Efecto del envejecimiento en la biodegradabilidad de almidón termoplástico a nivel de laboratorio

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(1)EFECTO DEL ENVEJECIMIENTO EN LA BIODEGRADABILIDAD DE ALMIDÓN TERMOPLÁSTICO A NIVEL DE LABORATORIO. Diego Enrique Ballesteros Peña. Asesor: Isabel Jiménez. Co-asesor: Oscar Álvarez.

(2) IQ-2007-II-05 1. Planteamiento del problema. El desarrollo de los polímeros sintéticos a nivel industrial ha sido de gran importancia tanto para la industria como para los consumidores. La versatilidad de sus propiedades permitió un sinnúmero de aplicaciones, llevando a un crecimiento exponencial de su uso a partir de la segunda guerra mundial hasta la actualidad (Goebel, 2005). Sin embargo, su durabilidad se ha convertido en un problema (debido a su baja tasa de degradación), generando un debate tanto en la sociedad como en la comunidad científica acerca de estrategias efectivas para tratar estos desechos, que en países industrializados llegan a representar entre el 20 y el 40% de los desechos sólidos municipales (Ruiz, 2006). La incineración lleva a contaminar el poluto aire existente y el reciclaje de polímeros ha demostrado un alto nivel de ineficiencia, debido a la dificultad de separar las diferentes clases de plásticos a reciclar, lo que implica un alto requerimiento de mano de obra y haciendo muy difícil tener márgenes aceptables de ganancia debido al bajo valor del material recuperado, razón por la cual sólo el 5% de los plásticos en EE.UU. es reciclado (Goebel, 2005).. Los 12 principios de la química verde nos permiten un acercamiento a la prevención de la polución por medio de innovaciones científicas. Algunos de ellos como prevenir la formación de desechos, diseñando productos ambientalmente seguros (degradables luego de su uso) usando fuentes renovables (Anastas y Warner, 1998), son parte la solución de esta problemática, al tratar de producir plásticos biodegradables que corten el problema de raíz para obtener desechos ambientalmente amigables, que permitan el desarrollo sostenible del planeta. Para lograr esto se necesita una extensiva investigación, que permita a los materiales emergentes tener propiedades parecidas a los plásticos tradicionales, además de ser competitivos con respecto a su costo de producción y manufactura. También debe superar otras críticas por parte de la comunidad científica; ya que al no ser materiales reciclables, no pueden ser utilizados en etapas postconsumo como material reutilizable o como fuente de energía (Chalita, 2000). A pesar de esto, el material biodegradable puede ser utilizado como compost, evitando llenar basureros y reintegrándose a los ciclos naturales, lo que los hace ideales para aplicaciones que no se prestan económicamente para el reciclaje, como empaques de corta duración para productos alimenticios (bandejas para comida, vajillas, cubiertos, pitillos, vasos, etc.), por lo que se requiere una cultura como la adoptada por el reciclaje para evitar que los plásticos biodegradables lleguen a los rellenos sanitarios y sean recolectados para el compostaje.. 2.

(3) IQ-2007-II-05 El almidón, que surge como uno de estos nuevos materiales ha comenzado a ser investigado alrededor del mundo como una forma efectiva para solucionar el problema, siendo barato, abundante, disponible a partir de múltiples fuentes renovables y biodegradable (Van Soest y Vliegenthart, 1997), razón por la cual este trabajo busca hacer un aporte investigativo entorno a la biodegradabilidad de este material y cómo esta cambia con la formulación utilizada, tanto para la utilización de esta información en la industria como para ser material de referencia en futuras investigaciones en este campo.. 2. Objetivos. 2.1 Objetivo General: •. Realizar un análisis de la biodegradabilidad de distintas formulaciones de almidón termoplástico según la norma ASTM D 5988-03 utilizando dos tipos de tierra.. 2.2 Objetivos Específicos: •. Producir pellets de almidón termoplástico de distinta formulación.. •. Realizar una caracterización físico-química y microbiológica de los suelos utilizados para el experimento de biodegradación.. •. Evaluar la biodegradabilidad del material teniendo en cuenta su formulación, envejecimiento y tipo de tierra.. 3. Estado de Arte. 3.1 Definición de biodegradación A pesar que la biodegradación es un término que implica la degradación de un material debido a la acción enzimática de hongos y bacterias, aún no se ha establecido una definición universal para este proceso (Swift, 1992). Esto se debe a que entorno a la investigación y desarrollo de los polímeros biodegradables existe un amplio rango de disciplinas, donde participan biólogos, bioquímicos, ingenieros, legisladores, ambientalistas, industriales, etc. Cada uno de estos grupos posee su propia perspectiva del problema, por lo que sus expectativas y logros en este campo están limitadas a las metas propuestas en la investigación o a la agenda de un determinado grupo de trabajo (Smith, 2005). Varios organismos especializados en la. 3.

(4) IQ-2007-II-05 estandarización de procesos han propuesto su propia definición para un polímero biodegradable (Chandra y Rustgi, 1998):. ISO: Es un plástico diseñado para tener cambios significativos en su estructura química bajo determinadas condiciones ambientales, que conlleva la pérdida de propiedades que pueden ser medidas por medio de métodos estandarizados apropiados para plásticos. Este cambio en estructura química es el resultado de la acción natural de microorganismos.. ASTM: Es un material plástico que experimenta rompimientos en sus enlaces de la red polimérica debido a fuerzas químicas, biológicas o físicas presentes en el ambiente que conllevan a una fragmentación o desintegración de los plásticos.. Sociedad Japonesa de plásticos biodegradables: Materiales poliméricos que han cambiado hacia un peso molecular más bajo que el original, donde al menos un paso de este proceso de degradación es por medio del metabolismo de organismos presentes en el ambiente.. DIN: La biodegradación de un material plástico es un proceso cuyos productos finales son el final de rutas metabólicas.. Se puede ver que existen diferencias sutiles entre las definiciones, algunas más generales. y. otras. más. específicas,. que. permiten. discutir. acerca. de. la. biodegradabilidad de un polímero. Desde el punto de vista de la ingeniería, estas definiciones no han abordado factores importantes como el tiempo necesario para la biodegradación, la existencia de residuos tóxicos en el ambiente, la necesidad de una fuente renovable de materias primas (Smith, 2005) y la relación entre la durabilidad y la degradabilidad de un material polimérico que permita tener tiempos de almacenamiento razonables sin ver afectadas las propiedades físicas necesarias para el producto final (Thakore, Desai, Sarawade y Devi, 2001).. 3.2 Proceso de biodegradación para polímeros La figura 1 ilustra el “dogma central” para la degradación de polímeros (Kaplan, et al.1993). Se inicia con la despolimerización, proceso que se lleva a cabo por fuera de las células (ya sean bacterias u hongos) debido al gran tamaño y la naturaleza insoluble de las cadenas poliméricas. Este paso es realizado por enzimas extracelulares que se encargan de disminuir el tamaño del material hasta un nivel que. 4.

(5) IQ-2007-II-05 sea digerible para la célula, por medio de reacciones de oxido-reducción o de hidrólisis (Chandra y Rustgi, 1998). El proceso de despolimerización puede ser reversible, llevando a una nueva polimerización o a la conjugación, donde se pueden formar materiales húmicos tales como el humus, la turba o el petróleo. Cuando se produce la ingestión en la célula se llega a la segunda parte del proceso, conocida como mineralización, donde es transformado por vías metabólicas en biomasa, agua, gases (CO2, CH4 y N2), sales y minerales. Cada uno de estos compuestos tendrá una vital importancia en el medio ambiente, sirviendo como reservas de nutrientes para el suelo (Kaplan, et al.1993).. Figura 1. Proceso de biodegradación de polímeros. 3.3 Factores que afectan la biodegradación Existen tres elementos esenciales para el proceso de biodegradación: Los microorganismos, el medio ambiente y el sustrato (polímero). La interacción entre estos componentes determinará tanto la factibilidad como la rapidez del proceso. Por ejemplo, en investigaciones de rellenos sanitarios se han encontrado pedazos de comida y periódicos que no se han degradado después de 40 años de entierro. Esto no significa que estos materiales no sean biodegradables (ya que claramente lo son) sino que puede haber una falla en alguno de los elementos como podría ser la falta de humedad en el terreno, que desencadena una baja actividad enzimática y una baja tasa de biodegradación (Mayer y Kaplan, 1993).. 5.

(6) IQ-2007-II-05 Los microorganismos deben tener las vías metabólicas adecuadas para mineralizar los monómeros y oligómeros formados por el proceso de despolimerización. Se deben considerar. los. tipos. de. microorganismos presentes. (aeróbicos. anaeróbicos,. facultativos), que contengan tanto las enzimas como los niveles enzimáticos adecuados para la biodegradación y la presencia de inhibidores o depredadores (ej. Protozoarios) que afecten la cinética del proceso (Chandra y Rustgi, 1998). Todos los factores relacionados con los organismos encargados de realizar la biodegradación están íntimamente relacionados con el medio ambiente en que se desarrollan y que se puede ver afectado por la temperatura, la humedad, disponibilidad de oxígeno, concentración de sales y metales, pH, luz, etc. (Mayer y Kaplan, 1993) A pesar que la mayoría de microorganismos pueden tolerar rangos relativamente amplios para cada uno de estos factores, la falta de alguno de estos elementos puede llevar a disminuir e incluso parar temporalmente el proceso de biodegradación, al menos hasta que se retomen las condiciones necesarias para su desarrollo. Dentro de estos factores el más importante puede ser la humedad; un nivel inadecuado de este factor puede llevar a parar la acción enzimática por debajo de un nivel crítico (Kaplan, et al.1993).. El polímero debe tener determinadas características para su biodegradación. Los polímeros sintéticos sólo se degradan de una manera lenta, por lo que sólo una parte logra ser mineralizada, mientras que la otra pasa a ser parte de materiales húmicos. Existen varios factores que pueden ayudar en la biodegradación de un polímero:. 1. Estructura. polimérica:. Según. numerosos. estudios. acerca. de. la. biodegradabilidad de polímeros sintéticos, la catálisis enzimática tiende a ser mayor a medida que las cadenas poliméricas son lo suficientemente flexibles para encajar en los sitios activos de las enzimas (Chandra y Rustgi, 1998). La mayoría de polímeros sintéticos biodegradables (como el cis-polisopreno) contienen enlaces hidrolizables a través de las cadenas poliméricas lo que facilita su degradación enzimática. Con este mecanismo las macromoléculas naturales como la celulosa o el almidón son degradados por medio de hidrólisis seguido por una oxidación, existiendo un símil con los polímeros sintéticos biodegradables, donde polímeros con carácter hidrofílico poseen una mayor tendencia a degradarse (Kaplan, et al.1993). Varias enzimas son conocidas por catalizar la hidrólisis de enlaces peptídicos cercanos a grupos como el hidroxílico, bencílico, carboxílico, etc. Por ejemplo, la quimotripsina cataliza la reacción de los enlaces cercanos a los grupos bencílicos, por lo que polímeros modificados. con. una. mayor. cantidad. de. estos. grupos,. como. el. 6.

(7) IQ-2007-II-05 poli(hexametileno-α-bencilmalonamida). han. tenido. mayores. tasas. de. biodegradabilidad que moléculas similares con una menor cantidad de grupos bencilo presentes (Chandra y Rustgi, 1998).. 2. Morfología del polímero: Los polímeros sintéticos contienen miles de estructuras cortas repetidas que le proporcionan la regularidad necesaria para cristalizarse, mientras las proteínas no poseen tal cantidad de unidades repetidas, lo que no le permite cristalizarse. Se ha establecido que existen marcadas diferencias en la velocidad de degradación de las regiones amorfas y las cristalinas. Generalmente la biodegradación ocurre más rápidamente en las regiones amorfas, ya que su irregularidad permite una mayor acción de las enzimas sobre los enlaces hidrolizables llevando a cabo una degradación selectiva. (Chandra y Rustgi, 1998) Las regiones cristalinas que son más ordenadas y periódicas, no permiten un rápido acceso de las enzimas y su biodegradación se presentará posteriormente, cuando la degradación de las regiones amorfas conlleven a la creación de los espacios necesarios que permitan el ataque microbiano en la región cristalina del polímero (Thakore, et al, 2001). Esto se ha comprobado en polímeros como el ácido poliláctico (PLA) ya que disminuyendo los entrecruzamientos presentes y por ende reduciendo su cristalinidad, se han alcanzado mayores tasas de biodegradación (Ray y Bousmina, 2006). 3. Efecto del peso molecular: Se ha encontrado que a mayor peso molecular existe una mayor tendencia a resistir el ataque de microorganismos. Hidrocarburos de bajo peso molecular son degradados por microorganismos, activados por la unión con la coenzima A, que les permite convertir estos hidrocarburos en metabolitos celulares dentro de la célula microbiana. Por otro lado, si las moléculas son más grandes, no se puede dar este proceso dentro de la célula, por lo que el proceso de biodegradación en ambientes extracelulares es lento. Esto no ocurre en moléculas naturales como el almidón, por que las conversiones enzimáticas hacia componentes de menor peso molecular si pueden ser llevadas a cabo por fuera de la célula, facilitando la degradación con respecto a los polímeros sintéticos (Chandra y Rustgi, 1998). Jen-Hao y Schwarz (1987) utilizaron muestras a partir de mezclas de polietileno y almidón con pesos moleculares entre 4800 y 41000; todas las muestras presentaron crecimiento bacterial, pero siempre este crecimiento fue mayor en las muestras con menor peso molecular (Kaplan, et al. 1993).. 7.

(8) IQ-2007-II-05. 4. Radiación y tratamientos químicos: El debilitamiento de los enlaces puede ocurrir por fotólisis por medio de la radiación de tipo ultravioleta y gamma (Pandey, Raghunatha, Pratheep & Singh, 2005) o por manipulaciones en la estructura del polímero como la introducción de enlaces de ésteres de polímeros sintéticos para promover la biodegradabilidad (Swift, 1992). Por ejemplo, la inserción de monóxido de carbono como enlace permite el rompimiento de la cadena, como fue determinado para polímeros E/CO (Etileno y CO), ya que luego de 25 días de exposición a radiación UV se logró perder el 98% de su peso (Chandra y Rustgi, 1998).. 3.4 Métodos de Medición:. Existen diferentes métodos para calcular la biodegradabilidad de un material. Sin embargo, cada uno de estos tipos de pruebas posee sus ventajas y desventajas, debido principalmente al grado de complejidad que generan todas las variables presentes en el proceso de biodegradación (Mayer y Kaplan, 1993). Entre las más importantes se encuentran:. 1.. Pruebas en cajas de Petri: Son ensayos en donde se observa el crecimiento microbiano para una determinada muestra, donde puede tardar de semanas a meses. Puede determinar cualitativamente la degradación, pero no simula ambientes naturales; ya que crece entorno a aditivos, lo que lleva tener problemas de extrapolación de resultados, por lo que sólo puede mostrar tendencias entorno a la degradación de un material, por ejemplo se encuentran el estándar ASTM G22-76 “Determinación de la resistencia hacia el ataque bacterial de polímeros sintéticos” o la norma DIN 53 739 “Determinación de la resistencia de los plásticos a hongos y bacterias”.. 2.. Demanda biológica de oxígeno (BOD): Es una medida indirecta de la cantidad de oxígeno utilizado por los microorganismos, incubando las muestras bajo unas condiciones determinadas y tomando medidas del oxígeno incubado antes y después de la incubación; por ejemplo se encuentra el Test modificado de Sturm para materiales poliméricos y estándares como el ISO 14851 “Determinación de la biodegradabilidad aeróbica para materiales plásticos en medios acuosos por medición de la demanda de oxígeno” (Leonardo da Vinci Program [LdVP], 1999).. 8.

(9) IQ-2007-II-05 3.. Polímeros marcados radiactivamente: Este tipo de pruebas son las más cercanas hacia la exactitud en las tasas de mineralización de los polímeros, al lograr cuantificar la producción de dióxido de carbono radiactivamente marcado. El alto costo de la producción de estos polímeros y el manejo de sustancias radioactivas son algunas de sus desventajas. Un ejemplo de este tipo de pruebas corresponde el estándar ASTM D 6354 “Método para determinar la biodegradación aeróbica de materiales plásticos marcados radiactivamente en ambientes acuosos o de compostaje”.. 4.. Respirometría: Esta es una práctica que permite cuantificar la mineralización del material para un ambiente específico, se calcula la producción de dióxido de carbono por medio de cámaras cerradas conectadas a un analizador infrarrojo de CO2. Su desventaja radica en la gran cantidad de equipo necesario para la experimentación.. Ha. sido. estandarizado. en. la. norma. ISO. 14852. “Determinación de la biodegradabilidad de materiales plásticos en medios acuosos- Método respirométrico por análisis del dióxido de carbono generado” 5.. Ambientes acelerados en el laboratorio: Del mismo modo que la respirometría, permite simular escenarios reales a escala de laboratorio, intentando proveer las mismas condiciones de un ambiente natural de manera constante, teniendo un adecuado control sobre las variables del proceso, lo que permite que el ensayo se lleve a cabo de manera acelerada, por lo que la extrapolación de resultados debe realizarse de manera cuidadosa. Entre este tipo de pruebas se encuentra la norma a utilizar en este trabajo: ASTM D 5988-03 “Método estándar para determinar la biodegradación aeróbica de materiales o residuos plásticos en el suelo”.. 6.. Experimentaciones in situ: Son medidas totalmente razonables de cómo será el comportamiento de un polímero para un ambiente determinado. Sin embargo, la falta de control sobre las variables involucradas en el proceso puede llevar a lecturas equivocadas, ya que es imposible distinguir entre efectos biológicos y no biológicos que causan la degradación. La prueba puede llevar tiempos mucho más largos que los anteriores métodos, pudiendo alargarse por años o décadas (Mayer y Kaplan, 1993). No se han publicado estándares para este tipo de pruebas por parte de los organismos competentes.. 7.. Pruebas ópticas y mecánicas: Son pruebas como la pérdida de peso, microscopía SEM o pruebas de esfuerzo-deformación, etc., que sirven de complemento a los ensayos mencionados anteriormente; a pesar que no demuestran directamente la degradación, pueden ayudar a entender el. 9.

(10) IQ-2007-II-05 deterioro del material y sus cambios físicos a través del tiempo (Mayer y Kaplan, 1993).. 3.5 El almidón como polímero biodegradable: El almidón es un carbohidrato complejo, que constituye la principal fuente de almacenamiento de energía para las plantas y es un material que genera un gran interés para ser utilizado como un polímero biodegradable, debido a su bajo costo, disponibilidad como excedente de diferentes productos agrícolas (Van Soest y Vliegenthart, 1997) y la posibilidad de ser utilizado en equipos convencionales de procesamiento de polímeros. Estas razones llevaron a que el almidón comenzara a ser utilizado como relleno en mezclas con polímeros tradicionales como el polietileno y el poliuretano, pero en estas formulaciones los contenidos de almidón que no superaban el 15% (Kaplan, et al. 1993). Al aumentar el interés de tener polímeros 100% biodegradables, se ha intentado tener polímeros fabricados principalmente de almidón (conocido como thermoplastic starch, TPS) pero debido a sus limitaciones mecánicas se requieren mayores estudios para su producción a gran escala. Algunas de las aplicaciones esperadas para el almidón termoplástico son como recubrimientos para agricultura, bolsas para residuos orgánicos, vendajes quirúrgicos (Mezzanotte, Bertani, Degli Innocenti y Tosin, 2004) y especialmente como empaque para productos alimenticios (Chandra y Rustgi, 1998).. 3.5.1 Generalidades El almidón se presenta en forma de gránulos de distintos tamaños y formas, insolubles en agua y en la mayoría de solventes orgánicos (Van Soest y Vliegenthart, 1997). Cada gránulo contiene dos tipos de moléculas: La amilosa (Figura 2) y la amilopectina (Figura 3). Estas estructuras están conformadas por múltiples unidades de D-Glucosa; para la amilosa se tiene una configuración de tipo lineal, donde predominan los enlaces de tipo α-1,4, lo que hace que la molécula se enrolle, dándole su forma helicoidal; la amilopectina es una estructura ramificada, donde se tienen enlaces tipo α-1,4 para la cadena principal y α-1,6 para las ramificaciones, por lo que las moléculas de amilopectina son más grandes que las de amilosa (el peso molecular de la amilopectina es 100 veces mayor que el de la amilosa (Yu y Christie, 2005)), desarrollándose estructuras de doble hélice (Ruiz, 2006), logrando un alto nivel de organización supermolecular entre los gránulos, donde las moléculas de amilopectina se encuentran de manera radial (Figura 4), mientras que las de amilosa se enlazan principalmente con las regiones amorfas de la molécula de amilopectina (Bernal y Martínez, 2006).. 10.

(11) IQ-2007-II-05. Figura 2. Molécula de amilosa1. La mayoría de almidones contienen entre un 20-30% de amilosa, dependiendo de su origen (maíz, papa, yuca, trigo, etc.), pero esta cantidad puede ser manipulada por medio de un proceso de extracción (Yu y Christie, 2005). Desde el punto de vista físico, el gránulo de almidón es un material heterogéneo (a pesar que a escala nanométrica sea aperiódico y desordenado (Perry y Donald, 2000)), que posee tanto regiones amorfas como cristalinas; siendo la amilosa y los puntos de ramificación de amilopectina donde se forman las regiones amorfas (Yu y Christie, 2005), como lo muestra la figura 5.. Figura 3. Molécula de amilopectina2. 1 2. Tomado de http://www.lsbu.ac.uk/water/hysta.html Tomado de http://www.lsbu.ac.uk/water/hysta.html. 11.

(12) IQ-2007-II-05. Figura 4. Organización radial de la amilopectina3. Figura 5. Morfología de la amilopectina4. 3.5.2 Proceso de plastificación del almidón El contacto del almidón con un plastificante, sumado con la temperatura y el esfuerzo cortante, conlleva 2 cambios morfológicos: Un hinchamiento del gránulo de almidón, producto del desdoblamiento de la estructura de doble hélice de la amilopectina y la formación de una matriz, debido a que el hinchamiento del gránulo permite su 3 4. Tomado de http://www.cheng.cam.ac.uk/research/groups/polymer/RMP/nitin/Internalstructure.jpg Tomado de http://www.lsbu.ac.uk/water/hysta.html. 12.

(13) IQ-2007-II-05 movimiento y la interacción con otros gránulos, formando una retícula unida por las interacciones polímero-polímero y polímero-soluto (Parte B de la Figura 6).. Figura 6. Proceso de plastificación del almidón5. En la figura se pueden identificar una serie de estructuras Gel ball, fruto del desdoblamiento de la amilopectina, que pierde su carácter cristalino (Perry y Donald, 2000), convirtiéndose en una región amorfa, siendo más fácilmente degradadable por la acción enzimática (Plackett y Vázquez, 2004). Al pasar el tiempo se observa que las cadenas se reacomodan en su estado original; de primera mano las cadenas de amilosa y luego la de las cadenas exteriores de amilopectina (Partes C y D de la Figura 6), este fenómeno se conoce como recristalización (Van Soest y Vliegenthart, 1997). Existe una relación ente la amilopectina sin plastificar y la cristalizada; que su grosor es el mismo: 50 Armstrong. Esto lleva a pensar que existe una cierta “memoria” en el material, lo que lo lleva a volver a un grosor determinado en la recristalización, ya que este grosor se pierde en la plastificación y se recupera con la cristalización (French, como se cita en Yu y Christie, 2005). Esto provoca un encogimiento en los enlaces, producido por el desdoblamiento de las cadenas principales de la amilopectina que al recristalizarse junto a las moléculas de amilosa, promoviendo la formación de nuevos puntos de ramificación cristalinos, inexistentes en la molécula de almidón sin plastificar (Van Soest y Vliegenthart, 1997), formando una matriz que impide un mayor movimiento en las cadenas, siendo desfavorable para la acción enzimática por que posee una menor accesibilidad para los microorganismos (Thakore, Desai, Sarawade y Devi, 2001). 5. Adaptado de Yu y Christie, 2005.. 13.

(14) IQ-2007-II-05. 3.5.3 Proceso de biodegradación del almidón La habilidad de producir enzimas que degraden el almidón está ampliamente desarrollada en los microorganismos. En general, la degradación del almidón se realiza en 3 pasos (Plackett y Vázquez, 2004):. 1. Fosforólisis: Las fosforilasas (enzima alostérica) convierten el almidón en glucosa 1-fosfato. 2. Hidrólisis: El almidón es hidrolizado por fuera de la célula por las amilasas. Estas enzimas contribuyen a romper la estructura del almidón al atacar los enlaces α. 3. Transglicólisis: Este paso corresponde a la mineralización del material, ya que es llevado dentro de la célula, donde las transglicolasas producen ciclodextrinas de tipo α, β y γ.. 4. Experimentación. 4.1 Materiales: Los materiales utilizados en el proyecto fueron:. 4.1.1. Almidón nativo de maíz (n-C6H12O6): La materia prima del proyecto es la Fécula Saguzena®, donada por la empresa “Industrias del Maiz S.A”. El boletín técnico de la empresa reporta un contenido de humedad entre el 11.5 y el 13% y un porcentaje de amilosa de 25% (Vargas, 2007).. 4.1.2. Glicerina grado USP (C3H8O3): El agente plastificante fue comprado a la empresa Bell Chem Internacional S.A. (Merchán, 2007).. 4.1.3. Master Batch Negro Humo: Donado al proyecto por la empresa A&P de Colombia Ltda. Referencia MBK-280 cuya resina base es polietileno de baja densidad, este producto es distribuido por Permoquim S. A. (Vargas, 2007).. 4.1.4. Turba de germinación: Una cantidad aproximada de 3.5 kilos fue suministrada por A&P de Colombia Ltda. Esta tierra es elegida debido a la posible utilización del TPS como material para semilleros de flores. Tiene un aspecto café con puntos sólidos blancos. La turba es una clase de suelo rico en carbono y debido a su alta capacidad de retención de humedad y de nutrientes es muy útil para aplicaciones agrícolas (Adams, 1999).. 4.1.5. Suelo del Relleno sanitario de Doña Juana: Esta tierra es elegida como posible destino final del material en forma de desperdicio. Proviene de la zona VII del. 14.

(15) IQ-2007-II-05 relleno, la cual ha sido cerrada hace 6 años. Este suelo proviene aproximadamente de una capa a 60 cm de la superficie. Fueron recolectados aproximadamente 4 kilos de esta muestra gracias al apoyo de la empresa Proactiva Colombia S.A, consorcio encargado del relleno. 4.1.6. Hidróxido de Potasio (KOH): Este reactivo es necesario para realizar la prueba de biodegradación, ya que reaccionará con el dióxido de carbono generado por los microorganismos. Se utilizaron cristales de hidróxido de potasio marca Merck® suministrados por el laboratorio de ingeniería química, en una solución de 0.5M.. 4.1.7. Acido Clorhídrico (HCl): Este reactivo es utilizado para titular el hidróxido de potasio. Se utilizó ácido clorhídrico 10M marca Merck® suministrados por el laboratorio de ingeniería química, realizando una solución 0.25M.. 4.1.8. Fosfato de Amonio ((NH4)2HPO4): Es la fuente de nitrógeno necesaria para los microorganismos presentes en los suelos. Se utilizó una solución preparada en el laboratorio de ingeniería química de 4.72 g/L.. 4.2 Equipos:. 4.2.1. Horno Thermolyne F6000 (Ref. F6038-60): Este horno funciona a condiciones de 208 voltios, 19.2 amperios, 60 Hz de frecuencia y 4000 watt. (Vargas, 2007). Se utiliza para secar el almidón.. 4.2.2. Mezcladora de alimentos Hobart: Se usa el modelo N-50 con motor monofásico de 1/6 HP, cuya capacidad máxima de la batidora es de 4.73 L. (Vargas, 2007). En este equipo se lleva a cabo la mezcla del almidón, la glicerina y el master batch.. 4.2.3. Extrusora Brabender: Se utiliza el modelo Plasticoder 331, que tiene una relación de longitud-diámetro de 25:1 y un diámetro de barril de ¾ de pulgada. Para la extrusión se eligió el tornillo de referencia 05-00-043, el cual tiene una relación de compresión de 3:1 (Borrero, 2007). En este equipo se lleva a cabo la etapa de extrusión de la mezcla.. 4.2.4. Pelletizadora: Se usa el molino de martillo contruido por The Berlyn Corporation (Millboury, Massachussets), con una velocidad de 1725 rpm y motor trifásico. Se utiliza para cortar en forma de pellets los “espaguetis” de la mezcla extruida.. 4.2.5. Desecadores: Son recipientes cerrados de plástico, que contienen una división cerámica, en la parte de abajo se coloca la tierra y la muestra, mientras la parte de arriba está destinada para soportar 2 beakers: Uno con agua y otro con. 15.

(16) IQ-2007-II-05 hidróxido de potasio, cuya titulación servirá para determinar la cantidad de dióxido de carbono generado.. 4.3 Metodología:. 4.3.1. Caracterización de suelos: Para este experimento se utilizaron dos tipos de suelos, que primero fueron recolectados usando doble bolsa plástica, luego cada una de estas muestras fue cernida con un tamiz ASTM 16 para tener un tamaño de partícula menor a 2 milímetros, esto fue realizado en el laboratorio de Ingeniería Civil de la Universidad de los Andes. Por último son llevadas a un refrigerador para mantenerlas a una temperatura de 4ºC hasta el comienzo de la pruebas, de acuerdo a la norma ASTM D 5988-03. Los microorganismos pueden mostrar un amplio rango de degradación, dependiendo del ambiente en donde se coloque, por lo que la caracterización del terreno es indispensable (Madsen, 1998), con miras a tener una idea general acerca de las condiciones del terreno y la identificación de grupos de microorganismos encargados de la biodegradación. Por lo que se llevarán a cabo dos tipos de caracterizaciones de la tierra: una fisicoquímica y otra microbiológica.. 4.3.1.1 Caracterización fisicoquímica: Esta caracterización fue realizada por el laboratorio Agrosoil Lab, laboratorio con certificado de gestión de la calidad de ICONTEC. El análisis es llevado a cabo bajo la norma técnica Colombiana NTC 5167 “Materiales orgánicos usados como fertilizantes y acondicionadores de suelos”. Los resultados incluyen: pH (método potenciométrico), carbono total (método Walkley Black), humedad y retención de humedad (método gravimétrico). Estos resultados son necesarios para la puesta en marcha de las pruebas al material, ya que estas indicarán diferentes cantidades de nitrógeno y agua que deben ser agregadas a la tierra para su acondicionamiento antes de comenzar la experimentación.. 4.3.1.2 Caracterización microbiológica: Esta caracterización fue realizada por Lucía Lozano6 en el departamento de microbiología de la Universidad de los Andes. Por medio de pruebas de crecimiento en cultivos en cajas de Petri, se determina la cantidad de microorganismos amilolíticos (consumidores de almidón) presentes, lo cual nos dará una idea cual es el potencial de. 6. Docente del departamento de microbiología de la Universidad de los Andes.. 16.

(17) IQ-2007-II-05 biodegradación del material. Del mismo modo se establecen las poblaciones de hongos y de bacterias aerobias mesófilas (aquellas que tienen temperaturas óptimas de crecimiento entre los 15 y los 45ºC).. 4.3.2. Producción de Pellets: Este paso fue llevado a cabo en los laboratorios del CIPP por Ángela Vargas7. De antemano se necesita eliminar la humedad inicial del almidón de maíz (alrededor entre 11.5 y 13%), por lo que la materia prima debe ser secada en el horno por 6 horas a 110ºC. Para este experimento se van a realizar dos tipos de pellets:. Mezcla 1 (30% G): 68.6% Almidón, 29.4% Glicerina, 2% Masterbatch LLDPE. Mezcla 2 (35% G): 63.7% Almidón, 34.3% Glicerina, 2% Masterbatch LLDPE.. Se realiza el mezclado de los componentes en la mezcladora Hobart, agregando primero la glicerina y luego lentamente el almidón a una velocidad de aspa de 2 (agitador a 285 rpm y aditamento a 125 rpm) durante 10 minutos. Luego se pasa a una etapa de extrusión, con el fin de obtener espaguetis extruídos. Para esto se usa la extrusora C.W. Brabender con un tornillo de una sola etapa, a 20 rpm, con un perfil de temperatura de 120-125-130-135ºC, realizando 2 pasadas por la extrusora (Merchán, 2007). Luego se pasa a una etapa de peletización, donde se cortan en forma de pellets. Para determinar su área superficial se tomaron las dimensiones (altura y diámetro. Ver Anexo 1) para una muestra aleatoria de 25 pellets. Las dimensiones halladas fueron un diámetro promedio de 4.016±0.016 mm, altura promedio de 2.904±0.679 mm, obteniendo un área superficial de 36.48±8.02 mm2/pellet. La muestra aleatoria fue pesada estimándose un peso promedio de 0.053gr/pellet. Estos pellets fueron guardados en bolsas selladas Ziploc®, y por fuera una bolsa negra para evitar su fotodegradación. Para el inicio de la prueba de biodegradación, las muestras en la turba de germinación tenían un periodo de envejecimiento de 70 días, mientras que para el inicio de la prueba en la tierra del relleno sanitario tenían un periodo de envejecimiento de 90 días.. 4.3.3. Acondicionamiento de la tierra: Este paso requiere los resultados de la caracterización fisicoquímica, con el fin de tener las condiciones necesarias. 7. Ingeniera Química de la Universidad de los Andes.. 17.

(18) IQ-2007-II-05 según la norma ASTM D 5988-03 para los dos tipos de suelos a utilizar. Estas condiciones son: o. Nivel de pH entre 6 y 8. o. Relación Carbono-Nitrógeno en el rango de 10:1 a 20:1. o. Contenido de humedad entre el 80% y el 100%. o. Tener entre 0.0004 y 0.002 gr. de carbono /gr. de suelo. Los resultados de la caracterización fisicoquímica fueron los siguientes:. Tipo de Tierra Relleno Turba pH 6,5 6,25 % Carbono 4,4 21,37 % Humedad 34 38,4 % Ret. Humedad 34,65 304,9 Tabla 1. Resultados de la caracterización fisicoquímica. Este experimento busca comparar sus resultados con los presentados por Julie Merchán (2007), por lo que se utilizarán las mismas condiciones de este experimento previo. Para ello, se utilizarán muestras de 1.25 gr. de pellets de almidón termoplástico, por lo que se deben conocer las cantidades teóricas de carbono presentes en las diferentes muestras; para ello, se debe determinar el porcentaje de carbono en las moléculas presentes:. Molécula C H O Peso Total Peso C %C Glicerina 3 8 3 92 36 0,3913 n-Glucosa 6 10 5 162 72 0,44 Tabla 2. Porcentajes de carbono en las moléculas. Para la mezcla 1:. 30% glicerina y 70% almidón (sin Masterbatch) 30% glicerina: 0.375 g. 70% almidón: 0.875 g.. ( g C ) Teorico = (0.375 ⋅ 0.3913) + (0.875 ⋅ 0.44) = 0.5317 g C Para la mezcla 2:. 35% glicerina y 65% almidón (sin Masterbatch) 35% glicerina: 0.4375 g. 65% almidón: 0.8125 g.. ( g C ) Teorico = (0.4375 ⋅ 0.3913) + (0.8125 ⋅ 0.44) = 0.5286 g C Por lo tanto, para tener una relación de 0.002 g. de carbono /g. de suelo como en el experimento de Julie Merchán, se requieren 248 g. de suelo, este resultado es aproximado hasta 250 g. Luego se utiliza el fosfato de amonio,. 18.

(19) IQ-2007-II-05 para tener una relación 20:1 de Carbono-Nitrógeno, con respecto al carbono presente en la muestra, conociendo que el nitrógeno es el 21.2% de la molécula de fosfato de amonio y que su concentración es de 4.72g/L; los cálculos para obtener la cantidad a adicionar (25 mL) fueron los siguientes:.  1 g N   1 g (( NH 4 ) 2 HPO4 )    1L ⋅ ⋅  = 0.02498L ≈ 25mL 0.5 g C ⋅   20 g C      0.212 g N      4.72 g (( NH 4 ) 2 HPO4 ) . Por último, se requiere llevar el nivel de humedad hasta un 80%; esto no se hace necesario para la tierra del relleno sanitario, mientras que para la turba los cálculos fueron los siguientes:.  0.384 g agua   = 96 g agua = X i 250 g tierra ⋅   1 g tierra     0.8 g agua   = 200 g agua = X f 250 g tierra ⋅   1 g tierra    Agua a adicionar = X f − X i = 104 g agua. 4.3.4 Pruebas al material: La norma ASTM D 5988-03 establece una prueba para medir la cantidad de CO2 producido por los microorganismos en función del tiempo, con el fin de determinar la biodegradación aeróbica de un plástico en el suelo. Para la realización del experimento se requiere el uso de desecadores, que son recipientes cerrados de plástico, con una división en cerámica agujereada. En el fondo del desecador se coloca la tierra y la muestra a analizar, luego va la división cerámica, que soporta dos beakers: Uno contiene una solución de hidróxido de potasio (0.5 M), esta solución reacciona con el dióxido de carbono producido y después se titula con ácido clorhídrico (0.25 M) con el fin de determinar la producción de CO2 por la diferencia entre las concentraciones iniciales y finales de hidróxido de potasio. El otro beaker contiene agua, cuya función es mantener la humedad del aire encerrado. El fondo y la tapa del desecador quedan herméticamente cerrados gracias a una llave colocada en la parte superior de la tapa y a una capa de vaselina industrial que es aplicada en los bordes de la tapa y el fondo. Aparte de los recipientes para las muestras existen 2 tipos de controles dentro de la prueba: un control blanco, el cual no posee ninguna clase de muestra a degradar (solo el suelo y los beakers), sirve para mostrar la evolución del dióxido de carbono. 19.

(20) IQ-2007-II-05 sin ningún tipo de aditivo y por ende la cantidad de dióxido generado por los microorganismos presentes en la tierra. El otro control es uno de tipo positivo, donde se coloca un material de referencia fácil de degradar, en este caso se usa el almidón nativo, para evidenciar el potencial de biodegradación de la tierra. Para la realización del experimento se deben tener de 2 a 3 réplicas por cada tipo de muestra (pellets, blanco y positivo) necesarias para realizar el trabajo estadístico para la prueba. Las lecturas fueron tomadas cada tres o cuatro días según la disponibilidad del laboratorio. Del mismo modo se debían pesar los desecadores comparándolo con su peso al iniciar el experimento, la diferencia entre estos pesos debía ser agregada en forma de agua a la tierra. Generalmente esta compensación era de 2 gramos de agua cada semana.. Figura 7. Montaje del desecador para la prueba de biodegradación Turba de germinación Suelo relleno sanitario Doña Juana Muestra # réplicas Muestra # réplicas 30% G 3 30% G 2 35% G 3 35% G 2 Positivo 1 Positivo 1 Blanco 2 Blanco 2 Tabla 3. Número de réplicas para cada tipo de muestra.. 4.3.5. Cálculos: Para determinar la cantidad de dióxido de carbono producido por la acción de los microorganismos y la biodegradación del material, se requieren los siguientes cálculos, luego hallar el promedio de cada uno de los controles (muestra, blanco y positivo) y hallar su respectiva desviación estándar.. 20.

(21) IQ-2007-II-05. 4.3.5.1 Cantidad neta de dióxido de carbono producido:. X N = X B − XT Donde. X B : Promedio de mL de HCl para titular el control blanco. X T : Promedio de mL de HCl para titular el control de la muestra o del control positivo.. X N : mL de HCl calculados para titular el CO2 generado únicamente por la muestra o el positivo. Teniendo en cuenta que la reacciones que ocurren durante la prueba de biodegradabilidad y la titulación son las siguientes:. 2 KOH + CO2 → K 2 CO3 + H 2 O KOH + HCl → KCl + H 2 O Se concluye que para cumplir la relación estequiométrica: 1 mol de CO2 = 2 moles de HCl 4.3.5.2 Cantidad de CO2 generado por el material:.  1 mol CO2   1 L  ⋅  g CO2 = C ⋅ X N ⋅ Mw ⋅   2 mol HCl   1000 mL      Donde. C: Concentración del HCl, 0.25M Mw: Peso molecular del CO2, 44 g/mol. 4.3.5.3 Cantidad de CO2 teórico:. ( g CO2 ) Teorico =. ( g C ) Teorico ⋅ 44 12. Siendo 44g/mol el peso molecular del CO2 y 12 g/mol el peso molecular del carbono.. 4.3.5.4 Porcentaje de dióxido de carbono producido:. % CO2 =. g CO2 ( g CO2 ) Teorico. × 100%. Este valor corresponde al porcentaje de cada medición y por cada prueba que se realiza debe ser sumado, con el fin de tener el valor del total del CO2 producido y por ende de la biodegradación del material.. 4.3.5.5 Desviación estándar del porcentaje de biodegradación:. 21.

(22) IQ-2007-II-05 S 2  S 2 S e =  T  +  B  nT   n B Donde.  1 ×  (g C) Teorico . ST: Desviación estándar de la muestra o del control positivo. nT: Número de réplicas de la muestra o del control positivo. SB: Desviación estándar del control blanco. nB: Número de réplicas del control blanco.. 4.3.5.6 Intervalo de confianza del 95%:. IC 95% = % CO2 ± (t ⋅ S e ) Donde. t: Valor de la distribución t para el 95% de probabilidad para (nT+nB-2) grados de libertad.. 4.3.6 Desmonte de las pruebas: Para terminar con la experimentación, al alcanzar un 100% de biodegradabilidad, se culminará la prueba buscando partes o fragmentos del material utilizado dentro de la tierra contenida en los desecadores, para tener evidencia física de la biodegradación y realizando un registro fotográfico del material hallado, comparándolo con la cantidad inicial.. 5. Resultados y Análisis. Los resultados de las pruebas microbiológicas se presentan en la tabla 4. Por tratarse de un suelo que está en contacto permanente con material en descomposición, la tierra del relleno sanitario de Doña Juana presenta una mayor cantidad de bacterias aerobias mesófilas (44:1 comparado con la turba) y de microorganismos amilolíticos (30:1 comparado con la turba), por lo que intuitivamente la tierra de Doña Juana posee un mayor potencial de biodegradación comparado con la turba. La aparente ausencia de poblaciones de hongos en la turba es producto de las fumigaciones previas al cultivo de flores (Lucía Lozano, comunicación personal, Noviembre de 2007).. Relleno Turba Bacterias aerobias mesófilas 5,28E+07 1,20E+06 Hongos 1,68E+05 < 1000 Microorganismos Amilolíticos 3,00E+05 1,00E+04 Tabla 4. Resultados de la caracterización microbiológica. 22.

(23) IQ-2007-II-05 Como se expresó anteriormente, Los resultados de la experimentación fueron contrastados con los presentados por Julie Merchán, las diferencias entre los experimentos son mostradas en la tabla 4.. Julie Merchán. Presente Trabajo. Muestra A. 29.4% Glicerina. 29.4% Glicerina. 29.4% Glicerina. Muestra B. 39.2% Glicerina. 34.3% Glicerina. 34.3% Glicerina. Tipo de tierra. Relleno. Relleno. Turba. Peso de la tierra (gr.). 250. 250. 250. Tipo de muestra. Lámina extruida. Pellets. Pellets. Peso de la muestra (gr.) Área superficial de la muestra (mm2). 1,25. 1,25. 1,25. 4000. 860. 860. Envejecimiento (Días) 0 90 Tabla 5. Comparación entre experimentos.. 70. Los resultados de las pruebas de biodegradación se presentan en las figuras 8 y 9, mientras que todos los cálculos realizados se hallan en el anexo 2. Se ha alcanzado una biodegradación completa para la muestra A (30% Glicerina y 70% Almidón, sin contar el masterbatch) y del positivo para la turba de germinación en 80 días. Si se compara con los resultados presentados por Merchán (figura 10) se encuentran dos grandes diferencias: El tiempo en que se lleva a cabo la biodegradación completa (21 días) y el tipo de muestra que se degrada más rápidamente (40% Glicerina). Para hallar la razón de esta discrepancia hay que tener en cuenta las principales diferencias entre los experimentos. A pesar de tener muestras con el mismo peso, la muestra de lámina extruida de Merchán posee un 4.65 veces más área superficial que los pellets. En el trabajo presentado por La Violette, et al. (1999) acerca de la cinética de la degradación, se establece como una de las principales suposiciones la existencia de un número finito de “trampas” aleatoriamente distribuidas donde se puede llevar a cabo la degradación del material, por lo que una mayor área superficial puede llevar a incrementar las posibilidades de un ataque microbiológico al tener un mayor número de “trampas”, estableciendo el área de contacto como un factor importante en la biodegradación.. 23.

(24) IQ-2007-II-05. Figura 8. Resultados para la turba de germinación. Figura 9. Resultados para la tierra del relleno sanitario de Doña Juana. Conociendo que las muestras tenían el mismo peso, el único punto de comparación entre los dos experimentos es la evolución de la muestra positiva la cual debe tener la. 24.

(25) IQ-2007-II-05 misma área superficial. En el tiempo final de Merchán (21 días) el valor aproximado del positivo es de 32%, mientras que en el experimento actual para este mismo tiempo es de 28%. A pesar de tener una diferencia de un 4%, estos resultados son semejantes, debido a los múltiples factores que no son manipulables en la experimentación (pH, humedad, etc.); lo que refuerza la hipótesis del área superficial y le da validez experimental a los resultados presentados.. Figura 10. Resultados de Julie Merchán para la tierra del relleno sanitario de Doña Juana. Sin embargo, esto no explica que la formulación con mayor biodegradabilidad en el experimento de Merchán fuera la de una mayor cantidad de plastificante (40% Glicerina) contrario a los resultados de esta prueba donde la mayor biodegradación se ha presentado en la muestra de menor plastificante (30% Glicerina). Para comprender estas diferencias es importante conocer la evolución morfológica del almidón termoplástico a través del tiempo. En el experimento de Merchán se mostró una mayor biodegradación para la muestra B (40% Glicerina, sin envejecer), ya que esta mayor cantidad de plastificante conlleva a una mayor formación de estructuras tipo Gel-ball; lo que hace mucho más fácil su rompimiento e ingestión por parte de los microorganismos amilolíticos presentes. Al compararse con este experimento, el resultado es contrario, ya que para el almidón termoplástico envejecido, la biodegradación es mayor en la muestra con menor cantidad de plastificante (30% Glicerina). Como existe una menor cantidad de glicerina, durante la plastificación no se alcanzan a formar tantas unidades Gel-ball, por lo que en su cristalización no existe la. 25.

(26) IQ-2007-II-05 formación de nuevos entrecruzamientos cristalinos, haciendo que la matriz conserve su parte amorfa. En cambio la formulación 35% Glicerina genera un mayor desdoblamiento de la amilopectina en su plastificación, pero con el envejecimiento de una mayor cantidad de estructuras Gel-ball, conlleva a la formación de una retícula mucho más cristalina y con menor potencial de biodegradación.. Otro factor importante que evidencia la forma en que el envejecimiento y la capacidad de retención de humedad afectan la velocidad de biodegradación se observó al analizar los tiempos de inicio de los experimentos. La prueba de la turba de germinación fue iniciada 20 días antes y su degradación fue más rápida que la del relleno sanitario. Sin embargo, luego de las pruebas microbiológicas se pensó intuitivamente que la tierra del relleno sanitario tendría un mayor potencial de degradación debido a su mayor población de microorganismos amilolíticos. Los 20 días de más para el envejecimiento de los pellets para la prueba del relleno sanitario lograron formar una retícula mucho mas dura debido a la cristalización del material, disminuyendo su velocidad de biodegradación. Esto lleva a plantear la hipótesis que tener una mayor cantidad de microorganismos amilolíticos no es prueba suficiente para esperar un mayor potencial de biodegradación.. Figura 11. Superposición de los controles positivos. 26.

(27) IQ-2007-II-05 Otra prueba de este fenómeno es producto de analizar la velocidad de degradación para el control positivo. Al superponer los dos controles positivos (figura 11) se puede ver que no existe una velocidad mayor desde el comienzo, entrecruzándose en 3 oportunidades los controles positivos para los dos tipos de suelos. A pesar que la tierra de Doña Juana posee altas poblaciones de microorganismos, su movilidad y acción enzimática se ven restringidas en el momento de degradar el material, teniendo velocidades de degradación similares a las presentadas en la turba; por lo que las diferencias observadas entre las dos velocidades de degradación del control positivo pueden ser producto de diferentes factores como la humedad, los inhibidores o la falta de sitios activos para realizar la actividad enzimática.. Figura 12. Superposición para la formulación 30% G. Al superponer los resultados para cada una de las formulaciones (figura 12 y 13) se observa un comportamiento parecido: al comienzo de la prueba la velocidad de degradación es similar y a medida que pasa el tiempo, se presenta una mayor biodegradación en la turba; mostrando que al inicio del experimento, los microorganismos atacan la parte amorfa del material y poseen una capacidad semejante para la degradación del material, para luego disminuir su actividad en la muestra más envejecida, debido a que poseen una menor cantidad de zonas amorfas. La diferencia de los tiempos finales de degradación también son similares: Mientras para la muestra 30% G es de 44 días (82 días para la turba y 126 días para el relleno),. 27.

(28) IQ-2007-II-05 para la muestra 35% G es de 42 días (104 días para la turba y 146 para el relleno), mostrando que la recristalización del material es constante a pesar de la mayor velocidad de degradación de la muestra 30% G.. Figura 13. Superposición para la formulación 35% G. Por último, el desmonte de las pruebas permitió observar la evidencia física de la biodegradación, donde sólo se encontraron pequeños fragmentos del polímero, con textura de astillas secas (comprobando el ataque primario a los enlaces hidrolizables) y con evidentes reducciones en los pesos utilizados como se muestra en la tabla 6 y en las figuras 14, 15, 16 y 17.. Suelo Turba Turba Relleno Relleno. Muestra 30% G 35% G 30% G 35% G. Día final Peso inicial (gr.) Peso final (gr.) 82 3,75 0,07 104 3,75 0,04 126 2,5 0,01 146 2,5 0,01 Tabla 6. Resultados finales. % Pérdida de peso 98,1 98,9 99,6 99,6. 28.

(29) IQ-2007-II-05. Figura 14. Registro fotográfico para la prueba en la turba de germinación, Muestra 30% G. Figura 15. Registro fotográfico para la prueba en la turba de germinación, Muestra 35% G. Figura 16. Registro fotográfico para la prueba en el suelo del relleno, Muestra 30% G. 29.

(30) IQ-2007-II-05. Figura 17. Registro fotográfico para la prueba en el suelo del relleno, Muestra 35% G. 30.

(31) IQ-2007-II-05 6. Conclusiones. •. Se consiguió demostrar la biodegradabilidad del almidón termoplástico, logrando conciliar las diferencias con otros experimentos y comprendiendo los factores que afectan el mecanismo de biodegradación.. •. Una mayor área superficial permite una mayor cantidad de sitios activos o “trampas” para realizar la degradación.. •. Un mayor contenido de glicerina permite un mejor desdoblamiento de la molécula de almidón, permitiendo una mayor cantidad de zonas amorfas.. •. La biodegradación es mayor en las zonas amorfas que en las cristalinas, ya que las enzimas “encajan” más fácilmente en este tipo de morfología y son las primeras zonas en ser degradadas.. •. El envejecimiento hace que el material se recristalice y que su biodegradación sea más difícil.. •. Tener una mayor cantidad de microorganismos amilolíticos no es prueba suficiente para esperar una mayor biodegradación.. •. El desmonte de las pruebas ayudó a comprobar la degradación del material, al encontrar pocas evidencias físicas del almidón termoplástico en los diferentes suelos utilizados.. 7. Trabajo futuro. •. Proseguir la investigación entorno a mejorar las formulaciones y condiciones de procesamiento del almidón termoplástico.. •. Utilizar la prueba de biodegradación, como una forma de entender el envejecimiento del material, realizando trabajos comparativos de diferentes formulaciones.. •. Entender de qué manera puede ser útil la recristalización del material, para que pueda tener una mayor durabilidad.. 31.

(32) IQ-2007-II-05 8. Referencias 1. Goebel,. Greg. (2005).. An. introduction. to. plastics.. Disponible. en. http://www.vectorsite.net/ttplast.html#m8. Recuperado Abril 2007. 2. Ruiz Avilés, Gladys (2006). Obtención y caracterización de un polímero biodegradable a partir de almidón de yuca. Ingeniería y ciencia. Vol.2, número 4, pp. 5-28. 3. Anastas, P. y Warner J. (1998). Twelve principles of green chemistry. Oxford university. press.. Disponible. http://www.epa.gov/greenchemistry/pubs/principles.html.. en Recuperado. en. febrero de 2008. 4. Chalita, R. (2000) Plásticos degradables via foto y biodegradación. Fondo de publicaciones de la Universidad del Atlántico. pp180-188. 5. Van Soest, J. y Vliegenthart, J. (1997) Crystallinity in starch plastics: consequences for material properties. Tibtech Journal. 208-213 6. Swift, G. (1992) Directions for environmentally biodegradable polymer research. Accounts of chemical research. Vol. 26. 105-110. 7. Smith, R. (2005) Biodegradable Polymers for Industrial Applications. Woodhead Publishing, Limited. 295-319 y 415-417. 8. Chandra, R. & Rustgi, R. (1998) Biodegradable Polymers. Progressive polymer science. Vol. 23. 1274-1279 y 1289-1301. 9. Thakore, I., Desai, S., Sarawade B.D., Devi, S. (2001) Studies on biodegradability,. morphology. and. thermo-mechanical. properties. of. LDPE/modified starch blends. European polymer journal 37. 151-160. 10. Kaplan, D., Mayer, J., Ball, D., McCassie, J., Allen, A., Stenhouse, P. (1993) Fundamentals of biodegradable polymers. En Ching, C., Kaplan, D. y Thomas, E. (Eds) Biodegradable polymers and packaging. (pp. 1-11) Technomic Publishing.Lancaster, EEUU. 11. Mayer, J. y Kaplan, D. (1993) Biodegradable materials and packaging – Environmental test methods and needs. En Ching, C., Kaplan, D. y Thomas, E. (Eds) Biodegradable polymers and packaging. (pp. 233-245) Technomic Publishing.Lancaster, EEUU. 12. Yu, L. y Christie, G. (2005) Microstructure and mechanical properties of orientated thermoplastic starches. Journal of materials science. Numero 40. 111-116. 13. Perry, P y Donald, A. (2000) The role of plasticization in starch granule assembly. Biomacromolecules. Vol. 1. Número 3. 424-432.. 32.

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(34) IQ-2007-II-05 Anexo 1. Resultados de las pruebas fisicoquímicas. a. Turba de germinación. 34.

(35) IQ-2007-II-05. b. Suelo de la zona VII del relleno sanitario de Doña Juana. 35.

(36) IQ-2007-II-05 Anexo 2. Detalle de los cálculos realizados (Hoja Electrónica Excel). a. Turba de germinación. Fecha. 13-Nov. 16-Nov. 20-Nov. 26-Nov. 29-Nov. 03-Dic. 06-Dic. 10-Dic. 13-Dic. 17-Dic. 14-Ene. 17-Ene. 21-Ene. 24-Ene. 30-Ene. 08-Feb. 14-Feb. 21-Feb. Horas. 96. 168. 264. 396. 468. 564. 636. 732. 804. 900. 1572. 1644. 1740. 1812. 1956. 2172. 2316. 2484. 30% Glicerina M1. 27,8. 21,2. 29,1. 20,7. 28,2. 24,7. 22,8. 29,7. 24,6. 26,2. 14,8. 24,9. 27,4. 33,9. 31. 31,5. 29,5. 29,5. M2. 28,4. 21,1. 28,7. 20,6. 27,2. 24,6. 28,8. 25,8. 25,4. 30,2. 13,2. 30,8. 31. 33,8. 31,2. 31,5. 29,5. 29,5. M3. 28,2. 21,7. 28,7. 19,8. 19. 23,6. 29,2. 31,9. 22,7. 32. 16,9. 31,7. 29,2. 33,5. 30. 31,5. 29,5. 29,5. Prom. 28,133. 21,333. 28,833. 20,367. 24,800. 24,300. 26,933. 29,133. 24,233. 29,467. 14,967. 29,133. 29,200. 33,733. 30,733. 31,500. 29,500. 29,500. Xn. 3,900. 18,000. 6,067. 6,333. 10,600. 3,250. 4,367. 2,567. 7,317. 0,033. 26,933. 10,417. 6,900. 1,467. 0,367. 0,000. 0,000. 0,000. gr CO2. 0,021. 0,099. 0,033. 0,035. 0,058. 0,018. 0,024. 0,014. 0,040. 0,000. 0,593. 0,057. 0,038. 0,008. 0,002. 0,000. 0,000. 0,000. gr CO2 Teorico. 1,467. 1,445. 1,346. 1,313. 1,278. 1,220. 1,202. 1,178. 1,164. 1,123. 1,123. 0,531. 0,473. 0,436. 0,427. 0,425. 0,425. 0,425. % Biodegr. 1,463. 6,850. 2,479. 2,653. 4,562. 1,466. 1,998. 1,199. 3,458. 0,016. 52,750. 10,794. 8,015. 1,852. 0,472. 0,000. 0,000. 0,000. TOTAL. 1,463. 8,313. 10,791. 13,444. 18,006. 19,472. 21,470. 22,669. 26,127. 26,143. 78,893. 89,688. 97,703. 99,555. 100,027. 100,027. 100,027. 100,027. Desv Est. 0,306. 0,321. 0,231. 0,493. 5,048. 0,608. 3,585. 3,089. 1,387. 2,969. 1,856. 3,694. 1,800. 0,208. 0,643. 0,000. 0,000. 0,000. ErrEst. 0,057. 0,059. 0,049. 0,080. 0,729. 0,095. 0,519. 0,447. 0,203. 0,430. 0,270. 0,534. 0,262. 0,047. 0,100. 0,036. 0,036. 0,036. LimConf. 0,122. 0,126. 0,105. 0,170. 1,555. 0,203. 1,106. 0,954. 0,434. 0,917. 0,576. 1,139. 0,559. 0,101. 0,212. 0,077. 0,077. 0,077. 35% Glicerina M1. 27,4. 29,4. 23,8. 23,2. 28,1. 21,6. 24,8. 24,6. 27,8. 25. 20,9. 33,6. 31,3. 24,7. 26,8. 25,2. 27. 26. M2. 27,8. 30,1. 24,7. 23,5. 29,6. 28,9. 25,5. 21,5. 27,7. 23,1. 18,2. 32,8. 32. 29. 27,5. 26,5. 27,1. 26,5. M3. 26,8. 29,2. 24,9. 15,8. 22,9. 24,8. 29,7. 24,8. 27. 29. 21,6. 31,6. 33,3. 30,4. 27,4. 26,2. 26,8. 27,5. Prom. 27,333. 29,567. 24,467. 20,833. 26,867. 25,100. 26,667. 23,633. 27,500. 25,700. 20,233. 32,667. 32,200. 28,033. 27,233. 25,967. 26,967. 26,667. Xn. 4,700. 9,767. 10,433. 5,867. 8,533. 2,450. 4,633. 8,067. 4,050. 3,800. 21,667. 6,883. 3,900. 7,167. 3,867. 5,533. 2,533. 2,833. gr CO2. 0,026. 0,054. 0,057. 0,032. 0,047. 0,013. 0,025. 0,044. 0,022. 0,021. 0,477. 0,038. 0,021. 0,039. 0,021. 0,030. 0,014. 0,016. gr CO2 Teorico. 1,467. 1,441. 1,387. 1,330. 1,297. 1,251. 1,237. 1,212. 1,167. 1,145. 1,124. 0,647. 0,609. 0,588. 0,549. 0,527. 0,497. 0,483. % Biodegr. 1,763. 3,728. 4,137. 2,427. 3,617. 1,078. 2,060. 3,662. 1,908. 1,825. 42,407. 5,848. 3,519. 6,703. 3,876. 5,771. 2,804. 3,226. TOTAL. 1,763. 5,491. 9,628. 12,054. 15,672. 16,749. 18,809. 22,471. 24,380. 26,205. 68,612. 74,461. 77,980. 84,683. 88,559. 94,330. 97,134. 100,361. Desv Est. 0,503. 0,473. 0,586. 4,362. 3,516. 3,659. 2,650. 1,850. 0,436. 3,012. 1,795. 1,007. 1,015. 2,970. 0,379. 0,681. 0,153. 0,764. ErrEst. 0,081. 0,077. 0,092. 0,631. 0,509. 0,529. 0,384. 0,270. 0,073. 0,436. 0,262. 0,150. 0,151. 0,430. 0,066. 0,105. 0,042. 0,116. LimConf. 0,173. 0,165. 0,196. 1,344. 1,085. 1,129. 0,819. 0,575. 0,155. 0,930. 0,558. 0,319. 0,322. 0,917. 0,140. 0,223. 0,091. 0,247. Positivo M1. 26,1. 14,9. 23,8. 20,4. 30,5. 24,4. 26,5. 27,2. 29. 28,5. 16,5. 30,7. 31,3. 32,5. 30,2. 31,5. 29,5. 29,5. M2. 24,5. 14,3. 23,5. 24,1. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. M3. 23,9. 15,1. 23,9. 18,6. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. Prom. 24,833. 14,767. 23,733. 21,033. 30,500. 24,400. 26,500. 27,200. 29,000. 28,500. 16,500. 30,700. 31,300. 32,500. 30,200. 31,500. 29,500. 29,500. Xn. 7,200. 24,567. 11,167. 5,667. 4,900. 3,150. 4,800. 4,500. 2,550. 1,000. 25,400. 8,850. 4,800. 2,700. 0,900. 0,000. 0,000. 0,000. gr CO2. 0,040. 0,135. 0,061. 0,031. 0,027. 0,017. 0,026. 0,025. 0,014. 0,006. 0,559. 0,049. 0,026. 0,015. 0,005. 0,000. 0,000. 0,000. gr CO2 Teorico. 1,467. 1,427. 1,292. 1,231. 1,199. 1,172. 1,155. 1,129. 1,104. 1,090. 1,084. 0,526. 0,477. 0,451. 0,436. 0,431. 0,431. 0,431. % Biodegr. 2,700. 9,468. 4,754. 2,533. 2,247. 1,478. 2,286. 2,193. 1,270. 0,505. 51,530. 9,261. 5,535. 3,296. 1,136. 0,000. 0,000. 0,000. TOTAL. 2,700. 12,168. 16,922. 19,455. 21,702. 23,179. 25,465. 27,658. 28,928. 29,433. 80,963. 90,223. 95,759. 99,055. 100,191. 100,191. 100,191. 100,191. Desv Est. 1,137. 0,416. 0,208. 2,804. 17,609. 14,087. 15,300. 15,704. 16,743. 16,454. 9,526. 17,725. 18,071. 18,764. 17,436. 18,187. 17,032. 17,032. ErrEst. 0,168. 0,070. 0,047. 0,406. 2,542. 2,034. 2,209. 2,267. 2,417. 2,375. 1,375. 2,559. 2,609. 2,709. 2,517. 2,625. 2,459. 2,459. LimConf. 0,358. 0,150. 0,101. 0,866. 5,419. 4,336. 4,709. 4,833. 5,153. 5,064. 2,933. 5,455. 5,562. 5,775. 5,366. 5,597. 5,242. 5,242. Blanco M1. 32,3. 39,5. 35,1. 25,3. 36,3. 27,2. 32,2. 31,4. 30,7. 32,8. 42,6. 39,6. 36,7. 36. 31. 31,8. 29,2. 29,2. M2. 31,8. 39,1. 35. 25,6. 34,5. 27,9. 30,4. 32. 32,4. 26,2. 41,2. 39,5. 35,5. 34,4. 31,2. 31,2. 29,8. 29,8. M3. 32. 39,4. 34,6. 29,2. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. 0. Prom. 32,033. 39,333. 34,900. 26,700. 35,400. 27,550. 31,300. 31,700. 31,550. 29,500. 41,900. 39,550. 36,100. 35,200. 31,100. 31,500. 29,500. 29,500. Desv Est. 0,252. 0,208. 0,265. 2,170. 1,273. 0,495. 1,273. 0,424. 1,202. 4,667. 0,990. 0,071. 0,849. 1,131. 0,141. 0,424. 0,424. 0,424. 36.

(37) IQ-2007-II-05. b. Suelo de la zona VII del relleno sanitario de Doña Juana. Fecha. 03-Dic. 06-Dic. 10-Dic. 13-Dic. 17-Dic. 14-Ene. 17-Ene. 21-Ene. 24-Ene. 30-Ene. 31-Ene. 08-Feb. 14-Feb. 21-Feb. 28-Feb. 06-Mar. 13-Mar. 25-Mar. 02-Abr. 09-Abr. 15-Abr. Horas. 120. 192. 288. 360. 456. 1128. 1200. 1296. 1368. 1512. 1728. 1920. 2064. 2232. 2400. 2568. 2736. 3024. 3192. 3360. 3504. 30% Glicerina M1. 12,5. 10,4. 10,8. 18. 11,9. 1,1. 20,4. 18,1. 20. 14,7. 5,8. 2,9. 6,4. 9. 8,8. 16,5. 22,4. 28,2. 29,85. 25. 27,75. M2. 12,6. 11,9. 11,7. 13,7. 19,7. 1. 21,5. 19. 19,6. 13,3. 7,6. 3,8. 6,9. 7,7. 11,7. 18,9. 23,8. 27,8. 29,85. 25. 27,75. Prom. 12,550. 11,150. 11,250. 15,850. 15,800. 1,050. 20,950. 18,550. 19,800. 14,000. 6,700. 3,350. 6,650. 8,350. 10,250. 17,700. 23,100. 28,000. 29,850. 25,000. 27,750. Xn. 7,350. 12,900. 10,550. 8,350. 6,050. 7,000. 6,750. 6,450. 8,300. 7,500. 9,950. 11,250. 11,950. 10,750. 11,350. 6,000. 7,150. 1,700. 0,000. 0,000. 0,000. 0,040. 0,071. 0,058. 0,046. 0,033. 0,154. 0,037. 0,035. 0,046. 0,041. 0,055. 0,062. 0,066. 0,059. 0,062. 0,033. 0,039. 0,009. 0,000. 0,000. 0,000. 1,467. 1,426. 1,355. 1,297. 1,251. 1,218. 1,064. 1,027. 0,991. 0,946. 0,905. 0,850. 0,788. 0,722. 0,663. 0,601. 0,568. 0,528. 0,519. 0,519. 0,519. % Biodegr. 2,756. 4,975. 4,281. 3,540. 2,659. 12,643. 3,489. 3,454. 4,604. 4,361. 6,050. 7,281. 8,341. 8,186. 9,414. 5,494. 6,927. 1,770. 0,000. 0,000. 0,000. TOTAL. 2,756. 7,731. 12,012. 15,552. 18,212. 30,854. 34,343. 37,798. 42,402. 46,764. 52,813. 60,094. 68,435. 76,622. 86,035. 91,529. 98,456. 100,226. 100,226. 100,226. 100,226. Desv Est. 0,071. 1,061. 0,636. 3,041. 5,515. 0,071. 0,778. 0,636. 0,283. 0,990. 1,273. 0,636. 0,354. 0,919. 2,051. 1,697. 0,990. 0,283. 0,000. 0,000. 0,000. ErrEst. 0,123. 0,196. 0,153. 0,456. 0,805. 0,123. 0,166. 0,153. 0,129. 0,188. 0,221. 0,153. 0,133. 0,181. 0,320. 0,274. 0,188. 0,129. 0,122. 0,122. 0,122. LimConf. 0,262. 0,418. 0,326. 0,971. 1,717. 0,262. 0,354. 0,326. 0,275. 0,401. 0,471. 0,326. 0,283. 0,385. 0,683. 0,584. 0,401. 0,275. 0,261. 0,261. 0,261. 25,1. gr CO2 gr CO2 Teorico. 35% Glicerina M1. 14,6. 12. 13,1. 18,3. 17,3. 0,7. 20,6. 22,5. 19,4. 14,2. 8,5. 5,6. 8,6. 9,4. 11,2. 18,8. 22,1. 20,5. 23,5. 22,4. M2. 13,8. 16,6. 11,8. 16. 19,5. 1. 22,4. 22,1. 23,2. 12,8. 9,1. 5,6. 8,4. 9,7. 10,4. 19,4. 19,9. 20,1. 22,4. 19,2. 25,7. Prom. 14,200. 14,300. 12,450. 17,150. 18,400. 0,850. 21,500. 22,300. 21,300. 13,500. 8,800. 5,600. 8,500. 9,550. 10,800. 19,100. 21,000. 20,300. 22,950. 20,800. 25,400. Xn. 5,700. 9,750. 9,350. 7,050. 3,450. 7,200. 6,200. 2,700. 6,800. 8,000. 7,850. 9,000. 10,100. 9,550. 10,800. 4,600. 9,250. 9,400. 6,900. 4,200. 2,350. 0,031. 0,054. 0,051. 0,039. 0,019. 0,158. 0,034. 0,015. 0,037. 0,044. 0,043. 0,050. 0,056. 0,053. 0,059. 0,025. 0,051. 0,052. 0,038. 0,023. 0,013. 1,467. 1,435. 1,382. 1,330. 1,291. 1,273. 1,114. 1,080. 1,065. 1,028. 0,984. 0,941. 0,891. 0,836. 0,783. 0,724. 0,698. 0,647. 0,596. 0,558. 0,535. % Biodegr. 2,138. 3,736. 3,722. 2,915. 1,469. 12,448. 3,061. 1,375. 3,511. 4,281. 4,389. 5,263. 6,234. 6,286. 7,586. 3,496. 7,285. 7,985. 6,370. 4,141. 2,417. TOTAL. 2,138. 5,874. 9,595. 12,510. 13,980. 26,427. 29,488. 30,863. 34,374. 38,655. 43,044. 48,307. 54,541. 60,827. 68,413. 71,909. 79,195. 87,180. 93,550. 97,692. 100,109. Desv Est. 0,566. 3,253. 0,919. 1,626. 1,556. 0,212. 1,273. 0,283. 2,687. 0,990. 0,424. 0,000. 0,141. 0,212. 0,566. 0,424. 1,556. 0,283. 0,778. 2,263. 0,424. ErrEst. 0,147. 0,485. 0,181. 0,265. 0,256. 0,126. 0,221. 0,129. 0,407. 0,188. 0,137. 0,122. 0,124. 0,126. 0,147. 0,137. 0,256. 0,129. 0,166. 0,349. 0,137. LimConf. 0,314. 1,034. 0,385. 0,564. 0,545. 0,269. 0,471. 0,275. 0,867. 0,401. 0,292. 0,261. 0,265. 0,269. 0,314. 0,292. 0,545. 0,275. 0,354. 0,744. 0,292. gr CO2 gr CO2 Teorico. Positivo M1. 7,7. 7,9. 4,1. 15,1. 13,2. 0,5. 18,2. 15,2. 14,9. 8,5. 2,1. 2,5. 11,5. 19,1. 21,6. 23,7. 30,25. 29,7. 29,85. 25. 27,75. Prom. 7,700. 7,900. 4,100. 15,100. 13,200. 0,500. 18,200. 15,200. 14,900. 8,500. 2,100. 2,500. 11,500. 19,100. 21,600. 23,700. 30,250. 29,700. 29,850. 25,000. 27,750. Xn. 12,200. 16,150. 17,700. 9,100. 8,650. 7,550. 9,500. 9,800. 13,200. 13,000. 14,550. 12,100. 7,100. 0,000. 0,000. 0,000. 0,000. 0,000. 0,000. 0,000. 0,000. 0,067. 0,089. 0,097. 0,050. 0,048. 0,166. 0,052. 0,054. 0,073. 0,072. 0,080. 0,067. 0,039. 0,000. 0,000. 0,000. 0,000. 0,000. 0,000. 0,000. 0,000. 1,467. 1,400. 1,311. 1,213. 1,163. 1,116. 0,950. 0,897. 0,844. 0,771. 0,699. 0,619. 0,553. 0,514. 0,514. 0,514. 0,514. 0,514. 0,514. 0,514. 0,514. % Biodegr. 4,575. 6,347. 7,427. 4,125. 4,090. 14,887. 5,502. 6,006. 8,607. 9,275. 11,442. 10,744. 7,064. 0,000. 0,000. 0,000. 0,000. 0,000. 0,000. 0,000. 0,000. gr CO2 gr CO2 Teorico. TOTAL. 4,575. 10,922. 18,349. 22,474. 26,563. 41,450. 46,952. 52,958. 61,565. 70,839. 82,281. 93,025. 100,089. 100,089. 100,089. 100,089. 100,089. 100,089. 100,089. 100,089. 100,089. Desv Est. 7,700. 7,900. 4,100. 15,100. 13,200. 0,500. 18,200. 15,200. 14,900. 8,500. 2,100. 2,500. 11,500. 19,100. 21,600. 23,700. 30,250. 29,700. 29,850. 25,000. 27,750. ErrEst. 1,931. 1,978. 1,028. 3,782. 3,317. 0,168. 4,552. 3,800. 3,752. 2,150. 0,526. 0,693. 2,877. 4,776. 5,404. 5,925. 7,563. 7,426. 7,463. 6,250. 6,942. LimConf. 4,117. 4,218. 2,191. 8,063. 7,072. 0,359. 9,704. 8,102. 7,999. 4,583. 1,122. 1,478. 6,133. 10,182. 11,521. 12,633. 16,123. 15,832. 15,911. 13,325. 14,801. 13,4. 18,2. 19,4. 22,4. 24. 30,2. 30,2. 30,2. 25,2. 28,8. Blanco M1. 20,5. 23,6. 21,5. 23,3. 23,2. 7,6. 28,2. 25,1. 29,9. 20,2. 16,5. M2. 19,3. 24,5. 22,1. 25,1. 20,5. 8,5. 27,2. 24,9. 26,3. 22,8. 16,8. 15,8. 19. 18,8. 20,8. 23,4. 30,3. 29,2. 29,5. 24,8. 26,7. Prom. 19,900. 24,050. 21,800. 24,200. 21,850. 8,050. 27,700. 25,000. 28,100. 21,500. 16,650. 14,600. 18,600. 19,100. 21,600. 23,700. 30,250. 29,700. 29,850. 25,000. 27,750. Desv Est. 0,849. 0,636. 0,424. 1,273. 1,909. 0,636. 0,707. 0,141. 2,546. 1,838. 0,212. 1,697. 0,566. 0,424. 1,131. 0,424. 0,071. 0,707. 0,495. 0,283. 1,485. 37.

(38)