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Fertilidad en diferentes protocolos de transferencia de embriones en yeguas

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Academic year: 2020

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(1)FERTILIDAD EN DIFERENTES PROTOCOLOS DE TRANSFERENCIA DE EMBRIONES EN YEGUAS Anna María Basto Ramírez* Yudy Paola González Noguera* Estudiante Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Cooperativa de Colombia, Villavicencio, Meta, Colombia. Correo: anna.basto@campusucc.edu.co; yudy.gonzalezn@campusucc.edu.co RESUMEN La fertilidad es un parámetro importante en la eficiencia reproductiva de la especie equina ya que contribuye con el desarrollo genético de la población es por ello que la transferencia de embriones (TE) se ha posicionado en una de las técnicas de reproducción asistida más utilizadas en esta especie ofreciendo ventajas como transferencia genética en un tiempo más corto, reproducción de yeguas con alto valor genético, pero incapaces de llevar a término la gestación entre otros. De aquí nace la importancia de elegir un protocolo que se adapte a las condiciones de los animales a trabajar y la producción que se desea obtener, como consecuencia se desarrollan diferentes protocolos de TE en la literatura con diferentes tasas de preñez. Encontrando que factores como la edad, estado reproductivo, estado sanitario, desarrollo físico y antecedentes reproductivos van a influenciar la tasa de fertilidad. De esta forma se pueden utilizar diferentes hormonas que pueden modificar el ciclo estral en diferentes etapas buscando una mayor tasa de fertilidad. Diferentes autores reportan protocolos con tasas de fertilidad del 40,5% a 80%. Esto se ve influenciado por el tipo de hormona empleado, la dosis y farmacocinética. En conclusión, los estudios arrojan protocolos que van desde el día 3 antes de la ovulación de la donadora, hasta el día 120 post transferencia. Palabras Clave: yegua, donante, transferencia, embriones, preñez, receptora, hormonas..

(2) ABSTRACT Fertility is an important parameter in the reproductive efficiency of the equine species since it contributes to the genetic development of the population, which is why embryo transfer (ET) has been positioned in one of the most used assisted reproduction techniques in this population. species offering advantages such as genetic transfer in a shorter time, reproduction of mares with high genetic value, but unable to carry out gestation among others. Hence the importance of choosing a protocol that adapts to the conditions of the animals to be worked and the production that is desired, as a consequence different protocols of TE are developed in the literature with different pregnancy rates. Finding factors such as age, reproductive status, health status, physical development and reproductive history will influence the fertility rate. In this way you can use different hormones that can modify the estrous cycle in different stages looking for a higher fertility rate. Different authors report protocols with fertility rates of 40.5% to 80%. This is influenced by the type of hormone used, the dose and pharmacokinetics. In conclusion, the studies show protocols that go from day 3 before the ovulation of the donor, until day 120 post transfer.. Keywords: mare, donor, transfer, embryo, pregnancy, recipient, hormones..

(3) INTRODUCCION La primera transferencia de embriones (TE) en equinos fie reportada por Ogure y Tsutsumi en 1972 en Gran Bretaña [1]. Esta técnica consiste en recolectar un embrión del útero de una yegua donante e implantarlo en el útero de una yegua receptora anteriormente sincronizada [2]. En la actualidad los protocolos para un procedimiento de transferencia de embriones han incrementado de manera significativa, esta técnica le permite al médico veterinario intervenir hormonalmente a una yegua donadora con el fin de producir más de un potro anual [3], a través de yeguas previamente sincronizadas para ser receptoras de embriones [4]. Esto permite que productores o médicos veterinarios ejerzan mejoramiento genético en menor tiempo, obteniendo crías de yeguas que por razones como competencia, malformaciones reproductivas, musculo esqueléticas o vejez no pueden llevar a término la gestación, al igual que yeguas con alto potencial genético puedan dar más de un potro al año [3, 5]. Teniendo en cuenta que al ser una práctica de reproducción asistida los embriones se pueden ver afectados por infecciones en el sistema reproductivo [6] y afectar la tasa de fertilidad, por lo anterior es importante determinar la eficiencia reproductiva de protocolos en TE [7, 8]. La técnica empleada para la transferencia también va influir, ya que la capacitación del técnico es diferente al igual que la práctica que tenga el mismo para desarrollar cada técnica [9]. Los niveles de estrés medidos, han demostrado que se obtienen mayores tasas de preñez cuando el método empleado es no quirúrgico, obteniéndose tasas de fertilidad al realizar cercanas al 50% [10, 11]. El día de lavado es importante teniendo en cuenta el desarrollo morfológico del embrión puesto que si se realiza antes del día 6 se presenta el riesgo de no encontrarse, y al realizarse posterior al día 8, el tamaño es grande y va a dificultar la manipulación, siendo el día 7 el indicado para realizar el lavado, ya que el desarrollo morfológico ideal para la transferencia es de mórula a blastocito expandido y clasificación grado 1 según la sociedad internacional de transferencia de embriones IETS [5, 12-15]. Algunos autores reportan tasas de recuperación embrionaria en equinos alrededor del 60%, como resultado del seguimiento que se realiza al comportamiento reproductivo de las donadoras, receptoras la inseminación artificial y la propia técnica de TE [1-3]..

(4) FACTORES INFLUYENTES EN LA TASA DE PREÑEZ DESPUÉS DE LA TRANSFERENCIA DE EMBRIONES La tasa de fertilidad se ve afectada por diferentes variables, las cuales si son usadas a favor por los productores o Médicos Veterinarios permiten conseguir altas tasas de fertilidad, una de estas variables a tener en cuenta es la calidad del semen ya sea monta natural, semen refrigerado o congelado, considerando que las tasas de recuperación embrionaria son mayores cuando es monta natural o semen refrigerado en comparación con el semen congelado [16]. La relación existente entre el momento de la ovulación y el momento de la inseminación, depende de la viabilidad del ovulo que es entre 6 a 12 horas y del semen según su tipo de conservación que puede ir desde 6 a 48 horas (Monta directa 48 – 72 horas, refrigerado 24 – 36 horas, y congelado 6 -10 horas) [17]. La actividad física de la yegua donante puede generar perdida embrionaria al presentar temperatura y frecuencia cardiaca elevada aumentando el flujo sanguíneo y los niveles de cortisol generando estrés [18]. Por otra parte, se evidencian resultados donde las donantes atletas y las no atletas tienen la misma tasa de recuperación [19, 20]. En cuanto a la selección de las yeguas estas deben tener una condición corporal entre 5 y 9 según la escala de Henneke et al. (1983) ya que al ser menor o mayor la condición corporal o la edad, las tasas de recuperación embrionaria disminuirían en un 5% aproximadamente según se separe de los rangos limites [21]. Se debe realizar un examen reproductivo iniciando con una conformación vulvar optima e inclinación perineal del 70% con respecto la pelvis, seguido de una conformación normal del cuello uterino y útero, descartando patologías con ayudas diagnosticas como la ultrasonografía rectal que detecta presencia de líquido uterino, quistes, adherencias, entre otros [22]. En algunos casos la citología, permite conocer resultados ante cualquier agente bacteriano (Candidas, Cryptococcus, Hansenula o Rhodotorula) o fúngico (Streptococcus equi, Taylorella equigenitalis, Klebsiella entre otros) que pueda afectar el desarrollo del embrión [23]. Entre las anormalidades que pueden afectar negativamente la fertilidad de la yegua, está la fibrosis periglandular, distensión glandular quística, distensión linfática y cambios inflamatorios crónicos dentro del endometrio, y para diagnosticar este tipo de patologías se considera la realización de una biopsia por consiguiente se espera que su resultado sea entre I y IIA según la calificación Kenney (1978) [24]. En cuanto a los parámetros exclusivos para escoger una donadora y receptora, la edad debe estar entre 2 a 14 años y 3 a 12 años de edad [25], al igual que la descendencia, desarrollo físico, raza y fin comercial deben de tenerse en cuenta [26]. Sin embargo, al momento de elegir una receptora es necesario que además.

(5) de cumplir con los factores mencionados con anterioridad debe contar con buen estado sanitario y habilidad materna, buscando así reducir las variables influyentes en la fertilidad en protocolos de TE [27]. Endocrinología del ciclo estral En un ciclo estral de una yegua normal se encuentran hormonas como la liberadora de gonadotropinas (GnRH) esta llega al sistema hipofisario provocando la secreción de las gonadotropinas como la hormona folículo estimulante (FSH), quien genera el proceso de crecimiento y maduración folicular, y la hormona luteinizante (LH) encargada de intervenir en el proceso de ovulación, y formación del cuerpo lúteo (CL) [28]. Por otro lado se encuentran los estrógenos (E2); hormonas esteroides secretadas por los folículos ováricos estimulando conductas de celo y a su vez genera un feedback positivo sobre el hipotálamo e hipófisis liberando GnRH [29]. Otra hormona esteroide es la progesterona (P4) producida en el CL, adicionalmente prepara el útero para la implantación de un embrión y mantenimiento de preñez [30], La hormona encargada de lisar el CL es la prostaglandina F2α (PgF2α), esta se sintetiza en el endometrio y llega al ovario por vía sistémica para generar procesos apoptóticos [31] generando un retorno al estro entre 2 a 4 días y ovulación entre 7 a 12 días [32]. ESQUEMAS DE TRANFERENCIA DE EMBRIONES EN EQUINOS Y TASAS DE PREÑEZ (IMPLEMENTACION DE HORMONAS EXOGENAS) El éxito de un programa de transferencia de embriones está dado por la sincronización entre la yegua donadora y la receptora en relación a la ovulación, la cual debe darse hasta un día antes o tres días después tomando como día 0 el día de ovulación de la donadora, por esta razón se emplean hormonas exógenas que van a ayudar con dicha sincronización [3,4]. Las hormonas exógenas ayudan con el control y manipulación del ciclo estral, dichas hormonas se obtienen a través de la purificación de extractos glandulares o desde la misma hormona circulante, hasta conseguir sustancias capaces de imitar el funcionamiento de una hormona endógena [33], como es el caso de la gonadotropina coriónica humana (hCG) encargada de inducir la ovulación de un folículo maduro 48 horas post aplicación, de esta forma se puede acortar el estro y acelerar la ovulación en procesos de sincronización [34].. Implementación de Estrógenos (E2) y Progesterona (P4): El uso de estrógenos y progesterona en protocolos de TE en equinos, en su mayoría van dirigidos a yeguas receptoras anovulatorias es decir que no tienen un proceso de ovulación cíclico, con el fin de simular hormonalmente el estro y estimular los.

(6) receptores uterinos para la progesterona, buscando imitar la fase estral de una yegua cíclica [35]. El uso de 2,5 mg de benzoato de estradiol en yeguas receptoras (entre los días 1-3 de ovulación de la yegua donante), acompañado de 33 mg de progesterona (altrenogest – entre el día 4 a 70 post ovulación), generó respuestas positivas a de preñez en 28 de 40 yeguas representado en un 71% [36]. De igual modo, se obtuvieron tasas de preñez similares con algunas variaciones al protocolo como: -1). Aplicando a la yegua receptora 1 mg/Subcutáneo (SC) de 17βEstradiol el día de ovulación de la donante y 300 mg / SC de P4 (desde el día 0 hasta el día 35 post transferencia. -2). Aplicando a la receptora 1mg SC de 17BEstradiol y 300 mg P4 desde el día 0 hasta el día 20 de ovulación de la donante, 3). Aplicando a la yegua receptora 1 mg/SC de 17β-Estradiol el día de ovulación de la donante y P4 0,044 mg/kg de peso vivo cada 24 horas desde el día 0 hasta el día 35 post ovulación de la donante, con tasas de preñez de 70, 80, y 70% respectivamente [35]. Otra forma de implementar el benzoato de estradiol es aplicar en forma descendente a la yegua receptora desde el tercer día hasta un día antes de la ovulación de la donadora (5mg, 3mg, 2mg respectivamente) y 1500 mg de progesterona con intervalos de 7 días desde el día de la TE hasta el día 120 post transferencia, donde se demuestra la realización de TE en yeguas anovulatorias con tasas de preñez de 69,6% [37].. Uso de Prostaglandina F2α (PgF2α), Gonadotropina Coriónica Humana (hCG) y Benzoato de Estradiol: La sincronización de la ovulación en programas de TE es uno de los factores más influyentes con relación a la tasa de fertilidad, la implementación de PgF2α es uno de los métodos más usados y sencillos al causar lisis del cuerpo lúteo, el resultado en un programa de TE se verá influenciado positivamente si se usa en compañía otra hormona influyente del ciclo estral [38]. Usando 10 mg de PgF2α, más 10mg de benzoato de estradiol en yeguas receptoras ovuladas en un periodo no mayor a 5 días de antelación respecto a la donante se obtienen tasas de preñez cercanas al 70% [39]. Caso diferente es la aplicación 3mg de PgF2α IM y 2.000 UI IV de hCG en yeguas receptoras el día de ovulación de la donante, al presentar tasas de preñez de 67,8% [40]. Sin embargo, otro protocolo utilizó 30 mg IM de PgF2α y 1.500 hCG IV obteniendo una tasa de fertilidad de 40.5% ya que el tamaño de los folículos al momento de la aplicación del protocolo no superaba los 22 mm [41, 42]. Uso de Análogos de la GnRH (Deslorelin):.

(7) Los análogos de la GnRH conducen a la liberación de las gonadotropinas hipofisarias, induciendo la ovulación y estimulando el crecimiento folicular, al ser análogo su degradación es más lenta en comparación a la hormona endógena [43]. Si se aplica a una receptora con un folículo mayor a 35mm 1mg/IM de Deslorelin y en el día de la transferencia 1500mg/IM de P4 más 1,5mg/IM de meloxican presenta tasas de fertilidad de 75% [44]. Por otro lado, al aplicar de igual forma 1mg/IM de deslorelin a la yegua donadora y 1mg/Kg IV de Flunixin mas 1500mg/IM de P4 a la yegua receptora el día de la transferencia se obtiene una tasa de fertilidad de 65,22% [45]. La aplicación de fármacos antiinflamatorios no esteroides (AINES) controla la liberación de PgF2α producida por la respuesta inflamatoria generada por la TE, en cuanto al cambio de la tasa de fertilidad al cambiar de AINES se dice que está dado por la farmacocinética de cada uno de los AINES adicionalmente por el estrés manejado en el momento de la aplicación de cada uno [44]. SINTESIS DE PROTOCOLOS Y FERTILIDADES EN TRANSFERENCIA DE EMBRIONES EN YEGUAS Los protocolos de transferencia de embriones buscan la sincronización de la ovulación de la yegua receptora en con la yegua donadora, el perfilar la hormona exógena a utilizar se ve reflejado en la tasa de fertilidad. A continuación en la tabla 1 se muestran las diversas tasas de fertilidad de los métodos farmacológicos presentados anteriormente..

(8) Tabla 1. Protocolos de transferencia de embriones estudiados con sus respectivas tasas de preñez, vía de administración, dosis y día Protocolo. Dosis/ Vía. Día Aplicación*. Yegua. Tasa de Fertilidad. Referencia. PGF2α. 30mg / IM. 0. R. 40,5%. HCG. 1.500 UI/ IV. 0. R. Kuhl et al 2017 [41]. Deslorelin. 1mg/IM. -2. D. P4. 1500 mg/IM. 8. R. Flunixin. 1mg/kg / IV. 8. R. PGF2α. 3mg/IM. R. HCG. 2.000 UI/IV. R. Benzoato de estradiol. 5 mg, 3mg, 2mg /IM. P4. 1.500. PGF2α. 10mg/IM. -4,-3. R. Benzoato de estradiol. 10mg/IM. -4,-3. R. Benzoato de estradiol. 2,5mg/IM. 2. R. Progesterona Deslorelin. -3,-2, -1. 65,22%. 67,8%. R. q7-120. 69.6%. Cardoso et al 2018 [45]. Panzani et al 2016 [40] Boelho et al 2015 [37]. R 70%. 71% 33mg/IM. 4-70. R. 1mg/IM. -2. D. P4. 1500mg/IM. 7. R. meloxican. 1,5gr/IM. 7. R. 17B-Estradiol. 1mg/SC. 0. R. Progesterona. 300mg/IM. 0-20. R. 75%. 80%. Oliveira et al 2018 [39]. Silva et al 2014 [36]. Pinto et al 2017 [44]. Vallejo et al 2017 [35]. (R) Yegua Receptora, (D) Yegua Donante, *Los días de aplicación se basa en el día de ovulación de la donante (Día 0). ..

(9) CONCLUSIONES En la literatura se encuentran diferentes protocolos de TE, con diferentes tasas de fertilidad, esto se debe a diferentes variables como la raza, edad, estado reproductivo, estado sanitario entre otros, en donde obligan al veterinario a usar el protocolo que más convenga según el estado de las yeguas a trabajar tanto receptora como donante. En el mercado existen diferentes hormonas que van a facilitar la sincronización de las yeguas en el momento de una transferencia embrionaria incrementando las tasas de preñez. Para obtener buenos resultados es importante tener clara la acción farmacológica de cada fármaco ya que así se puede determinar si al unirse con otro fármaco este va a potencializar su acción o por el contrario va a disminuir el efecto en el animal, de aquí que en los protocolos al implementar fármacos en conjunto se eleven las tasas de preñez. La eficiencia de un programa de TE está dada por la sincronización de la yegua donadora con la receptora, de igual forma el momento ideal para la TE es el día 7 de esta forma se asegura la implantación correcta del embrión La implementación de yeguas anovulatorias como receptoras en procesos de TE es posible gracias a la aplicación de hormonas como estrógenos y P4 que van a simular hormonalmente el estro y estimular los receptores uterinos para la P4, imitando el ciclo estral de una yegua cíclica. Adicionalmente este último fármaco tiene como valor agregado elevar las tasas de preñez ya que contribuye con el mantenimiento de la misma, de esta forma se podría implementar diferentes fármacos para la sincronización más P4 y las tasas de preñez se van a ver afectadas positivamente. Finalmente, el deslorelin es una hormona empleada para realizar la sincronización de la ovulación de la yegua donadora y receptora, esta va hacer que la yegua ovule si se encuentra con un folículo mayo a 35mm, una vez realizada la sincronización se puede implementar otros fármacos que unidos muestran tasas de preñez superiores al 72%, como es el caso del meloxican mas progesterona o 17B-Estradiol más progesterona..

(10) REFERENCIAS 1. Kraemer D., A History of Equine Embryo Transfer and Related Technologies. J Eq Vet Sci. 2013; 33: 305-308. 2. Castaño D., Múnera R., Gómez J., Moncada H., Transferencia de embriones en equinos: evaluación de un programa. Politécnica 2008; 6: 65-74. 3. Brinsko S., Blanchard T., Varner D., Schumacher J., Love C., Hinrichs Katrin., Hartman D. Embryo Transfer. En: Rudolp, editor. Manual of Equine Reproduction. 3er. Maryland: Mosby Elsevier; 2011. p. 276-287 4. Squires EL, Seidel GE. Collection and transfer of equine embryos. Animal Reproduction and Biotechnology Laboratory, Bulletin No 8. Fort Collins, CO: Colorado State University; 1995. 5. McCue, Patrick M., and Edwuar L. Squieres. Introduction. Equine Embryo Transfer.Jackson: Teton newmedia; 2015. p. 2-4. 6. Bielanski A. Disinfection procedures for controlling microorganisms in the semene and embryos of humans and farm animals. Theriogenology. 2007; 68: 1-22. 7. Oyuela L., Jimenez C. Factores que afectan la tasa de preñez en programas de transferencia de embriones. Rev Med Vet Zoot. 2010; 57:191-200. 8. Duica A., Tovio N., Grajales H.Factors that affect the reproductiveefficiency of the recipient within a bovine embryo transfer program. Rev Med Vet. 2007; 14: 107-124. 9. Squires E., Luliano M., Shideler R., Factors affecting the success of surgical and nonsurgical equine embryo tranfer. Theriogenology. 1982; 17: 35-41. 10. Tervit H., Cooper M., Goold P., Haszard G., Non-surgical Embryo Transfer in cattle. Theriogenology 1980; 13: 63-71. 11. Panzani D., Rota A., Tesi M., Fanelli D., Camillo F., Update on Donkey Embryo Transfer and Cryopreservation. J. Eq Vet Scie 2018; 65: 50-54. 12. Leisinger C., Medina M., Markle D., Paccamonti D., Pinto C. Morphological evaluation of day 8 embryos developed during induced aluteal cycles in the mare. Theriogenology. 2018; 105: 178-183. 13. Mortesen C., Choi Y., Vogelsang M. Embryo recovery from exercised mares. Anim Reprod Scie 2009; 110: 237- 244. 14. Cuervo J., Mateu S., Newcombe J. The effect of the interval from PGF treatment to ovulation on embryo recovery and pregnancy rate in the mare. Theriogenology. 2015; 83: 1272-1278. 15. Perez C., Vizuete G., Galisteo J. Embryo recovery results in Hispano-Arabe horse and Spanish donkey breeds. Livest Sci. 2017; 206: 76-81Vazquez J., Garcia A., Kass P., Lui I., Ball B., Influence of environmental temperature, exercise, semen type and ovulation charecteristics on reproductive.

(11) performance in a comercial embryo tranfer program. Anim Reprod Sci. 2010; 121S: S 301-S302. 16. Panzani D., Rota A., Marmorini., Vannozzi I., Camillo F. Retrospective study of factors affecting multiple ovulations, embryo recovery, quality, and diameter in a commercial equine embryo transfer program. Theriogenology. 2014; 82: 807-814. 17. Kelley D., Smith R., Gibbons J., Vernon K., Mortensen C., Effect of exercise on ovarian blood flow and embryo recovery rates in mares. Anim Reprod Sci. 2010; 121s: S284- S285 18. Pessoa M., Cannizza A., Reghini M., Alvarenga M., Embryo Transfer Efficiency of Quarter Horse Athletic Mares. J Eq Vet Sci. 2011; 31: 703-705. 19. Jacob J., Santos G., Oliveira j., Gastal M., Gastal E., Evaluation of reproductive parameters in a comercial equine embryo transfer program. Anim Reprod Sci. 2010; 1215: 305-306. 20. Torres J., Puntos críticos en un programa de transferencia embrionaria. RCCV. 2012; 6 (2): 108- 103. 21. Henneke D., Potter G., Kreider J., Yeates B. Relationship between condition score, physical measurements and body fat percentages in mares. J Eq Vet Sci. 1983; 15: 371-372. 22. Dascanio J., McCue P. Reproductive evaluation of the mare. En: Wiley J. editor. Equine Reproductive Proceduces. 1. California: Wiley Blackwell; 2014. p. 3-6. 23. Brinsko S., Blanchard T., Varner D., Schumacher J., Love C., Hinrichs Katrin., Hartman D. Reproductive Anatomy of the Mare. En: Rudolp, editor Manual of Equine Reproduction. 3er. Maryland: Mosby Elsevier; 2011. p. 1-11. 24. Kenney R., Doing P., Equine endometrial biopsy. Current therapy in Theriogenology. 2da edición 1978: 723-729. 25. Alfaro S. Impronta en equinos (educación del potrillo). Buenavista, Mexico: [internet]. [Consultado 1 sept 2018]. Disponible en: http://repositorio.uaaan.mx:8080/xmlui/bitstream/handle/123456789/6067/T 16889%20PORRAS%20ALFARO,%20SILVERIO%20%20%20MONOG..pdf ?sequence=1. 26. Heitor F., Vicente L. Maternal care and foal social relationships in a herd of Sorraia horses: Influence of maternal Rank and experience. Science. 2008; 113: 189-205. 27. Rippe C., El Ciclo Estral. Minneapolis MN: Dairy Cattle Reproduction Conference. [Internet]. [Consultado 1 sep 2018]. Disponible en https://www.researchgate.net/publication/265116863_EL_CICLO_ESTRAL..

(12) 28. Maciel L., Silva E., Oliveira J., Fritsch S., Rossi R., Laurencao J., Meira C., Endometrial expression of rstrogen and progesterone receptor in non-cyclic mares trated only with long-acting progesterone. Theriogenology. 2018; 108: p. 185-191. 29. Satué K., Marcilla M., Medica P., Ferlazzo A., Fazio E. Sequential concentrations of placental growth factor and haptoglobin, and their relation to oestrone sulphate and progesterone in pregnant Spanish Purebred mare. Theriogenology. 2018; 115: p. 77-83. 30. Hernández, A., Paredes P., Jiménez C. Corpus luteum diameter and serum progesterone level, during the estrous cycle in colombian criollo mares. Rev.MVZ Cordoba. 2013; 18: 3. 31. Acosta M. Inseminación artificial en equinos. Ingeniero Agronomo Zootecnista, Buenavista Saltillo: Universidad Autonoma Agraria “Antonio Narro”; Noviembre 1997. 32. Yilmaz o., Gunduz M., Dal G., Kurban I.,Erzengin O., Ucmak M., Is uterine blood flow influenced by hCG and mare age?. Anim Reprod Sci. 2014; 151: p. 182 – 185. 33. Saumande J. Hormonas exógenas con capacidad de inducir la ovulación. Bovis. 1985; 6: 35-48. 34. Vallejo V., Mogollón H., Monteiro E., Dell´aqua J., Transferência de embriões em éguas receptoras anovulatórias. Rev med vet 2017; 33: 137-147. 35. Silva E., Frade S., Ignácio F., Pantoja J., Puoli Filho J., Meira C., Supplementary corpora lutea monitoring allows progestin treatment interruption on day 70 of pregnancy in non-cyclic recipient mares. Anim Reprod Sci. 2014; 144(3-4):122-128. 36. Boelho J., Pessoa G., Rocha L., Yeste M., Hormone supplementation protocol using estradiol benzoate and long-acting progesterone is efficient in maintaining pregnancy of anovulatory recipient mares during autumn transitional phase. Anim Reprod Sci. 2015; vol. 153: 39-43. 37. Coffman E., Pinto C., A Review on the Use of Prostaglandin F2a for Controlling the Estrous Cycle in Mares. J Eq Vet Sci. 2016; 40: p. 34 - 40. 38. Oliveira I., Canisso I., Segabinazzi L., Dell´Aqua C., Alvarenga M., Papa F., Dell´Aqua J. Synchronization of cyclic ans acyclic embryo recipient mares with donor mares. Anim Reprod Sci. 2018; 190: 1-9 39. Panzani D., Rota A., Marmorini., Vannozzi I., Camillo F. Factors Affecting Recipients’ Pregnancy, Pregnancy Loss, and Foaling Rates in a Commercial Equine Embryo Transfer Program. J Eq Vet Sci. 2016; 37: 17-23. 40. Kuhl J., Aurich J., Aurich C., Effects of the Prostaglandin F2a Analogues Cloprostenol and Luprostiol in Combination With hCG on Synchronization of Estrus and Ovulation in Mares. J Eq Vet Sci. 2017; 57: p. 67 – 70..

(13) 41. Paiva S., Silva P., Janella B., Junqueira R., Siquiera B., Jacob J. avaliação da eficiência da gonadotrofina coriônica humana em diferentes doses associada ou não à prostaglandina: resultados parciais. En: Losinno L, editor. Tercer congreso Argentino de Reproduccion Equina. 3er. Rio cuarto Argentina: UniRío; 2013. p. 170 – 172. 42. Maturana J., Droguett N., Ramirez H. comparacion entre gonadotrofina corionica humana (hcg) y deslorelina en sus tiempos de accion, eficacia en inducir ovulacion e incidencia de ovulaciones multiples en yeguas pura raza chilena. En: Losinno L, editor. Tercer congreso Argentino de Reproduccion Equina. 3er. Rio cuarto Argentina: UniRío; 2013. p. 162 – 165. 43. Pinto M., Miragaya M., Patrick B., Douglas R., Neild D. Strategies for Increasing Reproductive Efficiency in a Commercial Embryo Transfer Program With High Performance Donor Mares Under Training. J Eq Vet Sci. 2017; 54: p. 93 – 97. 44. Cardoso C., Garrido L., Maciel A., Dell´Aqua J., Alvarenga M., Effect of the fluniglumine meglumine on Pregnancy rates in an equine embryo transfer program. J Eq Vet Sci. 2018; 62: 40-43. 45. Okada C., Andrade V., Dell’Aqua C., Nichi M., Fernades C., Papa F., Alvarenga M., The effect of flunixin meglumine, firocoxib and meloxicam on the uterine mobility of equine embryos. Theriogenology. 2018, doi:10.1016/j.theriogenology.2018.09.026.

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