UNIVERSIDAD TECNOLÓGICA EQUINOCCIAL
FACULTAD DE CIENCIAS DE LA INGENIERÍA
CARRERA DE INGENIERÍA DE ALIMENTOS
INFLUENCIA DEL TRATAMIENTO TÉRMICO SOBRE LA
COMPOSICIÓN QUÍMICA Y CAPACIDAD ANTIOXIDANTE DE
DOS VARIEDADES DE CAMOTE (
Ipomoea batata L
.
):
GUAYACO MORADO Y TOQUECITA
TRABAJO PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE INGENIERA DE ALIMENTOS
ANDREA TERESA TÚQUERES USHCA
DIRECTORA: BIOQ. MARÍA JOSÉ ANDRADE CUVI
© Universidad Tecnológica Equinoccial. 2015
DECLARACIÓN
Yo ANDREA TERESA TÚQUERES USHCA, declaro que el trabajo aquí descrito es de mi autoría; que no ha sido previamente presentado para
ningún grado o calificación profesional; y, que he consultado las referencias
bibliográficas que se incluyen en este documento.
La Universidad Tecnológica Equinoccial puede hacer uso de los derechos
correspondientes a este trabajo, según lo establecido por la Ley de
Propiedad Intelectual, por su Reglamento y por la normativa institucional
vigente.
_________________________
ANDREA TERESA TÚQUERES USHCA
CERTIFICACIÓN
Certifico que el presente trabajo que lleva por título “Influencia del
tratamiento térmico sobre la composición química y capacidad antioxidante de dos variedades de camote (Ipomoea batata L.):
Guayaco morado y Toquecita”, que, para aspirar al título de Ingeniera de Alimentos fue desarrollado por ANDREA TERESA TÚQUERES USHCA, bajo mi dirección y supervisión, en la Facultad de Ciencias de la Ingeniería; y
cumple con las condiciones requeridas por el reglamento de Trabajos de
Titulación artículos 18 y 25.
___________________________
Bioq. María José Andrade Cuvi
DIRECTORA DEL TRABAJO
DEDICATORIA
El presente trabajo de investigación está dedicado a mi Dios por ser mi refugio y fortaleza.
A mis Padres Honorio y María por siempre desear lo mejor para mí y hacer
todos los sacrificios para verme lograr mis sueños, nunca terminaré de
agradecer su presencia en mi vida, ustedes son mi mayor motivación y
AGRADECIMIENTO
Agradezco a Dios por darme la sabiduría y la fortaleza para culminar con
éxito mi etapa de formación profesional en donde me permitió conocer
personas maravillosas a las siempre estaré agradecida y llevaré en mi
corazón.
A la bendición más grande entregada por Dios, mis padres Honorio y María,
que han sido para mí un soporte e inspiración; mil gracias por todo su
esfuerzo, sacrificio, amor y paciencia que me brindaron para lograr alcanzar
este nuestro sueño.
A mis hermanos Laura y David que compartieron conmigo esta historia y a
mi sobrino Jostin niño de mis ojos, por su cariño incondicional y ser siempre
mi fuerza en los momentos difíciles que juntos superamos.
A mis abuelitos Honorio y María, mis tíos queridos Tere, Carmita y Freddy
por sus consejos acertados, apoyo y cariño incondicional.
Con mucho cariño y respeto, Ing. Carlotita, Profe. Majo e Ing. Nubia por ser
más que mis docentes unas buenas amigas, de las que siempre estaré
orgullosa y agradecida por brindarme su confianza; haber sembrado en mí
el interés por la investigación a través de los proyectos y ser la inspiración
para mi crecimiento profesional y personal.
A mi querida profe Lore Cuesta gracias por esa bonita amistad, por el apoyo
incondicional, conocimientos y tiempo brindado en desarrollo experimental
de mi tesis.
A Gaby mi hermana, amiga y cómplice por siempre estar en las buenas y en
cosas, por todo nuestro sacrificio…., que nos permitió ser siempre las mejores… nuestras lágrimas y alegrías al final han encontrado su
recompensa.
A mi querida Universidad y autoridades de la facultad por abrirme las
puertas, haberme permitido llegar a formar parte de su grupo de
profesionales y a la que siempre representaré con orgullo.
A Jessy, Vanesita, Paulina, Jess, Geovita, Verito, Mafer y Nicole por su
valiosa y sincera amistad, cada una un mundo diferente y único que llegué a
conocer y valorar.
A mis primos, para que este trabajo marque un antecedente en sus vidas, y
tengan presente que con esfuerzo, perseverancia, voluntad y humildad no
hay imposibles.
A los docentes, compañeros y personas especiales en mi vida que siempre
i
ÍNDICE DE CONTENIDOS
PÁGINA
RESUMEN vii
ABSTRACT ix
1. INTRODUCCIÓN 1
2. MARCO TEÓRICO 4
2.1. GENERALIDADES DEL CAMOTE 4
2.1.1. ORIGEN DEL CAMOTE 5
2.1.2. DESCRIPCIÓN BOTÁNICA 5
2.1.3. VARIEDADES 7
2.1.4. COSECHA 9
2.1.5. POSCOSECHA 10
2.1.5.1. Selección y clasificación 11
2.1.5.2. Limpieza 11
2.1.5.3. Secado 12
2.1.5.4. Almacenamiento 12
2.1.6. COMPOSICIÓN QUÍMICA 13
2.1.7. COMPUESTOS ANTIOXIDANTES EN FRUTOS Y
VEGETALES 14
2.2. COMPUESTOS ANTIOXIDANTES 15
2.2.1. COMPUESTOS FENÓLICOS 18
2.2.2. ANTOCIANINAS 20
2.2.3. CAPACIDAD ANTIOXIDANTE TOTAL 22
3. METODOLOGÍA 25
3.1. MATERIAL VEGETAL 25
3.2. CARACTERIZACIÓN FÍSICA 25
3.2.1. MEDICIÓN DEL COLOR 27
ii PÁGINA
3.3.1. ANÁLISIS PROXIMAL 27
3.3.2. PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS DE CAMOTES
PARA LA DETERMINACIÓN DE LA COMPOSICIÓN
QUÍMICA 28
3.3.2.1. Preparación de la muestras en estado fresco 28
3.3.2.2. Preparación de la muestras en estado cocido 28
3.3.3 CARACTERIZACIÓN QUÍMICA 29
3.3.3.1. Sólido solubles totales (SST) 29
3.3.3.2. pH 29
3.3.3.3. Acidez Titulable Total (ATT) 30
3.4. DETERMINACIÓN DE COMPUESTOS ANTIOXIDANTES 30
3.4.1. PREPARACIÓN DE EXTRACTOS ETANÓLICOS 30
3.4.2. DETERMINACIÓN DEL CONTENIDO DE FENOLES
TOTALES (FT) 31
3.4.3. DETERMINACIÓN DEL CONTENIDO DE
ANTOCIANINAS TOTALES (AT) 32
3.4.4. CAPACIDAD ANTIOXIDANTE TOTAL 33
3.4.4.1. Determinación de la Capacidad Antioxidante
Total por el método ABTS∙+ 33
3.4.4.2. Determinación de la Capacidad Antioxidante
Total por el método DPPH∙ 34
3.5. ANÁLISIS ESTADÍSTICO 35
4. ANÁLISIS DE RESULTADOS 36
4.1. CARACTERIZACIÓN FÍSICA DE DOS VARIEDADES DE
CAMOTE 36
4.1.1. EFECTO DE LA COCCIÓN SOBRE EL COLOR DEL
TUBÉRCULO 37
4.1.1.1. Luminosidad (L*) 39
4.1.1.2. Croma (Cr*) 39
iii PÁGINA
4.2. COMPOSICIÓN QUÍMICA 41
4.2.1. EFECTOS DE LA COCCIÓN SOBRE LA COMPOSICIÓN
PROXIMAL 41
4.2.2. EFECTOS DE LA COCCIÓN SOBRE LA
CARACTERÍSTICAS QUÍMICAS 44
4.2.2.1. Efecto de la cocción sobre el contenido de
Sólidos Solubles Totales (SST) 44
4.2.2.2. Efecto de la cocción sobre el pH 45
4.2.2.3. Efecto de la cocción sobre la Acidez Titulable
Total (ATT) 45
4.3. COMPOSICIÓN BIOQUÍMICA 46
4.3.1. EFECTO DE LA COCCIÓN SOBRE LA CAPACIDAD
ANTIOXIDANE TOTAL (CAT) 46
4.3.2. EFECTO DE LA COCCIÓN SOBRE EL CONTENIDO DE
FENOLES TOTALES (FT) 48
4.3.3. EFECTO DE LA COCCIÓN SOBRE CONTENIDO
DE ANTOCIANICNAS TOTALES (AT) 49
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES 51
5.1.CONCLUSIONES 51
5.2. RECOMENDACIONES 53
BIBLIOGRAFÍA 54
ANEXOS 64
iv
Í
NDICE DE TABLAS
PÁGINA
Tabla 1. Clasificación Botánica del camote (Ipomoea batatas L.) 6
Tabla 2. Composición nutricional del camote Morado-Ecuador y
Amarillo Ecuador 14
Tabla 3. Ensayos y normas utilizadas para el análisis proximal
de camotes 28
Tabla 4. Características físicas de dos variedades de camote 37
Tabla 5. Efecto de la cocción sobre la composición proximal de
camotes 42
Tabla 6. Caracterización química de camotes en estado fresco
v
Í
NDICE DE FIGURAS
PÁGINA
Figura 1. Camote variedades pulpa anaranjada y morada 4
Figura 2. Partes de la planta de camote (Ipomoea batatas L.) 6
Figura 3. Apariencia externa e interna de la variedad Toquecita
y Guayaco Morado 9
Figura 4. Cosecha del camote: forma mecánica y manual 9
Figura 5. Estructuras de ácidos fenólicos 19
Figura 6. Estructuras de flavonoides 19
Figura 7. Estructuras de taninos 20
Figura 8. Estructuras y sustituyentes de antocianinas 21
Figura 9. Superficie externa e interna de camotes en estado
fresco y cocido 38
Figura 10. Comparación del color de la superficie externa e
interna de camotes en estados fresco y cocido 38
Figura 11. Efecto de la cocción sobre la capacidad antioxidante
total en camotes utilizando el método ABTS∙+y DPPH∙ 47
Figura 12. Efecto de la cocción sobre el contenido de fenoles
totales en camotes 49
Figura 13. Efecto de la cocción sobre el contenido de
vi
ÍNDICE DE ANEXOS
PÁGINA
ANEXO I
Informe de resultados proximales de la variedad Guayaco Morado 64
ANEXO II
vii
RESUMEN
El camote (Ipomoea batatas L.) es un tubérculo nativo de los Andes, con
una riqueza nutricional y económica, tanto para las comunidades rurales
como para las industrias. Existe una gran biodiversidad de camotes
cultivados en las tres regiones del Ecuador; entre las más importantes se
destacan las variedades dulces de color morado, las cuales acumulan gran
cantidad de antocianinas y las anaranjadas que contienen elevados niveles
de carotenoides; estas y otras características nutricionales hacen del
tubérculo un alimento funcional que podría contribuir a la prevención de
enfermedades. La mayor parte de la producción está destinada al consumo
doméstico en forma cocida. El objetivo del presente trabajo fue evaluar la
influencia del tratamiento térmico sobre el color, la composición química y
capacidad antioxidante de dos variedades de camote (Guayaco Morado y
Toquecita), además se realizó su caracterización física. Los tubérculos se
cosecharon en la provincia de Manabí (Ecuador) y se dividieron en dos
grupos: frescos y cocidos. En los camotes frescos se realizó la
caracterización física y medición de color (L* Cr* y Hue*), mientras que en
los cocido se realizó la medición del color, la determinación de la
composición química (humedad, proteína, grasa, ceniza, fibra, carbohidratos,
pH, sólidos solubles y acidez titulable) y la bioquímica por espectrofotometría
(capacidad antioxidante total – usando los radicales ABTS∙+ y DPPH∙ ‒,
fenoles totales y antocianinas). La variedad Toquecita presentó mayor
diámetro longitudinal y diámetro ecuatorial, y la variedad Guayaco Morado
presentó mayor peso y volumen. En los parámetros de color la variedad
Toquecita presentó valores mayores de L*, Cr* y Hue* tanto en la superficie
interna como en la externa (excepto el Hue* en la superficie interna), en
general el proceso de cocción provocó la reducción en los parámetros de
color menos en el valor Hue* de la variedad Guayaco Morado. La variedad
Toquecita en estado fresco presentó mayor contenido de ceniza, fibra y
viii
contenido de materia seca y carbohidratos. El proceso de cocción produjo el
aumento de materia seca, proteína y carbohidratos en la variedad Guayaco
Morado y la reducción en el contenido de fibra y carbohidratos en la variedad
Toquecita. En la caracterización química la cocción no produjo cambios en el
pH de las dos variedades, el contenido de sólidos solubles totales aumentó
únicamente en la variedad Toquecita luego de la cocción de 9,03 a 18,15
°Brix, la acidez titulable total disminuyó en las dos variedades en un 22 y
26% para la variedad Guayaco Morado y Toquecita, respectivamente,
después de la cocción. En el análisis bioquímico se determinó que las
muestras tratadas térmicamente presentaron mayor capacidad antioxidante
total que las muestras en estado fresco (empleando los dos radicales). Este
aumento podría deberse una mejor liberación de antocianos en la variedad
Guayaco Morado y al desarrollo de betacarotenos en la variedad Toquecita.
El contenido de fenoles totales en la variedad Guayaco Morado no se vio
afectado mientras que la variedad Toquecita presentó un ligero incremento.
El contenido de antocianinas se analizó en la variedad Guayaco Morado en
donde la cocción produjo una disminución (23%) que podría relacionarse con
la termosensibilidad de las antocianinas. El análisis global de resultados
sugiere que la influencia del tratamiento de térmico no afecta totalmente la
calidad nutricional de los camotes, más bien se puede apreciar que
contribuye a una mejor biodisponibilidad de componentes como proteínas,
carbohidratos y compuestos antioxidantes. Este estudio permite establecer
antecedentes para futuras investigaciones y por otro lado, fomentar el
ix
ABSTRACT
The sweet potato (Ipomoea batatas L.) is a native Andean tuber with a
nutritional and economic wealth for rural communities and industries. There
is a great biodiversity of sweet potatoes grown in the three regions of
Ecuador, among the most important there are, sweet purple varieties which
accumulate large amount of anthocyanins and orange which contain high
levels of carotenoids; these and other nutritional features make tuber a
functional food that could contribute to disease prevention. Most of the
production is for domestic consumption in cooked form. The aim of this study
was to evaluate the influence of heat treatment on the color, chemical
composition and antioxidant capacity of two varieties of sweet potato
(Guayaco Morado and Toquecita), also physical characterization was
performed. Tubers were harvested in the province of Manabí (Ecuador) and it
was divided into two groups: fresh and cooked. In fresh sweet potatoes,
physical characterization and color measurement (L* Cr* and Hue*) was
performed, while in the cooked it was performed color measurement,
determining chemical composition (moisture, protein, fat, ash, fiber,
carbohydrates, pH, soluble solids and titratable acidity) and biochemistry by
spectrophotometer (total antioxidant capacity – using the radical ABTS∙+ and
DPPH∙ –, total phenols and anthocyanins). Toquecita variety reported higher
longitudinal and equatorial diameter and the variety Guayaco Morado had
higher weight and volume. In the color parameters, Toquecita variety
presented higher values of L*, Cr* and Hue* both internal and external
surface (except Hue * on the inner surface), in general the cooking process
caused the reduction in the color parameters less in Hue* value of Guayaco
Morado variety. Toquecita variety in fresh had higher content of ash, fiber
and protein, while Guayaco Morado variety had higher dry matter and
carbohydrates. The cooking process produced the increase of dry matter,
protein and carbohydrates in the Guayaco Morado variety and reduced fiber
x characterization, cooking did not change the pH of the two varieties, total
soluble solids content increased only in Toquecita variety after cook from
9.03 to 18.15 °Brix, total titratable acidity decreased in the two varieties from
22 and 26% for the Guayaco Morado and Toquecita varieties respectively,
after cooking. In the biochemical analysis, it was determined that the
samples treated thermally had higher total antioxidant capacity than in fresh
samples state (using the two radicals). This increase could be due to a better
release of anthocyanin in Guayaco Morado variety and development of
carotenoids in Toquecita variety. The total phenolic content in Guayaco
Morado variety was not affected while Toquecita variety increased
slightly. The anthocyanin content was analyzed in Guayaco Morado
variety where cooking produced a decrease (23%) that could be related to
the sensitivity of anthocyanins. The global analysis of results suggests that
the influence of thermal treatment does not totally affect the nutritional quality
of sweet potatoes, rather it can be seen that it contributes to a better
bioavailability of components such as proteins, carbohydrates and
antioxidants. This study establishes antecedents for future research,
1
1. INTRODUCCIÓN
Las raíces y tubérculos andinos (RTA’s) forman parte de una amplia
biodiversidad del germoplasma; fueron domesticados por los pueblos
autóctonos, siendo América donde se encuentra la mayor variedad de
cultivos de raíces y tubérculos entre las que destacan papas, camote y yuca
(Hermann, 1992). Estos alimentos andinos tienen una riqueza nutricional y
económica, tanto para los campesinos rurales de escasos recursos como
para las industrias, sin embargo una serie de factores como perjuicios
sociales, ausencia de identidad propia, subsidios, poca demanda urbana y
falta de políticas integrales han llevado a la subutilización y en la mayoría de
los casos al olvido de estos productos nativos provocando erosión genética o
pérdida de ciertos genotipos de especies alimentarias (Andino, 1996).
Dentro de la enorme biodiversidad de las especies andinas que además de
carbohidratos contienen compuestos químicos con diferentes propiedades se encuentra el camote, tanto el de pulpa “anaranjada” que contiene niveles elevados de carotenoides, como la variedad de pulpa “morada” que acumula
altos niveles de antocianinas (Roca & Manrique, 2005).
El Ecuador, por su posición lineal ecuatorial goza de toda clase de clima que
permite el desarrollo del fruto en diferentes variedades. En la Costa
ecuatoriana (Manabí) se produce camote con piel morada y pulpa morada, y
en menor cantidad la de piel rojo-morado y pulpa anaranjada. En la Sierra y
Oriente se utilizan las variedades piel rosa, morada y crema, con pulpa seca
y húmeda de color anaranjada, amarilla, crema y blanca; la disminución de
su producción posiblemente ha sido ocasionada por la falta de mercados o
industrias procesadoras que permitan encontrar alternativas pre y post
2
Según la (FAO, 2006), el camote (Ipomoea batatas L.) pertenece a la familia
Convolvulácea; es uno de los cultivos más versátiles y sub-explotados en el
mundo. El camote es una planta de rápida adaptabilidad y cuyas raíces
reservantes son la parte más importante para el consumo humano por ser
fuente rica de carbohidratos, vitaminas, minerales y compuestos
antioxidantes. Estos tubérculos poseen una alta capacidad antioxidante,
presente especialmente en los genotipos morados, amarillos y anaranjados
que contribuye a prevenir enfermedades crónicas (Liu, Zhu, Zhu, Gao, &
Peng, 2006).
Se han realizado diversos estudios de determinación de la capacidad
antioxidante en pulpa de frutos tropicales comercializados en Brasil (Marta
Kuskoski, Asuero, Troncoso, Mancini, & Fett, 2005), frutas nativas peruanas
(Carrasco & Zelada, 2008) y en tubérculos andinos como papa nativa,
mashua, oca y el olluco (Campos et al., 2006); sin embargo no se
encuentran estudios relacionados con la determinación de la capacidad
antioxidante en diferentes variedades de camote.
El objetivo del presente trabajo fue evaluar la influencia del tratamiento
térmico sobre la composición química y capacidad antioxidante de dos
variedades de camote (Ipomoea batatas L.): Guayaco Morado y Toquecita.
Para alcanzar el objetivo general se plantearon los siguientes objetivos
específicos
Objetivos Específicos:
- Realizar la caracterización física de dos variedades de camote (Ipomoea
batatas L.): Guayaco Morado y Toquecita en estado fresco.
- Evaluar el efecto del tratamiento térmico sobre los parámetros de color
en dos variedades de camote (Ipomoea batatas L.): Guayaco Morado y
Toquecita en estado fresco y cocido.
- Determinar la composición proximal y las características químicas en
dos variedades de camote (Ipomoea batatas L.): Guayaco Morado y
3
- Evaluar el efecto del tratamiento térmico en la capacidad antioxidante
total, el contenido de fenoles totales y antocianinas totales de dos
variedades de camote (Ipomoea batatas L.): Guayaco Morado y
4
2. MARCO TEÓRICO
2.1. GENERALIDADES DEL CAMOTE
El camote (Ipomoea batatas L.) es un tubérculo nativo de los trópicos de
América Latina, su planta perenne se adapta desde el nivel del mar hasta los
2500 m.s.n.m. (metros sobre el nivel del mar). Durante su desarrollo la raíz
almacena sustancias de reserva hasta formar el tubérculo, el cual se
caracteriza por un alto contenido de almidón y en algunas variedades la
presencia de carotenos. Es una fuente de carbohidratos para la alimentación
humana y animal; se lo consume cocinado o procesado a manera de harina,
almidón, bebidas fermentadas y también como sustituto de cereales (FAO,
2006; León, 1968; MIGAP, s.f.).
En el Ecuador el camote es de fácil propagación ya que requiere de pocos
insumos; la provincia con mayor producción del tubérculo es Manabí,
seguida por Pichincha; en estos sectores las variedades más consumidas
son la de pulpa anaranjada (Figura 1a), amarilla y morada (Figura 1b), estas
pueden tener sabor dulce o salado, con diferentes texturas (Cobeña &
García, 2011; Fonseca et al., 1994; INIAP, 2011; Paredes, 2009).
Figura 1. Camote variedad (a) pulpa anaranjada y (b) pulpa morada
a
5 2.1.1. ORIGEN DEL CAMOTE
El camote es una raíz tuberosa que pertenece al género de la familia
Convolvulaceae, es conocida como batata, boniato, apichu, kumara, entre
otros, dependiendo la procedencia. Según Candolle (1886) es originario de
la América Tropical en la región comprendida entre el sur de México,
Guatemala, Honduras hasta Costa Rica y distribuido desde México hasta
Sudamérica. Los científicos creen que fue domesticada hace más de 5000
años; existen aproximadamente 289 variedades nativas las cuales a través
del tiempo mutaron y recombinaron por polinización. América Central es la
zona donde mayor cantidad de variedades se pueden encontrar, a diferencia
de Perú y Ecuador donde se tienen menos variedades (Huamán, 1992;
Linares, Bye, Rosa-Ramirez, & Pereda, 2008; Montaldo, 1991).
Las antiguas civilizaciones de los Andes ya hicieron referencia al cultivo del
camote en la costa del Perú, mientras que en la porción andina equinoccial
del Ecuador también se cultivaba el tubérculo en el año 1582 en las
ciudades de Otavalo y Cuenca; y en la vertiente amazónica de los Andes
ecuatoriales se registraron cultivos desde 1549 en la cuenca del Río
Chinchipe, provincia de Zamora Chinchipe (Montaldo, 1991).
2.1.2. DESCRIPCIÓN BOTÁNICA
El camote es una planta que se propaga vegetativamente mediante el
hábito rastrero de sus tallos, que se extienden horizontalmente; se cultiva
como planta anual y la producción del fruto es por medio de la polinización.
Según Montaldo (1991), la especie fue descrita por Linneo en 1753 como “Convolvulus batatas” sin embargo Lamarck clasifica a la especie dentro del
6
granos de polen por lo cual fue cambiado a Ipomoea batatas (L.) Lam
(Cusumano & Zamudio, 2013; Huamán, 1992).
La clasificación botánica del camote se muestra en la Tabla 1:
Tabla 1. Clasificación Botánica del camote (Ipomoea batatas L.)
(Quinatoa, 2009)
La planta de camote se caracteriza por su estructura perenne, que
dependiendo de las condiciones del suelo puede alcanzar de 1 a 6 metros
de altura (Bastidad & Cruz, 2010). En la Figura 2 se muestra la planta de
camote y sus partes.
Figura 2. Partes de la planta de camote (Ipomoea batatas L.)
(Hidalgo, 2014)
Reino Plantae
Subreino Tracheobionta
División Magnoliophyta
Clase Magnoliopsida
Subclase Asteridae
Orden Solanales
Familia Convolvulaceae
Género Ipomoea
Especie batata
7 RAÍZ.- Es de tipo fibrosa, permite absorber nutrientes y agua, y tiende a extenderse en la profundidad y en sentido lateral, mientras que la raíz
tuberosa o reservante se origina entre los nudos del tallo y puede llegar a
medir de 30 a 40 cm de longitud y de 15 a 20 cm de diámetro (Cusumano &
Zamudio, 2013; FAO, 2006; Huamán, 1992; Quinatoa, 2009).
TALLO.- Sirve de guía de la planta, es conocido también como bejunco; tiene forma cilíndrica con diferentes longitudes, varía en tamaño
dependiendo de la disponibilidad de agua en el suelo. Cuando el crecimiento
es erecto alcanza una longitud de 1 m, mientras que las plantas rastreras
alcanzan hasta 5 m. El color de los tallos va de verdes a pigmentos
antocianos rojo o morado y pueden o no tener pubescencia (Huamán, 1992;
Macas, 2010).
HOJAS.- Tienen una distribución en forma de espiral alrededor del tallo, dependiendo de la variedad y la forma de la hoja puede ser: entera, dentada
o lobulada con o sin pubescencia; alcanza longitudes de 4 a 20 cm y su
pigmentación puede ser verde, verde amarillenta o púrpura (Cusumano &
Zamudio, 2013; Quinatoa, 2009; Tuapante, 2013).
FLORES.- Se agrupan en inflorescencias a manera de racimo; el raquis tiene hasta 29 cm de longitud, tiene forma acampanulada con 5 sépalos
libres, corola libre abierta, 5 estambres soldados a la corola; el gineceo tiene
2 carpelos y el ovario es súpero; los colores varían desde verde pálido hasta
púrpura oscuro (Cusumano & Zamudio, 2013; Quinatoa, 2009; G. Rodríguez,
2008).
2.1.3. VARIEDADES
La primera clasificación utilizada para diferenciar los tubérculos fue en base
a formas básicas de la hoja: redondeada, con hombros laterales, lobulada y
8
función del color exterior de las raíces: blanco, amarillo, morado y rojo
(Jadán, 2011).
Según Fonseca et al. (1994) y Héctor Martí & Corbino (2011) la gran
diversidad de variedades de camote cultivadas desde hace muchos años fue diferenciada por los agricultores de acuerdo a su sabor: “dulce” (piel amarilla,
roja, blanca y morada), que contienen gran cantidad de almidón que se
degradan en azúcares, estas variedades por su sabor eran las de mayor consumo en la poblaciones indígenas y el de “sal” ( camote de locro, camote
papa, camote chilpe, camote de sopa, entre otros). Según Macas (2010) las
variedades se diferencian por los tamaños, formas y color; hay blancos
morados y amarillos con pulpa húmeda o seca. El tipo seco se caracteriza
por mantener su estructura después de la cocción, no producen maltosa
(pulpa blanca o cremosa, pulpa amarilla y pupa morada); el tipo húmedo se
ablanda mucho al cocinarlas debido a la formación de maltosa (pulpa
anaranjada o asalmonada y pulpa amarilla) (Jadán, 2011). Mientras que,
según Lardizálbal (2003) hay variedades de piel naranja, morada y blanca
con combinaciones de color de carne en su parte interna.
La variedad Toquecita de pulpa anaranjada, se considera un alimento de alto
valor energético y la intensidad de su color se asocia con el contenido de
beta-carotenos, provitamina A y vitamina E; su sabor dulce se debe a la
degradación de almidón y azúcares más simples. La especie es originaria de
América Latina y muy tradicional en el continente, su principal uso es en el
consumo doméstico (Low et al., 2007; Macas, 2010).
El camote de pulpa morada corresponde a la variedad Guayaco Morado, la
cual posee una coloración característica de la pigmentación de las
antocianinas; es una variedad de alta productividad por su permanencia en
el mercado por mucho tiempo, presenta un sabor dulce por su elevado
contenido de azúcares, convirtiéndolo en un alimento de alto valor
energético (Aguilera, Raza, Chew, & Meza, 2011; Mantuano & Murillo, 2011).
En la Figura 3 se observa la apariencia externa e interna de la variedad
9 Figura 3. Apariencia externa e interna de camote (a) variedad Toquecita y
(b) variedad Guayaco Morado
2.1.4. COSECHA
El camote se cosecha entre los 110 a 120 días después de la siembra,
pudiendo prolongarse su cosecha 60 días dependiendo del color del follaje
de la planta, el cual adquiere un tono verde-pálido; también se consideran
factores como la época del año, zona, altura sobre el nivel del mar, riego,
manejo y tamaño de raíz. . Una vez que el camote está listo para la cosecha
se debe suprimir el agua de riego de 3 a 7 días antes; ya que esto permite
que el camote tenga un mejor color, se facilite la cosecha y lavado. La
cosecha se puede realizar de forma mecánica (Figura 4a) o manual (Figura
4b) (Lardizálbal, 2003; Macas, 2010; Hector Martí, Filippi, & Chiandussi,
2013)
Figura 4. Cosecha del camote: (a) forma mecánica y (b) manual
(USAID-RED, 2007)
a b
10
La cosecha se realiza en una sola vez de todo el cultivo o de manera
parcial-escalonada dependiendo de la demanda; la forma parcial consiste en
primero cosechar los camotes grandes evitando maltratar la planta para
mantener el rendimiento para las cosechas sucesivas (Cusumano &
Zamudio, 2013), la labor de cosecha escalonada conocida como “sacada”
permite alimentar a la población rural por un periodo largo ya que el periodo
entre la primera sacada y las posteriores varía de dos a cuatro meses
dependiendo la variedad y el daño de los insectos (Fonseca et al., 1994).
Una vez terminada la cosecha el tubérculo es inmediatamente sometido a un
proceso de curado con la intención sanar heridas producidas por las
actividades de la cosecha (cortes y rupturas o agrietamientos de la corteza),
ya que se puede exponer el tejido al ataque de bacterias y hongos, esta
actividad es realizada al aire libre, al sol y cubierto con el material vegetal de
la planta (Ágora, 2013; Almada, 2003). Para prolongar el almacenamiento
en algunos casos se somete al tubérculo a un proceso de suberización más
largo el cual consiste en exponer a una temperatura de 30° C y a una
humedad relativa de 80 a 95% durante un periodo de 5 a 10 días, este
proceso permite que el camote desarrolle una capa protectora de corcho y
material ceroso que evite la pérdida de humedad, ataque fúngico y
bacteriano (Chacón & Reyes, 2009). En época de lluvia es mejor no realizar
la cosecha ya que se corre el riesgo que el tubérculo no logre un buen
suberizado y pierda su calidad (USAID-RED, 2007).
2.1.5. POSCOSECHA
Los tubérculos son muy perecederos lo que provoca que se vean afectados
por daños poscosecha, entre los que se puede mencionar la inadecuada
manipulación, almacenamiento, trasporte, daños mecánicos, falta de control
de plagas, daños por frío, alteraciones fisiológicas, entre otras, ocasionando
11
Quinatoa, 2009). Esto ha llevado a buscar la implementación de técnicas
especializadas de manipulación, almacenamiento y conservación para
reducir al máximo pérdidas y prolongar la vida útil del tubérculo manteniendo
la calidad (USAID-RED, 2007; Walker & Prain, 2003).
En el control de la calidad para el camote se considera aspectos como color,
uniforme de la piel, forma, frescura, manchas, pudriciones, magulladuras,
cortes, residuos químicos y daños por insectos, para lo cual las muestras se
someten a una selección y clasificación, limpieza, secado y almacenamiento,
lo que permitirá prolongar su vida útil (USAID-RED, 2007).
2.1.5.1. Selección y clasificación
Se realiza en el campo de forma manual, eliminando la tierra adherida,
separando de un lado el camote “comercial” que es aquel que cumple
requisitos mínimos y en otro el camote de “rechazo”, éste último no se lo
incluye por no cumplir con el peso, tiene presencia de cortes, picaduras,
descomposición, grietas y enfermedades. Los camotes levemente golpeados
y sin el tamaño se pueden consumir inmediatamente (FAO, 1993, 2006).
La clasificación del camote puede realizarse utilizando los criterios de
Quinatoa (2009) en la Norma Técnica Propuesta de Camote para el
consumo en fresco.
2.1.5.2. Limpieza
El lavado permite eliminar la tierra, patógenos o esporas de hongos y
elementos contaminantes que podrían ingresar a la pulpa del camote; en
esta actividad se utiliza canastas plásticas y se coloca en un tanque que
12
sumergir en una solución de cloro (100 ppm) por 30 segundos; este proceso
evita enfermedades en la etapa poscosecha, pudriciones en el transporte y
contaminación microbiológica. Durante el proceso de lavado se van
separando los tubérculos que se no se eliminó en la primera etapa de
clasificación (Lardizálbal, 2003; Quinatoa, 2009; USAID-RED, 2007).
2.1.5.3. Secado
Posteriormente se debe colocar en zarandas o canastillas los tubérculos
para su secado con corriente de aire seco por dos o tres días dependiendo
las condiciones del clima. Las condiciones de calor y humedad relativa
deben ser bajas y durante la noche debe cubrirse con plásticos (Quinatoa,
2009; USAID-RED, 2007).
2.1.5.4. Almacenamiento
Tiene como principal objetivo mantener la mayor cantidad de producto con
calidad, en el caso del camote la calidad depende del contenido de fibra,
espacio intercelular, ácido ascórbico, carotenoides totales y glúcidos
(Almada, 2003).
Al mantener aún procesos bioquímicos como la respiración y la
transformación de azúcares, el tubérculo consume oxígeno y libera anhídrido
carbónico y agua, con lo que se pierde entre un 5 y 10 % de humedad
(Cusumano & Zamudio, 2013; FAO, 2006).
La temperatura de almacenamiento adecuada está comprendida entre los 10
13
este rango presenta inconvenientes por la germinación mientras que por
debajo del rango se provoca daño por frío. Las raíces almacenadas en
canastas o saquillos no se deben mover o revolver, el área debe mantener
circulación permanente de aire seco y tener poca luz; estas condiciones más
las anteriormente mencionadas pueden lograr que el camote se almacene
de 2 a 6 meses (FAO, 1993; Quinatoa, 2009).
2.1.6. COMPOSICIÓN QUÍMICA
El camote es un alimento altamente energético ya que tiene un contenido de
carbohidratos totales entre el 25 y 30% los cuales son digestibles en un 98%
aportando con 114 kilocalorías; con el proceso de cocción el contenido de
azúcares aumenta debido a la hidrólisis del almidón por la presencia de la
enzima α-amilasa (Cusumano & Zamudio, 2013). La fibra dietética está
compuesta principalmente por sustancias pépticas, hemicelulosa y celulosa,
importantes en dieta humana (Quinatoa, 2009); este tipo de fibras son
suaves y cortas lo que confiere un valor suplementario a la dieta (Cusumano
& Zamudio, 2013).
La composición química de las diferentes especies de camote varía
dependiendo del estado de madurez, condiciones del clima y suelo en el que
se producen, también de los periodos y condiciones de conservación en los
depósitos. En la tabla 2 se presenta la composición nutricional del camote
14 Tabla 2. Composición nutricional del camote Morado-Ecuador y
Amarillo-Ecuador por cada 100 g de porción comestible.
Elemento Morado Amarillo
Calorías 114 kcal 93 kcal
Proteína 1.10 g 0.80 g
Grasa 0.10 g 0.40 g
Carbohidratos 28.80 g 22.80 g
Fibra 1.10 g 0.80 g
Vitamina A 10 mg 605 mg
Vitamina C 48 mg 36 mg
Vitamina E 0 mg 0 mg
Calcio 19 mg 20 mg
Hierro 2.10 mg 0.80 mg
(Battino et al., 2009)
El contenido de proteínas es moderado, varía entre el 1 al 4% del peso
fresco, la presencia de aminoácidos esenciales es balanceada destacando el
alto contenido de lisina (Héctor Martí & Corbino, 2011; Quinatoa, 2009).
Entre otros nutrientes destacados está la provitamina A (betacaroteno),
vitamina B1, vitamina C (ácido ascórbico) y vitamina E (tocoferol), también
en bajas concentraciones se encuentran minerales como el potasio, hierro y
calcio (FAO, 2006; Héctor Martí & Corbino, 2011).
2.1.7. COMPUESTOS ANTIOXIDANTES EN FRUTOS Y VEGETALES
Los compuestos antioxidantes o bioactivos son un grupo de nutrientes
caracterizados por su efecto protector contra la oxidación celular,
responsables del color y brillo de los vegetales; son de distinta estructura
química, aunque no todos sintetizan en la misma cantidad (Kanur & Kapoor,
15
En las frutas y hortalizas frescas existe un alta concentración de compuestos
bioactivos o antioxidantes naturales entre los que se destacan los
polifenoles, tocoferoles, carotenoides, vitaminas E y C; este contenido de
compuestos antioxidantes está relacionado con la intensidad del color, las
condiciones climáticas (temperatura, humedad y luminosidad) y los métodos
de conservación y procesamiento (Calixto, 2012; Pérez & Saura, 2007).
Las sustancias antioxidantes retrasan o previenen el daño o destrucción
provocados por los radicales libres durante su reacción de oxidación, la cual
es causante del daño o muerte celular provocando estrés oxidativo causante
de enfermedades degenerativas y cardiovasculares (Lopéz, Fernando,
Lazarova, Bañuelos, & Sánchez, 2012).
El cuerpo humano es capaz de sintetizar antioxidantes endógenos
(superóxido dismutasa, catalasa, vitamina E, vitamina C, carotenos, entre
otros) para contrarrestar la formación de radicales libres, pero además es
importante que ingresen al organismo antioxidantes exógenos a través del
consumo de frutas y vegetales cuya ingesta ha sido asociada a la reducción
de la incidencia de este tipo de enfermedades (Criado & Moya, 2009; Á.
Gutiérrez, Ledesma, García, & Grajales, 2007).
2.2. COMPUESTOS ANTIOXIDANTES
Según el Consejo Superior de Investigaciones Científicas de España (CSIC
(2009), los antioxidantes son sustancias cuya acción consiste en inhibir o
retardar el desarrollo de la oxidación. La oxidación es la fuente de toda la
energía requerida por el cuerpo; este proceso inicia desde la célula donde se
producen reacciones de óxido-reducción en las que se generan pequeñas
cantidades de radicales libres (RL) importantes para el desarrollo de
16
enzimas, síntesis de prostaglandinas, modificación de la membrana, entre
otras), pero cuando existe un desequilibrio en la producción de los radicales libres se produce el “estrés oxidativo” causante de lesiones y muerte celular
(Laso, 2010; Venereo, 2002). El estrés oxidativo ocurre como consecuencia
del desequilibrio entre la producción de especies reactivas de oxígeno (ERO)
en las que se incluyen los radicales libres y peróxidos, y la capacidad del
sistema biológico para responder rápidamente a su eliminación y reparar el
daño resultante ocasionado (Fina, 2006; Venereo, 2002).
Los RL son especies químicas, cargadas o no, que en su estructura química
presentan uno o más electrones desapareados o impares en el orbital
externo, lo que provoca su inestabilidad y alta reactividad; esto puede dar a
lugar a reacciones en cadena con compuestos presentes en el organismo
los cuales atacan a componentes celulares ocasionando daño sobre
carbohidratos, lípidos, proteínas y ADN (Laso, 2010; Quintanar & Calderón,
2009; Vasudevan & Sreekumari, 2012).
Entre los RL de gran importancia biológica están las especies reactivas de
oxígeno o sustancias prooxidantes como los radicales hidroxilo (HO)-,
peróxido de hidrógeno (H2O2), anión superóxido (O2-), oxígeno singlete (1O2),
óxído nítrico (NO), peróxido (ROO), semiquinona (Q) y ozono (O3) (Venereo,
2002). Los RL del oxígeno se generan intracelularmente (en neutrófilos,
monocitos, macrófagos, eosinófilos, células endoteliales y enzimas),
extracelularmente (administración de paracetamol, tetracloruro de carbono,
humo de cigarrillo, radiación ionizante, luz solar, entre otras) y otras
circunstancias (dietas hipercalóricas, dietas insuficientes en antioxidantes,
procesos inflamatorios y traumatismos, fenómenos de isquemia y
reperfusión, ejercicio extenuante) (Céspedes & Sánchez, 2000; Venereo,
2002).
Los RL son protagonistas de numerosas enfermedades que provocan
17
células y los organismos es con moléculas propias de estos sistemas, los
cuales se conocen como mecanismos antioxidantes y están presentes en
bajas concentraciones respecto al sustrato oxidable; retrasan o previenen
significativamente la oxidación ya que reaccionan rápidamente con los RL
(Céspedes & Sánchez, 2000; Quintanar & Calderón, 2009; Venereo, 2002).
De acuerdo con (Quintanar & Calderón, 2009), los mecanismos
antioxidantes puede clasificarse en base a las líneas de defensa en el
organismo:
Macromoléculas que acomplejan especies reactivas y evitan su
acción, como la transferrina (acumula o transporta metales de
transición).
Enzimas antioxidantes que catalizan la velocidad de reacción de la
reducción parcial de especies reactivas, como superóxido dismutasa
(SOD), glutatión (GPx), glutatión sulfhidril transferasa (GTS) y la
catalasa (CAT).
Sustratos antioxidantes empleados por las enzimas para reducir
parcialmente los radicales libres y especies reactivas así como el
glutatión y el NADPH.
Enzimas que regeneran sustratos o cosustratos antioxidantes, como
enzimas que regeneran al glutatión reducido, la vitamina E y el
NADPH.
Antioxidantes endógenos que son moléculas nucleofílicas
susceptibles para que los oxiden las especies reactivas
(electrofílicas) dando electrones y evitando el ataque a
macromoléculas nucleofílicas; ejemplo de estos antioxidantes en los
organismos son el glutatión, NADPH, la albúmina, la coenzima Q, la
bilirrubina y la melatonina.
Antioxidantes exógenos son los que se obtienen de la dieta, tales
18
manganeso, polifenoles, licopeno, ácidos gálicos, flavonoides,
quercitina, hespiridina, catequina, taninos, entre otros.
2.2.1. COMPUESTOS FENÓLICOS
Los compuestos fenólicos o polifenólicos son sustancias orgánicas, con
diferentes estructuras, propiedades químicas y actividad biológica; existen
más de 8000 compuestos fenólicos cuya estructura está formada de uno o
más anillos aromáticos al que se unen grupos hidroxilo; esta estructura
química le permite secuestrar radicales libres por su facilidad para donar el
átomo de hidrógeno desde el hidroxilo aromático (Espinal, Olaya, Restrepo,
Silva, & Parada, 2010; D. Gutiérrez, Ortiz, & Mendoza, 2008; Mercado,
Carillo, Medrano, Lopéz, & Álvarez, 2013). Estos compuestos son
metabolitos secundarios producidos por las plantas como un mecanismo de
defensa contra agentes agresores externos como la radiación UV,
microorganismos y animales herbívoros, además son los responsables en
gran medida de las propiedades del color, la astringencia y el flavor (sabor y
aroma) (Espinal et al., 2010) .
Según (Espinal et al., 2010), los compuestos fenólicos se pueden clasificar
de acuerdo con su estructura química en:
Ácido fenólicos: compuestos caracterizados por poseer en su
estructura química el anillo aromático hidroxilado y un grupo carboxilo.
La Figura 5 presenta los ácidos fenólicos que tienen interés
19 Figura 5. Ejemplos de estructuras de ácidos fenólicos.
(Espinal et al., 2010)
Flavonoides: son metabolitos secundarios polifenólicos, ampliamente
distribuidos en el reino vegetal en altos niveles en varias frutas,
vegetales y bebidas. La Figura 6 presenta ejemplos de compuestos
flavonoides.
Figura 6. Ejemplos de estructuras de flavonoides.
(Espinal et al., 2010)
Taninos: compuestos que se producen en el metabolismo normal de
los vegetales, se encuentran ampliamente distribuidos en el reino
vegetal por su alta estabilidad fisicoquímica. La Figura 7 presenta los
20 Figura 7. Ejemplos de estructuras de taninos.
(Espinal et al., 2010)
Algunas de las propiedades de los polifenoles son: actúan como
antioxidantes en condiciones fisiológicas y protegen a las plantas del estrés
oxidativo, contribuyen a las propiedades de los alimentos (sabor); son
utilizados en el tratamiento de enfermedades relacionadas con procesos
inflamatorios y desórdenes cardiovasculares. Estudios realizados sobre
compuestos polifenólicos indican que estos compuestos tienen alta
capacidad antioxidante y contribuyen significativamente en la dieta
previniendo enfermedades cardiovasculares, cancerígenas y neurológicas
(Martha Kuskoski, Asuero, García, & Troncoso, 2004).
Se ha realizado estudios para determinar la cantidad de fenoles totales en:
guayabas (Rojas, Narváez, & Restrepo, 2008), borojó (Rincon & Garzón,
2012), pitaya (Beltrán, Oliva, Gallardo, & Osorio, 2009), mango, mora,
arándanos y fresas (Hérnandez, Fernández, & Betzabé, 2013; Huang,
Zhang, Liu, & LI, 2012).
2.2.2. ANTOCIANINAS
Las antocianinas son un grupo importante de pigmentos solubles en agua,
21
proporcionando color en raíces, ramas, pétalos, hojas y frutos. Son
compuestos fenólicos de la familia de los flavonoides, responsables del color
rojo, rosa, morado y azul de las plantas (Guarnizo & Nel, 2009; Heras, Alvis,
& Arrazola, 2013; Muñoz, Maihua, Peralta, González, & Albarracíon, 2006).
Químicamente son pigmentos con estructura de O-glucósido de
polihidroxi/polimetoxi derivado de la sal, está formado por un glucón
(antocianidina) unido en forma glucosídica a 1 o 2 azúcares (glucosa,
ramnosa, galactosa, xilosa oarabinosa) (Cubero, Monferrer, & Villalta, 2002).
Existen aproximadamente 20 tipos de antocianidinas de las cuales las más
importantes son la pelargodina, delfinidina, cianidina, petunidina, peonidina y
malvidina las cuales se combinan con diferentes azúcares formando 150
antocianinas aproximadamente (Aguilera et al., 2011; Quintero, 2004). El
color de las antocianinas depende del número y orientación de los grupos
hidroxilo (color azul) y metoxilo (color rojo), los cuales se unen a los anillos
de la estructura de las antocianinas formando así a las diferentes
antocianidinas (Garzón, 2008; Taiz & Zeiger, 2006). La Figura 8a muestra la
estructura de las antocianinas y la Figura 8b, los sustituyentes para la
formación de algunas de las antocianidinas permitidas para el consumo
humano.
Figura 8. (a) Estructuras y (b) sustituyentes de las antocianinas para la formación de antocianidinas.
(Durst & Wrolstad, 2001; Taiz & Zeiger, 2006).
Existen factores que afectan la estabilidad de las antocianinas, entre los más
importantes está el pH; debido a la deficiencia electrónica (carga positiva)
Antocianidinas
Sustituyente permitidos en el
catión flavilio
R R*
Pelargonidina (fresa, rábano,
frambuesa. H H
Cianidina (fresa, col morada,
mora, uva, cereza, frambuesa). OH
Delfinidina (uva, berenjena) OH OH
Peonidina (uva, sereza) OCH 3 H
Petunidina (uva) OCH 3 OH
22
del catión flavilio funciona como un verdadero indicador de pH ya que el
color depende de la acidez o alcalinidad y de la temperatura que destruye
las antocianinas durante el procesamiento y el almacenamiento (Aguilera et
al., 2011; Quintero, 2004).
El interés por las antocianinas se debe a las propiedades farmacológicas y
terapéuticas que poseen, ya que permanecen intactas durante su paso del
tracto digestivo al torrente sanguíneo de los mamíferos ejerciendo efectos
terapéuticos como la reducción de enfermedades coronarias, efectos
anticancerígenos, antitumorales, antiinflamatorios y antidiabéticos, estos
efectos terapéuticos están relacionados con su actividad antioxidante
(Aguilera et al., 2011; Schawartz, Loyola, & Muñoz, 2003).
Se ha realizado estudios para determinar antocianinas totales en cáscara de
manzana (Bustos et al., 2012), pulpa de mora (E. Kuskoski, Asuero,
Troncoso, & Fett, 2006), zarzamora (Valencia & Guevara, 2013), papas
(Lechman, Hamouz, Suic, Hejtmankova, & Dvorak, 2009), arándano (Zheng,
Wang, & Zheng, 2003) y berenjena (Heras et al., 2013).
2.2.3. CAPACIDAD ANTIOXIDANTE TOTAL
Los alimentos proporcionan una mezcla óptima de antioxidantes naturales
(polifenoles, tocoferoles, carotenoides y vitamina C). La capacidad
antioxidante total se reduce cuando los alimentos son sometidos a
tratamientos de cocción y remojo (N'Dri et al., 2012; Zapata et al., 2007).
El estudio de radicales libres y su relación con el daño celular y
enfermedades degenerativas crónicas, han llevado a desarrollar métodos
que permitan determinar la capacidad antioxidante de los alimentos y
evaluar sus efectos biológicos para promover su consumo. Los métodos
analíticos utilizan compuestos cromógenos de carácter radical cuya pérdida
23
capacidad antioxidante se basa en comprobar cómo un agente oxidante
induce daño oxidativo a un sustrato, este daño es inhibido o reducido por la
presencia de un antioxidante, los métodos cuantifican la concentración de
los productos formados tras el proceso oxidativo (Araya, Clavijo, & Herrera,
2006; Hérnandez et al., 2013; Martha Kuskoski et al., 2004; Soto, Rodríguez,
& Castañeda, 2008).
Los métodos desarrollados para medir la capacidad antioxidante total se
basan en la generación de radicales libres, los radicales más utilizados son
ABTS∙+ y DPPH∙, ambos presentan una excelente estabilidad en ciertas
condiciones (Martha Kuskoski et al., 2004) .
El radical ABTS∙+ [2,2´-azinobis-(3-etilbenzotiazolin-6-ácido sulfónico)] es
generado tras una reacción que puede ser química (dióxido de manganeso,
persulfato de potasio), enzimática (peroxidasa, mioglobulina) o también
electroquímica, y su espectro presenta máximos de absorbancia a 414, 654,
734 y 815 nm en medio alcohólico. El radical presenta elevada sensibilidad,
practicidad, rapidez y estabilidad lo que le hace adecuado para compuestos
puros, extractos de plantas o de alimentos y antioxidantes lipofílicos e
hidrofílicos (Hérnandez et al., 2013; Re et al., 1999).
El DPPH∙ (2,2-Difenill-picrilhidrazil), es un radical libre estable y coloreado
que no requiere de preparación previa, reacciona con compuestos que
pueden donar un átomo de hidrogeno, su decoloración (violeta) es
proporcional a la concentración de antioxidantes que se hace evidente con la
lectura de la absorbancia a una longitud de onda de 515 nm. Este método es
ideal para la evaluación de la actividad antioxidante de zumos de fruta,
extractos de plantas, sustancias puras como flavonoides y terpenos (Martha
Kuskoski et al., 2004; Pereira et al., 2012).
Tanto para el método ABTS∙+como DPPH∙ los antioxidantes antioxidantes
BHA (butilato hidroxianisol), BHT (butilato hidroxitolueno) y Trolox pueden
24
Se ha realizado estudios para determinar la capacidad antioxidante total en
borojó (Rincon & Garzón, 2012), pitaya (Beltrán et al., 2009), mora (Martha
Kuskoski et al., 2004), papaya y ciruela (Beserra et al., 2011), fresa y
arándano (Huang et al., 2012); sin embargo son escasos los estudios
publicados sobre la capacidad antioxidante de tubérculos andinos y el efecto
de la cocción sobre esta importante característica funcional de los productos
25
3. METODOLOGÍA
3.1.
MATERIAL VEGETAL
Las muestras de camote de las variedades “Toquecita” y “Guayaco Morado”
se adquirieron en la Estación Experimental Portoviejo del Instituto Nacional
Autónomo de Investigaciones Agropecuarias (INIAP) de la provincia de
Manabí. Los tubérculos se trasladaron al Laboratorio de Química de
Alimentos de la Universidad Tecnológica Equinoccial donde se limpiaron y
seleccionaron; posteriormente cada variedad se dividió en dos grupos:
estado fresco y estado cocido, está cocción se realizó en agua a ebullición.
En las muestras en estado fresco se efectuó la caracterización física (peso,
volumen, diámetro longitudinal y ecuatorial) y en las muestras en estado
fresco y cocido se realizaron la caracterización fisicoquímica (color, pH,
sólidos solubles totales y acidez titulable total) y el análisis proximal
(humedad, proteína, grasa, fibra y carbohidratos). Para el análisis bioquímico
(fenoles totales, antocianinas totales y capacidad antioxidante total) se
utilizaron las muestras en estado fresco y cocido previamente almacenadas
en congelación.
3.2. CARACTERIZACIÓN FÍSICA
Los análisis físicos realizados en muestras frescas son descritos a
26
Peso
Los tubérculos en estado fresco se pesaron usando una balanza Pioneer
T.M. con graduación de 1 gramo y sensibilidad de 0.1 gramos.
Diámetro longitudinal
El análisis de realizó en tubérculos en estado fresco y de utilizó un calibrador
pie de rey universal de rango 0-15 cm para la medición, el camote se colocó
de forma vertical quedando la parte superior del tubérculo al inicio de la
escala del calibrador.
Diámetro ecuatorial
Se midió el perímetro de las dos variedades de camote fresco utilizando una
cinta métrica graduada en centímetros, El cálculo del perímetro se realizó
usando la ecuación 1.
Ɵ = P
𝜋 [1]
Medición de volumen
Se determinó mediante el principio de Arquímedes (desplazamiento de agua
producido por un cuerpo en un recipiente). Los resultados se expresan en
27 3.2.1. MEDICIÓN DE COLOR
La medición del color se realizó en tubérculos en estado fresco y cocido
tanto de la superficie externa como interna, utilizando el colorímetro Konica
Minolta CR-400 en la escala CIE L*, a* y b*, en dónde L* es el coeficiente
de luminosidad o claridad, a* es el componente que evalúa la intensidad de
color y varía del tono verde (negativo) al rojo (positivo), el valor de b* que
define los colores azules (negativos) y amarillos (positivos). Obtenidos los
valores de a* y b* se calculó el croma (Cr*) que define la fuerza o la
dominación de la tonalidad y el ángulo de tono (Hue*) aplicando las
ecuaciones 2 y 3.
Cr* = (a* 2+ b* 2)
1 2
[2]
Hue* = [arc. tan (b*
a*)] * (
180
π ) [3]
3.3. COMPOSICIÓN QUÍMICA
3.3.1. ANÁLISIS PROXIMAL
Se determinó la humedad, proteína, grasa, ceniza, fibra y carbohidratos
totales de las muestras de camote fresco y cocido de las dos variedades,
los análisis se realizaron por duplicado en el Laboratorio de análisis de
Alimentos LABOLAB (Anexos I y II). En la Tabla 3 se indica los métodos
28 Tabla 3. Ensayos y normas utilizadas para el análisis proximal de camotes.
PARÁMETRO MÉTODO
Humedad PEE/ LA/02 NTE INEN 777
Proteína PEE/LA/01 NTE INEN 781
Grasa PEE/LA/05 AOAC 960.39
Ceniza PEE/03 INEN 786
Fibra INEN 522
Carbohidratos totales CÁLCULO POR DIFERENCIA
3.3.2.
PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS DE CAMOTE PARA
LA DETERMINACIÓN DE LA COMPOSICIÓN QUÍMICA
3.3.2.1. Preparación de la muestras en estado fresco
Se trituró el tubérculo sin cáscara utilizando una licuadora Oster, se filtró y el
líquido obtenido fue utilizado para el análisis.
3.3.2.2. Preparación de muestras en estado cocido
Las muestras de camotes cocidos y sin cáscara fueron trituradas con ayuda
de un batidor de inmersión Oster hasta obtener un puré; éste se pesó y se
diluyó en una relación 1:5 (puré de camote: agua destilada), la mezcla se
sometió a calentamiento con agitación por 30 min en el agitador
multiposiciones con control de temperatura Velep Scientifica AM4,
29 3.3.3.
CARACTERIZACIÓN QUÍMICA
3.3.3.1. Sólidos Solubles Totales (SST)
Para la determinación de SST se utilizó la Norma INEN 380 (1985) basada
en el método refractométrico. El equipo utilizado fue el refractómetro manual
portable (0-31°Brix). Se colocó 2 gotas de líquido obtenido previamente y se
determinó directamente el porcentaje en peso de sacarosa (ºBrix). Para las
muestras cocidas el contenido de sólidos solubles de determinó empleando
la ecuación 4 referida en la Norma.
Sólidos Solubles = P x M1
M0 [4]
Donde,
P: % (m/m) de sólidos solubles de la muestra preparada
M0: masa en gramos de la muestra antes de la dilución
M1: masa en gramos de la muestra después de la dilución
3.3.3.2. pH
Se determinó de acuerdo a la Norma INEN 389 (1985) utilizando un medidor
de pH Thermo Scientific: Orion 4 Star. El electrodo del potenciómetro se
30 3.3.3.3. Acidez Titulable Total (ATT)
Se pesó 5 g del líquido obtenido de camote fresco y 5 g de puré de las
muestras cocidas previamente preparadas, a cada una se añadió 50 mL de
agua destilada y la mezcla se tituló con NaOH 0.1N hasta alcanzar un pH de
8.2 empleando el potenciómetro Thermo Scientific: Orion 4 Star. La acidez
se determinó según la ecuación 5 (Paltrinieri, Figueroa, & Rojas, 1993). Los
resultados se expresaron en meq/kg.
A = (V * N * 1000)
m [5]
Donde,
A: Acidez, expresada en meq/kg.
V: Volumen de NaOH consumido en la titulación.
N: Normalidad de la solución de NaOH.
m: Peso de muestras (g)
3.4. DETERMINACIÓN DE COMPUESTOS ANTIOXIDANTES
3.4.1. PREPARACIÓN DE EXTRACTOS ETANÓLICOS
El tejido fresco congelado (camote sin cáscara) se trituró en un minipimer
Philips. Se realizaron ensayos preliminares donde se definieron los pesos a tomar, 2 g de tejido fresco y 4 g de tejido cocido en la variedad “Toquecita” y 0.5 g de tejido fresco y 1 g de tejido cocido en la variedad “Guayaco Morado”, se homogenizó con 10 mL de etanol al 96%. Se cerró y se
31
a 6000 rpm (centrífuga Hermle Z323) por 15 minutos a 4ºC, después se filtró
para recoger la fase líquida, se dispensó en viales de 1 mL con ayuda de
una micropipeta y finalmente se llevó a congelación a -20ºC hasta su
posterior análisis.
3.4.2. DETERMINACIÓN DEL CONTENIDO DE FENOLES TOTALES (FT)
Para la determinar el contenido de fenoles totales se empleó el reactivo
Folin-Ciocalteu según el método descrito por Singleton & Rossi (1965).
Se tomaron alícuotas de extracto etanólico de 70 µL y 40 µL para camote
Toquecita en estado fresco y cocido respectivamente; y 60 y 30 µL para
camote Guayaco Morado es estado fresco y cocido respectivamente, se
transfirieron a un tubo de ensayo que contenía agua bidestilada en
diferentes volúmenes para completar 1130 µL y 1160 µL en la variedad
Toquecita 1140 µL y 1170 µL en la Guayaco Morado. Se añadió 100 µL de
la solución Folin-Ciocalteu y agua destilada en una relación (1:1), se
homogenizó y se mantuvo a temperatura ambiente por 3 minutos.
Transcurrido este tiempo se adicionó 200 µL de Na2CO3 20% p/v en NaOH
0.1 N. La mezcla se homogenizó, se cubrió con Parafilm®M y se protegió de
la luz durante 60 minutos de tiempo de reacción, finalmente se realizó la
lectura de la absorbancia a 760 nm en un espectrofotómetro Génesis
20-Thermo Spectronic. Cada extracto se analizó por triplicado.
La cuantificación de fenoles totales se realizó mediante una curva de
calibración usando como solución patrón ácido gálico; los volúmenes
tomados de la solución patrón fueron de 20 µL a 45 µL (cada 5 μL). Los
32 3.4.3. ANTOCIANINAS TOTALES (AT)
La determinación de AT se realizó únicamente en el camote Guayaco
Morado en fresco y cocido usando la metodología descrita por Beas et al.
(2011). Bajo la protección de la luz se pesaron 0.75 g de tejido congelado y
triturado, tanto de muestra fresca como de muestra cocida, y se añadió 10
mL de metanol-HCl 1% (regulador de pH), se llevó a agitación durante 10
minutos manteniendo bajas temperaturas y protegiendo de la luz para evitar
el deterioro de las antocianinas, posteriormente se centrifugó a 6000 rpm
durante 15 minutos a 4°C. El sobrenadante se filtró, refrigeró y almacenó en
la oscuridad mientras que al pellet se añadió 10 mL más del solvente y se
continuó con el proceso descrito hasta que quede completamente incoloro.
Los sobrenadantes se conservaron en un mismo tubo falcon y finalizadas las
extracciones se aforó a un volumen de 40 mL con el solvente. Se midió la
absorbancia del sobrenadante a 525 nm.
La cantidad de antocianinas totales por gramo de tejido seco se expresó
como miligramos de cianidina-3-glucósido, aplicando la ecuación 6.
C= (A
ε) (
Vol.
1000) (PM) (
1
Peso muestra) (10
3
) [6]
Donde,
C: Concentración de antocianinas totales (mg/g)
A: Absorbancia máxima
Ɛ: Absortividad molar de la cianidina-3-glicósido (25955 cm-1M-1)
Vol.: Volumen total del extracto de antocianinas
