3.1.1.- Criterios de selección de los participantes
El estudio farmacogenético se realizó en 207 voluntarios sanos participantes en siete ensayos clínicos de bioequivalencia llevados a cabo en la Unidad de Ensayos Clínicos del Centro de Farmacología Clínica del Departamento de Farmacología y Terapéutica de la Facultad de Medicina de la Universidad Autónoma de Madrid (UAM), que previamente habían otorgado por escrito su consentimiento para participar en el estudio farmacogenético (Tabla 3.1).
Tabla 3.1. Ensayos de bioequivalencia y número de voluntarios que forman parte de la población de estudio (CFC-ESP).*
Nº Ensayo Código (formulación de referencia) Fármaco Dosis Nº Voluntarios (mujeres) de realización Fechas
73-LOV LOV-AF/00-02 Lovastatina (Mevacor®) 40 mg 36 (18) Jun. – Jul. 2000 78-LOV N-LOV-00/42 Lovastatina (Mevacor®) 40 mg 36 (18) Oct. – Nov. 2000 84-SIM N-SIM-00/45 Simvastatina (Zocor®) 40 mg 36 (18) Feb. 2001 87-LOP N-LOP-01/57 Loperamida (Fortasec®) 16 mg 36 (18) May. - Jun. 2001 91-PRA N-PRA-01/59 Pravastatina (Lipemol®) 40 mg 36 (18) Sep. - Oct. 2001 92-LOV LOV-AF/01-04 Lovastatina (Mevacor®) 40 mg 36 (18) Oct. 2001 105-MIR N-MIR-02/69 Mirtazapina (Rexer®) 30 mg 36 (18) Oct. – Nov. 2002 * La población de estudio CFC-ESP consta de 207 voluntarios y no de 252 al haber participado varios de ellos en más de un ensayo (para
más detalles véase Tabla 3.2)
Los voluntarios incluidos en el estudio farmacogenético reunían los siguientes criterios de selección:
Criterios de inclusión
•
Sujetos varones y mujeres que tras haber recibido información sobre el diseño, los fines del estudio, los posibles riesgos que de él pueden derivarse y de que en cualquier momento pueden denegar su colaboración, otorguen por escrito su consentimiento para participar tanto en el estudio de bioequivalencia como en el estudio farmacogenético.•
Edad comprendida entre 18 y 35 años.•
Sujetos libres de patología orgánica o psíquica.•
Historia clínica y exploración física dentro de la normalidad.•
Registro electrocardiográfico dentro de la normalidad.•
Ausencia de anormalidades en los análisis de hematología, bioquímica, virología (serología para VHB, VHC y VIH) y orina.•
Test de embarazo en orina negativo en el caso de las mujeres además del compromiso de evitar el embarazo durante el tiempo que dure el estudio utilizando un método anticonceptivo no hormonal de eficacia acreditada. Criterios de exclusión•
Sujetos afectos de patología orgánica o psíquica.•
Antecedentes de hipersensibilidad a cualquier fármaco.•
Presencia de anomalías clínicamente relevantes en los análisis dehematología, bioquímica, virología (serología para VHB, VHC y VIH) y orina.
•
Poseer un índice de masa corporal (IMC) o de Quetelet menor de 18 o mayor de 30 calculado con la siguiente fórmula:IMC = peso (kg) / talla2 (m)
•
Haber recibido tratamiento farmacológico de prescripción en los últimos 30 días o algún tipo de medicamento en las 48 horas antes de recibir la medicación del estudio.•
Sospecha de consumo de drogas de abuso y/o hábito tabáquico.•
Consumo diario de alcohol y/o intoxicación etílica aguda en la última semana.•
Realizar durante el estudio esfuerzos físicos intensos o consumir bebidas que contengan té, café, cacao, cola o alcohol desde 48h antes de cada día de ingreso.•
No haber completado los dos periodos del ensayo de bioequivalencia.3.1.2.- Voluntarios que han participado en más de un ensayo clínico de bioequivalencia.
En el estudio farmacogenético hemos incluido los voluntarios que han participado en 7 ensayos clínicos (EC) de bioequivalencia, de los cuales 5 fueron con estatinas (lovastatina, LOV; simvastatina, SIM; pravastatina, PRA) y 2 con otros fármacos. En cada EC de bioequivalencia participaron 36 voluntarios, por lo que el número total de participantes hubiera sido de 252 si 36 voluntarios no hubieran participado en más de un EC. En la Tabla 3.2 se enumeran por orden ascendente los 36 individuos identificados con el número de voluntario correspondiente al primer EC en el que participaron junto con el número de voluntario con el que han repetido en los sucesivos EC. De estos 36, 29 participaron en dos, 5 participaron en tres y 2 participaron en cuatro EC; en total 45 voluntarios repetidos. De este modo, el
número final de individuos incluidos en el estudio farmacogenético fue de 207 (106 hombres y 101 mujeres).
Tabla 3.2.Voluntarios de la pobla- ción de estudio (CFC-ESP) que han participado en más de uno de los 7 ensayos clínicos incluidos.
Ensayo Vol* 105-MI R 92-L O V 91-PRA 87-L O P 84-SIM 78-L O V 73-LOV (n=13) 4 13 5 19 9 7 16 9 26 10 13 11 19 14 34 16 3 18 1 22 24 28 23 7 23 24 19 30 2 2 78-LOV (n=11) 4 9 5 30 6 28 8 23 11 6 12 21 13 34 20 7 32 21 25 22 27 24 34 30 11 26 25 84-SIM (n=3) 7 3 25 33 31 14 87-LOP (n=3) 18 22 20 30 24 21 91-PRA (n=5) 2 1 6 8 20 23 29 13 33 15 92-LOV 1 4
* En la primera columna de la izquierda aparecen los números de los voluntarios de los correspondientes ensayos y en las siguientes, los números con los que han repetido en los sucesivos ensayos.
Tabla 3.3.
Voluntarios que han participado en más de un ensayo clínico con lovastatina. Ensayo Vol* 78-L O V 92-L O V 73-LOV (n=6) 5 9 16 3 22 24 23 23 7 24 19 30 2 2 * En la primera columna de la izquierda aparecen los números de los voluntarios del el primer ensayo y en las siguientes, los números con los que han repetido en los sucesivos ensayos.
Dado que disponemos de tres EC de bioequivalencia con LOV (73-LOV, 78-LOV y 92-LOV) y además con la misma dosis administrada (40 mg) los hemos juntado con el objetivo de triplicar el tamaño muestral. No obstante, como seis de los 36 voluntarios del primer EC (73-LOV), también habían participado en uno (cuatro de ellos) o en dos (dos de ellos) de los siguientes EC (78-LOV y 92-LOV) (véase Tabla 3.3) hemos incluido en el estudio farmacogenético sólo sus datos farmacocinéticos y farmacodinámicos correspondientes al primer EC en el que participaron. Así, el número final de individuos incluidos en el estudio farmacogenético con LOV fue de 100 (51 hombres y 49 mujeres).
3.2.- Análisis genotípico
3.2.1.- Criterios de selección de los genes y polimorfismos en estudio
En nuestro estudio hemos seleccionado para genotipar a 17 polimorfismos o SNPs (“single nucleotide polymorphisms”) en 10 genes involucrados en los procesos de absorción, distribución, metabolismo y eliminación (ADME) de las estatinas lovastatina, simvastatina y pravastatina (Tabla 3.4). Estos genes se pueden agrupar según la función de las proteínas que codifican en tres grandes grupos: 1) enzimas metabolizadoras de fármacos, 2) transportadores de fármacos y 3) receptores nucleares.
Cinco de los genes investigados codifican a enzimas metabolizadoras de fármacos, de los cuales, tres pertenecen a la superfamilia de los citocromos P-450 (CYP3A4,
CYP3A5 y CYP1A2) y dos a la de las esterasas (CES2 y PON3).
Las enzimas CYP3A4 y CYP3A5 son las responsables de catalizar el 80% del metabolismo oxidativo de las lactonas y de los hidroxiácidos de lovastatina y simvastatina (Christians y cols., 1998; Vyas y cols., 1990; Prueksaritanont y cols., 1997 y 2003) (véanse Figura 1.6 y 1.7, pág. 22 y 23). Su papel en la formación de los metabolitos oxidativos de la pravastatina es también destacado (Jacobsen y cols., 1999a), aunque la oxidación sea una vía metabólica minoritaria en el metabolismo de esta estatina (véase Figura 1.8, pág. 24); en este caso existen además pruebas indirectas que sugieren la participación en ella de otras enzimas como la CYP1A2 (Soucek y cols., 1992; Christians y cols., 1998).
La CYP3A4 y la CYP3A5 se expresan de forma constitutiva en hígado y en intestino delgado siendo las isoformas de citocromo P450 más abundantes en estos órganos (Wrighton y cols., 2000). Según algunas estimaciones intervienen en el metabolismo de más del 60% de los fármacos de uso humano desempeñando un papel clave en el metabolismo de primer paso hepático e intestinal (Williams y cols., 2008).
Los dos polimorfismos del gen CYP3A4 que hemos decido investigar son el
CYP3A4*17 (rs4987161) y el *18 (rs28371759), en nuestro estudio los SNP17 y
16, respectivamente (Tabla 3.4). Se trata de dos variantes alélicas con efecto funcional opuesto. El alelo CYP3A4*17 (rs4987161 T>C) se localiza en el exón 7 y conlleva la sustitución en el codón 189 de la fenilalanina por una serina. Este cambio en la secuencia proteica supone un drástico descenso en la actividad metabolizadora de la CYP3A4 ya que estudios in vitro han demostrado que la presencia de serina en el codón 189 se asocia a un descenso mayor del 90% en el metabolismo CYP3A4-dependiente de la testosterona (Dai y cols., 2001) y del nifedipino (Lee y cols., 2005a). El alelo CYP3A4*18 (rs28371759 T>C) localizado en el exón 10 conlleva la sustitución en el codón 293 de la leucina por una prolina. A diferencia del caso anterior, este cambio en la secuencia proteica supone un aumento sustrato-dependiente de la actividad metabolizadora de la CYP3A4, ya que en estudios in vitro la presencia de la prolina en el codón 293 produce un aumento significativo en el metabolismo de estrógenos y testosterona (Dai y cols., 2001; Kang y cols., 2009) pero no en el de nifedipino (Lee y cols., 2005a).
El único polimorfismo del gen CYP3A5 que hemos decidido investigar es el alelo
CYP3A5*3 (rs776746 A>G), identificado en nuestro estudio como el SNP10 (Tabla
3.4). Se trata de un polimorfismo localizado en el intrón 3 que genera un sitio críptico de splicing alternativo y un exón 3B que contiene un codón de parada prematuro. La proteína truncada a la que da lugar este tránscrito alternativo contiene solo los primeros 109 aminoácidos. Dado que carece de dominio catalítico la actividad metabolizadora de la CYP3A5 está ausente en los portadores homocigotos de esta variante alélica (Kuehl y cols., 2001).
La CYP1A2 se expresa exclusivamente a nivel hepático representando el 15% de los citocromos P450 en este órgano (Shimada y cols., 1994; Gunes y cols., 2008) y contribuye a metabolizar al menos el 10% de los fármacos utilizados en clínica (Williams y cols., 2008). El único polimorfismo en este gen que hemos decidido investigar es el alelo CYP1A2*1F (rs762551 C>A), identificado en nuestro estudio como el SNP14 (Tabla 3.4). Se trata de una variante alélica localizada en el intrón 1 asociada a una mayor inducibilidad (Sachse y cols., 1999; Han y cols., 2002) de la enzima dando lugar a un fenotipo metabolizador ultra rápido manifestado como un aumento del metabolismo de cafeína (Sachse y cols., 1999, Chida y cols., 1999; Ghotbi y cols., 2007) y olanzapina (Laika y cols., 2009) en los portadores del alelo A (*1F) respecto al de referencia C (*1A).
Las esterasas, concretamente las carboxilesterasas (CESs) (Tang y cols., 1995; Fleming y cols., 2005) y las paraoxonasas (PONs) (Billecke y cols., 2000; Draganov y cols., 2000 y 2005), son las enzimas encargadas de catalizar la hidrólisis enzimática de las lactonas para dar lugar a los correspondientes hidroxiácidos (véase Figura 1.5, pág. 19), tanto en las estatinas administradas en forma de lactona, como la lovastatina y simvastatina, como en el caso de las administradas en forma de hidroxiácido activo, como la pravastatina.
En humanos existen 6 genes de CESs que están localizados en el cromosoma 16 formando dos grupos o clusters: el CES4-CES1-CES7 y el CES2-CES3-CES6 (Holmes y cols., 2008). El gen CES1 codifica la isoforma mayoritaria en el hígado, aunque se expresa, también, en epitelio pulmonar y otros tejidos. El gen CES2 codifica, a su vez, la isoforma mayoritaria a nivel intestinal con expresión, también, en hígado, riñón, corazón y músculo estriado. El gen CES3 se expresa en hígado, colon e intestino delgado. Hasta la fecha los productos de los genes CES4, CES6 y
El único polimorfismo de las carboxilesterasas que hemos decidido investigar es el rs2241409 (IVS10-108C>T), identificado en nuestro estudio como el SNP15 (Tabla 3.4), perteneciente al gen CES2. En la literatura existen resultados conflictivos respecto a su asociación con la pérdida de actividad enzimática (Charasson y cols., 2004; Kubo y cols., 2005) pero hay cierto conceso en que se asocia a un descenso en la expresión a nivel de ARNm (Marsh y cols., 2004; Wu y cols., 2004). Recientemente se le ha relacionado con una variante de splicing alternativo (CES2∆458-473) asociada con pérdida de actividad catalítica (Schiel y cols., 2007).
En humanos la familia de las PONs está compuesta por tres miembros: PON1, PON2 y PON3; localizados en el cromosoma 7 formando un único cluster. Las PONs poseen una actividad lactonasa, es decir, hidrolizan lactonas, aunque con diferente afinidad por los sustratos (Draganov, 2007). La PON1 es sintetizada en el hígado y gran parte de ella es secretada a la sangre donde circula unida a la fracción HDL. La
PON3, al igual que PON1, se sintetiza en el hígado, aunque sólo 5% de ella es
secretado al torrente circulatorio, también, se expresa a lo largo de todo el tracto gastrointestinal sobre todo en esófago y estómago. Se considera que la PON3 ejerce su papel fisiológico a nivel hepático y que su presencia en suero unida a las HDL es más bien una situación patológica (Draganov, 2007). La PON2 no se detecta en suero pero se expresa en cerebro, hígado, riñón y testículos.
El único polimorfismo de las paraoxonasas que hemos decidido investigar es el rs10487132 (IVS2-784A>G), identificado en nuestro estudio como el SNP9 (Tabla 3.4), perteneciente al gen PON3. Se trata de un SNP intrónico que se ha asociado a un elevado riesgo de desarrollar la forma esporádica de la esclerosis lateral amiotrófica (ELA) (Saeed y cols., 2006; Cronin y cols., 2007). Aunque su efecto funcional no se ha investigado en estudios funcionales in vitro, se presupone que induce una pérdida de actividad metabolizadora paraoxonasa y como consecuencia una menor detoxificación de pesticidas organofosforados haciendo más susceptibles las motoneuronas a estos tóxicos ambientales. En apoyo de esta hipótesis un estudio reciente ha demostrado la existencia de una interacción genético-ambiental en la predisposición a la ELA esporádica (Morahan y cols., 2007). Un meta-análisis reciente no ha podido confirmar la asociación de este polimorfismo con el riesgo de ELA (Wills y cols., 2009), sin embargo, se ha asociado con variaciones en la actividad metabólica de la PON1 (Sanghera y cols., 2008).
Dos de los genes investigados codifican a proteínas transportadoras de fármacos, uno de cada una de las dos grandes superfamilias de transportadores; el gen
ABCB1 que pertenece a los transportadores con dominios de unión e hidrólisis de
ATP (“ATP-Binding Cassette” o ABC) y el gen SLCO1B1 que pertenece a los transportadores de solutos (“SoLute Carrier” o SLC).
El gen ABCB1 codifica a la glicoproteína-P (P-gp), también, conocida como MDR1, presente en la membrana apical de los enterocitos y células tubulares renales, la membrana canalicular de los hepatocitos y en la barrera hematoencefálica, los plexos coroideos, placenta y los linfocitos de sangre periférica (Zhou y cols., 2008) facilitando la excreción al exterior celular de diversos endo y xenobióticos (véase Figura 1.15, pág. 38). Entre sus sustratos destacan las estatinas lovastatina, simvastatina, pravastatina, investigadas en nuestro estudio, cerivastatina, pitavastatina y rosuvastatina (véase Tabla 1.4, pág. 40). En cambio, el gen
SLCO1B1 es un transportador SLC de aniones orgánicos (“SoLute Carrier Organic anion transporter 1B1”), que codifica al polipéptido transportador de aniones
orgánicos 1B1 (“Organic Anion Transporting Polypeptide 1B1” o OATP1B1), se expresa casi exclusivamente en la membrana sinusoidal de los hepatocitos (Niemi, 2007) donde se encarga de la captación celular de diversos endo y xenobióticos (véase Figura 1.15, pág. 38). Entre sus sustratos se encuentran todas las estatinas a excepción de la lovastatina que ha demostrado ser sólo inhibidor (véase Tabla 1.4, pág. 40).
Los dos polimorfismos en el gen ABCB1 que hemos decidido investigar son el rs1045642 (Ex27-55C>T), también conocido como c.3435C>T, y el rs2235048 (IVS27+80C>T), identificados en nuestro estudio como el SNP8 y el SNP7, respectivamente (Tabla 3.4). En el primer caso se trata de un SNP exónico que, sin embargo, no produce cambio en la secuencia proteica (p.I1145I), el segundo, en cambio, es intrónico y entre ambos existe un elevado desequilibrio de ligamiento (R2=0.98) (Soranzo y cols., 2004). Ambos se han asociado a un descenso en la
actividad transportadora (Soranzo y cols., 2004; Colombo y cols., 2005). Un estudio reciente ha desvelado que esta pérdida de actividad asociada al polimorfismo c.3435C>T es debida al cambio en el codón habitual utilizado para codificar la isoleucina 1145 por otro más inusual (Kimchi-Sarfaty y cols., 2007). La utilización de un ARN de transferencia menos frecuente usado para transcribir la misma isoleucina provocaría un retraso en la translación con la consiguiente alteración en el plegamiento cotranslacional del péptido naciente. La alteración en
la estructura tridimensional de la proteína alteraría su inserción en la membrana plasmática y como consecuencia su actividad transportadora.
En el caso del transportador de captación hepatocitaria, SLCO1B1, las dos variantes alélicas que hemos decidido investigar son la SLCO1B1*1b o rs2306283 (Ex5+29A>G, c.388A>G, p.N130D) y la SLCO1B1*5 o rs4149056 (Ex6+40T>C, c.521T>C, p.V174A), identificados en nuestro estudio como el SNP12 y el SNP13, respectivamente (Tabla 3.4). Se trata de dos polimorfismos que tiene una repercusión funcional diferente. Si el alelo *1b parece estar asociado a un aumento en la actividad transportadora (Mwinyi y cols., 2004; Maeda y cols., 2006), el alelo
*5 causa una pérdida de actividad (Kameyama y cols., 2005). Estas variantes
alélicas han demostrado en numerosos estudios in vivo que repercuten sobre la exposición de muchas de las estatinas al igual que otros fármacos transportados por el transportador SLCO1B1 (Niemi y cols., 2007; Maeda y cols., 2008).
El tercer grupo de genes lo constituyen los receptores nucleares. Hemos decidido investigar dos de sus miembros más importantes, el gen NR1I2 y el NR1I3. Al
NR1I2 se le conoce también como receptor X de pregnano o PXR (“pregnane X receptor”), receptor de esteroides y de xenobióticos o SXR (“steroid and xenobiotic receptor”) o receptor activado por pregnano o PAR (“pregnane-activated receptor”)
(Zhang y cols., 2008). El receptor nuclear NR1I3 recibe también el nombre de receptor constitutivo de androstano o CAR (“constitutive androstane receptor”) (Lamba, 2008b). La unión de un ligando hace que estos receptores nucleares sufran un cambio conformacional seguido por una heterodmerización con el receptor nuclear RXR (“retinoid X receptor”) y translocación al núcleo donde se unen a los elementos de respuesta al PXR (“PXR response elements” o PXRE) localizados en los promotores de sus genes diana aumentando su actividad transcriptional. La lista de sus ligandos endo y xenobióticos es muy amplia, destacando entre estos últimos las estatinas (Willrich y cols., 2009). Sus genes diana son también muy variados abarcando a las enzimas metabolizadoras de fármacos de fase I (CYP2B6, CYP2C8, CYP2C9, CYP2C19, CYP3A4, CYP3A5 y CYP3A7), las de fase II (glutatión-S-ransferasas, GSTs; UDP-glucuronil transferasas, UGTs y sulfotransferasas, SULTs) y varias proteínas transportadoras de fármacos (ABCB1, ABCC2, ABCC4 y SLCO1A2) (Lamba, 2008b; Zhang y cols., 2008; Meyer y cols., 2009). Un estudio reciente ha demostrado que PXR y CAR regulan la expresión de la carboxilesterasa CES2 de ratón (Xu y cols., 2009) y que PXR regula la expresión de CES 1 y CES2 en hepatocitos humanos (Zhu y cols., 2000). Los genes NR1I2 y NR1I3 se expresan fundamentalmente a nivel de los
hepático e intestinal, aunque se han detectado también a nivel de los linfocitos de sangre periférica (Lamba, 2008b; Zhang y cols., 2008).
Los tres polimorfismos asociados a cambios funcionales en el gen NR1I2 que hemos decidido investigar son el rs3814055 (Ex1+705C>T), rs3814057 (Ex10-79A>C) y el rs3814058 (Ex10-42T>C), también conocidos como -25385C>T, c.11156A>C y c.11193T>C e identificados en nuestro estudio como SNP4, SNP5 y SNP6, respectivamente (Tabla 3.4). En el primer caso se trata de un SNP localizado en el promotor del gen en un sitio putativo de unión de los factores de transcripción NF- κB y el ISFG-3 (Lamba y cols., 2008a; Zhang y cols., 2008) que en estudios in vitro ha demostrado estar asociado a una mayor transactivación y un mayor aumento en la actividad CYP3A (TT>CC) inducida por rifampicina cuantificada in vivo mediante el test del aliento de eritromicina (“erythromycin breath test” o ERMBT) (Zhang y cols., 2001; Lamba y cols., 2005). Los otros dos polimorfismos, el SNP5 y el SNP6, localizados en la región no codante (3’-UTR) del gen, se han asociado a un descenso en la transactivación de PXR y a una reducción en la expresión protéica in
vivo del transportador ABCB1 (SNP5 AA>AC+CC y SNP6 TT>TC+CC) a nivel intestinal
(Zhang y cols., 2001; Lamba y cols., 2005).
En el caso del gen NR1I3, los polimorfismos que hemos decidido investigar, también han sigo tres; el rs4073054 (IVS8+116T>G), rs2307424 (Ex5-9C>T) y el rs2502815 (IVS3-99C>T) identificados en nuestro estudio como SNP1, SNP2 y SNP3, respectivamente (Tabla 3.4). Sin embargo, en este caso los hemos seleccionado de entre los tagSNPs (“tagging” SNPs) con capacidad de representar la máxima variabilidad genética y que puedan ser analizados con la técnica de genotipado TaqMan®. La razón principal fue la ausencia de polimorfismos con
repercusión funcional descritos en población caucasiana (Lamba, 2008b). Hasta la fecha los dos únicos polimorfismos asociados in vitro con un descenso en la transactivación mediada por CAR son el c.737A>G (p.H246R) y c.923T>C (p.L308P) descritos sólo en japoneses y con frecuencias alélicas muy bajas (0.30% y 0.15%, respectivamente) (Ikeda y cols., 2005).
El último gen que hemos decidido investigar no se engloba en ninguno de los tres grupos anteriores ya que es el GNB3 que codifica la subunidad β3 de las proteínas G. Las proteínas G son una gran familia de proteínas heterotriméricas (formadas por las subunidades α, β y γ) con actividad GTPasa (hidrolizan guanosín trifosfato (GTP) a guanosín difosfato (GDP), de ahí su nombre) que están presentes en todas las células del cuerpo humano (Wettschureck y cols., 2005; Smrcka y cols., 2008).
Su función consiste en actuar de transductores de señales entre los receptores celulares de 7 dominios transmembrana, acoplados a ellas, y una plétora de efectores, como la adenilil ciclasa, la fosfolipasa C o la fosfatidil-inositol 3 kinasa entre otros, que a través de segundos mensajeros modulan la respuesta celular (McIntire, 2009). En estado de reposo el GDP está unido a la subunidad α y esta a su vez está en contacto con el monómero funcional βγ. La activación del receptor acoplado a las proteínas G en presencia de un ligando induce un cambio conformacional que hace que GTP desplace al GDP de su unión con la subunidad α con lo que comienza la fase de activación. (Cabrera-Vera y cols., 2003; Dupre y cols., 2009). Subsecuentemente se produce la disociación de la subunidad α y el monómero funcional βγ que interactúan con los efectores correspondientes. La fase de activación termina con la hidrólisis del GTP a GDP por la actividad GTPasa de la subunidad α con lo que se alcanza el estado de reposo (Marrari y cols., 2007). En el genoma humano se han identificado 33 genes encargados de codificar las distintas