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T 3 (Medio nutritivo a 10ml/l 94,
Contenido proteico de A. jenneri.
En el ensayo realizado el tratamiento que presentó un mayor nivel proteico fue en T2 con 14,42 %, seguido de T1 con 13,28%; T3 con 12,61% y Tc con 11,16%
(Tabla 5).
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Tabla 5. Contenido de proteína (%) de A. jenneri con diferentes tratamientos en base a un medio de cultivo de residuos de pescado.
MUESTRA ENSAYOS Proteínas (%) Factor 6.25 TC (Medio Guillard f/2) 11,16 T1(Medio nutritivo a 6ml/l 13,28 T2(Medio nutritivo a 8ml/l 14,42 T3(Medio nutritivo a 10ml/l 12,61
Figura 15. Contenido de proteínas en Tc, T1, T2 y T3.
0 2 4 6 8 10 12 14 16 TC T1 T2 T3 C o n te n id o p ro te ic o ( % ) Tratamientos
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Evaluación del pH en el cultivo de A. jenneri.
En el tratamiento control (TC) se determinó que el pH presentó una relación directa
con la densidad, debido a que esta empezó a aumentar partir del sexto día y el pH de 8,2 aumento a 8,5 para luego incrementarse hasta 9,7 en donde alcanzó su máxima densidad de 1,48×104 tricomas/ml (Figura 16).
Figura 16. Variación del pH en el tratamiento control durante el tiempo de cultivo
de A. jenneri.
En el tratamiento 1 (T1) se determinó que el pH, al igual que el tratamiento control
guardó relación directa con la densidad, su máxima densidad fue 0,8×10-4
tricomas/ml con un pH de 9,4 (Figura 17).
8 8.5 9 9.5 10 10.5 0 2000 4000 6000 8000 10000 12000 14000 16000 0 2 4 6 8 10 12 p H N ° Tr ic o m as/m l Tiempo(días) Densidad pH
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Figura 17. Variación del pH en T1 durante el tiempo de cultivo de A. jenneri.
En T2 el pH aumentó hasta 10 donde alcanzó la máxima densidad de 1,08×10-4
tricomas/ml, asimismo empezó la etapa de declive o mortalidad (Figura 18).
Figura 18. Variación del pH en T2 durante el tiempo de cultivo de A. jenneri.
8 8.5 9 9.5 10 10.5 0 1000 2000 3000 4000 5000 6000 7000 8000 9000 10000 0 2 4 6 8 10 12 pH N ° Tr ic o m as/ m l Tiempo(días) Densidad pH 8 8.5 9 9.5 10 10.5 0 2000 4000 6000 8000 10000 12000 0 2 4 6 8 10 12 pH N ° Tr ic o m as/m l Tiempo (días) Densidad pH
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En T2 el pH aumentó hasta 10 donde alcanzó la máxima densidad de 1,08×10-4
tricomas/ml, asimismo empezó la etapa de declive o mortalidad (Figura 19).
Figura 19. Variación del pH en T3 durante el tiempo de cultivo de A. jenneri.
8 8.5 9 9.5 10 10.5 0 2000 4000 6000 8000 10000 12000 14000 0 2 4 6 8 10 12 pH N ° Tr ic o m as/m l Tiempo(días) Densidad pH
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DISCUSIÓN
En el aislamiento de Arthrospira jenneri se usó la técnica por filtración, que fue la más eficiente para separar espirulina de otros organismos como Chlorella vulgaris y braquionus. Luján (2000) reporta que la técnica por estilete extrafino es la técnica más segura y eficaz, ya que la forma espiralada de espirulina, le permite adherirse a esta, quedando casi libre de todos los contaminantes de la muestra recolectada como algas (Oscillatoria sp., Chlorella vulgaris) y protozoos. Sin embargo Merino (1975) indica que la técnica más utilizada para el aislamiento de microalgas es por repiques sucesivos en medio sólido, reportando la obtención de cultivos unialgales de Cinofitas y Clorofitas mediante esta técnica, por lo contrario Lujan (2000) indica que en medio solido espirulina crece lentamente, lo que permite el desarrollo de organismos oportunistas como Oscillatoria sp., que llega crecer cubriendo toda la placa petri, imposibilitando el aislamiento.
En el cultivo de A. jenneri se logró la máxima densidad en el tratamiento con medio Guillard f/2 y en el medio a base de residuos de pescado a una concentración de 10ml/l; sin embargo la densidad celular obtenida no representa el potencial del organismo, ya que se reporta concentraciones mayores en el medio Zarrouk de 4,44×104 (Luján, 2000), así también concentraciones de hasta
1×106 tricomas/ml (Pedraza 1989).
Salgado (2005) reporta una biomasa de 8,06×104 tricomas/ml en medio a base
de vinaza a una concentración de 2%. Rodríguez et al. (2011) indican que con
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Bayfoland Forte como medio nutritivo a una concentración de 1ml/L se obtuvo 9×104 filamentos/L. Por otro lado Hernández (2010) reporta una biomasa algal de 1,9×1011 filamentos/L en un cultivo a partir de agua residual municipal
evaluando la capacidad para remover amonio y ortofosfato. Asimismo Coral (2010) registra una mayor producción de biomasa en la dilución 0,015:0,985 de agua de cola - agua de mar con un máximo crecimiento poblacional alcanzado a los 10 días de 4,32×104 triomas/ml.
Las altas densidades de A. jenneri se deben a que el medio Zarrouk contiene macro y micronutrientes necesarios para un mejor crecimiento de espirulina en condiciones de laboratorio. Además de carbono, la espirulina necesita ciertos oligoelementos (Ciferri, 1983), por ello se necesitaría enriquecer el medio nutritivo a base de residuos de pescado del tratamiento T3 de 10ml/l para un
mejor crecimiento.
La tasa de crecimiento poblacional obtenida fue menor a lo reportado por Coral (2010), quien indica para el cultivo de Spirulina platensis con un sustrato de dilución 0,020:0,980 (agua de cola: agua de mar bicarbonatada) un valor máximo de 0,45977 días-1. Esto se debe a que, la velocidad de crecimiento µ (días-1),
depende principalmente de la composición y concentración del medio de cultivo, presencia de inhibidores, temperatura y pH.
En la investigación se observó que la tasa de crecimiento de A. jenneri se incrementó a mayor concentración del medio a base de residuos de pescado a un pH entre 8,2 y 10, rango en el cual esta especie tiene mayor crecimiento, debido a que este medio nutritivo presentó un pH 6 se agregó Bicarbonato de
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Sodio en 5g/L para incrementar el pH en tres unidades y este adecuado para el cultivo. El medio Zarrouk contiene 18g/l de Bicarbonato de Sodio para incrementar el pH. Igualmente Jourdan (1999) manifiesta que se puede usar 14g/l de este compuesto para elevar el pH entre 9 a 10 para el cultivo de microalgas en laboratorio, y o 5g/l en los estanques cultivados.
El medio de cultivo ajustado a un pH óptimo, cambió según el crecimiento poblacional del organismo. Según Lacaz (1996), el pH aumenta cuando el carbono esta siendo asimilado por los tricomas de “spirulina” en forma de bicarbonato (HCO3-), así dos moléculas de bicarbonato son metabolizadas por
los tricomas, siendo una asimilada en forma de CO2, y otra retorna al medio de
cultivo como carbonato, elevando así el pH del medio.
Cuando el pH alcanza los 10,5 es posible que el suministro de CO2 sea
inadecuado por lo tanto el crecimiento se limita. Según Fox (1996) si no se adiciona CO2, el crecimiento será menor y el pH se estabilizará en
aproximadamente 10,5 donde el CO2 atmosférico es tomado en el agua en la
misma cantidad en que el menor crecimiento de la Spirulina (4g de peso seco/m2/día) lo remueva. Cuando el alga remueve el CO
2 por fotosíntesis, el pH
aumenta. Adicionando CO2 el cultivo forma ácido carbónico, el cual disminuye el
pH, siendo 9,5 el óptimo para el crecimiento de la Spirulina.
Pandey (2010) indica que el peso específico seco de Spirulina máxima fue de
0,78g/500ml (150mg/100ml) en medio Zarrouk. Coral (2010) reporta 146,07 mg/100ml en peso seco, mientras que Lacaz (1996) reporta una biomasa
de 153mg/100ml. Sin embargo en la investigación la biomasa en peso seco se
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reportó mayor en el tratamiento control Tc y asimismo en la concentración de
10ml/l de T3 que todavía no representa el potencial del organismo.
El porcentaje de proteínas que se obtuvo difiere con lo indicado por Volkmann et al. (2008) que reporta que A. platensis cultivada en agua salinizada presenta un contenido de proteína total de 48,59% en peso seco, mientras que en aguas residuales desalinizadas el contenido fue de 56,17%.
Valores similares de proteína total reporta Richmond (2004), quien encuentra entre 46 y 50% de proteína en peso seco en A platensis; Pelizer et al. (2003) informan de un contenido de proteínas de 55 a 61%, valores similares fueron encontrados por Rafiquel et al. (2005) quienes encuentran 56,8% de contenido de proteína total cuando se utiliza medio Zarrouk. Igualmente Coral (2010) en Spirulina platensis obtiene 62,43% de proteína en base seca en el medio de la dilución agua de cola-agua de mar. Zeng and Vonshak (1998) informan que las células bajo condiciones de estrés por salinidad, tienen una capacidad de síntesis de proteínas inferior.
En la investigación el cultivo se mantuvo con agitación constante manteniendo de esta forma el cultivo homogéneo. Eliach et al. (2004) manifiestan que la agitación es un factor que afecta directamente al crecimiento de un cultivo de espirulina, permitiendo que la mayor parte de los individuos puedan exponerse a la luz artificial, para favorecer la liberación del oxigeno generado durante la fotosíntesis e introduciendo el dióxido de carbono de la atmósfera , disminuir la estratificación y formación de coágulos o grumos y para disminuir la precipitación de sales del medio de cultivo manteniendo un mezcla de sales mas homogénea.
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Por el contrario una vez sesada la agitación se observó que los tricomas se suspendían en la superficie de la botella, esto debido a que espirulina presenta vacuolas gaseosas que provocan, en pequeña escala, un movimiento de ascenso en relación a la lámina de agua de la superficie. Lujan (2000) indica que estas vacuolas son vesículas que confieren a la espirulina la capacidad de fluctuación adaptativa, de este modo se da la migración de los microrganismos en dirección a la fuente de radiación. Los tricomas que se suspenden a la vez forman cadenas verdes de tamaño irregular que para Jourdan (2000) se debe a que la espirulina secreta un sulfato de exopolisacarido que es una especie de alginato que forma una cápsula en la superficie externa del alga y le permite desplazarse en el medio de cultivo, donde termina formando grumos.
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CONCLUSIONES
Se concluye que el crecimiento de la microalga Arthrospira jenneri “espirulina” fue mayor en el tratamiento control con Guillard f/2 con 1,48×104 tricomas/ml y en T1,T2 y T3 en base a residuos de pescado se obtuvieron 0,86×104; 1,08×104 y
1,30×104 tricomas/ml respectivamente. Asimismo el nivel proteico fue de 11,16% (Tc), 12,61%(T3), 13,28%(T1) y 14,42%(T2).