PROGRAMA Y GUIONES DE PRÁCTICAS DE LA ASIGNATURA

Universidad Autónoma de Madrid

Departamento de Ecología

Asignatura: ECOLOGÍA (3º de Biología)

PROGRAMA Y GUIONES DE PRÁCTICAS

DE LA ASIGNATURA

Curso 2012-2013

Coordinador de Prácticas:

Francisco M. Azcárate

(Despacho C-118, Edificio de Biología;

PROGRAMA

Bloque 1. Estudio interdisciplinar de un territorio (pág. 2).

Contenidos: Cartografía temática. Análisis de fotografía aérea. Reconocimiento de campo. Integración y síntesis. Unidades Ambientales.

Ámbito: El Vellón (Madrid).

Estructura: Cartografía I. Laboratorio. 4 h. Salida a El Vellón. Campo. 5 h. Cartografía II. Laboratorio 4 h.

Bloque 2. Aproximación a los sistemas acuáticos lóticos (pág. 10).

Contenidos: Toma de datos fisicoquímicos y biológicos. Elaboración de datos. Índices de calidad de aguas.

Ámbito: Río Guadalix.

Estructura: Salida al río Guadalix. Campo. 5 h. Tratamientos I. Laboratorio. 3 h.

Bloque 3. Dinámica térmica de un lago (pág. 27).

Contenidos: Factores. Estratificación. Consecuencias ecológicas.

Ámbito: Modelos.

Estructura: Laboratorio. 3 h.

Bloque 4. Muestreo y tratamiento de datos (pág. 31).

Contenidos: Muestreo de vegetación. Descripción de datos. Planteamiento y contraste de hipótesis.

Ámbito: El Vellón y otros.

Estructura: Salida Muestreo El Vellón. Campo. 4h. Tratamientos I. Aulas de informática. 3 h. Tratamientos II. Aulas de informática. 3 h.

Bloque 5. Metapoblaciones y conservación de especies (pág. 50).

Contenidos: Análisis de dinámicas poblacionales. Factores. Casos. Aplicaciones.

Ámbito: Modelos.

Bloque 1. ESTUDIO INTERDISCIPLINAR DE UN TERRITORIO

(3 sesiones: dos de gabinete y una de campo)

OBJETIVOS

 Facilitar el contacto con un espacio físico determinado, donde realizar un trabajo de campo para la interpretación de la estructura y funcionamiento del territorio a variadas escalas de detalle

 Conseguir un entrenamiento en la realización de un inventario ambiental del territorio, describiendo las diferentes variables ecológicas, abióticas y bióticas que componen el medio, así como el conjunto de interacciones que mantienen entre ellas.

 Buscar indicadores que faciliten el paso del fenosistema (lo que se ve) al criptosistema (que necesita de instrumentos de observación o medida).

 Iniciarse en la realización de trabajos en equipo.

MÉTODOS

Sesión 1 (gabinete):

PLANIFICACIÓN DEL ESTUDIO Y EXAMEN DE LOS

MATERIALES CARTOGRÁFICOS

1. La zona de trabajo será en El Vellón (Madrid), en una superficie de unos 15 km2 _{. En esta}

sesión se trata de abordar una interpretación preliminar del territorio sobre la base de: Análisis de cartografía (ver anexo I), incluyendo:

- Mapa topográfico 1:10.000 - Mapa geológico 1:50.000

- Mapa de series vegetación potencial 1:400.000

Resultado: Interpretación temática del territorio y croquis sobre papel vegetal para cada aspecto indicado por separado. EN NINGÚN CASO SE PINTARÁ DIRECTAMENTE SOBRE LOS MAPAS.

Fotointerpretación estereoscópica de fotogramas aéreos, escala 1:18.000, considerando:

- Relieve y Geomorfología

- Hidrología (red y cuencas hidrográficas) - Vegetación y usos del suelo

Resultado: Interpretación temática del territorio y croquis en papel acetato con la fotointerpretación para cada aspecto indicado. EN NINGÚN CASO SE PINTARÁ DIRECTAMENTE SOBRE LAS FOTOS.

Primera aproximación cartográfica, escala 1:10.000, sobre papel vegetal, que se terminará en la tercera sesión. Se considerarán los siguientes aspectos, con las siguientes unidades indicativas:

Litología: Gneis

Cretácico (arenas y calizas)

Terciario (conglomerados, arenas, arcillas y yesos) Cuaternario (aluvial y coluvial)

Geomorfología: Rampa

Cuesta estructural Glacis-vertiente Barrancos

Terrazas fluviales

Vegetación: Encinar carpetano Prados con cercas arboladas Arbolado disperso-matorral Arbolado denso forestal Encinar manchego Vegetación barrancos

Arbolado denso-forestal Arbolado disperso-matorral Cultivos abandonados-matorral Secano extensivo Secano intensivo Regadío

Vegetación de ribera Ribera Actuaciones humanas: Urbano

Carreteras y caminos Canal

2. Análisis de datos climáticos (temperatura y precipitación) para 2 estaciones meteorológicas representativas de la zona (datos de Elías y Ruíz, 1977):

Talamanca del Jarama

Guadalix de la Sierra

Resultado: Sendos climodiagramas ombrotérmicos en papel milimetrado. Son estos una representación cartesiana de los valores mensuales de temperatura (ºC) y precipitación (mm., en escala P=2T). Interpretación y comparación.

3. Cada grupo guardará los resultados elaborados y los traerá a las siguientes sesiones.

Sesión 2:

EVALUACIÓN EN CAMPO

1. Recorrido en autobús por la zona de campo, con paradas y recorridos a pie en los puntos más significativos. Cada grupo llevará el material generado en la sesión anterior con el fin de poder contrastar y completar el análisis con la realidad.

Sesión 3 (gabinete):

ELABORACIÓN Y SÍNTESIS

1. Reinterpretación cartográfica de los distintos aspectos temáticos considerados, en función del trabajo de la primera sesión y el contraste de campo.

Resultado: Planos a escala 1:10.000: Litológico, Geomorfológico (formas y procesos), vegetación y usos (unidades de vegetación y usos del suelo agrarios y forestales). 2. Elaboración y caracterización de unidades ambientales, por los métodos de:

Superposición de cartografía temática y reconocimiento de sectores homogéneos respecto a los distintos aspectos.

Elaboración de matrices sucesivas entre los distintos aspectos e identificación de las coincidencias existentes en el territorio de referencia.

BIBLIOGRAFÍA (existente en bibliotecas UAM)

- Aguiló, M. Y otros. 2000. Guía para la elaboración de estudios del medio físico contenido

y metodología. CEOTMA. Madrid.

Amplia recopilación de las principales técnicas para la recogida, tratamiento, elaboración y presentación de datos relativos al medio: gea, clima, geomorfología, suelos, agua, vegetación, fauna, recursos culturales, paisaje, riesgos naturales, etc. Referencia imprescindible para aprender a trabajar.

- Ayala, F.J. 1988. Atlas geocientífico del medio natural de la Comunidad de Madrid. Instituto Geológico y Minero de España-CAM. Madrid

- CAM. 1992. Atlas de la Comunidad de Madrid. Comunidad de Madrid. Madrid.

Dos atlas sintéticos y cartográficos del medio madrileño, el primero con más énfasis en los aspectos físicos y el segundo con una aproximación más geográfica.

- Elías, F. y Ruíz, L. 1977. Agroclimatología de España. Ministerio de Agricultura. Madrid.

Compendio de datos climatológicos para numerosas estaciones españolas

- González Bernáldez, F. 1981. Ecología y paisaje. Blume. Madrid.

Clásica y original aportación del fundador del Dpto. de Ecología de la UAM, presentando ideas novedosas y recopilando otras existentes para el estudio y la interpretación integral del medio.

- González Bernáldez, F. Y otros 1982. Collado Mediano Hombre y naturaleza a través del

tiempo. Diputación de Madrid. Madrid.

Clásica interpretación de la historia ecológica y el paisaje de este municipio y su entorno, enfocado a la comunicación y educación efectivas.

- Izco, J. 1984. Madrid Verde. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación, Madrid.

Completa y accesible síntesis del paisaje vegetal madrileño.

- Ramos, A. y otros. 1979. Planificación física y Ecología. EMESA. Madrid.

Síntesis de las escuelas y metodologías para abordar una ordenación del territorio basada en el significado y peso propio de los factores del medio.

- Ramírez, L. 1992. Cartografía ecológica del Parque Regional de la Cuenca Alta del

Manzanares ensayo preliminar para la evaluación automática del territorio. Centro de

Investigación Fernando González Bernáldez. Madrid.

Moderna aplicación de las técnicas de cartografía ecológica en este espacio protegido.

- Ruiz, J.P. y Moreno, M. 2002. La Sierra del Rincón. Hombre y Naturaleza a través del

tiempo. Comunidad de Madrid. Madrid.

ANEXO I:

FUENTES DOCUMENTALES (información general)

La recopilación y análisis de información previa acerca del problema o cuestión de interés permite, ante todo, no intentar reinventar la rueda, y enriquece y facilita notablemente el desarrollo de cualquier trabajo científico o técnico. Existen en Madrid una serie de Centros Oficiales que disponen de bibliotecas y cartotecas para consulta y/o préstamo, así como de servicios de venta al público. Las diferentes series cartográficas de ámbito estatal proporcionan abundante información temática, especialmente útil para los aspectos geográficos o de contorno en Ecología. Las diferentes Comunidades Autónomas complementan esta información con la publicación de sus propias series cartográficas y de fotografía aérea. SERIES CARTOGRÁFICAS Y FOTOGRAFÍA AÉREA DE ÁMBITO ESTATAL

Instituto Geográfico Nacional (www.ign.es) España 1:500.000, 1:1.000.000 (Lambert) Provinciales 1:200.000 (UTM)

Mapa Topográfico Nacional 1:25.000, 1:50.000 (UTM), estos últimos disponibles gratuitamente en la cartoteca, como documentos pdf accesibles a través de su web. La serie 1:25.000 se comercializa en formato digital georreferenciado

Foto aérea de toda España 1981-84 1:30.000 y 1999-2000 1:40.000, comercializados también en formato digital (TIFF)

Vuelo Interministerial 1985-86 1:18.000 (Consultar otras escalas y fechas)

Ortoimágenes espaciales: Landsat 5 TM y 7 ETM+ 1:100.000, 1:250.000 (UTM) y Spot 1:50.000 (UTM)

Servicio Geográfico del Ejército:

Cartografía Militar 1:10.000 (en realización), 1:25.000, 1:50.000, 1:100.000, 1:200.000, 1:250.000, 1:400.000, 1:800.000 (UTM)

Instituto Tecnológico y Geominero:

Mapa Geológico 1:25.000 (Canarias, Menorca e Ibiza), 1:50.000, 1:200.000, 1:1.000.000 Mapa Geológico de la Plataforma Continental y Zonas Adyacentes 1:200.000

Mapas Geomorfológico, Neotectónico, Hidrogeológico, (en realización) 1:50.000 Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación:

Mapa de Cultivos y Aprovechamientos 1:50.000, 1:200.000 (provinciales), 1:1.000.000 Mapa de Clases Agrológicas (en realización) 1:50.000

Mapa de Vegetación 1:200.000 Mapa Forestal 1:200.000

Mapa de las Series de Vegetación 1:200.000 Mapa de Estados Erosivos 1:400.000

IRYDA: Fotos del Vuelo Interministerial 1976-80 1:18.000 C.S.I.C.:

Mapa de Suelos de España 1:1.000.000 C.E.C.A.F.:

Varias Series de Cartografía Aeronáutica

Foto aérea de toda España 1945 1:45.000 y 1956 1:30.000 Vuelo Interministerial 1978-83 1:18.000

Centro de Gestión Catastral y Cooperación Tributaria (Ministerio de Economía y Hacienda, www.meh.es)

Catastro de Rústica. Ortofotos y Planos parcelarios 1: 2.500, 1:5.000 (en realización) Catastro de Urbana. Ortofotos y Planos parcelarios 1:500 y 1:1.000 (en realización)

Fotos del Vuelo Interministerial 1978-83 y 1997 1:18.000 (algunas disponibles en formato digital y georreferenciadas)

Dirección General de Carreteras del Ministerio de Fomento: Fotos del Vuelo Interministerial 1977-83 1:18.000

Trazas de carreteras de su competencia

Consejería de Obras Públicas (Comunidad de Madrid): Mapa de la Comunidad 1:100.000, 1:200.000

Mapa Topográfico 1:2.000 (en realización), 1:5.000 (en realización), 1:10.000, 1:10.000 (reducción del 1:5.000), 1:25.000, 1:25.000 (reducción del 1:5.000)

Mapa de Planeamiento Urbanístico 1:50.000

Fotografías aéreas: varios vuelos y escalas (color y b/n)

Dirección General de Agricultura y Ganadería (Comunidad de Madrid):

Mapa Litológico, Mapa Fisiográfico, Mapa de Formaciones Vegetales y usos actuales del suelo, Mapa edafológico, Mapa de Vías Pecuarias 1:200.000

CENTROS OFICIALES EN MADRID PARA DOCUMENTACION Y CONSULTA

- Consejería de Medio Ambiente y Desarrollo (Comunidad de Madrid). Princesa, 3. Biblioteca. http://medioambiente.madrid.org/webma/cartografia/accesoimg.asp

- Consejería de Obras Públicas (Comunidad de Madrid). Maudes, 17. Cartoteca y biblioteca. http://www.madrid.org/cmadrid/publicacionesoput/cartograf.htm

- Instituto Nacional de Meteorología. Ciudad Universitaria. Biblioteca. Banco de datos. http://www.inm.es/

http://www.mma.es/index.htm

- Dirección Gral. de Conservación de la Naturaleza (antiguo ICONA). Gran Vía de San Francisco, 4. Biblioteca. http://www.mma.es/bd_nat/menu.htm

- Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Paseo Infanta Isabel, 1. http://www.mapya.es/

- Instituto Geográfico Nacional. General Martínez Ibero, 3. Biblioteca, Cartoteca. http://www.mfom.es/ign/top_geografico.html

- Instituto Tecnológico y Geominero de España. Ríos Rosas, 23. Biblioteca. http://www.igme.es/internet/principal.asp

- Instituto de Ciencias Medio-Ambentales. CSIC. Serrano, 117. Biblioteca. - Jardín Botánico. Cuesta Moyano. Biblioteca.

- Bibliotecas y Departamentos de otras Universidades ADQUISICIÓN DE MATERIALES CARTOGRÁFICOS

- Consejería de Obras Públicas (Comunidad de Madrid). Maudes, 17.

- Centro Nacional de Información Cartográfica. General Martínez Ibero, 3. - Dirección General de Desarrollo Rural, MAPA. Paseo de la Castellana, 112. - La Tienda Verde. Maudes, 38.

Bloque 2. APROXIMACIÓN A LOS SISTEMAS ACUÁTICOS

LÓTICOS: MUESTREO, TRATAMIENTO DE DATOS E ÍNDICES DE

CALIDAD DEL AGUA.

(2 sesiones: una de campo y una de gabinete)

Sesión 1 (campo):

MUESTREO DE PARÁMETROS FÍSICO-QUÍMICOS Y

BIOLÓGICOS

Introducción

Los sistemas de aguas continentales se clasifican de acuerdo a sus características fisico-químicas y según el eje que define su funcionalidad, es decir, por ejemplo, en los sistemas de aguas tranquilas como lagos, estanques o lagunas (sistemas lénticos o leníticos) los procesos funcionales como la producción primaria, la descomposición, el transporte de materiales, etc. se desarrollan a lo largo de un eje vertical (superficie-fondo) que viene marcado por la gravedad y la penetración de la luz. En los ambientes que fluyen como los ríos (sistemas lóticos), este eje funcional, aunque también marcado por la gravedad, es prácticamente horizontal (cabecera-desembocadura), produciéndose diferencias en su estructura física (velocidad de la corriente, transporte de materiales, turbulencias, etc.) y generándose cambios en las propiedades del agua y, por lo tanto, de las comunidades que viven en el sistema, a lo largo de su recorrido. Por este motivo, es interesante conocer algunas características fundamentales del ecosistema, como la velocidad de la corriente, la cantidad de sales disueltas (conductividad), la proporción de protones (pH), el oxígeno disuelto o la temperatura del agua.

Objetivos

 Iniciarse en las metodologías de muestreo de los sistemas acuáticos.  Medición de algunos parámetros fundamentales en los sistemas lóticos.

 Observación de posibles cambios en las características del sistema a lo largo de su recorrido y discusión de sus causas.

Materiales y Metodología - 2 pHmetros - 2 Conductivímetros - 2 Oxímetros - 6 frascos lavadores - Papel

- Cintas métricas y metros rígidos - 2 Cronómetros, 2 naranja

- Tubos con acetona al 90% para la extracción de clorofilas bentónicas - Bastoncillos, cutter, reglas pequeñas, rotuladores

- Botes de litro de vidrio para recoger muestras de agua. - Botas

- Guantes

Lugar de Muestreo

El muestreo se realizará en el río Guadalix, al NE de la CAM. A lo largo de su cauce se realizarán tres paradas para la toma de muestras (Ver Figura 1). El primer punto de muestreo se encuentra situado poco antes de San Agustín de Guadalix en una zona recreativa El segundo punto está en la carretera entre Pedrezuela y la urbanización de Corepo. El tercer lugar de toma de muestras se encuentra situado a la salida de Guadalix de la Sierra, poco antes del comienzo del embalse de Pedrezuela.. En cada punto de muestreo se medirán los mismos parámetros: conductividad, oxígeno disuelto, temperatura, pH, concentración de pigmentos (de organismos planctónicos y bentónicos), velocidad de la corriente, perfil del cauce y amplitud del bosque de ribera.

Procedimiento para la medición de los parámetros:

1. El oxígeno: Para la medición de la concentración de oxígeno se utilizará un oxímetro unido a una sonda. El oxímetro habrá sido previamente calibrado. La sonda está protegida con un capuchón que hay que retirar cuidadosamente antes de la medición. Para medir, se introduce la sonda en el agua y se mueve en círculos lentamente mientras que se enciende el aparato y se espera a que se estabilice la medida. Una vez estabilizada se anota el valor de la concentración de oxígeno en mg l-1 _{y en % de saturación así como la temperatura del agua. La}

medición se realizará en tres puntos distintos separados unos metros unos de otros (aguas arriba y aguas abajo), preferentemente en la zona central del río. Después de medir, el electrodo ha de ser lavado con agua destilada cuidadosamente y protegido con el capuchón. 2. Sales disueltas (conductividad): Para medir este parámetro se utilizará un conductivímetro unido a una sonda. El conductivímetro habrá sido previamente calibrado. Para medir, se introduce la sonda en el agua, se enciende el aparato y se espera que se estabilice la medida. Una vez estabilizada se anota el valor de la conductividad así como la temperatura del agua. La medición se realizará en tres puntos distintos separados unos metros unos de otros (aguas arriba y aguas abajo), preferentemente en la zona central del río. Después de medir, el electrodo ha de ser lavado con agua destilada cuidadosamente.

3. Temperatura del agua: La temperatura del agua puede ser medida con cualquiera de

las sondas que se utilizarán para medir el pH, la conductividad o la concentración de oxígeno del agua.

4. pH: Para medir este parámetro utilizaremos un pHmetro previamente calibrado unido a

una sonda. La sonda está protegida con un capuchón que hay que retirar cuidadosamente antes de la medición procurando no derramar el líquido que contiene, si esto sucediera habrá que rellenarlo con solución de KCl. Para medir, se introduce la sonda en el agua, se enciende el aparato y se espera a que se estabilice la medida. Una vez estabilizada se anota el valor del pH. La medición se realizará en tres puntos distintos separados unos metros unos de otros (aguas arriba y aguas abajo), preferentemente en la zona central del río. Después de medir, el electrodo ha de ser lavado con agua destilada cuidadosamente y protegido con el capuchón. 5. Extracción de clorofilas del fitobentos: El grupo ocupado de las clorofilas tendrá tres tubos de rosca y un frasco con acetona al 90%. Deberán recoger tres piedras sumergidas en el cauce y raspar sus superficies (4 cm2_{) ayudándose de un cutter, unos}

6. Anchura del cauce, área y velocidad de la corriente: La velocidad de la corriente se medirá con una naranja, un cronómetro y una cinta métrica. Una persona se pondrá aguas arriba en el punto cero del metro y dejará libre a la naranja que será recogida 10m más abajo por una segunda persona. Se medirá con un cronómetro el tiempo que tarda la naranja en recorrer 10 m. Hay que tener en cuenta que aquí estamos midiendo la velocidad solo en superficie, las velocidades del agua cambian en el fondo, en el centro y en los laterales del cauce. Por ello, para estimar más correctamente la velocidad de la corriente, la media de nuestras mediciones será multiplicada por 0.8 (Allan, 1996). También se ha de medir la anchura del cauce con una cinta métrica y la profundidad del mismo cada 20 cm en las zonas más estrechas del río en donde los errores de medida son menores. En la sesión de laboratorio ulterior se calculará el área que junto con la velocidad del agua, nos permitirá conocer el caudal en m3_{/s. Para ello se pueden utilizar alguna de las siguientes}

aproximaciones: ) 2 ) 20 ( ( ) 20 ( xZn Z AT

Alternativamente, la sección del río se puede calcular sumando las profundidades y multiplicando por 20, lo que equivale a aproximar el cauce a la suma de secciones rectangulares. p₁ p₂ p₃ p₄ p₅ p₆ p₇ p₈ p₉ p₁₀ p₀ 0 a 20 cm _{20 cm 20 cm} 0 a 20 cm A₃ A₄ A₃= A₃₁+ A₃₂ = (20*p₂) + 20*[p₂-p₃]/2 donde [p2-p3] es el valor absoluto de la diferencia (esto evita valores negativos)

A₃₁ A₃₂

A₄= A₄₁+ A₄₂ = (20*p₇) + 20*[p₆-p₇]/2

nótese que el área del cuadrado (A₄₁) la hallamos multiplicando 20 por la menor de las profundidades (aquí p₇, pero en el ejemplo anterior p₂)

A₄₁ A₄₂

 Área total = SA_i

a) Estima de la sección del cauce como suma de los polígonos en los que lo dividimos

b) Estima de la sección del cauce asumiendo que corresponde a un rectángulo

Perfil real del cauce (línea discontinua)

Perfil estimado del cauce (línea continua)

p media = Sp_i/ n anchura del cauce

Perfil real del cauce (línea discontinua)

Figura 1: Situación de los puntos de muestreo sobre el río Guadalix (atención, se numeran en

Sesión 2 (gabinete):

TRATAMIENTO DE DATOS E ÍNDICES DE CALIDAD

DEL AGUA

Introducción

La contaminación del agua es la causa principal de la desaparición progresiva de especies animales y vegetales. Este fenómeno discurre paralelo al crecimiento económico en los países desarrollados y se ha agudizado especialmente en nuestros ríos y lagos. Además, otra de las causas de la disminución de las comunidades acuáticas es la variación artificial del caudal de sus aguas. Las fluctuaciones inducidas por cambios en el régimen del caudal pueden modificar la composición de las especies, sus ciclos de vida y la abundancia de las poblaciones.

Para evaluar el impacto que sobre los sistemas acuáticos pueden tener los anteriores factores de perturbación, existen una serie de índices de calidad de agua que permiten asignar un valor a la calidad tomando como referencia un grupo de parámetros medidos. Tienen la ventaja de ser fáciles de usar y proporcionan una idea rápida de la calidad, aunque son arbitrarios y debido a su reduccionismo pueden inducir a error.

Objetivos

 Conocer la calidad de distintas muestras de agua utilizando diferentes índices.

 Discutir y contrastar los resultados obtenidos, analizando las ventajas e inconvenientes del uso de las distintas técnicas.

Materiales y Metodología

- Hojas cuadriculadas para realizar las gráficas. - Calculadora.

- Mapas

- Pinturas de colores o rotuladores para pintar los diferentes tramos del río según la calidad del agua.

Existen diferentes índices de calidad de agua, a continuación se muestran los que se han de calcular: el ISQA y el de los Saprobios.

Índice simplificado de la calidad del agua (ISQA)

A partir de los datos facilitados en la Tabla 1 se ha de calcular el índice ISQA. Este estimador de la calidad del agua es un índice fisico-químico que se establece a partir de cinco parámetros según la fórmula:

ISQA= T (A+B+C+D)

valores de 1 a 0,8. Si t 20 ºC, T vale 1; si t 20ºC, T se calcula como T=1 –(t-20)*0.0125. A se deduce del consumo de permanganato (DQO)1 _{=(a) expresado en mg/l, toma valores de 0}

a 30. Si a 10, A=30-a; si 60 a 10, A=21-(0.35*a); si a 60, A=0.

B se deduce a partir de la materia en suspensión (MES) en mg/l, toma valores de 0 a 25. Si MES 100, B=25-(0.15*MES); si 250 MES 100, B=17-(0.07*MES); si MES 250, B=0. C se deduce a partir del oxígeno disuelto (O2) en mg/l, toma valores de 0 a 25. Si O2 10,

C=25, para valores más bajos C=2.5* O2.1

D se deduce de la conductividad expresada en S/cm ( d) a 18 ºC, toma valores de 0 a 20. Si d 4000, D=(3.6-log d)*15.4; Si d 4000, D=0. La conductividad ha sido medida a 25 ºC, por lo que hay que convertirla a 18 ºC multiplicándola por 0.86.

Este índice tiene valores máximos de 100 para una agua de excelente calidad y de 0 para una de calidad pésima. La clasificación del agua se muestra en la Tabla 2.

Tabla 1: Parámetros medidos en el río Guadalix en el año 2000

Punto de muestreo Temperatura ºC DQO5 (a) mg O2/l MES mg/l O2 disuelto mg/l Conductividad S/cm ISQA 1 13 9.7 80 9.5 267 2 17 68 228 5.2 1635 3 15 27 100 9.2 996

Tabla 2: Clasificación de la calidad del agua según el Índice ISQA.

Valor del

Índice Tipo de agua Color

76-100 Aguas claras sin aparente contaminación. Azul

51-75 Ligero color del agua, con espumas y ligera turbidez del agua, no natural.

Verde 26-50 Apariencia de aguas contaminadas y de fuerte

olor

Amarillo

0-25 Aguas negras , con procesos de fermentación y olor

rojo

1 _{Demanda Química de Oxígeno (DQO): Cantidad de oxidante enérgico (dicromato o permanganato) consumido en la oxidación}

Índices biológicos

Son índices que miden la calidad del medio basándose en los organismos indicadores que lo pueblan. Dependiendo de la sensibilidad de cada organismo a la contaminación, el índice biológico le asigna un valor.

En la vigilancia y control de la contaminación basada en organismos “bioindicadores”, se han desarrollado desde los años 70 multitud de metodologías que utilizan una amplia variedad de organismos: bacterias, protozoos, algas, macrófitos, macroinvertebrados, peces, etc. La mayoría de los índices bióticos se han elaborado para usarlos en un área geográfica concreta, y posteriormente, se han adaptado a otras zonas adecuando las listas de taxones y los valores de sensibilidad.

Desde su introducción han mostrado ser buenos instrumentos de control de los ecosistemas acuáticos y han complementado la información dada por los parámetros fisico-químicos clásicos. De hecho, para poder aplicar la Directiva Marco del Agua (DMA 2000/60/CE) en su Anexo V, se requiere, entre otras cosas, poder identificar los elementos de calidad biológica (fitobentos, macrófitos, fitoplancton, fauna de invertebrados y peces), con el objetivo de establecer el estado ecológico de los sistemas acuáticos. La DMA define el estado ecológico como “una expresión de la calidad de la estructura y del funcionamiento de los ecosistemas acuáticos asociados a las aguas superficiales clasificados de acuerdo con el anexo V” y se pone como objetivo temporal llegar a ese buen estado ecológico antes del 2015.

Aquí sólo veremos y aplicaremos dos de estos índices biológicos, el IBMWP y el IBD El índice IBMWP

El índice IBMWP (Iberian Biological Monitoring Working Party) (Alba-Tecedor et al., 2004) antes nombrado BMWP’ (Alba-Tecedor y Sánchez Ortega, 1988), es una adaptación a las aguas de los ríos de la Península a partir del original (BMWP) creado para ríos de Gran Bretaña. Existe también una versión adaptada a los ríos de Cataluña llamada IBMWPC (Benito de Santos y Puig García, 1999). El uso de este índice requiere identificar los macroinvertebrados acuáticos a nivel de familia, tras la identificación se elabora una lista con las familias presentes y se busca la puntuación que se da a cada una según unas tablas estandarizadas por áreas geográficas (ver Tabla 3). Finalmente, el valor del índice se obtiene mediante la suma de las puntuaciones de cada familia.

Tabla 3: Puntuaciones asignadas a las diferentes familias de macroinvertebrados acuáticos para la

obtención del IBMWP

ARÁCNIDOS Punt. EFEMERÓPTEROS Punt. ODONATOS Punt.

Hidracarina 4 Baetidae 4 Aeshnidae 8

Caenidae 4 Calopterygidae 8

COLEÓPTEROS Ephemerellidae 7 Coenagrionidae 6

Chrysomelidae 4 Ephemeridae 10 Cordulegasteridae 8 Clambidae 5 Heptageniidae 10 Corduliidae 8 Curculionidae 4 Leptophlebiidae 10 Gomphidae 8 Dryopidae 5 Oligoneuriidae 5 Lestidae 8 Dytiscidae 3 Polymitarcidae 5 Libellulidae 8 Elmidae 5 Potamanthidae 10 Platycnemididae 6

Gyrinidae 3 Prosopistomatidae 7

Haliplidae 4 Siphlonuridae 10 OLIGOQUETOS

Helophoridae 5 Todos 1

Hydraenidae 5 HETERÓPTEROS

Hydrochidae 5 Aphelocheiridae 10 PLECÓPTEROS Hydrophilidae 3 Corixidae 3 Capniidae 10 Hygrobiidae 3 Gerridae 3 Chloroperlidae 10 Noteridae 3 Hydrometridae 3 Leuctridae 10 Psephenidae 3 Mesoveliidae 3 Nemouridae 7 Scirtidae _(=Helodidae) 3 Naucoridae 3 Perlidae 10

Nepidae 3 Perlodidae 10

CRUSTÁCEOS Notonectidae 3 Taeniopterygidae 10

Asellidae 3 Pleidae 3

Astacidae 8 Veliidae 3 TRICÓPTEROS

Atyidae 6 Beraeidae 10

Corophiidae 6 HIRUDÍNEOS Brachycentridae 10 Gammaridae 6 Erpobdellidae 3 Calamoceratidae 10 Ostracoda 3 Glossiphoniidae 3 Ecnomidae 7 Palaemonidae 6 Hirudidae 3 Glossosomatidae 8

Piscicolidae 4 Goeridae 10

DÍPTEROS Hydropsychidae 5

Anthomyiidae (*) 4 NEURÓPTEROS Hydroptilidae 6 Athericidae 10 Sialidae 4 Lepidostomatidae 10

Blephariceridae 10 Leptoceridae 10

Ceratopogonidae 4 LEPIDÓPTEROS Limnephilidae 7 Chironomidae 2 Crambidae (=Pyralidae) 4 Molannidae 10

Culicidae 2 Odontoceridae 10

Dixidae 4 MOLUSCOS Philopotamidae 8

Dolichopodidae 4 Ancylidae 6 Phryganeidae 10 Empididae 4 Bithyniidae 3 Polycentropodidae 7 Ephydridae 2 Ferrissidae 6 Psychomyiidae 8 Limoniidae 4 Hydrobiidae 3 Rhyacophilidae 7 Psychodidae 4 Lymnaeidae 3 Sericostomatidae 10 Ptychopteridae 4 Neritidae 6 Uenoidae (=Thremmatidae) 10

Rhagionidae 4 Physidae 3

Scatophagidae (*) 4 Planorbidae 3 TURBELARIOS Sciomyzidae 4 Sphaeriidae 3 Dendrocoelidae 5

Simuliidae 5 Thiaridae 6 Dugesiidae 5

Stratiomyidae 4 Unionidae 6 Planariidae 5

Syrphidae 1 Valvatidae 3

Tabanidae 4 Viviparidae 6

Thaumaleidae 2

Tipulidae 5

El problema de establecer límites estrictos de calidad de aguas implica la necesidad de reconocer situaciones intermedias entre unos y otros. Es por ello que aquellos valores que queden 5 unidades por exceso o defecto de los límites en la Tabla 4, han de considerarse entre 2 clases de calidad, alternando los colores representativos de las clases de calidad correspondientes. Por ejemplo, un valor de 103, quedaría intermedio entre las clases I y II (al sumarle o restarle 5 unidades) y por lo tanto correspondería a un agua de clase I-II, y a la estación de muestreo se la representaría en el mapa con colores azul y verde.

Este índice, por tanto, es de tipo cualitativo y no tiene en cuenta las distintas abundancias en que pueden aparecer las diferentes familias. Es decir, basta con que un solo ejemplar de una familia aparezca en la muestra para que se sume su contribución al índice, mientras que los posteriores ejemplares de esa familia que puedan encontrarse ya no serán tenidos en consideración.

Tabla 4:

Clase Calidad Valor Significado Color

I Muy Buena 100 Cursos de aguas no contaminados o no alterados de forma sensible

Azul II Aceptable 61-100 Cursos de aguas con leves signos de contaminación o

alteración

Verde III Dudosa 36-60 Cursos de aguas contaminados o alterados en situación

dudosa (sistema alterado)

Amarillo IV Crítica 16-35 Cursos de aguas muy contaminados en situación crítica

(sistema muy alterado)

Naranja

V Muy Crítica 15 Cursos de aguas fuertemente contaminados, en situación muy crítica (sistema fuertemente alterado)

Rojo

Para calcular los índices IBMWP de cada uno de los puntos de muestreo que tomamos durante la salida de campo al río Guadalix, se han de utilizar los datos taxonómicos de las Tablas 5, 6 y 7 y calcular el índice conforme a las anteriores directrices. Hemos preparado una hoja de Excel para facilitar las operaciones donde también se calcula el índice ASTP (Plantilla Hoja IBMWP.xls)

Tabla 5: Punto de muestreo 1

Tabla 6: Punto de muestreo 2 Familia Valo r Chironomidae Erpobdellidae Hydrophilida e Oligochaeta Sialidae IBMWP

Tabla 7: Punto de muestreo 3

Familia Valo r Ancylidae Coenagrionidae Baetidae Chironomidae Hydropsychida e Elmidae Hydrophilidae Gerridae Rhyacophilidae Oligochaeta IBMWP

Índice Biológico Diatómico (IBD)

Este índice puede servir para todos los ecosistemas de agua dulce ya que las diatomeas se caracterizan por ser cosmopolitas. Son además el grupo más diverso de microalgas bentónicas y sus requerimientos ecológicos son conocidos para muchas de sus especies. Los índices que usan diatomeas poseen la ventaja de que la toma de muestras es un proceso fácil y son muestras pequeñas (no necesitan mucho espacio); por el contrario, la identificación de especies de diatomeas requiere de un proceso de preparación de muestras algo complicado y largo y la clasificación ha de llevarla a cabo un especialista experimentado.

Determinación de las diatomeas: Éste método tiene como finalidad la identificación de las diatomeas a nivel de especie. Puesto que la preparación de las muestras es bastante laboriosa y la identificación es complicada, lo que nos llevaría mucho tiempo, para el cálculo del índice se usarán los datos ya elaborados ofrecidos en las Tablas 8, 9 y 10.

Para realizar el cálculo del índice se ha de seguir los siguientes pasos:

• Cálculo de la abundancia relativa (representada por “A”) de los taxones que aparecen. Los taxones están englobados en grupos que pertenecen a estados de calidad de agua distintos, representado cada uno por un taxon tipo. De esta manera cada taxon (denominado taxon asociado) se asocia con un taxon representativo de unas determinadas condiciones de calidad del agua.

• Todos los taxones que aparezcan con una frecuencia “A” menor que 7,5 O_/

OO (es decir, 7,5

por mil o tres diatomeas de 400), serán despreciadas. Se considera que hacen falta más de tres individuos de un taxon asociado para que su presencia no sea debida al azar, a la deriva o a una eventual contaminación de la muestra.

• Cálculo de la probabilidad de la presencia de cada taxón y del total de taxones observados en la muestra para cada una de las clases de calidad de agua, que para este índice son siete (ver más abajo), utilizando la siguiente fórmula:

n x x x x x n x x V A V i P A i F 1 1 ) ( ) (

“n” es el número de taxones distintos.

Ax es la abundancia relativa del taxón “x” (expresado en 0/00).

Px (i) es la probabilidad de presencia del taxón “x” en la clase de calidad “i”2.

Vx es el valor ecológico del taxón “x” (Ver Anexo II)”.

• El IBD define siete clases de calidad de agua por lo que existen siete valores de F (i) • Cálculo de “B”, que corresponde al valor del IBD.

B = 1*F(1)+2*F(2)+3*F(3)+ 4*F(4)+5*F(5)+6*F(6)+7*F(7) El índice se calcula como sigue:

IBD = 4.75 * B - 8.5

El índice toma valores de 1 (con B=2) a 20 (con B=6). Para valores de B=1, con los que la

fórmula resultaría en un número negativo, se le asigna al índice el valor de 1. De forma similar, si B>6 se asigna al IBD el valor máximo de 20.

COLOR INTERPRETACIÓN Azul Verde Amarillo Naranja Rojo

IBD >17 calidad excelente 17 > IBD > 13 calidad buena 13 > IBD > 9 moderada 9 > IBD > 5 mediocre IBD < 5 mala calidad

Para calcular el índice usaremos un fichero Excel (IBD.xls) en donde ya está introducida la fórmula y los valores de Px y Vx . Este fichero tiene varias hojas con las tablas de valores de

Px(i) (hoja Px(i) ) y con los taxones asociados a cada especie tipo (hoja Asociados). En las

Tablas 6 a 8 siguientes hay que rellenar las columnas en blanco con los datos extraídos del fichero así como el valor del IBD para cada punto de muestreo (hoja CALCUL_IBD). En la primera columna se ha de escribir la abreviatura de cada taxon observado, en la columna cuatro la abreviatura del taxon tipo al que se asocia cada especie; en la quinta, puesto que podemos encontrarnos con varias especies que se asocien a la mismas especie tipo, se anotarán dichas especies sin repeticiones sumando en la ultima columna el O_/

OO del total de las

abundancias de los taxones asociados a la misma especie tipo. Por ejemplo, en el punto de muestreo 2 se detectaron 8 ejemplares de Navicula arvensis y 7 de Navicula difficillima. Ambas están dentro del grupo cuyo representante es la propia Navicula arvensis (NARV) por lo que sus abundancias relativas deben sumarse para calcular la abundancia acumulada del taxon tipo NARV. Puesto que la abundancia de todos los taxones observados es 403, la abundancia acumulada de NARV es [(7+8)/403]*1000 = 37,22.

Tabla 8: Punto de muestreo 1

Abreviatura3 _{TAXON OBSERVADO}

(taxon asociado) Abundancia real Taxon tipo Taxones Retenidos Abundancia acumulada o_/ oo Achnanthes minutissima 6 Amphora ovalis 3 Cymbella affinis 247 Cymbella lanceolata 3 Cymbella tumidula 6 Diatoma tenue 3 Encyonema silesiacum 45 Fragilaria capucina 6 Gomphonema acuminatum 6 Gomphonema angustum 6 Gomphonema constrictum 3 Gomphonema lanceolatum 48 Navicula lanceolata 6 Nitzschia umbonata 10 IBD

Tabla 9: Punto de muestreo 2 Abreviatura

4 TAXON OBSERVADO Abundanci_a

real Taxon tipo Taxones Retenido s Abundancia acumulada o_/ oo Achnanthes clevei 10 Achnanthes helvetica 8 Amphora veneta 48 Bacillaria paxillifer 38 Cyclotella atomus 34 Eunotia minor 8 Gomphonema augur 10 Gomphonema dichotomum 12 Gomphonema pseudoagur 20 Navicula arvensis 8 Navicula contenta 12 Navicula decussis 8 Navicula difficillima 7 Navicula fluens 2 Navicula longicephala 13 Navicula nyassensis 13 Navicula tenelloides 8 Navicula simplex 83 Nitzchia graciliformis 15 Nitzchia microcephala 30 Stephanodiscus hantzschii 16 IBD

Tabla 10: Punto de muestreo 3

Abreviatura

5 TAXON OBSERVADO Abundanci_a

real Taxon tipo Taxones Retenido s Abundancia acumulada o_/ oo Achnanthes lanceolata 300 Cymatopleura solea 8 Cymbella aspera 8 Diatoma vulgaris 8 Gomphonema angustatum 8 Gyrosigma acuminatum 8 Hantzschia amphioxys 20 Navicula cryptocephala 8 Navicula cryptotenella 8 Nitzschia sigmoidea 16 Fragilaria ulna 8 IBD

BIBLIOGRAFÍA

 Alba-Tercedor, J. (1996). Macroinvertebrados acuáticos y calidad de las aguas de los

ríos. IV Simposio del Agua en Andalucía (SIAGA). Vol. II: 203-213.

 Alba-Tercedor, J., Jáimez-Cuéllar, P., Álvarez, M., Avilés, J., Bonada, N., Casas, J., Mellado, A., Ortega, M., Pardo, I., Prat, N., Rieradevall, M., Robles, S., Sáinz-Cantero, C. E., Sánchez-Ortega, A., Suárez, M. L., Toro, M., Vidal-Abarca, M. R., Vivas, S. y Zamora-Muñoz, C. (2002). Caracterización del estado ecológico de los ríos

mediterráneos ibéricos mediante el índice IBMWP (antes BMWP’). Limnética 21:

175-185.

 Alba-Tercedor, J. & Sánchez-Ortega, A., (1988). Un método rápido y simple para

evaluar la calidad biológica de las aguas corrientes basado en el de Hallawell (1978).

Limnética, 4: 51 – 56.

 Allan, J.D. (1996). Stream Ecology. ED. Chapman and may. Oxford. UK.

 Benito de Santos y Puig García, (1999). BMWPC un índice biológico para la calidad de

las aguas adaptado a las características de los ríos catalanes. En: Tecnología del agua,

ISSN 0211-8173, Nº 191, pags. 43-56.

 Prygiel, J. y Coste, M. Coordinadores. Guide Méthodologique pour la mise en oeuvre de

l´Indice Biologique Diatoées. NF T 90-354.

ANEXO I

Con objeto de que quede más claro que son las distintas variables que se miden en esta práctica y cual es su importancia para los sistemas lóticos, a continuación se ofrecen una serie de consideraciones al respecto:

El oxígeno: Aunque parezca lo contrario, las aguas fluyentes no son particularmente ricas en oxígeno. La agitación acelera la difusión pero impide también la sobresaturación (salvo en determinados lugares como bajo cascadas con vegetación o en tramos lentos y someros con vegetación de fondo abundante). Puesto que los ríos reciben MO de los ecosistemas terrestres adyacentes, tienden a ser deficitarios en oxígeno. Esto es particularmente importante en ríos contaminados por un exceso de MO, donde la absorción de oxígeno atmosférico por el agua define la velocidad con que transcurren las reacciones de descomposición. En estas situaciones, la cantidad de oxígeno que el agua puede absorber es mucho mayor y se puede evaluar según la cantidad de oxígeno que las sustancias contenidas en el agua necesiten consumir para oxidarse. Hay dos formas de evaluar el consumo de O2, mediante la demanda biológica de oxígeno (DBO) y mediante la demanda química de oxígeno (DQO). Para la DBO se determina el contenido inicial de O2 y se repite la determinación 5 días después de haber guardado la muestre en oscuridad a unos 20 ºC, la diferencia entre ambas determinación nos dice el oxígeno consumido durante los 5 días. Esta es una medida del material susceptible de descomposición biológica. La demanda química de oxígeno (DQO) determina la cantidad de oxígeno requerido para oxidar todos los compuestos susceptibles de oxidación que hay en una muestra de agua residual, bajo condiciones específicas de agente oxidante, temperatura y tiempo. En principio, los resultados de ambas pruebas deberán ser comparables, puesto que ambas se basan en la cantidad de oxígeno consumido por la oxidación. Sin embargo, dada la diferente biodegradación de las sustancias orgánicas, la demanda bioquímica de oxígeno ejercida en la prueba estándar de 5 días, no representa sino una fracción de la cantidad total de materia orgánica presente. De hecho, la comparación de estas dos mediciones da una idea de la biodegradabilidad de la materia orgánica en la muestra.

Sales disueltas (conductividad): En general, la composición del agua de los ríos depende de las características de los ecosistemas terrestres y de su grado de conservación y tratamiento, aunque por supuesto, la tendencia general a lo largo de un cauce es al aumento de la mineralización.

La temperatura del agua: Las temperaturas del las aguas corriente difieren de las de los lagos debido

básicamente a que pueden fluctuar más gracias a su escasa profundidad y a que las turbulencias impiden la formación de gradientes y termoclinas. Por lo general, la temperatura del agua dependerá de la del ambiente, de lo densa que sea la vegetación de los márgenes y lo ancho que sea el río.

pH: El valor del pH de las aguas dulces esta muy relacionado con las concentraciones de carbonatos o

bicarbonatos que hay en el agua. La gran mayoría de las agua epicontinentales tienen valores de pH comprendidos entre 6.5 y 8.5, lo que significa que en todas ellas existe más ión bicarbonato (HCO3-) que carbonato (CO32-). Por otra parte, el valor de pH dependerá de la litología de la zona por donde pasa el río. En el origen, el agua tiene pocas sales disueltas y el pH es bajo y muy variable, conforme el agua desciende y disuelve los materiales de las rocas el pH se eleva.

Extracción de clorofilas del fitobentos: Como la corriente arrastras a los organismos, en un río

ANEXO II Valor ecológico de 209 táxones

RÍO GUADALIX DÍA: Puntos de

muestreo Conductividad µS/cm Temperatura o_C pH Concentración O_{mg/l %} 2

1

2

3

Ancho total del río (m):

Bloque 3. DINÁMICA TÉRMICA DE UN LAGO.

(1 sesión en laboratorio)

OBJETIVOS

 Ilustración de la influencia de los factores y procesos físicos sobre el ecosistema de un lago y de las consecuencias ecológicas de la estratificación de la columna de agua sobre sus comunidades.

 Aproximación al muestreo de algunos parámetros fisico-químicos en un sistema lenítico.

INTRODUCCIÓN

Los lagos organizan su funcionamiento a lo largo de un eje luz-gravedad. La energía lumínica calienta el agua de forma diferencial siguiendo este eje vertical, lo que puede producir la formación de capas de distintas densidad (estratificación) cuando la intensidad lumínica es suficiente, lo que ocurre en nuestras latitudes frecuentemente en verano. En este momento las masas de agua presentan tres zonas en la vertical que no se mezclan:

Epilimnion: Zona superior de aguas más calientes.

Metalimnion: Zona de interfase entre las otras dos zonas donde los cambios de

temperatura son bruscos (cada metro la temperatura desciende 1 ºC).

Hipolimnion: Zona inferior con agua más fría y densa.

Los fenómenos de estratificación pueden producir cambios drásticos en las comunidades de los sistemas, que en ocasiones tienen graves consecuencias ecológicas.

MATERIAL

- Acuario de cristal de 55 l

- Lámpara de infrarrojos de 375 W - Sistema de agitación (secador)

- Termómetros de pecera - Tinta china

- Modelo Termoclima 1.0

PROCEDIMIENTO

1. Se parte de una situación de estabilidad en el sistema para lo que se llena una pecera con agua fría bien mezclada (simulación del sistema a principios de primavera). El agua va calentándose desde la superficie con una lámpara de infrarrojos.

2. Para seguir el proceso de estratificación, se mide la temperatura del agua a intervalos de 10 minutos y a distintas profundidades. Los datos se van anotando y así se puede ir dibujando el perfil de la temperatura del agua según la profundidad.

4. Una vez hecha la comprobación se rompe la estratificación removiendo el agua con el aire de un secador (simulación otoñal).

Una forma sencilla y muy gráfica de observar si a lo largo del ciclo anual se produce estratificación y posteriormente una o varias mezcla de todo el volumen de agua, es trabajar con una matriz que represente temperaturas en un sistema de dos ejes fecha x profundidad. Se trata de dibujar isolíneas que unan aquellos puntos que tengan igual temperatura (en este caso las líneas se llamarían isotermas), para representar la evolución anual del lago simulado trazando las isotermas.

Para familiarizarnos con este tipo de gráficas y poder discutir sobre distintos tipos de dinámicas térmicas, se han de trazar las isotermas a partir de los datos (tablas adjuntas) de dos sistemas acuáticos con diferente comportamiento, un lago situado al norte de Europa (el lago Nuguren, en Escandinavia) y otro localizado en nuestras latitudes (el lago de Arreo, en Álava).

Modelo Termoclina 1.0.

Elaborado por El Dpto. de Ecología de la Universidad de Málaga, este sencillo modelo permite ilustrar la evolución de los perfiles verticales de temperatura y densidad del agua en un lago dependiendo de:

- Temperatura ambiente - Velocidad del viento - Coeficiente de difusión - Profundidad del lago

Se trata de ir variando la asignación de valores a estos parámetros para observar su influencia en el proceso de estratificación y mezclado de las aguas del lago. Se discutirán los resultados obtenidos.

BIBLIOGRAFÍA

- Margalef, R. 1976. Biología de los embalses. Investigación y Ciencia, 1. - Margalef, R. 1983. Limnología. (Capítulo 4). Omega. Barcelona.

Bloque 4. MUESTREO Y TRATAMIENTO DE DATOS

(3 sesiones: una de campo y dos de gabinete)

OBJETIVOS

 Presentar los problemas y métodos relacionados con la obtención y el tratamiento de datos cuantitativos en ecología.

 Plantear y contrastar hipótesis sobre relaciones y procesos ecológicos.

 Conocer, en particular, métodos para la investigación de la estructura de las comunidades vegetales en relación con algún factor físico: muestreo (sesión 1), tratamiento estadístico de datos (sesiones 2 y 3).

PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

Se pretende investigar la posible influencia del tipo de sustrato (ácido/básico) sobre la diversidad y la abundancia de fanerófitos y caméfitos leñosos y alguna herbácea perenne (ver Anexo 4.1). Para ello, en la primera sesión se pondrán en práctica técnicas de muestreo y se tomarán los datos que serán analizados en sesiones posteriores.

Sesión 1 (campo):

MUESTREO DE VEGETACIÓN

 El área de estudio se ubica en los mismos lugares de El Vellón (Madrid) objeto de las prácticas de cartografía y definición de unidades ambientales. Se conoce por tanto la existencia de diferentes sustratos líticos en el área, cuya influencia en la vegetación es lo que se quiere investigar (ver Anexo 4.2 para una síntesis de la flora en El Vellón).

 Para ello se diseña un muestreo (ver Anexo 4.1) recogiendo las dos situaciones posibles: sustrato ácido (gneises) y sustrato básico (Cretácico), muestreo que será completado por la totalidad de los alumnos matriculados.

MATERIAL:

- Cintas métricas. – Palos de 1 m.

- Clinómetros. – Altímetros.

- Brújulas. – Estadillos (ver Anexo 4.3).

PROCEDIMIENTO:

ello y con ayuda de cintas métricas, cada día se dispondrán al azar en cada sustrato 2 ejes longitudinales (parcelas 1 y 2) en el sentido de la pendiente de la ladera, a lo largo de los cuales, y transversalmente, se situarán de modo regular 5 pasillos por parcela, separados en distancias de 2 m., según el siguiente esquema:

pasillo A.1.1 pasillo A.2.1

pasillo A.1.2 pasillo A.2.2

pasillo A.1.3 pasillo A.2.3

pasillo A.1.4 pasillo A.2.4

pasillo A.1.5 pasillo A.2.5 10 m

2. Una vez en el campo y situados los pasillos, y por razones de organización, éstos se numerarán antes de comenzar el trabajo, según el ejemplo. A cada grupo de 5 alumnos se le asignará un número de pasillo. Una vez realizado el muestreo en uno de los sustratos, se trasladarán al otro tipo de terreno y estudiarán el pasillo equivalente (ej: A.1.1. en ácido y B.1.1. en básico)

3. Se muestreará la variable cobertura lineal en el sentido del pasillo de las distintas especies de fanerófitos y caméfitos presentes, anotándose la medida de cada especie por pasillo en el estadillo adjunto (Anexo 4.3). Además, deberán cumplimentarse los siguientes datos:

- Localidad y fecha del muestreo.

- Nombres de los integrantes del grupo de muestreo.

- Altitud, pendiente y orientación de cada parcela, así como la pendiente transversal de cada pasillo, medida a su inicio.

4. Las especies que aparecen en el estadillo son las que con mayor probabilidad encontraremos (ver Anexo 4.2). No obstante si aparece alguna no incluida se añadirá al final del estadillo. Una vez en la zona se aprenderá a distinguirlas todas.

5. Es imprescindible una absoluta pulcritud, tanto en la toma de datos como en su consignación en los estadillos. Aprovechad el espacio disponible para escribir los datos; en

Ácido, Parcela 1 Ácido, Parcela 2

el caso de que para alguna especie no quepan las coberturas parciales, continuad el registro ordenadamente al final del estadillo, indicando de qué especie y pasillo se trata.

6. Los estadillos completados de cada grupo (un pasillo de ácido y otro de básico), incluidas las sumas de los totales, serán entregados al profesor, que compondrá la matriz de todo el muestreo para las sesiones de tratamiento de datos.

BIBLIOGRAFÍA: Esta bibliografía se aplica a todas las sesiones d este bloque 4.

- Calvo-Sendin J.F. 1994. Ecología general. Prácticas y experiencias. Universidad de Múrcia. - Fowler, J. y Cohen, L. 1999. Estadística básica en ornitología. SEO-BirdLife. Madrid. - Spiegel, R. 2001. Estadística. McGraw-Hill. Madrid.

- Montes, C.; Ramírez-Díaz, L. 1978. Descripción y muestreo de poblaciones y comunidades

vegetales y animales. Publicación de la Universidad de Sevilla. Sevilla

- Parker, R.E. 1981 Estadística para biólogos. Cuadernos de Biología. Madrid.

- Sokal, R.R. y Rohlf, F.J. 1979 Biometría. Principios y métodos estadísticos en la

investigación biológica. Ed. Blume. Madrid.

Anexo 4.1. DESCRIPCIÓN DE LA VEGETACIÓN

Pueden plantearse dos tipos de aproximaciones: la fisionómica y el análisis florístico. Con cualquiera de ellas pueden aplicarse técnicas de muestreo.

Fisionomía

Es una combinación de caracteres:

Estructurales: en relación con la estructura horizontal (mosaico de bosques y prados, espacio entre árboles etc.), y, sobre todo, vertical de la vegetación. Se trata de reconocer diferentes estratos y expresarlo en forma de porcentaje. También la representación con un perfil es muy apropiada (esquema de un bosque, pisos bioclimáticos, orlas de vegetación alrededor de una laguna, etc).

Funcionales se pueden referir al color, la textura, la fenología, la periodicidad (ej.: bosques caducifolio y perennifolio), la vitalidad o buen desarrollo de las plantas, entre otros.

FANEROFITAS: yemas a, por lo menos, 25 cm del suelo (árboles, arbustos y lianas).

CAMEFITAS: yemas a menos de 25 cm del suelo (suculentas, subfruticosas).

HEMICRIPTOFITAS: yemas en la superficie del suelo (rosetas, especies con estolones,

gramíneas perennes, etc.).

CRIPTOFITAS: yemas bajo tierra o subacuáticas (geófitas, hidrófitas, helófitas).

TEROFITAS: plantas anuales que pasan el verano en forma de semillas.

Análisis florístico

Hay dos grandes estrategias, una implica la destrucción del material estudiado; la otra se basa en su conservación. Como medidas no destructivas, se pueden definir:

La densidad: numero de individuos por unidad de superficie.

La cobertura: muy utilizada en comunidades compuestas de muchas especies pequeñas, especies con estolones o con talos, donde no se puede diferenciar un individuo del otro. Se define como el porcentaje de suelo ocupado por la proyección ortogonal de las partes aéreas de las especies vegetales. Existen varios métodos, de los cuales se destacan los 3 siguientes:

- Escala de Braun-Blanquet: el tanto por ciento de la superficie de la unidad de muestreo que es recubierta por la proyección vertical de las partes aéreas de las especies, en clases (datos semi-cuantitativos).

+: menos de 1% 1: de 1 a 5% 2: de 6 a 25% 3: de 26 a 50% 4: de 51 a 75% 5: de 76 a 100%

- Cobertura puntual: se hace deslizar una aguja verticalmente y se anotan todos los contactos entre aguja y la vegetación.

- Cobertura lineal: se establece como la intercepción lineal de la proyección vertical de las partes aéreas de las especies sobre una cinta métrica, a lo largo de un pasillo de ancho y longitud fijadas de antemano. Este es el método que nosotros usaremos. La frecuencia: Número de unidades de muestreo en que aparece una especie por el número total de unidades.

El muestreo

Para conseguir más detalle y poder aplicar técnicas de tratamientos de datos es necesario efectuar medidas sobre una parte representativa de la vegetación. Esto se consigue mediante los muestreos, en los que es importante maximizar la relación entre información recogida y tiempo invertido. Pueden mencionarse 4 tipos básicos de muestreo:

áreas que tienen alguna característica especial. Es muy empleado en fitosociología. En ciertas circunstancias, por ejemplo en zonas de acceso difícil, es la única posibilidad. Los datos recogidos con este muestreo no son siempre apropiados para realizar pruebas estadísticas.

ALEATORIO: Cada punto del territorio tiene igual probabilidad de ser elegido. Por lo

tanto, es inapropiado si la zona es heterogénea, sobre todo cuando existe un mosaico de formaciones de diferentes superficies (bosques con pequeños claros, setos y prado).

REGULAR o sistemático: Se estudian las unidades de muestreo (parcelas) dispuestas en

arreglo regular, cuadriculas o líneas. La forma más utilizada en este tipo de muestreo es el transecto donde las unidades de muestreo están situadas en bandas, contiguas o no (interesante cuando existe un gradiente de altitud, de humedad, etc.).

ESTRATIFICADO: Se subdivide el territorio en partes homogéneas y dentro de cada una

se muestrea al azar o sistemáticamente.

Una vez elegido el tipo de muestreo el siguiente paso es abordar su diseño. El diseño del muestreo es una tarea muy importante y muy delicada. Se establece según el fin propuesto, el problema que se investigue, las hipótesis de partida etc. Hace falta determinar:

La forma y la superficie de la unidad de muestreo: Pueden utilizarse círculos, cuadrados o pasillos, pero la forma elegida tiene que mantenerse para todo el muestreo. La superficie depende del tamaño de las especies. El muestreo de una pradera con especies herbáceas requiere, por ejemplo, un cuadro de 20 a 50 cm de lado. Si se trata de caméfitos posiblemente sea necesario aumentar la superficie de 1 a 5 m2_{. En el caso de matorral alto}

se eligen unidades de 10 a 100 m2_.

El número de unidades de muestreo: Está en relación con el tiempo a invertir, el detalle requerido y unas consideraciones estadísticas. Muchas veces, sin embargo, prevalece la experiencia.

Los puntos al azar: Existen varios métodos para determinarlos, cada uno con sus ventajas y desventajas. Uno sencillo consiste en situar sobre el terreno, el mapa o la foto aérea ejes de coordenadas procediendo a continuación a extraer parejas de coordenadas (tantas como puntos se requieran) en una tabla de números al azar o con un programa de ordenador.

Por último, es necesario tomar ciertos datos cualitativos. Es imprescindible anotar la fecha del muestro y la localidad donde se ha efectuado. Deben hacerse medidas de altitud, orientación, pendiente, etc., de cada unidad de muestreo. Otras observaciones pueden ser de gran utilidad para encontrar una explicación de algunos resultados: pedregosidad, característica edáficas, intervenciones humanas, etc. Estos datos pueden convertirse en datos semi-cuantitativos.

muestreo estratificado según naturaleza del sustrato (ácido/básico) y posterior disposición aleatoria de las parcelas. En cada parcela, las unidades de muestreo (pasillos de 1 m. de ancho y 10 m. de largo) se dispondrán de modo regular separadas 2 m. La variable objeto de medida será la cobertura lineal de cada especie en el sentido del pasillo, y las unidades de medida serán centímetros.

Anexo 4.2. VEGETACIÓN Y FLORA DE EL VELLÓN ENCINARES MEDITERRÁNEOS

Potencialmente, bosque de encina (Quercus ilex subsp. ballota) en clima mediterráneo continentalizado, con abundante enebro de miera (Juniperus oxycedrus).

Flora del encinar carpetano

Encinares sobre sustratos ácidos (gneises). Frecuentemente aclarados para producción de ganadería bovina, resultando un paisaje de pastizales con cercas de piedra perimetrales y las encinas y otros elementos florísticos a modo de setos lineales. El declive reciente de la actividad ganadera genera distintos estadios de infra-pastoreo, resultando patrones/unidades de a) Prados con cercas arboladas, b) Arbolado disperso-matorral, y c) Arbolado denso forestal. Entre otras especies se encuentran:

- Cantueso (Lavandula pedunculata)

- Falsa jarilla (Halimium umbellatum subsp. viscosum) - Tomillo (Thymus mastichina)

- Retama negra (Cytisus scoparius) - Botonera (Santolina rosmarinifolia) - Retama de bolas (Retama sphaerocarpa) - Aladierno (Rhamnus alaternus)

- Olivilla (Phyllirea angustifolia) - Torvisco (Daphne gnidium) - Rubia (Rubia peregrina)

- Esparraguera (Asparagus acutifolius) - Madreselva (Lonicera periclymenum)

Flora del encinar manchego

Encinares sobre sustratos básicos (Cretácico y Terciario). Frecuentemente sustituido por cultivos de cereal y de olivo y talado para abrir pastos aprovechados por ovino y caprino. Como resultado aparecen formaciones de sustitución como aulagares, tomillares, espartales esplegares y sus mezclas. El declive reciente de la actividad ganadera genera distintos estadios de abandono, resultando patrones/unidades de a) Arbolado denso-forestal, b) Arbolado disperso-matorral, c) Cultivos abandonados-matorral, d) Secano extensivo, y e) Secano intensivo. Entre otras especies se encuentran:

- Aulaga (Genista scorpius) - Esparto (Stipa tenacissima) - Tomillo salsero (Thymus vulgaris) - Lino (Linum suffruticosum) - Lastón (Brachypodium retusum) - Flomis (Phlomis lychnitis) - Estaelina (Staehelina dubia) - Tomillo (Thymus zygis)

- Aladierno (Rhamnus alaternus)

- Retama de bolas (Retama sphaerocarpa) - Aladierno o espino negro (Rhamnus lyciodes) - Torvisco (Daphne gnidium)

- Esparraguera (Asparagus acutifolius)

Flora de los fondos de barrancos, umbrías y zonas de descarga

Sobre sustratos básicos, en ubicaciones con menor evapotranspiración, suelos más profundos y humedad edáfica en verano, aparecen quejigos (Quercus faginea subsp. faginea) y formaciones freatofíticas, que vimos acompañados de:

- Arce de Montpellier (Acer monspessulanum) - Cornicabra (Pistacia therebintus)

- Olmo (Ulmus minor) También en riberas. - Chopo (Populus nigra) También en riberas. - Majuelo (Crataegus monogyna)

- Jazmín (Jasminum fruticans)

- Junco churrero (Scirpus holoschoenus) - Aligustre (Ligustrum vulgare)

- Escaramujo o Rosal silvestre (Rosa spp.) - Zarza (Rubus spp.)

- Aladierno espino negro (Rhamnus lyciodes) - Esparraguera (Asparagus acutifolius)

Flora de las riberas

El bosque en galería original se encuentra muy alterado por la actividad humana que prácticamente lo ha eliminado de las terrazas fluviales para instalar huertas y regadíos. Jalonando cauces y lechos de inundación, aún se encuentran, entre otras:

- Sauces (Salix spp.) - Chopo (Populus nigra) - Olmo (Ulmus minor)

- Ailanto (Ailanthus altissima)

- Escaramujo o Rosal silvestre (Rosa spp.)

-

Anexo 4.3. PLANTILLA DE MUESTREO

Localidad: Coordenadas UTM: Fecha: Pendiente: Orientación:

Grupo de prácticas: Nombres de los integrantes del grupo:

ESPECIE PASILLO Nº COBERTURAS PARCIALES COBERTURA TOTAL Argyrolobium zanonii Artemisia campestris Cytisus scoparius Daphne gnidium Fumana ericoides Genista scorpius Halimium umbellatum subsp. viscosum Helianthemum apenninum Helianthemum cinereum Helichrysum stoechas Juniperus oxycedrus Lavandula latifolia Lavandula stoechas subsp. pedunculata Linum suffruticosum Phlomis lychnitis

Sesión 2 (aulas de informática).

TRATAMIENTO DE DATOS I: Estadística

básica

Se pretende conocer y ejercitarse el manejo de algunas técnicas básicas de análisis e interpretación de datos cuantitativos, con ayuda de diversos métodos estadísticos y numéricos.

Para ello se trabajará sobre los datos obtenidos en la sesión anterior de muestreo de la vegetación de El Vellón, referidos a la composición y la estructura de las comunidades de plantas leñosas sobre sustratos ácido y básico. Sus posibles similitudes y diferencias serán objeto de distintas cuestiones a las que se tratará de responder en esta y la siguiente sesión de prácticas.

MATERIAL:

- Matriz de datos del muestreo. - Hoja de cálculo Excel.

- Tablas estadísticas. - Papel milimetrado. PROCEDIMIENTO:

Al empezar, es aconsejable hacer un repaso de conceptos generales sobre el muestreo, recapitulando la técnica empleada en nuestro caso. También se recordarán los conceptos de población, muestra, unidad de muestreo, tamaño muestral y variable (ver Anexo 4.4).

1. El primer paso consistirá en comprobar si el esfuerzo de muestreo realizado ha sido suficiente para cubrir un área mínima en la que esté presente la variedad de especies de plantas leñosas existentes en uno y otro sectores muestreados.

Para ello se representará gráficamente, sobre papel milimetrado, la evolución del número de especies acumulado a medida que se aumenta el área muestreada. La inspección de la curva así obtenida permitirá interpretar si se ha alcanzado el área mínima de muestreo para recoger adecuadamente la variedad de la vegetación estudiada.

- Una curva en permanente incremento nos hará suponer que de haber aumentado el área estudiada habríamos encontrado nuevas especies, que faltan en nuestros datos. - Una curva que tiende a estabilizarse indicará que hemos encontrado la práctica

totalidad de las especies que nos interesaban.

2. A continuación se procederá a la comparación de las listas de especies, que podemos agrupar en especies presentes sobre sustrato ácido y especies presentes sobre sustrato básico. A partir de ahí hay que separar: