales y por carencia general de vigor. (14). Eddie et al (1962) aislaron el virus de la Ornithosis del Menopon gallinae. (7). El Menacanthus stramineus, afecta gallinas, pavos y faisanes, siendo especialmente patógeno para polluelos. (14). 10.

(20) En el presente estudio se comprobó y se clasificó por primera vez en aves ornamentales del zoológico motivo de estudio de Menacanthus stramineus; cuyas características morfológicas difieren de las del Menopon gallinae aunque los dos pertenecen a la misma familia.. Se encontró que el Menacanthus (ó Eomenacanthus) es un piojo de mayor tamaño comparado con el Menopon; los senos antenales son profundos, los temporales presentan cinco cerdas desarrolladas en vez de cuatro, los segmentos abdominales presentan cada uno doble hilera de cerdas en vez de una como sucede en el Menopon y su color es amarillo rojizo intenso en contraste con el amarillo pálido del Menopon.. Howitt et al (1948) aislaron el virus de Encefalomielitis Equina del M. stramineus. (7).. Los Lipeurus spp son comensales de gallináceas y palmípedas. (9). El Lipeurus o cuclotogaster heterographus es llamado el piojo de la cabeza de las aves; se presenta en la piel y plumas de la cabeza y cuello.. El Lipeurus caponis es llamado el piojo de las alas, es delgado y elongado, se encuentra en la cara inferior de las plumas grandes. 11.

(21) de las alas y se mueve lentamente. Es frecuente en gallinas y faisanes. (14). El Goniodes gigas es el piojo del cuerpo •y plumas de las aves. El Goniocotes gallinae se presenta en el vello de la base de las plumas de gallináceas, faisanes y palomas. Se denomina también piojo del plumón.. 2.1.3.2 Mosquitos y Coleópteros Orden : Diptera Familia: Culicidae. Los mosquitos representantes de la familia Culicidae pueden transmitir algunas enfermedades o ser vectores de las mismas; por ejemplo, el Plasmodium spp, causante de la Malaria;.Tripanosornas, pox virus de las aves y ciertos virus del grupo arbovirus. (12). Los escarabajos pueden transmitir las siguientes tenias: Raillietina cesticillus, R. magninumida, Choanotaenia infundibulum, Hymenolepsis carioca, H. diminuta, y H. cantaniana. (7). 2.1.3.3 Pulgas Orden: Siphonaptera. la pulga Echidnophaga gallinacea ha sido reportada en gallinas, pa-. 12.

(22) vos, palomas, faisanes ) codornices, también en el hombre y animales domésticos. No ha sido incriminada corno portadora de ninqún aciente infeccioso a qallinas. (7). Ceratophyllus gallinae y Cimex columbarius (chinche), se pueden también encontrar en la gallina, pero no ocasionan más que síntomas cutáneos sin importancia. (6). Ctenocephalides felis; la pulga del gato, ha sido también reportada de gallinas, faisanes, zorros, el hombre, etc. (7). Pulex irritans; la pulga del hombre, ataca primeramente al hombre pero también puede atacar gallinas. (3) (7). En el trópico la Tunga penetrans ataca aves, cerdos, perros, rumiantes y equinos. (7) (9). Ctenocephalides canis; puede alojar larvas de Hymenolepis sp. (9). 2.2 HELMINTOS. En las aves los parásitos del tubo digestivo son muy numerosos; no todos terminan con sfntomas en relación a su localización, pero actúan sobre todo de una manera insidiosa y originan, aunque lentamente, un estado de decadencia orgánica, la cual termina en caque-. 13.

(23) xia. (6). 2.2.1 Nemtodos Clase: Nematoda. Tienen los nemtodos tanto desarrollo directo (monoxenos), como indirecto (heteroxenos). Los gusanos con desarrollo directo no requieren huésped intermediario invertebrado, para completar su ciclo de vida y constituyen aproximadamente una tercera parte de todas las especies de nemtodos que infestan aves.. La Ascaridia galli se encuentra en el intestino delgado; rara vez en molleja y buche de las aves, gallina de guinea, pavo, ganso y varias aves salvajes, en muchas partes del mundo. (14). También se encuentra en otro tipo de gallináceas. (1). Las lombrices de tierra pueden ingerir los huevos y cuando ellas son ingeridas por las aves, transmiten la infección mecánicamente. (14). Heterakis gallinarum, llamado el gusano del ciego de las gallinas. Ha sido reportado también en el ciego de la gallina de Guinea, pavos, faisanes, gansos y patos. Rara vez •se encuentra en intestino delgado o colon. (7) (14). 14.

(24) La importancia económica del Heterakisjallinarum radica en su papel como portador del organismo de la llamada "cabeza negra" de los pavos, Histomonameleagridis. (1) (5) (14). También se pensó que la cutícula del huevo del helminto permite el pasaje de protozoario a través de la parte anterior del tracto digestivo, el cual normalmente es letal para el organismo "cabeza negra" (14). Heterakis isolonche tiene como hospedadores los faisanes, aves silvestres y raramente la gallina. Se localiza en el ciego y algunas veces en el intestino delgado. Produce lesiones marcadas en el ciego del faisán, consistente en una tiflitis nodular, la cual ocasiona diarrea, pérdida de condición, emaciación y muerte. (14). El Heterakis beramporia se encuentra en el ciego de gallinas y faisanes. (7). Las espeties de Capillaria habitan el lúnien del tracto instestinal como el buche, esófago, intestino delgado y ciego. Ocurre en el tracto digestivo de palomas, gallinas, pavos y faisanes. (2) (7) (14). El ciclo de vida de la Capillaria caudinflata es indirecto. Los huevos similares a la C. anulata, son ingeridos por la lombriz de tie-. 15.

(25) rra (Eisenia Foetida, • Allolobophora caliinosa) y las aves se infestan al ingerir éstas. Morehouse (1944) concluyó, sin embargo, que ningún desarrollo larval ocurre en la lombriz de tierra, aunque el paso a través de la lombriz de tierra para su desarrollo de larva en ella, parece ser necesario. (7) (14). La Capillaria caudinflata puede ser responsable de alta mortalidad en faisanesjóvenes, especialmente cuando son criados intensivamente. (14). Capillaria retusa ocurre en el intestino delgado y ciego de gansos, patos, gallináceas domésticas y ciego de aves gallináceas de juego en Europa. (2) (14). Capillaria phasianina; se encuentra en el ciego del faisán. (2). Capillaria alpina; se encuentra en el duodeno del faisán de monte. (2). Capillaria dubia; se encuentra en el ciego de la gallina (2). Capillariacollaris; es parásito del intestino delgado y de la molleja de la gallina. (2). Schwabe (1951) reportó la Oxyspirüramansoni conocida como "gusano. 16.

(26) del ojo de gorrión inglés", en la codorniz japonesa y faisán, (Phasianus torquatustorqatus y P. versicolor versicolor) en Hawaii. (7) En los Estados Unidos. amus trachea es el agente causal del bos-. tezo en gallinas, pavos, pavo real y faisán. (7). Dispharynx nasuta ha sido encontrado en el proventriculo de gallinas, pavos, palomas, faisán, perdiz húngara y otras aves gallináceas. (7). Trichostrongylus tenuis fue reportado en Estados Unidos en faisán (Phasianus coichicus) y pavo (Meleagridis gallopavo), y experimentalmente en otras aves gallináceas. (7). T. tenuis ha sido transmitido de faisanes a pavo doméstico y gallina. (7). Tetrameres americana Ha sido reportado en patos domésticos y salvajes, y gallinas en Europa. (7). Este parásito se localiza en el Droventriculo de las aves.. 2.2.2 Cestodos Clase: Cestoda. Son vermes di-heteroxenos, ya que su desarrollo tiene lugar en dos huéspedes: un huésped intermediario y un huésped definitivo. Este. 17.

(27) es también el caso de los acantocéfalos, de algunos trcmtodosy de. los nemtodos con ciclos evolutivos indirectos.. Algunos ejeniplos son:. - La Davainea proglottina, la cual desarrolla sus larvas infestantes (del tipo cisticercoide) en el cuerpo de un limaco (especies pertenecientes a los géneros Limax, Agriolimax, Arion).. - Los cisticercoides de las diversas especies de Raillietina, se desarrollan en: coleópteros humifagos o coprófagos (R. cesticiilus); la mosca doméstica y hormigas (género Tetramorium, Pheidole), para R. echinobothrida.. Las especies de Hymenolepis, parásitos de la gallina y cuyo ciclo se conoce, se desarrollan en los coleópteros coprófagos (género Aphodius principalmente, H. carioca, H. cantaniana).. (6). Amoebotaenia cuneata, Choanotaenia infundibulum, Raillietina tetragona, R. echinobothrida, R. cesticillus, Hymenolepis cantaniana, FI. carioca que se encuentra en el intestino delgado de polios y pavos. (7) (9). Choanotaenia infundibulum se encuentra en pollos y faisanes. (7) (9). R. cesticillus se encuentra en pollos, faisanes y aves silvestres. (7) (9) 18.

(28) 2.3 PROTOZOARIOS. 2.3.1 Eimeria Orden : Coccidia Familia: Eimeridae. Existen numerosas especies de coccidios en animales domésticos, útiles y silvestres. Hoy la especialidad de hospedador de los mismos si es absoluta. (10). La distribución mundial de todas las especies ha sido confirmada por Roncalli, haciendo un estudio decoccidiosis en Europa, Suramérica y Australia. La distribución de las especies de coccidias aparece limitada solamente por la distribución de las aves. (7). Las siguientes siete especies se han encontrado en gallinas produciendo diversos trastornos digestivos: E.tenella, E. mitis, E. acervulina, E. máxima, E. necatrix, E. praecox y E. brunetti.. En faisanes la coccidiosis p uede ser un problema en aves jóvenes, resultando en enfermedad seria con alta mortalidad.. E.'dispersa (Tizzer, 1929). Aunque esta especie , es primariamente en pavos, Tizzer comprobó que una raza adaptada de un faisán la adquirió, la cual podría pasar del faisán . a la codorniz de Virginia. Un trabajo más reciente ha indicado que un pavo transmitió a. 19.

(29) la codorniz y éste no infectó el faisán. (Moore, 1954).. E. langeroni, Yakimoffy Matschoulsky, 1937. Ocurrio en los faisanes Phasianus colchicus chrysomelas y P. coichicus tschardynensis. Ninguna información esta disponible sobre el ciclo de vida endógena y patogenicidad.. -. E. megalostromata, Ormsbee, 1939. Ocurre en los faisanes de collar (P. coichicus torquatus). No hay información disponible respecto al tiempo de desarrollo o patogenicidad.. E. pacífica, Ormsbee, ocurre en faisanes de collar. Aparentemente de baja patogenicidad. E. phasiani, Tyzzer, 1929. Ocurre en faisanes de collar. El desarro-. llo endógeno ocurre en la célula epitelial de la vellosidad intestinal, en el intestino delgado, y las etapas evolutivas ocurren distal al núcleo de la célula. Tyzzer 1929 consideró que enfermedad severa podría producirse en faisanes jóvenes. (14). 2.3.2 Plasmodium Familia: Plasmodidae. Plasmodium gallinaceum ha sido reportado por Crawford, 1945, de gallinas gansos, faisanes y perdices. La infección asume una forma aguda en aves jóvenes y tiene un curso crónico en aves adultas (Coggeshali, 1938). (7). 2.3.3 Babesia. Pío].

(30) Familia Piroplasmidae y Babesidae. Aegyptianella puliorum ha sido encontrada en gallinas, faisanes, pavos y presumiblemente podría tener importancia veterinaria. (7). 2.3.4 Tripanosoma. Familia: Tri panosomi dae. El tripanosoma ha sido reportado de un número de aves salvajes, gallinas, palomas y aves gallináceas. (7) (12). 2.3.5 Trichomona Clase: Mastigophora. La trichomona gallinae tiene como huéspedes naturales una gran variedad de aves, tales como las palomas domésticas, halcones, lechuzas, pavos y gallinas. (Stabier, 1941) (Stabier y Herman, 1951) (Locke y James, 1962). (7). 23.6 Otros protozoarios. Hexamita meleagridis ha sido encontrada en codornices, faisanes, pea fowl. - (Hinshaw y Mc Neil, 1941; Levine et al, 1952; Mc Neil, 1958). (7) (lo). 'Entamoeba gallinarum ha sido descrita en materia fecal del ciego de pavos jóvenes y de aves comunes. (Tyzzer, 1920). (7) 21.

(31) FIGURA 1. Ciclo de Ascor/clio gal!! (según R. Graham y col., circular rum. 698 deI College of Veterinary Medicine de Illinois, 1952)..

(32) 3. MATERIALES Y METODOS. 3.1 LOCALIZACION GEOGRAFICA Y FACTORES AMBIENTALES DEL SITIO DE TRABAJO.. Zoológico situado a 16 Kms. de Bogotá, vía Mesitas del Colegio, Departamento de Cundinamarca.. Humedad relativa : 79.93%. Temperatura media : 18.8°C. Altitud. : 1.882 m.s.n.m.. Formación Vegetal : bosque húmedo subtropical. 3.2 CARACTERISTICAS DE LA POBLACION. Se trabajó con la siquiente población:. 23.

(33) GAL PON. RAZA - GALLINAS. HEMBRAS. 1. Cola de Espada Japonesa. 1. 2. 2. Polaca Negra. 2. 1. Polaca Dorada. 1. 3. Rosecomb Inglesa. 2. 2. 4. 4. Hamburguesa. 1. 3. 4. 5. Gallo de Pelea Inglés Enano. 7. 2. 9. 6. Sedosa Japonesa. 3. 1. 4. 7. Sedosa Japonesa. 3. 2. 5. 8. Yokohama Japonesa. 4. 1. 5. 9. Gallo de Pelea Inglés Enano. 2. 1. 3. 10. Cochinchinas. 4. 2. 6. 11. Rosecomb Inglesa. 4. 1. 5. 13. Rizada Japonesa. 3. 2. 5. 14. Polaca Dorada. 3. 1. 4. 15. Polaca Dorada. 4. 1. 5. 16. Gallo de pelea Inglés Enano. 5. Hamburguesa. 1. MACHOS. TOTAL. 3. 4.

(34) GAL PON. r' o,. FAI SAN. HEMBRAS. MACHOS. TOTAL. 1. Lady Amherst. 1. 1. 2. 2. Reaves. 1. 1. 2. 3. Plateado. 2. 1. 3. 4. Dorado Asiático. 1. 1. 2. 5. Mongol. 1. Dorado Asiático. 2. 12. 1 1. 3.

(35) 1 FIGURA 2. Ciclo de col., 1952).. copilar/o c3a/ortc. (según R. Groham. y.

(36) 3.3 TOMA DE MUESTRAS. 3.3.1 EndoparásitoS El procedimiento empleado para la recolección de materia fecal para su posterior procesamiento, consistió en obtenerla directamente de los galpones, teniendo en cuenta que su emisión fuera lo más reciente posible para conseguir así unos resultados óptimos.. Estas muestras fueron colocadas en bolsas plásticas estériles, procurando introducir una cantidad no inferior de 5 grs. con su respectiva reseña y posteriormente se introdujeron en el termo de icopor con hielo, con el fin de mantener un ambiente no propicio para el desarrollo de los huevos presentes en ella, facilitando también un transporte adecuado hasta el sitio de procesamiento.. Este procedimiento se realizó por cuatro veces consecutivas, a intervalos de un mes, con el fin de lograr una mayor probabilidad de conseguir una población variada de endoparsito5.. 3.3.2 EctoparásitOS El procedimiento empleado consistió en un examen externo individual de toda la población, para detectar todo tipo de ectoparásitOS presentes. Se hizo una rigurosa observación de las diferentes áreas.. 27.

(37) cor p orales, tales como la cabeza, cuello, alas, pechu gas, cloaca, ratas, etc. procediendo a se p arar las p lumas y observando meticulosamente la niel en toda su extensión cor p oral y las plumas desde el folículo Plumífero hasta su extremidad opuesta.. Las muestras de cada ave fueron reco q idas en frascos de 10 ml. conteniendo una cantidad de 5 ml de formol al 5% necesario p ara lo q raruna adecuada preservación de los parásitos hasta el laboratorio donde se llevó a cabo su clasificación taxonómica. Se hicieron tres recuentos a intervalos de un mes.. Las muestras fueron p rocesadas en el laboratorio de oarasitoloqfa de la facultad de Medicina Veterinaria y de Zootecnia de la Universidad Nacional.. 3.4 TECNICAS. DE LABORATORIO. 3.4.1 Técnica de Mc. Master. Esta técnica permite estimar el número de huevos, larvas o de ooquistes presentes en un gramo de materia fecal dada.. Consiste en tomar una cantidad de materia fecal correspondiente a dos gramos y se coloca en un recipiente adecuado. Se añaden 28 ml de solución saturada de NaCl al 40%. Se agita bien hasta hacer una suspensión homogénea. Se tamiza a través de una tela metálica, ex-. 28.

(38) primiendo bien con una espátula. El residuo del tamiz se descarta. Se agita bien la suspensión y se toma una cantidad de esa suspensión suficiente para llenar la cámara. Se tuvo en cuenta que la pipeta debe llenarse estando la suspensión en continua agitación y transferirse rápidamente a la cámara, ya que los huevos u ooquistes tienden a flotar. El llenado de cámaras secas se dificulta a veces por lo cual se recomienda lavarlas primero con agua corriente. Antes de proceder al recuento, se espera alrededor de tres minutos, con el fin de que los huevos uooqúistes floten y queden todos en el mismo plano microscópico. El recuento se hace dentro de las áreas demarcadas en la lámina superior de la cámara. El recuento de dos cámaras por muestra es suficiente.. El número de •huevosy ooqiistesse calculó.asi':. Número de huevos por gramo. Recuento total No. cámaras contadas. X 100. Este cálculo se basa en el hecho de que en cada cámara de la lámina se examinan 0.15 ml (0.15 cm de profundidad por 1 cm 2 ). Si se fuera a examinar el total de la suspensión (30 mi) se necesitaría leer 200 cámaras, lo cual daría el número de huevos por dos gramos. El número de huevos por un gramo equivaldría a la lectura de 100 cámaras.. 3.4.2 Técnica de Sloss modificada. 29.

(39) Esta técnica permite la estimación del número de huevos en una muestra dada lo mismo que la identificación de acuerdo a las características morfológicas de gran número de huevos de parásitos gastrointestinales.. Consiste en pesar 2 gramos de materia fecal y colocarla en un recipiente adecuado; se añaden 20 ml de agua y se agita hasta lograr una suspensión homogénea; se filtra por medio de un tamiz metálico; se lava el recipiente que contenía la suspensión, con 10 ml más de agua, la cual se vierte sobre el contenido existente en el tamiz. Con la espátula se exprime bien este contenido hasta extraer la máxima cantidad de agua; se deposita el líquido obtenido por filtración en dos tubos de ensayo de 15 mi, debidamente numerados y llevarlos a la centrífuga por 5 minutos a 1.500 R.P.M.. Luego se retiran los tubos de la centrífuga y se elimina el líquido sobrenadante dejando 2 ml por encima del sedimento. Agitar el sedimento para suspenderlo nuevamente en los 2 ml dejados en el tubo. Posterior a este paso se llenan los dos tubos con una solución azucarada hasta que el menisco quede ligeramente por encima de los bordes del tubo. Si se forman burbujas, se retiran del tubo, colocando una punta depapel absorbente sobre la burbuja. Se llevan los tubos a la centrífuga y se les coloca previamente a ello una laminilla de 22 X 22 mm. Se centrífuga a 1.500 R.P.M. durante 5 minutos. Se tiene cuidado de evitar la formación de burbujas al colocar. 30.

(40) la laminilla sobre el tubo.. Luego de este paso de centrifugación se retira cada laminilla con movimiento lento, vertical y se colocan sobre una lámina numerada. Se hace la lectura al microscopio con lente de bajo aumento. Se debe leer el total de los huevos en cada laminilla y sumar los resultados. Este total se considera como el número de huevos en dos gramos de materia fecal; luego se divide por dos este resultado para obtener el número de huevos por gramo de materia fecal.. Uno de los cuidados que debe tenerse en cuenta cuando se realiza esta técnica, es la de evitar que la centrífuga inicie o se detenga bruscamente.. La solución de azúcar para la técnica de Sloss es:. 454 gms. Azúcar. Agua potable 355 ml 6.7 ml. Fenol. Se calienta el agua y luego se añade el azúcar paulatinamente y se va agitando. El fenol se agrega cuando la solución está fría.. Métodos de flotación: Los anteriores métodos descritos son métodos de flotación y la base. 31. .--.. ........

(41) técnica de éstos es la de dispersar una suspensión de materia fecal en una solución de mayor densidad que los huevos de los parásitos. La diferencia en la gravedad especifica hace que los huevos se eleven a la superficie. La mayor parte de las partículas fecales caen hacia el fondo ya que su densidad es mayor que la de la solución. Los huevos resultan así separados del material extraño y concentrados en una zona. Se trata por lo tanto, de un método de concentración " y se emplea cuando se trata de diagnosticar parasitosis ligeras.. Cualquier solución lo suficientemente densa como para hacer flotar a los huevos y lo suficientemente inerte como para no dañarlos, es utilizable como medio de flotación.. 3.4.3 Método de Sedimentación. Esta técnica se utiliza únicamente cuando se sospecha la presencia de huevecillos de trematodos u otra clase de huevecillos operculados.. Se coloca una suspensión de heces y agua (algunos prefieren recurrir a solución salina fisiológica) en un tubo de ensayo cónico. Se deja el tubo en reposo por un mínimo de 15 minutos o se centrífuga a baja velocidad como para el método de flotación. Se extrae el sedimento mediante una pipeta Pasteur o gotero, y se examina al microscopio bajo un cubreobjeto.. 32.

(42) oocisto maduro esporukido un eutantcfom o. rrcro. SUELO ESPOROGONIA. C— " E(. 1cIi. macrogameto. 9. 4. 7. esporozoito. microgameto. cf. Gometos ds de 3a4 da despuesdelo infestan. 4I. INTESTINO DE LA GALLINA. merozoitos. F 1. E1 ri. éll. 1. dkaci6n. ESQUIZOGONIA 203 dios. FIGURA 3. Ciclo evolutivo de los Coccidios.. tU!TFCA A. tOPErtJ4 rI.

(43) 3.4.4 Método usado para la clasificación de los Ectoparásitos. Una vez obtenidas las muestras en el laboratorio, se procedió a su identificación, utilizando inicialmente el estereoscopio y posteriormente el microscopio de luz, siendo el montaje como sigue:. Se colocó la muestra en una caja de Petri, para su observación e identificación, en base a los parámetros morfológicos ya existentes para la clasificación taxonómica.. Para el microscopio de luz se procedió de la siguiente manera:. Se colocó muestra individual en una lámina portaobjetos, seguida de la aplicación de una o dos gotas de glicerina comercial; después fue colocada una lámina cubreobjetos directamente encima de la gota o gotas conteniendo la muestra para su observación, iniciando este con aumento 4X y seguidos de 10 y 40X.. 34.

(44) 4. RESULTADOS. 4. 1 EDOPARASITOS. 4.1.1 Primer recuento:. .35.

(45) TABLA 1. .NUMERO DE HUEVOS POR GRAMO DE MATERIA FECAL Y OOQUISTES DE EIMERIA SPP. GAL PON. RAZA - GALLINAS. .HETERAKIS SPP.. 1 2. CN. Cola de Espada japonesa. .ASCARIDIA SPP.. .CAPILLARIA SPP.. .EIMERIA SPP.. 400. Polaca Dorada Polaca Negra. 100. 100. 200. 3. Rosencomb Inglesa. 200. 100. 300. 4. Hamburguesa. 5. Gallo de pelea inglés enano. 300. 100. 6. Sedosa Japonesa. 400. 400. 3100. 7. Sedosa Japonesa. 300. 400. 8. Yokohama Japonesa. 400. 500. 800. 9. Gallo de pelea inglés enano. 100. 200. 300. 700. 10. Cochinchinas. 200. 400. 300. 500. 11. Rosecomb inglesa. 200. 100. 13. Rizada japonesa. 100. 300. 14. Polaca Dorada. 300. 100. Pasa.... 300 200. 2400. 300 100. 300 4500.

(46) .Viene. GALP0N. RAZA - GALLINAS. • HETERAKIS. .ASCARIDIA. SPP•. S PP.. • CAPILLARIA S PP.. •EIMERIA SPP.. 15. Polaca Dorada. 200. 200. 5800. 16. Gallo de pelea inglés enano. 400. 600. 2200. N o t a: El signo (-) que aparece en la anterior tabla indica que no se observaron huevos de ese tipo de parásitos, ni ooquistes. (Igual en todas las tablas)..

(47) E3 H,. Uns. FIGURA 4. Ciclo de un Esporozoario, P/csmooum gc//,ncceum. (G. Lesbouyries)..

(48) TABLA 2. NUMERO DE HUEVOS POR GRAMO DE MATERIA FECAL Y OÓQUISTES DE EIMERIA. GAL PON. FAlSAN. • HETERAKIS. SPP. •ASCARIDIA. • CAPILLARIA. SPP.. SPP.. SPp•. 200. • EIMERIA SPP.. 1. Lady Amherst. 100. 100. 2. Ree ves. 300. 300. 3. Plateado. 400. 4. Dorado Asiático. 8. Mongol. 400. 500. 800. Dorado Asiático. 300. 500. 18000. 12. 4.1.2 Segundo recuento.. 800 300. 3500.

(49) TABLA 3. NUMERO DE HUEVOS POR GRAMO DE MATERIA FECAL Y OOQUISTES DE EIMERIA SPP.. GALPON. RAZA = GALLINAS. .HETERAKIS SP p. CD. 1. Cola de espada Japonesa. 2. Polaca Dorada. .ASCARIDIA SPP. .CAP1LLARIA. .EIMERIA. SPP. SPP. 21000. 500. Polaca Negra. 100. 300. 400. 3. Rosecomb Inglesa. 200. 300. 700. 4. Hamburguesa. 5. Gallo de Pelea. 400. 400. 9500. Inglés Enano. 1000. 300. 6. Sedosa Japonesa. 300. 300. 2800. 7. Sedosa Japonesa. 500. 600. 8. Yokohama Japonesa. 500. 400. 1200. 9. Gallo de pelea inglés 100. 300. Enano Pasa.... 400. 1i11.

(50) • .Viene. GAL PON. RAZA - GALLINAS. •ASCARIDIA. • CAPILLARIA. • EIMERIA. SPP. SPP. SPP. S PP. 400. 600. • HETERAKIS. 10. Cochinchinas. 300. 300. 11. Rosecomb inglesa. 200. 200. 13. Rizada Japonesa. 200. 400. 14. Polaca Dorada. 500. 100. 6300. 15. Polaca Dorada. 300. 500. 700. 16. Gallo de Pelea 700. 400. 300. Inglés Enano. 400 200. 400.

(51) CARtTtRISTICAS. E. oCÜrvu/,nu. E. runet/f. E hapai7l. E mcc/nc. E in/cf/. E. ,n,r/.,. d necctr,x. —. E fndllc. E prceccc. 1. ZONA. RASAOA__. Oalonorrien.o.rran- No 'rcy lesiones4ersorrcg.o de, ro infección IQerO. bari- Necrosis de coagu- Hemorragias pele- Paredes errosodas 1 1 cmos 5ara placas No hcv lesiones, LESIONES dei ornen nrnialmerrj chas bici'ccs (esqui- exudado mucoide MACROSCOPICAS das de ooguistes trans• aci&, enteritis mu- guiales corno cabo- exudado mucoide,te- redondeadas de oogus exudado mucoide te porieriorrneriie zontes), peteguias, Sido de sangre, pete- te,. coide sanguinolen- za ds alfiler. versos blanquecino * ençrossinionto.nnuc lnfcc!an pesada; fanuddo niucoide lnf,caidn severa: pe- to . guias. a blanquecino, sonredes engrosadas pto con sangre red enar000do piscos gro coagulado. _cas coslesciendo. coalGecendo. CARACTER1STICA Ninguna disponible MIBUJADOS DE ORIGINALES AV° 18.3e 14.6 (U) LARGO X ANCHO 7.7-202 LARG0 ANCI4O e 137-16.3. 24.6e le.8 207-30.3 18.1-24.2. 19.1017.8 6.8-20.9 4.3-19.5. 30.5n20.7 21.5-42.5 6.5-29.8. 15.6x 3.4 it.I-iG.9 0.5-6.2. ¿. 16.2 16.0 14.3-19.6 130-17.0. 11 IL.....+. 21.3e 17.1 20.4x 17.2 9.8-247 3.2-22,7 l5.7 _9.8 11.3-8.3. FIGURA 5. (Caracteristicas diferenciales paro 9 especies de coccidio en gallinas).. 1. 22.01 9.0 9.5-26.0 i6.5-22..8.

(52) TABLA 4. NUMERO DE HUEVOS POR GRAMO DE MATERIA FECAL Y OOQUISTES DE EIMERIA SPP.. FAlSAN. GAL PON. (A). • HETERAKIS. .ASCARIDIA. • CAPILLARIA. •EIMERIA. SPP. SPP. SPP. S PP. 300. 1. Lad y Jmherst. 200. 200. 2. Ree ves. 400. 500. 3. Plateado. 400. 4. Dorado Asiático. 8. Mongol. 500. 400. 1200. Dorado Asiático. 500. 400. 21200. 12. 4.1.3 Tercer Recuento.. 1200 300. 2600.

(53) TABLA 5 NUMERO DE HUEVOS POR GRAMA DE MATERIA FECAL Y OOQUISTES DE EIMERIA SPP.. GAL PON. RAZA - GALLINAS. HETERAKIS SPP.. .ASCARIDIA SPP.. • CAPILLARIA SPP.. EIMERIA spP•. 30000. 1. Cola de espada japonesa. 1000. 2. Polaca Dorada Polaca Negra. 200. 300. 200. 3. Rosecomb Inglesa. 500. 400. 400. 4. Hamburguesa. 5. Gallo de Pelea Inglés Enano'. 600. 400. 6. Sedosa Japonesa. 200. 200. 2300. 7. Sedosa Japonesa. 400. 300. 8. Yokohama Japonesa. 300. 600. 1,600. 9. Gallo de pelea inglés Enano. 200. 500. 400. 800. Cochi nchinas. 500. 300. 300. 800. 10. Pasa.... 20 0 300. 6200.

(54) Viene. GAL PON. o,. RAZA - GALLINAS. • ASCARIDIA. • CAPILLARIA. S PP.. SPP•. sPP.. • HETER.AKIS. • EIMERIA sPP.. 600. 11. Rosecom inglesa. 300. 100. 13. Rizada Japonesa,. 200. 300. 14. Polaca Dorada. 500. 200. 5200. 15. Polaca Dorada. 300. 400. 1300. 16. Gallo de pelea inglés Enano. 700. 200. 200. Incontables.

(55) TABLA 6. GAL PON. cn. FAI SAN. • HETERAKIS. • ASCARIDIA. • CAPILLARIA. .EIMERIA SpP.. SPP•. SPP.. SPP.. 200. 1. Lady Amherst,. 100. 100. 2. Re e ve s. 600. 500. 3. Plateado. 600. 4. Dorado Asiático. 8. Mongol. 300. 600. 1600. Dorado Asiático. 400. 600. 22400. 12. 4.1.4 Cuarto Recuento. 600 500. 4300.

(56) TABLA - 7. .NUMERO DE HUEVOS POR GRAMO DE MATERIA FECAL Y OOQUISTES DE EIMERIA SPP.. GAL PON. RAZA - GALLINAS. .HETERAKIS s p P.. r o. .4. .ASCARIDIA SPP.. .CAPILLARIA SPP.. .EIMERIA SN:,.. 23700. 1. Cola de Espada Japonesa. 700. 2. Polaca Dorada Polaca Negra. 400. 200. 300. 3. Rosecomb Inglesa. 400. 200. 600. 4. Hamburguesa. 5. Gallo de pelea Inglés Enano. 500. 300. 6. Sedosa Japonesa. 300. 200. 3000. 7. Sedosa Japonesa. 600. 500. 8. Yokohama Japonesa. 400. 500. 1800. 9. Gallo de pelea inglés enano. 300. 300. 500. 1000. Cochinchi nas. 400. 400. 200. 600. 10 Pasa.... 400 500. 7600.

(57) ...Viene. GAL PON. CO. RAZA - GALLINAS. • HETERAKIS. .ASCARIDIA. SPP•. SPP.. • CAPILLARIA SpP•. •EIMERIA SPP•. 700. 11. Rosecomb inglesa. 200. 200. 13. Rizada Japonesa. 300. 400. 14. Polaca Dorada. 600. 200. 4700. 15. Polaca Dorada. 400. 300. 2100. 16. Gallo de pelea inglés Enano. 500. 300. 500. Incontables.

(58) TABLA 8. NUMERO DE HUEVOS POR GRAMO DE MATERIA FECAL Y OOQUISTES DE EIMERIA SPP.. FAlSAN. GAL PON. .HETERAKIS. .ASCARIDIA. .CAPILLARIA. 300. .EIMER1A. 1. Lady Amherst. 200. 300. 2. Reeves. 500. 700. 3. Plateado. 300. 4. Dorado Asiático. 8. Mongol. 400. 500. 2000. Dorado Asiático. 600. 300. 18300. 12. 4.2 ECTOPARASITOS 4.2.1 Primer recuento. 900 500. 1800.

(59) TABLA 9 GALPON. RAZA - GALLINAS. 1. Cola de Espada Japonesa. 2. Polaca Dorada Polaca Negra. G.GIG. G.GALL. DERM MENOP. MENAC STRAM GALL GALL. -. -. -. -. x. x. -. -. -. -. x. x. x. x. -. -. -. -. x. x. x. 3. Rosecomb inglesa. -. -. -. -. x. x. -. 4. Hamburguesa. x. -. -. -. x. x. -. 5. Gallo de pelea x. -. x. x. x.. -. x. x. -'. x. Inglés Enano. 01. L.0 L.H. 6. Sedosa Japonesa. 7. Sedosa Japonesa. 8. Yokohama Japonesa. 9. Gallo de pelea. x x. -. x. x. Inglés Enano 10. Cochinchinas. 11. Rosecomb Inglesa. 13. Rizada Japonesa. 14. Polaca Dorada. 15. Polaca Dorada. 16. Gallo de Pelea Inglés Enano. x. x x x. x. x.

(60) TABLA 10. GAL PON. FAlSAN. *. L.C.. L.H.. G. GIG.. G. GALL. MENOP. GALL. u,. 1.. Lady Amherst. 2. Reeves. 3. Plateado. 4. Dorado Asiático. 8. Mongol. 12. * L.C.. Dorado Asiático. Lipeurus Caponis. L.H.. : Lipeurus Heterographus. G. GIG.. : Goniodes Gigas. G. GALL. : Coniocotes Gallinae. MENOP. GALL : Menopon Gallinae MENAC STRAM : Menacanthus Stramineus DERM GALL. : Dermanyssus Gallinae. MENAC.. DE RM.•. ST RAM. GALL. x x. x. x.

(61) 4.2.2 Segundo Recuento TABLA 11. GAL PON. RAZA - GALLINAS. L.C.. L.H.. G. GIG.. G. GALL. MENOP. GALL. MENAC.. DERM.. STRAM. GALL. 1. Cola de Espada Japonesa. -. -. -. -. x. x. -. 2. Polaca Dorada Polaca Negra. x x. -. -. -. x. x x. -. 3. Rosecomb inglesa.. x. -. -. -. x. x. -. 4. Hamburguesa. x. -. x. -. x. x. -. 5. Gallo de pelea Inglés Enano. -. -. -. x. x. x. -. 6. Sedosa Japonesa. -. .-. x. x. -. x. -. 7. Sedosa Japonesa. -. -.. -. -. x. x. -. 8. Yokohama Japonesa. -. -. -. x. x. x. -. 9. Gallo de pelea Inglés Enano. -. -. -. x. x. -. -.. 10. Cochinchirias. -. -.. -. -. x. x. -. 11. Rosecomb Inglesa. -. -. -. -. -. x. -. 13. Rizada Japonesa. -. -. -. -. x. -. -. Pasa..

(62) ...Viene. GALPON. (-n. RAZA - GALLINAS. 14. Polaca Dorada. 15. Polaca Dorada. 16. Gallo de Pelea Inglés Enano. L.C.. L.H.. G. GIG. G. GALL. MENOP.. MENAC.. DERM.. GALL. STRAM. GALL. 1. 1 -. x. x.

(63) TABLA 12. GAL PON. u,. FAI SAN. L.0. 1. Lady Amherst. 2. Reeves. 3. Plateado. 4. Dorado Asiático. 8. Mongol. x. Dorado Asiático. x. 12. L.H. G. GIG.. G. GALL. MENOP.. MENAC.. DERM.. GALL. STRAM. GALL. x x. x.

(64) 4.2.3 Tercer Recuento. TABLA 13. GAL PON. al u,. RAZA - GALLINAS. * L.0. L.H. G. GIG. G. GALL. MENOP.. MENAC.. DERM.. GALL. STRAM. GALL. 1. Cola de Espada Japonesa. x. -. -. x. x. x. -. 2. Polaca Dorada Polaca Negra. x x. -. -. x x. x x. x x. -. 3. Rosecomb Inglesa. -. -. -. -. x. x. -. 4. Hamburguesa. x. -. -. -. x. -. 5. Gallo de Pelea Inglés Enano. x. x. x. -. x. -. -. Sedosa Japonesa. -. -. -. -. x. -. -. 7. Sedosa Japonesa. -. -. -. -. x. -. -. 8. Yokohama Japonesa. -. -. -. -. x. x. 9. Gallo de Pelea Inglés Enano. -. -. -. -. x. x. -. 10. Cochi nchi nas. -. -. -. -. x. -. -. 11. Rosecomb Inglesa. -. -. -. x. x. -. 13. Rizada Japonesa. -. -. -. x. -. -. 6. Pasa.... -.

(65) Viene. GAL PON. RAZA - GALLINAS. * L.0. L.H. G. GIG. G. GALL.. MENOP.. MENAC.. DERM.. GALL. STRAM. GALL. 14. Polaca Dorada. -. x. x. x. -. 15. Polaca Dorada. -. -. x. x. x. 16. Gallo de Pelea Inglés Enano.. -. -. x. x. -. Cn o.,. * L.0 L.H G. GIG.. : Lipeurus Caponis Lipeurus Heterographus : Goniódes Gigas. G. GALL. Goniocotes Gallinae. MENOP.. GALL. Menopon Gallinae. MENAC. STRAM : MenacanthusStramineus DERM. GALL. : Dermanyssus Gallinae. x. -.

(66) TABLA 14. GAL PON. FAlSAN. L.0. L.H.. G. GIG.. G. GALL. MENOP. GALL. a, -4. 1. Lady Amherst. 2. Reeves. 3. Plateado. 4. Dorado Asiático. 8. Mongol. 12. Dorado Asiático. MENAC. DERM. STRAM GALL. x x. x.

(67) u. S. DISCUSION. El parasitismo determina frecuentemente un cuadro clínico que conduce, si no se trata adecuadamente, a la caquexia. Si bien no reviste siempre la gravedad de las grandes y espectaculares epizootias, sino, por el contrario, es a veces discreto, lento, incidioso (helmintiasis digestivas, ectoparasitosis), no es por ello menos nocivo, ya que detiene el crecimiento de las aves, disminuye su rendimiento y causa pérdidas económicas considerables. (3). Los resultados de los muestreos realizados indicaron la presencia de una serie de [cta y Endoparásitos, comunes a las aves de explotación comercial, siendo este factor determinante de una serie de fenómenos adversos al desarrollo de esta industria.. La variabilidad de los recuentos obtenidos pudo deberse a factores diversos tales como la promiscuidad en que se encuentran éstos en el sitio estudiado, o sea presencia de animales jóvenes y adultos en un mismo galpón; permitiendo con esto que ectoparásitos adultos o larvas pasen de unos a otros de una manera indiscriminada sin ningún tipo de control, sucediendo lo mismo con huevos u. 58.

(68) ooquistes de endoparásitos. (7). Otro factor determinante en los resultados fue el momento de la toma de la muestra refiriéndose a la hora del día en la cual se realizó, tomando un caso concreto el del Dermanyssus gallinae, cuyos hábitos de vida son casi nocturnos, lo cual hace que su hallazgo durante el da ocurra de una manera excepcional o casual. (2) (7). Como la toma de muestras se realizó en animales vivos y éstos son un tipo muy es p ecial; su manipulación es complicada; incidió de una manera directa en el que unas veces se hallaran ectoparásitos de una especie determinada y otras veces nó. También dificultó la recolección el tamaño y tipo de ectoparásitos.. Como la materia fecal fue tomada directamente del suelo, deben tenerse en cuenta ciertos factores como son la desecación de la misma, su contaminación con material del suelo, como piedras, polvo, etc.. El tiempo que existe entre el momento de toma de la muestra y el momento de su procesamiento, también es determinante en los resultados. (2). Los resultados obtenidos mostraron que dentro de la población estudiada se comprobó la presencia de un parásito diferente de los. 59.

(69) ya clasificados y encontrados en aves domésticas comerciales y es el nienacanthus stramineus. Casualmente pudo observarse la resistencia de algunas razas a los ataques parasitarios.. El factor relacionado con el manejo mostró ser prioritario en este tipo de explotación, teniendo en cuenta que su descuido puede llegar a causar descenso y desmejoramiento del aspecto externo de las aves, repercutiendo ésto en su valor estético y comercial.. La observación de otras clases de factores externos como por ejemplo el clima, puede considerarse predisponente en la presentación de estados parasitarios, lo cual ha influido posiblemente en el no hallazgo de otros géneros de parásitos clasificados en aves comerciales.. Se observó una mayor presencia de ectoparásitOS del tipo Menopón y Menacanthus, ademas de una resistencia tanto a éstos, como a los endoparsi tos.. 60.

(70) 6. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES. Es de anotar también que los malos controles sanitarios referentes a la accesibilidad al agua potable, buena calidad del alimentoe.hiyiene de galpones y fómites, incide también en el estado parasitario, factores tales como promiscuidad entre animales jóvenes y adultos y la cercanía a otro tipo de aves (palomas).. La necesidad de un profesional especializado en el manejo de este renglón en lo referente a la parte profiláctica y patólogica, se hace imprescindible en este tipo de explotación.. Se debe insistir en el control sanitario más estricto porque este tipo de industria se realiza en lugares de recreación al cual tienen acceso seres humanos que ennmento determinado pueden resultar afectados con enfermedades Zoonóticas.. Es también de ayuda útil el presente trabajo para el conocimiento y formación profesional del estudiante de Medicina Veterinaria y de Zootecnia, debido a que es uno de los primeros trabajos de este género realizado en el país a nivel de trabajo dirigido.. 61.

(71) En los animales en que fue encontrada una carga parasitaria de ooquistes incontables existe una verdadera coccidiasis que nos indica un equilibrio huésped - parásito, ya que si se presenta una carga similar en aves de explotación comercial, constituiría una real coccidiosis, pon baja en la producción y alta mortalidad.. Se recomienda el uso de NEGUVON (producto comercial), al 0,15% utilizado en aspersión sobre aves, en horas nocturnas, y también en grietas y hendiduras de paredes, repitiendo el tratamiento 8 días después.. El piso de malla, también se recomienda para su mayor control parasitario.. Se concluye que deberían existir reglamentos estatales para controlar estos factores, que representarían un peligro potencial en Salud Pública.. 62.

(72) 7. RESUMEN. Se trabajó con una población total de 85 aves, a quienes se les practicó mensualmente un examen coprológico y una recolección de ectoparásitos para su posterior clasificación.. Para el examen de materia fecal se utilizaron varias técnicas de flotación. Para la clasificación de ectoparásitos se usó el estereoscopio y el microscopio de luz.. Los exámenes se hicieron para constatar si este tipo de aves eran portadoras del tipo de parásitos que afectan a las aves de producción o extraños a ellas.. Los resultados obtenidos indicaron el hallazgo de ectoparásitos como son: T1enopon gallinae, Menacanthus stramineus, Goniocotes gallinae, Goniodes gigas, Lipeurus Caponis y Lipeurus heterographus; y endoparásitos como Heterakis spp, capillaria spp, Ascaridia spp, y Eimeria spp que se encuentran en los planteles de producción avfcola y que afectan esta industria.. 63.

(73) Esta observación se hace en base a los resultados obtenidos en el laboratorio, y a pesar de que toda la población esta sujeta a las mismas condiciones sanitarias, ambientales y de alimentación, se encontro variación en la cantidad de ectoparásitos y endoparsitos de una ave a otra y de un galpón a otro, respectivamente..

(74) -. : -. r pr. \\,. kiv. -'-.-. (. iciura 6: Faisán Dorado. .1. -. 1. IN. -. ..,. Figura 7: Faisán Dorado y Gallinas Hamburguesas 65.

(75) :. -. 2. P4. -. r --'. ..:.. •' --_. -. j. 1 -a. ----. Figura 8: Faisán Plateado. -.. '-S. 'j•r__. -. -. -1'. ;-" Figura 9: Faisan Reeves. 66.

(76) 7O 0 Sigura 10: Huevo de Ascaridia spp. 100 X. Figura 11: Ooquistes de Eirneria spp. 100 X. 67.

(77) igura 12: Huevo de Ascaridia spp. 400 X. figura 13: Huevo de Capillaria spp. 400 X. 68.

(78) * -. 1 r. Figura 14: Huevo de Capillaria spp. 100 X. e. Q. Figura 15: Huevo de Heterakis spp. y ooquistes de Eimeria spp. 100 X. 69.

(79) -'-. Z_75N.. Figura 16: Artropodo no identificado encontrado en materia fecal 100 X -. Figura 17: Lipeurus Caponis 100 X. 70.

(80) D. Figura 18: Goniocotes gallinae 100 X. Figura 19: Lipeurus caponis 100 X. 71.

(81) Figura 20: Tenopon gallinae 100 X. 72.

(82) 8. BIBLIOGRAFIA. (1). ARNALL, L; and I.F. KEYMER, 1975, BIRD DISEASES, (First edition), T.F.H. Publications Inc. Neptune city, New Jersey, pp 161-164, 192-194.. (2). BORCHERT, A., 1975 PARASITOLOGIA VETERINARIA, Tercera edición, Editorial Acribia Zaragoza, pp. 22, 445.. (3). BUSTOS, E., N. MOSSOS, F. ORDOÍíEZ; G. E. PATIÑO, 1983. Causas de Mortalidad en Aves, Durante Diferentes Perfodos de Producción en Planteles de la Sabana de Bogota. (En prensa).. (4). DIAZ, M., E. BUSTOS, G. MORALES, 1971, Acariasis Pulmonar y Aerosaculitis por Cytodites Nudus en Aves Domésticas, Memorias VIII Congreso Nacional de Medicina Veterinaria y Zootecnia.. (5). DOUGLASS, E. M.HISTOMONIASIS IN ZOO BIRDS VETERINARY MEDICINE AND SMALL ANIMAL CLINICIAN U.S.A., Volumen 76 pp. 10131014, 1981.. (6). EUZEBY, J., 1961,EL PARASITISMO EN PATOLOGIA AVIAR, Primera Edición, Editorial Acribia, Zaragoza, pp. XI, XIII, 10, 78 Figuras 1, 2, 3, 4. (7). HOFSTAD, M. S., and B. W. CALNEK, C. E. HEMBOLDT, W. M. REID, H. W. YODER Jr. , 1., 1973, DISEPSES OF POULTRY, Sixth edition, the Iowa State University Press, pp. 793, 1044, Fig. 5.. 73.

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Figure

TABLA 1	Resultado primer recuento Endoparásitos (galli-
TABLA 10	 Resultado primer recuento Ectoparásitos (fai-
FIGURA 1. Ciclo de  Ascor/clio gal!!  (según R. Graham y col., circular rum. 698 deI College of Veterinary Medicine de Illinois, 1952).
FIGURA 2. Ciclo de  copilar/o c3a/ortc  (según R. Groham  y
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