EFECTO DE Pseudomonas fluorescens y Glomus sp.
SOBRE EL CRECIMIENTO Y DESARROLLO DE PLANTAS DE Rosa sp.
DURANTE LA ETAPA VEGETATIVA
CLAUDIA MARCELA MOYA PÉREZ
TRABAJO DE GRADO
Presentado como requisito parcial para optar el titulo de
BIÓLOGA
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE BIOLOGIA
Bogotá D.C.
Enero de 2005
SOBRE EL CRECIMIENTO Y DESARROLLO DE PLANTAS DE Rosa sp.
DURANTE LA ETAPA VEGETATIVA
CLAUDIA MARCELA MOYA PÉREZ
APROBADO
_____________________________
LUCIA ANA DÍAZ M.Sc.
MICROBIOLOGA
DIRECTORA
______________________________ ______________________________
JURADO
JURADO
MARIA MERCEDES MARTÍNEZ HERNANDO OLIER HERRERA
EFECTO DE Pseudomonas fluorescens y Glomus sp.
SOBRE EL CRECIMIENTO Y DESARROLLO DE PLANTAS DE Rosa sp.
DURANTE LA ETAPA VEGETATIVA
CLAUDIA MARCELA MOYA PÉREZ
_____________________________ , ______________________________
ANGELA UMAÑA MUÑOZ M.Phil. CECILIA ESPÍNDOLA M.Sc.
Decana Académica
Directora de Carrera
NOTA DE ADVERTENCIA
“La Universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus
alumnos en sus trabajos de tesis. Sólo velará por que no se publique nada
contrario al dogma y a la moral católica y por que las tesis no contengan
ataques personales contra persona alguna, antes bien se vea en ellas el anhelo
de buscar la verdad y la justicia”.
A Dios que ha sido mi fortaleza y mi guía.
A mis padres y mi familia que me han apoyado incondicionalmente.
AGRADECIMIENTOS
Al cultivo comercial de flores Agrícola La Montaña.
TABLA DE CONTENIDO
1. INTRODUCCIÓN………1
2. MARCO TEÓRICO……….5
2.1. CARACTERISTICAS GENERALES DE Rosa sp. ………....5
2.1.1. Descripción Taxonómica ………...5
2.1.2. Descripción Botánica ………...5
2.1.3. Origen y Distribución Geográfica ……….6
2.1.4. Importancia Económica de la Rosa en Colombia ………...6
2.1.5. Cultivo en Invernadero ………...…7
2.1.6. Preparación del suelo ………....7
2.1.7. Materia Orgánica en el suelo………....7
2.1.8. Materiales Orgánicos utilizados en Floricultura ………...….…8
2.1.8.2. La Cascarilla de arroz………...8
2.1.8.3. El Compost ………..9
2.1.9. Desarrollo del Sistema Radical de la Rosa ………..…….9
2.1.10. Transplante ……….10
2.1.11. Propagación de la Rosa ………..….10
2.1.12. Tipos de Propagación ………...10
2.1.12.1. Propagación por Esqueje ………..10
2.1.12.2. Propagación por Injerto ………..11
2.1.13. Crecimiento de la planta y poda posterior ………..12
2.1.14. Requerimientos Climáticos para el cultivo de Rosas ………..13
2.1.14.1. Temperatura e Iluminación……….13
2.1.14.2. El Riego ………....13
2.1.15. Requerimientos Nutricionales ………..13
2.2. DINÁMICA DEL HIERRO EN EL SUELO ………14
2.2.1. Importancia del Hierro en las plantas ………....15
2.2.2. Síntomas de deficiencia de Hierro ……….16
2.3. DINÁMICA DEL FÓSFORO EN EL SUELO ………...17
2.3.1. Importancia del Fósforo en las Plantas ………....18
2.3.2. Síntomas de deficiencia de fósforo ………...18
2.4. LOS MICROORGANISMOS DEL SUELO ………...18
2.4.1. Microorganismos de Uso Agrícola ……….18
2.4.2. Mecanismos de Estimulación del Crecimiento Vegetal por las Bacterias Promotoras de Crecimiento Vegetal (PGPRs) ……….……..20
2.4.3. Pseudomonas fluorescens ………...20
2.4.3.1. Sideróforos Bacterianos y Fúngicos ………..………21
2.5. LA MICORRIZA ………23
2.5.1. Los Hongos de Micorriza Arbuscular (HMA) ………24
2.5.2. Estructura y Función de los Hongos de Micorriza Arbuscular ………..25
2.5.3. Clasificación y Taxonomía de HMA ………...27
2.5.4. Los Hongos de Micorriza en plantas ornamentales ………28
2.5.4.1. Micorriza arbuscular y Crecimiento Vegetal ……….29
2.5.4.2. La Micorriza Arbuscular y el enraizamiento de los esquejes ……….29
2.5.4.3. Micorriza arbuscular en la supervivencia y desarrollo durante la aclimatación ……….30
2.5.4.4. Micorriza arbuscular y reducción de los Requerimientos extemos de fosfatos
……….…....30
2.5.4.5. Micorriza arbuscular y la resistencia del hospedero a patógenos de la raíz...……….…30
2.5.4.6. Micorriza arbuscular y la tolerancia a estreses abióticos ………...30
2.5.4.7. Floración de plantas micorrizadas en incremento de la uniformidad de la producción………... 31
2.6. ANTECEDENTES EN ESTUDIOS DE ROSA CON HONGOS DE MICORRIZA ARBUSCULAR ……….31 3. OBJETIVOS ……….33 3.1. Objetivo General ………..33 3.2. Objetivos Específicos ……….33 4. MATERIALES Y MÉTODOS………..34 4.1. DISEÑO EXPERIMENTAL ……….34
4.1.1. Población de estudio y Muestra ……….35
4.1.2. Variables de estudio ………..…..35
4.2. MÉTODOS……….……35
4.2.1. Material Vegetal ………35
4.2.1.1. Patrón de Rosa………..35
4.2.1.2. Variedad a Injertar ………....35
4.2.1.3. Evaluación de Variables de Crecimiento en Plantas de Rosa sp……...…...36
4.2.2. Localización del Área de Estudio ………...37
4.2.3. Inoculación y siembra de estacas de Rosa sp.………....37
4.2.3.1. Inóculo de HMA ………...37
4.2.3.2. Inóculo Bacteriano ………....37
4.2.4. Enraizamiento de las estacas de Rosa sp.……….….38
4.2.5. Muestreo Destructivo (Transplante a Campo) ………..….….38
4.2.5.1. Medición de Variables de Crecimiento Vegetal ………...39
4.2.5.2. Primera fase de laboratorio ……….40
4.2.5.2.1. Porcentaje de Colonización de HMA ……….40
4.2.5.2.2. Número de Esporas de HMA ………..………41
4.2.7. Muestreo después del Injerto (Primera Poda de la Variedad)………...41
4.2.7.1. Medición de Variables de Crecimiento Vegetal ………...41
4.2.7.2. Segunda fase de Laboratorio ………..42
4.2.7.2.1. Longitud de Raíz de Rosa sp. ………43
4.2.7.2.2. Porcentaje de Colonización de HMA ………....43
4.2.7.2.3. Número de Esporas de HMA ………..44
4.2.7.3.4. Micelio Externo de HMA ………..………44
4.2.8. Muestreo después del Primer Pinch (Segunda Poda de la Variedad)…....….44
4.2.8.1. Variables de Crecimiento en plantas de Rosa sp ………...……….45
4.2.8.2. Tercera fase de Laboratorio ………....45
4.2.8.2.1. Longitud de Raíz de Rosa sp ………...45
4.2.8.2.2. Porcentaje de Colonización de HMA ………...……..45
4.2.8.2.3. Número de Esporas de HMA ………..………46
4.2.8.2.4. Micelio Externo de HMA ……….. ………46
4.2.9. Reinoculación de Micorriza Arbuscular y Pseudomonas fluorescens en fase de campo ………..46
4.3. ANÁLISIS FÍSICO- QUÍMICOS DE SUELO Y FOLIAR……….….46
4.3.1. Análisis de suelo antes del transplante a campo ………..……..46
4.3.2. Fósforo y hierro disponible y fósforo soluble en Suelo después del transplante… ………...47
4.3.3. Fósforo y hierro foliar en Plantas de Rosa sp ……….….47
4.3.4. ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE LOS DATOS………...48
4.4.1. Verificación del supuesto de Homocedasticidad y Normalidad de Varianzas 48 4.4.2. Transformación de los Datos ………..48
4.4.3. Comparación e intervalos Múltiples ………...48
4.4.4. Prueba no paramétrica ………...….48
4.4.5. Análisis de Varianza (ANOVA) y Covarianza (ANCOVA) ………..49
4.4.6. Metodologías de Correlación entre Variables ………..49
4.4.7. Modelos Alométricos de Regresión Lineal entre el Diámetro del Tallo y el Peso Seco de la Raíz ………..…49
5. RESULTADOS ……….. ………...…..50
5.1. MUESTREO DESTRUCTIVO(Transplante a Campo) ………...50
5.1.1. Colonización de HMA en estacas enraizadas de Rosa sp. ...………...51
5.2. MUESTREO DESPUÉS DEL INJERTO (Primera Poda de la Variedad)……....61
5.2.1. Colonización de HMA en plantas injertadas de Rosa sp………..…..61
5.2.2. Variables de Crecimiento en plantas injertadas de Rosa sp. ………65
5.3. MUESTREO DESPUÉS DEL PRIMER PINCH (Segunda Poda de la Variedad)… ………68
5.3.1. Colonización de HMA en plantas podadas de Rosa sp.………...68
5.3.4. Variables de Crecimiento en plantas podadas de Rosa sp.. ……..……..…....72
5.4. VARIABLES DE CRECIMENTO VEGETAL EN Rosa sp. TOMADAS EN CAMPO………... ………....…….74
5.4.1. Altura del brote más alto (H) después del transplante (2ddt)……… ………...…………..…………...74
5.4.2. Diámetro del tallo (DT) después de la primera poda de la variedad (163ddt)…… ………..……....…74
5.5. CORRELACIÓN DE VARIABLES DE CRECIMIENTO Y MICORRIZACIÓN …75 5.6. MODELO ALOMÉTRICO DE REGRESIÓN LINEAL PARA PFR Y PSR CON RESPECTO AL DIÁMETRO DEL TALLO ………...77
5.7. COMPORTAMIENTO DE LA PLANTA CON RESPECTO A ALGUNAS VARIABLES DE CRECIMIENTO Y MICORRIZACIÓN A TRAVES DEL TIEMPO DE ESTUDIO. ………...80
5.7.1. MUESTREOS DESTRUCTIVOS ……….………..…82
5.7.2. TOMA DE VARIABLES DE CRECIMIENTO TOMADAS EN CAMPO ………87
5.8. ANÁLISIS FISICO- QUÍMICOS DE SUELO Y FOLIAR………..…...90
5.8.1. Análisis de suelo antes del transplante a campo………...90
5.8.2. Fósforo y Hierro disponible y fósforo soluble en suelo después del transplante… ………..….………..91
5.8.3. Fósforo y Hierro foliar en plantas de Rosa sp …………...………...92
6. DISCUSIÓN ………...………..………....96
7. CONCLUSIONES ………..………….. 110
8. RECOMENDACIONES ………112
INDICE DE TABLAS
Tabla 1. Niveles de referencia de nutrientes en hojas de planta de rosa. …………14
Tabla 2. Tratamientos evaluados en plantas de Rosa sp……….34
Tabla 3. Correlación entre variables de crecimiento y micorrización en plantas de
Rosa sp………..76
Tabla 4. Resultados de la caracterización Físico-Química, Fósforo (P) y Hierro (Fe)
disponibles en suelo del Bloque 22 del cultivo Agrícola La Montaña………..…90
Tabla 5. Resultados del Análisis Fósforo y Hierro disponible en suelo (Segundo y
Tercer Muestreo) y Fósforo soluble en suelo (Tercer Muestreo)………..…..92
Tabla 6. Resultados del análisis hierro y fósforo foliar en plantas de Rosa sp.
(Muestreo destructivo)……….94
Tabla 7. Resultados del análisis hierro y fósforo foliar en Plantas de Rosa sp.
(Muestreo después del injerto y muestreo después de la primera poda)……… ………...………94
INDICE DE FIGURAS
Figura 1. Síntomas de deficiencia de hierro en plantas de Rosa sp……….16
Figura 2. Pseudomonas fluorescens en medio líquido……….21
Figura 3. Estructura Química de la Pioverdina, tipo de sideróforo producido por
Pseudomonas sp………...23
Figura 4. Arbúsculos y vesículas de HMA en Rosa sp
. ……….25
Figura 5. Espora de HMA (Glomus sp.)……….27
Figura 6. Estructura taxonómica propuesta para los HMA, basada en la secuencia de
los genes de la SSU del rRNA. (Schüβver et al., 2001)………..28
Figura 7. Diagrama de actividades y variables evaluadas en cada uno de los
muestreos realizados durante el desarrollo experimental del trabajo………36
Figura 8.Transplante a campo en el invernadero del Bloque 22, Nave 1 cama 1 ,2 y 3 del cultivo Agrícola La Montaña………39
Figura 9. Esquema para la toma de muestras de suelo utilizadas para evaluar
Longitud de Raíz (LR), % micorrización, Número de Esporas (NE) y Micelio externo del hongo (MEVA)………42
Figura 10. Método de Intersección de cuadrantes para determinación de Longitud de
raíz de Rosa sp. (A) Observación de raíces dispuestas en caja de petri con cuadrícula de 5x5 mm, (B) Conteo de intersecciones con la cuadrícula………….…43
Figura 11. (a)Frecuencia de la micorrización (F) en estacas enraizadas de Rosa sp.
(Número de fragmentos micorrizados/ número total de fragmentos)*100 por tratamiento. (b)Intensidad Global de la micorrización (M) en estacas enraizadas de Rosa sp. (% de corteza micorrizada) por tratamiento. (c) Riqueza de Arbúsculos en el sistema radicular (A) en estacas enraizadas de Rosa sp., por tratamiento……...52
Figura 12. Número de esporas (NE) encontradas en 30 gr de suelo por tratamiento en
estacas enraizadas de Rosa sp………53
Figura 13. Número de hojas (NH) por tratamiento en estacas enraizadas de Rosa sp…
……….…54
Figura 14. Peso fresco de parte Aérea (PSA) por tratamiento en estacas enraizadas
de Rosa sp……….55
Figura 15. Peso seco de parte Aérea (PSA) por tratamiento en estacas enraizadas de Rosa sp……….56 Figura 16. Área foliar (AF) por tratamiento en estacas enraizadas de Rosa sp…………
……….…57
Figura 17. Número de brotes (NB) por tratamiento en estacas enraizadas de Rosa
sp……….58
Figura 18. Peso fresco de la raíz (PFR) por tratamiento en estacas enraizadas de Rosa sp………..59 Figura 19. Peso seco de la raíz (PSR) por tratamiento en estacas enraizadas de Rosa sp……….….60
Figura 20. Longitud de la Raíz (LR) por tratamiento en estacas enraizadas de Rosa
sp………61
Figura 21. Frecuencia de la micorrización (F), en plantas injertadas de Rosa sp.
(Número de fragmentos micorrizados/ numero total de fragmentos)*100 por tratamiento……….62
Figura 22. Riqueza de Arbúsculos (A) en el sistema radicular en plantas injertadas de Rosa sp.A%=(95n5A3+70n4A3+ 30n3A3+5n2A3+n1A3)*(M/100) por tratamiento…… ………63
Figura 23. Número de esporas (NE) por tratamiento obtenidas a partir de 30 gr de
suelo en plantas injertadas de Rosa sp………..64
Figura 24. Micelio Externo de HMA (MEVA), por tratamiento en plantas injertadas de Rosa sp……….65 Figura 25. Longitud de Raíz (LR), por tratamiento en plantas injertadas de Rosa sp…
……….66
Figura 26. Altura del brote más alto (H), por tratamiento en plantas injertadas de Rosa sp………..67 Figura 27. Área foliar (AF), por tratamiento en plantas injertadas de Rosa sp……..68
Figura 28. Frecuencia de la micorrización (F) en plantas podadas de Rosa sp.
(Número de fragmentos micorrizados/ numero total de fragmentos)*100 por tratamiento………...69
Figura 29. Riqueza de Arbusculos (A) en el sistema radicular en plantas podadas de Rosa sp. A=(95n5A3+70n4A3+30n3A3+5n2A3+n1A3)*(M/100) por tratamiento…..70 Figura 30. Número de esporas (NE), por tratamiento obtenidas a partir de 30 gr de
Figura 31. Micelio Externo de HMA (MEVA), por tratamiento en plantas podadas de Rosa sp……….72 Figura 32. Longitud de Raíz (LR), por tratamiento en plantas podadas de Rosa sp……
………....73
Figura 33. Área foliar (AF), por tratamiento en plantas podadas de Rosa sp………73
Figura 34. Altura del Brote más Alto (H), por tratamiento en plantas de Rosa sp.,
después del transplante……….….74
Figura 35. Diámetro del Tallo (DT), por tratamiento en plantas de Rosa sp., después
de la primera poda de la variedad………..75
Figura 36. Modelo de Regresión Lineal de orden 1, entre el peso fresco de la raíz y el
Diámetro del Tallo………78
Figura 37. Modelo de Regresión Polinómica de Orden 3, entre Peso seco de la Raíz y
Diámetro del Tallo………78
Figura 38. Modelo de Regresión Polinómica de orden 2, entre Peso seco de la Raíz y
el Diámetro del Tallo……….79
Figura 39. Comportamiento de los modelos de regresión lineal para PFR y polinómica
de orden III y orden II para PSR con respecto a los tratamientos………79
Figura 40. Comportamiento de los tratamientos a lo largo del tiempo de estudio para
longitud de Raíz (LR)………81
Figura 41. Comportamiento de los tratamientos a lo largo del tiempo de estudio para
Area Foliar (AF)………82
Figura 42. Comportamiento de los tratamientos a lo largo del tiempo de estudio para
Figura 43. Comportamiento de los tratamientos a lo largo del tiempo de estudio para
Intensidad Global de Micorrización (M)……….84
Figura 44. Comportamiento de los tratamientos a lo largo del tiempo de estudio para
Riqueza de arbúsculos (A)………..…85
Figura 45. Comportamiento de los tratamientos a lo largo del tiempo de estudio para
Número de Esporas (NE)………...….86
Figura 46. Comportamiento de los tratamientos a lo largo del tiempo de estudio para
Micelio Externo de HMA (MEVA)………..87
Figura 47. Comportamiento de los tratamientos a lo largo del tiempo de estudio para
Diámetro del Tallo en plantas de Rosa sp………...88
Figura 48. Comportamiento de los tratamientos a lo largo del tiempo de estudio para
Número de Brotes en plantas de Rosa sp………89
Figura 49. Comportamiento de los tratamientos a lo largo del tiempo de estudio para
Altura del brote más alto en plantas de Rosa sp……….90
Anexo 1. Datos de la fase previa al estudio.
Anexo 2. Composición del medio de cultivo Agar King B.
Anexo 3. Composición de la mezcla Hormona y fungicida aplicada en fase de
enraizamiento.
Anexo 4. Composición del fertilizante aplicado en fase de enraizamiento.
Anexo 5. Composición del Compost utilizado en enraizamiento de estacas de Rosa
sp., en Agrícola La Montaña.
Anexo 6. Características de la Turba utilizada en Agrícola La Montaña en fase de
enraizamiento.
Anexo 7. Composición del fertilizante aplicado por goteo en las plantas transplantadas
a campo en Agrícola La Montaña.
Anexo 8. Estandarización del protocolo de Aclarado y Tinción de Raíces de Rosa
(Phillips & Haymann (1970).
Anexo 9. Metodología para la Observación y Evaluación de Láminas para
Micorrización (Trouvelot et al, 1986).
Anexo 10. Aislamiento de Esporas (Sieverding, 1983).
Anexo 11. Estandarización de la Técnica de Extracción y Determinación de Longitud
de Raíz (Newman, 1966; Marsh, 1971).
Anexo 12. Estandarización del protocolo de Aclarado y Tinción de Raíces (Phillips &
Haymann (1976). (a)Muestreo destructivo. (b)Muestreo después del injerto. (c) Muestreo después del primer Pinch.
Anexo 14. Herramientas de análisis de datos.
Anexo 15. Resultados obtenidos de las muestras de suelo del Bloque 22 del cultivo
agrícola La Montaña (Monroy & Benito, 2003) (a) Hierro total y disponible tanto en suelo como en hojas en etapa de campo. (b) Concentraciones de ácido indol acético producidos por Pseudomonas fluorescens a diferentes horas de crecimiento.
Anexo 16. Promedios por tratamiento de variables de crecimiento. (a)Muestreo destructivo. (b) Muestreo después del injerto. (c) Muestreo después del primer Pinch.
Anexo 17. Promedios por tratamiento de variables de micorrización. (a)Muestreo
destructivo. (b) Muestreo después del injerto. (c) Muestreo después del primer Pinch.
Anexo 18. Verificación de los supuestos de normalidad y homocedasticidad (p-valores
Shapiro - Levene). (a)Muestreo destructivo. (b) Muestreo después del injerto. (c) Muestreo después del primer Pinch.
Anexo 19. Análisis estadístico de los datos para el muestreo destructivo. Salidas SAS
y MINITAB.
Anexo 20. Análisis estadístico de los datos para el muestreo después del injerto.
Salidas SAS y MINITAB.
Anexo 21. Análisis estadístico de los datos para el muestreo después del primer
pinch. Salidas SAS y MINITAB.
Anexo 22. Verificación de los supuestos de normalidad y homocedasticidad
(p-valoresShapiro-Levene). VARIABLES DE CRECIMIENTO VEGETAL EN Rosa sp.
Anexo 23. Análisis estadístico de los datos para los muestreos no destructivos.
MINITAB.
Anexo 24. Coeficientes de correlación Rho de Spearman. Muestreo no destructivo (52
Anexo 25. Valores de DT extrapolados en la ecuación de la recta del modelo
alométrico para PFR y PSR para muestreo después del injerto.
Anexo 26. Datos diámetro del tallo (DT) extrapolados en la ecuación de la recta de los
modelos alométricos para PFR y PSR, en el muestreo después de la primera poda.
RESUMEN
Uno de los renglones más productivos de la economía colombiana es la floricultura, actividad que se orienta al cultivo, manejo, producción y distribución de flores de corte, especialmente las rosas, producto destinado al mercado internacional con una gran aceptación mundial.
En los cultivos de flores de la Sabana de Bogotá, específicamente en el cultivo Agrícola La Montaña, se ha observado incremento en la clorosis intervenal, manifestándose en la tonalidad amarilla de las hojas. Este síntoma se ha relacionado con deficiencias de hierro, especialmente en las hojas jóvenes de algunas variedades de rosa como Movie star.
En suelos de la Sabana se han reportado altas concentraciones de hierro y de calcio, lo que puede generar la formación de fosfatos férricos y cálcicos, ocasionando una baja disponibilidad de hierro y fósforo para la planta. La solubilización y captación de estos elementos, puede ser promovida por ciertos grupos microbianos, entre los que se destacan los hongos formadores de micorriza arbuscular (HMA) y bacterias rizosféricas, como Pseudomonas sp., que actúan enla interfase suelo-raíz.
El objetivo de este trabajo fue determinar el efecto de Pseudomonas fluorescens y Glomus sp., sobre el crecimiento y desarrollo de plantas de Rosa sp., en etapa vegetativa, en el cultivo comercial Agrícola La Montaña, (Bojacá, Cundinamarca).
Para tal propósito, se inocularon en el momento de la siembra estacas de rosa con estos dos microorganismos promotores de crecimiento vegetal con y sin adición de compost al sustrato. Se evaluó el efecto de la micorrización en el crecimiento de las plantas, durante tres etapas de la fase vegetativa: transplante a campo a los 52 días después de la siembra (dds), después del injerto de la variedad 187 (dds), segunda poda de la variedad injertada 277 (dds).
Para tal efecto se evaluaron como variables de crecimiento: Número de brotes(NH), Número de hojas (NB), Altura del brote más alto (H) cm, Diámetro tallo (DT) mm, Peso fresco parte aérea (PFA) g, Peso seco parte aérea (PSA) g , Peso fresco raíz (PFR) g, Peso seco raíz (PSR) g, Longitud de raíz (LR) cm, Área foliar (AF) cm2. y como
variables de micorrización: (F, M, A), Número de esporas de HMA (NE) en 30 gr de suelo, Micelio externo de HMA (MEVA).
Se estableció la micorrización desde el enraizamiento y se mantuvo durante el periodo de evaluación, en los tratamientos inoculados. De la observación de las variables se encontró que hubo un incremento en el crecimiento vegetal en las plantas inoculadas con micorriza, en las variables PFA, PSA, AF, NB, PFR, PSR en enraizamiento. Y en campo fue mayor en las variables LR y AF.
El objetivo se cumplió, en la medida que se alcanzaron lo logros pretendidos en el presente trabajo. En conclusión se recomienda la aplicación de estos microorganismos para un mejor crecimiento y productividad vegetativa.
Este trabajo se realizó en la Unidad de Biotecnología Vegetal adscrita al Departamento de Biología de la Pontifica Universidad Javeriana y en las instalaciones del cultivo comercial Agrícola La Montaña.
ABSTRACT
One of the most productive lines in the Colombian economy is the floriculture, activity that is guided to the cultivation, handling, production and distribution of court flowers especially roses, product dedicated to the international market with a great world acceptance.
In the flower´s cultivations ubicated in the Savannah of Bogotá, specifically in the cultivation Agrícola La Montaña, increment has been observed in the intervenal chlorosis, showing in the yellow tonality of the leaves. This symptom has been related with iron deficiencies, especially in the young leaves of some rose varieties as Movie star.
In soils of the Savannah of Bogotá, high iron and calcium concentrations have been reported, this concentrations are be able to generate the formation of ferric and calcic phosphates, causing a low iron and phosphorus availability for the plant. The solubilization and uptake of these elements, can be promoted by certain microbial
groups, among those that stand out the arbuscular mycorrhizal fungi (AMF) and rhizosferic bacteria, Pseudomonas sp., that act in the interface soil-root.
The objective of this work was to determine the effect of Pseudomonas fluorescens and Glomus sp. on the growth and development of Rosa sp. plants in vegetative stage, in the commercial cultivation Agrícola La Montaña (Bojacá, Cundinamarca).
For such a purpose, they were inoculated in the moment of the sowing rose stakes with these two plant growth promoting microorganisms with and without compost addition to the susbstratum. The effect of the mycorrhiza was evaluated in the growth of the plants, during three phases of the vegetative stage: transplantation to field to the 52 days after sowing (das), after the grafting of the variety 187 (das), second pruning of the ingrafted plants 277 (das).
For such an effect they were evaluated variables of growth like: Number of Shoots (NS), Number of leaves (NL), Height of the shoot highest (H) cm, Shoots Diameter (SD) mm, Shoots Fresh weight (SFW) g, Shoots Dry weight (SDW) g, Root Fresh weight (RFW) g, Root Dry weight (RDW) g, Root Length (RL) cm, Leaf area (LA) cm2. And mycorrhizal variables like: (F, M, A), Number of spores of AMF (NE) in 30 gr soil, external hyphae of AMF.
The mycorrhizal settled down from the rootage and it stayed during the period of evaluation, in the inoculated treatments. After that the variables were determinate, it was found that there was an increment in the plant growth for the inoculated plants with (AMF), in the variable PFA, PSA, AF, NB, PFR, PSR in rootage. And in field was bigger the variable LR and AF.
The objective was completed, in the measure that the achievements were reached sought work presently. In conclusion the application of these microorganisms is recommended for a better growth and vegetative productivity.
This work was carried out in the Plant Biotechnology Group attributed to the Department of Biology in the Pontificia Universidad Javeriana and in the commercial cultivation Agrícola La Montaña.
1. INTRODUCCIÓN
En los agroecosistemas intensivos, una de las prácticas de mayor impacto para el suelo y su biota es la fertilización. En los sistemas de fertilización para cultivos ornamentales se utilizan tanto macronutrientes como micronutrientes, entre los que contamos el fósforo y el hierro, respectivamente. El hierro es uno de los elementos más abundantes encontrado en el suelo y en las plantas; sin embargo, en cultivos ornamentales puede ser un nutriente limitante (Jonier, 1983). Las plantas presentan deficiencias de hierro cuando existe aireación pobre, presencia de sales altamente solubles, alto pH, o condiciones que dañan la raíz o limitan la absorción del hierro. Cuando hay deficiencia de este nutriente la planta presenta una carencia de clorofila que se manifiesta en tallos y hojas jóvenes, esta deficiencia es denominada clorosis férrica. Además de la clorosis, las plantas con deficiencia de hierro presentan disminución en el crecimiento de las raíces, tallos y hojas, y pueden presentar necrosis de tejidos (Salisbury & Ross, 1994).
Además del hierro, el fósforo es otro nutriente que frecuentemente presenta limitaciones de disponibilidad en los suelos de la Sabana de Bogotá. Las plantas con deficiencia en fósforo presentan un débil desarrollo tanto radicular como de la parte aérea y las hojas presentan menor tamaño, pérdida de la coloración y nervaduras pocos pronunciadas, siendo las hojas más viejas las que presentan mayores síntomas de deficiencia, debido a que el fósforo se desplaza de las hojas más viejas a las más jóvenes (Fassbender & Bornemisza, 1987).
Una de las causas más frecuentes de la baja disponibilidad de hierro y fósforo en los suelos es la pérdida de la estructura del suelo, ocasionada por los bajos niveles de materia orgánica en los suelos. Esto conlleva a una disminución en la cantidad y continuidad del espacio poroso, lo que hace que haya un inadecuado movimiento de agua y nutrientes en el suelo (Ramírez, 1998).
Colombia es uno de los países con mayor producción de flores de corte, principalmente rosas y claveles, destinados al mercado internacional, ocupando los primeros lugares de exportación en productos no tradicionales (Asocolflores, 2000).
En la actualidad, la industria de flores, ocupa un reglón importante en la economía del país generando el 3% del PIB, un 30% de los cultivos destinados a la exportación son de rosas (Asocolflores, Florverde, 2003).
La producción comercial de rosas en Colombia está centrada en Antioquia y en la Sabana de Bogotá. Actualmente otros cultivos se establecen en otras zonas de Cundinamarca, como Bojacá. Esta zona se caracteriza por presentar suelos derivados de cenizas volcánicas o con un alto contenido de estas (IGAC, 2000). Los suelos de esta zona generalmente presentan bajas concentraciones de hierro disponible (menores a 100 ppm) y altas de fósforo total (mayores a 1400 ppm), lo que facilita la complejación de estos elementos. Los niveles de hierro en los suelos del cultivo de flores Agrícola La Montaña, oscilan entre 27 y 97 ppm, considerados muy bajos (menores a 100 ppm), mientras que el nivel de fósforo es muy alto (700- 1400 ppm), esto favorece la formación de fosfato férrico en el suelo, considerado una de las formas insolubles de hierro.
La deficiencia de hierro generalmente llamada clorosis férrica es uno de los problemas más comunes en el cultivo de rosas Agrícola La Montaña ubicado en el Municipio de Bojacá, ésta se manifiesta especialmente en las hojas jóvenes de algunas variedades comerciales, siendo una de las más susceptibles la Movie star.
Una de las consecuencias que se presentan en la clorosis férrica, es el déficit en la toma de nutrientes. Por lo tanto es necesario un aporte continuo de nutrientes, que son aplicados en la mayoría de los casos con fertilización a través de los sistemas
de riego (fertirriego) o a nivel foliar para suplir la pérdida o limitación de nutrientes en el suelo (Zapata, 1997).
Otra alternativa para incrementar la captación de nutrientes por la planta, es la aplicación de grupos microbianos, entre los que se destacan los hongos formadores de micorriza arbuscular (HMA) y otros microorganismos rizosféricos, como Pseudomonas sp., que actúan en la interfase suelo-raíz. Esta interacción afecta el ciclaje de nutrientes necesario en la nutrición de las plantas y favorece el crecimiento y desarrollo vegetal. Constituye así, uno de los parámetros más importantes en la implementación de sistemas agrícolas sostenibles (Azcón et al, 1992, Linderman, 1991, Azcón- Aguilar y Barea, 1992). Dentro de los mecanismos presentados por estos grupos microbianos son de interés en este trabajo la solubilización de nutrientes (Fe y P), el aumento en el volumen de suelo explorado por las raíces (micelio de HMA) y la producción de fitohormonas.
En el cultivo de Agrícola La Montaña se aplicaron un HMA, Glomus sp. y una bacteria promotora de crecimiento vegetal, Pseudomonas fluorescens, con adición de compost como alternativa para disminuir los problemas de deficiencia de hierro y favorecer el crecimiento de las plantas de rosa.
Teniendo en cuenta lo anterior, se planteó la pregunta de investigación: ¿cúal es el efecto de Pseudomonas fluorescens y de Glomus sp., aplicados con compost, sobre el crecimiento de plantas de Rosa sp., en etapa vegetativa ?.
En una etapa previa al estudio se evaluó el efecto de Pseudomonas fluorescens, de un inoculo de Glomus mosseae y de un inóculo comercial de Glomus sp., en plantas de rosa, observándose mejores resultados con respecto al crecimiento en los tratamientos inoculados con Glomus mosseae, Pseudomonas fluorescens y adición de compost (Acosta, 2004).
En el banco de enraizamiento del cultivo comercial Agrícola La Montaña se sembraron estacas obtenidas del patrón Natal Brier, en tratamientos que incluyeron la utilización de los microorganismos descritos, con sus respectivos controles y dos sustratos (turba y compost). Se realizó un muestreo destructivo al momento del
transplante a campo a los 52 días después de la siembra (dds) de las estacas enraizadas, un segundo muestreo en campo 2 meses y medio después del injerto de la variedad Movie star 187 (dds) y que coincidió con la primera poda, y por último un tercer muestreo realizado a los 277 (dds) y que coincidió con la segunda poda de la variedad injertada. Adicionalmente se realizaron toma de variables de crecimiento vegetal después del injerto y después de la primera poda, en plantas in situ.
Se evaluaron como variables de crecimiento: Número de brotes(NH), Número de hojas (NB), Altura del brote más alto (H) cm, Diámetro tallo (DT) mm, Peso fresco parte aérea (PFA) g, Peso seco parte aérea (PSA) g , Peso fresco raíz (PFR) g, Peso seco raíz (PSR) g, Longitud de raíz (LR) cm, Área foliar (AF) cm2. y como variables de
micorrización: (F, M, A), Número de esporas de HMA (NE) en 30 gr de suelo, Micelio externo de HMA (MEVA).
Los resultados de este trabajo, están encaminados a profundizar en el estudio del efecto de los microorganismos benéficos en el crecimiento de Rosa sp., considerada como una de las especies ornamentales más importantes a nivel agroindustrial.
2. MARCO TEÓRICO
2.1. CARACTERÍSTICAS GENERALES DE Rosa sp. 2.1.1. Descripción Taxonómica (Izco, 1997).
DIVISIÓN: MAGNOLIOPHYTA (Angiospermas) CLASE: MAGNOLIOPSIDA (Dicotiledóneas) SUBCLASE: ROSIDAE
ORDEN: ROSALES FAMILIA: ROSACEAE GÉNERO: Rosa ESPECIE: Rosa sp.
Las rosas pertenecen a la familia de las Rosaceas, existen aproximadamente 100 especies descritas para el género Rosa, a partir de las cuales se originan los híbridos actualmente cultivados como: odorata o índica, chinensis o cinencis, polyantha o multiflora, alpina, canina, lutea, manetti, englanteria o englantina, centifolia, damascena, gállica, moschata, rugosa, wichuraiana, louletti, xanthina, banksiae (Buczacki, 1997).
2.1.2. Descripción Botánica
Las Rosaceae son una importante familia cosmopolita, con especial representación en zonas templadas del hemisferio norte. Tienen una gran importancia a nivel económico por su valor ornamental, con miles de variedades obtenidas por el hombre. Presentan hojas generalmente estipuladas, alternas o raramente opuestas, simples o compuestas. Las flores aparecen solitarias o en racimos, corimbos o panículas, suelen ser hermafroditas y actinomorfas (Izco,1997).
2.1.3. Origen y Distribución Geográfica
Sus principales centros de origen se encuentran en las zonas templadas y subtropicales del hemisferio norte. La excepción a este marco natural la constituyen las especies alpina y rubrifolia, ambas oriundas de Europa Central (Infojardín, 2003).
Las primeras rosas cultivadas eran de floración estival, hasta que posteriores trabajos de selección y mejoramiento realizados en Oriente sobre algunas especies, fundamentalmente Rosa gigantea y R. chinensis dieron como resultado la "rosa de té" de carácter refloreciente. Esta rosa fue introducida en Occidente en el año 1793 sirviendo de base a numerosos híbridos creados desde esta fecha (Infoagro, 2003).
Sus principales mercados de consumo son Europa, Estados Unidos y Japón. Se trata de un cultivo muy especializado que ocupa 1.000 Ha de invernadero en Italia, 920 Ha en Holanda, 540 Ha en Francia, 250 en España, 220 en Israel y 200 Ha en Alemania. Los países Suramericanos han incrementado en los últimos años su producción, destacándose, México, Colombia y Ecuador (Infoagro, 2003).
2.1.4. Importancia Económica de la Rosa en Colombia
En Colombia según Asocolflores (2003), se encuentran cultivadas con flores y en producción aproximadamente 56.000 Ha; un 86% de estas, se encuentran en la Sabana de Bogotá y un 12% en el oriente antioqueño. La industria de las flores genera aproximadamente el 3% del producto interno bruto (PIB), y cada día en promedio se exportan unas 35.000 cajas hacia Estados Unidos y otros países. Además, es uno de los productos que genera más empleos en Colombia: aproximadamente 79.000 empleos directos y 75.000 empleos indirectos; aproximadamente unas 800.000 personas viven de la floricultura (Asocolflores, Florverde, 2003).
Las flores en Colombia son uno de los productos que más se exportan hacia otros países, un 95% de la producción se exporta y tan solo un 2% de la producción se queda en el mercado doméstico. Un 75% de la exportación de flores va para el mercado Estadounidense. Colombia es el primer exportador no tradicional y el segundo exportador agrícola en el mundo, esto hace que el producto sea de gran importancia económica para el país (Ascolflores, Florverde, 2003).
2.1.5. Cultivo en Invernadero
Con el cultivo de rosa bajo invernadero se consigue producir flor en épocas y lugares en los que de otra forma no sería posible, consiguiendo mejores precios a nivel internacional. Para ello, estos invernaderos deben cumplir unas condiciones mínimas: tener grandes dimensiones (50m x 20m aproximadamente), la irradiación máxima debe ser entre 400 a 700 nm, la altura de 10 a 15 m aproximadamente y debe tener una buena ventilación en los meses calurosos (Infoagro, 2003).
2.1.6. Preparación del suelo
Para el cultivo de rosas el suelo debe estar bien drenado y aireado para evitar encharcamientos, por lo tanto, los suelos que no cumplan estas condiciones deben mejorarse en este sentido, pudiendo emplear diversos materiales orgánicos entre los que están la turba, la cascarilla de arroz y la materia orgánica.
2.1.7. Materia Orgánica en el suelo
Los procesos de mineralización y asimilación de nutrientes están muy relacionados con los contenidos de materia orgánica existentes en el suelo. Su dinámica está determinada por la incorporación al suelo de restos de origen vegetal (Molano et al, 2003).
La materia orgánica es la responsable de la estructura del suelo, aumenta la porosidad, mejora las relaciones de agua y aire, y reduce la erosión ocasionada por el agua y el viento, además químicamente la materia orgánica es la fuente de nitrógeno, fósforo, azufre, entre otros elementos (Donahue et al, 1989).
2.1.8. Materiales orgánicos utilizados en floricultura 2.1.8.1. La Turba
Es un sustrato de origen orgánico cuya composición varía según el origen del material vegetal. Es generalmente ácida y posee nutrientes aprovechables por las plantas. La tierra de turba es un producto natural útil para la propagación vegetal. Es utilizada para bajar el nivel de pH en los suelos agrícolas alcalinos; también para mejorar la retención de la humedad en los suelos arcillosos muy pesados (Jarvis, 1998), y es uno de los sustratos más ampliamente utilizados para el enraizamiento de esquejes y estacas en la propagación de plantas ornamentales.
La turba en general, posee poca capacidad de humificación; una capacidad de cambio de 60 a 120 meq/l; muy bajo contenido en bases y nutrientes, de forma que su contenido en cenizas suele ser inferior al 1 por 100 de la materia seca a 105ºC y su proporción de calcio (CaO) menor del 0,5 por 100 sobre materia seca; escasa conductividad eléctrica (del orden de 0,100 mmhos/cm).
Además de lo anterior posee sustancias activas como el ácido beta-indol-acético, que puede tener un efecto positivo sobre el enraizamiento y foliculina, que tiene efecto estimulador sobre el crecimiento de las plantas.
El uso de este sustrato en la horticultura, es importante ya que es un acondicionador que enriquece y mejora la estructura y el índice de materia orgánica en suelos arcillosos y da forma a los suelos arenosos. Estas propiedades le permiten a la raíz en formación explorar más fácilmente el suelo y formar raíces secundarias (Hortofruticultura y Jardinería, 2001).
2.1.8.2. La Cascarilla de arroz
La cascarilla de arroz es un subproducto de la industria molinera, que resulta abundante en las zonas arroceras de muchos países y que ofrece buenas propiedades para ser usado como sustrato. Debido a su baja tasa de descomposición, es liviano, de buen drenaje, y de buena aireación. La cascarilla de arroz es el sustrato mas empleado para los cultivos hidropónicos en Colombia bien sea cruda o parcialmente quemada. El principal inconveniente que presenta la cascarilla de arroz es su baja capacidad de retención de humedad y lo difícil que es lograr la distribución homogénea de la misma (humectabilidad) cuando se usa como sustrato único en camas o bancadas (Calderón, 2002).
2.1.8.3. El Compost
El compost es el producto de la descomposición biológica y la estabilización de sustratos orgánicos, que da como resultado un producto biológicamente activo, libre de patógenos y semillas de plantas (Sylvia et al, 1998).
Las clases de compost varían mucho en cuanto a los efectos nutricionales y físicos del crecimiento de la planta. Existen diferentes tipos de compost procesados algunos de residuos de las podas como es el caso de los utilizados en cultivos de rosa (Jarvis, 1998). Este contiene una elevada carga enzimática y bacteriana que aumenta
la solubilización de nutrientes permitiendo que puedan ser asimilables por las raíces recién formadas (Sieverding & Barea, 1991). Es un sustrato que se utiliza para el enraizamiento de plantas, ya que este aumenta la retención de agua, mejora la aireación y fomenta la actividad microbiana (Hudson et al; 1975).
En los cultivos de flores de la Sabana de Bogotá, es común el uso de compost elaborado de residuos vegetales de la misma finca, en cantidades de 50, 100, 200 y hasta 400 kilos aproximadamente por cama de 36 m2, para mejorar la estructura del
suelo (Duran, 2000).
2.1.9. Desarrollo del Sistema Radical de la Rosa
El rosal tiene dos variedades separadas; una variedad de flor injertada en un variedad de rizoma. Las variedades de flor no suelen producir raíces fuertes ni vigorosas. Por lo general son raíces muy poco desarrolladas, muy delgadas y finas (Buczacki, 1997).
2.1.10. Transplante
Las plantas de dos meses, que ya tienen formada la estructura principal de las ramas y un buen sistema radicular son llevadas a campo para su plantación en las camas de los invernaderos. El transplante se realiza en forma de Zigzag con una densidad de 6 a 8 plantas/m2 cubierto, para un total de 280 plantas por cama de 36
metros (Infoagro, 2003).
2.1.11. Propagación de la Rosa
Los rosales se pueden propagar por semillas, estacas o injerto. La propagación por semillas sólo se hace para producir nuevas variedades y no es un proceso aplicable a gran escala, ya que las plantas así obtenidas varían grandemente en sus características genéticas (Buczacki, 1997).
Algo semejante ocurre con la propagación por estacas, siendo contraproducente que la planta crezca sobre sus propias raíces, ya que existen otros pies más idóneos para ello.
2.1.12. Tipos de Propagación 2.1.12.1. Propagación por Esqueje
Una de las prácticas más utilizadas en los cultivos de rosas es la multiplicación por esquejes. El esquejado o estaquillado se emplea en los viveros para multiplicar los patrones como Rosa rugosa, Rosa noisettiana o “manetti” utilizado en este trabajo, y en algunos híbridos como Polyantha, trepadoras e híbridos perennes de crecimiento vigoroso (Infojardín, 2003).
Para realizar el esquejado, se toman las estacas y se siembran en un sustrato. Una vez los brotes estén bien desarrollados y se haya presentado el enraizamiento, las plantas son llevadas a campo.
Los portainjertos o patrones más utilizados son:
•
R. canina: se adapta muy bien a aquellas situaciones en que el crecimiento radicular no está restringido, y a ciclos vegetativos cortos.•
R. multiflora: se utiliza mucho como rosal de jardín.•
R indica: posee un sistema radicular profundo, lo que la hace resistente a la sequía.•
R. manetti: se utiliza mucho para la producción de variedades de corte.Las características para que un patrón sea óptimo son: adaptabilidad a diversas variedades, a las condiciones del suelo, resistencia a patógenos, enfermedades, y buen potencial de propagación (Lee, 1998).
En Colombia, más específicamente en el Cultivo Agrícola La Montaña uno de los patrones más utilizados es Natal Brier; este patrón se adapta a suelos de baja
fertilidad. Tiene buen despegue radicular, pero requiere mas agua que los demás patrones y se adapta mejor en suelos con pH de 5 a 7, es un patrón natural del sur de África, pero se ha adaptado muy bien en el continente americano (Lee, 1998).
2.1.12.2. Propagación por Injerto
Una nueva variedad puede ser buena en cuanto a la calidad de sus flores, perfume, colores, etc., pero su sistema radical no suele ser tan bueno como el de determinadas especies naturales. Es por esto que suelen seleccionar ciertas especies o patrones que poseen sistemas radicales buenos e injertar sobre ellos las nuevas variedades. Algunas ventajas de utilizar la técnica del injerto son: resistencia a enfermedades y plagas, adaptación a diferentes condiciones de suelos y precocidad de producción (Infojardín, 2003).
Los injertos se reproducen a partir de estacas de las plantas madres. La yema para el injerto se toma de un tallo floral de la variedad que se desea propagar; teniendo presente que esta yema corresponda a una hoja de cinco folíolos, ya que, si es de tres, ésta brotará muy rápidamente, antes de que el injerto se haya establecido en el patrón (Infojardín, 2003).
2.1.13. Crecimiento de la planta y poda posterior
La poda es un procedimiento programado por medio del cual se inducen los puntos de crecimiento de la planta para incrementar el vigor de los tallos y producir una flor. En la poda suceden importantes procesos bioquímicos y fisiológicos que van a dar lugar a una mayor producción y calidad de las plantas (Reyes, 1998).
La primera floración tiende a producirse sobre brotes relativamente cortos buscando una producción de ramas y follaje antes de que se establezca la floración, para lo cual se separan las primeras yemas florales para la poda, tan pronto como son visibles. Se realiza entonces la primera poda o “Pinch” de las ramas principales, estas se cortan contando tres foliolos desde su base. Antes de entrar en producción se realiza la segunda poda aproximadamente a los dos meses y medio después de la primera poda, esta se realiza contando cinco foliolos desde su base y se eliminan por completo los vástagos débiles o chupones. Se puede dejar un vástago florecer para
confirmar la autenticidad de la variedad (elhorticultor, 2002).
En el desarrollo meristemático, intervienen algunas hormonas como las auxinas, citoquininas y giberelinas, estas tienen un papel importante en las podas. Las auxinas se encuentran en muy alta concentración en los meristemos y son las encargadas de llevar la información metabólica para estimular la brotación de una yema programada. Las citoquininas intervienen en la cicatrización causada durante la poda. Las giberelinas colaboran en el rompimiento de la latencia de las yemas y son responsables de la elongación de los nuevos brotes (Reyes, 1998). En cuanto a los microorganismos utilizados en este estudio, los hongos de micorriza arbuscular HMA y las Pseudomonas fluorescens producen fitohormonas tipo auxinas como el Acido Indol Acético (Paten & Glick, 2002).
2.1.14. Requerimientos Climáticos para el cultivo de Rosas 2.1.14.1. Temperatura e Iluminación
Para la mayoría de los cultivares de rosa, las temperaturas óptimas de crecimiento son de 17ºC a 25ºC, con una mínima de 15ºC durante la noche y una máxima de 28ºC durante el día El índice de crecimiento para la mayoría de los cultivares de rosa sigue la curva total de luz a lo largo del año. Así, en los meses de verano, cuando prevalecen elevadas intensidades luminosas y larga duración del día, la producción de flores es más alta que durante los meses de invierno (Infoagro, 2003).
2.1.14.2. El Riego
El rosal resulta una especie resistente a la falta de agua, sin embargo cuando ésta se produce, el crecimiento se retarda y la floración se reduce significativamente, lo que indica que la plantación debe recibir un adecuado abastecimiento de aquel elemento para poder mantener un económico ritmo de floración y alto nivel en la calidad de la flor (elhorticultor,2002).
2.1.15. Requerimientos Nutricionales
La adquisición de nutrientes por las raíces depende de una serie de procesos, que se desarrollan tanto en el suelo como en la planta. La captación de nutrientes va a depender de la llegada de estos a la superficie de la raíz y de su ritmo de absorción
por el sistema radical (Gianinazzi-Pearson & Azcón-Aguilar, 1991). Actualmente la fertilización en los cultivos de rosa se realiza a través de riegos. Pero es conveniente controlar los parámetros de pH y conductividad eléctrica de la solución del suelo, así como la realización de análisis foliares y los niveles de nutrientes en las hojas (Tabla 1).
Tabla 1. Niveles de referencia de nutrientes en hojas de planta de rosa1.
Macroelementos
Niveles deseables (%)
Nitrógeno
3,00-4,00
Fósforo
0,20-0,30
Potasio
1,80-3,00
Calcio
1,00-1,50
Magnesio
0,25-0,35
Microelementos
Niveles deseables
(ppm)
Zinc
15-50
Manganeso
30-250
Hierro
50-150
Cobre
5-15
Boro
30-60
2.2. DINÁMICA DEL HIERRO EN EL SUELO
El Hierro es el microelemento más abundante en los suelos, ya sea como constituyente de diferentes minerales o en forma de óxidos e hidróxidos (Loúe, 1988). Las concentraciones de hierro solubles son comúnmente muy bajas en suelos aeróbicos. El contenido de hierro se encuentra entre un rango de menos del 0.05% en suelos con textura áspera a mas de 10% en suelos con oxisoles tropicales elevados (Sylvia et al, 1998).
1Se toman como referencia los de la primera hoja totalmente madura debajo de la flor (Hasek, 1988) Tomado de
La forma ferrosa (Fe+2) es la más disponible para las plantas. Bajo condiciones
alcalinas y aeróbicas, Fe+2 es oxidado a Fe+3, el cual no es disponible para las plantas,
y es precipitado a Fe (OH)3 (Stevenson & Cole, 1999).
En suelos ricos en materia orgánica una cantidad importante de hierro puede ser reducida y encontrarse en la solución del suelo bajo forma de Fe+2 o absorbida.
Con la elevación del pH de la solución del suelo la adsorción se acentúa y se produce la formación de compuestos Fe+2 insolubles (Loué, 1988).
En suelos calcáreos o altamente calcificados, las plantas frecuentemente sufren deficiencia de hierro. En algunos ambientes, la disponibilidad de hierro bajo condiciones de estrés aumenta a través de la producción de agentes quelantes orgánicos, tales como sideróforos tipo hidroxamato producidos por hongos de micorriza y bacterias de la rizosfera (Stevenson & Cole, 1999).
2.2.1. Importancia del Hierro en las plantas
El hierro se encuentra disponible bajo formas de Fe+2, Fe+3 y quelatado. Las
raíces lo absorben bajo la forma de Fe+2 o bajo forma quelatada. La absorción de
hierro inorgánico está por lo tanto determinada por la capacidad que tienen las raíces de reducir el pH y el Fe+3 en Fe+2 en la rizosfera (Loué, 1988).
Este elemento es esencial ya que forma parte de ciertas enzimas y numerosas proteínas que transportan electrones durante la fotosíntesis y la respiración. Experimenta oxidación y reducción alternas, entre los estados Fe+2 y Fe+3, cuando
actúa como portador de electrones en las proteínas (Salisbury & Ross, 1994).
Se sabe que los iones de metales pesados (Fe, Zn y Cu) no atraviesan la membrana celular. Las formas en que se movilizan estos compuestos son los complejos formados con agentes quelantes, que son sintetizados biológicamente y su función es acarrear iones (ionóforos), dentro de ellos los específicos para el hierro se denominan sideróforos (Brock, 1991).
2.2.2. Síntomas de deficiencia de Hierro
La mayoría de los síntomas que se han descrito aparecen en el sistema de brotes de la planta y se observan con facilidad. A menos que las plantas se cultiven
por hidroponía, los síntomas de la raíz no pueden observarse sin separar la raíz del suelo, por lo que estos síntomas no están descritos con exactitud. Además, todos los síntomas difieren según la especie vegetal, la severidad del problema, la etapa de crecimiento y la complejidad que resulta de la deficiencia de dos o más elementos. Los síntomas de deficiencia para cualquier elemento dependen sobre todo de dos factores: la función o funciones que realiza el elemento en la planta y si el elemento se transfiere o no con facilidad de las hojas antiguas a las juveniles (Bennett, 1993).
La deficiencia en hierro, se caracteriza por la falta de clorofila (clorosis). Las plantas deficientes en hierro se caracterizan por desarrollar una clorosis intervenal pronunciada, que se presenta primero en las hojas más jóvenes (Figura 1). La clorosis intervenal en ocasiones es seguida por clorosis de las venas, por lo que la hoja entera adquiere color amarillo. En casos severos, las hojas jóvenes se ponen blancas y presentan lesiones necróticas. Aunque no se conoce con certeza la causa de que la deficiencia en hierro manifieste una inhibición rápida de la formación de clorofila, parece ser que dos o tres enzimas que catalizan ciertas reacciones de la síntesis de clorofila requieren hierro (Bennett, 1993).
Figura 1. Síntomas de deficiencia de hierro y fósforo en plantas de Rosa sp. Se puede observar la clorosis intervenal en hojas jóvenes y coloración rojiza en los bordes de la hoja.
El hierro que se acumula en las hojas más antiguas es relativamente inmóvil en el floema. La entrada de hierro a la corriente de transporte del floema es probablemente minimizada por la formación de compuestos insolubles, la fitoferritina y fosfatos férricos (Taíz, 1998).
En suelos con pH elevado con presencia de bicarbonatos se presenta la deficiencia de hierro, en tanto que en suelos ácidos el aluminio soluble es más abundante y restringe la absorción de hierro (Salisbury & Ross, 1994).
Con frecuencia este problema se reduce agregando hierro al suelo o a las hojas en forma de un quelato comercial denominado EDDHA-ácido Fe-etilendiamino di(o-hidroxifenil) acético. (Salisbury & Ross, 1994).
El Fe+3 es mucho menos soluble que el Fe+2 por lo que cuando un suelo está
bien aireado, el Fe+2 no quelado se oxida a Fe+3 y este a su vez se precipita. Al parecer
son dos los principales tipos de ligandos que forman quelatos con el hierro e impiden que este se precipite en su totalidad: los ligandos sintetizados por microorganismos y los que se sintetizan en las raíces (Salisbury & Ross, 1994).
2.3. DINÁMICA DEL FÓSFORO EN EL SUELO
El contenido total de fósforo en suelos cultivados tropicales tiene un rango de variación muy amplio desde 340 ppm a 1467 ppm; las diferencias en concentraciones se deben en gran medida a la naturaleza de los suelos, condiciones mineralógicas y estados de meteorización (Guerrero, 1974).
En los suelos tropicales el P tiende a ser fijado por los componentes edáficos, además de presentar un movimiento lento, lo que lo hace poco disponible para las plantas. Es por esto que el P es el nutriente más limitante en los procesos fisiológicos de las plantas en este hábitat, y la respuesta de las plantas a microorganismos que aumenten la disponibilidad del elemento tiende a ser más evidente (Azcón-Aguilar & Bago, 1984).
2.3.1. Importancia del Fósforo en las Plantas
El fósforo es absorbido por las plantas en una de sus formas, como ión monovalente ortofosfato (H2PO4-), o como ión divalente fosfato (HPO24-). El H2PO4-
predomina en el suelo con un pH menor de 7.2, mientras que a un pH mayor de 7.2 la forma presente es HPO2
4-. El fósforo constituye un componente importante estructural
de ciertas enzimas y proteínas, fosfolípidos y ácidos nucleicos, ya que hace parte de genes y cromosomas que juegan un papel vital en el ciclo de las plantas y en el crecimiento y reproducción, además esta involucrado en todos los procesos
metabólicos tempranos en las plantas. Muchas veces esta implicado en la transferencia de electrones en reacciones de oxido reducción y juega un papel como regulador en la formación y translocación de sustancias como azucares y almidones. Así mismo, es importante en los procesos de maduración, formación de semillas y en la fijación de nitrógeno (Bennett, 1993).
2.3.2. Síntomas de deficiencia de Fósforo
Dado que el fósforo interviene en los procesos de crecimiento y síntesis de los componentes de las plantas, su deficiencia ocasiona un desarrollo débil tanto del sistema radicular como de la parte aérea. Las hojas con deficiencia en fósforo son de menor tamaño que las que no presentan esta deficiencia y los nervios de las hojas son poco pronunciados y presentan una perdida de la coloración o una coloaración anormal. Las hojas más viejas son las que presentan mayores síntomas de deficiencia, debido a que este elemento se mueve con rapidez dentro de la planta y emigra de las hojas más viejas a las más jóvenes (Fassbender & Bornemisza, 1987).
2.4. LOS MICROORGANISMOS DEL SUELO
Los microorganismos del suelo representan un grupo importante pues llevan a cabo los procesos de transformación de materiales orgánicos, y el ciclaje de nutrientes (Martin, 1980).
2.4.1. Microorganismos de Uso Agrícola
Las bacterias tienen especial importancia en la relación suelo-planta y son responsables del incremento o disminución en el suministro de nutrientes. Los suelos agrícolas que están sometidos a la mecanización continua, al monocultivo, al riego, a la aplicación de agroquímicos y fertilizantes, a la compactación de los suelos y a las quemas, tienen una flora microbiana muy baja que afecta su fertilidad (Sylvia et al, 1998).
Entre los géneros bacterianos más importantes en agricultura por la degradación de los compuestos orgánicos y por aumentar la disponibilidad de nutrientes para la planta están: Bacillus, Pseudomonas, Azotobacter, Azospirillum, Beijerinckia, Nitrosomonas, Nitrobacter, Clostridium, Thiobacillus, Lactobacillus, y Rhizobium (Martín, 1980).
Algunos géneros bacterianos como Azotobacter, Beijerinckia, Clostridium, Pseudomonas y Azospirillum, han sido estudiados en su interacción con micorrizas arbusculares (MA), y se ha demostrado que su presencia produce un incremento significativo del crecimiento en algunos cultivos, pero el mecanismo responsable es controvertido pues los incrementos algunas veces ocurren sin la evidencia de incrementos en la fijación o aumentos del contenido de nitrógeno en las plantas (Bethlenfalvay & Linderman, 1992).
Algunas trasformaciones bioquímicas llevadas a cabo por estos microorganismos rizosféricos son benéficas para el crecimiento y desarrollo de las plantas, ya que estos tienen el potencial para producir metabolitos estimuladores de crecimiento vegetal (Frankenberger & Arshad, 1995, citado por Torres & Valencia, 1999).
Las sustancias estimuladoras de crecimiento tienen un impacto ecológico sobre microorganismos, algunos son fuentes primarias de estas sustancias en el suelo y se conocen como bacterias promotoras de crecimiento vegetal (PGPRs), término inducido por Kloepper & Schroth (1978), citados en Torres & Valencia, (1999) para definir todas las bacterias colonizadoras de la raíz que mejoran el crecimiento, rendimiento o metabolismo de las plantas.
2.4.2. Mecanismos de Estimulación del Crecimiento Vegetal por las Bacterias Promotoras de Crecimiento Vegetal (PGPRs)
Las PGPRs representan un diverso subgrupo que colonizan la rizosfera. Fueron descritas por primera vez en raíces de plantas cultivadas en los años 70 (Kloepper et al., 1991).
El interés sobre las PGPR, está basado en tres aspectos básicos: la influencia en la nutrición de las plantas, protección de la raíz contra el ataque de patógenos procedentes del suelo y la producción de sustancias de crecimiento vegetal como ácido indol acético, giberelinas, citoquininas entre otros (Lynch, 1981).
La promoción del crecimiento de raíces es una de las principales señales por la cual es medido el efecto benéfico de las bacterias promotoras de crecimiento vegetal (Patten & Glick, 2002).
La producción de auxinas como el ácido indol acético (AIA) es frecuente en la asociación planta- bacteria. En bacterias benéficas la síntesis de AIA generalmente se da por una vía dependiente del triptófano, a través del ácido indolpirúvico, sin embargo, el papel del AIA en el crecimiento de las plantas es todavía indeterminado (Patten & Glick, 2002). Se ha demostrado la capacidad de las Pseudomonas de producir auxinas (Prikryl et al. 1985; Schroth & Loper, 1986, citados por Torres y Valencia, 1999). Según Monroy & Benito, (2003) Pseudomonas fluorescens en cultivo discontínuo en caldo King B produce AIA: a las 12h:1.76 ppm; a las 24h:1.83 ppm; a las 36h:1.85 ppm; a las 48h:2.56 ppm.
2.4.3. Pseudomonas fluorescens
Esta bacteria pertenece al orden Pseudomonadales, tiene forma de bacilos o de espiral, es gram negativa con flagelación polar. Nutricionalmente es fotoautotrofa y quimioautotrofa o heterotrofa, puede ser aerobia o anaerobia. Muchas especies presentan solo una débil capacidad para degradar polisacáridos. Este orden contiene algunos patógenos tanto de animales como de plantas (Atlas & Bartha, 1993).
Es un microorganismo con un gran potencial de biofertilización y ayuda en la fijación libre de nitrógeno. Se encuentra en suelo y agua. Puede aislarse en medios enriquecidos con diferentes fuentes de carbono. La temperatura óptima de crecimiento se encuentra entre 25-30
°
C (Atlas & Bartha, 1993), (Figura 2).Es un antagonista rizosférico y promotora de crecimiento vegetal además es productora de sideróforos (Bashan & Holguín, 1993). Es una de las bacterias colaboradoras del hongo de micorriza arbuscular (Garbaye, 1991). El uso eficiente de estas bacterias en la agricultura requiere del conocimiento de las características que aumentan el desempeño ecológico en la rizosfera (Rainey, 1999).
Figura 2. Cultivo de Pseudomonas fluorescens en medio King B donde se observa la fluorescencia. Tabebuia rosea momil 17, aislamiento de Raíz (Vargas, datos sin publicar). 2.4.3.1. Sideróforos Bacterianos y Fúngicos
Los sideróforos son moléculas muy diversas de bajo peso molecular que transportan hierro al microorganismo, tienen una mayor afinidad por su catión Fe+3.
Estos agotan de manera eficiente el hierro del ambiente convirtiéndolo en un elemento limitante para ciertos microorganismos, incluidos los patógenos de plantas. Se produce así un efecto benéfico sobre el crecimiento vegetal al inhibir los microorganismos patógenos (Weber et al, 1986, citado por Torres & Valencia, 1999).
Los sideróforos son principalmente componentes de hidroxamato o fenolato. Los sideróforos tipo fenolato se han reportado en Azotobacter spp. y Azospirillum spp., microorganismos importantes en la fijación del nitrógeno de las plantas (Atlas & Bartha, 1993).
Los sideróforos tipo hidroxamato, se relacionan con Pseudomonas sp.; donde se ha demostrado que además de transportar el hierro, se involucran en el transporte de molibdeno, elementos implicados directamente con la estructura de la nitrogenasa y la nitrato reductasa, enzimas importantes en la fijación del nitrógeno. La mayoría de microorganismos cuentan con la producción de sideróforos específicos del hierro férrico para el abastecimiento de este (Atlas & Bartha, 1993).
Las Pseudomonas fluorescentes se caracterizan por la producción de pigmentos amarillo-verdosos de fluorescencia bajo radiación ultravioleta (Loper & Ishimaru, 1991). Estos sideróforos amarillo-verdosos producidos por Pseudomonas fluorescens, en medios limitados de hierro, colectivamente se denominan Pioverdinas
