3.8 Hibridación in situ fluorescente (FISH)
3.8.2 Síntesis y marcado de la sonda
La obtención de los cDNAs se realizó a partir del RNA total aislado de los diferentes tipos de muestras, según los protocolos descritos en el apartado anterior.
En todos los casos, se partió de 1 µg de RNA al que se añadió oligo-dT 40 µg/ml y dNTPs 1mM. Se incubó a 65ºC durante 5 min seguido de una rápida incubación en hielo. Posteriormente, se adicionó inhibidor de ribonucleasas 40U/µl, tampón de la enzima “First strand buffer 5x” y DTT 0,1 M. Esta mezcla se incubó a 42ºC durante 2 min y a continuación, se añadió 200 U/µl de la enzima “Superscript Reverse Transcriptase” (Invitrogen), en un volumen final de reacción de 25 µl. La reacción se incubó a 42ºC durante 50 min y seguidamente se inactivó mediante una incubación a 70ºC durante 15 min.
Finalmente, las muestras de cDNAs obtenidas se almacenaron a -20ºC hasta su momento de uso.
3.8.2.2Diseño y síntesis de oligonucleótidos para la obtención de cDNAs
se identificaron dichas secuencias en especies con cierto grado de identidad a través de la base de datos del NCBI (www.ncbi.nlm.nih.gov). En este último caso, se hizo un alineamiento tipo clustal entre dichas secuencias, utilizando el programa OMIGA2 (Oxford Molecular), para localizar zonas conservadas interespecíficas. Así, se diseñaron cebadores de 20 pares de bases, cuya síntesis se llevó a cabo en la empresa ROCHE.
La secuencia de los oligonucleótidos diseñados, se muestran en la tabla 15.
cDNA F-Oligonucleótido 5’-3’ R-oligonucleótido 3’-5’
NtMET-1 TGCAGCAATGGATGAGAACG ACAGTAAGCGAACGGAATGG
BnMET-1 GGCAGACGTTCCAACTTACT AAGGTGCACCGTATTGAGTA
BnPME GGAGCGTCGTTGATGGATGG GTAACCTCGTTCGCCTGACC
Tabla 15. Secuencia de cebadores utilizados para la clonación parcial de cDNAs
3.8.2.3Reacción en cadena de la polimerasa (PCR)
La reacción de amplificación se llevó a cabo en tubos de 0,2 ml en un volumen final de reacción de 25 µl; la mezcla de PCR contenía 50-100 ng de cDNA, 10 µl de una mezcla de dNTPs 10mM (dATP, dTTP, dCTP y dGTP), 1 µl de cada cebador (10µM), 2,5 µl de tampón de amplificación 10x “HotMaster™ Taq con Mg2+” (Eppendorf) y 0,25 µl de la enzima “Hot Master Taq polimerasa” (5U/ µl)(Eppendorf). Los programas de PCR utilizados fueron diversos, cambiando la temperatura de alineamiento, los tiempos de extensión y alineamiento, en función de los requerimientos de los cebadores y de la longitud del fragmento de cDNA amplificado. La temperatura de alineamiento se calculó según el porcentaje de bases AT-GC de los cebadores (Nº de bases AT x 2ºC + Nº de bases GC x 4ºC) y teniendo en cuenta que, teóricamente, se requiere un minuto de alineamiento por Kb de DNA amplificado.
3.8.2.4Electroforesis de DNA en geles de agarosa
Una vez realizadas las amplificaciones necesarias, se realizó una electroforesis en geles de agarosa del 0,8 al 2 % (p/v), en función del tamaño del amplificado. (Sambrook y Russel (2001))
Los geles se prepararon en tampón de electroforesis TAE 1x (Tris-acetato 40 mM, EDTA 1mM) indistintamente y Bromuro de Etidio (BrEt) a una concentración 0,5
µg/ml.
Como marcador de DNA se empleó “O´GeneRulerTM 100bp Plus DNA ladder, ready to use” (Fermentas).
La electroforesis se llevó cabo en una cubeta de electroforesis horizontal con TAE 1x aplicando un voltaje de 50-100V con una fuente de alimentación “EPS 500/400” (Apparatus Corporation).
Finalmente, las bandas se visualizaron con luz UV empleando el sistema Gel Doc TM 1000 system (Bio-Ra Laboratories).
3.8.2.5Purificación de fragmentos de DNA de geles de agarosa
Finalizada la electroforesis, se procedió a cortar las bandas de interés con la ayuda de un escarpelo. Para extraer el cDNA de la agarosa se utilizó el kit comercial “QIAquick® Gel Extraction” (Qiagen). Este sistema, se fundamenta en la extracción y purificación del DNA a través de la disolución de la agarosa y la absorción de los ácidos nucleicos a partículas de sílice en presencia de una alta concentración de sales. El DNA purificado se eluyó de la resina con H2O ultrapura y estéril.
3.8.2.6Clonación en el vector pGEM®-T Easy
Tras la purificación de los fragmentos de DNA, se procedió a su ligación en el vector de clonación pGEM-T® Easy de Promega.
Este vector linearizado consta de varias timidinas añadidas en su extremo 3´terminal. Estas timidinas se unen al inserto y mejora enormemente la eficiencia
recircularización del vector. Además, este vector también se caracteriza por tener un sitio de clonación flanqueado por los promotores de RNA polimerasa T7 y SP6 y un gen de resistencia a Ampicilina, características muy útiles en la selección de plásmidos recombinantes (Fig.3.8).
3.8. Mapa del vector pGEM-T® Easy de Promega
Para optimizar las reacciones, se empleó una relación estequiométrica vector: inserto de 1:3. Se emplearon 50 ng de plásmido, el fragmento de cDNA, 3 U de la enzima T4 ligasa (Promega) y el correspondiente tampón comercial, en un volumen final de 10 µl, siguiendo las indicaciones de la casa comercial.
La reacción de ligación se llevó a cabo durante 1 h a temperatura ambiente.
3.8.2.7Transformación de bacterias competentes
Las bacterias se transformaron mediante choque térmico, según el método descrito por Lucotte y Baneyx (1993). Las bacterias competentes E. Coli JM109 (Promega), conservadas a -80ºC, se descongelaron en hielo, se les añadió entre 1-50 ng del plásmido de interés por cada 100 µl de células competentes y se incubaron 10 min a 4ºC. Posteriormente, las bacterias se sometieron a un choque térmico consistente en un calentamiento de las muestras a 42ºC durante 45-50 s, y posterior baño de hielo durante 2 min. Seguidamente se añadió 0,9 ml de medio LB precalentado a 37ºC y se incubaron durante 1 h a 37ºC en un agitador orbital (New Brunswick
Scientific Innova 4340) a 200 rpm. Una vez alcanzada una densidad óptica adecuada a 600 nm (0,4-0,6), se sembró 100 µl de cada tubo, en placas de Petri con medio LB y ampicilina (100 µg/ml) y se incubaron a 37ºC durante toda la noche. Al día siguiente, se obtuvo un crecimiento con varias colonias aisladas en cada placa.
3.8.2.8Análisis de los plásmidos recombinantes
Aunque, teóricamente, las colonias crecidas en estas condiciones han de tener el plásmido con el inserto, pueden darse casos de falsos negativos por la ligación de dos vectores. Por este motivo, antes de purificar el plásmido recombinante se seleccionaron varias colonias aisladas y se chequearon mediante PCR en colonia con los cebadores del vector que flanquean el lugar de inserción del fragmento de DNA (SP6 y T7) y mediante digestión enzimática con las enzimas de restricción correspondientes.
3.8.2.9Aislamiento de DNA de los plásmidos recombinantes
Una vez seleccionados los positivos reales, a partir de la colonia seleccionada se inocularon tubos de ensayo con 3 ml de LB líquido y ampicilina (100 µg/ml), que se mantuvieron en un agitador orbital a 190 rpm y 37ºC hasta que alcanzaron una densidad óptica de 0,6 a 600 nm (12-16 h).
A partir de estos cultivos se inició el aislamiento del DNA plasmídico (Miniprep) utilizando el kit comercial “Wizard Plus SV Minipreps, DNA Purification Systems” (Promega).
Con el fin de romper las células, extraer y aislar el cDNA, los 3 ml de cultivo se centrifugaron a 10.000 g durante 3 min para precipitar las bacterias. El precipitado celular se resuspendió en 250 µl de tampón Tris-HCl 50 mM (pH 7,5), con EDTA 10 mM y RNAsa A (100 µg/ml). A continuación se añadieron 250 µl de solución de lisis (NaOH 0,2 M, SDS 1%) y se incubó durante 1-5 min a temperatura ambiente. Seguidamente, se adicionó 10 µl de una solución alcalina con proteasas (conteniendo entre otros, 25-50 % subtilisina, 20-25 % de propano-1,2-diol, 1-5 %
y 350 µl de solución de neutralización (hidrocloruro de guanidina 4,09 M, acetato potásico 0,759 M, acético glacial 2,12 M, pH 2,4), después de incubar 5 min se centrifugó a 14.000 g durante 10 min. El sobrenadante se transfirió a una columna suministrada por Promega que contenía una resina a la que se unía el DNA, después se centrifugó a 14.000 g durante 1 min y posteriormente, se añadieron 750 µl de solución de lavado (etanol 60 %, acetato potásico 60 mM, Tris-HCl 8,3 mM, EDTA 0,04 mM) y se realizó una centrifugación igual a la anterior. El paso anterior se repitió con 250 µl de solución de lavado y se centrifugó en las mismas condiciones durante 2 min. Por último, se eluyó el DNA de la columna añadiendo 50 µl de agua y centrifugando a 14.000 g durante 1 min.
Finalmente, se comprobó la concentración y la pureza del DNA extraído tal y como se explicó en el apartado 3.5.3. Las muestras se conservaron a -20ºC.
3.8.2.10Linearización de los plásmidos recombinantes
A continuación, se linearizó el vector con las enzimas de restricción apropiadas. Para ello, se tuvo en cuenta que para realizar este tipo de estudios de hibridación in
situ, se necesita una sonda sentido, como control negativo, y otra antisentido, que será la que hibridará al mensajero complementario. Por lo que se necesitó obtener el vector linearizado en ambos sentidos, lo cual se consiguió mediante restricción del vector en el fragmento SP6, en un caso, y en el fragmento T7 en el caso contrario (Fig.3.9).
3.8.2.11Obtención de la sonda RNA marcada con digoxigenina
Para la obtención de la sonda, se utilizó el DIG RNA Labeling Kit (SP6/T7) de Roche.
Una vez linearizado el vector en ambos sentidos, se obtuvieron las sondas sentido y antisentido marcadas con digoxigenina, mediante la acción de una RNA polimerasa, que retrotranscribe el cDNA insertado en el vector, en RNA marcado con digoxigenina, utilizando para ello nucleótidos trifosfato marcados con digoxigenina. Este proceso se llevó a cabo siguiendo las indicaciones del
3.9. Obtención de la sonda RNA marcada con digoxigenina.
Por último, se determinó el rendimiento del marcaje de la sonda de RNA con digoxigenina así como su concentración óptima de uso para la hibridación. Para ello, se prepararon una serie de diluciones de la sonda obtenida en tampón de dilución de RNA (H20-DEPC: 20xSSC: Formaldehído, 5:3: 2) (20xSSC: NaCl 3M, Citrato sódico 300mM pH 7) asumiendo que la sonda se obtuvo a una concentración de 10 ng/ µl. (Tabla 16).
A continuación, se aplicaron 5 µl de cada una de las diluciones, en orden decreciente, en una membrana de nylon (Hybond N, Amershan) cargada positivamente. Los RNAs se fijaron a la membrana por exposición a luz ultravioleta durante 30 min a 120ºC.
Tubo RNA (µl) Tampón dilución Dilución Concentración final 1 --- --- --- 10 ng/µl 2 2 1 18 1:10 1 ng/µl 3 2 2 198 1:100 10 pg/µl 4 15 3 35 1:3,3 3 pg/µl 5 5 3 45 1:10 1 pg/µl 6 5 4 45 1:10 0,3 pg/µl 7 5 5 45 1:10 0,1 pg/µl 8 5 6 45 1:10 0,03 pg/µl 9 5 7 45 1:10 0,01 pg/µl 10 0 --- 50 --- 0
Tabla 16. Diluciones seriadas de la sonda obtenida en tampón de dilución de RNA.
El proceso de detección se realizó siguiendo los pasos descritos en el kit “NBT/BCIP ready-to-Use Tablets” (Roche) (Apartado 3.6.3.4.).
Finalmente, se comparó la intensidad de color de las manchas de cada una de las diluciones empleadas y se aproximó así la concentración de sonda a emplear en el experimento de hibridación in situ.