REMOCIÓN DE H2S EN UN PROCESO DE
BIOFILTRACIÓN USANDO BACTERIAS INMOVILIZADAS
EN CARBÓN ACTIVADO COMO MATERIAL DE
EMPAQUE
Proyecto de grado
Por
MARIA PAULA TORRES PULIDO
Presentado a la Facultad de Ingeniería de la
Universidad de los Andes
En cumplimiento parcial de los requisitos para el grado de
INGENIERO QUÍMICO
Departamento de Ingeniería Química
Remoción de H2S en un proceso de biofiltración usando bacterias inmovilizadas en carbón
activado como material de empaque.
REMOCIÓN DE H2S EN UN PROCESO DE
BIOFILTRACIÓN USANDO BACTERIAS INMOVILIZADAS
EN CARBÓN ACTIVADO COMO MATERIAL DE
EMPAQUE
Proyecto de grado
Por
MARIA PAULA TORRES PULIDO
Presentado a la Facultad de Ingeniería de la
Universidad de los Andes
En cumplimiento parcial de los requisitos para el grado de
INGENIERO QUÍMICO
Aprobado por:
Asesora, Rocío Sierra Ramírez, Ph.D.
Jurado, Diego Camilo Pradilla Ragua, Ph.D.
Director del Departamento, Oscar Álvarez Solano, Ph.D.
Departamento de Ingeniería Química
iv
ABSTRACT
Removal of H2S by biofiltration using immobilized bacteria on active carbón as a packed material
(December 2016)
María Paula Torres Pulido, Universidad de los Andes, Colombia
Advisor: Rocío Sierra Ramírez, Ph.D.
In order to create a product of quality that generates a positive impact in the energetic sector, the biogas
is a combustible gas used for the generation of electricity that come from a fermentation process to generate
gas rich in methane. However, this anaerobium process synthetize toxic, corrosive and bad odor gases such
as the hydrogen sulfide (H2S), that impact in an economic and social way the projects that use this biogas.
The biofiltration is a biological and chemical process that has been studied lately to remove H2S from the
biogas through the oxidation of the component. A biofilter is a packed column where specialized bacteria
that degrade the sulfur are immobilized, and a gas current flow up and a liquid current fall. The present
study has as main objective the evaluation of this biofiltration process, where some operational factors such
as the initial concentration of H2S and the pH of the liquid medium are studied deeply in a factorial
experimental design. This work is exposed in two chapters: the first chapter is a special project where the
methodological protocol of immobilization of bacteria is proposed, and the design, manufacture, and
evaluation of an experimental prototype of biofilter is developed. In the second chapter, a bachelor thesis
evaluates the performance of the biofilter by determining the removal efficiency and the pH of the active
carbon surface. As results, 80% of removal efficiency is achieved when initial concentrations of H2S are in
the range of 50 to 300 ppm and the pH of the liquid medium is neutral. However, the removal efficiency
decrees when the initial concentrations of H2S are over 300 ppm because of the accumulation of the
oxidation products on the active sites. When a pH of the liquid medium is acid, the removal efficiency sank
to 65%, because the pH limits the ionization of the H2S, that is traduced in slow mass transference.
v
medium. All of these results were analyzed statistically in order to find if the effect of the factors in the
system were significant. Other factor such as the frequency of the irrigation of the medium, and the velocity
of the gas flow at the entrance of the biofilter could affect the performance and is important to evaluate it
in future works.
vi
RESUMEN
Remoción de H2S en un proceso de biofiltración usando bacterias inmovilizadas en carbón activado como
material de empaque (diciembre, 2016)
María Paula Torres Pulido, Universidad de los Andes, Colombia
Asesor: Rocío Sierra Ramírez, Ph.D.
Con miras a crear un producto de calidad que genere un impacto positivo en el sector energético, el
biogás es un gas combustible usado para la generación eléctrica, que proviene de un proceso de
fermentación para obtener principalmente un gas rico en metano. Sin embargo, el proceso anaerobio de
producción del gas, sintetiza gases tóxicos, corrosivos y de mal olor como el ácido sulfhídrico, que impactan
económica y socialmente los proyectos que involucren el uso del biogás. La biofiltración es un proceso
biológico y químico que se ha estudiado en los últimos años para remover el H2S del biogás mediante su
oxidación, y que consiste en una columna de lecho empacado, en donde microorganismos especializados
en la degradación de azufre son inmovilizados, y que funciona en contracorriente con un flujo de gas que
asciende y un flujo de líquido que desciende. El presente estudio tiene como objetivo principal evaluar este
proceso, estudiando a fondo algunos factores de operación del biofiltro como las concentraciones de entrada
de H2S y el pH del medio líquido irrigado en la columna en un diseño experimental factorial. El trabajo se
expone en dos capítulos: El primer capítulo se desarrolla en el marco de un proyecto especial, realizado
como investigación preliminar, en el cual se establecen los protocolos metodológicos para la inmovilización
de bacterias, provenientes de un producto industrial, y se realiza el diseño, fabricación y evaluación de un
prototipo experimental de biofiltro. El segundo capítulo, se realiza en el marco de un proyecto de grado en
el que se propone evaluar el desempeño del proceso de biofiltración, determinando la eficiencia de
remoción y el pH sobre la superficie del material de empaque, que para este trabajo es carbón activado
comercial. Como resultados principales se obtiene, que eficiencias de remoción por encima del 80% son
vii
líquido que se irriga tiene un pH neutro. Las eficiencias de remoción disminuyen cuando las
concentraciones de entrada superan las 300 ppm debido a la acumulación de los productos de oxidación
sobre sitios activos. Cuando un pH del medio líquido es ácido las eficiencias de remoción se encuentran
por debajo del 65%, debido a que el pH limita la ionización del H2S, que a su vez limita la transferencia de
masa del contaminante. Adicionalmente, el pH del medio afecta significativamente el nicho del consorcio
bacteriano que fue inmovilizado en un medio de pH ligeramente básico. Estos resultados son analizados
estadísticamente para corroborar la significancia del efecto de los factores en el proceso de biofiltración.
Como observaciones adicionales se determinó que la frecuencia de irrigación y el flujo de entrada de la
corriente gaseosa al biofiltro pueden ser influyentes en el desempeño del sistema.
Palabras claves: Biofiltro, ácido sulfhídrico, bacterias sulfuro oxidantes, carbón activado, inmovilización
viii
DEDICACIÓN
Para los que queremos trabajar con pasión y para los que queremos dejar un grano de arena que
ix
AGRADECIMIENTOS
Quiero agradecerles a mis padres. Angélica Pulido y Jairo Torres, porque lo que soy es gracias a
ellos, porque gracias a su apoyo y a sus enseñanzas me he convertido en la mejor versión de ellos. Sin
embargo, soy consciente de que cada vez se puede ser mejor persona. Le pido a Dios que me abra la puerta
a oportunidades en donde pueda demostrar todo el potencial que existe en mi como persona y profesional.
Agradezco también a la doctora Rocío Sierra, quien me brindo el más grande de los apoyos, confió en mí
y en mi trabajo, y quien me ha dejado gratas enseñanzas. Agradezco a los técnicos de los laboratorios Luís,
Jeraldin, Viviana, Mauricio y Yomar por todo el apoyo brindado, ellos hicieron posible mi trabajo.
x
TABLA DE CONTENIDO
ABSTRACT ... iv
RESUMEN ... vi
DEDICACIÓN ... viii
AGRADECIMIENTOS ... ix
LISTA DE FIGURAS ... xii
LISTA DE TABLAS ... xii
INTRODUCCIÓN ... 1
1.1. Principio de un biofiltro ... 2
1.2. Factores que influyen en la operación de un biofiltro ... 4
1.2.1. Humedad ... 4
1.2.2. pH ... 5
1.2.3. Temperatura ... 6
1.2.4. Complemento de nutrientes ... 6
1.2.5. Desempeño de un biofiltro ... 7
1.3. Procesos químicos y degradación biológica del ácido sulfhídrico ... 8
1.3.1. Adsorción de ácido sulfhídrico en carbón activado ... 8
1.3.2. Degradación microbiológica del ácido sulfhídrico ... 10
1.4. Inmovilización de bacterias sobre carbón activado ... 12
1.5. Evaluación de parámetros hidrodinámicos en columnas de lecho empacado ... 13
OBJETIVOS ... 15
Objetivo general ... 15
Objetivos específicos ... 15
VOLUMEN 1 INVESTIGACIÓN PRELIMINAR Objetivos específicos ... 17
Metodología ... 17
2.1. Activación del consorcio bacteriano ... 17
2.2. Preparación de un pre inóculo ... 18
2.3. Inmovilización de bacterias ... 19
2.4. Diseño de prototipo experimental de biofiltro ... 20
2.5. Determinación de los parámetros hidrodinámicos ... 20
xi
3.1. Inmovilización de bacterias sulfuro oxidantes sobre carbón activado ... 22
3.2. Diseño del prototipo experimental del biofiltro ... 23
3.3. Evaluación de los parámetros hidrodinámicos ... 24
Conclusiones ... 26
VOLUMEN 2 PROCESO DE BIOFILTRACIÓN PARA LA REMOCIÓN DE H2S Objetivos específicos ... 29
Metodología ... 29
2.1. Montaje de laboratorio ... 29
2.2. Arranque del montaje de laboratorio ... 30
2.3. Operación del montaje de laboratorio ... 31
2.4. Generación del ácido sulfhídrico y captura con sulfato de cobre ... 32
2.5. Diseño experimental ... 33
2.6. Caracterización de los grupos funcionales del carbón activado ... 34
2.7. Muestreo de concentraciones de ácido sulfhídrico ... 36
2.8. Muestreo de pH en el material de empaque ... 36
Resultados y Análisis ... 37
3.1. Titulación Boehm para determinación de grupos funcionales del carbón activado ... 37
3.2. Resultados diseño experimental ... 37
3.3. Análisis estadístico del diseño experimental ... 42
Conclusiones ... 49
Recomendaciones y Trabajo futuro ... 50
REFERENCIAS ... 52
ANEXOS... 56
ANEXO 1. ... 56
ANEXO 2. ... 58
ANEXO 3. ... 59
ANEXO 4. ... 61
ANEXO 5. ... 62
xii
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Especiación del H2S a diferentes pH... 5
Figura 2. A) Tinción rosada características de bacterias Gram negativas en bacterias Thiobacillus thioparus. B) Morfología de bacilos en bacterias Thiobacillus thioparus ... 11
Figura 3. Esquema de la ruta metabólica del género Thiobacillus ... 11
Figura 4. Relación entre la velocidad del flujo gaseoso y el líquido acumulado ... 14
Figura 5. Curva de crecimiento del consorcio bacteriano ... 22
Figura 6. Observación de bacterias inmovilizadas en carbón activado ... 23
Figura 7. Modificaciones al distribuidor de gas en el inferior de la columna ... 24
Figura 8. Velocidad de flujo límite de inundación para un flujo de agua de 8 mL/min ... 25
Figura 9. Etapas en la reacción de Na2S y HCl. ... 33
Figura 10. Resultados diseño experimental. ... 40
Figura 11. Comparación entre A) un sistema de control sin bacterias y B) Corrida con concentraciones de entrada de H2S de 50 a 300 ppm y pH del medio líquido neutro.. ... 42
Figura 12. Diagramas de Pareto ... 45
Figura 13. Gráfica de efectos principales ... 47
Figura 14. Gráfica de interacción ... 49
LISTA DE TABLAS
Tabla 1. Características de especies del género Thiobacillus... 12Tabla 2. Composición del medio de cultivo para crecimiento de bacterias en la solución madre ... 18
Tabla 3. Medio de cultivo para crecimiento del pre inoculo ... 19
Tabla 4. Características del modelo base de biofiltro ... 20
Tabla 5. Conjunto de valores de flujo evaluados por el método del drenaje ... 21
Tabla 6. Dimensiones del prototipo del biofiltro ... 23
Tabla 7. Resultados de la prueba de titulación de Boehm para la determinación de grupos funcionales sobre la superficie de carbón activado (CA) ... 37
1
INTRODUCCIÓN
La cadena de restaurantes Wok establece dentro de su misión y visión las “buenas prácticas de
cocina, de agricultura, de pesca responsable y de desarrollo sostenible”(Wok, n.d.); siendo fiel a esta
filosofía, la compañía nacida en Bogotá en 1998 transmite a los centros investigativos su gran interés
por evitar la generación de toneladas de residuos de alimentos ya procesados.
El biogás, es un gas combustible usado para la generación eléctrica, producido a partir de
biomasa proveniente de diferentes fuentes, como lo son los residuos de alimentos, mediante un
método de degradación biológica anaerobia. Dada la presencia de bacterias principalmente
metanogénicas, el biogás contiene en mayor porcentaje metano (55-65%) y dióxido de carbono
(35-45%). Sin embargo; la interacción de los diferentes cultivos de microrganismos presentes en el
proceso, da paso a la presencia de compuestos como el ácido sulfhídrico, el vapor de agua y los
siloxanos en las corrientes de biogás (Elias et al., 2002).
Para la producción de energía, el biogás es usado como carburante en motores de combustión
interna o como gas en plantas térmicas para ser suministrado en las turbinas de gas y vapor. Estas
unidades de operación son fácilmente susceptibles a la corrosión por la presencia del ácido sulfhídrico
si no es retirado de la corriente gaseosa. Adicionalmente, la presencia de ácido genera problemas en
la operación de equipos y en el sistema de conexión de unidades, aumentando de esta forma los costos
de mantenimiento. Por otro lado, la combustión del ácido genera compuestos precursores de la lluvia
acida y malos olores que repercuten en impactos negativos para las poblaciones aledañas a las plantas
de producción (Ortiz, Aguilera, & Ollero, 2014).
Teniendo en cuenta lo anterior, es indispensable realizar procesos de remoción de ácido sulfúrico
del biogás, y para ello existen actualmente varias tecnologías entre las cuales se encuentran los
2
bacterias sulfuro-oxidantes, y los procesos físicos como el uso de membranas de osmosis inversa y la
separación criogénica (Esposito et al., 2014)(Soreanu et al., 2015)(Brettschneider, Thiele, Faber,
Thielert, & Wozny, 2004).
La biofiltración es una tecnología que une un proceso biológico y un químico para la remoción
de ácido sulfhídrico. Aunque inicialmente fue usada para tratar los malos olores de las corrientes
gaseosas emitidas a la atmosfera, actualmente es usada para degradar compuestos difícilmente
degradables obteniendo eficiencias de remoción por encima del 90% en el caso del ácido sulfhídrico.
Adicionalmente, el costo económico de esta tecnología tiene grandes ventajas frente a las otras ya
mencionadas, ya que es un proceso que opera en su mayoría a condiciones ambientales y con
productos de baja toxicidad (Elias et al., 2002).
Los estudios microbiológicos y el descubrimiento de nuevas especies de bacterias han traído al
contexto de los procesos una alternativa con buenos resultados; sin embargo, para las tecnologías de
biofiltración, el eje principal se centra en los lechos empacados de las columnas de filtración, pues
son estos lechos los que proveen a los microorganismos de soporte y condiciones ambientales
adecuadas para vivir. Estudios a estas tecnologías evalúan las ventajas de diferentes lechos, como por
ejemplo el carbón activado y el compost, valorando las diferentes características del medio como
porosidad, retención hidráulica, contenido de nutrientes, adaptabilidad de comunidades
microbiológicas, entre otros (Elias et al., 2002).
1.1. Principio de un biofiltro
Manteniendo lo indicado por M.P. Torres, 2016 en el trabajo especial de investigación de
“Evaluación de una metodología de inmovilización de bacterias sulfuro oxidantes sobre carbón
3
La biofiltración es un proceso en el cual se utiliza la inmovilización de microorganismo sobre
un sustrato con el fin de generar una biopelícula sobre este. Cuando una corriente de vapor, con el
contaminante a tratar, pasa a través de la cama del filtro, este es transferido de la fase gaseosa a la
biopelícula para ser metabolizado por los microrganismos (Yang & Allen, 1994). Una corriente
liquida es usada de forma alterna para brindar los nutrientes complementarios y para permitir mayor
transferencia del contaminante desde una fase gaseosa a una fase liquida que atacan los
microrganismos (Jaber et al., 2016).
El material de empaque seleccionado para un biofiltro debe tener gran área superficial, alta
permeabilidad para el aire y el agua, y proporcionar una adecuada superficie para el crecimiento de
microorganismos. Tanto materiales naturales como sintéticos han sido evaluados por diferentes
estudios para su uso en columna de tratamiento biológico; entre los materiales de empaque naturales
se encuentra el compost, la viruta de madera, la roca de lava, la turba, entre otros; mientras que para
materiales sintéticos es frecuente el uso de anillos Pall de polietileno, espumas de poliuretano, carbón
activado, entre otros. Los materiales de empaque naturales tienen limitaciones para operaciones de
larga duración, donde el medio se puede reacomodar dando paso a canales que reducen el rendimiento
de la columna y limitan la transferencia de masa. Adicionalmente, el uso de materia orgánica como
empaque de filtro debe ser reemplazado con alta frecuencia y es de difícil regeneración. Por otro
lado, los materiales sintéticos tienen la ventaja de producir bajas caídas de presión gracias a los
intersticios entre los gránulos, permiten grandes áreas superficiales de intercambio, y una fase sólida
de adsorción de contaminantes(Duan, Koe, Yan, & Chen, 2006).
Estudios como los de Duan, Koe, & Yan (2005) y Rattanapan, Boonsawang, & Kantachote
(2009) reportan como una buena alternativa de material de empaque el carbón activado, gracias a su
rápida capacidad adsortiba de sustratos, su buena fijación de microorganismos, y su actuación como
4 1.2. Factores que influyen en la operación de un biofiltro
En un proceso aerobio, la oxidación del H2S permite llegar a productos sulfatados y raramente a
compuestos azufrados. La presencia de estos compuestos sulfatados reduce el pH del medio, y la
degradación del H2S puede disminuir de forma significativa (Soreanu et al., 2015). Es por ello que el
control de parámetros como el contenido de humedad, el pH, los nutrientes, la temperatura, y la carga
de contaminante es fundamental para realizar una operación estable de una columna biofiltradora.
1.2.1.Humedad
Mantener una adecuada humedad en el biofiltro es esencial para la actividad metabólica de las
bacterias y contribuye a la capacidad amortiguadora de la misma. La literatura registra rangos óptimos
entre 20 y 60 % de humedad. Teniendo en cuenta que la actividad biológica y química genera calor,
el medio de la columna puede aumentar su temperatura de forma significativa, por lo cual es
importante que la corriente de vapor entre altamente saturada de agua para compensar las pérdidas de
humedad y mantener la viabilidad del empaque. Sin embargo, un alto porcentaje de humedad en la
columna, puede favorecer zonas anaerobias estresando de forma significativas las bacterias aerobias;
adicionalmente puede resultar en un incremento de la caída de presión a través de la cama, limitando
la transferencia de masa y disminuyendo la eficiencia de la columna. Para mantener la humedad de
la columna se debe mantener la corriente de vapor de entrada en condiciones de saturación, o irrigar
periódicamente la cama (Rattanapan & Ounsaneha, 2012).
Estudios como los de Duan et al. (2005) utilizan una corriente de vapor que es humidificada
previamente a la entrada a la columna, y adicionalmente, es irrigada cada dos días con medio de
cultivo con el fin de suplir los nutrientes para las bacterias y mantener un porcentaje de humedad
alrededor del 40% (Duan et al., 2006).
Por otro lado, Rattanapan et al. (2009) utilizan el mismo medio de cultivo como solución
5
sin humidificar la corriente de vapor, recirculado controladamente el medio de cultivo de tal forma
que el pH de la columna se mantenga entre 6 y 8 (Rattanapan et al., 2009)(Jiang, Yan, & Tay, 2009).
1.2.2. pH
Según el pH del medio, el H2S es ionizado afectando su solubilidad en la fase líquida y su proceso
de adsorción en la superficie del lecho de empaque. Un pH básico permite la disociación del H2S a
iones HS- y S=, como se observa en la Figura 1, que son fácilmente adsorbidos tanto en la fase líquida
como en la superficie del carbón activado.
Figura 1. Especiación del H2S a diferentes pH (Reefkeeping, 2008)
Por otro lado, cada especie de microorganismo inmovilizado en la columna biofiltradora realiza
de forma óptima su actividad metabólica bajo un rango determinado de pH, un pequeño cambio de
unidad puede comprometer la eficiencia de la columna. Aunque muchas bacterias trabajan con pH
óptimos entre 6 y 8, muchos de los microorganismos sulfuros oxidantes pueden sobrevivir
perfectamente en medios ácidos, entre ellos los géneros Thiobacillus, Acidothiobacillus, Beggiatoa y
Sulfolous.(Rattanapan & Ounsaneha, 2012)
A medida que el H2S es oxidado a compuestos sulfatados por las bacterias y adsorbido por el
material de empaque en su forma ionizada, el pH de la cama del biofiltro disminuye
significativamente por la continua formación de sulfatos. El género Thiobacillus incluye tanto
6
A pesar de que bajos pH no son favorables para la adsorción del H2S en medios de soporte como
el carbón activado, estos niveles pueden ser favorables para el crecimiento de cultivos bacterianos
sobre el material de empaque (Yang & Allen, 1994). Cuando el pH disminuye, la carga negativa de
la membrana exterior de las bacterias disminuye, lo que a su vez reduce la repulsión electrostática
entre los microorganismos y el lecho que se encuentra negativamente cargado, permitiendo de esta
forma mayor adhesión (Cohen, 2001). Sin embargo, operar el biofiltro con pH bajos limita el H2S a
una degradación únicamente biológica; adicionalmente, un medio acidó no permite la disociación
iónica del H2S lo cual involucraría la necesidad de mayores tiempos de retención del contaminante
en la columna para que este sea absorbido por las bacterias.
1.2.3. Temperatura
La temperatura en un biofiltro es influenciada principalmente por la temperatura de entrada de
la corriente gaseosa y por la actividad metabólica que libera energía. De forma similar al pH, los
microorganismos inmovilizados tienen rangos óptimos de temperatura. Un aumento en la temperatura
del medio puede incrementar las tasas de crecimiento de los microrganismos, pero disminuir la
adsorción del contaminante al medio de soporte. Un aumento muy alto de temperatura en la columna
puede inactivar algunas proteínas claves para la degradación de H2S e interrumpir de forma abrupta
el crecimiento de microrganismos.(Rattanapan & Ounsaneha, 2012)
Muchas de las especies utilizadas en la degradación del H2S, entre ellas el género Thiobacillus,
sobreviven en condiciones mesofílicas, es decir, en un rango entre 20-45°C, con un óptimo en
35-37°C.(Rattanapan & Ounsaneha, 2012)
1.2.4. Complemento de nutrientes
Si se hace uso de empaques sintéticos, es necesario brindar a los microorganismos un
complemento de nutrientes. Este complemento corresponde comúnmente a compuestos nitrogenados,
fosforados y trazas de elementos requeridos para el crecimiento microbiano adicional al contaminante
7
nutrientes y por consiguiente las hace especies ideales para procesos de largo periodo.(Rattanapan &
Ounsaneha, 2012)
Un medio de tiosulfato es comúnmente usado como complemento nutricional. El tiosulfato sirve
como fuente azufrada cuando la degradación del contaminante en la corriente de gas no es suficiente
para la estabilidad del cultivo. Este medio de tiosulfato lleva adicionalmente trazas de KH2PO4,
K2HPO4, NH4Cl, MgCl2, FeSO4, CaCl2, entre otros compuestos [6, 7,4].
En algunos biofiltros de escala de laboratorio el medio mineral de tiosulfato se usa como
complemento nutricional sin adicionarle las concentraciones de tiosulfato, de tal forma que el cultivo
microbiológico sólo haga uso del H2S como fuente de energía y aumente el porcentaje de remoción
de este compuesto. (Duan et al., 2006)
1.2.5. Desempeño de un biofiltro
La eficiencia de remoción y la capacidad de eliminación permiten determinar el desempeño de
un biofiltro teniendo en cuenta la concentración inicial del contaminante que entra a la columna, así
como otros parámetros de operación como el flujo de entrada del gas y el volumen del material de
empaque.
La eficiencia de remoción se define según la ecuación 1; donde Cin es la concentración inicial de
H2S y Cout es la concentración de salida del H2S (Oyarzún, Arancibia, Canales, & Aroca, 2003).
𝑅 =𝐶𝑖𝑛− 𝐶𝑜𝑢𝑡 𝐶𝑖𝑛
∗ 100 (𝐸𝑐. 1)
La capacidad de eliminación de un biofiltro se encuentra directamente relacionada con la
concentración de entrada del contaminante, la cual se define según la ecuación 2 (Oyarzún et al.,
2003).
𝐸 =𝑄(𝐶𝑖𝑛− 𝐶𝑜𝑢𝑡)
8
Donde Q es el flujo del gas de entrada (m3 h-1); C
in es la concentración inicial de H2S; Cout es la
concentración de salida del H2S; y V el volumen de la cama en el biofiltro (m3).
M. Jaber et al. (2016) en su estudio utilizó concentraciones de entrada de H2S entre 40 y 250
ppm, con un flujo de gas y un volumen de empaque constante; para este rango de concentraciones de
entrada se obtienen porcentajes de remoción por encima del 99%. Una vez la concentración de H2S
es incrementada a 360 ppm, la eficiencia de remoción disminuye inmediatamente al 70%. La razón
de esto es que un incremento en la concentración de entrada del contaminante inhibe el metabolismo
de las bacterias y aumenta la producción de H2SO4 como producto de la oxidación del H2S, lo que
genera acumulación de bioproductos en sitios activos y acidifica el medio del empaque. (Jaber et al.,
2016).
Y. Yang & E.R. Allen (2012) explican que eficiencias de remoción de H2S superiores al 99% se
obtienen mientras no se exceda la carga de H2S (Ls) para la cual se alcanza el máximo de la capacidad
de eliminación(Yang & Allen, 1994). La carga de H2S se define según la ecuación 3 y la cual está
estrechamente relacionada con la concentración de entrada.
𝐿𝑠 = 𝑄𝐶𝑖𝑛
𝑉 (𝐸𝑐. 3)
En el Anexo 1 se describen más trabajos donde se evalúa el desempeño de un biofiltro para la
remoción de H2S.
1.3. Procesos químicos y degradación biológica del ácido sulfhídrico
1.3.1. Adsorción de ácido sulfhídrico en carbón activado
El proceso de adsorción y de oxidación de H2S en carbón activado se puede describir en cinco
9
carbón, esta etapa está influenciada por las condiciones aerodinámicas de la fase gaseosa. La segunda
etapa contempla la difusión del contaminante a través de la superficie interna del carbón, es decir la
difusión hacia los poros del carbón en un medio húmedo. La tercera etapa es la sorción del compuesto
sobre la superficie catalítica del carbón. La cuarta etapa es la reacción química del contaminante
adsorbido. Y finalmente, la quinta etapa corresponde a la desorción de los co-productos de la reacción
(Bouzaza, Laplanche, & Marsteau, 2004).
De las cinco etapas descritas existen algunas que limitan el proceso de adsorción, es decir, que
suceden de forma más lenta. Según los estudios A. Bouzaza et al (2003) la etapa de reacción química,
constituye la etapa de mayor importancia en la eliminación de H2S. Dentro de esta etapa de reacción
se observan dos fases que dominan la cinética de degradación; la primea fase es la reacción de
oxidación del H2S sobre los grupos funcionales del carbón, y la segunda fase corresponde a la
inhibición de la reacción por la deposición de azufre y sulfatos que son los productos de la reacción
de oxidación del H2S (Bouzaza et al., 2004).
Los grupos funcionales del carbón activado juegan un rol importante a la hora de definir el pH
local del poro, el cual tiene un efecto significativo en la disociación del H2S y su oxidación. Un pH
bajo, característico de la presencia de grupos carboxílicos, fenólicos y lácticos sobre el carbón
activado, disminuye la capacidad de disociación del H2S, limitando la degradación a una adsorción
física. Si la superficie del carbón tiene grupos funcionales básicos, el pH del medio local del poro es
mayor, lo cual permite la disociación del H2S a HS-; este ion es oxidado a compuestos azufrados por
los oxígenos adsorbidos también por la superficie del carbón (Bandosz, 2002).
En la ecuación 4, se observa como el contaminante es adsorbido en una etapa de difusión en la
superficie externa. En la ecuación 5 el contaminante adsorbido se diluye en el ambiente húmedo de
los poros locales. En la ecuación 6, debido al pH básico del medio, se produce la disociación del H2S
a HS- .En la ecuación 7 y 8, los oxígenos adsorbidos por el carbón reaccionan con los iones HS- para
10
𝐻2𝑆𝑔𝑎𝑠→ 𝐻2𝑆𝑎𝑑𝑠 (𝐸𝑐. 4)
𝐻2𝑆𝑎𝑑𝑠→ 𝐻2𝑆𝑎𝑑𝑠−𝑙𝑖𝑞 (𝐸𝑐. 5)
𝐻2𝑆𝑎𝑑𝑠−𝑙𝑖𝑞→ 𝐻𝑆𝑎𝑑𝑠− + 𝐻+ (𝐸𝑐. 6)
𝐻𝑆𝑎𝑑𝑠− + 𝑂𝑎𝑑𝑠 → 𝑆𝑎𝑑+ 𝑂𝐻− (𝐸𝑐. 7)
𝐻𝑆𝑎𝑑𝑠− + 3𝑂𝑎𝑑𝑠 → 𝑆𝑂2𝑎𝑑𝑠+ 𝑂𝐻− (𝐸𝑐. 8)
1.3.2. Degradación microbiológica del ácido sulfhídrico
Manteniendo lo indicado por M.P. Torres (2016): El H2S como contaminante de interés de
remoción es degradado por diferentes especies de microorganismos en tres formas diferentes:
asimilación, mineralización y oxidación del azufre. La oxidación del azufre, es el camino por el cual
los microorganismos oxidan iones sulfuro hasta sulfatos en una reacción metabólica exotérmica. El
tipo de bacteria deseable en un sistema de tratamiento biológico debe tener entre sus características
más representativas la conversión de H2S en S0, el menor consumo de nutrientes, y la fácil separación
del S0 de la biomasa producida. Entre los géneros de bacterias que cuentan con estas características
se encuentran los Thiobacillus, Acidithiobacillus, Achromatium, Beggiatoa, Thiothric, entre
otros(Rattanapan & Ounsaneha, 2012).
El género Thiobacillus, es probablemente uno de los géneros más estudiados de bacterias para
el tratamiento de corrientes tanto líquidas como gaseosas que contienen concentraciones importantes
de H2S. Este género de bacterias Gram negativo de morfología de bacilos o cocobacilos (Figura 2),
usan el sulfuro como donante de electrones en el ciclo metabólico del ácido tricarboxílico(VISHNIAC
11 Figura 2. A) Tinción rosada características de bacterias Gram negativas en bacterias Thiobacillus
thioparus(Khan, Saha, Begum, Islam, & Hoque, 2010). B) Morfología de bacilos en bacterias Thiobacillus thioparus(Qi, Zhang, & Wan, 2014)
Para que el H2S sea metabolizado, este debe ser oxidado a azufre elemental (S0) y después a
tiosulfato (S2O3-), lo cual sucede mediante la actividad enzimática en el periplasto de las bacterias
(capa entre la membrana externa y el citoplasma de las bacterias Gram negativas). La literatura
sugiere que unicamente el ion sulfuro (S-2) es capaz de entrar a la región intracelular de las bacterias.
El S2O3- es un compuesto clave en el metabolismo de las bacterias sulfuro oxidantes, ya que es
mediante la actividad enzimática intracelular de las bacterias que este compuesto es oxidado a
tetrationato (S4O6), el cual a su vez es oxidado a tritionato (S3O6-), y este a sulfitos (SO3-2) y sulfatos
(SO4-2) para obtener finalmente el electrón donador. (Doelle, 1969).
La Figura 3 muestra esquemáticamente el metabolismo del género Thiobacillus explicado con
anterioridad.
Figura 3. Esquema de la ruta metabólica del género Thiobacillus
Las diferentes especies del género crecen en ambientes diversos y su actividad depende de las
12
alimentación y las fuentes de energía. En la Tabla 1 se describen las características más destacadas de
diferentes especies del género Thiobacillus.
Tabla 1. Características de especies del género Thiobacillus (Soreanu et al., 2015)
Condiciones Microorganismos Thiobacillus ferrooxidans Thiobacillus thiooxidans Thiobacillus novellus Thiobacillus thioparus Thiobacillus denitrificans Rango de crecimiento de pH
- 0.5 - 6.0 5.7 - 9.0 5.0 - 9.0 -
pH óptimo 1.3 - 4.5 2.0 - 3.5 7.0 7.5 6.8 -7.4
Rango de crecimiento de
temperatura (°C)
10 - 37 10 - 37 10 - 37 - -
Temperatura
óptima (°C) 30 - 35 28 - 30 30 28 28 - 32
Tipo de células Gram negativo Gram negativo Gram negativo Gram negativo
Forma Bacilos entre 0.5
-1.0 µm
Bacilos entre 0.5 x 1.1-2.0
µm
Bacilos entre 0.4-0.8 x 0.8-2.0
µm
Bacilos entre 0.9-1.8 µm
Bacilos entre 0.5 x 1.0-3.0
µm Tipo de alimentación Quimio autótrofas obligadas Quimio autótrofas obligadas Quimio autótrofas facultativas Quimio autótrofas obligadas Quimio autótrofas obligadas Ejemplos de fuentes de energía
Iones ferrosos y componentes
azufrados reducidos
H2S, azufre elemental
H2S, metil mercaptano, dimetil sulfuro, dimetil disulfuro Tiosulfato y iones sulfuro Tiosulfato, tetrationato, tiocinato, iones sulfuro, azufre elemental. Requerimientos de oxígeno Anaerobio facultativo Estrictamente aerobio Estrictamente aerobio Estrictamente aerobio Facultativo anaerobio
1.4. Inmovilización de bacterias sobre carbón activado
Teniendo en cuenta lo expuesto por M.P. Torres (2016): Existen principalmente dos procesos
de inmovilización de bacterias reportados en la literatura. El primero de los procesos corresponde al
crecimiento de bacterias por adhesión o adsorción física al sustrato; y el segundo de los procesos
13
Para un proceso de inmovilización de bacterias por adsorción física sobre carbón activado, el
tratamiento en fase líquida consiste en tener una masa determinada de carbón activado que es
sumergida en un cultivo rico en tiosulfato con bacterias sulfuros oxidantes que se encuentran en fase
exponencial; las cuales se fijan al carbón en un periodo de una a dos semanas aproximadamente.
Adicionalmente, una corriente de aire debe burbujear el contenedor donde se encuentra el lecho para
brindar las condiciones aerobias que requieren las bacterias para el crecimiento. A lo largo de estas
semanas, nuevo medio de cultivo debe ser suministrado sobre el lecho para brindar nutrientes a las
bacterias y estabilizar el pH del medio filtrante (Rattanapan & Ounsaneha, 2012).
1.5. Evaluación de parámetros hidrodinámicos en columnas de lecho empacado
Referenciando el proyecto especial de M.P. Torres (2016):
Las velocidades de flujo líquido y gaseoso en contracorriente determinan el límite superior para
el cual una columna empacada opera correctamente. Cuando la velocidad del flujo gaseoso de entrada
aumenta para una determinada velocidad de flujo líquido, se observan comportamientos de
fluidización del material empacado, una retención de líquido en la parte superior de la columna y un
aumento de la presión en la parte inferior de la misma (Elgin & Weiss, n.d.).
Diferentes estudios han encontrado relaciones entre la velocidad del flujo gaseoso con la caída
de presión en la columna, representada también por el líquido de retención. La relación de estos
parámetros se observa de forma exponencial cuando son graficados, en donde se observa un punto de
quiebre en el que el líquido de retención o la caída de presión aumenta de forma significativa con un
leve aumento de la velocidad del flujo gaseoso (ver Figura 4). Es punto de quiebre se establecido
14 Figura 4. Relación entre la velocidad del flujo gaseoso y el líquido acumulado(Zakeri, Einbu, &
Svendsen, 2011)
En la literatura se reportan diferentes métodos de diferentes complejidades para determinar el
líquido retenido en una columna empacada; entre los más utilizados se encuentra el método de
drenaje, el cual como su nombre lo indica, cuantifica el agua drenada en la columna, que es igual al
líquido acumulado dinámico; el método por trazadores, el cual utiliza agentes químicos no reactivos
que permite identificar la distribución de líneas de flujo y tiempos de viaje del fluido en la columna;
y el método gravimétrico, que tiene en cuenta la masa del material de empaque antes y después de
haber tenido contacto con el flujo de la corriente líquida y gaseosa (Schubert & Bauer, 2005).
El método más utilizado por centros de investigación internacionales es el método de drenaje
por su simplicidad en la operación de los instrumentos y su precisión en comparación con los otros
15
OBJETIVOS
Objetivo general
Evaluar la factibilidad de usar bacterias sulfuro oxidantes inmovilizadas en carbón activado
como material de empaque, en un proceso de biofiltración para tratar una corriente gaseosa con H2S.
Objetivos específicos
Establecer un protocolo de inmovilización de bacterias sulfuro oxidantes sobre carbón activado
comercial por medio de una metodología de crecimiento por adsorción física.
Diseñar, fabricar y determinar los parámetros hidrodinámicos de un prototipo experimental de un
biofiltro que tiene como lecho carbón activado y por el cual asciende una corriente gaseosa y se filtra
una corriente líquida.
Evaluar la eficiencia de remoción de H2S y el pH sobre la superficie del material de empaque en
un proceso de biofiltración cuando el medio liquido suministrado al proceso tiene un pH ácido o
neutro.
Evaluar la eficiencia de remoción de H2S y el pH sobre la superficie del material de empaque en
un proceso de biofiltración cuando concentraciones de H2S en la corriente gaseosa de entrada son
16
VOLUMEN 1
17
La investigación preliminar se desarrolla en el marco de un proyecto especial titulado
“Evaluación de una metodología de inmovilización de bacterias sulfuro oxidantes sobre carbón
activado, y evaluación de un biofiltro como prototipo experimental”, cuyo autor es M.P. Torres
(2016), documento que es tomado como base del presente volumen.
Objetivos específicos
Establecer un protocolo de inmovilización de bacterias sulfuro oxidantes sobre carbón activado
comercial por medio de una metodología de crecimiento por adsorción física.
Diseñar, fabricar y determinar los parámetros hidrodinámicos de un prototipo de montaje
experimental de un biofiltro que tiene como lecho carbón activado y por el cual asciende una corriente
gaseosa y se filtra una corriente líquida.
Metodología
2.1. Activación del consorcio bacteriano
Manteniendo lo indicado por M.P. Torres (2016): La empresa Novozymes con la referencia
OdorCap 5700 presenta un producto para el control de olores en aguas residuales a partir del uso de
bacterias oxidantes del azufre. El consorcio bacteriano del producto degrada una variedad de
compuestos entre los que se encuentra el ácido sulfhídrico, el metil mercaptano, el dimetil sulfuro, el
dimetil disulfuro y el ácido propiónico; crece en ambientes tanto aerobio como anaerobios en un
18
El producto se encuentra liofilizado en una matriz sólida, por lo que para realizar la activación
del consorcio bacteriano se preparó medio de cultivo rico en tiosulfato con los componentes
especificados en la Tabla 2, y se ajustó el medio a un pH de 7.5. Posteriormente, se sirvieron 300 mL
de este medio de cultivo en un Erlenmeyer de 500 mL cubriendo éste con un tapón de gasa asegurando
un ajuste con la boquilla. El medio se autoclavó a una temperatura de 120°C por 15 minutos para
eliminar cualquier tipo de contaminación.
Dentro de una cabina de flujo liminar previamente esterilizada, se agregó al medio autoclavado
0.5 gramos del producto OdorCap 5700 y en seguida se ubicó en un shaker a 30°C y a 180 rpm
asegurándose que el tapón de gasa se encontrara ajustado con la boquilla del Erlenmeyer. A esta
solución inoculada se le nombró “Solución madre”, la cual se mantuvo por 4 días en shaker.
Tabla 2. Composición del medio de cultivo para crecimiento de bacterias en la solución madre
Compuesto Concentración [g/L]
Na2S2O3 6
NaH2PO4 1.22
Na2HPO4 1.39
NH4Cl 1
MgCl2 0.1
FeCl3 0.03
CaCl2 0.03
MnCl2 0.03
KNO3 0.5
CH3COONa 1
NaHCO3 2
2.2. Preparación de un pre inóculo
Una vez el consorcio de bacterias se activó y se observó un crecimiento, se realizó un pre inoculo,
el cual consistió en tomar 250 µL de solución madre e inocularlos en 25 mL de medio de cultivo
19 Tabla 3. Medio de cultivo para crecimiento del pre inoculo
Compuesto Concentración [g/L]
NH4Cl 0.1
KH2PO4 0.05
MgSO4*7H2O 0.002
Extracto de levadura 1
Na2S2O3*5 H2O 10
2.3. Inmovilización de bacterias
La inmovilización del consorcio bacteriano sobre carbón activado se llevó a cabo mediante un
proceso de adsorción física con un tratamiento en fase líquida. Para ello, en un Erlenmeyer
previamente esterilizado se ubican 25 g de carbón activado y 250 mL de medio de cultivo especificado
en la Tabla 3. Tanto el carbón activado como el medio de cultivo deben estar esterilizados y lavados.
A esta solución se le inocula un pellet de bacterias del pre inóculo de 25 mL, el cual se obtiene
mediante la centrifugación a 3500 rpm por 10 minutos.
La relación entre masa de carbón activado, volumen del medio de cultivo y volumen del pre
inoculo fue siempre 1:10:1.
En cada manipulación del medio o de las bacterias fue necesario hacer uso de la cabina de flujo
laminar, para crear una atmósfera estéril.
Referenciando lo realizado por M.P. Torres (2016): Cada 5 días el medio de cultivo es
remplazado por uno nuevo para aumentar la disponibilidad de nutrientes que permita generar una
mayor biomasa sobre el carbón activado.
Después de 8 días de inmovilización se toma una muestra de 0.5 gramos del carbón activado los
cuales son mezclados con 10 mL de agua estéril en un tubo falcón. Usando un vortex se agita entre 3
a 5 minutos la muestra para desprender las bacterias del carbón. De la fase líquida se toma una muestra
20
inocula a 30 °C por 5 días. Después de este tiempo se realiza una tinción de Gram para observar la
morfología de las colonias inmovilizadas en el carbón activado.
2.4. Diseño de prototipo experimental de biofiltro
Manteniendo lo realizado por M.P. Torres (2016): Para el diseño del prototipo experimental de
biofiltro se realizó una consulta bibliográfica de estudios donde se diseñaron este tipo de unidades
para escala de laboratorio. A partir de esta revisión se decidió basar el diseño en el trabajo de
investigación de Duan et al.(Duan et al., 2006) en el cual utiliza un biofiltro con las dimensiones y
características que se describen en la Tabla 4.
Tabla 4. Características del modelo base de biofiltro Parámetros
Diámetro de la columna 3.6 cm
Altura de la columna donde se encuentra el lecho empacado 20 cm Peso seco del carbón activado utilizado 107 g Diámetro de partícula del carbón activado 4 mm
Condiciones de operación
Velocidad del flujo gaseoso 0.57-4 L/min
La ubicación de las entradas y salidas de las corrientes de flujo líquidas y gaseosas se discutieron
con estudiantes de la maestría de ingeniería química, proponiendo un diseño en el cual las corrientes
se desplazan en contracorriente, ascendiendo el gas y descendiendo el líquido. De esta forma se
elimina el uso de equipos de bombeo de alto costo. De forma similar, se discute el diseño del
distribuidor de gas y líquido, para el que se propone perforaciones de diámetro de 1 mm.
2.5. Determinación de los parámetros hidrodinámicos
Para determinar los parámetros hidrodinámicos del biofiltro fabricado, se ubicó el biofiltro en
21
flujómetro de 5 L/min, y este a la entrada de aire del biofiltro en la parte inferior. Para la entrada de
flujo de agua se utilizó una bomba peristáltica que bombeaba agua desde un reservorio en un beaker
hasta la entrada de agua en la parte superior del biofiltro. El biofiltro fue llenado con 120 gramos de
carbón activado de diferentes diámetros de partícula, pero asegurándose que estas fueran de tamaños
superiores a los 0.8 mm.
La bomba peristáltica y la válvula de suministro de agua se abrieron inicialmente en las
condiciones más bajas de flujo. Fijando un flujo de agua, se varió gradualmente el flujo de gas de
entrada para determinar cualitativamente los flujos a evaluar evitando la inundación completa de la
columna. Adicionalmente, se evalúo el sistema de distribución del gas para evitar aumentos de presión
en la parte inferior de la columna. Una vez realizada una evaluación cualitativa del comportamiento
de la columna para diferentes flujos de entrada de gas y líquido se determinó la evaluación de los
flujos de corrientes que se muestran en la Tabla 5.
Tabla 5. Conjunto de valores de flujo evaluados por el método del drenaje Volumen de líquido [mL/min] Volumen de gas [L/min]
8 1
8 2
8 3
8 4
Para cada conjunto de valores de flujo, se llevó a cabo el método de drenaje para determinar el
líquido acumulado de la columna. Para esto, se irrigó agua sobre el carbón activado para llegar a su
punto de capacidad de campo, posteriormente se abrieron las válvulas de los flujos de líquido y gas a
las velocidades a evaluar y se esperaron 15 minutos para asegurar la estabilidad del sistema.
Transcurridos los 15 minutos se cierran de forma abrupta las válvulas de entrada de los flujos, y se
deja drenar el líquido de la columna sobre un recipiente hasta no observar más drenado. El volumen
de líquido en el recipiente es medido y registrado.
Las pruebas de drenaje para cada conjunto de valores se realizaron con 4 réplicas para asegurar
22
Resultados
3.1. Inmovilización de bacterias sulfuro oxidantes sobre carbón activado
Para realizar una adecuada inmovilización del consorcio sobre el carbón activado, es importante
que este se inicie cuando las bacterias se encuentran en fase exponencial. La Figura 5 presenta la
curva del crecimiento del consorcio bacteriano, en la cual se puede observar que no existe una fase
de latencia, lo cual sugiere una buena aclimatación de las bacterias en el consorcio. Se observa de
igual forma que la mayor tasa de crecimiento se logra entre las 24 y 32 horas después de la
inoculación. Otro pico de crecimiento de menor magnitud se observa a las 50 horas después de la
inoculación, sugiriendo la activación de algunas especies bacterianas en el consorcio.
Figura 5. Curva de crecimiento del consorcio bacteriano
En la Figura 6A) se observa el crecimiento de colonias de bacterias que se encontraban
inmovilizadas en el carbón activado tras realizar el procedimiento descrito en el inciso 1.2.3.. En el
medio sólido se pueden observar dos tipos de morfologías de colonias, una colonia redonda y blanca,
y otra pequeña blanca y lechosa. En la Figura 6 se observa el resultado de la tinción de Gram, para el
cual se obtienen bacterias Gram negativas con morfología de bacilos Figura 6(B) y cocobacilos Figura
6(C). La presencia de estas dos morfologías coincide con la observación de los dos tipos de colonias. 0,000 0,005 0,010 0,015 0,020 0,025 0,030 0,035 0,040
0 20 40 60 80 100
Ab so rb an cia Tiempo [h]
23
La presencia de bacilos Gram negativos de tamaño considerablemente pequeño indica una posible
relación del consorcio con el género Thiobacillus, responsable de la degradación del tiosulfato.
Figura 6. Observación de bacterias inmovilizadas en carbón activado A) Crecimiento de colonias de bacterias en medio sólido. B) Bacterias Gram negativas con morfología de bacilos procedentes de colonias grandes. C) Bacterias Gram negativas con morfología de cocobacilos procedente de
colonias pequeñas.
3.2. Diseño del prototipo experimental del biofiltro
Manteniendo lo elaborado por M.P. Torres (2016) en la Tabla 6 se encuentran las dimensiones
del prototipo experimental y en el Anexo 2 los planos del diseño que fue fabricado.
Tabla 6. Dimensiones del prototipo del biofiltro
Parámetros Valor
Diámetro interno de la columna 4 cm
Diámetro externo de la columna 4.6 cm
Altura de la columna donde se encuentra el lecho empacado
20 cm
Altura total de la columna 30 cm
24 3.3. Evaluación de los parámetros hidrodinámicos
Manteniendo los realizado por M.P. Torres (2016):
Pruebas visuales al biofiltro se realizaron previamente a la ejecución de las pruebas de drenaje
para observar el comportamiento de los diferentes componentes de la columna. De estas pruebas
visuales, se encontró que el distribuido del flujo gaseoso en la parte inferior de la columna se
encontraba soportado por el tubo de entrada del flujo (Ver Figura 7A)), lo cual generaba altas
presiones en la parte inferior y direccionaba el gas hacia el punto de salida del fluido de agua, evitando
de esta forma el drenaje del agua y el ascenso del aire.
Para dar solución a esta dificultad de diseño se reemplazó el distribuidor inferior por una malla
metálica disponible en el laboratorio de escalado de procesos, que no hiciera contacto con el tubo de
entrada de flujo de gas y que se ajustara a presión al perímetro de la columna. Adicionalmente, la
cabeza inferior de la columna se llenó con perlas de vidrio y un volumen de agua que sobrepasara la
salida de flujo de agua para asegurar de esta forma el ascenso del aire, tal y como se muestra en la
Figura 7B).
Figura 7. Modificaciones al distribuidor de gas en el inferior de la columna: A) Distribuido de gas en contacto con el punto de entrada del fluido. B) Malla metálica de soporte y perlas de vidrio para
25
La modificación en el distribuidor de aire permitió continuar con la evaluación de los parámetros
hidrodinámicos. La Figura 8 muestra los resultados después de llevar a cabo la metodología del inciso
1.2.5. En estos resultados se muestra la velocidad de flujo límite de inundación de la columna
diseñada, que como se observa, el flujo límite de inundación se encuentra acotado tanto en la parte
inferior como en la parte superior del rango de velocidades de flujo de la corriente gaseosa, es decir,
que para las velocidades de flujo de 1 y 4 L/min se observará una mayor retención del fluido líquido
a lo largo de la columna.
Figura 8. Velocidad de flujo límite de inundación para un flujo de agua de 8 mL/min
Estos puntos de quiebre se interpretan como limites sobre los cuales un flujo mayor o menor de
corriente gaseosa provoca inundación en la columna y una falla en la operación y la eficiencia de la
misma. Velocidades de flujo por encima de 4 L/min producirán aumentos de presión en la parte
inferior de la columna suficientes para contrarrestar la fuerza de gravedad y mantener el flujo de agua
retenido en la parte superior de la columna, hasta generar una fluidización del lecho y una inundación
de la misma. Por el contrario, velocidades de flujo menor a 1 L/min permitirán un drenaje del agua
hacia la parte inferior de la columna a una tasa mayor a la del sistema de evacuación, por lo que la
columna se comienza a inundar de abajo hacia arriba y la corriente de aire es obligada a salir por el
mismo punto de evacuación del agua. 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24
0 1 2 3 4 5
Volu m en d re n ad o [ m L]
26
Para velocidades de flujo entre 2 y 3 L/min, la columna se comporta de forma estable, reteniendo
siempre la misma cantidad de volumen de agua, por lo que un rango adecuado de velocidad de flujo
de la corriente gaseosa en la columna sería entre 2 y 3 L/min.
Si se comparan estos resultados con los parámetros de operación del modelo en el cual se basó
el diseño de la columna, se observan similitudes en el rango de velocidad de flujo de la corriente
gaseosa, siendo la del modelo descrito en la literatura de 0.57 a 4 L/min, y la del diseño propuesto de
2 a 4 L/min. (Duan et al., 2006)
Conclusiones
El consorcio de bacterias obtenido en el producto OdorCap 5700 corresponde a bacterias Gram
negativas con morfología principalmente de bacilos y en una pequeña proporción a bacterias con
morfología de cocobacilos, que crecen en un medio de cultivo rico en tiosulfato y de sales minerales
que sirven como nutrientes para el crecimiento de este consorcio.
Es posible observar inmovilización de bacterias en el carbón activado mediante la metodología
propuesta en este capítulo. Para lograr un proceso de inmovilización es indispensable mantener
condiciones óptimas de crecimiento al consorcio de bacterias, para esto es necesario una
inmovilización a 30°C, con una agitación suave que permita la aireación, y un medio rico en tiosulfato
a pH neutro para estimular la presencia de bacterias sulfuro oxidantes.
Por otro lado, se diseñó, fabricó y evaluó un prototipo experimental de biofiltro. Mediante el
método del drenaje, se estableció un rango de operatividad de la velocidad de flujo de la corriente
gaseosa entre 2 y 4 L/min para una velocidad de flujo de la corriente líquida de 8 mL/min.
27
caídas de presión en la parte inferior de la columna, para el cual se reemplazó el distribuidor diseñado
28
VOLUMEN 2
29
El presente volumen se desarrolla en el marco de un proyecto de grado, en donde se realiza el
desarrollo experimental de un proceso de biofiltración para la remoción de H2S.
Objetivos específicos
Evaluar la eficiencia de remoción de H2S y el pH sobre la superficie del material de empaque en
un proceso de biofiltración cuando el medio liquido suministrado al proceso tiene un pH ácido o
neutro.
Evaluar la eficiencia de remoción de H2S y el pH sobre la superficie del material de empaque en
un proceso de biofiltración cuando concentraciones de H2S en la corriente gaseosa de entrada son
altas o bajas.
Metodología
2.1. Montaje de laboratorio
Para evaluar el desempeño del biofiltro un montaje experimental de laboratorio es realizado
dentro de una cabina de extracción. El montaje consta principalmente de tres etapas: etapa de
generación de H2S, etapa de biofiltración del H2S generado, y etapa de captura del H2S residual.
La etapa de generación de H2S consta de un módulo de humidificación; un balón de tres bocas
donde sucede la reacción entre una solución a 0.5 M de sulfuro de sodio (Na2S) y el ácido clorhídrico
(HCl) al 5.5% para generar el H2S; y una bomba jeringa donde se dispensa un volumen específico de
30
mantener el flujo deseado de aire a lo largo de todo el sistema. Adicionalmente, entre el balón y el
segundo flujómetro se encuentra un punto de muestreo para determinar la concentración de H2S
generada en la reacción; esta medición se realiza con el sensor de gas Optima 7 Biogas de MRU®.
La segunda etapa corresponde a la biofiltración del H2S, en la cual se ubica la columna
biofiltradora con las dimensiones y características hidrodinámicas que se especificas en los incisos
1.3.2 y 1.3.3. El biofiltro tiene bacterias sulfuro oxidantes inmovilizadas en carbón activado como
material de empaque (ver inciso 1.2.3.); funciona en contra-corriente, en donde el flujo de gas (H2S
y aire) entra por la parte inferior y sale por la parte superior de la columna, y el flujo de líquido (medio
nutritivo de las bacterias sin tiosulfato) entra por la parte superior y sale por la parte inferior de la
columna. El líquido es bombeado a la columna por medio de una bomba peristáltica. A la salida del
flujo gaseoso, se encuentra un segundo punto de muestreo para medir la concentración de H2S y
determinar la remoción del contaminante.
Dado que la eficiencia de remoción no siempre es del 100%, y queriendo evitar la salida del gas
al exterior, la tercera etapa corresponde a la captura del H2S que no fue adsorbido por el material de
empaque y sale por la parte superior de la columna. La captura del gas se realiza mediante una
solución a 0.5 M de sulfato de cobre (CuSO4) que se encuentra en un frasco de vidrio que funciona
como lavador de gases.
En el Anexo 3 se indican con detalle las características de cada uno de los elementos del montaje
y parámetros fijos de operación.
2.2. Arranque del montaje de laboratorio
Para arrancar el montaje es necesario poner el volumen adecuado tanto de solución de Na2S en
31
jeringa de últimas para que no hayan fugas de líquido que puedan generar H2S. Todas las conexiones
del montaje deben estar correctamente selladas, para ello se hace uso de cinta parafilm; para
comprobar el sellamiento se moja ligeramente con agua y jabón las conexiones para observar
formaciones de burbujas. Si se evidencian burbujas es necesario hacer un nuevo recubrimiento con
la cinta.
Una vez conectadas todas las secciones se abre lentamente el flujo de gas y se regula su paso al
balón por medio del primer flujómetro; una vez esta corriente se encuentra estable, se activa la bomba
jeringa teniendo en cuenta la tasa requerida para la generación de una concentración específica de
H2S por un tiempo determinado. Con el segundo flujómetro, se regula la tasa volumétrica de gas que
entra a la columna, teniendo en cuenta que esta se debe encontrar dentro de los flujos admitidos por
la hidrodinámica del biofiltro.
2.3. Operación del montaje de laboratorio
La operación del montaje se realiza por un periodo de cinco días, en donde diariamente se genera
H2S de forma continua por un tiempo de 2 a 3 horas. Antes de generar el H2S, se suministra al biofiltro
el flujo líquido por un tiempo de 3 a 5 min.
Teniendo en cuenta que la reacción de generación de H2S se produce entre dos soluciones de
reactivos, el principio de Le Chatelier influye de forma considerable en la cantidad de H2S generada
a lo largo del tiempo en el reactor; por ello es importante siempre tomar el muestreo de las
concentraciones de entrada y salida del biofiltro una vez a transcurrido tres cuartos del tiempo
estimado de generación continua; es decir, si se está evaluando una generación continua de 60
32
Para suspender el proceso, es necesario pausar la bomba jeringa y cerrar apropiadamente todas
las válvulas de gases.
Para iniciar nuevamente la operación del montaje se siguen los pasos de la sección 2.2.
2.4. Generación del ácido sulfhídrico y captura con sulfato de cobre
La generación de H2S se hace a partir de la reacción del Na2S y el HCl como lo indica la
Ecuación 9.
𝑁𝑎2𝑆 + 2𝐻𝐶𝑙 → 𝐻2𝑆 + 2𝑁𝑎𝐶𝑙 (𝐸𝑐. 9)
La entalpia de la reacción es de -149.20 kJ, es decir, es una reacción exotérmica; la energía
libre es de -142.55 kJ, lo cual hace de la reacción una reacción espontánea; la constante de
equilibrio es de 6.616e19 a 25 °C, lo que indica una alta generación de productos. (Ebbing, 1990).
Con una solución de 0.5M de Na2S y del 5.55% peso a peso de HCl se generan entre 50 y 700
ppm de H2S con un flujo de gas de entrada al balón de tres bocas de 4 L/min. Una solución de 0.5 M
de CuSO4 es usada para atrapar el H2S que es generado y no es removido por el biofiltro. La reacción
de estos dos compuestos genera un precipitado de sulfuro de cobre (CuS) tras producirse una reacción
de doble desplazamiento que se indica en la ecuación 10.
𝐶𝑢𝑆𝑂4+ 𝐻2𝑆 → 𝐶𝑢𝑆 ↓ +𝐻2𝑆𝑂4 (𝑒𝑐. 10)
En el Anexo 4 se presenta con mayor detalle los volúmenes y tasas de bombeo de los diferentes
reactivos para generar diferentes concentraciones de H2S.
En la Figura 9 se observan las diferentes etapas de la reacción entre el Na2S y el HCl para la
generación de H2S, y la reacción entre el H2S y el CuSO4 para generar el precipitado de CuS. En la
33
translucida de la solución de Na2S y el azul característico de la solución de CuSO4. Una vez el HCl
comienza a ser dispensado sobre el Na2S, la tonalidad de la solución en el balón se torna amarilla
verdosa como observa en la Figura 9B), indicando la liberación de azufre; de forma instantánea se
observa la presencia de un precipitado color negro en la solución de CuSO4. Una vez la solución se
satura, se observa un tono blanco como el que se muestra en la Figura 9C), esta tonalidad indica la
presencia de NaCl.
Figura 9. Etapas en la reacción de Na2S y HCl. A) Condiciones iniciales de la solución de Na2S y CuSO4. B) Condiciones para la solución de Na2S y CuSO4 cuando hay formación de H2S. C)
Condiciones de saturación de la solución de Na2S y CuSO4.
2.5. Diseño experimental
Teniendo en cuenta que el pH en el sistema y la concentración de entrada de H2S son variables
de operación determinantes en el proceso de remoción de H2S en un proceso de biofiltración, se
34 Factor 1: pH del medio de cultivo irrigado en el biofiltro.
Niveles: pH ácido (4) y pH neutro (7).
Variables respuesta: Porcentaje de remoción de H2S; esta variable se mide a partir de la
cuantificación de la concentración de entrada y salida al biofiltro. pH de la superficie del carbón; esta
variable se mide a partir de una muestra de carbón en el lecho empacado.
Factor 2: Concentración de entrada de H2S.
Niveles: Concentración baja (50-300 ppm) y concentración alta (300-700 ppm).
Variables respuesta: Porcentaje de remoción de H2S; esta variable se mide a partir de la
cuantificación de la concentración de entrada y salida al biofiltro. pH de la superficie del carbón, esta
variable se mide a partir de una muestra del lecho empacado.
Este diseño factorial completo corresponde a un total de cuatro corridas de medición.
Adicionalmente, una quinta corrida es llevada a cabo como control experimental. Este control
consiste en evaluar las variables respuestas cuando el carbón activado en el biofiltro no tiene bacterias
inmovilizadas.
2.6. Caracterización de los grupos funcionales del carbón activado
La titulación de Boehm es un procedimiento general por el cual se cuantifica la cantidad de
grupos funcionales ácidos y básicos que hay sobre la superficie del carbón activado. El método
consiste en tomar una cantidad conocida de carbón activado y adicionarla a 50 mL de tres soluciones
básicas: Na2CO3, NaOH y NaHCO3, y una solución ácida de HCl de concentraciones de 0.1N. Las
diferentes muestras son puestas sobre un agitador magnético por 48 horas, de tal forma que el
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el carbón es filtrado y una alícuota de 8 mL de líquido es tomada; para las muestras sumergidas en
las soluciones básicas, se le agregan 10 mL de HCl al 0.1N y se titula con una solución estandarizada
de NaOH al 0.1 N adicionando dos gotas de fenolftaleína como indicador. Para la muestra sumergida
en la solución ácida, se le agregan 10 mL de NaOH al 0.1N y se titula con una solución estandarizada
de HCl al 0.1N. Adicionalmente, es necesario titular las soluciones básicas y ácidas utilizadas para
determinar las concentraciones blanco(Goertzen, 2010).
La solución de Na2CO3 neutralizará los grupos lactónicos y carboxílicos del carbón, la solución
de NaOH neutralizará todos los grupos funcionales ácidos sobre la superficie del carbón (lactónicos,
carboxílicos y fenoles), y la solución de NaHCO3 neutralizará únicamente los grupos carboxílicos;
por otro lado la solución de HCl neutralizará todos los grupos funcionales básicos que se encuentren
sobre la superficie del carbón (Goertzen, 2010).
Con las ecuaciones 11, 12, 13 y 14 se calculan la cantidad de moles neutralizados por cada una
de las bases y el ácido. 𝑉𝐵 es el volumen de 50 mL de las soluciones, 𝑉𝐻𝐶𝑙 es el volumen de 10 mL
agregado a las soluciones básicas y el titulado en la solución ácida, 𝑉𝑁𝑎𝑂𝐻 es el volumen titulado en
las soluciones básicas y los 10 mL agregados en la solución ácida, 𝑉𝑎 es el volumen de 8 mL de la
alícuota tomadas de cada solución (Goertzen, 2010).
𝑛𝑚𝑜𝑙𝑒𝑠𝑁𝑎2𝐶𝑂3=
2
1∗ 𝐶𝐵𝑙𝑎𝑛𝑐𝑜𝑁𝑎2𝐶𝑂3∗ 𝑉𝐵− (𝐶𝐻𝐶𝑙∗ 𝑉𝐻𝐶𝑙− 𝐶𝑁𝑎𝑂𝐻∗ 𝑉𝑁𝑎𝑂𝐻) ∗
𝑉𝐵 𝑉𝑎
(𝐸𝑐. 11)
𝑛𝑚𝑜𝑙𝑒𝑠𝑁𝑎𝑂𝐻 = 𝐶𝐵𝑙𝑎𝑛𝑐𝑜_𝑁𝑎𝑂𝐻∗ 𝑉𝐵− (𝐶𝐻𝐶𝑙∗ 𝑉𝐻𝐶𝑙− 𝐶𝑁𝑎𝑂𝐻∗ 𝑉𝑁𝑎𝑂𝐻) ∗ 𝑉𝐵 𝑉𝑎
(𝐸𝑐. 12)
𝑛𝑚𝑜𝑙𝑒𝑠𝑁𝑎𝐻𝐶𝑂3 = 𝐶𝐵𝑙𝑎𝑛𝑐𝑜_𝑁𝑎𝐻𝐶𝑂3∗ 𝑉𝐵− (𝐶𝐻𝐶𝑙∗ 𝑉𝐻𝐶𝑙− 𝐶𝑁𝑎𝑂𝐻∗ 𝑉𝑁𝑎𝑂𝐻) ∗
𝑉𝐵 𝑉𝑎
(𝐸𝑐. 13)
𝑛𝑚𝑜𝑙𝑒𝑠𝐻𝐶𝑙= 𝐶𝐵𝑙𝑎𝑛𝑐𝑜𝐻𝐶𝑙∗ 𝑉𝐵− (𝐶𝑁𝑎𝑂𝐻∗ 𝑉𝑁𝑎𝑂𝐻− 𝐶𝐻𝐶𝑙∗ 𝑉𝐻𝐶𝑙) ∗
𝑉𝐵 𝑉𝑎
