biológicos
5.2.4. Ensayos de toxicidad y biodegradabilidad
La determinación de la toxicidad de los efluentes del proceso Fenton para fango activo se llevó a cabo empleando el método desarrollado por Guisasola et al. (2003) para la evaluación de la toxicidad de aguas residuales con fracción biodegradable. De entre los parámetros propuestos en dicho método, como el consumo acumulado de oxígeno, tiempo de consumo o velocidad de crecimiento, el empleando como variable de estudio en el presente trabajo fue la VECO.
El método consiste en la determinación del perfil respirométrico en tres ensayos consecutivos. El primero de ellos se obtiene tras la adición de un pulso de sustrato de referencia (AcNa, 50 mg DQO L-1) a una solución que contiene el inóculo (350
mg SSV L-1) en medio mineral (APHA 1992) y tampón fosfato, determinándose la
velocidad específica de consumo de oxígeno exógena (VECOexR). Una vez
consumido el sustrato de referencia, el fango activo se pone en contacto con el efluente obtenido en la oxidación Fenton, y se analiza su biodegradabilidad a través del nuevo perfil respirométrico obtenido y de la conversión de COT, de acuerdo con el procedimiento de biodegradabilidad rápida establecido en el apartado 2.2.6 del capítulo II. Pasadas 24 h de ensayo, la fracción biodegradable del efluente se ha consumido y la VECO alcanza de nuevo valores de respiración endógena. El fango activo se separa del medio de reacción mediante centrifugación a 3000 rpm durante 3 min, lavándose posteriormente con una disolución de tampón fosfato a pH 7 para impedir la lisis celular. La obtención del tercer perfil respirométrico se lleva a cabo añadiendo de nuevo un pulso de sustrato de referencia al fango activo en las mismas condiciones que al comienzo del ensayo, registrándose un nuevo valor de VECO (VECOexT), a partir del cual se determina el
porcentaje de toxicidad, de acuerdo con la ecuación 5.1.
La determinación de la DBO5 para el cálculo del índice de biodegradabilidad (DBO5/DQO) se llevó cabo empleando un equipo de Velp Scientifica siguiendo el
protocolo 5210 (APHA 1992). De acuerdo con dicho procedimiento, una mezcla acuosa del agua residual y cierta cantidad de fango activo se incuba durante 5 d a una temperatura de 20oC, en ausencia de luz para evitar la producción de oxígeno
por parte de microorganismos fotosintéticos. Se empleó un volumen de muestra de 400 mL y una concentración de biomasa de 75 mg SSV L-1. Se añadió N-aliltiourea
(1,25 mg L-1) para inhibir el proceso de nitrificación, tampón fosfato para
mantener el pH en torno a 7,2 y micronutrientes (CaCl2, KCl y MgSO4) para
permitir el crecimiento microbiano. Los ensayos se llevaron a cabo por triplicado para comprobar la reproducibilidad del test.
La ecotoxicidad se determinó siguiendo el procedimiento Microtox®, descrito en el apartado 2.2.5 del capítulo II, expresándose los resultados en términos de unidades de toxicidad (UT).
5.2.5. Métodos analíticos
La determinación de COT se llevó a cabo mediante un analizador COT-Vcsh, de Shimadzu (apartado 2.2.9 del capítulo II). La DQO se analizó siguiendo el protocolo 5220A (APHA 1992). La biomasa se determinó gravimétricamente midiendo los sólidos en suspensión volátiles, de acuerdo con lo establecido en el método 2540E
(APHA 1992). La cuantificación de herbicidas y fármacos se llevó a cabo
mediante cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) utilizando el método descrito en la Tabla 2.4 del capítulo II.
La identificación de intermedios de reacción en los efluentes de oxidación Fenton se realizó empleando un cromatógrafo de gases Varian GC-3900 unido a un detector de masas Varian Saturn 2100T. El equipo está dotado con microextracción en fase sólida (Carbowax/Divinylbenzene, Yellow-Green) y una columna capilar modelo FactorFour VF-5ms de Varian, de 30 m de longitud y 0,25 mm de diámetro interno. El método de análisis utilizado se recoge en la Tabla 5.2. La identificación de compuestos se llevó a cabo empleando la base de datos NIST.
Tabla 5.2. Método utilizado para la detección de intermedios de reacción
mediante GC/MS.
INYECTOR Split: 20 T: 250oC Caudal gas portador (He): 1 mL min-1
COLUMNA T (oC) Rampa (oC min-1) tmantenimiento (min) ttotal (min)
80 - 1 1
300 20 15 27
DETECTOR t (min) Masas observadas (g mol-1)
0-2 40-650
2-20 40-300
El análisis específico de clorofenoles y anilinas se realizó empleando un cromatógrafo de gases (Varian GC-3900) con detector de ionización de llama (FID) equipado con una columna capilar (CP WAX-52CB), de 5 m de longitud y 2 mm de diámetro interno. En las Tablas 5.3 y 5.4 se recogen los métodos optimizados para la cuantificación de clorofenoles y anilinas, respectivamente.
Tabla 5.3. Método utilizado para la detección de clorofenoles mediante GC/FID.
INYECTOR Split: 20 T: 150oC Caudal gas portador (N
2): 1 mL min-1
COLUMNA T (oC) Rampa (oC min-1) tmantenimiento (min) ttotal (min)
70 - 1 1
240 15 4,67 17
DETECTOR T: 300oC Caudal (H
2): 30 mL min-1 Caudal (aire): 300 mL min-1
Tabla 5.4. Método utilizado para la detección de anilinas mediante GC/FID.
INYECTOR Split: 20 T: 300oC Caudal gas portador (N
2): 1 mL min-1
COLUMNA T (oC) Rampa (oC min-1) t
mantenimiento (min) ttotal (min)
100 - 2 2
280 8 10 34,5
DETECTOR T: 300oC Caudal (H
El análisis de los intermedios de reacción de atrazina se llevó a cabo mediante cromatografía HPLC, empleando un equipo Prostar (Varian) equipado con un detector UV-visible. Como fase móvil se utilizó una mezcla de acetonitrilo:acético 5mM, en gradiente de 5 a 95% de acetonitrilo en 20 min, con un caudal de 0,80 mL min-1. Como estacionaria se empleó una fase inversa C-18 (Teknokroma
Mediterranea Sea18) empaquetada en una columna de 25 cm de longitud con un diámetro interior de 4,6 mm. La detección de los compuestos se llevó a cabo empleando una longitud de onda de 220 nm.
La cuantificación de especies aniónicas como NO3-, NO2-, Cl- y ácidos orgánicos de cadena corta se llevó a cabo empleando un cromatógrafo iónico Metrohm 790 Personal IC equipado con una columna Metrosep A Supp5-250 de 25 cm de longitud y 4 cm de diámetro interno. Como eluyente se utilizó una mezcla acuosa de NaHCO3 1 mM y Na2CO3 3,2 mM (1:1, v/v) con un caudal de 0,7 mL min-1.
La determinación de NH4+ se realizó empleando reactivo Nessler, yodomercuriato potásico alcalino. En presencia de amonio, dicho reactivo se descompone formando iones de diyodomercuriato amónico que permiten la determinación colorimétrica de NH4+, para lo cual se utilizó un colorímetro Orbeco-Hellige 975
MP The Analyst.
La concentración residual de peróxido de hidrógeno se determinó utilizando oxisulfato de titanio (Eisenberg 1943). Dicho reactivo forma, en presencia de H2O2,
un complejo amarillo-anaranjado cuyo máximo de absorción se sitúa en torno a los 410 nm, que puede medirse empleando un espectrofotómetro (Shimadzu UV- 1603).
En determinados efluentes tuvo lugar la precipitación de un residuo sólido al llevar a cabo la neutralización previa a los ensayos biológicos, que se analizó en un laboratorio externo mediante Espectrometría de Masas con fuente de Plasma de Acoplamiento Inductivo (ICP/MS) y Análisis Químico Elemental.
5.3. Resultados y discusión