PROGRAMA EXPERIMENTAL DE QUÍMICA ORGÁNICA III (1521) PARA QFB

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PROGRAMA EXPERIMENTAL DE QUÍMICA ORGÁNICA III (1521) PARA QFB

No. EXPERIMENTO

- MEDIDAS DE SEGURIDAD EN EL LABORATORIO

1 Hidrólisis de Carbohidratos

2 Aislamiento de Aceite de Almendras Dulces 3 Obtención de Emulsina

4 Reacciones de Adición a Dobles Ligaduras

Determinación del grado de insaturación de un aceite 5 Seminario de Discusión

6 Síntesis de Pirroles:

Obtención del 1-fenil-2,5-dimetilpirrol

7

Formación de Indoles .

a) Síntesis de Fischer: Obtención de 1,2,3,4-tetrahidrocarbazol

b) Obtención de índigo 2-(1,3-Dihidro-3-oxo-2H-indol-2-ilid-eno)-1,2-dihidro-3H-indol-3-ona

8 Formación de Piridinas. Síntesis de Hantzsch

Obtención de 3,5-dicarbetoxi-2,6,-dimetil-1,4-dihidropiridina.

9 Formación de Cumarinas. Reacción de Pechmann- Duisberg. Obtención de la β-metilumbeliferona ó 7-hidroxi-4-metilcumarina 10

Aislamiento de la cafeína (1,3,7-Trimetilxantina) a partir de: - té negro,

- bebidas de cola y energéticas - café tostado.

11 Experimento de reposición. Formación Imidazoles Obtención de la alantoína (2,5-dioxo-4-imidazolidinil urea) 12 Seminario de Discusión

13 Síntesis de Quinolinas: Reacción de Doebner-Miller

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Materia:

QUÍMICA ORGÁNICA III

(1521).

Licenciatura :

QUÍMICA FARMACÉUTICA - BIOLÓGICA

Asignatura: Obligatoria. Semestre: Quinto. Tipo de asignatura: Teórica-práctica. Número de horas: Teoría 3 horas. Laboratorio 3 horas. CRÉDITOS: 10.

PROGRAMA TEÓRICO DEL CURSO DE QUÍMICA ORGÁNICA III DE Q.F.B.

UNIDAD 1. CARBOHIDRATOS 10 Hrs.

UNIDAD 2. AMINOÁCIDOS, PÉPTIDOS Y PROTEÍNAS. 7 Hrs.

UNIDAD 3. LÍPIDOS 6 Hrs.

UNIDAD 4. COMPUESTOS AROMÁTICOS HETEROCÍCLICOS 25 Hrs.

El material escrito fue elaborado por las alumnas Rocío Rivera Nápoles y Ana Silvia Ochoa Miramontes como parte de su Servicio Social. Ambas alumnas han optimizado las técnicas experimentales.

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PROGRAMA TEÓRICO PARA LA ASIGNATURA

DE QUÍMICA ORGÁNICA III (1521)

UNIDAD 1 CARBOHIDRATOS

(10 Hrs.) 1.1 OBJETIVOS

Al finalizar esta unidad, los alumnos:

- Describirán los compuestos mono, di y polisacáridos.

- Predecirán sus reacciones y mecanismos de transformación.

1.2 CONTENIDO

1.2.1. Clasificación de los carbohidratos.

1.2.2. Nomenclatura y estereoquímica de los monosacáridos. 1.2.3. Estructuras cíclicas.

1.2.3.1. Formación de hemiacetales.

1.2.3.2. Proyecciones de Fischer y Hawort de las estructuras de piranosa y furanosa. 1.2.3.3. Anómeros.

1.2.4. Mutarrotación. 1.2.5. Glicósidos.

1.2.6. Reacciones químicas de monosacáridos. 1.2.6.1. Oxidación.

a) Obtención de ácido aldónico y aldárico.

b) Oxidación con el reactivo de Tollens, Fehling y Benedict. c) Oxidación con HIO4.

1.2.6.2. Reducción.

1.2.7. Adición nucleofílica. (Obtención de osazonas, fenilhidrazonas, cianhídrinas). 1.2.8. Alargamiento de la cadena.

1.2.9. Disminución de la cadena.

1.2.10. Determinación del tamaño del anillo. 1.2.11. Monosacáridos de interés biológico. 1.2.12. Disacáridos. 1.2.12.1 Estructuras más importantes. 1.2.12.2 Estereoquímica y nomenclatura. 1.2.12.3 Hidrólisis. 1.2.12.4 Azúcares reductores. 1.2.13. Polisacáridos. 1.2.13.1. Estructuras más importantes. 1.2.13.2. Estereoquímica y nomenclatura. 1.2.13.3. Importancia.

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UNIDAD 2 AMINOÁCIDOS, PÉPTIDOS Y PROTEÍNAS

(5 Hrs.)

2.1. OBJETIVOS

Al finalizar esta unidad, los alumnos:

- Desarrollarán el criterio para comprender y predecir las propiedades físicas y químicas de los aminoácidos presentes en los procesos biológicos.

2.2. CONTENIDO 2.2.1. Aminoácidos.

2.2.1.1. Estructura de los aminoácidos naturales. 2.2.1.2. Nomenclatura de los aminoácidos. 2.2.1.3. Aminoácidos esenciales.

2.2.1.4. Los aminoácidos como iones dipolares. 2.2.1.5. Síntesis de aminoácidos.

2.2.1.6. Reacciones químicas de los aminoácidos. 2.2.1.7. Identificación por cromatografía.

2.2.2. Péptidos.

2.2.2.1. Características del enlace peptídico.

2.2.2.2. Determinación de la estructura primaria de los péptidos. 2.2.2.3. Síntesis de péptidos.

2.2.2.4. Péptidos activos fisiológicamente. 2.2.3. Proteínas.

2.2.3.1. Peso molecular.

2.2.3.2. Estructuras de las proteínas.

2.2.3.3. Métodos para determinar las estructuras de las proteínas.

2.2.3.4. Estructura de algunas proteínas importantes: insulina, glucagón, oxitocina, vasopresina, A.C.T.H., angiotensina.

UNIDAD 3 LÍPIDOS

(3 Hrs.) 3.1. OBJETIVOS

Al finalizar esta unidad, los alumnos:

- Desarrollarán el criterio para comprender, analizar y predecir las propiedades físicas y químicas de los lípidos presentes en los procesos biológicos.

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3.2. CONTENIDO 3.2.1. Lípidos.

3.2.1.1. Aceites. 3.2.1.2. Grasas. 3.2.1.3. Ceras.

3.2.2. Reacciones químicas características de lípidos. 4.2.2.1. Hidrólisis.

4.2.2.2. Saponificación. 4.2.2.3. Oxidación.

4.2.2.4. Hidrogenación catalítica. 3.2.3. Derivados de los lípidos.

4.2.3.1. Ácidos grasos. 4.2.3.2. Estroides 4.2.3.3. Feromonas. 4.2.3.4. Terpenos. 4.2.3.5. Prostaglandinas.

UNIDAD 4 COMPUESTOS AROMÁTICOS

HETEROCICLICOS (25 Hrs) 4.1. OBJETIVOS

Al finalizar esta unidad el alumno deberá ser capaz de:

- Identificar y clasificar las reacciones de los compuestos aromáticos heterocíclicos

- Utilizar adecuadamente la nomenclatura de los términos más comunes. - Describir las propiedades y uso de los compuestos más importantes.

- Representar gráficamente las especies involucradas, los mecanismos y productos de reacción en que participan los compuestos aromáticos heterocíclicos.

4.2. CONTENIDO

4.2.1. Introducción: importancia de las reacciones de los compuestos aromáticos heterocíclicos. Nomenclatura. Aromaticidad

4.2.2. FURANO

4.2.2.1 Métodos de Síntesis. Paal-Knorr.

4.2.2.2 Reacciones de Sustitución Electrofílica Aromática (SEA)

4.2.2.3 Reacciones de Sustitución Nucleofílica Aromática (SNA).

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4.2.3 PIRROL

4.2.3.1 Método de Síntesis: Paal Knorr.

4.2.3.2 Reacciones de Sustitución Electrofílica Aromática (SEA)

4.2.3.3 Reacciones de Sustitución Nucleofílica Aromática (SNA)

4.2.3.4 Ejemplos. 4.2.4 TIOFENO

4.2.4.1 Métodos de Síntesis: Paal-Knorr y Hinsberg..

4.2.4.2 Reacciones de Sustitución Electrofílica Aromática (SEA)

4.2.4.3 Reacciones de Sustitución Nucleofílica Aromática (SNA).

4.2.4.5 Ejemplos. 4.2.5 INDOL

4.2.5.1 Métodos de Síntesis: Fischer y Bischler.

4.2.5.2 Reacciones de Sustitución Electofílica Aromática (SEA)

4.2.5.3 Ejemplos. 4.2.6 BENZOFURANO

4.2.6.1 Nomenclatura

4.2.6.2 Método de Síntesis: por medio de la ciclización de 2-fenoxicetonas. 4.2.6.3 Método de Síntesis: por medio de una condensación aldólica. 4.2.6.4 Reacciones de Sustitución Electrofílica Aromática (SEA)

4.2.6.5 Ejemplos 4.2.7 1,2-AZOLES

4.2.7.1 Estructura del isoxazol, isotiazol y pirazol. 4.2.7.2 Nomenclatura.

4.2.7.3 Métodos de síntesis para formar isoxazol y pirazol: ™ A partir de compuestos 1,3 dicarbonílicos.

™ A partir de compuestos carbonílicos α,β insaturados. 4.2.7.4 Reacciones de Sustitución Electrofílica Aromática (SEA)

4.2.7.5 Reacciones de Sustitución Nucleofílica Aromática (SNA)

4.2.7.6 Ejemplos 4.2.8 1,3-AZOLES

4.2.8.1 Estuctura del oxazol, del tiazol y del imidazol. 4.2.8.2 Nomenclatura.

4.2.8.3 Método de Síntesis: Robinson-Gabriel. 4.2.8.4 Método de Síntesis: Hantzsch.

4.2.8.5 Reacciones de Sustitución Electrofílica Aromática (SEA)

4.2.8.6 Reacciones de Sustitución Nucleofílica Aromática (SNA).

4.2.8.7 Importancia Biológica del Imidazol. 4.2.8.8 Ejemplos.

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4.2.9 PIRIDINA

4.2.8.1 Aromaticidad

4.2.8.2 Estructura de la piridina 4.2.8.3 Nomenclatura

4.2.8.4 Propiedades Básicas

4.2.8.5 Método de Síntesis de Hantzsch: por medio de una oxidación de las 1,4-dihidropiridinas correspondientes.

4.2.8.6 Método de Síntesis: a partir de compuestos 1,5-dicarbonílicos. 4.2.8.7 Métodos de Síntesis de Güareschi-Thorpe

4.2.8.8 Reacciones de Sustitución Electrofílica Aromática (SEA)

4.2.8.9 Reacciones de Sustitución Nucleofílica Aromática (SNA)

4.2.8.10 N-ÓXIDOS 4.2.8.10.1 Formación

4.2.8.10.2 Reacciones de Sustitución Electrofílica Aromática (SEA)

4.2.8.10.3 Reacciones de Sustitución Nucleofílica Aromática (SNA)

4.2.8.10.4 Ejemplos. 4.2.10 QUINOLINAS

4.2.10.1 Estructura, analogía con las piridinas. 4.2.10.2 Método de síntesis de Skraup

4.2.10.3 Método de síntesis de Doebner von Miller

4.2.10.4 Reacciones de Sustitución Electrofílica Aromática (SEA)

4.2.10.5 Reacciones de Sustitución Nucleofílica Aromática (SNA)

4.2.10.6 Ejemplos.

4.2.10.7 ISOQUINOLINAS 4.2.10.7.1 Estructura

4.2.10.7.2 Nomenclatura

4.2.10.7.3 Método de síntesis de Bischler-Napieralski 4.2.10.7.4 Método de síntesis de Pictet-Spengler.

4.2.10.7.5 Reacciones de Sustitución Electrofílica Aromática (SEA)

4.2.10.7.6 Reacciones de Sustitución Nucleofílica Aromática (SNA)

4.2.10.7.7 Ejemplos 4.2.11 PIRIDAZINAS

4.2.11.1 Estructura

4.2.11.2 Método de síntesis: a partir de compuestos 1,4-dicarbonílicos e hidrazina. 4.2.11.3 Reacciones de Sustitución Electrofílica Aromática (SEA)

4.2.11.4 Reacciones de Sustitución Nucleofílica Aromática (SNA)

4.2.11.5 Ejemplos 4.2.11.6 PIRIMIDINAS

4.2.11.6.1 Estructura

4.2.11.6.2 Método de síntesis a partir de un compuesto 1,3-dicarbonílico y un compuesto que contenga el fragmento N-C-N:

™ Urea ™ Tiourea

4.2.11.6.3 Reacciones de Sustitución Electrofílica Aromática (SEA)

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4.2.11.6.5 Ejemplos 4.2.11.7 PIRAZINAS

4.2.11.7.1 Estructura

4.2.11.7.2 Método de Síntesis por medio de la autocondensación de una 2-aminocetona.

4.2.11.7.3 Método de Síntesis a partir de un compuesto 1,2-dicarbonílico y una 1,2-diaminas.

4.2.11.7.4 Reacciones de Sustitución Electrofílica Aromática (SEA)

4.2.11.7.5 Reacciones de Sustitución Nucleofílica Aromática (SNA)

4.2.11.7.6 Ejemplos

BIBLIOGRAFÍA BÁSICA

ƒ Fessenden R.J. Y Fessenden J.S, QUÍMICA ORGÁNICA, Grupo Editorial Iberoamericana.

ƒ Pine S.H., Hendrickson J.B., QUÍMICA ORGÁNICA, Ed. Mc Graw-Hill 4a. ed, México, 1982.

ƒ Wade, L.G. Jr., Química Orgánica, 2ª. Edición, México, Ed. Prentice Hall Hispanoamericana, S.A. de C.V., 1993.

ƒ McMurry, J., Química Orgánica, 5ª. Edición, México, Ed. International Thomson Editores, S.A. de C.V., 2001.

ƒ Fox, M.A. y Whitesell, J.K., Química Orgánica, 2ª. Edición, México, Ed. Pearson Education , 2000.

ƒ Gilchrist, T.L., Heterocyclic Chemistry, 3rd. Ed., England, Ed. Addison-Wesley Longman, Ltd., Essex, 1997.

ƒ Joule, J.A. and Mills, K., Heterocyclic Chemistry, 4th. Ed., London, Blackwell Science Ltd., 2000.

BIBLIOGRAFÍA COMPLEMENTARIA

ƒ Morrison, R.T. y Boyd, R.N., Química Orgánica, 5ª. Edición, México, Ed. Addison Wesley Longman de México, S.A. de C.V., 1998.

ƒ Carey, F.A., Química Orgánica, 3ª. Edición, México, Ed. McGraw-Hill, 1999.

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ƒ Smith, M.B. and March, J., March’s Advanced Organic Chemistry, New York, N.Y., Ed. John Wiley & Sons, Inc., 2001.

ƒ Carey, F.A. and Sundberg, R.J., Advanced Organic Chemistry, Parts A and B, 4rd. Ed., New York, N.Y., Ed. Kluwer Academic, 2001. ƒ Clayden, J., Greeves, N., Warren, S. and Wothers, P., Organic

Chemistry, New York, N.Y., Ed. Oxford University Press, 2001.

ƒ Groutas, W.C., Mecanismos de Reacción en Química Orgánica, México, Ed. McGraw-Hill, 2002.

ƒ Bruice, P.Y., Organic Chemistry, 3rd. Ed., New Jersey, Ed. Prentice Hall, Upper Saddle River, 2001.

ƒ Miller, A. and Solomon, P.H., Writing Reaction Mechanisms in

Organic Chemistry, 2nd. Ed., San Diego, California, Harcourt

Academic Press, 2000.

ƒ Katritzky, A.R. and Pozharskii, A.F., Handbook of Heterocyclic

Chemistry, 2nd. Ed., New York, NY, Ed. Pergamon, 2000.

ƒ Pozharskii, A.F., Soldatenkov, A.T. and Katritzky, A.R.,

Heterocycles in Life and Society, New York, NY, John Wiley & Sons

Ltd., 1997.

ƒ Eicher, T. and Hauptmann, S., The Chemistry of Heterocycles, New York, N.Y., Georg Thieme Verlag, 1995.

ƒ Davies, D.T., Aromatic Heterocyclic Chemistry, New York, NY, Ed. Oxford University Press, 1992.

SUGERENCIAS DIDÁCTICAS

Resolución de tareas y series de problemas de apoyo que incluyan los conceptos básicos que se tratan en el curso.

Uso del material didáctico incluido en los libros de texto como CD-ROM y acetatos.

Empleo de modelos moleculares en la impartición de las clases. FORMA DE EVALUAR

65% la parte teórica, evaluada a través de 3 exámenes parciales y resolución de series de problemas.

35% la parte experimental, evaluada a través de los resultados obtenidos en el laboratorio, exámenes semanales e informe semanal.

PERFIL PROFESIOGRÁFICO DE QUIENES PUEDEN IMPARTIR LA ASIGNATURA El profesorado deberá tener una licenciatura de las que imparte la propia Facultad de Química y preferentemente estudios de Maestría o Doctorado en Ciencias Químicas, con una formación orientada hacia la Química Orgánica.

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REGLAMENTO INTERNO

DE HIGIENE Y SEGURIDAD

Sección de Química Orgánica

Departamento de Química Orgánica

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REGLAMENTO INTERNO DE HIGIENE Y SEGURIDAD

PARA LABORATORIOS DE LA SECCION DE QUÍMICA ORGANICA

ART. 1 El presente Reglamento es complementario del Reglamento de Higiene y Seguridad, para laboratorios de la Facultad de Química de la UNAM, aprobado por el H. Consejo Técnico el 28 de abril de 1994.

Es aplicable a todos aquellos lugares de la sección de Química Orgánica de la Facultad de Química, en donde se realice trabajo experimental, sea de docencia o de investigación; estos sitios para efectos del presente Reglamento, serán denominados laboratorios. Se considerarán también como áreas de laboratorio aquellos anexos donde se lleven a cabo experimentos.

Su observancia es obligatoria para el personal académico, alumnos y trabajadores administrativos, y no excluye otra reglamentación que resulte aplicable.

ART. 2 Los laboratorios deberán estar acondicionados, como mínimo, con lo siguiente: a) Un control maestro para energía eléctrica.

b) Un botiquín de primeros auxilios. c) Extintores.

d) Un sistema de ventilación adecuado. e) Agua corriente.

f) Drenaje.

g) Un control maestro para suministro de gas. h) Señalamientos de protección civil.

i) Manta contra incendios. j) Guantes de neopreno. k) Mascarillas de seguridad.

ART. 3 Todas las actividades que se realicen en los laboratorios deberán estar supervisadas por un responsable. Los responsables nombrados en la Sección de Química Orgánica son:

a) Responsable: Q.F.B Maria Antonieta Rodríguez b) Corresponsable: Q.Maria Reyna Gómez Gómez

c) Responsable por grupo: profesores del área de Química Orgánica que se encuentren realizando trabajo experimental en el que participen alumnos. ART. 4 Al realizar actividades experimentales, nunca deberá estar una persona sola en los laboratorios. El mínimo de personas deberá ser, invariablemente de dos. En el caso de que uno de ellos sea alumno, deberá haber siempre un profesor como segunda persona.

a) Profesor – profesor. b) Profesor – alumno. c) Profesor – laboratorista.

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ART. 5 El equipo de protección personal que será usado en los laboratorios y anexos de laboratorio donde se lleven a cabo trabajos de experimentación será:

ALUMNOS:

1) Bata de algodón (100 %).

2) Lentes de seguridad (durante el tiempo que dure el experimento). En caso de lentes graduados, solicitar a los alumnos que sean de vidrio endurecidos e inastillables, y uso de protectores laterales.

3) El pelo recogido (en las prácticas que se utilice mechero).

4) Guantes en caso de que el experimento lo exija a criterio del profesor. 5) Toalla o lienzo de algodón.

6) Gafete de laboratorio (el color dependerá de la Química Orgánica que se curse).

PROFESORES:

1) Bata de algodón (100 %).

2) Lentes de seguridad (durante el tiempo que dure el experimento). En caso de lentes graduado, que sean de vidrio endurecido e inastillable, y uso de protectores laterales.

3) El pelo recogido (en las prácticas que se utilice mechero). LABORATORISTAS

1) Bata de algodón (100 %).

2) Lentes de seguridad (durante el tiempo que dure el experimento). En caso de lentes graduados, que sean de vidrio endurecido e inastillable, y uso de protectores laterales.

3) Guantes, cuando se encuentre en contacto con los reactivos.

Ninguna persona podrá permanecer en el laboratorio si le falta alguno de los implementos antes descritos y no se admitirá a nadie que llegue extraoficialmente de visita. ART. 6 En los laboratorios y anexos en donde se realicen experimentos, queda prohibido fumar, consumir alimentos o bebidas, el uso de lentes de contacto y el uso de zapatos abiertos (tipo guarache).

ART. 7 Todas las sustancias, equipos, materiales, etc., deberán ser manejados con el máximo cuidado, atendiendo a las indicaciones de los manuales de uso o de los manuales de seguridad, según sea el caso.

ART. 8 Las puertas de acceso y salidas de emergencia deberán estar siempre libres de obstáculos, accesibles y en posibilidad de ser utilizadas en cualquier eventualidad. El responsable del área deberá verificar esto al menos una vez cada semana.

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ART. 9 Las regaderas deberán contar con el drenaje correspondiente, funcionar correctamente, estar lo más alejadas que sea posible de instalaciones o controles eléctricos y libres de todo obstáculo que impida su correcto uso. El responsable del área deberá verificar esto, al menos una vez cada semana.

ART. 10 Los controles maestros de energía eléctrica y suministros de gas, agua y vacío, para cada laboratorio, deberán estar señalados adecuadamente, de manera tal que sea identificados fácilmente.

ART. 11 En cada laboratorio, deberá existir al alcance de todas las personas que en él trabajen un botiquín de primeros auxilios. El responsable del área deberá verificar, al menos una vez cada semana, el contenido del botiquín, para proceder a reponer los faltantes y/o enriquecerlos a criterio de los jefes de laboratorio.

ART. 12 Los extintores de incendio deberán ser de CO2, o de polvo químico seco, según

lo determine la subcomisión mixta de higiene y seguridad y/o el departamento de bomberos de la Universidad; deberá revisarse como mínimo una vez al semestre, y deberán recargarse cuando sea necesario, de conformidad con los resultados de la revisión o por haber sido utilizados. Durante el tiempo que el extintor esté vacío, deberá ser removido de su lugar para evitar confusiones en caso de necesitarlo. El responsable del área deberá hacer la solicitud correspondiente para que se cumpla con lo establecido en este artículo. ART. 13 Los sistemas de extracción de gases y campana deberán mantenerse siempre sin obstáculos que impidan cumplir con su función. Asimismo deberán ser accionados al inicio del trabajo experimental, para verificar su buen funcionamiento; en caso contrario, los responsables de cada área deberán avisar a la coordinación de mantenimiento y servicios técnicos, para que efectúen el mantenimiento preventivo o correctivo que se requiera. ART. 14 Los sistemas de suministro de agua corriente y drenaje deberán verificarse a fin de que estén en buen estado; en caso contrario, los responsables de cada área darán aviso a la coordinación de mantenimiento y servicio técnicos para recibir el mantenimiento preventivo o correctivo que se requiera.

ART. 15 Los lugares en que se almacenen reactivos, disolventes, equipos, materiales, medios de cultivo y todo aquello relacionado o necesario para que el trabajo de los laboratorios se lleve a cabo, estarán sujetos a este Reglamento en su totalidad. En los anexos utilizados para guardar cosas personales de los profesores, solo estará prohibido fumar.

ART. 16 Queda prohibido arrojar deshechos de sustancias al drenaje o por cualquier otro medio, sin autorización del responsable del área correspondiente. Los manuales de prácticas correspondientes deberán incluir la forma correcta de desechar los residuos. ART. 17 Para transferir líquidos con pipetas, deberá utilizarse la forma de llenar correspondiente. Queda prohibido pipetear con la boca.

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ART. 18 Al finalizar las actividades en el laboratorio, el responsable de área, Profesor o Laboratorista (el último en salir del laboratorio), deberán verificar que queden cerradas las llaves de gas, agua, vacío, tanques de gas y aire, según sea el caso; apagadas las bombas de vacío, circuitos eléctricos, luces, etc. En caso de requerir que algún equipo trabaje de manera continua, deberá dejarse en el interior y en el exterior del laboratorio correspondiente, en forma claramente visible y legible, la información acerca del tipo de reacción o proceso en desarrollo, las posibles fuentes del problema, la manera de controlar los eventuales accidentes y la forma de localizar al responsable del equipo.

ART. 19 Cuando se trabaje con sustancias tóxicas, deberá identificarse plenamente el área correspondiente. Nunca deberán tomarse frascos por la tapa o el asa lateral, siempre deberán tomarse con ambas manos, una en la base y otra en la parte media. Además se deberá trabajar en el área con sistema de extracción y equipo de protección personal (según el manual correspondiente).

ART. 20 En cada laboratorio debe existir, de manera clara, visible y legible, la información acerca de los teléfonos de emergencia a los cuales llamar en caso de requerirlo. Estos son: CENTRAL DE EMERGENCIAS 55 URGENCIAS MÉDICAS 62-20202 SERVICIOS MÉDICOS 62-20140 INFORMACIÓN 62-20142 ANTIRRÁBICO 62-25864 62-25865 62-25866 550-07-31 BOMBEROS 616-15-60 62-20565 62-20566 PROTECCIÓN A LA COMUNIDAD 62-23703

Para activar el Servicio Médico de Urgencias:

a. Identifíquese, proporcionando su nombre y puesto.

b. Ubicación: Dé el mayor número de referencias posibles y las vías de acceso.

c. Mecanismo de lesión. d. Número de lesionados.

e. Apoyo. Especifique si requiere apoyo adicional de Vigilancia o Bomberos.

ART. 21 Todas aquellas situaciones que no estén específicamente señaladas en el presente Reglamento, deberán ser resueltas por la Dirección de la Facultad, con la opinión de la Coordinación de Seguridad, Prevención de Riesgos y Protección civil de la misma.

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ART. 22 El cumplimento del presente Reglamento estará supervisado por los responsables de seguridad de las áreas correspondientes, los jefes de departamento y la Coordinación de Seguridad, Prevención de Riesgos y Protección Civil.

ART. 23 Cualquier alteración a las condiciones de seguridad o en el cumplimiento del presente reglamento, deberá ser informado al responsable correspondiente.

ART. 24 Las personas a quienes se sorprenda haciendo mal uso de equipos, materiales, instalaciones, etc., propias de los laboratorios, de todo aquello mencionado en el artículo 3 del presente Reglamento o de las señalizaciones instaladas para protección civil, serán sancionadas conforme a la Legislación Universitaria, según la gravedad de la falta cometida.

ART. 25 En el caso de los alumnos, las sanciones aplicables serán las que decida el H. Consejo Técnico, conforme a las disposiciones de la Legislación Universitaria.

Este Reglamento será dado a conocer a todos lo alumnos al inicio del semestre lectivo y una vez recabada su firma de enterado, estará en un lugar visible en cada laboratorio.

ARTÍCULO TRANSITORIO ÚNICO.

El presente Reglamento entrará en vigor al día siguiente de su aprobación por el H. Consejo Técnico de la Facultad.

RECONOCIMIENTO

Este Reglamento Interno de Higiene y Seguridad, para

los Laboratorios de la Sección de Química Orgánica, fue elaborado por los Maestros del Departamento de Química Orgánica

M. en C. José Manuel Méndez Stivalet Jefe del Departamento

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EXPERIMENTO No. 1

HIDRÓLISIS DE CARBOHIDRATOS

OBJETIVOS

a) Realizar la hidrólisis e inversión de la sacarosa y comprobar ésta mediante pruebas químicas y utilizando un polarímetro.

b) Hidrolizar almidón, que es un polisacárido, y comprobar su hidrólisis mediante pruebas químicas.

ANTECEDENTES

1. Formación de acetales (adición de alcoholes a carbonilos).

2. ¿Qué son los azucares reductores y que grupo funcional está presente en éstos? 3. Mencione algunos de los reactivos oxidantes más empleados en el análisis de azúcares.

4. Ejemplos y definición de disacáridos y polisacáridos.

5. Reacción de hidrólisis ácida que experimenta la sacarosa y el almidón y los productos que se forman.

6. ¿Cuál es la diferencia estructural entre el “almidón soluble” y el “almidón insoluble”?

7. ¿Cuál es la causa del color que se produce entre el almidón y el yodo? 8. Partes fundamentales de un Polarímetro.

MATERIAL

15 Tubos de ensayo 1 Espátula

1 Pipeta de 5 mL 1 Probeta de 25 mL

1 Erlenmeyer de 125 mL 1 Vaso de pp. de 400 mL

1 Gradilla 1 Pinzas p/tubo de ensayo

1 Vidrio de reloj 1 Mechero c/manguera

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1 Recipiente eléctrico Baño María. 1 Pinza de 3 dedos c/nuez

1 Recipiente de peltre 1 Pipeta de 1 mL

1 Polarímetro

REACTIVOS

10 mL Solución de sacarosa al 10 % 1 mL Fenolftaleína en solución 1 mL Solución de HCl al 20%

preparada por el profesor.

5 mL Reactivo de Fehling 5 mL Solución de NaOH al 2 % 10mL Reactivo de Benedict 2 mL Reactivo de Yodo-Yoduro 2 g Almidón soluble

3 mL HCl concentrado 2mL NAOH al 2%

PROCEDIMIENTO

1- Hidrólisis de la sacarosa (inversión)

Coloque en un tubo de ensaye 3 mL de una disolución de sacarosa al 10%, agregue 0.5 mL ácido clorhídrico al 20% (NOTA1) y caliente en baño maría durante 10

minutos.

Enfríe la solución y neutralice con NaOH al 2% usando fenolftaleína como indicador (puede utilizar papel pH).

Divida la disolución en 2 partes iguales y haga las siguientes pruebas:

-Prueba de Fehling. Mezcle 1 mL de la disolución A* y 1 mL de la disolución B* en un tubo de ensayo, agregue una parte de la disolución de sacarosa invertida y caliente a ebullición (NOTA2). Haga la misma prueba para una muestra de la

disolución de sacarosa al 10%.

Observe las pruebas y anote sus resultados.

-Prueba de Benedict. Coloque 1 mL de la disolución de Benedict y agregue 3 gotas de la disolución de sacarosa invertida, caliente a ebullición y deje enfriar a temperatura ambiente, (NOTA3).

Haga la misma prueba para 1 mL de la muestra de la disolución de sacarosa al 10% y sin hidrolizar, observe las pruebas y anote sus resultados.

(18)

2- Determinación de la rotación específica de la sacarosa y del azúcar invertido.

Prepare una disolución de 1 g de sacarosa en 10 mL de agua, y úsela para llenar el tubo del polarímetro de modo que no queden burbujas. Identifique este tubo con la letra A y mida su rotación óptica.

Prepare otra disolución de 1g de sacarosa en 10 mL de agua destilada y 4 mL de HCl al 20 %, y úsela para llenar otro tubo del polarímetro identificado con la letra B. Posteriormente determine su rotación óptica (NOTA4).

Por último, llene un tercer tubo con una mezcla de las disoluciones A y B en proporción de 40:60 y mida la rotación óptica.

Cálculo:

Para calcular la rotación específica de sus azúcares tome en cuenta la siguiente información: el ángulo de rotación específica depende del espesor y concentración de la muestra, de la longitud de onda del rayo incidente y también, aunque en menor grado, de la temperatura del disolvente utilizado. De modo que la rotación específica [α] de una sustancia se expresa de la siguiente forma:

[ ]

c

l

t

=

α

α

λ

100

Donde α representa los grados de rotación medidos en el polarímetro; t es la temperatura; λ es la longitud de onda, generalmente se usa la línea D del sodio; l es el largo del tubo en dm y c la concentración de la sustancia expresada en g/100 mL de disolución.

Con los datos de rotación específica [α] calculados llene la tabla 1, compare sus resultados con los reportados en la literatura y saque sus conclusiones:

Tabla 1. Valores de rotación específica.

Sustancia [α]20 reportada [α] experimental

Sacarosa. + 66.5º

Glucosa. + 52º

Fructosa. -92º Azúcar Invertido. -19.9º

(19)

3- Hidrólisis del almidón

Coloque 0.3 g de almidón, en un matraz Erlenmeyer de 125 mL, adicione 25 mL de agua y caliente a ebullición con flama suave, hasta obtener una disolución opalescente.

Separe 2 mL de esta disolución sin hidrolizar y divídalos equitativamente en dos tubos de ensayo para efectuar las pruebas de Benedict y Yodo-yoduro.

Al resto de la disolución de almidón, agregue 3mL de ácido clorhídrico concentrado y agite, luego distribuya 12 mL de esta disolución en 12 tubos de ensayo, colocando en cada uno 1 mL, caliente con flama suave los 12 tubos en un baño María usando un vaso de precipitados de 400 mL que contiene una disolución de salmuera (NOTA5).

Cada 5 minutos saque 2 tubos de ensayo, con uno realice la prueba de Benedict y con el otro haga la prueba de Yodo.

-Prueba de Benedict.- A uno de los tubos, agregue 1 gota de fenolftaleína, neutralice con hidróxido de sodio al 2%; agregue 1 mL de la disolución de Benedict y caliente a ebullición. Observe el color y anote los resultados. Saque conclusiones al terminar las 6 pruebas.

-Prueba de yodo-yoduro. El otro tubo se enfría y se le agregan 2 gotas de la disolución de yodo-yoduro (NOTA6), observe el color y anote sus resultados.

Saque conclusiones al terminar las 6 pruebas.

NOTAS

Nota 1: El alumno preparará la disolución de HCl al 20% a partir de HCl concentrado

Nota 2: La formación de un precipitado rojo y la decoloración de la disolución, indica prueba positiva para azúcar reductora.

Nota 3: Una decoloración de la disolución y formación de un precipitado que va de amarillo hasta rojo, indica prueba positiva.

Nota 4: Debido a la lentitud de la inversión del azúcar se recomienda preparar estas disoluciones al iniciar la sesión de laboratorio.

Nota 5: Salmuera: disolución saturada de NaCl.

Nota 6: Para efectuar la prueba del yodo deberá enfriar la muestra ya que el complejo yodo- almidón se disocia en caliente.

(20)

CUESTIONARIO

1. ¿Por qué el azúcar invertido es más dulce que la sacarosa?

2. Explique por qué se le llama inversión a la hidrólisis de la sacarosa.

3. ¿Por qué no se pueden desechar libremente los afluentes líquidos al drenaje? 4. Diga qué tratamiento debería dársele en cada uno para poder desecharlos. 5. En la hidrólisis del almidón qué resultados espera

a) de la prueba e Benedict,

b) de la prueba yodo-yoduro efectuadas al inicio de la reacción de la hidrólisis y

c) al final de la reacción.

6. Defina los siguientes conceptos: actividad óptica, rotación específica y luz polarizada.

BIBLIOGRAFÍA

Moore J. A. y Dalrympe D. L., Experimental Methods in Organic Chemistry, 2ª, Ed. W. B. Saunders Co. pag 259-269.

Jacobs T.L., Truce W. E. Y Robertson G. Ross., Laboratory Practice of Organic Chemistry, 5ª Ed., Mac Millan Pub. Co. Inc., U.S.A. 1974.pag. 311-316

Hudlicky, Experiments in Organic Chemistry, 3ª Ed. Avery Publishing Group, Inc. U.S.A., 1985, pag. 104-106

Streitwieser A., Heathcok H. C., Introduction to Organic Chemistry, Mac Millan Pub. Co. Inc., U.S.A. 1976, pag. 693-732.

Royston M. Roberts, John C. Gilbert, Stephen F. Martin, Experimental Organic Chemistry (A miniscale approach), U.S.A. (1994), Ed. Saunders College Publishing, pp. 641-651.

Devore G, Química Orgánica, Editorial Publicaciones Cultural, S. A, México 1969.

(21)

EXPERIMENTO No. 2

OBTENCIÓN DE ACEITE DE ALMENDRAS DULCES

OBJETIVOS

a) Empleando una técnica extractiva, separar el aceite de almendras de una muestra de almendras dulces.

b) Preparar las almendras desengrasadas que se emplearan para la extracción de la emulsina.

ANTECEDENTES

1. ¿Qué son los lípidos y qué propiedades físicas tienen en común? 2. ¿En qué se diferencia un aceite esencial de una grasa?

3. Métodos de extracción de aceites y grasas. 4. Composición del aceite de almendras dulces. 5. Uso del aceite de almendras dulces.

6. Métodos de análisis de aceites y grasas.

7.- ¿Qué es la emulsina y que factores pueden afectar su actividad? 8. Traer una tabla con la polaridad de los disolventes utilizados MATERIAL

Vaso de pp. de 400 mL 1 Büchner c/ alargadera 1 Matraz Erlenmeyer de 125mL 2 Pinza de 3 dedos c/nuez 1

Tapón horadado 1 Vidrio de reloj 1

Refrigerante QF c/manguera 1 Probeta de 25 mL 1 Recipiente para baño maría 1 Agitador de vidrio 1

Colector QF 1 T de destilación QF 1

Porta termómetro c/rosca 1 Termómetro 1

(22)

REACTIVOS

Almendras peladas y molidas 30 g Hexano 100 mL PROCEDIMIENTO

Coloque 30 g de las almendras peladas y molidas (Nota 1) en un matraz Erlenmeyer de 125 mL al que se le adapta un tapón horadado, añadir 40 mL de hexano al matraz y adaptar el refrigerante en posición de reflujo para realizar la extracción del aceite a temperatura ambiente, o a reflujo como a continuación se indica:

Extracción a temperatura ambiente

Inicie la agitación manual, no caliente y mantenga estas condiciones por 15 minutos, suspenda la agitación y filtre las almendras con ayuda del vacío. Lave con 10 mL de hexano. Si desea obtener un mayor rendimiento de aceite repita la extracción con hexano, en las mismas condiciones.

Extracción a reflujo

Conecte las mangueras al refrigerante y permita la circulación de agua dentro del mismo, e inicie la agitación manual (ocasional) y un calentamiento suave hasta llegar a la temperatura de reflujo del disolvente, mantenga estas condiciones por 15 minutos. Después de este tiempo suspenda la agitación y el calentamiento, deje enfriar y filtre las almendras con ayuda del vacío y lave con 10 mL de hexano. Si desea obtener un mayor rendimiento de aceite repita la extracción en las mismas condiciones.

Recuperación del aceite de almendras

Trasvase su extracto hexánico procedente de la extracción a temperatura ambiente o a reflujo, a un matraz Q.F. de fondo plano (previamente pesado) de 125 mL y adapte un sistema de destilación para separar el disolvente del aceite de almendras (Nota2).

(23)

Pese el aceite de almendras que queda como residuo en el matraz Erlenmeyer, calcule el rendimiento y guarde su muestra para emplearla posteriormente.

Extienda las almendras desengrasadas sobre un vidrio de reloj y permita que se sequen en la campana, ya secas deberán pesarse y guardarse para aislar posteriormente la emulsina.

NOTAS

Nota 1: Si no se trajeron las almendras peladas y molidas, siga el posterior procedimiento:

Coloque las almendras en un vaso de precipitados de 400 mL, agregue 100 mL de agua caliente y deje remojar durante 15 minutos, después de este tiempo pele y muela finamente las almendras en una picadora o licuadora.

Nota 2: Pese previamente su matraz Erlenmeyer que deberá estar seco y limpio. CUESTIONARIO

1. Además del hexano, ¿qué otros disolventes podría utilizar para extraer el aceite de almendras y por qué?

2. ¿Qué efectos puede tener la temperatura de extracción sobre el rendimiento y la calidad del aceite?

3. Busque qué son las enzimas y qué factores las desnaturalizan, para que pueda explicar sí la temperatura de extracción del aceite, puede afectar la calidad de la emulsina que se obtendrá a partir de la almendra desengrasada.

4. ¿Qué otras aplicaciones podría dar a la técnica de extracción que empleó en este experimento?

5. ¿Qué diferencia existe entre un aceite volátil (esencial) y un glicérido(aceite fijo)?

BIBLIOGRAFÍA

ƒ Giral y Rojahn, Productos Químicos y Farmacéuticos, México (1966)

ƒ Domínguez, Xorge A., Métodos empleados en Fitoquímica, Ed. Limusa, México, 1982.

(24)

EXPERIMENTO No. 3

OBTENCIÓN DE EMULSINA

OBJETIVOS

a) Obtener una enzima, la emulsina, a partir de almendras dulces.

b) Comparar la actividad de la emulsina obtenida, bajo dos diferentes temperaturas por acción sobre el p-nitro fenil -β -D- glucósido.

ANTECEDENTES

1. ¿Qué son los péptidos y las proteínas y de que están compuestos?

2. ¿Cuántos tipos de estructuras proteícas se conocen? Menciónelas brevemente. 3. ¿Qué son las enzimas y qué factores las desnaturalizan?

4. ¿De qué productos naturales se puede aislar la emulsina y para qué se usa? 7. ¿Qué son y cómo se forman las uniones glucosídicas α y β?

8. Mencione un ejemplo de cada una. MATERIAL

Matraz Erlenmeyer de 125 mL 1 Espátula 1

Vidrio de reloj 1 Agitador de vidrio 1

Embudo de vidrio 1 Probeta de 25 mL 1

Pinzas de 3 dedos c/ nuez 1 Recipiente de peltre 1

Agitador magnético 1 Frasco vial 1

Barra magnética 1

REACTIVOS

Almendras desengrasadas 10 g Acetona 50 mL

(25)

PROCEDIMIENTO

Extracción de la emulsina

Se pesan 10 g de polvo de almendras desengrasadas (Nota 1), se colocan en un matraz Erlenmeyer de 125 mL y se agregan 40 ml de ácido acético al 1%; someta la mezcla a una agitación constante durante 15 minutos, cuidando de sujetar el matraz con una pinza, para evitar que el movimiento lo desplace.

Se suspende la agitación y se filtra por gravedad, la disolución filtrada se enfría en baño de hielo, y se le añade poco a poco 25 mL de acetona. Mantenga la disolución en el baño de hielo durante 10 minutos (Nota2), filtre por gravedad.

Comprobación de la actividad enzimática

Tome un poco de la emulsina que se encuentra en el papel filtro y colóquela en un vidrio de reloj y deje secar. Ya seca, pese 1 mg y colóquela en un frasco vial, agregue 2 mL de agua destilada, agite y agregue 1 mg del p-nitro fenil-β-D-glucósido, agite y observe los cambios y el tiempo en que se producen. Agregue una gota de la disolución de NaOH al 10%.

Compare los resultados obtenidos con las dos muestras de emulsina y haga sus propias conclusiones.

La emulsina se puede recuperar del papel filtro y guardar, ya seca, en el refrigerador. Es recomendable hacer una determinación cuantitativa del p-nitro fenol formado en la reacción con emulsina.

NOTAS

Nota 1: Use, según el caso, las almendras desengrasadas a temperatura ambiente o las almendras desengrasadas con calentamiento a reflujo, que preparó de la práctica anterior.

Nota 2: Observe que la emulsina precipita como un sólido blanco. Nota3: en pH básico el color del fenol aumenta (fenóxido)

(26)

CUESTIONARIO

1. ¿Con qué otros nombres se conoce a la emulsina?

2. Por su modo de acción, ¿cómo se clasifica esta enzima?

3. Escriba la reacción que se produce entre la enzima y el glucósido empleado en la práctica.

4. ¿Qué glucósido natural podría emplear para comprobar la actividad de la enzima?

5. ¿Qué usos podría darle al residuo de las almendras?

5. Proponga un método para hacer la determinación cuantitativa del p-nitrofenol formado durante la reacción con emulsina

6. El método de extracción que empleaste para la obtención de aceite de almendras, ¿influye en la actividad de la emulsina? Explique.

BIBLIOGRAFÍA

ƒ Giral y Rojahn, Productos Químicos y Farmacéuticos, México (1966) ƒ Quintero Angelina. Facultad de Química. Tesis. México D.F. (1963) ƒ Methods in enzimology, Vol. VIII, pág. 42

(27)

EXPERIMENTO No. 4

REACCIONES DE ADICIÓN SOBRE DOBLES LIGADURAS

DETERMINACIÓN DEL GRADO DE INSATURACIÓN DE UN ACEITE

(Técnica de Wijs)

OBJETIVOS

a) Efectuar una reacción de adición electrofílica al doble enlace de una grasa o aceite.

b) Usar la técnica de Wijs, para determinar en forma cuantitativa el grado de insaturación de una grasa.

c) Comparar los valores del grado de insaturación experimentales de los distintos glicéridos analizados y relacionarlos con las recomendaciones nutricionales.

ANTECEDENTES

1. ¿En qué consiste el método de Wijs para la determinación del grado de insaturación en las grasas, y qué otros métodos se conocen?

2. Reacción de adición electrofílica de halógenos a dobles ligaduras.

3. Mecanismo de adición electrofílica del reactivo de Wijs a la doble ligadura de una grasa.

4. Fuentes naturales donde se encuentran las grasas y aceites.

5. Composición de las grasas y los aceites (maíz, soya y almendras).

6. Dé el nombre y estructura de algunos de los ácidos grasos que forman parte de los glicéridos de los aceites de maíz, soya o almendras.

7. Busque el índice de yodo para algunas grasas y aceites, reportados en la literatura.

8. Propiedades de los reactivos empleados en el experimento, y sus características CRETIB.

9. Métodos de disposición de los residuos generados. 10. Proceso para obtener margarina.

(28)

REACCIÓN C C R R1 R2 R3 + I-Cl C C R1 R R2 R3 I Cl CCl4 MATERIAL

Vaso de pp. de 250 mL 1 Matraz de yodo c/tapón 1

Probeta de 25 mL 1 Pipeta de 10 mL 1

Bureta de 50 mL 1 Pinzas de 3 dedos c/nuez 2

Agitador magnético 1 Barra magnética 1

Agitador de vidrio 1

REACTIVOS

Yodo 3 g Sol. de tiosulfato de sodio 0.1 M **

Tetracloruro de carbono 50 mL Sol. de almidón al 1 % ** Ácido acético glacial 200 mL Permanganato de potasio 50 g

Yoduro de potasio al 10 % 100 mL HCl conc. 300 ml

Agua destilada 100 mL Aceite de soya, maíz o almendras ** ** La cantidad necesaria

PROCEDIMIENTO

Método de Wijs para determinación de índice de yodo

Pesar aproximadamente 0.2 g de aceite de maíz o soya, dentro de un matraz de yodo, limpio y seco de 250 mL con tapón esmerilado, agregue 10 mL de CCl4 y 10

mL del reactivo de Wijs (NOTA1), mezclar bien y dejar reposar en la oscuridad

por 30 minutos, después de ese tiempo, agregar 10 mL de una disolución de yoduro de potasio, 100 mL de agua destilada y mezclar bien.

Titular el yodo liberado, que estará principalmente en la capa de CCl4, con una

disolución valorada de tiosulfato de sodio, añadir 5 gotas de disolución de almidón como indicador y titular hasta que el color de yodo se torne amarillo pálido

(29)

(NOTA2). Titular el reactivo de Wijs con la disolución valorada de tiosulfato de

sodio, sin añadir aceite, por lo que no es necesario dejar reposar en la obscuridad; al volumen de tiosulfato empleado en esta titulación se le llama T2 y se emplea en

el cálculo del índice de yodo. Cálculo del índice de yodo

El tiosulfato de sodio reacciona con el yodo en la siguiente forma:

2 Na2S2O3 + I2 Na2S4O6 + 2NaI

El índice de insaturación en una grasa se define como número de gramos de yodo consumidos por 100 gramos de grasa o aceite, y se puede calcular de la siguiente forma:

INDICE DE YODO = 100 x (T2- T1) x M x 127

W

Donde T1 es el volumen de tiosulfato de sodio consumidos en la titulación del

aceite o grasa tratado, T2 es el volumen de tiosulfato de sodio consumido en la

titulación de la solución de reactivo Wijs , M es la molaridad del tiosulfato y W es la masa del aceite o grasa en gramos.

NOTAS

Nota 1: Debe usar una perilla de seguridad para manejar el reactivo de Wijs. Nota 2: Emplee agitación magnética durante la titulación.

CUESTIONARIO

1. Defina la expresión índice de yodo.

2. ¿Cómo correlaciona el índice de yodo calculado, con la naturaleza y pureza de su aceite?

3. ¿Cuál es la reacción de óxido-reducción que se produce al preparar el reactivo de Wijs?

4. Mencione otros métodos empleados para determinar el grado de insaturación de un aceite.

5. ¿Qué son los ácidos grasos ω-3 y ω -6?

6. ¿Cómo se les llama a los aceites con índice de yodo superior a 120. Mencione dos ejemplos.

(30)

8. ¿Qué reacciones se producen durante el enranciamiento de los aceites? BIBLIOGRAFÍA

• MEHLENBACHER, V.C., The Analysis of Fats and Oils, Ed. The Garrard Press, Champaing Illinois. 1960.

• JENKINS, C.L, y et. al, Química Farmacéutica Cuantitativa, Ed. Atlante, México, 1951.

• THE PHARMACOPEA OF UNITED STATES OF AMERICA. XVIII. revition 1970 pags 905-906.

• Producción, Análisis y Control de Calidad de Aceites y Grasas Comestibles, Ed. Madrid, España 1988.

• http://mzinger.sisib.uchile.cl/.../lb/ciencias_quimicas_y_farmaceuticas/shmidth/aenergeti cos2/grasos/0.5.html

(31)

SESIÓN EXPERIMENTAL 5:

SEMINARIO

Hidrólisis de Carbohidratos. Aislamiento de aceite de almendras. Obtención de Emulsina. Reacciones de Adición a dobles ligaduras.

OBJETIVO:

™ Comprender en su totalidad el experimento mediante la integración de la parte experimental y la teórica.

™ Reforzar los conceptos teóricos.

™ Favorecer la discusión, el trabajo en equipo y el análisis de resultados.

™ Aprender a organizar e integrar la información que obtienen los alumnos en la biblioteca y en el laboratorio.

™ Realizar presentaciones tanto en forma oral como escrita. METODOLOGÍA:

Para llevar acabo el seminario, se integran 3 equipos de trabajo según el numero de alumnos y cada grupo presenta una practica teniendo que desarrollar los siguientes puntos:

™ Análisis de la técnica. ™ Reacción general.

™ Mecanismo de la reacción ™ Importancia de la técnica. ™ Diferentes formas de síntesis. ™ Usos del producto obtenido. ™ Estudio económico.

™ Análisis de resultados de todo el grupo. ™ Espectroscopia en IR de reactivos y producto. ™ Conclusiones.

™ Bibliografía.

Esta actividad permite que los alumnos realicen conclusiones reales, integrando los resultados y experiencias de sus compañeros, por lo que es una actividad mas enriquecedora que el análisis individual.

(32)

EXPERIMENTO No. 6

REACCIÓN DE PAAL-KNORR: OBTENCIÓN DE

1-FENIL-2,5-DIMETILPIRROL

OBJETIVOS

a) Ilustrar la reacción de Paal-Knorr.

b) Obtener el 1-fenil-2,5-dimetilpirrol a través de una reacción de condensación, entre un compuesto dicarbonílico y la anilina (o derivados de la misma).

ANTECEDENTES

1. Fórmula general de los pirroles y de los reactivos utilizados. 2. Importancia farmacéutica de los pirroles.

3. Métodos de obtención de acetonilacetona (2,5-hexanodiona). 4. Importancia de la síntesis de Paal-Knorr.

5. Mecanismo de reacción más probable en la reacción de ciclización. REACCIÓN O O + NH2 H+ Δ N 2,5-hexanodiona PM: 114.14 UMA Anilina PM: 93.13UMA 1-fenil-2,5-dimetilpirrol PM: 171.13 UMA + 2H2O

(33)

MATERIAL

1 Espátula 2 Pinza de 3 dedos c/nuez

1 Matraz Erlenmeyer de 50mL 1 Probeta de 25 mL

1 Matraz de fondo redondo de 25ml 1 Refrigerante con mangueras

1 Barra magnética 1 Recipiente de peltre

1 Vidrio de reloj 1 Parrilla con agitación

1 Matraz Kitasato con manguera 1 Embudo Büchner con alargadera REACTIVOS

2,5-hexanodiona 1 mL HCl conc. gotas

Anilina 0.8 mL Etanol 7.5 mL

PROCEDIMIENTO

En un matraz de fondo redondo de 25mL se colocan 0.8mL de anilina (0.793g, 8.525mmol), 1mL de 2,5-hexanodiona (0.973g, 7.53 mmol), 1 gota de HCl, 10mL de etanol y una barra magnética.

Se adapta un refrigerante de agua en posición de reflujo, y se calienta a ebullición durante 1 hora, se vacía la mezcla de reacción caliente en un matraz Erlenmeyer de 125mL que contenga 25mL de agua y 1.5 mL de HCl concentrado. El producto formado se aísla por filtración al vacío y se lava con agua. Se purifica por par de disolventes etanol-agua. Se deja secar a una temperatura de 30-40°C. Se determina el rendimiento (es cercano al 80%) y el punto de fusión.

CUESTIONARIO

1. ¿Para qué vierte la mezcla de reacción en agua acidulada con HCl?

2. ¿Por qué es importante adicionar las gotas de HCl concentrado al inicio de la reacción.

3. ¿De qué manera interviene el etanol en esta síntesis?

4. ¿Qué cuidados deben observarse en el manejo de este producto considerando sus propiedades?

5. Proponga el mecanismo de reacción.

6. Dé las estructuras de 3 compuestos con este heterociclo con actividad farmacológica.

(34)

BIBLIOGRAFÍA

ƒ Al-awar, R., & Wahl, G, J. Chem. Educ., EU, 1990, 67, 265-266. ƒ Shaw, D., and Word, W., J. Chem. Educ., EU, 1992, 69, A313. ƒ PAQUETTE, L. A, Fundamentos de Química Heterocíclica

ƒ ACHESON, R.M., Química Heterocíclica, Ed. Publicaciones Cultural, México, 1981, pc: 120-121.

(35)

EXPERIMENTO No. 7

SÍNTESIS DE INDOLES:

a) SÍNTESIS DE FISCHER: OBTENCIÓN DE

1,2,3,4-TETRAHIDROCARBAZOL

b) SÍNTESIS DE ÍNDIGO:

2-(1,3-Dihidro-3-oxo-2H-indol-2-ilid-eno)-1,2-dihidro-3H-indol-3-ona

OBJETIVOS

a) Preparar 1,2,3,4-tetrahidrocarbazol e índigo según la síntesis de índoles de Fischer.

b) Revisar la importancia biológica de los derivados del indol. c) Obtener un colorante de interés químico

d) Emplear el colorante obtenido en la tinción de algunas fibras naturales

ANTECEDENTES

1. Fundamento químico de la síntesis de Fischer. 2. Métodos generales de preparación de índoles

3. Propiedades físico-químicas de los reactivos y del producto obtenido.

4. Importancia biológica de los derivados del indol. 5. Importancia y usos de los indoles.

6. Mecanismo de reacción más probable en la reacción de ciclización.

(36)

a) Síntesis de 1,2,3,4-tetrahidrocarbazol: Reacción HN NH2 + O H+ N H Fenilhidracina

PM: 108.14 uma PM: 98.14 umaCiclohexanona 1,2,3,4-TetrahidrocarbazolPM: 171.24 uma

MATERIAL

1 Espátula 2 Pinza de 3 dedos c/nuez

2 Matraz Erlenmeyer de 50mL 1 Probeta de 25 mL

1 Matraz de fondo redondo de 25ml 1 Refrigerante con mangueras

1 Barra magnética 1 Recipiente de peltre

1 Vidrio de reloj 1 Parrilla con agitación

1 Matraz Kitasato con manguera 1 Embudo Büchner con alargadera 1 vaso de precipitados de 50mL 1 vaso de precipitados de 100mL REACTIVOS

Ác. Acético glacial 2.5 mL

Fenilhidrazina (ρ= 1.099g/mL) 0.5 mL Ciclohexanona (ρ= 0.947g/mL) 0.5 mL PROCEDIMIENTO

En un matraz de bola de 25mL coloque 0.5mL (0.4735g, 4825mmol) de ciclohexanona, 2.5mL de CH3COOH glacial y 0.5mL (0.549g, 5081 mmol) de

fenilhidrazina (Nota1), coloque la barra magnética, adapte el refrigerante de agua en posición de reflujo y caliente la mezcla de reacción a reflujo, en la parrilla, por un tiempo aproximado de 20 minutos.

(37)

Deje enfriar a temperatura ambiente, filtre el sólido formado al vacío y lávelo con 3 porciones de agua fría (2.5ml cada una) y déjelo secar (Nota2). Determine punto de fusión y calcule el rendimiento.

NOTAS

NOTA 1: La fenilhidrazina es tóxica y puede causar severas quemaduras en la piel, por lo que debe ser manejada con precaución.

NOTA 2: Si los cristales del producto son blancos, y su punto de fusión es cercano al del compuesto puro (116°C) no requiere, recristalización, de otra manera recristalícelo de metanol.

CUESTIONARIO

1. ¿Qué ventajas y desventajas tiene este método de preparación de indoles? 2. ¿Qué ocurre durante el calentamiento de la fenilhidrazina con la ciclohexanona? 3. ¿Qué función desempeña el ácido acético en esta reacción?

4. La hidrazina y sus derivados son tóxicos. Cuando es usada como reactivo ¿cómo asegura que toda reaccionó?

5. ¿Puede ser utilizado el clorhidrato de fenilhidrazina y no directamente la fenilhidrazina, en esta síntesis?

6. ¿Cómo puede obtenerse fenilhidrazina y el compuesto carbonílico a partir de benceno?

BIBLIOGRAFÍA

• VOGEL, A. I., Textbook of Practical Organic Chemistry, 4a edición. Ed.

Longmans, Londres. 1978.

• WOLTHIUS, E., The Synthesis of Heterocyclic Compounds, J. Chemical

Education, 56 (5), 343-344, 1979.

• LEDNICER, D., & MITSCHER, L. A., Organic Chemistry of Drugs Synthesis, Ed. J. Wiley & Sons, New York, 1977.

(38)

b) Síntesis de índigo REACCIÓN: NH O NH O NO2 O HO -2 CHO MATERIAL

1 Espátula 2 Pinza de 3 dedos c/nuez

1 Matraz Erlenmeyer de 250 mL 1 Probeta de 25 mL 1 Matraz Erlenmeyer de 100 mL 1 Baño maría,

1 Barra magnética 1 Recipiente de peltre

1 Vidrio de reloj 1 Parrilla con agitación

1 Matraz Kitasato con manguera 1 Embudo Büchner con alargadera Estufa a 100ºC

REACTIVOS PROCEDIMIENTO A

2-Nitrobenzaldehído 0.5g Bisulfito sódico 0.3 g

Acetona 2.5 mL Etanol 45 mL

NaOH 2 N 2.5 mL Peróxido de hidrógeno REACTIVOS PROCEDIMIENTO B

2-Nitrobenzaldehído 0.5g Bisulfito sódico 0.3 g

Acetona 10 mL Etanol 10 mL

NaOH 2 N 12.5 mL Peróxido de hidrógeno PROCEDIMIENTO A

Disuelva 0.5g (3.701x10-3 mol) de o-nitrobenzaldehído (2-nitrobenzaldehído) en una mezcla de agua (2.5ml)-acetona (2.5ml). Agregue 2.5 mL de NaOH gota a gota mezclando vigorosamente. La reacción es exotérmica y hay un cambio de

(39)

color de verde a café. Deje reposar la mezcla por 5 minutos para que sedimente el precipitado.

Filtre al vacío y lave con etanol (3x15mL).

Los cristales de indigotina son agujas de color azul oscuro, funden alrededor de 350°C y se puede recristalizar de anilina o cloroformo.

El rendimiento de la reacción es: 46-57%.

PROCEDIMIENTO B

En un Erlenmeyer de 250 mL se disuelven 0.5g (3.701x10-3 mol) de

2-nitrobenzaldehído en 10 mL de acetona y después se diluye con 17.5 mL de agua destilada. Ayudado de un agitador magnético se somete esta disolución a una agitación vigorosa y se añaden lentamente 2.5 mL de NaOH 2 N.

La disolución toma un color amarillo claro y después se oscurece. En unos segundos empieza a aparecer un precipitado de índigo. Se continúa la agitación 5 minutos más y se filtra el precipitado azul-violeta al vacío.

Se lava el precipitado con agua hasta que salga incolora y después con 10 mL de etanol. Se seca el precipitado en la estufa durante 15 minutos a 100 ºC. Se pesa el sólido y se calcula el rendimiento.

Tinción

Poner en un vidrio de reloj 200 mg de índigo, añadir algunas gotas de etanol y mezclar con una espátula hasta obtener una pasta. Poner esta pasta en un Erlenmeyer de 100 mL, añadir 1 mL de agua y 3 mL de NaOH 2N.

Seguidamente añadir una disolución de 0.3 g de bisulfito de sodio en 20 mL de agua y poner el Erlenmeyer a calentar en un baño maría a 50ºC. Cuando la solución está amarillo claro añadir 40 mL de agua. En caso de que haya índigo en exceso se filtra. Introducir la pieza de algodón que se va a teñir y dejar, agitando de vez en cuando, durante 30 min. a 50 ºC.

Después de este tiempo se saca la pieza de algodón y se deja secar al aire durante 30 min. El ‘revelado’ puede hacerse más rápidamente introduciendo directamente la fibra tratada en una solución de agua oxigenada.

(40)

CUESTIONARIO

1. Además de los mencionados, ¿qué otro disolvente puede usarse para recristalizar la indigotina.

2. ¿Cómo se puede calcular el rendimiento de índigo si procede de la condensación de dos moléculas de 2-nitrobenzaldehído?

3. ¿Por qué cree que el índigo es un producto tan intensamente colorido?

4. En el proceso de tinción, ¿por qué es necesario finalmente ‘revelar’ la pieza que se ha teñido, al aire libre?

5. ¿Qué utilidad tiene el NaOH en la reacción? 6. Proponga el mecanismo de reacción.

BIBLIOGRAFÍA

ƒ “Heterocyclic Compounds with Indole and Carbazoles Systems”, “The Chemistry of Heterocyclic Compounds”,ed. A. Weissberger, Vol.8, p. 171. ƒ Indigo (Indigotin) and its derivatives”, “Chemistry of Carbon Compounds”,

ed. E.H. Rodd, Vol. IV B, p.1083.

ƒ FITTON, A.O. & SMALLEY, R.K, Practical Heterocyclic Chemistry, Ed Academic Press Inc, Inglaterra 1968, pg 12-13.

ƒ A. von Baeyer and V. Drewson, Ber., 1882, 15, 2856. ƒ P.W. Sadler, Journal of Organic Chemistry., 1956, 21, 317. ƒ D.G.O, Sullivan, Journal Chemistry. Soc., 1960, 32, 78.

(41)

EXPERIMENTO No. 8

FORMACIÓN DE PIRIDINAS: OBTENCION DE

3,5-DICARBETOXI-2,6-DIMETIL-1,4-DIHIDROPIRIDINA.

OBJETIVOS

a) Efectuar la síntesis de Hantzsch con la condensación de compuestos 1,3-dicarbonílicos y derivados del amoniaco en presencia de un aldehído. b) Obtener una dihidropiridina mediante esta síntesis.

c) Revisar la importancia bioquímica y farmacéutica de las piridinas.

ANTECEDENTES

1. Métodos generales de obtención de Piridinas.

2. Fundamento químico de la síntesis de Hantzsch y estequiometría de la misma.

3. Propiedades físico-químicas de los reactivos y productos.

4. Importancia bioquímica y farmacéutica de algunos derivados de la piridina. REACCIÓN N H O O O C O + + NH4OH

Acetoacetato de Etilo Formaldehído

3,5-dicarbetoxi-2,6-dimetil-1,4-dihidropiridina

Δ

H H

O O

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MATERIAL

Vaso de pp. de 150 mL 1 Embudo Büchner con alargadera 1

Probeta de 25 mL 1 matraz bola de 25ml 1

Kitasato con manguera 1 Pinzas de 3 dedos c/nuez 2

refrigerante de agua c/mangueras 1 Barra magnética 1

Agitador de vidrio 1 Parilla con agitación 1

Vidrio de reloj 1 Recipiente de peltre 1

Espátula de cromo/niquel 1 Embudo de vidrio 1

Vaso pp de 100mL 1 Charola 1

REACTIVOS

Formaldehído 0.35 mL Etanol 4 mL

Acetoacetato de etilo 1.25 mL Disolución de NH4OH conc. 1.6 mL

PROCEDIMIENTO

En un matraz redondo de 25 mL adicionar los reactivos en el orden indicado:

0.35 mL (19.34 mmoles) de formaldehído acuoso (37%), 1.25 mL (1.302 g, 9.806 mmoles) acetoacetato de etilo y 1.6 mL de NH4OH concentrado, agite la mezcla de

reacción y observe que la reacción es exotérmica; caliente a reflujo y con agitación constante durante 30 minutos utilizando una parrilla.

Al término del calentamiento, enfríe la mezcla de reacción usando un baño de hielo (NOTA1).

Filtre la solución resultante y lave el sólido con 2-5 mL de etanol bien frío, dividido en varias porciones. Se obtienen de 0.5 a .75 g de cristales amarillos, el p.f. debe ser de 183-184o C, si es necesario, recristalice el producto de etanol. (NOTA2)

NOTAS

Nota 1: En este punto el producto debe precipitar completamente, de no ser así induzca la precipitación.

(43)

Nota 2: Se obtiene una segunda cosecha de producto menos puro, agregando agua a las aguas madres, el sólido se recupera por filtración y se recristaliza de la manera ya indicada.

CUESTIONARIO

1. ¿Qué producto obtendría al tratar la dihidropiridina sintetizada con KOH y después con HNO3 con calentamiento?

2. ¿Por qué es importante adicionar los reactivos en el orden indicado? Justifique su respuesta.

3. Proponga el mecanismo de reacción para la síntesis de la dihidropiridina. 4. Escriba las estructuras de 3 compuestos con actividad farmacológica que en

su estructura contengan una piridina o dihidropiridina, y su mecanismo de acción.

BIBLIOGRAFÍA

ƒ ACHESON, RM, An Introduction to the Chemistry of Heterocyclic Compounds, 3° ed, Ed. J. Willey & Sons, Inglaterra, 1976.

ƒ CREMLYN, R.J., STILL, R.H., Named and Miscellaneous Reactions in Practical Organic Chemistry, Ed. Heinemann Educational Books, Inglaterra, 1967.

ƒ GATTERMAN, L., Laboratory Methods of Organic Chemistry, Ed. McMillan, Inglaterra, 1943.

ƒ GIRAL, F., ROJAHN, C.A., Productos Químicos y Farmacéuticos, tomo III, Ed. Atlante, Mexico, 1946.

ƒ PAQUETTE, L.A., Principles of Modern Heterocyclic Chemistry, Ed. Benjamín/Cummings, E.U.A. pc: 225-229

ƒ STREITWIESER, A., HEATHCOOK, C.H., Química Orgánica, Ed. Interamericana, Mexico, 1979.

(44)

EXPERIMENTO No. 9

FORMACIÓN DE CUMARINAS: OBTENCIÓN DE

7-HIDROXI-4-METILCUMARINA

(β-METILUMBELIFERONA)

OBJETIVOS

a) Efectuar la reacción de Pechmann-Duisberg con la condensación de compuestos 1,3-dicarbonílicos y fenoles en presencia de un catalizador ácido.

b) Preparar β-metilumbeliferona según la reacción de Pechmann-Duisberg. c) Revisar la importancia biológica y farmacéutica de las cumarinas.

ANTECEDENTES

1. Métodos generales de preparación de cumarinas. 2. Mecanismo de la síntesis de Pechmann-Duisberg.

3. Fundamento químico de la reacción de Pechmann-Duisberg. 4. Propiedades físico-químicas de reactivos y productos.

5. Interés biológico de las cumarinas. REACCIÓN EtO O O + HO OH HCl Δ O HO O Acetoacetato de Etilo PM: 130.14 uma Resorcinol

(45)

MATERIAL

Matraz Erlenmeyer de 50 mL 2 Embudo Büchner con alargadera 1 Probeta de 25 mL 1 Matraz Erlenmeyer de 125 mL 1 Kitasato con manguera 1 Pinzas de 3 dedos c/nuez 2

Charola 1 Barra magnética 1

Agitador de vidrio 1 Parilla con agitación 1

Vidrio de reloj 1 Recipiente de peltre 1

Espátula de cromo/niquel 1 Termómetro 0-100 °C 1

Vaso pp de 150mL 1 Embudo de vidrio 1

REACTIVOS

HCl conc. 2 mL Etanol 12.5 mL

Acetoacetato de etilo 1 mL Resorcinol 0.825g PROCEDIMIENTO

A un matraz Erlenmeyer de 125 mL adicione 1 mL de acetoacetato de etilo y agregue 0.825g (7.492 mmol) de resorcinol. Enseguida adicione poco a poco los 2 mL de HCl.

Caliente la mezcla de reacción a 30°C durante 20 min sin dejar de agitar y luego de este tiempo vierta la mezcla en forma de chorro fino en 25 mL de agua helada, agitando constantemente, ya que de lo contrario se forma una pasta chiclosa.

Separe el sólido formado por filtración al vacío y lave con agua helada (no más de 20 mL). Recristalice el producto por par de disolventes (etanol/agua) y seque al vacío. Determine rendimiento y punto de fusión.

CUESTIONARIO

1. ¿Qué cumarina se obtiene al utilizar resorcinol, ác. málico y H2SO4

concentrado?

2. ¿Podría utilizar H2SO4 diluido como agente condensante en esta reacción?

Fundamente su respuesta.

3. ¿Podría utilizar H2SO4 concentrado con la finalidad planteada en la pregunta

anterior? En caso de ser afirmativa su respuesta, ¿qué precauciones habría que tomar?

(46)

4. De utilizar fenol en lugar de resorcinol, ¿la reacción se vería favorecida? ¿por qué?

5. ¿Se contrapone la ecología al desarrollo de la química debido al costo que implica la recuperación o tratamiento de los desechos químicos?

BIBLIOGRAFÍA

ƒ ACHESON, R.M., An introduction to the Chemistry of Heterocyclic Compounds, Ed. J. Willey & Sons, 4a ed., UK, 1976.

ƒ GIRAL, F. & ROJAHN, C.A., Productos Químicos y Farmacéuticos, Ed. Atlante, Tomo III, México, 1946.

ƒ STREITWEISER, A.I., A Textbook of Practical Organic Chemistry, Ed. Longman, UK, 1978.

ƒ KARRER, Pablo, Tratado de Química Organica, 2ª ed, Ed. Nacional, Suiza, 1942, pc: 613, 628, 858.

ƒ http://www.elergonomista.com/fitoteriapia/cumarinas.htm

(47)

EXPERIMENTO No. 10

AISLAMIENTO DE PURINAS: CAFEÍNA

A PARTIR DE TÉ NEGRO, CAFÉ TOSTADO, BEBIDAS DE COLA Y

ENERGÉTICAS

OBJETIVOS

a) Aislar la cafeína a partir de bebidas de consumo cotidiano como son el té negro, refresco de cola y café, usando una disolución de NaOH y extracción con diclorometano.

b) Que el alumno revise las propiedades farmacológicas de la cafeína.

c) Comparar el rendimiento y la pureza de la cafeína aislado de diferentes productos comerciales

ANTECEDENTES

1. ¿A qué familia de alcaloides pertenece la cafeína y teofilina? 2. Propiedades físicas y químicas de la cafeína.

3. Investigue la fórmula química de la cafeína y explique las semejanzas que encuentra con la teofilina y teobromina.

4. Principales usos de la cafeína en las industrias alimenticia y farmacéutica. 5. Mencione los principales efectos que causa la cafeína en el organismo e indique cual es la cantidad de cafeína que esta en el café, en el té y en un refresco de cola. MATERIAL SI SE REALIZAN LAS 3 EXTRACCIONES POR ALUMNO

1 Parrilla con agitación 1 Pinza de 3 dedos c/nuez 1 Embudosde separación con tapón 1 Probeta de 25 mL

1 Espátula de cromo níquel 1 agitador de vidrio

1 Barra magnética 2 vasos de pp. de 100mL

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