Descripción del proceso de degradación

El fotorreactor Batch, está compuesto de una lámpara de vapor de Mercurio de presión media que se encuentra protegida por una cubierta de cuarzo, modelo PUV-1022 de 11 cm. de longitud del arco, 1000 W, una tensión de 145 Volts y una corriente de 7.5 Amperes, la cual emite radiación ultravioleta con una longitud de onda entre 200-460 nm, esto se puede ver en la figura 13. El reactor cuenta con un sistema de recirculación de agua desmineralizada para la regulación de temperatura. El recipiente de reacción es de vidrio Pyrex, el cual tiene en la parte superior dos entradas esmeriladas y en la parte inferior una entrada para la corriente de aire o de aire/ozono. La alimentación de aire es por medio de un compresor Elite 801. La cantidad de aire suministrada fue de 2000 mLmin-1_{, lo que corresponde a una alimentación de 400}

mLmin-1 _{de O}

2. Para la producción de ozono se utilizó un generador marca King Ozono

44 Figura 13 Fotoreactor de luz UV.

Durante el tiempo en que se sometió el agua a la Fotodescomposición se tomaron alícuotas cada 5 minutos, esto es dependiendo de la concentración en que se encuentren los contaminantes. Lo anterior está dado por los resultados obtenidos de las determinaciones de los parámetros físicos y químicos de una muestra de agua sin tratamiento. A cada alícuota se le midió la cantidad de H2O2 residual, así como su pH,

color y turbidez, además de que se determinó su espectro UV-vis por medio de un espectrofotómetro Perkin Elmer modelo Lambda 20. Las celdas que se utilizaron en el espectrofotómetro son de cuarzo de 10 mm de espesor marca BECKMAN.

La alícuota obtenida al final se somete a la eliminación de H2O2 por calentamiento en

un sistema de reflujo mostrado en la figura 14.

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2.3.2 Metodología del tratamiento fotoquímico

Este tratamiento consiste en filtrar una muestra de 800 mL de agua residual a través de papel filtro 1.5 µm para disminuir la cantidad de sólidos suspendidos, se le adiciona 0.05 mL de peróxido de hidrógeno al 50% para iniciar la generación de radicales hidroxilo, esto es en el caso de los tratamientos con H2O2/O3/UV y H2O2/UV.

Ya en funcionamiento el compresor que suministró de aire al fotorreactor con una corriente de 400 mL/min de O2. Se agrega al fotorreactor la muestra a través de una

de sus dos entradas superiores y se enciende la lámpara de vapor de mercurio contenida dentro del fotorreactor.

Se comenzó a medir la fotodegradación de los contaminantes tomando alícuotas en lapsos de 5 min.

Para evaluar la efectividad del tratamiento se midieron el color, turbidez, pH y el peróxido de hidrógeno residual con la utilización de tiras indicadoras Quantofix Peroxid 25 (0.5-25 mg/L) de MERCK, además de analizarse los espectros del UV-Visible. Cuando se hace uso del sistema UV/H2O2/O3, el ozono se suministra por medio de un

difusor conectado a una manguera de alimentación que son colocados en el fondo del fotorreactor e introducidos a través de una de las entradas superiores con un generador de ozono King-ozono: Hydrozon: K-40 con una capacidad de generación de ozono de 40 mg/h.

En los dos sistemas usados, el peróxido de hidrógeno debe eliminarse ya que al ser un agente altamente oxidante, puede afectar el comportamiento bacteriano, la eliminación se efectúo mediante calentamiento por reflujo, para evitar la pérdida de la muestra por calentamiento.

2.3.3 Determinaciones microbiológicas

Este método se realiza como medio de evaluar la efectividad de cada uno de los sistemas de tratamiento fotoquímico sobre la eliminación de microorganismos en la muestra de agua residual.

Se realiza un conteo microbiano basado en las Unidades Formadoras de Colonias (UFC) en las placas con agar nutritivo.

2.3.3.1Sustancias y reactivos

 Caldo nutritivo  Agar nutritivo  Agua desionizada

46 2.3.3.2 Material  Balanza granataria  Vidrio de reloj  Espátula  Matraz erlenmeyer de 500 mL  Matraz erlenmeyer de 250 mL  Tubos de ensaye  Tapones de hule  Placas petri  Asa bacteriológica  Pipeta micrométrica

 Puntas para pipeta micrométrica  Mechero de bunsen

 Autoclave

2.3.3.3 Preparación de agar y caldo nutritivo

En primer lugar se realizó una esterilización húmeda con vapor a presión todo el material a ocupar (tubos de ensayo, puntas de micropipeta, caldo nutritivo y agar nutritivo), se lleva a cabo en un autoclave que emplea vapor de agua saturado a una presión de 15 libras y una temperatura de 121ºC, el tiempo de esterilización es de 15 minutos.

Se preparó agar nutritivo para lo cual se ocupa 2.6 g de agar y 1.6 g de caldo nutritivo por cada 200 mL de agua desionizada; se llevó a esterilización húmeda y se vertió en cajas petri. Para comprobar la esterilidad se dejaron a temperatura ambiente por 24 horas, terminado este tiempo no debía haber crecimientos microbianos.

Se preparó caldo nutritivo para lo cual se diluye 0.8 g de caldo nutritivo en 100 mL de agua desionizada y se llevó a esterilización húmeda.

2.3.3.4 Método de dilución y conteo por placa

Se trasladaron 900 μL de caldo nutritivo estéril a tubos de ensayo teniendo como dilución madre inicial 1mL de las diferentes muestras de agua, se hicieron diluciones seriadas en donde se trasladarán 100 μL de la solución madre inicial para obtener concentraciones decimales de 1x10-2 _{hasta 1x10}-6 _{. Los tubos se incubaron por 24}

horas a 25°C.

Pasado el tiempo de incubación de los tubos inoculados, se sembraron 10 μL de cada tubo en placas de agar nutritivo empleando micropipeta, se sembró de forma estriada con ayuda de un asa bacteriológica previamente esterilizada en llama. Las placas inoculadas se incubaron durante 24 horas y 25°C.

Se contaron las unidades formadoras de colonias en cada placa en el caso de detectar crecimiento y se calcularon también las UFC para cada mL de muestra de agua.

47 Para la caracterización microbiológica se tomó una muestra de diferentes UFC, empleando un asa bacteriológica recta previamente esterilizada en llama y se inoculó en CHROMagarTM _{que es un test microbiológico para la detección de patógenos, se}

registraron los patógenos que se evidenciaron cuando el agar adquiere diferentes tonalidades dependiendo del microorganismo que crece en la placa como lo muestra en la tabla 7.

Tabla 7 Coloración de los distintos microorganismos en CRHOMagar[59].

Microorganismo Color

E.coli Rosa obscuro a rojizo

Enterococous Azul turquesa

Klebsiella, Enterobactger, citrobacter Azul metálico

Proteus Halo café

Pseudomonas Crema, traslúcido

S.aureus Dorado, opaco, pequeño

S. saprophytous Rosa, opaco, pequeño

Capítulo III: Resultados y discusión