UNIVERSIDAD TÉCNICA ESTATAL DE QUEVEDO
FACULTAD DE CIENCIAS PECUARIAS
ESCUELA DE INGENIERÍA AGROPECUARIA
TESIS DE GRADO
PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE
INGENIERO AGROPECUARIO
TEMA
Integración de inductores de resistencia con aplicación foliar e inyección en el control de la Sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis Morelet) en banano y
plátano.
AUTOR
TOMAS GABRIEL NARVÁEZ VELOZ
DIRECTOR DE TESIS
Ing. MSc. Ignacio Sotomayor Herrera
QUEVEDO-ECUADOR
ii
UNIVERSIDAD TÉCNICA ESTATAL DE QUEVEDO
FACULTAD DE CIENCIAS PECUARIAS
ESCUELA DE INGENIERÍA AGROPECUARIA CARRERA DE INGENIERÍA AGROPECUARIA
TEMA
Integración de inductores de resistencia con aplicación foliar e inyección en el control de la Sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis Morelet) en
banano y plátano.
Presentado al Consejo Directivo como requisito previo a la obtención del título de:
INGENIERO AGROPECUARIO
APROBADO
_____________________________ Ing. MSc Rommel Ramos PRESIDENTE DEL TRIBUNAL DE TESIS
___________________________ ___________________________ Ing. MSc Wilfrido Escobar Ing. MSc Manuel Moreira Duque
MIEMBRO DEL TRIBUNAL DE TESIS MIEMBRO DEL TRIBUNAL DE TESIS
QUEVEDO - LOS RÍOS – ECUADOR
iii
DECLARACIÓN DE AUTORÍA Y CESIÓN DE DERECHOS
Yo, Tomas Gabriel Narváez Veloz, declaro que el trabajo aquí descrito es de mi autoría; que no ha sido previamente presentado para ningún grado o calificación profesional; y, que he consultado las referencias bibliográficas que se incluyen en este documento.
La Universidad Técnica Estatal de Quevedo, puede hacer uso de los derechos correspondientes a este trabajo, según lo establecido por la Ley de Propiedad Intelectual, por su Reglamento y por la normatividad institucional vigente.
___________________________
iv
CERTIFICACIÓN
El suscrito Ing. MSc. Ignacio Sotomayor Herrera, certifica:
Que el egresado Tomas Gabriel Narváez Veloz, realizó la tesis de grado previo a la obtención del título de Ingeniero Agropecuario titulada “
Integración de
inductores de resistencia con aplicación foliar e inyección en el
control de la sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis Morelet) en
banano y plátano”
bajo mi dirección, habiendo cumplido con las disposicionesreglamentarias establecidas para el efecto.
________________________________________
Ing. MSc. Ignacio Sotomayor Herrera;
v
AGRADECIMIENTO
A mi Madre Genara Veloz y mi Padre Euro Narváez quienes fueron un pilar fundamental para hoy llegar a ser quien soy, además estuvieron presentes todos los días para brindarme cariño, comprensión y valor, son aquellos que velaron por mi salud, mis estudios, mi educación dentro y fuera de la casa, mi alimentación entre otros.
A mis hermanos Christiam y Stalin Narváez, mis hermanas María, Angélica, Clara y Nicole Narváez, quienes han estado acompañándome desde niños y han compartido todos esos secretos y aventuras que solo se pueden vivir entre hermanos y que han estado siempre alertas ante cualquier problema que se me pudiera presentar a veces sin el conocimiento de mis padres, gracias. A mi esposa Vanessa Benavides y mi hijo Mathías Narváez, quienes llegaron a mi vida durante el trayecto de mi preparación, convirtiéndose en mi nueva familia y por tanto en personas que dependían de mi responsabilidad y a quienes cada dia me dieron el ánimo suficiente para sobrevivir y además a quienes tengo que dar un buen ejemplo de superación y llegar a lograr todo lo que me proponga para que algún día se puedan sentir orgullosos, muchas gracias.
A la Escuela de Ingeniería Agropecuaria de la Facultad de Ciencias Pecuarias perteneciente a la Universidad Técnica Estatal de Quevedo, particularmente a los docentes y personal administrativo, por su apoyo y conocimientos adquiridos durante mi etapa estudiantil.
A la Estación Experimental Tropical Pichilingue del INIAP, por permitirme y facilitarme el uso de las instalaciones para la realización de la presente investigación.
A la Secretaria de Educación Superior, Ciencia, Tecnología e Innovación (SENESCYT) quienes junto al INIAP ofertaron la beca para realizar el presente estudio.
Al Ing. Ignacio Antonio Sotomayor Herrera, quien aparte de ser mi Director de tesis, mi jefe en el INIAP, lo considero mi amigo y un personaje esencial en el desarrollo del aprendizaje adquirido, le agradezco por su asesoramiento científico y estímulo para seguir creciendo personal e intelectualmente. Es
vi
verdaderamente un honor el haber realizado este trabajo bajo su dirección y le aseguro que nunca lo decepcionaré y estaré siempre muy agradecido por haber dedicado parte de su valioso tiempo a ello.
Al Ing. José Villacís, Director de la Estación Experimental Tropical Pichilingue del INIAP, por su apoyo y las facilidades prestadas para poder realizar mi investigación en esta institución.
Al Ing. Antonio Bustamante Gonzales por su acompañamiento y guía en las actividades realizadas en el campo y en la oficina al momento de realizar mi trabajo de investigación, por su compromiso y solidaridad, muchas gracias. A mis compañeros del Programa de Banano, Plátano y otras musáceas de la EET Pichilingue, en especial William Camacho, además Pedro Terrero, Luis Intriago, Juan Yépez, Jorge López, Alexis Guerra y Byron Aguirre, quien aportaron laboral y emocionalmente en la ejecución del presente estudio, muchas gracias.
Al personal de la Unidad de Documentación de la EET Pichilingue conformado por Ing. Verónica Zambrano, Ing. Eliana Velázquez y la Lcda. Isaura Llerena Luna, quienes supieron brindarme su apoyo incondicional durante el desarrollo del presente trabajo de investigación mi estancia en esta institución y la duración de este trabajo de investigación, muchas gracias.
Finalmente a una persona muy importante durante la etapa del desarrollo de mi trabajo de investigación, por haber insistido cada día e incitado a la lectura y a la preparación profesional, siendo un referente y un ejemplo a seguir, y aunque por razones profesionales tuvo que salir del país para realizar estudios de postgrado, siguió apoyándome, gracias por todo compañero y amigo Ing. Galo Cedeño García.
Al personal de campo, los señores Milton Carranza, Carlos Carranza y Mauricio Vascones por su valiosa colaboración y apoyo en las labores realizadas en el campo.
A todos quienes no menciono por la extensa lista que sería pero que de una u otra forma contribuyeron a la realización del presente trabajo de investigación. Y a todos aquellos a quien no menciono por lo extensa que sería la lista.
vii
DEDICATORIA
El presente trabajo de investigación va dedicado a mi hijo Mathías, la fuente más importante de mi inspiración, que todos y cada uno de los días me impulsaba a seguir adelante.
A mi Madre Genara Veloz especialmente con todo mi amor, quien me ha enseñado con su ejemplo a rebasar las barreras que la vida me ha presentado y que estoy seguro me servirá para toda mi vida profesional y personal, quien me enseñó además a querer ser mejor cada día, a entender que no hay nada imposible y que tan solo sólo hay que proponerse un objetivo y de ser necesario sacrificarse, para lograr las metas y los sueños que nos planteamos. A mi Padre Euro Narváez por ser la fuente de mi fortaleza, mi inspiración, mi coraje y motivación, para así enfrentar las desavenencias que la vida nos depara y salir victorioso.
A mi querida compañera sentimental, mi amiga y esposa Vanessa Benavides, por estar ahí en pie de lucha junto conmigo, soportando todos los buenos y malos momentos que me tocó enfrentar en este trayecto de consecución del título profesional.
A mis hermanos Christiam, Stalin, María Fernanda, Angélica, Clara y Nicole, quienes me apoyaron emocional y económicamente, sin ellos y junto a todos los anteriormente nombrados, no hubiese llegado hoy, en este documento a estar escribiendo sus nombres y dedicándoles mi trabajo de tesis.
“Alguna vez solo fue un Sueño, luego se volvió una Meta, ahora ya es una REALIDAD”
viii
ÍNDICE DE GENERAL
Contenido
Página
AGRADECIMIENTO v
DEDICATORIA vii
INDICE DE FIGURAS xii
RESUMEN xix
ABSTRACT xx
CAPÍTULO I ... 1
I. MARCO CONTEXTUAL DE LA INVESTIGACIÓN ... 2
1.1. Introducción 2 1.2. Justificación 5 1.3. Objetivos 6 1.3.1. Objetivo General 6 1.3.2. Objetivos Específicos 6 1.4. Hipótesis de investigación 6 CAPÍTULO II ... 7
II. MARCO TEÓRICO ... 8
2.1. Aspectos generales del cultivo de Musáceas 8 2.2. La Sigatoka negra 8 2.2.1. Clasificación taxonómica ... 10
2.2.2. Ecología y biología de la enfermedad ... 10
2.2.3. Etiología y ciclo de la enfermedad ... 12
Figura 1. Ciclo de vida de M. fijiensis (El Hadrami, 2000) 13 2.2.4. Evolución de la enfermedad en la planta ... 14
2.2.4. Manejo de la enfermedad ... 16
2.2.4.1. Combate Químico ... 16
2.2.4.2. Control Cultural ... 17
2.2.4.3. Control Biológico ... 18 2.2.5. Inducción de resistencia sistémica adquirida o Inducida en plantas 20
2.2.6. Antecedentes en otros patosistemas 24
ix
CAPÍTULO III ... 27 III.METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN ... 28
3.1. Ubicación 28
3.1.1. Ubicación política 28
3.2. Diseño de la investigación 28
3.2.1. Tipo de investigación 28
3.3. Descripción de la metodología para experimentos en Plátano
(AAB) y Banano (AAA) 28
3.3.1. Dimensiones de los lotes experimentales. 29
3.3.2. Descripción de los tratamientos para Plátano y Banano 29 3.4. Cronograma de aplicaciones de tratamientos en Plátano y banano 30
3.5. Diseño experimental 31
3.6. Variables registradas 33
3.6.1. Índice y Promedio Ponderado de infección de Sigatoka Negra a la
floración y cosecha (%) (IIFC %). 33
3.6.2. Número de hojas funcionales a la floración y cosecha 33
3.6.3. Días a la floración y cosecha 33
3.6.4. Área foliar funcional a la floración y cosecha (m2) 33
3.6.5. Peso del racimo (kg) 34
3.6.6. Número de manos por racimo 34
3.6.7. Número de frutos por racimo 34
3.6.8. Diámetro del fruto 34
3.6.9. Altura de planta (m) 34
3.6.10. Perímetro del pseudotallo (cm) 35
3.6.11. Ratio 35
3.7. Manejo Agronómico y sanitario de los experimentos 35
3.7.1. Deshije 35
3.7.2. Deshoje y cirugía fitosanitaria 35
3.7.3. Deschante 35
3.7.4. Fertilización 36
3.7.5. Control de Malezas 36
3.7.6. Riego 36
x
3.7.8. Deschive 37
3.7.9. Cosecha 37
3.7.10. Descripción de los productos Inductores de resistencia utilizados
en la investigación 37 3.7.10.1.Sa.bio SL 37 3.7.10.2.Rezist 38 3.7.10.3.Induktor 38 3.7.10.4.Inmuneguard 39 3.7.10.5.Fitoalexin 39 3.7.10.6.BSK 100 40 3.7.10.7.Concat G3 40 3.7.10.8.Plandak 41 CAPÍTULO IV ... 42 IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ... 43 4.1. Los resultados y discusión de los aspectos relacionados a la
aplicación de los productos Inductores de resistencia a Sigatoka negra por vía foliar e inyección al pseudotallo en el cultivos de
banano se indican a continuación. 43
4.1.1. Índice de infección (%) de Sigatoka negra a floración y cosecha en
el cultivo de Banano 43
4.1.2. Área foliar funcional en banano (m2) 55
4.1.3. Número de hojas funcionales en el cultivo de banano 60 4.1.4. Días a floración y cosecha en el cultivo de banano 62 4.1.5. Perímetro del pseudotallo y altura de planta en el cultivo de banano 63 4.1.6. Peso del racimo, número de manos, número de frutos y grado del
fruto de banano. 63
4.2. Los resultados y la discusión de los aspectos relacionados a la aplicación de los productos inductores de resistencia a Sigatoka negra por vía foliar e inyección al pseudotallo en el cultivo de
plátano se indican a continuación. 69
4.2.1. Índice de infección (%) de Sigatoka negra a la floración y cosecha
en el cultivo de plátano 70
4.2.2. Área foliar funcional en plátano (m2) 76
4.2.3. Número de hojas funcionales en plátano 77
xi
4.2.5. Perímetro del pseudotallo y altura de planta en el cultivo de plátano 82 4.2.6. Peso del racimo, número de manos, número de frutos y grado de la
fruta de plátano 82
4.3. Evaluación semanal de Sigatoka negra en banano cv. Williams y
plátano cv. Barraganete 85 CAPÍTULO V... 88 V.CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ... 89 5.1. Conclusiones 89 5.2. Recomendaciones 89 CAPÍTULO VI ... 90 VI. LITERATURA CITADA ... 91
xii INDICE DE FIGURAS
Figura No Página
Figura 1. Ciclo de vida de M. fijiensis (El Hadrami, 2000) 13 Figura 2. Etapas de desarrollo del hongo Mycosphaerella fijiensis en hojas
de plantas de banano. Tumbaco (2011). 15
Figura 3. Interacción de los Métodos de aplicación con los productos Inductores de Resistencia, en relación al índice de Infección en el cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 46 Figura 4. Promedios de Infección de Sigatoka negra en el cultivo de banano
en función de los productos Inductores de Resistencia. EET
Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 47
Figura 5. Efecto de productos Inductores de Resistencia (Factor B) sobre la Severidad y Control de Sigatoka negra a la cosecha en el cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 48 Figura 6. Relación entre el área foliar a la floración y los productos
Inductores de Resistencia a Sigatoka negra en el cultivo de banano.
EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 57
Figura 7. Interacción de los Métodos de aplicación con los productos Inductores de Resistencia, en relación al área foliar funcional a la floración en el cultivo de banano, de acuerdo a la escala de Stover modificada por Gauhl. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos,
2013. 58
Figura 8. Relación entre el área foliar a la etapa de cosecha con los productos Inductores de Resistencia a Sigatoka negra en el cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 60 Figura 9: Relación entre las hojas funcionales a la etapa de la cosecha
frente a los productos Inductores de Resistencia a sigatoka negra en el cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 61 Figura 10. Interacción de los factores Métodos de aplicación por Inductores
de Resistencia, en relación al número de manos por racimo, en el cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 64 Figura 11. Interacción de los factores Métodos de aplicación por Inductores
de Resistencia en relación del número de frutos por racimo, en el cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013 66
xiii
Figura 12. Relación entre el peso neto del racimo (kg) de banano y los productos Inductores de Resistencia a Sigatoka negra. EET
Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013 67
Figura 13. Relación entre la variable Índice de Infección de Sigatoka negra a la etapa de cosecha y los productos inductores de resistencia, en el cultivo de Plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 71 Figura 14. Porcentaje de infección y control de la Sigatoka negra en
relación a los productos Inductores de Resistencia aplicados al follaje, en el cultivo de plátano a la etapa de cosecha. EET Pichilingue, INIAP,
Quevedo, Los Ríos, 2013. 72
Figura 15. Interacción de los factores Métodos de aplicación por Inductores de Resistencia, en relación a la variable Índice de Infección de Sigatoka negra a la cosecha en el cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP,
Quevedo, Los Ríos, 2013. 75
Figura 16. Interacción de los factores Métodos de aplicación por Inductores de Resistencia, en relación a la variable área foliar funcional a la etapa de cosecha, en cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo,
Los Ríos, 2013. 77
Figura 17. Interacción Métodos de aplicación por Inductores de Resistencia, en relación a la variable hojas funcionales a la etapa de cosecha, en el cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo,
Los Ríos, 2013. 79
Figura 18. Interacción Métodos de aplicación por Inductores de Resistencia, en relación a los días a floración, en el cultivo de plátano.
EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013 81
Figura 19. Interacción de los Métodos de aplicación por Inductores de Resistencia en relación al número de frutos por racimo, en el cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 83 Figura 20. Promedios de pesos/racimo de plátano en kilogramos, en
relación a los productos Inductores de Resistencia. EET Pichilingue,
INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 84
Figura 21. Comportamiento semanal de la Sigatoka negra en banano con la aplicación foliar de Inductores de Resistencia expresado en promedio
ponderado de infección (Musa AAA). 86
Figura 22. Comportamiento semanal de la Sigatoka negra en plátano con la aplicación foliar de Inductores de Resistencia expresado en Promedio
xiv
Figura 23. Comportamiento de la Humedad y Temperatura desde la semana 34 a 52 del año 2012 y desde la semana 1 hasta la 8 del año
xv INDICE DE CUADROS
Cuadro No Página
1 Descripción de las aplicaciones de los tratamientos por aspersión e inyección en Plátano y Banano. EET Pichilingue, INIAP,
Quevedo, Los Ríos, 2013 29
2 Cronograma de aplicaciones de tratamientos inductores de resistencia en Plátano y Banano. EET Pichilingue, INIAP,
Quevedo, Los Ríos, 2013 30
3 Esquema del análisis de varianza utilizado en la presente
investigación 31
4 Arreglo espacial de las parcelas experimentales de los cultivos de
plátano y banano 31
5 Cuadrados medios de las variables en estudio en el cultivo de banano cv. Williams, en relación a los métodos de aplicación (factor A), los productos inductores de resistencia (factor B) y a la
interacción AxB 42
6 Separación de medias en relación a la interacción de los factores métodos de aplicación y los productos inductores de resistencia en la variable índice de infección de Sigatoka negra a la etapa de floración en el cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP,
Quevedo, Los Ríos, 2013 43
7 Separación de medias de Índice de la Sigatoka negra en relación a los productos inductores de resistencia (factor B), en cultivo de banano en la etapa de cosecha. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013 46
8 Separación de medias del factor A (métodos de aplicación), factor B (Inductores de resistencia) y de la interacción de métodos de aplicación por inductores de resistencia, de la variable área foliar funcional a la etapa de cosecha en el cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013 56
9 Separación de medias del factor B, inductores de resistencia, en cultivo de banano en la etapa de cosecha para la variable área foliar funcional. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos,
2013 58
10 Separación de medias del factor A (métodos de aplicación), factor B (Inductores de resistencia) y de la interacción de métodos de aplicación por inductores de resistencia, de la variable número de manos por racimo en el cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013 63
xvi 11 Separación de medias del factor A (métodos de aplicación), factor
B (Inductores de resistencia) y de la interacción de métodos de aplicación por inductores de resistencia, en relación al número de frutos por racimo en el cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013 65
12 Cuadrados medios y significancia de las variables en estudio en el cultivo de plátano cv. Barraganete, en relación a los métodos de aplicación (factor A), los productos inductores de resistencia (factor B) y a la interacción AxB 69
13 Separación de medias de los métodos de aplicación, inductores de resistencia y de la interacción de estos factores, en relación al índice de infección de Sigatoka negra a la etapa de floración en el cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos,
2013 71
14 Separación de medias de los métodos de aplicación, inductores de resistencia y de la interacción de estos factores, en relación al área foliar funcional a la etapa de cosecha, en el cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013 76
15 Separación de medias de los métodos de aplicación y de la interacción del factor métodos de aplicación con los inductores de resistencia en relación al número de hojas funcionales en la etapa de cosecha, en el cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013 78
xvii ÍNDICE DE ANEXOS
Anexo No
Página
1. Resultados del análisis de suelo realizado a los lotes experimentales de plátano y banano respectivamente. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 106
2. Croquis de campo del experimento de Banano cv Williams. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 201 107
3. Croquis de campo del experimento de plátano cv Barraganete. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos,
2013. 108
4. Escala de Stover modificada por Gauhl. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 109
5. Hoja de registro de datos semanales de Sigatoka negra.
EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 110
6. Cronograma de aplicación de fertilizantes a ensayos experimentales de plátano y banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 111
7. Análisis de varianza realizado a la variable índice de infección de Sigatoka negra a la etapa de floración y cosecha, realizado al cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 112
8. Análisis de varianza realizado a la variable área foliar funcional a la etapa de floración y cosecha, realizado al cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los
Ríos, 2013. 112
9. Análisis de varianza realizado a la variable hojas funcionales a la etapa de floración y cosecha, realizado al cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los
Ríos, 2013. 113
10. Análisis de varianza realizado a las variables días a la
floración y cosecha, realizado al cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 113
11. Análisis de varianza realizado a las variables perímetro
del pseudotallo y altura de planta, realizado al cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos,
2013. 114
12. Análisis de varianza realizado a las variables peso del
racimo, número de manos, número de frutos por racimo y grado de la fruta, realizado al cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 114
xviii 13. Análisis de varianza realizado a la variable índice de
infección de Sigatoka negra a la etapa de floración y cosecha, realizado al cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 115
14. Análisis de varianza realizado a la variable área foliar
funcional a la etapa de floración y cosecha, realizado al cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los
Ríos, 2013. 115
15. Análisis de varianza realizado a la variable hojas
funcionales a la etapa de floración y cosecha, realizado al cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los
Ríos, 2013. 116
16. Análisis de varianza realizado a las variables días a la
floración y cosecha, realizado al cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 116
17. Análisis de varianza realizado a las variables perímetro
del pseudotallo y altura de planta, realizado al cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos,
2013. 117
18. Análisis de varianza realizado a las variables peso del
racimo, número de manos, número de frutos por racimo y grado de la fruta, realizado al cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 117
xix
RESUMEN
…. Los resultados del experimento, indican que los productos inductores de resistencia mostraron efectos sobre el Índice de infección, hojas funcionales y área foliar funcional, donde sobresalieron los Plandak, Rezist, Inmuneguard y Fitoalexin. El método de aplicación por la vía foliar resulto ser más adecuado para la aplicación de los productos inductores de resistencia a Sigatoka negra. En el peso del racimo no se observaron efectos significativos de los tratamientos en estudio; sin embargo, los productos Plandak, en el caso del plátano y Sa. Bio SL para el caso de banano, mostraron una ligera tendencia de mayor efecto en comparación de los demás productos inductores de resistencia.
xx
ABSTRACT
The most important phytosanitary problem affecting banana and plantain in this country is undoubtedly Black Sigatoka, since its first appearance in 1987 it has caused serious losses, and which costs more to control year after year due to loss at sensitivity of the fungus to chemicals used to control it. In actuality the strong tendency to reduce the use of agrochemicals through deployment of environmentally friendly technologies. For this reason the present investigation was undertaken, oriented toward a search for molecular inducers of resistance in the plant, synthetic compounds used in others crops (than banana and plantain) with excellent results, with which there has been success reducing-but not eliminating-use of pesticides, thereby reducing environmental contamination. The present study was carried out in the Pichilingue Experimental Tropical Research Station of INIAP, located at kilometer 5 on the Quevedo- El Empalme highway. The general objective was to determinate the effect of products with inductive properties for resistance mechanisms in plants, for possible integration into IPM programs for black Sigatoka in banana and plantain. Specific objectives were: 1) determinate the effects of eight products with inductive properties for resistance on the incidence and severity of black Sigatoka on banana and plantain, and 2) evaluate two methods of application of these products in banana and plantain. The treatments were applied as foliar and/or injection applications to plants starting at five months of age and continuing through harvest of the first generations or R0. Variables evaluated were: weekly infection index (%IE) and weighted mean infection (PPI), of black sigatoka; days to flowering and harvest; number of functional leaves, and functional area at flowering and harvest, diameter and height of main stalk, net weight at racemes, number or hands and fruits, grade of fruit; and number of racemes. A split plot design with there replications was used, separation of means was tested with tukey´s test the 5%probability level. Products which showed the best sanitary and productive results were: Plandak, Inmuneguard, Sa.Bio.SL, Concat G3 y Rezist: all as foliage applications for both banana and plantain.
xxi
We concluded that the products mentioned apparently release favorable physiological reactions in the plants that lead to a larger functional foliage area per leaf, a greater number of functional leaves; both leading to larger and higher quality yields. This preliminary results will serve as the basis for a second phase a research which will incorporate these and other new products in a comparative study with conventional chemical treatments to determinate if commercial use of these alternative products is feasible.
I. MARCO CONTEXTUAL DE LA INVESTIGACIÓN
1.1. Introducción
En Ecuador hasta el año 2011, se reportaron 207193,36 y 136323 hectáreas sembradas de banano y plátano, respectivamente (INEC, 2013); constituyéndose la actividad bananera y platanera en fuentes generadoras de divisas, trabajo y alimentos. La industria bananera genera trabajo para un millón de familias, lo que equivale a más 2,5 millones de personas. Esto significa que alrededor del 18% de la población se beneficia en una u otra forma de esta actividad. En el 2011, el sector bananero exportó 284’590.787 cajas (18,14 kilogramos, aproximadamente que equivalen a 7 millones 427 mil Toneladas de fruta), lo que representó un ingreso aproximado para el país de 2,146 millones de dólares por concepto de divisas y de 260 millones por concepto de impuestos al Estado. Esto lo convierte en el primer rubro de exportación del sector privado del país y uno de los principales aportadores para las arcas del Estado. El volumen de fruta exportada por el Ecuador representa la tercera parte de la exportación mundial, cifra que representa el 32% del Comercio Mundial del Banano, el 2.5% del PIB total y el 23% de las exportaciones privadas del país (AEBE, 2013).
El sector platanero por su parte, juega también un papel importante en la socio-economía del país, pues se reportó en el 2011 una exportación de 217909 toneladas, equivalentes a 9474.304 cajas de 50 libras y al 36% de la producción nacional. En consecuencia, se estima que al país ingresó 52´108,672 dólares para el sector platanero. Estas estadísticas indican que alrededor del 64% de la producción nacional se destina para el autoconsumo, siendo el Plátano uno de los más importantes rubros para la seguridad alimentaria nacional. La productividad promedio del banano en el país es de 1700 cajas/año/ha, cifra que es menor en relación a la obtenida por los principales competidores como: Colombia, Costa Rica, Filipinas y Guatemala, los cuales alcanzan una productividad de 2200, 2500, 3000 y 3000
3
cajas/año/ha, respectivamente (AEBE, 2013). Por otra parte, la productividad del plátano en el país también es relativamente baja, apenas de 5 t/ha, en comparación con Colombia que es el principal productor y exportador en América latina, cuya productividad sobrepasa las 20 t/ha (Belalcázar, 1991).
Se considera que la baja productividad registrada en el país es consecuencia de muchos factores bióticos y abióticos, que en los últimos años se están evidenciando con mayor severidad. Uno de estos problemas, quizás el más importante que afecta al banano y plátano, es sin duda la Sigatoka negra (Mycosphaerela fijiensis Morelet), pues desde su ingreso al país en 1987, ha causado graves pérdidas, y año tras año los costos de manejo de la enfermedad se tornan más caros y difíciles, debido a la disminución de la sensibilidad del patógeno a los fungicidas utilizados para su control (Guzmán y Vargas, 2000). La mayor presión de inóculo se debe más al inadecuado control de la enfermedad en alrededor de 60.000 ha de banano y la presencia de plataneras vecinas a bananeras que no realizan ningún tipo de manejo, lo cual agrava aún más el problema. Las 60.000 ha de banano están en manos de pequeños productores de bajos recursos económicos, quienes no tienen asesoría técnica y por consiguiente solo realizan prácticas de control cuando disponen de recursos económicos y usualmente las aplicaciones las realizan con aspersoras motorizadas de espalda, sin obtener buena cobertura de los tratamientos fungicidas .
Es por tal motivo que se ha intensificado la búsqueda de sistemas y productos alternativos de control de esta enfermedad, con la finalidad de disminuir el uso de agroquímicos y reducir los costos de manejo en los que se incurre para su control, la cual ha traído consigo un sinnúmero de amenazas sobre el entorno social, ambiental y económico que rodea este cultivo. Muchas de las investigaciones que se realizan actualmente se han orientado en la búsqueda de bioproductos de origen vegetal, animal o microbiano como formas de control alternativo. También hay grandes expectativas en los inductores de resistencia; debido a que en la naturaleza, las plantas se encuentran expuestas a muchos microorganismos patogénicos, pero éstas tienen la capacidad de utilizar varias
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estrategias de defensa, en función de la constitución genética que tienen tanto el hospedero como el patógeno (Riveros et al., 2004). La tendencia es cada vez mayor para reducir el uso de agroquímicos, mediante la utilización de tecnologías amigables con el ambiente, razón por la cual los investigadores están encaminando sus investigaciones a la búsqueda de moléculas inductoras de resistencia hacia enfermedades importantes como la Sigatoka negra.
La inducción de Resistencia Sistémica Adquirida (SAR) o Resistencia Sistémica Inducida (ISR) en las plantas, es un concepto antiguo pero que recientemente se empieza a comprender su funcionamiento y en la actualidad se desarrollan muchos estudios encaminados a manejar este conocimiento.
Las plantas a través de su proceso evolutivo han adquirido la capacidad de auto defenderse de sus enemigos nocivos, mediante la biosíntesis de compuestos preformados o inducidos. En las plantas existe un excelente potencial de “metabolitos secundarios” (compuestos preformados) presentes en concentraciones variables en todos los tejidos, cuya función prioritaria es la defensa contra microbios nocivos, a diferencia de las fitoalexinas que se sintetizan o inducen en respuesta a una invasión microbiana (Agrios 2005). La resistencia es la capacidad que tiene una planta para retardar el desarrollo de una enfermedad, siendo un concepto relativo ya que todas las plantas cuentan con resistencia o de lo contrario éstas se habrían extinguido (Aráuz, 1998).
La resistencia está determinada genéticamente y puede ser innata, si no requiere de una inducción previa al ataque del patógeno, o ser inducida por métodos biológicos, químicos o físicos. La resistencia inducida es un fenómeno cuyo estudio y aplicación son relativamente nuevos, pero las perspectivas de su uso en la agricultura son grandes (Aráuz, 1998), ya que es más difícil que los patógenos logren desarrollar resistencia a los métodos de control biológicos (Gutiérrez, 1996). Además, la inducción de resistencia tiene la ventaja de tener la promoción de crecimiento como fenómeno relacionado. Este crecimiento se da como consecuencia de la eliminación de la actividad de microorganismos deletéreos, es decir, aquellos organismos que afectan en forma negativa el
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crecimiento de las plantas, pero no necesariamente parasitan el tejido vegetal, por lo que se presenta una condición secundaria favorable relacionada con el mayor vigor de la planta (Gutiérrez, 1996).
Con el conocimiento de las reacciones de defensa de las plantas y los compuestos bioquímicos que intervienen en el proceso, se han sintetizado compuestos bioquímicos análogos a los que utiliza la planta en sus reacciones de defensa. Estos compuestos sintéticos inductores de resistencia, se están utilizando en muchos cultivos, dando excelentes resultados; con los cuales se ha logrado reducir aunque no sustituir, el uso de pesticidas y por ende reducir la contaminación ambiental (Ordeñana, 2002). Dada la importancia de los cultivos de Banano y Plátano en Ecuador y América Latina, y como respuesta a la necesidad existente de buscar nuevas herramientas tecnológicas que contribuyan al manejo de Sigatoka negra, la presente investigación tuvo como objetivo evaluar el efecto de diferentes productos considerados con propiedades inductoras de resistencia para el manejo de la enfermedad en los cultivos de Banano y Plátano.
1.2. Justificación
El uso de productos que contienen inductores bioquímicos de resistencia tales como ácido salicílico, monosilísico, shiquímico, Jasmónico, etc., ha sido una temática muy estudiada en los últimos años para inducir Resistencia Sistémica Adquirida (SAR) o Resistencia Sistémica Inducida (ISR) en las plantas afectadas por organismos patógenos. La resistencia natural de los vegetales a organismos patógenos, es básicamente el efecto combinado de barreras preformadas y mecanismos inducibles en las plantas. La utilización indiscriminada y contaminante de fungicidas sintéticos utilizados para el control de Sigatoka negra, así como la pérdida de sensibilidad de su agente causal
Mycosphaerella fijiensis hacia las principales moléculas utilizadas para su
control, amerita un esfuerzo por buscar factores de resistencia inducida que contribuyan a una resistencia fisiológica adquirida de las plantas hacia ésta y otras enfermedades.
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Las sustancias inductoras de resistencia son moléculas señalizadoras que se sintetizan naturalmente en el metabolismo secundario de las plantas, cuando éstas activan sus mecanismos de defensa. Sin embargo, bajo ciertas circunstancias los vegetales son incapaces de activar ese mecanismo. Por estas razones, las últimas investigaciones orientadas a fortalecer el sistema defensivo de las plantas, se han encaminado a la aplicación exógena de inductores sintéticos disponibles en el mercado, dando resultados satisfactorios en muchos cultivos. Por las razones y problemáticas ya descritas, se hizo necesario llevar a cabo varias actividades y experimentos a nivel de campo, para poder cumplir con los objetivos planteados en el presente proyecto de investigación.
1.3. Objetivos
1.3.1. Objetivo General
• Establecer el efecto de productos inductores de resistencia con
aplicación foliar e inyectado al pseudotallo a fin de controlar la Sigatoka negra en los cultivos de banano y plátano.
1.3.2. Objetivos Específicos
• Determinar el efecto de 8 productos con propiedades inductoras de resistencia sobre la incidencia y severidad de la Sigatoka negra en banano y plátano.
• Especificar las ventajas de dos métodos de aplicación de los productos en banano y plátano
1.4. Hipótesis de investigación
• Hay productos que poseen propiedades inductoras de resistencia a la Sigatoka negra en banano y plátano.
• Los métodos de aplicación de los productos inductores de resistencia a Sigatoka negra en banano y plátano tienen efectos diferenciados.
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CAPÍTULO II
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II. MARCO TEÓRICO
2.1. Aspectos generales del cultivo de Musáceas
Los bananos y plátanos (Musa spp.) son plantas herbáceas, poliploides y perennes ampliamente adaptadas a regiones tropicales y subtropicales. En este tipo de plantas se distinguen tres piezas importantes: el cormo con hijuelos y el sistema radical, el pseudotallo con el sistema foliar y el racimo o inflorescencia. Dos especies diploides de 22 cromosomas cada una, M.
acuminata Colla (genoma A) y M. balbisiana Colla (genoma B), son los
ancestros comunes de todas las variedades triploides y tetraploides conocidas (Simmonds y Shepherd, 1955; Robinson y Saúco, 2010). El tamaño del genoma de Musa fue determinado como 550 Mbp en M. balbisiana y 600 Mpb en M. acuminata (Lisak et al., 1999). Este es más grande que los genomas de algunas especies como arroz o Arabidopsis thaliana, pero más pequeño que algunos cereales como la cebada o el centeno. Los 11 cromosomas que conforman el conjunto haploide son relativamente pequeños y todos tienen un tamaño similar con 50 Mpb de DNA (Osuji et al.,1998).
La especie Banano de Musa acuminata es una de las más importantes cultivadas más importante en el mundo en términos de producción y consumo. Este cultivo se cosecha en los trópicos de muchos países en desarrollo, en donde proporciona un alimento básico para gran parte de la población. Se considera un alimento de alto nivel energético, rico en minerales y vitaminas, con un periodo de vida media (Manrique, 2007; Robinson y Saúco, 2010).
2.2. La Sigatoka negra
La Sigatoka negra es causada por el hongo Mycosphaerella fijiensis Morelet (Pseudocercospora fijiensis (Morelet) Deighton, anamorfo. También se conoce como mancha negra de la hoja y es considerada la enfermedad foliar más destructiva y costosa de los plátanos y bananos a nivel mundial (Carlier et
al.,2000, Pasberg-Gauhl et al.,2000). Es la enfermedad económicamente más
importante en Latinoamérica y el Caribe que afecta a los cultivares de Musa. Actúa a nivel foliar causando la destrucción progresiva del follaje, acompañada de una fuerte necrosis que afecta al proceso fotosintético, tanto por la acción
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del patógeno como de las toxinas difundidas por el patógeno, haciendo que la planta llegue a la floración con un reducido número de hojas funcionales, perjudicando el eficiente llenado de frutos y acelerando el proceso de maduración de la fruta, lo que genera grandes pérdidas en la fase de comercialización (Mourichon et al., 2000; Barrios, 2006).
La severidad de la enfermedad se magnifica en un sistema agrícola como el de las Musáceas, en el cual la propagación vegetativa (reproducción asexual) y el cultivo en grandes extensiones de tierra de un clon genéticamente uniforme, lo hace altamente vulnerable a ataques epidémicos de la enfermedad (Clay y Kover, 1996). La enfermedad tiene la capacidad de reducir la producción en un 50% o más en fincas de pequeños productores, al no realizar las prácticas de manejo adecuado. Su impacto en los países productores ha sido devastador en los últimos 30 años; ocasionando importantes pérdidas en la producción. En Ecuador hasta el 2002 se invertían más de 60 millones de dólares anuales en fungicidas aplicándose alrededor de 25 a 29, 20 a 24 y 12 a 16 ciclos/ha/año, en las provincias de Los Ríos, Guayas y El Oro, respectivamente (Martillo y Solano, 2003).
En los últimos años el hongo causante de la enfermedad, ha desarrollado resistencia a los fungicidas sistémicos reduciendo su efectividad en más del 50%. En la actualidad el problema es aún manejable para los grandes productores dedicados a la exportación, pero no para los medianos cultivadores, dado el alto costo que representa un control (Osorio, 2006; Espinoza, 2007). Por otra parte, la naturaleza compleja de este patógeno, le da un gran potencial de adaptación a nuevas condiciones climáticas, a nuevos fungicidas y genotipos hospederos (Ploetz, 2000).
Las evaluaciones en campo bajo condiciones de infección, han sido durante mucho tiempo el único método disponible para evaluar y seleccionar genotipos de Musa resistentes a M. fijiensis (Chaerani, 2006) las mismas que deben estar validadas por comparación de los genotipos de interés con cultivares de referencia en pruebas multilocales (Mourichon, 1997; Carlier et al., 2003). Sin embargo, Pérez et al., (2006), manifiestan la potencialidad del empleo de fragmentos de hojas como una metodología para comparar la agresividad en
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un solo ciclo infectivo de diferentes poblaciones de M. fijiensis bajo condiciones controladas de inoculación así como para evaluar la reacción de resistencia parcial de clones de Musa spp. al patógeno basándose en la velocidad de evolución de las lesiones.
2.2.1. Clasificación taxonómica
El patógeno M. fijiensis tiene la siguiente clasificación (Agrios, 2002).
Subdivisión : Ascomicotina
Orden : Dothideales
Familia : Dothiadeaceae
Género : Mycosphaerella
Especie : fijiensis
2.2.2. Ecología y biología de la enfermedad
M. fijiensis presenta una gran capacidad patogénica y afecta numerosos
cultivares de diversos genomas (AA, AAB y ABB). La susceptibilidad del subgrupo de plátano comercial AAB, respecto a otros cultivares ABB, trae consecuencias serias en la producción de este cultivo y en casos extremos, puede llegar hasta la pérdida completa de la cosecha (Mourichon y Fullerton, 1990).
La Sigatoka negra presenta una dinámica estacional, determinada por las variaciones de la temperatura y la pluviometría a lo largo del año. La severidad de la enfermedad está caracterizada por zonas con precipitaciones de más de 1400 mm/año y humedades relativas por encima del 80%. La germinación y el crecimiento de las esporas (conidias y ascosporas) son óptimos cuando existe una película de agua sobre la hoja, factor que también favorece la producción de pseudotecios (peritecios) e incremento en descarga de ascosporas, y es aun mayor cuando hay presencia de lluvias excesivas. Respecto a la lluvia, esta tiene su mayor efecto en el proceso de liberación del inóculo, y provee las
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condiciones de humedad favorables para el desarrollo de la infección (Osorio, 2006).
La temperatura óptima para la germinación de las esporas y crecimiento de los tubos germinativos del patógeno en Banano es de 22 a 28ºC. En plátano, el rango óptimo de germinación de las esporas varía entre 17 y 28ºC y la temperatura ideal para el crecimiento de los tubos germinativos es de 25ºC. Para que ocurra la germinación de la ascospora se requieren temperaturas más altas que los conidios; siendo la temperatura óptima para el desarrollo completo de la enfermedad de 26ºC. El viento y el agua son mecanismos determinantes en la dispersión de la enfermedad, por tanto las variables agro meteorológicas son muy importantes ya que proveen las condiciones ideales para la germinación de ascosporas, conidios y en general, el desarrollo extensivo de la enfermedad (Belalcázar et al., 1991.; Osorio, 2006).
M. Fijiensis es un hongo perfecto que se caracteriza por presentar dos formas
reproductivas claramente diferenciadas, su fase sexual (estado teleomorfo) y asexual (estado anamorfo). Esto último le proporciona una amplia capacidad de infección y mayor plasticidad genética, gracias a la recombinación. Los estados anamórficos y teleomórficos están presentes en las hojas infectadas siendo la producción de ascosporas producidas en el estadio sexual, determinantes en el desarrollo de la epidemia ya que contribuye con la mayor cantidad de inóculo (Mourichon y Zapater, 1990).
En su fase asexual el patógeno, se caracteriza por la presencia de 1 a 4 conidióforos simples de color café o verde oliva, de 15-65 micras de largo y 3 a 7 micras de ancho, con una o varias cicatrices en donde se hallaban prendidos los conidios. Los conidióforos emergen de los estomas de las hojas, una vez que los mismos han sido colonizados (Díaz, 2003).
El conidio es hialino o ligeramente coloreado, filiforme, ahusado, con una a diez septas, pero comúnmente de cinco a siete, con un hilum basal engrosado y una cicatriz muy evidente en el punto de inserción al conidióforo. Los conidios se forman a partir de los conidióforos, ya sea uno por cada conidióforo o en pequeños grupos compuestos por 4 a 8 conidios. Estos poseen una longitud de
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30 a 120 micras y un diámetro de 2 a 4 micras (Stover y Simmonds, 1987; Belalcázar et al., 1991).
Los pseudotecios (peritecios) se forman a partir de las cámaras estomáticas colonizadas por M. fijiensis, presentan forma globular con un diámetro entre 47 a 85 micras, incrustados en el tejido de la hoja los que se pueden visualizar en ambas superficies, aunque son más abundantes en el envés que en el haz. Las paredes del pseudotecio son de color marrón oscuro y están formadas por tres o cuatro capas de células con forma poligonal. Dentro del peritecio se forman en promedio ocho ascas bitunicadas, las cuales portan ocho ascosporas, elípticas, hialinas, biceladadas con una longitud de 14-20 micras y 4-6 micras de ancho (Díaz, 2003).
Los espermagonios son los órganos sexuales masculinos del hongo, dentro de los cuales se forman centenares de espermacias, las cuales maduran en presencia de rocío o lluvia. Las espermacias se dirigen hacia los peritecios jóvenes donde se unen a las estructuras primarias periteciales en un acto de fertilización dando origen a las ascosporas del hongo (Fernández, 2006).
M. fijiensis germina especialmente sobre la superficie abaxial de las hojas,
penetrando con sus hifas los estomas e inician con ello un proceso rápido de colonización del mesófilo foliar en los genotipos susceptibles (Meredith y Laurence, 1970). Esta vía de entrada de M. fijiensis a las hojas ocurre aún en los cultivares que muestran una alta resistencia a la enfermedad.
2.2.3. Etiología y ciclo de la enfermedad
Es un hongo holomórfico que se encuentra en la naturaleza bajo dos formas diferentes: en estado sexual (teleomorfo) representado por Mycosphaerella
fijiensis Morelet. y en estado asexual (anamorfo) representado por Pseudocercospora fijiensis (Morelet) Deigthon, constituyendo ambas, fases
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El ciclo de vida de M. fijiensis (Figura 1) se inicia con la deposición en las hojas de las ascosporas (esporas sexuales) o conidios (esporas asexuales) del hongo, que se encuentran en el aire. Bajo condiciones favorables de humedad, temperatura y en presencia de agua libre en la superficie de la hoja, el proceso de germinación ocurre en una hora aproximadamente. La penetración al hospedero está condicionada por el tiempo que dure la película de agua sobre la hoja y la humedad relativa, pero normalmente ocurre en un lapso de dos a tres días. El periodo de incubación, referido como el tiempo entre germinación y aparición de la primera pizca o síntoma, dura en banano 17 días y en plátano 29 (Belalcázar et al., 1991). Posterior a la penetración del patógeno, la hifa del hongo coloniza las células adyacentes en no menos de 7 días sin que existan síntomas de la enfermedad o destrucción de las células (Marín et al., 2003). El periodo de generación o sea hasta la aparición de conidióforos y conidios, ocurre 28 días después de la infección en banano y 34 días en plátano (Banalcázar et al., 1991).
Al igual que en el período de incubación, el período de generación se ve influenciado por las condiciones climáticas, susceptibilidad del hospedero y la intensidad de la infección. Este período, se encuentra en un rango de 25 días bajo condiciones de alta humedad y 70 días en la temporada seca. Durante la
época húmeda, se
presenta una alta descarga de ascosporas y un rápido desarrollo de la infección (Marín et al., 2003). Las ascosporas maduras del hongo se pueden observar 49 días después de la infección en
banano y 64 días después en plátano. El ciclo culmina con la
liberación de
Figura 1. Ciclo de vida de M. fijiensis (El Hadrami,
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ascosporas o conidios al aire para su diseminación. (Belalcázar et al., 1991).
2.2.4. Evolución de la enfermedad en la planta
Las esporas del patógeno depositadas en las hojas inician su proceso germinativo, si las condiciones de humedad son buenas, emitiendo su tubo germinativo que penetra luego por los estomas, para ramificarse y colonizar varias células vecinas produciendo primero el síntoma característico denominado “pizca”, y posteriormente las manchas y la necrosis generalizada (Betancourt, 1998). Cuando las condiciones no son las adecuadas, la estructura del hongo entra en un periodo de latencia hasta obtener condiciones favorables (Osorio, 2006). Con el desarrollo de la lesión (Figura 2), las cámaras estomáticas colonizadas por el hongo, son rápidamente utilizadas para la formación de pseudotecios (peritecios) del hongo. Los peritecios aparecen cuando el tejido se necrosa y adquiere una coloración café claro a gris (Belalcázar et al., 1991).
Foúre (1985), clasificó los síntomas observados en las hojas de plantas infectadas en seis diferentes estadios, tal como se describen a continuación:
Estado 1: Corresponde a una pequeña decoloración aproximadamente 1 mm
de largo, clorótica o amarilla en la fase inicial y visible únicamente en el envés de la hoja. Para observarla, debe exponerse el envés de la hoja a la luz, ya que al trasluz no puede determinarse.
Estado 2: La decoloración se convierte en una estría de 2-3 mm de largo,
pudiendo ésta ser observada tanto en el envés como en el haz de la hoja. A esta fase se le denomina comúnmente “pizca”.
Estado 3: La estría aumenta sus dimensiones haciéndose más larga y más
ancha. Es a partir de esta fase cuando aparecen los conidióforos que dan lugar a la producción de conidios.
Estado 4: Se presenta como una mancha oval que adquiere una coloración
15 Estado 5: Se caracteriza por la presencia de una mancha totalmente negra
con tendencia elíptica y rodeada por un halo amarillo cuyo centro empieza a deprimirse.
Estado 6: El centro de la mancha se seca y llega a ser blanco-grisáceo, en el
que pueden apreciarse claramente la presencia de pseudotecios (peritecios).
Figura 2. Etapas de desarrollo del hongo Mycosphaerella fijiensis en hojas de
plantas de banano. Tumbaco (2011).
La diseminación de la enfermedad se lleva a cabo en dos fases: la primera a través de la liberación propiamente de conidios o ascosporas y la otra consiste en el transporte de esos inóculos. Los conidios cuando están maduros son liberados con la ayuda del golpe del agua sobre las lesiones de la hoja. En el caso de las ascosporas, el asca permanece en el peritecio una vez fertilizado, cuando éste se humedece y las ascosporas están maduras son expulsadas y diseminadas por el viento. Los conidios son transportados principalmente por el agua, tratándose de un traslado vertical, responsable de las infecciones de las plantas vecinas o de hijuelos y también de las reinfecciones. Las ascosporas en cambio son transportadas por las corrientes de aire, tratándose de un movimiento lateral y ascendente y que eventualmente podría ser responsable de la diseminación a largas distancias (Betancourt, 1998).
16 2.2.4. Manejo de la enfermedad
Para el control de la enfermedad se utilizan algunas estrategias que buscan reducir el nivel de inóculo y su impacto en el rendimiento y calidad del racimo. Diferentes metodologías se aplican de forma integrada con la finalidad de lograr un equilibrio entre la rentabilidad, la protección del ambiente y la salud del ser humano.
Desde el punto de vista operativo, el manejo de la enfermedad posee dos dimensiones diferentes, la prevención de los problemas y la reacción ante los problemas que se van presentando (Aráuz, 1998). Sin embargo, en el trópico húmedo las condiciones climáticas de alta temperatura y humedad relativa, favorecen la severidad de la enfermedad y dificultan su control. Por lo tanto, en los trópicos húmedos hay mayores factores predisponentes al desarrollo de esta enfermedad que en climas como trópicos secos o templados. Temperaturas entre 24 °C y 32 °C y humedad relativa alta, favorecen la liberación de las ascosporas, la germinación, penetración en las hojas y la colonización interna de los tejidos (Romero, 1998).
2.2.4.1. Combate Químico
En banano el control químico, es el método comúnmente utilizado dentro de la estrategia de manejo de la Sigatoka negra. Sin embargo, debido al desarrollo de altos niveles de resistencia del patógeno a la mayoría de los fungicidas utilizados convencionalmente, los altos costos que esto implica, e innumerables problemas de contaminación y efectos nocivos para la salud humana y animal, ha surgido la necesidad de encontrar un mecanismo de control que no ocasione pérdidas económicas ni daños ambientales (Díaz, 2003).
Los productos utilizados han logrado de cierta manera la disminución del ataque masivo en la producción bananera, pero no logran detener por completo el avance del hongo, debido posiblemente a la baja resistencia de los clones del subgrupo Cavendish, la virulencia del patógeno y la emisión foliar semanal de las plantas que impiden la protección total del área foliar.
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En un inicio, el control se basó en la aplicación de Caldo Bordelés, el cual tiene un efecto fungicida por tener cobre como ingrediente activo, y aceite mineral teniendo un efecto fungistático (Stover, 1989). La mayor producción de conidias ocurre en el segundo estado de estría con mayor habilidad esporulativa y facilidad de diseminación por causa del viento y el agua; por tal razón, las conidias son el principal objetivo al cual se orientan las medidas de manejo, para lo cual la práctica más utilizada ha sido la aplicación de productos químicos con base en fungicidas protectantes como Mancozeb y Clorotalonil, y sistémicos como Propiconazole y Benzimidazole (Bustamante y Patiño, 2003).
Como métodos predictivos para realizar alguna aplicación se usa como base sistemas de preaviso biológicos y fisiológicos (Romero, 1996). Algunos utilizan registros climáticos, los que permiten obtener información con fines de pronóstico y control, mientras otros como la “Regresión paso a paso” el cual predice el periodo de latencia de la Sigatoka utilizando datos de infección obtenidos en diferentes localidades (Hernández, et al., 2005).
El manejo basado sólo en el uso de productos químicos ha incrementado en el patógeno la presión de selección, lo que crea poblaciones resistentes a la aplicación indiscriminada de fungicidas, además del impacto de los pesticidas sintéticos sobre los humanos y el ambiente (Vergara, 1994 y Villa, 1999). Esta situación conduce a los investigadores a retomar los antiguos métodos de manejo de enfermedades como la utilización de extractos vegetales, el control biológico dentro del marco de manejo integrado de plagas, mediante el empleo de substratos, antagonistas, enmiendas orgánicas y el uso de moléculas inductoras de resistencia; y ahora último el uso de la diversidad genética intra e inter específica en arreglos espaciales, como estrategia para reducir el impacto de epidemias, lo que a futuro se espera permita una producción agrícola más sostenible y menos contaminante (Guzmán, 2002).
2.2.4.2. Control Cultural
El control cultural es una de las principales estrategias para el manejo de la enfermedad ya que tiene como objetivo fundamental crear condiciones
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microclimáticas que no favorezcan al desarrollo del patógeno. La remoción de las hojas viejas, la poda sanitaria, cirugía y la aplicación de urea para acelerar la descomposición del tejido vegetal en el suelo, se han utilizado como estrategias para reducir la densidad del inóculo. Adicionalmente, la implementación de un sistema eficiente de drenaje y un programa de fertilización balanceada de las plantas ha permitido contribuir a un manejo eficiente de la enfermedad (Belalcázar, 2000).
Otras prácticas agronómicas se integran también al manejo cultural de la enfermedad y como el control de la población de plantas por unidad de superficie a través del desoje. El deshoje es una práctica que se realiza con la finalidad de reducir la cantidad de inóculo a través de la eliminación de las hojas o partes de ellas, que tienen tejido quemado (cirugía), procurando colocar las hojas con el envés hacia el suelo para que no liberen las ascosporas en el aire (Castellanos, 1999 y Orozco, et al., 2002)
2.2.4.3. Control Biológico
Agrios (1996) menciona que el control biológico de enfermedades consiste en el uso de microorganismos o los productos de su metabolismo, para destruir total o parcialmente las poblaciones de un patógeno o para proteger directamente a las plantas de los patógenos en el sitio de infección antes o después de que ocurra la infección. Por su parte Krishna, et al (2006) indican que es la aplicación de organismos vivos antagonistas al patógeno o que por competencia reducen el inóculo o la actividad del mismo en su forma activa o latente, ya sea esto en forma natural o a través de manipulación del ambiente. El control biológico para esta enfermedad no ha sido exitoso porque está relacionada con características del filoplano, la cual se puede considerar un ambiente hostil para los microorganismos antagonistas, debido a que su superficie está expuesta a fuertes cambios de temperatura y humedad en periodos cortos de tiempo (ambiente inestable con altas condiciones de estrés) y a su baja y heterogénea disponibilidad de nutrientes como carbohidratos y proteínas (Blakeman, 1982; Ceballos, 2012). Por la particularidad de la naturaleza policíclica de la enfermedad, la agresividad del patógeno de la
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Sigatoka Negra, la alta susceptibilidad de los clones utilizados en las plantaciones, la presencia de plantas en todos los estados de desarrollo en todo momento y la producción continúa de tejido susceptible a infección el control biológico representa un gran reto (Marín et al., 2003).
Los microorganismos antagonistas pueden tener la capacidad de producir sustancias antibióticas o enzimas líticas que actúen sobre las esporas o tubos germinativos del hongo (Andrews, 1992). Un ejemplo claro sería la utilización de microorganismos quitinolíticos o gluconolíticos que han demostrado ser de gran utilidad puesto que la pared celular de dichos hongos como M fijiensis está constituida principalmente por microfibrillas de quitina y glucanos sensibles al ataque de enzimas especialmente a nivel de la hifa (Salazar, et al., 2006). En investigaciones realizadas con la aplicación de microorganismos antagónicos como Serratia marcescens, Bacillus cereus y Serratia
entomophyla, no se encontraron diferencias significativas. Sin embargo, se
conoce que estos organismos tienen la habilidad de producir quitinasas, las cuales actúan en las paredes del hongo. La aplicación de estos organismos junto con un sustrato de quitina genera una probabilidad del aumento en la población de otros microorganismos quitinolíticos en el filoplano; donde conjuntamente afectan al patógeno (González, et al., 1996).
Otro punto importante es que la quitina aplicada a la superficie de la hoja sirve como un sustrato alimenticio para las poblaciones de microorganismos quitinolíticos, aumentando de esta manera el número poblacional ayudando de cierta forma a la degradación de las paredes del hongo patógeno (González, et
al., 1996). La aplicación de quitina como sustrato junto con la bacteria Bacillus cereus ha demostrado resultados positivos, debido al incremento poblacional
de esta bacteria sobre las hojas; controlando de esta forma la enfermedad de la mancha foliar en maní, cuyo agente causal es Cercospora arachidicola (Kishore, et al., 2005).
Al evaluar el efecto de varias cepas de Trichoderma spp, se encontraron ocho que presentaron inhibición del hongo M fijiensis en la fase in vitro, mientras que
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dos d éstas tuvieron un comportamiento agresivo sobre el crecimiento del fitopatógeno en la fase de vivero, por tanto los autores recomiendan el uso de estas en campo. (Arzate et al, 2006). En tanto Cobos (2010) encontró que cepas nativas de Trichoderma spp (Paisaje, Machala y Bonanza) aisladas en condiciones in vitro, demostraron una gran actividad antagónica en contra del patógeno Paracercospora fijiensis, las mismas que alcanzaron los menores incrementos radiales diarios, considerándose de esta manera los más antagónicos para controlar la enfermedad.
Carr (2009), aisló y evaluó hongos del filoplano de banano con propiedades Quitinolíticas y se ha encontrado que algunos aislamientos son capaces de producir metabolitos secundarios con una alta actividad fungicida contra M.
fijiensis en condiciones in vitro y en invernadero, mientras tanto investigadores
como Patiño et al., (2007) han evaluado el uso de sustratos foliares como una estrategia para modificar la filosfera del banano y promover el crecimiento y proliferación de microorganismos nativos (quitinolíticos y gluconolíticos) que compitan y antagonicen a M. fijiensis. Los resultados han sido muy interesantes en la reducción de ciclos de aplicaciones de fungicidas necesarios para combatir la enfermedad.
2.2.5. Inducción de resistencia sistémica adquirida o Inducida en plantas
Los vegetales disponen de varios mecanismos de autodefensa que van desde las barreras físicas hasta las reacciones bioquímicas que desencadenan sustancias tóxicas que eliminan o inhiben el ataque de fitopatógenos. En teoría, todas las plantas poseen genes de resistencia para responder a la invasión; sin embargo, esta respuesta puede ser en forma constitutiva, al estar presente permanentemente en las plantas o inducida cuando ocurre el ataque de un patógeno, lo que desencadena reacciones tóxicas en las plantas que bloquean la posesión del patógeno y posterior desarrollo de la enfermedad (Riveros, 2001).
Las defensas inducibles y las constitutivas, se han venido entrelazando en el transcurso de la evolución, pues se hallan sujetas a presiones selectivas similares, y a pesar de las innumerables clases de moléculas naturales que una
