Decarboxilación de la lisina:

-Prueba Positiva: Pico violeta/fondo violeta. -Prueba Negativa: Pico violeta/fondo amarillo.

2-Desaminación de la lisina:

Pico rojizo/fondo amarillo. Esto sucede con cepas del género Proteus, Providencia

y alguna cepas de Morganella spp.

3-Producción de ácido sulfhídrico:

-Prueba positiva: Ennegrecimiento del medio (especialmente en el límite del pico y fondo)

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2.2.3. CITRATO SIMONS

Principio: Determina si un microorganismo es capaz de utilizar el citrato como única fuente de carbono para el metabolismo y el crecimiento con alcalinidad resultante.(MACFADDIN, 2013)

Siembra: A partir de un cultivo puro de 18-24 horas, sembrar en superficie un inóculo ligero, usando un ansa incubar de 35-37ºC, durante 24-48 horas, en aerobiosis.
Algunos microorganismos pueden requerir hasta 4 días de incubación.


Resultados:

-Positivo: crecimiento y color azul en el pico, alcalinidad.


- Negativo: el medio permanece de color verde debido a que no hay desarrollo bacteriano y no hay cambio de color.

2.2.4. SIM

Principio: Es un medio semisólido destinado a verificar la movilidad, producción de indol y de sulfuro de hidrógeno en un mismo tubo. 
Es útil para diferenciar miembros de la familia Enterobacteriaceae (MACFADDIN, 2013).

Siembra: A partir de un cultivo de 18-24 horas en medio sólido, sembrar por punción profunda con aguja de inoculación recta. Se debe inocular el centro del tubo, y la punción debe abarcar 2 tercios de profundidad del medio de cultivo desde la superficie. Es importante que la siembra se realice en línea recta.
Incubar durante 24 horas, a 35-37 °C, en aerobiosis. Luego de la incubación, agregar 3-5 gotas de reactivo de Kovac´s o de Erlich.

Resultados:

Cepas móviles: producen turbidez del medio, que se extiende más allá de la línea de

siembra.

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Cepas SH2 positivas: ennegrecimiento a lo largo de la línea de siembra o en todo el

medio.

Cepas SH2 negativas: el medio permanece sin cambio de color.

Cepas indol positivas: desarrollo de color rojo luego de agregar el reactivo de Kovac´s o de Erlich.

Cepas indol negativas: sin cambio de color.

2.2.5. UREA

Principio: Determinar la capacidad de un microorganismo de hidrolizar la urea en dos moléculas de amoniaco por la acción de la enzima ureasa, con la resultante alcalinidad (MACFADDIN, 2013).

Siembra: A partir de un cultivo puro de 18-24 horas, estriar la superficie del pico de flauta. Incubar en aerobiosis, durante 24-48 horas a 35-37 °C. Algunos microorganismos pueden requerir mayor tiempo de incubación. Se recomienda no punzar la capa profunda para controlar el color.

Resultados:

-Positivo: Color rojo - rosado

-Negativo: Color Amarillo

2.2.6. ROJO DE METILO – VOGES PROSKAUER

Rojo de Metilo.

Principio: Prueba la capacidad de un organismo para producir y mantener estables los productos finales ácidos a partir de la fermentación de la glucosa y para vencer la capacidad buffer del sistema.

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Principio: Determinar la capacidad de algunos microorganismos para producir un producto final neutro, acetilmetilcarbinol (AMC, acetoína), a partir de la fermentación de la glucosa. (MACFADDIN, 2013)

Siembra: Por inoculación directa, a partir del cultivo en estudio. Incubar en aerobiosis, a 35-37°C por 3 días.

Revelado de pruebas bioquímicas

a-Prueba del rojo de metilo: Añadir unas gotas de una solución de rojo de metilo al 0.04% a 1 mL de cultivo, observar el color del medio.

b- Prueba del Voges Proskauer:Añadir 0,6 ml de alfa naftol al 5% en alcohol etílico absoluto y 0.2 ml de hidróxido de potasio (KOH) al 40% a 2.5 ml de cultivo. Agitar vigorosamente el tubo, y dejar a temperatura ambiente durante 10-15 minutos. Observar el color de la superficie del medio.

Resultados:

1-Prueba del rojo de metilo:

Positivo: color rojo. Negativo: color amarillo.

2-Prueba de Voges Proskauer:

Positivo: desarrollo de un color rojo en pocos minutos después de una completa agitación del tubo.

Negativo: ausencia de color rojo.

2.3.PRUEBA DE SUSCEPTIBILIDAD

El método de difusión en disco por la técnica de Kirby y Bauer estandarizada por el NCLS 2015, proporciona datos que realmente permiten predecir la efectividad in vivo de los diferentes antibióticos.

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2.3.1. Prueba de sensibilidad por difusión con disco (Kirby Bauer)

para bacterias sin requerimientos nutricionales especiales

Preparación del inóculo

● Tocar con ansa metálica la superficie de cuatro o cinco colonias bien aisladas de aspecto similar de un cultivo en placas de agar. Transferir a un tubo de caldo con 4 a 5 mL de un líquido apropiado.

● Incubar el cultivo a 35 °C hasta que la turbidez coincida con la del estándar preparado con anterioridad (casi siempre 2 a 6 horas antes). Mezclar en forma enérgica el estándar en el vórtex inmediatamente antes de usar. Utilizar una luz adecuada para leer el tubo contra un fondo blanco con una línea negra de contraste.

● Antes de transcurridos 15 minutos después de hacer coincidir la turbidez de la suspensión del inóculo con la del estándar, sumergir un hisopo de algodón estéril, dentro de la suspensión del inóculo y rotarlo varias veces con una presión firme sobre las paredes del tubo, para eliminar el exceso de líquido.

● Sembrar la superficie seca de una placa de agar de Mueller Hinton que haya sido llevada a temperatura ambiente, estriando el hisopo tres veces sobre la superficie del agar, haciendo rotar la placa aproximadamente 60° cada vez, para asegurar una distribución uniforme del inóculo sobre toda la superficie del agar. Para finalizar, pasar el hisopo por el borde del agar. Colocar la tapa de la placa. Dejar pasar por lo menos de 3 a 5 minutos, pero no más de 15 minutos, para que se seque la superficie del agar antes de agregar los discos de antibióticos.

● Colocar los discos adecuados, impregnados en los antimicrobianos sobre la superficie del agar, utilizando pinzas o aplicadores de multidiscos, presionar con suavidad cada disco sobre la superficie del agar, para que el contacto sea uniforme. No mover el disco una vez que se haya puesto en contacto con el agar, ya que parte del fármaco se difunde de inmediato. Los discos deben difundirse de manera uniforme sobre el agar, de modo que la distancia centro a centro no sea menor de 24mm.

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● Invertir las placas y colocarlas en una estufa de aire atmosférico a 35 °C durante 16 a 18 horas (MINDY J. Et Al, 2004).

2.3.2. Antimicrobianos para aislamientos de cepas intestinales de

salmonella.

Los agentes antimicrobianos recomendados para usar en las pruebas de susceptibilidad a los antimicrobianos de aislamientos de cepas intestinales de

Salmonella sppsonampicilina, una fluoroquinolona y sulfametoxazol/trimetoprim.

Para cepas intestinales de Salmonella spp, primera y segunda generación de cefalosporinas, cefamicinas y aminoglucósidos, a pesar de ser efectivas in vitro, no son efectivas clínicamente y no pueden ser reportadas como susceptibles.(CLSI, 2015)

2.3.3. Interpretación

Examinar las placas después de incubarlas, mediante un calibre, regla o patrón, se miden con cuidado los halos de inhibición completa del desarrollo alrededor de cada disco. Todas las mediciones se hacen observando la placa de Petri desde abajo, con luz reflejada, contra un fondo negro que no refleje. En la referencia de las normas publicadas se proporcionan un correlato de interpretación (sensible, intermedio o resistente). Los halos que correspondan al rango intermedio deben considerarse dudosos; si se desea hacer tratamiento con ese fármaco, debe realizarse una prueba de sensibilidad por dilución para aclarar el tema (KONEMAN, 2008).

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