Propagación botánica de Schinus molle L. en diferentes tipos de sustrato

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UNIVERSIDAD NACIONAL DEL CENTRO DEL PERÚ

FACULTAD DE CIENCIAS FORESTALES Y DEL AMBIENTE

TESIS

PRESENTADA POR LA BACHILLER:

ANDREA BETTY CARRIÓN OLIVERA.

PARA OPTAR EL TÍTULO PROFESIONAL DE:

INGENIERO EN CIENCIAS FORESTALES Y DEL AMBIENTE

HUANCAYO -- PERÚ 2010

**“PROPAGACIÓN BOTÁNICA DE Schinus molle L. EN**

DIFERENTES TIPOS DE SUSTRATO”

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ASESORA:

Ing. MSc. Edith Orellana Mendoza.

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A mis hermanos Daniel, Consuelo y Marco, por su apoyo incondicional.

A mis padres Betty Olivera y Pedro Carrión, por su constante apoyo y consejos oportunos en

mi vida .

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AGRADECIMIENTOS

 A la asesora Ing. Edith Orellana Mendoza , docente de la Facultad de Ciencias Forestales y del Ambiente de la Universidad Nacional del Centro del Perú; por su orientación durante la formulación, ejecución y redacción del informe final en la presente tesis.

 A los trabajadores del Vivero Forestal de la Estación Experimental del Mantaro de la U.N.C.P., por su apoyo en la ejecución de la tesis.

 A los docentes de la Facultad de Ciencias Forestales y del Ambiente de la U.N.C.P., quienes contribuyeron en mi formación profesional.

 A mis amigos que de una u otra forma me apoyaron en la realización de la presente tesis.

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ÍNDICE

RESUMEN

I. INTRODUCCIÓN ... 1

II. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA ... 3

2.1. ANTECEDENTES DE INVESTIGACIÓN 3 2.1.1 Silvicultura y manejo de Schinus molle L. ... 3

2.1.2 Propagación de Schinus molle L. ... 3

2.1.3 Producción de plantas de Schinus molle L ... 5

2.1.4 Análisis de la supervivencia de repique de ccasi (Haplorus peruviana Engl.) ... 6

2.1.5 Ficha Silvicultural de Schinus molle L. (molle) ... 7

2.2. FUNDAMENTO TEÓRICO Y CIENTÍFICO ... 8

2.2.1. Propagación botánica ... 8

2.2.2. Sustrato ... 17

2.2.3. Taxonomía de la especie ... 26

2.2.4. Descripción botánica ... 27

2.2.5. Origen y distribución geográfica ... 28

2.2.6. Hábitat ... 28

2.2.7. Lugares y suelos adecuados ... 29

2.2.8. Aspectos fisiológicos ... 29

2.2.9. Usos ... 30

III. MATERIALES Y MÉTODOS ... 35

3.1. LUGAR DE EXPERIMENTACIÓN ... 35

3.1.1. Ubicación ... 35

3.1.2. Condiciones Meteorológicas. ... 33

3.1.3. Características ecológicas... 36

3.2. MATERIALES ... 37

3.3. MÉTODOS ... 38

3.3.1. Metodología empleada ... 38

3.3.2. Diseño Experimental ... 38

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3.4. PROCEDIMIENTO ... 40

3.5. VARIABLES RESPUESTA EN LA INVESTIGACIÓN ... 44

IV. RESULTADOS ... 45

4.1. PODER GERMINATIVO DE Schinus molle L ... 45

4.2. EVALUACIÓN DEL CRECIMIENTO EN ALTURA (cm) DE Schinus molle L. ... 45

4.3. EVALUACIÓN DEL CRECIMIENTO EN DIÁMETRO (mm) DE Schinus molle L... ... 51

4.4. EVALUACIÓN DEL NUMERO DE BROTES DE Schinus molle L. ... 56

4.5. EVALUACIÓN DEL NUMERO DE HOJAS DE Schinus molle L. ... 58

4.6. EVALUACIÓN DE LA VIGOROSIDAD DE Schinus molle L. ... 64

4.7. PORCENTAJE DE SOBREVIVENCIA DE Schinus molle L. ... 68

V. DISCUSIÓN ... 71

VI. CONCLUSIONES ... 78

VII. RECOMENDACIONES ... 80

VIII. REFERENCIA BIBLIOGRÁFICA ... 81 ... ANEXOS

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LISTA DE TABLAS

 Tabla 01: Diferencias entre un suelo natural y un sustrato para

cultivo de plantas en contenedores. ... 20

 Tabla 02: Poder Germinativo de Schinus molle L. ... 45

 Tabla 03: Crecimiento en altura de Schinus molle L. según tipo de

propagación y tipos de sustratos a los 3 meses ... 47

 Tabla 04: Interacción tipo de propagación (A) por tipo de sustrato

(B) a los 3 meses ... 47

 Tabla 05: Análisis de varianza de crecimiento en altura de

Schinus molle L. a los 3 meses... 47

 Tabla 06: Prueba de comparación de medias según Tukey para

tipo de propagación a los 3 meses ... 48

 Tabla 07: Crecimiento en altura de Schinus molle L. según tipo de

 Tabla 09: Análisis de varianza de crecimiento en altura de

Schinus molle L. a los 8 meses ... 49

tipo de propagación a los 8meses ... 50

 Tabla 11: Crecimiento en diámetro de Schinus molle L. según tipo

de propagación y tipos de sustratos a los 5 meses ... 52

 Tabla 13: Análisis de varianza de crecimiento en diámetro de

(8)

 Tabla 15: Crecimiento en diámetro de Schinus molle L. según tipo

de propagación y tipos de sustratos a los 8 meses ... 54

 Tabla 17: Análisis de varianza de crecimiento en diámetro de

 Tabla 19: Número de brotes de Schinus molle L. según tipo de

 Tabla 21: Análisis de varianza del número de brotes de Schinus

molle L. a los 8 meses ... 57

 Tabla 23: Número de hojas de Schinus molle L. según tipo de

 Tabla 25: Análisis de varianza del número de hojas de Schinus

 Tabla 27: Número de hojas de Schinus molle L. según tipo de

(9)

 Tabla 29: Análisis de varianza del número de hojas de Schinus

tipo de propagación a los 8meses ... 63

 Tabla 31: Evaluación de la Vigorosidad de Schinus molle L. según

tipo de propagación y tipos de sustratos a los 3 meses... 65

 Tabla 33: Análisis de varianza de la vigorosidad de Schinus

 Tabla 35: Evaluación de la Vigorosidad de Schinus molle L. según

tipo de propagación y tipos de sustratos a los 8 meses ... 67

 Tabla 37: Análisis de varianza de la vigorosidad de Schinus molle

L. a los 8 meses ... 67

 Tabla 38: Evaluación de la sobrevivencia de Schinus molle L.

según tipo de propagación y tipo de sustrato a los 8

meses ... 68

 Tabla 39: Interacción tipo de propagación (A) por tipo de sustrato

 Tabla 40: Análisis de varianza de sobrevivencia de Schinus molle

L. a los 8 meses ... 69

 Tabla 41: Prueba de comparación de medias según Tukey para

sobrevivencia a los 8 meses ... 69

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LISTA DE GRÁFICOS

 Grafico 01: Croquis del experimento ... 40

 Gráfico 02: Altura de Schinus molle L. a los 3 meses de edad

según tipo de propagación y tipos de sustratos ... 48

 Gráfico 03: Altura de Schinus molle L. a los 8 meses de edad

 Gráfico 04: Diámetro de Schinus molle L. a los 5 meses de edad

 Gráfico 05: Diámetro de Schinus molle L. a los 8 meses de edad

 Gráfico 06: Número de brotes de Schinus molle L. a los 8 meses de edad según tipo de propagación y tipos de

sustratos ... 58

 Gráfico 07: Número de hojas de Schinus molle L. a los 3 meses de edad según tipo de propagación y tipos de

sustratos ... 61

 Gráfico 08: Número de hojas de Schinus molle L. a los 8 meses de edad según tipo de propagación y tipos de

sustratos ... 63

 Gráfico 09: Vigorosidad de Schinus molle L. a los 3 meses de

edad según tipo de propagación y tipos de sustrato ... 66

 Gráfico 11: Sobrevivencia de Schinus molle L. a los 8 meses de

edad según tipo de propagación y tipos de sustratos ... 70

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RESUMEN

El experimento se desarrolló en la Estación Experimental Agropecuaria El Mantaro, Programa del Vivero Forestal, de la U.N.C.P., Mantaro-Jauja-Junín, con el objetivo de determinar el efecto de 3 tipos de substrato (Tierra negra: Tierra agrícola: Arena (2:3:1), Turba: Tierra negra: Tierra Agrícola (1:1:1) y Tierra agrícola, guano de corral y arena (2:2:1)) y 2 tipos de propagación (siembra directa y repique) en la germinación, crecimiento y desarrollo de Schinus molle L. El método usado fue el experimental, adoptando el diseño experimental con arreglo factorial de 3x2 con 3 repeticiones. Se obtuvo un porcentaje de germinación de 87% en laboratorio; al finalizar el experimento se los mejores resultados logrados fueron en siembra directa 14,96 cm en altura, 15.33 mm en diámetro en diámetro, 3 brotes y 34 hojas; y para repique se obtuvo 10,71 cm. en altura, 10.39 mm. en diámetro, 1 brote ,13 hojas ambas en el sustrato Turba: Tierra negra: Tierra agrícola (1:1:1)). Se recomienda propagar Schinus molle L mediante siembra directa por observar mayor germinación, sobrevivencia, crecimiento y desarrollo en condiciones de vivero.

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I. INTRODUCCIÓN

Los árboles son fuente de innumerables beneficios para el hombre. Una diversidad de productos como alimento, forraje, madera, leña, medicinas, entre otros y una serie de beneficios, como la sombra, la protección de cultivos, la belleza de un paisaje, son sólo algunas de las bondades que brindan las diversas especies forestales.

La degradación de los bosques y la falta de árboles y espacios verdes en las ciudades privan al hombre de los beneficios de los árboles para mejorar su calidad de vida. (INTA , S/F)

La propagación de especies forestales en viveros son el punto de partida de un cambio necesario para revertir la degradación de los recursos naturales y mejorar la calidad de vida de la población.

Investigaciones sobre la silvicultura de especies nativas como el Schinus molle L. en la sierra peruana son necesarias porque en la actualidad no se conoce los métodos y técnicas de propagación de esta especie que durante muchos años ayuda mantener el equilibrio ecológico en la sierra.

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Razón por la cual se ha tomado interés en la búsqueda de técnicas de propagación para la especie mencionada ya que en los estratos naturales se encuentran en vías de extinción.

En el presenta trabajo de investigación se experimentó los diferentes tipos de propagación botánica de Schinus molle L. en diferentes tipos de sustratos y para ello se planteó el siguiente objetivo: Determinar el efecto de tres tipos de sustrato y dos tipos de propagación botánica en la sobrevivencia, crecimiento y desarrollo de Schinus molle L.

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II. REVISIÓN DE LITERATURA

2.3. ANTECEDENTES DE INVESTIGACIÓN

2.1.6 Silvicultura y manejo de Schinus molle L.

CUYA, O. y LOMBARDI (1991) obtuvieron alrededor a 70 - 80% de germinación con siembra directa en el terreno definitivo con 4 - 5 semillas por punto, recomendando la eliminación de las semillas vanas.

2.1.7 Propagación de Schinus molle L.

Ministerio de Vivienda, Construcción y Saneamiento Oficina del Medio Ambiente (1997), el número de semillas/kg es 25,000 a 65,000 y conserva buena viabilidad bajo condiciones ambientales por un año. Se sugiere tratamiento pre germinativo de remojo por 48 horas en agua fría. Las semillas pueden sembrarse directamente en bolsas de polietileno y se sugieren los sustratos de Tierra negra: Tierra agrícola: Arena (2:3:1) ó Turba: Tierra negra: Tierra agrícola (1:1:1).

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PRETELL, OCOÑA, JON Y BARAHONA, 1991 recomiendan antes de iniciar la siembra la semilla de molle debe ser lavada para eliminar su sabor dulcete que la hace apetecible a ciertos insectos.la semilla germina sin problemas (en el departamento de Ancash, por ejemplo a tenido 70 - 80% de de germinación), pero es recomendable remojarla en agua a la temperatura ambiente durante unas 48 horas. Con dicha emersión la semilla tarda en germinar entre 20 y 25 días. De preferencia el molle se debe almacigar en sustrato suelto. Dependiendo básicamente de la temperatura de la zona, las plantas están listas para ser repicadas entre 4 y 6 semanas.

Dado el tamaño relativamente grande de la semilla su buena capacidad germinativa y abundancia, también se le puede sembrar directamente en bolsas u otros recipientes. Cuando el porcentaje de germinación es mayor a 80%, a fin de asegurar que la mayoría de las bolsas tendrán plántulas, en cada una normalmente se ponen dos semillas a una profundidad igual a su diámetro - nunca más de dos veces el mismo.la mezcla de tierra para las bolsas debe ser textura suelta (para permitir buena aeración y drenaje) y mantenerla siempre humada. Para ello, al igual que para el caso de siembra en almacigo las bolsas se cubren con paja para germinar y luego se cubre con un tinglado ralo durante el primer mes de vida de la planta.

Al final del mismo en el caso de haber dos plántulas por bolsa, se procede a eliminar de menor vigorosidad, de preferencia cortándola con tijera de

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podar, al nivel del cuello de la raíz. Cabe mencionar que recientemente han tenido aceptable éxito inicial llevando a terreno definitivo plantones de 15 a 20 cm.

2.1.8 Producción de plantas de Schinus molle L.

RAMÍREZ, M. (1988), recomienda sembrar las semillas inmediatamente después de que éstas se remojan. BATIS, y otros, (1999), determinaron que las semillas se pueden sembrar directamente en envases individuales, en camas de crecimiento, o directamente en el campo; la producción también puede partir de la siembra de las semillas en almácigos, para posteriormente realizar el repique de plántulas a envases o camas de crecimiento (Porcentaje de germinación obtenido en almacigado de 40 al 80% y en siembra directa 89%), el tiempo necesario para la germinación de semillas es de 20 días. En este caso las semillas se siembran en hileras a 2 cm de distancia, la profundidad de siembra es de 1 cm y la densidad de siembra de 120 g de semilla por m². RAMÍREZ, J., 1990 recomienda sembrar la semilla directamente en envases ya que no todas las plántulas resisten el repique. El tiempo total para la producción de la especie es cinco meses, cuando la planta alcanza una altura de 30 cm. El sustrato de los almácigos debe presentar textura arenosa. El de los envases debe presentar consistencia adecuada para mantener la semilla en su sitio, el volumen no debe variar drásticamente con los cambios de humedad, textura media para asegurar un drenaje

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adecuado y buena capacidad de retención de humedad, fertilidad adecuada, libre de sales y materia orgánica no mineralizada. Cuando el sustrato es inerte una mezcla 5:3:1 de turba, vermiculita y tierra agrícola, es adecuada para lograr buenas condiciones de drenaje.

2.1.9 Análisis de la supervivencia de repique de ccasi (Haplorus peruviana Engl.)

Montero M (1986); concluyó en que la edad optima para el repique de plántulas de Haplorus peruviana Engl. es a las 10 semanas logrando obtener un 81,3% de supervivencia en el sustrato tierra + arena + turba (2:2:1), el color de las bolsas no influyó en el desarrollo de la especie estudiada. El repique a las 4 y 6 semanas han tenido resultados totalmente negativos en todos los tipos de sustrato y color de bolsas, debido a la temprana edad de repique y a la falta de lignificación del tallo.

El crecimiento de altura y diámetro fue mejor en el tratamiento a4b2c2

(repicado a las 10 semanas en sustrato tierra agrícola + arena + turba en bolsas negras y transparentes) obteniéndose al final del experimento una altura promedio de 14.9 cm y con un diámetro promedio de 3,2 mm.

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2.1.10 Ficha Silvicultural de Schinus molle L. (Molle) Según REYNEL C. Y LEÓN G. (1990)

 Lugares con Potencial Semillero: Variados; la especie es muy común en el ámbito.

 Fenología: Frutos en mayo (Cajamarca), enero- abril (Callejón de Huaylas y Valle del Mantaro)

 Caracteres de Frutos y semillas: Tamaño promedio de frutos 5mm diámetro; peso promedio de frutos 0.034 gr.

 Forma y Particularidades de la Semilla: Globoso – ovoide, algo aplanada, aprox. 3 mm de diámetro, con el embrión en uno de los extremos. La superficie es lisa y de color marrón oscuro.

 Propagación Sexual:

1. Perdida de la viabilidad bajo almacenamiento: Conserva buena viabilidad por un año.

2. Tratamiento Pre-germinativos: Remojo por 48 horas y eliminación de la pulpa.

3. Inicio de la Germinación: 6 – 15 días.

4. Fin de la Germinación: 30 días.

5. Tipo de germinación: Epígea.

6. Poder germinativo: 50 – 80 %.

7. Energía germinativa: Regular.

8. Almacigado: Optativo. Factible siembra directa en bolsas o en el terreno.

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 Indicaciones en Vivero: sustratos adecuados; tierra negra – tierra agrícola – arena (2:3:1) ó turba – tierra negra – tierra agrícolas (1:1:1).

A los 6 meses de edad las plantas pueden ser llevadas al terreno definitivo.

Observaciones: la siembra directa en el terreno es exitosa. En Ancash (3700msnm; 400mm precipitación anual). Se ha obtenido 70% de éxito. En Cusco 50-90%. Se requiere sin embargo una buena elección de sitio.

 Recomendaciones para el establecimiento y cuidado de la planta:

El “molle” requiere una buena elección del sitio para efectuar la plantación. No responde bien en suelos muy superficiales, compactos o arcillosos. Precisa buenos niveles de humedad durante el primer año de establecimiento.

2.4. FUNDAMENTO TEÓRICO Y CIENTÍFICO

2.2.10. Propagación botánica

Según PAJARES y GONZALES (1996). Se denomina así a la producción de plantas por semilla botánica, mediante la cual se logran nuevas plantas, con caracteres que reflejan las características genéticas de sus progenitores.

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2.2.1.1 Semilla

Según PAJARES y GONZALES (1996); la semilla es una parte del árbol, capaz de generar una nueva planta., hay semillas que se producen en los frutos, y semillas que se obtienen a partir de estacas, injertos, etc.

Según HARTMAN y KESTER (1997) una semilla es un ovulo maduro, que consiste de un embrión y su provisión de alimento almacenado, rodeado por las cubiertas protectoras. En la época en que se separan de la planta, la mayoría de las semillas tienen un contenido de humedad bajo, su metabolismo se encuentra en un nivel reducido y no ocurre actividad aparente de crecimiento.

Según PAJARES y GONZALES (1996); las semillas que se originan en los frutos son el producto de la unión entre dos individuos, uno femenino y otro masculino; a este tipo de semilla se le llama semilla botánica.

Antes de sembrar la semilla de un árbol deseable; es necesario asegurarnos que la semilla va a germinar para ello debe cumplir ciertos requisitos:

 Viabilidad: La semilla debe mantenerse viva, sin germinar.

 Energía germinativa: La semilla debe germinar en el menor tiempo posible.

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 Poder germinativo: La semilla debe ser capaz de romper la envoltura que lo contiene para poder germinar

El poder germinativo se comprueba tomando muestras de semilla representativa para ver el porcentaje de la muestra que es capaz de germinar cuando las condiciones son favorables. Se puede determinar utilizando aparatos especiales, los llamados germinadores o también utilizar caja petri de vidrio.

Fórmula: B100

PG A

P.G.: Poder Germinativo A: Número total de semillas

B: Número de semillas germinadas

2.2.1.2 Germinación

Según Proyecto FAO/HOLANDA, FEMAP Y GCP/PER/033/NET - PRONAMACH (1998); es un proceso que comprende el desarrollo del embrión hasta su emergencia, y su desarrollo subsiguiente hasta que sea independiente de la reserva de alimento almacenado en la semilla. La germinación es el proceso mediante el cual una semilla colocada en el ambiente se convierte en una nueva planta. Este proceso se lleva a cabo

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cuando el embrión se hincha y la cubierta de la semilla se rompe. Para lograr esto, toda nueva planta requiere de elementos básicos para su desarrollo: luz, agua, aire y sales minerales que el vegetal encuentra en su entorno.

La germinación según HARTMAN y KESTER (1997); es el proceso de reactivación de la maquinaria metabólica de la semilla y la emergencia de la radícula (raíz) y la plúmula (tallo), conducente a la producción de una plántula. Fisiológicamente, la germinación comienza con las etapas iníciales de reactivación bioquímica y termina con la emergencia de la radícula.

La propagación por semillas implica el manejo cuidadoso de las condiciones de germinación de las instalaciones, así como el conocimiento de los requerimientos de las especies de semillas individuales su éxito depende del grado en el que se satisfagan las siguientes condiciones:

La semilla debe mantener la cultivar o especie que el propagador desea cultivar. Esto puede lograrse obteniendo semillas de un comerciante de confianza, comprando semillas certificadas, si produce su propia semilla, siguiendo los principios de selección de semillas.

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La semilla debe ser viable y capaz de germinar. Debe germinar con rapidez y vigor para resistir en la almaciga posibles condiciones adversas.

La viabilidad puede determinar mediante pruebas, pero el vigor es difícil de predecir.

Se debe superar cualquier condición de letargo que pudiera inhibir la germinación aplicando los tratamientos de pre germinación adecuados.

Suponiendo que la semilla sea capaz de germinar con prontitud, el éxito de la propagación depende de proporcionar las condiciones ambientales debidas: humedad, temperatura, oxigeno, luz u oscuridad a la semilla y a las plántulas resultantes hasta que se establezcan bien. Un ambiente apropiado incluye el combate de enfermedades e insectos.

2.2.1.3 Almacigado

Según Proyecto FAO/HOLANDA, FEMAP Y GCP/PER/033/NET - PRONAMACH (1998); el almacigado consiste en la siembra de las semillas en un suelo preparado (sustrato), donde se darán las atenciones y cuidados necesarios para que puedan germinar y desarrollar las nuevas plantulas. Para realizar adecuadamente la tarea del almacigado se debe tener en cuenta las siguientes operaciones básicas.

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Características del sustrato para el almacigado:

1. Buena aireación que permita la circulación del oxigeno del aire, indispensable para la germinación.

2. Contacto entre la semilla y el sustrato para que se humedezca totalmente y no deje espacios libres.

3. Capacidad de infiltración, que permita un buen suministro de agua para las semillas en su germinación y luego a las plántulas.

4. Libre de contaminación, deberá estar libre de contaminantes químicos y biológicos como hongos, bacterias, nematodos y semillas de malas hierbas que causen daños a la germinación.

5. El PH debe estar entre 5 a 6 como máximo, debiendo contener muy poco limo o arcilla.

2.2.1.4 Repique

Según Proyecto FAO/HOLANDA, FEMAP Y GCP/PER/033/NET - PRONAMACH (1998); es la operación que consiste en trasladar las plántulas de las camas de almacigo a bolsas con sustrato o platabandas de repique, donde iniciaran su desarrollo hasta su salida al campo definitivo. Durante la operación de repique se debe tener mucho cuidado de no doblar las raíces y hacer una buena selección de de plántulas en el almácigo. La secuencia operativa del repique es como sigue:

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 Extracción de las plantas: Si el suelo de la almaciguera está seco, se regara con 24 horas de anticipación, sobre una superficie que corresponda a la cantidad de plantas que se va repicar. Con una estaca pequeña se excava el sustrato unos 15 a 20 cm de profundidad, se palanquea hacia arriba y se van extrayendo las plántulas en grupos las que se colocan en un recipiente adecuado cubriendo las raíces para que no les dé el sol directamente.

 Selección de plantas: Se elimina las plántulas débiles, las que no tienen raíces secundarias, las que tienen tallo mal formados o torcidos, las enfermas y con daños de insectos.

 Poda de raíces: Se procede a la poda de plantillas cuyas raíces tengan más de 5 a 6 cm. esto hay que hacerlo cuidadosamente, de manera que la longitud de las raíces no sea mayor que el tamaño del tallo, esto ayudara a que crezcan mas raíces laterales. Luego se las coloca en un recipiente con agua y barro suelo, cuidando siempre de no exponerlas al sol.

 Repique: con un repicador se va aperturando los hoyos en el centro de las bolsas haciendo un medio giro tanto al introducir como al retirar. Luego se coge las plántulas por las hojitas se impregna con sustrato diluido para que las raíces ingresen

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fácilmente al hoyo introduciendo el cuello de las plantas 1 cm a lo máximo y se procede a rellenar el hoyo con sustrato preparado.

Antes de compactarlo se jala un poquito la plántula para evitar raíces dobladas y se compacta alrededor de la plántula. A medida que transcurren los riegos el nivel del sustrato baja y se nivela con el cuello de la raíz. Luego se riega y se colocan los tinglados a medida que se avanza con repique.

Según HARTMAN y KESTER (1997); las semillas se trasplantan en una caja o recipiente especial para su germinación y después las plántulas son arrancadas o trasplantadas para que se desarrollen ya sea en una caja de trasplante, con más espaciamiento, o a recipientes individuales en donde permanecen hasta que se trasplante al exterior. Este proceso hace posible optimizar las condiciones ambientales para la germinación de las semillas, que pueden ser diferentes de las necesarias para el crecimiento de las plántulas. También permite la selección de las plántulas para mejorar la uniformidad y el espaciamiento. El método de trasplante se usa con mayor amplitud con semillas pequeñas, con las cuales no sería práctica la siembra directa. Por otra parte el trasplante es intensivo con exigencias de mano de obra y, por tanto, costoso.

Cada trasplante provoca un “choque de trasplante”, que puede dañar a las raíces, retardar el crecimiento y aumentar el tiempo de producción.

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2.2.1.5 Siembra Directa

Según VELAZCO T (1986); se llama siembra directa al método por el cual se depositan las semillas directamente en bolsas con sustrato o en platabandas. Este sistema de producción forestal se utiliza en especies que tienen semillas grandes o con aquellas que no toleran bien las labores del repicado. Con la producción por siembra directa no se realiza el repique, con lo cual se reduce los riesgos de la mala formación de raíces, como resultado de los errores que se cometen en el repicado.

 Ventajas:

1. Elimina el proceso de almacigado y repique.

2. Se obtiene una buena formación radicular, se evita el torcido de raíces por defecto de un mal repique.

3. Hay ahorro de mano de obra al evitar el proceso de almacigado y repique.

4. Es un método recomendado para especies que tengan semillas grandes.

 Desventajas:

1. Requiere buena calidad de semilla

2. Requiere una infraestructura de protección contra los agentes climáticos y bióticos como roedores y pájaros.

3. No es recomendable en donde la semilla es cara y escasa.

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2.2.11. Sustrato:

Según GALLARDO (2003); el término sustrato se aplica a todo material sólido distinto del suelo, cuyo origen puede ser natural, de síntesis o residual, mineral u orgánico, que colocado en un contenedor, en forma pura o en mezcla, permite el anclaje del sistema radical, desempeñando, por lo tanto, un papel de soporte para la planta.

Son el medio de soporte de las plantas y suministran a las raíces el agua y los nutrientes requeridos para el crecimiento vegetal. Su importancia radica en que gran parte de las especies ornamentales, forestales, frutales y plantines hortícolas se producen en contenedores.

Las plantas que están siendo cultivadas en contenedores, tienen ciertos requerimientos funcionales que pueden ser provistos por el medio de crecimiento.

 Agua Las plantas requieren un continuo y gran aprovisionamiento de agua para el crecimiento y otros procesos fisiológicos, como es el enfriamiento a través de la transpiración, y esta agua debe ser provista por el sustrato. El agua líquida es retenida tanto externa como internamente por el medio de crecimiento hasta que es requerida por la

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planta: externamente, en los poros relativamente pequeños entre las partículas, e internamente, en el espacio interior de materiales porosos como la turba de musgo. Debido al volumen limitado de los contenedores pequeños, el medio de crecimiento debe poseer una elevada capacidad para almacenar agua, para proveerla a las plantas entre un riego y el siguiente.

 Aire: Las raíces de las plantas consisten de tejidos vivientes y gastan energía para el crecimiento y otros procesos fisiológicos, como la absorción de nutrientes minerales de la solución del medio. La energía para estos procesos fisiológicos es generada por la respiración aeróbica que requiere una cantidad establecida de oxígeno. El subproducto de esta respiración es el bióxido de carbono, que puede ser acumulado hasta niveles tóxicos si no es dispersado en la atmósfera. Por ello, el sustrato debe ser lo suficientemente poroso para facilitar un eficiente intercambio de oxígeno y bióxido de carbono. A causa de que el oxígeno se difunde a través del agua a solamente 1/10,000 de la velocidad a la que lo hace en el aire, este intercambio gaseoso debe tener lugar en los grandes poros llenos de aire del medio de crecimiento. Estos grandes poros están directamente relacionados con el tamaño de las partículas, su arreglo, y la compactación del medio de crecimiento.

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 Nutrientes minerales: Con excepción del carbono, hidrógeno y oxígeno, las plantas deben obtener todos los 13 nutrientes minerales esenciales de la solución del medio de crecimiento. Muchos nutrientes minerales, incluyendo la forma amoniacal del nitrógeno (NH4 +), el potasio (K+), el magnesio (Mg2+) y el calcio. (Ca2+), existen en la solución del medio de crecimiento como cationes eléctricamente cargados. Estos nutrientes iones se mantienen en la solución del medio hasta que las raíces de las plantas los toman y utilizan para el crecimiento y mantenimiento de los tejidos o, a causa de su carga eléctrica positiva, comienzan a ser adsorbidos por los sitios cargados negativamente en ciertos tipos de partículas del sustrato. Esta oferta de nutrientes adsorbidos, que es medida por la capacidad de intercambio catiónico (CIC), proporciona un reservorio de nutrientes minerales para mantener el crecimiento de la planta, entre aplicaciones de fertilizante.

 Soporte físico: La última función del medio de crecimiento es anclar a la planta en el contenedor y mantenerla en una posición vertical. Este soporte es una función de la densidad (peso relativo) y de la rigidez del sustrato. La rigidez de un medio de crecimiento está en función de la compresionabilidad y de la compactación de las partículas del medio de crecimiento, así como del tamaño del contenedor.

El sustrato óptimo está definido por la especie vegetal o cultivar, el tamaño de la maceta, las condiciones ambientales del área de producción (régimen de lluvias, temperatura, luz, calidad del agua para riego, etc.) y

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del costo de los materiales para su formulación. Un buen sustrato puede reconocerse por sus propiedades físicas y químicas y se miden a través de técnicas de laboratorio utilizadas a niveles internacionales y específicos para sustratos. Las características físicas están directamente asociadas a la capacidad de proveer agua y aire al sistema de raíces. Un sustrato está constituido por partículas sólidas y espacios libres que dejan entre sí, denominados poros que conforman el espacio poroso total. Para un crecimiento adecuado de plantas cultivadas en macetas, debería tener 15 % de su volumen compuesto por material sólido y 85% de poros.

Si observamos y analizamos el cuadro 1, podemos comprobar que la tierra es un material poco apropiado para ser utilizado como sustrato, sumado al inconveniente de ser un recurso natural no renovable.

Tabla 01 : Diferencias entre un suelo natural y un sustrato para cultivo de plantas en contenedores.

CARACTERÍSTICAS SUELO SUSTRATO

Material Solido 50% 85%

Espacio Poroso Total o

Porosidad Total 50% 5%

Densidad Pesado Livianos

1L=50 a 4000g Capacidad de

Retención Mala 30 a 35% Muy alta 55 a 70%

55 – 70%

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En síntesis, un buen sustrato desde el punto de vista físico debe ser liviano, esponjoso y con buena capacidad de almacenar agua.

En cuanto a las propiedades químicas, es valioso saber cuál es la riqueza del medio de crecimiento para resolver la necesidad de enriquecerlos.

Existen materiales muy pobres en fertilidad tales como arena, perlita, vermiculita y es imprescindible incorporar fertilizantes. Por otra parte, los sustratos compuestos principalmente por materiales orgánicos como el compost, lombricompuesto estiércoles de animales, aportan cantidades adecuadas de nutrientes, por lo que no requieren de fertilización. Otros aspectos químicos importantes son el pH y el nivel de salinidad. El pH indica el grado de acidez o de alcalinidad; es una característica que influye sobre el crecimiento y la cantidad de nutrientes disponibles en el sustratos para que los tomen las plantas.

Según MORALES J. (2002); el mejor pH para la mayoría de las plantas oscila entre 6,5 y 7, es decir, neutro. Algunas, llamadas acidófilas, lo prefieren inferior a 6, y otras (calcícolas), son felices con un pH superior a 7. El pH influye en el suelo o sustrato en varios aspectos, pero el más significativo es en la disponibilidad de nutrientes. Por ejemplo, en un suelo puede haber mucho Fósforo, pero si no está soluble, a la planta no le sirve para nada ya que no lo puede tomar. Pues el pH influye en la solubilidad del Fósforo y de los demás minerales y, siguiendo con el

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ejemplo, en suelos alcalinos, hay una gran parte de Fósforo insolubilizado y en estos suelos existe mayor riesgo de carencias de este elemento que uno que sea ácido o neutro.

Según LOMELÍ M. Y TAMAYO R (2005). El pH del suelo es importante porque los vegetales sólo pueden absorber a los minerales disueltos, y la variación del pH modifica el grado de solubilidad de los minerales. El rango óptimo del pH del suelo para el crecimiento de la mayor parte de los vegetales es de 6.0 a 7.0 porque la mayor parte de las sustancias nutritivas de las plantas está disponible en este intervalo.

a) Materia Orgánica: Según STALLINGS (1962); La materia orgánica es indispensable como fertilizante para el crecimiento de las plantas, es un elemento condicionante del suelo, además modifica sus propiedades y estructura favoreciendo el desarrollo y crecimiento vegetal vivo.

Los materiales orgánicos son componentes deseables de los sustratos, pues generan una gran proporción de microporos, produciendo así una elevada capacidad de retención de humedad, además son lo suficientemente resilientes para resistir la compactación. La materia orgánica también tiene una elevada capacidad de intercambio cationico, y por lo tanto, retiene iones nutrientes previniendo su lixiviación y,

(34)

proporcionando un amortiguamiento contra los cambios rápidos en salinidad.

Según MILLAR; TURK y FOTH. (1962); la materia orgánica en el suelo tiende a unir partículas de arena unas con otras, aumenta así la retención del agua; en los suelos arcillosos los espacios de poros entre las partículas minerales casi siempre son muy pequeñas para el almacenamiento máximo de agua y materia orgánica, mejora esa condición al tapar las partículas de suelo y aumentando así el poder de estos suelos para retener agua.

Según ARCA (1981); el contenido de materia orgánica aumenta a medida que se incrementa la frecuencia con que se añade los residuos vegetales al suelo. Los suelos forestales muestran típicamente la mayor proporción de materia orgánica muy cerca de la superficie. La materia orgánica muy aparte de suministrar elementos nutricionales al suelo contribuye a conservar la humedad, mejorar la condición estructural, dando mayor aireación, mejorar las propiedades químicas del suelo especialmente por la acción del material coloidal húmico.

Según LORENTE (1997); la materia orgánica influye en las características físicas químicas y biológicas del suelo, es un indicador de la fertilidad e interviene en la formación y estabilidad estructural, inicialmente las raíces

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y raicillas favorecen la agregación, posteriormente los productos residuales de la descomposición mantiene la estabilidad estructural del suelo y la buena incorporación de nutrientes minerales. La agregación incrementa la infiltración, porosidad, capacidad retentiva del agua.

Según THEODORE (1982); la materia orgánica está conformada principalmente por C, H, O, y N, siendo el N de gran interés debido a que su auto suministra el suelo. Asimismo tiene la capacidad de retener cationes y no cationes, minimiza la pérdida por lavaje permitiendo que los nutrientes puedan ser absorbidos y ser usados por la planta cuando lo necesita. Los suelos con adecuados contenidos de materia orgánica proveen suficiente bióxido de carbono para la síntesis de la formación microbial transformando en un suelo vivo con micro flora activa.

Según MORALES J. (2002); el nitrógeno es un elemento que da vigor a las plantas y abundancia de hojas; su deficiencia se nota cuando se observa hojas más claras de color verde pálido, que va tornándose en amarillo, incluyendo las nerviaciones. Aunque la clorosis llegue a toda la planta los síntomas son más evidentes en las hojas viejas. La deficiencia de Fósforo suele comenzar en las hojas inferiores, al igual que el Nitrógeno, que son más viejas. Además, el número de brotes disminuye, formando tallos finos y cortos con hojas pequeñas y menor desarrollo radicular, menor floración y menor cuajado de los frutos. El Potasio (K) aumenta la resistencia de la planta a las enfermedades, a la sequía y al

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frío; si falta, será más vulnerable a estos agentes.Su deficiencia reduce la floración, fructificación y desarrollo de toda la planta, lo más típico, son los bordes y puntas de las hojas más viejas que secan después de amarillar.

b) Materiales inorgánicos: Según GALLARDO (2003). Los materiales inorgánicos son agregados a los sustratos para producir y mantener un sistema estructural de macroporos, que promueva la aireación y el drenaje, y que disminuya la capacidad de retención de humedad. Muchos componentes inorgánicos poseen una capacidad de intercambio catiónico muy baja y proveen una base químicamente inerte para el medio de crecimiento. Los materiales inorgánicos con elevadas densidades, como la arena, son usados para proveer estabilidad a los contenedores grandes e individuales de los viveros ornamentales.

(37)

2.2.12. Taxonomía de la especie:

Según HANAN A. Y MONDRAGÓN J (2009)

Reino : Plantae

Sub Reino : Traqueobionta Superdivisión : Spermatophyta División : Magnoliophyta Clase : Magnoliopsida Sub Clase : Rosidas

Orden : Sapindales Familia : Anacardiaceae

Género : Schinus

Especie : molle Nombre común : “molle”

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2.2.13. Descripción botánica: Según REYNEL C. Y LEÓN G.

(1990)

 Aspecto General: Árbol de unos 5 m de altura en promedio, coposo, con fuste muy robusto, nudoso, y la corteza agrietada, de color claro es distinguible por sus hojas con láminas alargadas, resinosas, muy olorosas a trementina al estrujar. Follaje perenne, denso o abierto, con ramas y ramillas notablemente colgantes.

 Ramitas terminales: Pendulares, aprox. 3 - 5 mm de diámetro, color verde marrón- rojizo, muy regulares, lisas y resinosas

 Hojas: Compuestas imparipinnadas, alternas esparcidas, aprox. 20 – 30 cm Long., con el raquis doblemente acanalado. Foliolos 16 -20 pares lanceolados, 2 – 4 cm Long. Por 0.4 – 0.8 cm de ancho; el ápice agudo, a menudo con un breve (1 mm) acumen, o en casos tridentado o denticulado; base aguda y algo inequilatera; borde entero, a veces irregularmente denticulado, nervación pinnada, con 22-26 pares de nervios secundarios; el nervio central impreso en haz y envés; las laminas sésiles, cartaceas, glabras, resinosas y olorosas a trementina.

 Inflorescencias: en panículas axilares laxas de unos 10 o más centímetros de Long.; portando numerosas flores.

(39)

 Flores: Actinomorfas, pequeñas, unisexuales, de unos 3 mm Long.

Incluyendo el pedúnculo; cáliz de 1mm Long.; en las flores masculinas 8 -10 estambres con filamentos libres insertados en un disco nectarífero. En las flores femeninas 8 – 10 estaminodios y un pistilo de aprox. 1 mm Long., con ovario supero y estilo trifurcado.

 Frutos: Es una drupa globosa, 4-5 mm diámetro, rojizos, secos, con el pericarpio membranoso y fuerte olor resinoso al estrujar.

2.2.14. Origen y distribución geográfica:

Según CONABIO (S/F) Árbol típicamente americano, originario de los valles interandinos del centro del Perú. Es una especie arbórea americana de gran difusión como ornamental en zonas áridas y semiáridas a nivel mundial. En Perú es una especie forestal típica de las estepas espinosas y de los bosques montanos bajos. Se encuentra en las ecorregiones de costa, sierra y la ceja de selva, entre 0-4000 m.s.n.m., sus mayores poblaciones naturales se encuentran emplazadas entre los 800 – 2200 m.s.n.m.

2.2.15. Hábitat

Según CONABIO (S/F), prospera a orilla de caminos, en zonas perturbadas con vegetación secundaria, en pedregales y lomeríos, terrenos agrícolas, pendientes (20 a 40 %). Clima entre subtropical,

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cálido-templado, semiárido, templado seco y templado húmedo. No tiene exigencias en cuanto a suelo, pero prefiere suelos arenosos. Tolera texturas pesadas, suelos muy compactados y pedregosos

2.2.16. Lugares y suelos adecuados: Según REYNEL C. Y LEÓN G. (1990

 Rango altitudinal: de 100-3200 msnm; las mayores poblaciones naturales emplazadas entre los 800 – 2200 msnm.

 Temperatura: observada en zonas con T° media anual de 10 – 20 °C.

no se observa en zonas con ocurrencia de heladas.

 Requerimientos de suelo y agua: Esta especie prefiere los suelos sueltos, de textura franca o (franco-arenosa) y profundos. No responde bien en zonas pedregosas. Tolera bien la aridez extrema y las sequias; no obstante, se adapta igualmente en zonas con inundación estacional.

2.2.17. Aspectos fisiológicos: Según CONABIO (S/F)

 Adaptación. Especie de fácil adaptación.

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 Competencia. Buena capacidad competitiva. Captura nutrientes, agua y luz eficientemente.

 Crecimiento. Especie de rápido crecimiento cuando es joven, alcanzando 3 m de altura en un año; vive alrededor de 100 años.

 Descomposición. Descomposición foliar lenta. Moderadamente lenta en madera y frutos.

 Establecimiento. Se establece fácilmente, tiene una alta sobrevivencia.

 Interferencia. Presenta alelopatía, inhibe el crecimiento y/o desarrollo de las plantas vecinas. Produce felandreno, alcohol terpenoide carbacol, los cuales se eliminan a través de las hojas y frutos.

 Producción de hojas, flores, frutos, madera y/o semillas. Buena productora de abono verde (mantillo). La edad de fructificación es temprana.

2.2.18. Usos:

Según REYNEL C. Y LEÓN G. (1990). La madera es de aceptable calidad; la leña y carbón son apropiados; los frutos de la planta, hervidos

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y fermentados, son materia para la elaboración de una “chicha” o bebida espirituosa tradicional. Los mismos que se emplean como condimento y saborizante, uso extensivo a la fabricación de embutidos; de las hojas se obtiene aceite esencial, el cual es aromatizante y se emplea en la industria dentífrica, perfumería y jabonería; la especie es melífera. La miel producida tiene un aroma especial que recuerda al de la planta.

Otros usos Según CONABIO (S/F):

 Aromatizante [toda la planta]. Todo el árbol despide un intenso olor perfumado debido a la presencia de abundantes aceites esenciales y volátiles.

 Base para chicle [exudado (resina)]. Su resina blanquecina es usada en América del Sur como goma de mascar, se dice que fortalece las encías y sana las úlceras de la boca.

 Colorantes [hoja, tallo, corteza, raíz]. El cocimiento de hojas, ramas, corteza y raíz se emplea para el teñido amarillo pálido de tejidos de lana.

 Combustible [madera]. Leña y carbón.

 Comestible [fruto]. Con los frutos se prepara una bebida refrescante.

(43)

 Condimento / Especias [fruto]. Los frutos secos se han empleado en algunos países para adulterar la pimienta negra por su sabor semejante. Aunque su uso es cada vez menor ya que afecta la salud.

 Cosmético / Higiene [hoja]. De las hojas se extrae un aceite aromatizante que se usa en enjuagues bucales y como dentífrico. Las semillas contienen aceites de los cuales se obtiene un fijador que se emplea en la elaboración de perfumes, lociones, talcos y desodorantes.

 Curtiente [corteza]. Sirve para teñir pieles.

 Forrajero [fruto]. Importante alimento para pájaros.

 Implementos de trabajo [madera]. Mangos de herramientas, estacas, enseres rurales y fustes de sillas de montar.

 Industrializable [exudado (resina), ceniza]. La resina se podría utilizar en la fabricación de barnices. Su ceniza rica en potasa se le usa como blanqueador de ropa; así mismo, en la purificación del azúcar.

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 Insecticida / Tóxica [fruto, hoja (aceite)]. El aceite esencial de las hojas y frutos ha mostrado ser un efectivo repelente de insectos, particularmente contra la mosca casera. El fruto puede contener 5 % de aceite esencial y las hojas 2 %.

 Medicinal [hoja, flor, fruto, corteza, exudado (resina)].

Propiedades y acciones: analgésico, antibacterial, antidepresivo, antimicrobial, antifúngico, antiviral, antiespasmódico, astringente, balsámico, citotóxico, diurético, expectorante, hipotensivo, purgativo, estomáquico, tónico, uterino, estimulante. El molle es una especie de amplio uso en el centro y norte del país. Se recomienda para padecimientos digestivos (cólicos, bilis, dolor de estómago y estreñimiento) y se emplea como purgante y diurético. Las hojas (en cocimiento o machacadas) se usan para lavados en casos de enfermedades venéreas (gonorrea), ojos irritados, conjuntivitis y cataratas. La infusión de la corteza disminuye las inflamaciones y favorece la cicatrización de las úlceras. La resina es sumamente peligrosa, pero se ha usado en dolor de muelas, dientes picados y para cicatrizar heridas. Fue utilizada para embalsamar los cuerpos de los Incas. Las ramas maceradas como papilla o hervidas, para su aplicación local o remojada en alcohol, se emplean para molestias del reumatismo y otros dolores musculares. La planta entera se usa externamente para fracturas y como un antiséptico local. En

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inhalación las hojas de molle (muchas veces mezcladas con hojas de eucalipto) se usan para aliviar resfriados, afecciones bronquiales, hipertensión, depresión y arritmia. Mezclada la corteza con las hojas, sirve para la hinchazón y dolor en enfermedades venéreas y génico- urinarias. Corteza (cocción): remedio en pies hinchados purgante para animales domésticos. El molle se emplea en las llamadas "limpias" o

"barridos", para curar el mal de aire, susto y espanto. En Argentina se toma una infusión de hojas secas para aliviar varios desordenes menstruales (amenorrea, sangrados abundantes, menopausia, síndrome premenstrual), fiebres, problemas respiratorios (resfriados, asma, bronquitis) y urinarios (cistítis, uretrítis), tumores e inflamación en general. El aceite esencial de las hojas frescas posee actividad antibacterial, antiviral, anti fúngica y anti microbial.

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IX. MATERIALES Y MÉTODOS

3.6. LUGAR DE EXPERIMENTACIÓN.

3.1.4. Ubicación

El experimento se desarrolló en la Estación Experimental Agropecuaria El Mantaro, Programa del Vivero Forestal, de la Universidad Nacional del Centro del Perú, distrito del Mantaro, provincia de Jauja, departamento de Junín. Geográficamente está ubicado entre las coordenadas geográficas:

Latitud: 11º 46’ 48” Latitud Sur; longitud: 75º 20’ 13” Longitud Oeste del meridiano de Greenwich; altitud: 3314 m.s.n.m.

3.1.5. Condiciones Meteorológicas.

El clima del Valle del Mantaro por su ubicación geográfica tiene dos periodos muy marcados en todo el año, un periodo lluvioso de noviembre a marzo y otro periodo seco de abril a octubre.

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La temperatura anual máxima es de 19.55 ºC, la anual mínima es de 4.08 ºC y la temperatura media anual de 11.84 ºC, asimismo la precipitación promedia anual de 765.08 mm. La presión atmosférica es de 520 mm-Hg, cuenta con una humedad relativa media máxima de 88.2% y una mínima de 37.2%. La evaporación promedia de 159.5 mm y predominan los vientos de este a oeste.

3.1.6. Características ecológicas.

Según el esquema de Holdridge la cuenca del río Mantaro está situado dentro de las zonas semi – árida, sub – húmeda, y húmeda.

Específicamente la Estación Experimental de El Mantaro está considerada en la zona de vida de bosque seco Montano Bajo Tropical (bs-MBT) de 3000 a 3500 m.s.n.m., prevalece un clima templado árido y semi – árido.

La vegetación natural donde la dejan desarrollar es abundante en arbustos, donde predominan Agave americano “agave”, Opuntia sp.

“cactus”, Spartiun junceum “retama” entre otras especies; y la mayoría de sus áreas está bajo agricultura intensiva y produce una gran variedad de cultivares.

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3.7. MATERIALES.

a. Insumos.

 Semillas viables de Schinus molle L

 Guano de corral, turba, arena, tierra agrícola según requerimiento.

b. Materiales y equipos de campo.

 Bolsas de polietileno de 4” x 7” x 2”

 Repicador

 Plástico para tinglado

 Rótulos de identificación de tratamientos

 Fichas de evaluación

 Regla graduada

 Carretillas, zaranda

 Rastrillo, zapapicos, lampa cuchara, regaderas

 Cámara fotográfica

 Libretas de campo

 Micrómetro digital.

c. Materiales y equipos de Escritorio.

 Software estadístico SPSS 12

 Computadora, impresora

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3.8. MÉTODOS.

3.3.3. Método empleado.

El método que se empleó para la prueba de la hipótesis fue el experimental mediante observaciones, mediciones, análisis estadístico y estudio comparativo.

3.3.4. Diseño Experimental

Se utilizó el Diseño Completamente al Azar con arreglo factorial, tres tipos de sustratos (sustrato Tierra negra: Tierra agrícola: Arena (2:3:1));

sustrato Turba: Tierra negra: Tierra Agrícola (1:1:1)); sustrato Tierra agrícola, guano de corral y arena (2:2:1)) por dos tipos de propagación botánica (siembra directa, repique), con tres repeticiones.

A. Factores del experimento:

Factor (A) tipo de propagación botánica.

Siembra Directa: a1

Repique: a2

Factor (B) tipos de sustrato.

Tierra negra: Tierra agrícola: Arena (2:3:1): b1 Turba: Tierra negra: Tierra agrícola (1:1:1): b2

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Tierra agrícola, guano de corral y arena (2:2:1): b3

B. Tratamientos en estudio.

1. a1b1: Siembra directa en sustrato Tierra negra: Tierra agrícola: Arena (2:3:1).

2. a1b2: Siembra directa en sustrato Turba: Tierra negra:

Tierra Agrícola (1:1:1).

3. a1b3: Siembra directa en sustrato Tierra agrícola, guano de corral y arena (2:2:1).

4. a2b1: Repique en sustrato Tierra negra: Tierra agrícola:

Arena (2:3:1).

5. a2b2: Repique en sustrato Turba: Tierra negra: Tierra agrícola (1:1:1).

6. a2b3: Repique en sustrato Siembra directa en sustrato Tierra Agrícola, guano de corral y arena (2:2:1).

C. Características del Experimento.

Números de tratamientos : 6

Número de repeticiones : 3

Número de unidades experimentales : 18 (CUE 25 semillas) Número de semillas por tratamiento : 75

Número total de semillas del experimento : 450

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D. Croquis del Experimento

Repetición. I Repetición. II Repetición. III

1 a1b1 a2b3 a1b3

2 a1b3 a1b1 a2b2

3 a2b1 a1b3 a1b2

4 a2b3 a1b2 a1b1

5 a1b2 a2b2 a2b1

6 a2b2 a2b1 a2b3

Grafico No. 01: Croquis del experimento.

3.9. PROCEDIMIENTO

A. Fase de campo.

 Reconocimiento y preparación del lugar para la instalación de las plantas. Se realizó un reconocimiento del área donde se llevó a cabo el experimento y se procedió a limpiar y acondicionar el terreno para la instalación de las plantas.

 Obtención de semillas: La semilla de Schinus molle L. se obtuvieron de las plantaciones naturales del Distrito de Sicaya.

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 Preparación de los sustratos. Se procedió a acopiar los materiales necesarios para la preparación del sustrato como son: turba, guano de corral, tierra agrícola y arena. Luego se pasó por la zaranda a fin de eliminar piedras, raíces demasiado grandes; luego se realizó las mezclas de acuerdos a las proporciones establecidos en los tratamientos.

 Construcción de las parcelas experimentales. Las parcelas experimentales se construyeron en las camas de repique, en la que se realizó las divisiones según número de repetición y tratamientos;

posteriormente se procedió al rotulado de acuerdo a los tratamientos.

 Preparación de las semillas: Se utilizó el tratamiento pre- germinativos que consiste en el lavado de las semillas en agua para liberar a la testa de sustancias inhibitorias de la germinación, las semillas fueron sumergidas en agua durante 48 horas luego de las cuales se procedió a lavarlas y enjuagarlas repetidas veces.

 Almacigado. Para el almacigado se utilizó el sustrato arena, la siembra de las semillas fue al voleo y luego fueron cubiertas por una capa de arena, hasta 2 partes del tamaño de la semilla. Se utilizo tres cajas almacigueras y sembró 180 semillas en cada una, el riego se

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realizó por aspersión de gota fina con frecuencias 3 días al inicio y posteriormente 8 días o cuando las plantas requería de agua.

 Siembra directa. Las bolsas de polietileno (4” x 7”x 2”) fueron embolsadas con los respectivos sustratos de los tratamientos, luego se realizó la siembra directa, considerando dos (02) semillas por bolsa. Luego de 2 meses se eliminó una de las plantas aquella que presentó mayor deficiencia en crecimiento. La siembra directa se realizó al mismo tiempo del almácigo con la finalidad de conseguir plantas de la misma edad tanto en siembra directa como en repique.

 Repique. Se realizó cuando las plántulas del almácigo alcanzaron una altura entre 2 a 3 cm. Previo al transplante se regó el almacigo y se extrajeron las plantas teniendo cuidado de no dañar la raíz, y fueron cubiertas con sustrato húmedo. Luego se procedió al repique con la apertura de un hoyo en la parte central de la bolsa, en donde se colocó la planta y luego se cubrió con sustrato correspondiente al tratamiento.

 Protección del experimento. Con la finalidad de evitar deterioros por efectos de las heladas, granizadas, y daños causados por animales y personas ajenas al trabajo se realizó la protección colocando un

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tinglado durante los primeros 20 días de forma permanente y luego solo se cubrió las plantas por las noches durante 15 días más.

 Toma de datos. Las plantas fueron evaluadas mensualmente, con la finalidad de obtener la evolución de las variables cuantitativas y cualitativas.

B. Fase de laboratorio:

Evaluación del porcentaje de germinación: Se llevó a cabo en el laboratorio de F.C.F.A, las semillas fueron introducidas por 5 min en agua destilada para desinfectarlas, luego de ello fueron enjuagadas y llevadas a los cuatro taperes previamente desinfectados con alcohol en los que se coloco algodón y se roció con agua destilada y fueron sellados herméticamente y colocadas en un lugar aislado, para luego ser evaluados diariamente.

C. Fase de gabinete.

En esta fase se procedió a sistematizar los datos obtenidos en campo, luego fueron tabulados a fin de obtener los resultados esperados, para el análisis respectivo y la elaboración del informe final. En esta fase se utilizó software especializado para la estadística paramétrica SPSS 12.

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3.10. VARIABLES RESPUESTA EN LA INVESTIGACIÓN:

 Porcentaje de germinación en laboratorio y campo.

 Crecimiento en diámetro de las plantas, medido en mm al nivel del cuello de la planta.

 Crecimiento en altura; se analizaron las evaluaciones del inicio y final del experimento, con la finalidad de ver el incremento de altura por efecto del tratamiento.

 Número de hojas y brotes

 Porcentaje de sobrevivencia

 Vigorosidad de las plantas, para lo cual se utilizó la siguiente escala:

B = Plantas de buen desarrollo vegetativo y sanas.

R = Plantas de regular desarrollo vegetativo y sanas.

M = Plantas de mal desarrollo vegetativo y enfermas

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IV RESULTADOS

4.8. PODER GERMINATIVO DE Schinus molle L.

 El poder germinativo obtenido en laboratorio fue de 87%; en campo resulto ser 85,37% y en siembra directa es de 96.86%

Estos resultados pueden ser observados en las tablas siguientes:

Tabla 02: Poder germinativo de Tabla de Schinus molle L.

LABORATORIO CAJAS

ALMACIGUERAS

SIEMBRA DIRECTA.

Poder

germinativo 87% 85,37% 96,89%

4.9. EVALUACIÓN DEL CRECIMIENTO EN ALTURA (cm) DE Schinus molle L.

 A los 3 meses de iniciado el experimento se obtuvo el mayor crecimiento en altura en el sustrato b2 (Turba: Tierra negra: Tierra agrícola (1:1:1)) tanto para las plantas propagadas por siembra

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directa y para aquellas propagadas por repique llegando a medir 3,92 cm. y 2,63 cm. en promedio respectivamente.

 Al finalizar el experimento a los 8 meses se obtuvo para las plantas propagadas por siembra directa llegando 14,96 cm y para las propagadas por repique 10,71 cm ambas en el sustrato b2 (Turba:

Tierra negra: Tierra agrícola (1:1:1))

 Del análisis estadístico se logró determinar que a los 3 meses de iniciado el experimento y al finalizar el mismo que no existe diferencia significativa para la interacción tipo de propagación y tipo de sustrato es decir los factores son independientes y sus efectos no son interactivos, el tipo de sustrato también resulto ser no significativo es decir el comportamiento del sustrato es homogéneo, no se ha tenido diferencias en el crecimiento en altura en las plantas de Schinus molle L.; pero sí existe diferencia significativa para las medias en el tipo de propagación, es decir el crecimiento en altura se vio afectado por el tipo de propagación.

Estos resultados pueden ser observados en las tablas siguientes: