UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
Programa de Segunda Especialidad en Ciencias Biológicas
Sensibilidad antibacteriana de los uropatógenos frente a los antibióticos de elección en pacientes ambulatorios que acuden al Hospital Regional
“Miguel Ángel Mariscal Llerena” Ayacucho, enero a diciembre 2018.
TESIS
PARA OPTAR EL TÍTULO PROFESIONAL DE SEGUNDA ESPECIALIDAD PROFESIONAL EN LABORATORIO DE ANÁLISIS CLÍNICO Y BIOLÓGICOS
AUTOR: Blga. Marleni Gutiérrez Salcedo ASESOR: Dr. Luis Angelo Luján Bulnes
AYACUCHO - PERÚ 2021
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DEDICATORIA
A mis hijos, que son mi motor y motivo para seguir adelante.
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JURADO DICTAMINADOR
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AGRADECIMIENTO
Al Dr. Luis Eusebio HUAMANI BERROCAL Jefe del Servicio de Patología Clínica del Hospital Regional de Ayacucho por permitirme desarrollar la tesis en el servicio que tan dignamente dirige.
Al Dr. Luis Angelo Luján Bulnes, por su asesoramiento durante el proceso de ejecución de la tesis.
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INDICE
Contenido Página
DEDICATORIA ………... ii
JURADO DICTAMINADOR………...………... iii
AGRADECIMIENTO……….. iv
INDICE………. v
LISTA DE FIGURAS……….. vi
LISTA DE TABLAS………. vi
RESUMEN………... vii
ABSTRACT……….. viii
INTRODUCCIÓN……… 1
MATERIALES Y MÉTODOS……… 8
RESULTADOS……… 20
DISCUSIÓN……….... 29
CONCLUSIÓN……… 31
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS……… ANEXOS……… 32 34 FORMATO DE DECLARACIÓN JURADA………. 35
FORMATO DE AUTORIZACIÓN DE PUBLICACIÓN………. 36
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LISTA DE FIGURAS
Figura N°1. Frecuencia de los uropatógenos aislados de los urocultivos positivos de los pacientes que acuden al Hospital Regional Miguel Ángel Mariscal Llerena, Ayacucho 2018.
Figura N°2. Frecuencia de pacientes positivos a uropatógenos según la edad en pacientes que acuden al Hospital Regional Mariscal Llerena, Ayacucho 2018.
Figura N°3. Frecuencia de pacientes positivos a uropatógenos, según sexo en pacientes que acuden al Hospital Regional Miguel Ángel Mariscal Llerena, Ayacucho 2018.
LISTA DE TABLAS
Tabla N°1. Frecuencia de resistencia de los uropatógenos, frente a los antibióticos más comunes en pacientes que acuden al Hospital Regional Miguel Ángel Mariscal Llerena, Ayacucho 2018.
Tabla N°2. Sensibilidad antibiótica según sexo en los uropatógenos positivos de los pacientes que acuden al Hospital Regional Miguel Ángel Mariscal Llerena, Ayacucho 2018.
Tabla N°3. Sensibilidad antibiótica según rangos de edad en los urocultivos positivos de los pacientes que acuden al Hospital Regional Miguel Ángel Mariscal Llerena, Ayacucho 2018.
Tabla N°4. Frecuencia de resistencia antibiótica de los uropatógenos más frecuentes aislados en los urocultivos positivos de los pacientes que acuden al Hospital Regional Miguel Ángel Mariscal Llerena, Ayacucho 2018.
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RESUMEN
La resistencia antimicrobiana en la ciudad de Ayacucho es un problema de salud pública frecuente, por ello se realizó una investigación descriptiva a fin de determinar la Sensibilidad antibacteriana de los uropatógenos frente a los antibióticos de elección en pacientes ambulatorios que acuden al Hospital Regional “Miguel Ángel Mariscal Llerena” Ayacucho, enero a diciembre 2018.
Se analizaron los urocultivos de pacientes que acudieron al área de Microbiología con el petitorio correspondiente, realizando el urocultivo y el antibiograma por el método de disco de difusión y vitek 2, además el screening para cepas productoras de betalactamasas. Se analizaron 2166 muestras de la cuales 723 urocultivos fueron positivos con crecimiento mayor a 100 000 UFC/ml, siendo el microorganismo más frecuente Escherichia coli con un 80,1%, Klebsiella pneumoniae 7.5%, Klebsiella oxytoca 2,6%, enterococcus faecium 2,3%, salmonella tiphy 1.5%, otros microorganismos 6,4% del total de casos, teniendo más incidencia en las mujeres con un 74.4%.
Una resistencia de Escherichia coli a quinolonas de 79.1 % al ciprofloxacino, 79.4 % al Levofloxacino. Una resistencia a carbapenems del 0 %, una resistencia a los aminoglucósidos del 43.8 % para la gentamicina, el 3.7 % para la Amikacina y Torbamicina 64.7%. Además, el 47.7 % de las cepas de Escherichia coli resultó ser (BLEE) positivas las cuales fueron confirmadas por los métodos de Hogde e Inhibidores y el 3.9% de las resultaron AmpC positivas.
En caso de Klebsiella pneumoniae presento una resistencia del 83.3 % al ciprofloxacino, 83.3 % al levofloxacino, resistencia a carbapenems del 0 %, resistencia a los aminoglucósidos del 75.1 % para la gentamicina, el 2.7 % para la amikacina y tobramicina 86.1%. Además, el 83.3 % de las cepas de Klebsiella pneumoniae resultó ser BLEE positivas, las cuales fueron confirmadas por los métodos de Hogde e Inhibidores y el 0.0% de Klebsiella pneumoniae resultaron AmpC negativas.
Palabras Clave: Resistencia antimicrobiana, Escherichia coli, BLEE, AmpC, Uropatógeno,
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ABSTRACT
Antimicrobial resistance in the city of Ayacucho is a frequent public health problem, therefore a descriptive investigation was carried out in order to determine the antibacterial sensitivity of uropathogens against the antibiotics of choice in outpatients who attend the Regional Hospital
"Miguel Ángel Mariscal Llerena” Ayacucho, January to December 2018.
Urine cultures from patients who attended the Microbiology area with the corresponding request were analyzed, performing the urine culture and antibiogram using the diffusion disk method and vitek 2, as well as screening for beta-lactamase-producing strains. 2,166 samples were analyzed, of which 723 urine cultures were positive with growth greater than 100,000 CFU / ml, the most frequent microorganism being Escherichia coli with 80.1%, Klebsiella pneumoniae 7.5%, Klebsiella oxytoca 2.6%, enterococcus faecium 2, 3%, salmonella tiphy 1.5%, other microorganisms 6.4% of all cases, having more incidence in women with 74.4%. A resistance of Escherichia coli to quinolones of 79.1% to ciprofloxacin, 79.4% to Levofloxacin. A resistance to carbapenems of 0%, a resistance to aminoglycosides of 43.8% for gentamicin, 3.7% for Amikacin and Torbamycin 64.7%. In addition, 47.7% of the Escherichia coli strains turned out to be (ESBL) positive which were confirmed by the Hogde and Inhibitors methods and 3.9% of them were AmpC positive. In the case of Klebsiella pneumoniae, I present a resistance of 83.3% to ciprofloxacin, 83.3% to levofloxacin, resistance to carbapenems of 0%, resistance to aminoglycosides of 75.1% for gentamicin, 2.7% for amikacin and 86.1% tobramycin. Furthermore, 83.3% of the Klebsiella pneumoniae strains turned out to be ESBL positive, which were confirmed by the Hogde and Inhibitor methods, and 0.0% of Klebsiella pneumoniae were AmpC negative.
Key Words: Antimicrobial resistance, Escherichia coli, ESBL, AmpC, Uropathogen
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I. INTRODUCCIÓN
La infección del tracto urinario (ITU) es una de las formas más comunes de infección bacteriana en el ser humano. Ocurre en todos los grupos etarios. Entre los 20 a 50 años, la ITU es 50 veces más frecuente en el sexo femenino. La incidencia aumenta tanto en hombres como en mujeres por encima de los 50 años.
Las bacterias Gram negativas causan la mayoría de ITU. Algunas se adquieren por vía hematógena, pero el 95% de las infecciones se producen por el ascenso de bacterias desde el introito vaginal y la uretra colonizada hacia la vejiga y, en los casos de pielonifritis aguda no complicada, por vía uretral hacia el riñón.1
La ITU afecta principalmente a las mujeres, su incidencia por sexo, es de 9 mujeres por un varón debido a que la anatomía del aparato urinario femenino, la uretra es muy corta susceptible de ser invadida frecuentemente por gérmenes que están en la vagina y recto.2
La alta incidencia de las enfermedades infecciosas, la importancia de las enterobacterias como agentes causales más frecuentes y el surgimiento de cepas que muestran resistencia a varios grupos de antibióticos son factores que concurren en uno de los mayores problemas para la salud pública.
El intercambio de material genético entre las poblaciones bacterianas permite el intercambio de características fenotípicas que originan la aparición de cepas nuevas, lo que puede resultar ventajoso especialmente si el ADN adquirido mediante plásmidos codifica no sólo la resistencia a los antibióticos beta lactámicos sino también codifica la resistencia a otros grupos de antibióticos.
El mecanismo más importante de resistencia es la inactivación por β-lactamasas, que son enzimas que hidrolizan irreversiblemente el enlace del núcleo β-lactámico de los antibióticos β-lactámicos, transformándolos en compuestos inactivos incapaces de ejercer su acción antibiótica. La mayoría de β-lactamasas inactivan ya sea penicilinas o cefalosporinas, pero algunas son capaces de inactivar ambos tipos de antibióticos.2
Las betalactamasas son enzimas producidas por bacterias con péptidoglucano, se encuentran en el espacio periplásmico de la pared celular de las bacterias, capaces de romper por hidrólisis el anillo betalactámico antes de que el antibiótico llegue al punto de unión con las PBP (proteína fijadora de penicilina), impidiendo la acción del antibiótico3. Se detecta enfrentando la bacteria en estudio con los preparados betalactámicos para poner en evidencia la estabilidad mayor o menor de éstos frente a las enzimas betalactamasas producidas por dichas bacterias (las mutaciones estructurales de plásmidos determinarían la afinidad de las betalactamasas a los antibióticos).
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Varía de acuerdo a la especie bacteriana, antibiótico y tipo de enzima a detectar.4 La cantidad de betalactamasa que produce E. coli, está determinada principalmente por genes cromosomales AmpC.5,6
García y col. (2014), en su estudio titulado “Mecanismos de resistencia a betalactámicos en bacterias Gram negativas enero – marzo, Cuba”. El presente estudio fue realizado en el Departamento de Microbiología Clínica del Instituto "Pedro Kourí" entre los años 2010 y 2011 con el objetivo de describir los mecanismos de resistencia de las bacterias gram negativas de mayor interés clínico como Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Enterobacter spp. y Pseudomonas aeruginosa frente a los betalactámicos; utilizando para identificar dichas bacterias y determinar su susceptibilidad antimicrobiana el sistema automatizado VITEK 2 Compact (bioMérieux, Francia).
Obteniendo como resultado 623 aislamientos de E.coli, 159 de Klebsiella pneumoniae, 155 de Pseudomonas aeruginosa y 95 de Enterorobacter spp. Observándose una mayor prevalencia en el fenotipo BLEE con un 22,2 %, siendo expresado principalmente por E. coli (51,7 %). Además de una prevalencia para las carbapenemasas por impermeabilidad en el 3,9% predominantemente en Pseudomonas aeruginosa (87,9 %); y de 2,1 % para las betalactamasas de tipo AmpC en el 63.3% del género Enterobacter.7
Rocha y col. (2013), en su estudio titulado “Resistencia emergente a los antibióticos: una amenaza global y un problema crítico en el cuidado de la salud 2005- 2013”. Esta revisión describe estudios de vigilancia de organismos resistentes a los antibióticos realizados por el programa de vigilancia de antibióticos SENTRY en Latinoamérica, demostrando una alta prevalencia de resistencia en infecciones de alta frecuencia, ya que identificaron Klebsiella spp BLEE (+) causantes de infección del tracto urinario en un 46% de casos. De igual manera, el análisis de enterobacterias en hospitales de brasileños entre los años 1997 y 2003 demostraron una prevalencia de E. coli y Klebsiella pneumoniae BLEE (+) en el 50% 18% de casos respectivamente. Posteriormente, entre los años 2005 y 2013 se realizaron aislamientos de enterobacterias causantes de infecciones nosocomiales en América Latina demostrando una expresión de betalactamasas de espectro extendido en el 58% de las K. pneumoniae y el 32% de las E. coli aisladas y reportados colectivamente por un número de programas de vigilancia regional. Finalmente, en coordinación entre 11 países de América Latina, incluyendo Perú, reportaron altas tasas de prevalencia total de E. coli y 7 de K. pneumoniae BLEE (+), con resistencia además a carbapenems en un 54% de casos a nivel nacional.8
Sánchez y col. (2008), en su estudio titulado “Detección de β-lactamasas de espectro extendido en Escherichia coli Y Klebsiella pneumoniae aislados en una clínica de Villavicencio, Colombia,
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2008”. El objetivo del estudio fue determinar la presencia de BLEE y su prevalencia; basándose en el análisis de 50 muestras de urocultivos obtenidos de pacientes hospitalizados en una clínica de II nivel; dentro de las cuales se obtuvo el aislamiento de E. coli en 29 muestras y Klebsiella pneumoniae en 21; siendo 2 de las muestras de Klebsiella pneumoniae productores de BLEE con resistencia evidenciada además a monobactámicos (aztreonam), ampicilina y ampicilina/sulbactam; y una muestra de Escherichia coli productor de BLEE con resistencia además a otros grupos farmacológicos como quinolonas. Destacando finalmente que a pesar de la baja la frecuencia de BLEE, es importante el uso restringido de cefalosporinas de 3° generación y además se deben fortalecer los mecanismos de control de la infección. Esta investigación guarda estrecha relación con el que se pretende realizar, ya que es prospectivo y está basado en la detección de betalactamasas y la repercusión del hallazgo de estas frente a los tratamientos ya establecidos.9
García, M. (2013), en su estudio titulado “Escherichia coli portadores de β-lactamasas de espectro extendido: sanid. mil. España”. El cual fue realizado en un periodo de 2 años y medio (enero 2009 a diciembre del 2011), basándose en datos obtenidos de muestras del laboratorio de microbiología del hospital básico de la defensa San Carlos (San Fernando), con la finalidad de identificar la resistencia antimicrobiana de Escherichia coli, siendo aisladas 34 cepas de esta especie productoras de BLEE, correspondiente al 5,10% del total de muestras (+) para dicha especie; con una incidencia en aumento (6,9%) en el 2010 respecto al 2,61% en el 2009. Siendo mayor la frecuencia en las muestras provenientes de urocultivo y heridas.
Herrera, K(2006), en su estudio titulado “Resistencia antimicrobiana en hospitales nor-occidentales de Nicaragua” con la finalidad de conocer la resistencia o sensibilidad antimicrobiana de bacterias aerobias aisladas de pacientes que fueron atendidos en estos hospitales, en el periodo comprendido entre mayo 2003 a mayo 2006, teniendo como resultado que las cepas de Escherichia coli mostraron un perfil de resistencia similar en los tres hospitales, fue característico un elevado nivel de resistencia frente a Trimetoprinsulfa, el rango de porcentajes de resistencia fue de 44 % - 73 %.11
Guajardo, C. (2006), en su estudio titulado “Resistencia antimicrobiana en la infección urinaria por Escherichia coli adquirida en la comunidad, Mexico”. Resistencia del uropatógeno comunitario más frecuente, Escherichia coli, a diversos antimicrobianos en urocultivos de pacientes (varones y mujeres), aislaron Escherichia coli en orina con cuentas mayores 100 000 UFC/ml, atendidos en Monterrey, Nuevo León, México, determinaron que los hombres presentaron mayor resistencia (p
<.05) a ampicilina (77,8 vs. 65,9 %), cefuroxima (22,2 vs. 13,3 %) y gentamicina (22,2 vs. 13,1 %).
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El 62,5 % (408) de los urocultivos correspondió a mujeres con edad mayor a 15 años: 58 % (237) de entre 15 a 50 años y 42 % (171) mayores de 50 años. También predominaron resistencias a ampicilina, T/S, cefazolina y ciprofloxacino teniendo la conclusión de las tasas de resistencia a T/S y ciprofloxacino altas; resaltaron la utilidad de la nitrofurantoína y sugieren la fosfomicina como nueva opción.12
Sánchez, M (2008), en su estudio titulado “Evolución de la resistencia a antibióticos de Escherichia coli en muestras de orina procedentes de la comunidad, España”. Evaluaron la resistencia a varios antibióticos y las tendencias de la misma, en un periodo de seis años en cepas de Escherichia coli aisladas en muestras de orina de pacientes atendidos en atención primaria, para lo cual analizaron los urocultivos positivos para Escherichia coli obtenidos de muestras enviadas desde diez centros de atención primaria del Área Sanitaria de El Bierzo y Laciana (León) entre los años 2002 y 2007, encontraron la resistencia de los aislamientos urinarios de Escherichia coli a todos los antimicrobianos estudiados, menos para la nitrofurantoína y la resistencia frente a amoxici- lina-clavulánico, inicialmente baja, fueron aumentando progresivamente hasta alcanzar el 20,6 % en 2007 llegando a la conclusión que la variación en los patrones de resistencia bacteriana de Escherichia coli, obliga a disponer de un conocimiento actualizado de los mismos para adaptar las pautas generales de tratamiento empírico a cada área de salud concreta.
En el Perú, se tienen reportes sobre el avance de la resistencia a los antibacterianos en algunos hospitales y clínicas como Cajamarca, Piura, Lima y Trujillo.14 Loayza, C (2009) en su estudio titulado “Producción de betalactamasas clásicas y de espectro ampliado en Escherichia coli aislados en pacientes atendidos en el laboratorio de análisis clínicos ´´Loayza´´ Chota, Cajamarca- Perú, 2008”. Se evaluó en el laboratorio Loayza de la provincia de Chota (Cajamarca) como la E.
coli produce betalactamasa y BLEA aislados de pacientes atendidos con ITU, encontrando que de 148 cultivos de E. coli un 32,4% produjeron betalactamasa y 21,6 % fueron productores de BLEE de los cuales el 3,4% corresponden al antibiótico de cefuroxima, 5,4% a cefotaxime, 6,1% a ceftazidima, y 6,8% aztreonam.15
Mendoza, G. (2003), en su estudio titulado “Serotipos de Escherichia coli en infecciones del tracto urinario y su relación con la producción de β-lactamasa clásica y β-lactamasa de espectro ampliado en pacientes del Centro de Salud II- Talara, 2003”. Se estudió las bacterias productoras de betalactamasas clásica y de espectro ampliado, en serotipos de E. coli en pacientes del Centro de Salud II -Talara, encontrando 250 urocultivos positivos a E. coli en un 53%, un 32% fueron productores betalactamasa clásica y 2,5% produjeron BLEE.16
Abanto y col. (2010), en su estudio titulado “Producción de betalactamasa clásica y de espectro extendido por Escherichia coli aislada de urocultivos provenientes del Centro de Salud La Noria, Trujillo-Perú”. En Trujillo en el año 2010 se evaluó la producción de betalactamasas de espectro
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extendido en 50 cultivos de E. coli aislados de urocultivos de pacientes atendidos en el Centro de Salud La Noria, con una frecuencia de producción al 44% de esta enzima.17
Anhuamán, R. (2000), en su estudio titulado “Bacterias productoras de betalactamasa clásica y de espectro ampliado aisladas de infecciones intrahospitalarias y de ambiente de gineco-obstetricia y cirugía del Hospital Regional Docente de Trujillo-Perú”. Se encontró en reservorios de gineco- obstetricia y cirugía del Hospital Regional de Trujillo, frecuencias de 3,6% de E. coli productor de BLEA.18
Gonzales, R. (1997), en su estudio titulado “Resistencia bacteriana a los antimicrobianos una lucha permanente”. Se determinó en el Hospital IV Víctor Lazarte Echegaray de Trujillo, a E. coli como la bacteria con mayor frecuencia en la producción de ITU y se le considera agente oportunista ya que forma parte de la flora intestinal y alcanza el tracto urinario cuando las defensas están disminuidas.19
Huamán y col. (2014), en su estudio titulado “Etiología y sensibilidad antibiótica de urocultivos en población pediátrica de un Hospital General Peruano”. Estos investigadores realizaron un estudio transversal retrospectivo en pacientes pediátricos entre 1 mes y 17 años atendidos en el hospital Arzobispo Loayza entre el 1 de enero del 2011 al 31 de diciembre del 2012 con diagnóstico de ITU con urocultivo positivo y su antibiograma respectivo; encontrando así como agente etiológico más frecuente E.coli que presentó una sensibilidad frente a nitrofurantoína (100%) y gentamicina (86.7%) y sensibilidad Intermedia a TMP-SMX (32.7%), y resistencia a ampicilina (46.9%) y ceftriaxona (33.7%).20
Polanco y col. (2013), en su estudio titulado “Resistencia antibiótica en infecciones urinarias en niños atendidos en el periodo de enero de 2007 a diciembre de 2011 en la unidad operativa de Nefrología Pediátrica y en el Laboratorio Clínico de la Clínica Médica Cayetano Heredia”.
Describieron el patrón de resistencia antibiótica de las bacterias causantes de infecciones del tracto urinario como primer episodio, recurrente o complicada en niños menores de 5 años. Estudio tipo serie de casos observacional, retrospectivo y descriptivo. Se incluyeron 111 niños; 97 (87,4%) fueron mujeres; 68 (61,3%) fueron lactantes; hubo 77 pacientes con infecciones del tracto urinario, 34 con infecciones del tracto urinario recurrente o complicada. Escherichia coli (63,1%) fue el microorganismo más frecuente en todos los grupos. La resistencia antibiótica fue: 10 ampicilina 80,6%, cefalotina 59%, amoxicilina/clavulánico 55,4%, trimetoprimasulfametoxazol 51,6%, ácido nalidixico 51%, cefalexina 40%, cefotaxima 31%, cefuroxima 29,8%, ceftriaxona 28,6%, ceftazidima 27,3%, norfloxacino 21,2%, ciprofloxacino 21,1%; y con menos resistencia fueron nitrofurantoína 17%, gentamicina 13,2%, amikacina 1%. La resistencia antimicrobiana para los
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antibióticos usados para el tratamiento de infecciones del tracto urinario es alta para las aminopenicilinas, sulfas, cefalosporinas, así como quinolonas; los aminoglucósidos aún presentan muy baja resistencia porque lo que serían útiles para la terapia de primera elección.21
Chambi, Q. (2009), en su estudio titulado “Resistencia de uropatógenos Gram negativos productores de betalactamasas de espectro extendido en pacientes que asisten al Hospital EsSalud Juliaca”. se determinó que 199 uropatógenos entre Escherichia coli (93,96%), Klebsiella spp. (4,53%) y Proteus spp. (1,51%) de los cuales el 30,2% (60/199) de cepas fueron productoras de betalactamasas de espectro extendido. Escherichia coli presentó el 28,9% (54/187), Klebsiella spp. el 44,4% (4/9) y Proteus spp. el 66,7% (2/3); las resistencias de los uropatógenos en Escherichia coli productor de esta enzima frente a ampicilina fue del 85,2%, piperacilina del 83,3%, cefalotina del 64,8%, cefazolina del 66,7%, cefuroxima del 63,0%, ceftriaxona del 55,6%, ceftazidima del 50,0%, cefotaxima del 57,7%, cefepime del 50.0%, aztreonam del 48,2% y 100%
de sensibilidad a imipenem.22
Gonzáles, T. (2008), en su estudio titulado “Infecciones del tracto urinario en el hospital general Cayetano Heredia, enero – junio”. Analizaron, de 1249 urocultivos positivos, habiéndose aislado en pacientes no hospitalizados; Escherichia coli 76% seguido de Klebsiella spp. 5% y Citrobacter sp. 3%. Escherichia coli fue sensible a amikacina, nitrofurantoína, ceftriaxona y ciprofloxacino en 93,4%, 88,6%, 78% y 44,5% respectivamente. En pacientes hospitalizados la frecuencia de cepas aisladas fue; Escherichia coli 49% seguido de Enterococcus spp. 11,39% y Klebsiella spp. 8,42%
siendo Escherichia coli sensible a amikacina, nitrofurantoína, ceftriaxona y ciprofloxacino en 88,89%, 75,26%, 43,88% y 26,04%, respectivamente, mientras que Nitrofurantoína obtuvo resistencias bajas en hospitalizados con un 16,49% y en no hospitalizados 6.48% para Escherichia coli.23
Sheyber y col. (2018), en su estudio titulado “Sensibilidad a fosfomicina en Escherichia coli productoras de betalactamasas de espectro extendido” Las infecciones urinarias son causadas mayormente por E. coli, el uso indiscriminado de antibióticos ha originado un aumento de infecciones por cepas productoras de betalactamasas de espectro extendido (BLEE). Con el objetivo de determinar la sensibilidad a fosfomicina se realizó un estudio en cepas de E.
coli productoras de BLEE aisladas de urocultivos provenientes de un hospital de Perú. Se recolectaron 266 cepas de E. coli identificadas por métodos convencionales como productoras de BLEE. Se determinó la sensibilidad de fosfomicina por concentración inhibitoria mínima mediante el método de dilución en agar y por el método de disco difusión. Se encontró 192 (72,2 %) cepas de E. coli productora de BLEE sensibles a fosfomicina. Se concluye que la fosfomicina presenta
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actividad antimicrobiana frente a cepas de E. coli productoras de BLEE, y podría ser considerada una buena opción terapéutica frente a cepas resistentes.24
En base a los antecedentes presentados se planteó realizar esta investigación, teniendo como objetivos aislar, identificar y evaluar la resistencia, sensibilidad a diferentes tipos de antibióticos del grupo de las quinolonas, aminoglucosidos, cefalosporinas, carbapenems, además identificar a las cepas BLEE y AmpC positivas mediante un screening y su confirmación por dos métodos diferentes. Así poder contar con una base de datos que nos permita saber cuáles son los patrones de resistencia que presentan Escherichia coli y Klebsiella pneumoniae uropatógeno in vitro.
OBJETIVOS:
OBJETIVO GENERAL:
Determinar la sensibilidad de los uropatogenos hallados en los urocultivos positivos frente a los antibióticos de elección para el tratamiento de la ITU en pacientes que acuden al Hospital Regional Miguel Ángel Mariscal Llerena Ayacucho 2018.
OBJETIVO ESPECIFICOS:
Determinar la frecuencia de los uropatógenos, aislados de los urocultivos positivos de los pacientes que acuden al Hospital Regional Miguel Ángel Mariscal Llerena Ayacucho 2018.
Determinar la sensibilidad de los uropatógenos según rangos de edad en los urocultivos positivos de los pacientes que acuden al Hospital Regional Miguel Ángel Mariscal Llerena Ayacucho 2018.
Determinar la sensibilidad antibiótica según sexo en los urocultivos positivos de los pacientes que acuden al Hospital Regional Miguel Ángel Mariscal Llerena Ayacucho 2018.
Identificar la resistencia antibiótica de los uropatogenos más frecuentes aislados en los urocultivos positivos de los pacientes que acuden al Hospital Regional Miguel Ángel Mariscal Llerena Ayacucho 2018.
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II. MATERIALES Y MÉTODOS 2.1. Ubicación de zona de estudio
2.1.1 Ubicación policía
El estudio se realizó en el Hospital Regional de Ayacucho ubicado en el distrito de Ayacucho, provincia de Huamanga, departamento de Ayacucho.
2.1.2 Ubicación geográfica
Situada en la sierra central en el área meridional de los andes, tiene una superficie de 43 814 km2. Situación es a 13º9´56´´ longitud sur y 74º13´40´´ longitud oeste, altura 2761 m.s.n.m de clima templado seco con una temperatura promedio de 17,5 ºC la temporada de lluvia es de noviembre a marzo. Teniendo los meses restantes un promedio de 9 horas de sol.
2.2. Población
Todas las muestras con cultivos positivos (mayor o igual a cien mil unidades formadoras de colonia), en el periodo 01 de enero 2018 a diciembre 2018 teniendo un total 2166 muestras de orina con orden para urocultivo en el área de microbiología del Hospital Regional de Ayacucho.
2.3. Muestra
La muestra fue 266 urocultivos que cumplieron con el criterio de inclusión indispensable de ser positivos, al tener un crecimiento mayor o igual a 100 000 UFC/ml.
2.4. Metodología 2.4.1. Fase pre analítica A. Información al paciente
A.1 Sobre la obtención de muestra
Se informó al paciente que debe recoger su muestra de orina en un recipiente estéril, preferentemente la de primera hora de la mañana por estar más concentrada, pero no imprescindible, pues también se pudo tomar orina retenida en vejiga por 4 horas, procedente del chorro medio de la micción previo lavado de los genitales externos teniendo en cuenta los siguientes detalles25.
A.2 Recomendaciones
Antes de orinar debe retraer el prepucio el varón o separar los labios con los dedos la mujer.
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Se explicó al paciente que debe recoger la porción de orina que corresponda aproximadamente a la mitad de la micción sin tocar con las manos o los genitales la superficie interna ni los bordes del recipiente.
Se rotuló adecuadamente la muestra teniendo en cuenta el nombre del paciente fecha y hora de recolección de la muestra25.
B. Criterios de aceptación y/o rechazo de la muestra
Fue necesario seguir estrictamente los procedimientos descritos, ya que la muestra obtenida puede ser rechazada por el personal de laboratorio de acuerdo a los siguientes criterios:
ACEPTACIÓN
1. Primera orina chorro intermedio de la mañana o retenida en vejiga por cuatro horas.
2. Higiene previa de los genitales.
3. Recolectada en envase estéril de boca ancha.
4. Muestra que no tenga más de dos horas de haber sido recolectada.
5. Adecuada conservación de la muestra a 4ºC RECHAZO
1. No indicar tipo de muestra o procedencia 2. No indicar tipo de examen en la orden 3. Demora en el envío al laboratorio 4. Medio de transporte inadecuado 5. Muestra sin rotular o mal rotulada
6. Muestra que tenga evidencias de haberse derramado 7. Recipiente inadecuado (con rajaduras, por ejemplo) 8. Muestra con contaminación obvia
9. Volumen inadecuado
C. Conservación de la muestra
Se procesó la muestra dentro de las dos horas como máximo después de haber sido obtenida o se refrigeró a 4 °C (máximo 24 horas) hasta su procesamiento.
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2.4.2. Fase analítica
2.4.2.1. Análisis cuantitativo
A. Siembra primaria de muestra de orina Procedimiento
a. Se mantuvo las muestras en refrigeración (4° C) hasta su procesamiento cultivo.
b. Se realizó los cultivos frente al mechero de Bunsen con la indumentaria adecuada.
c. Se pusieron a temperatura ambiente las placas con Agar Sangre y Mac Conkey para ser utilizados en el urocultivo a temperatura ambiente y luego rotulamos las placas.
d. Se esterilizó el asa de siembra flameándola en el mechero Bunsen hasta que se ponga rojo vivo. Dejé enfriar el asa contando hasta 20.
e. Se sujetó el frasco y homogenizó la muestra de orina, se abrió la tapa frente al mechero de Bunsen.
f. Se tomó la muestra de orina con el asa de siembra estéril introduciéndola y sacándola del frasco en forma vertical. Tapamos el frasco con la muestra.
g. Se Inoculó en el centro de la placa con Agar Sangre a partir del cual se extendió la muestra, hacia delante y hacia atrás. Luego, sin quemar el asa, el inoculo se diseminó uniformemente con trazos perpendiculares a la siembra inicial en toda la placa.
h. Se procedió de la misma forma para el Agar Mac Conkey.
i. Se esterilizó el asa de siembra en el mechero.
j. Concluida la siembra, se incubó la placa de Agar Sangre y Mac Conkey a 35 - 37° C en condiciones aeróbicas por 24 horas.
Lectura
a) Se realizó la evaluación seguida del recuento de colonias y se multiplicó por el factor de dilución para obtener las UFC por ml. A las 24 horas, en ausencia del crecimiento bacteriano se deja incubar hasta las 48 horas.
2.4.2.2. Análisis cualitativo
A. Identificación de bacilos Gram negativos fermentadores: Escherichia coli Condiciones generales
Las bacterias Gram negativas fermentadoras se desarrollaron en agar sangre de carnero y Agar Mac Conkey, pero en agar sangre de carnero no podemos hacer mayor diferenciación entre las colonias, sin embargo, en el Agar Mac Conkey podemos diferenciar las colonias lactosa positivas y lactosa negativa.
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Lectura de cultivos en Agar Mac Conkey
En Agar Mac Conkey, Escherichia coli lactosa positiva son colonias de borde entero, de color fucsia opacas, de 2 mm - 3 mm de diámetro, usualmente rodeadas de una zona opaca alrededor de la colonia (bilis precipitada). Las cepas de Escherichia coli que son lactosa negativa dieron colonias incoloras de 3 - 4 mm. Las colonias con estas características fueron sub cultivadas en medios diferenciales.
IDENTIFICACION BACTERIANA:
La identificación de los uropatógenos se realizó utilizando el sistema Vitek2 que es un sistema de sensibilidad automatizada. También se realizó las pruebas de identificación bioquímica.
Utilización de lactosa a. Utilización de glucosa
b. Producción de gas de glucosa c. Descarboxilación de lisina d. Producción de ácido sulfhídrico e. Utilización de citrato
f. Producción de ureasa g. Motilidad
h. Producción de indol Procedimiento
a. Se identificó la colonia sospechosa que se encuentra en la placa de Agar Mac Conkey.
b. Se esterilizó al rojo vivo el asa de siembra recta en un mechero de Bunsen.
c. Se enfrió el asa.
d. Se obtuvo la colonia seleccionada con el asa recta, tratando de no tocar el fondo del medio de cultivo ni otra colonia vecina.
e. Se sembró por estría en los medios diferenciales empezando por el Agar citrato, urea (en la superficie), TSI, LIA (introduciendo el asa por el centro hasta tocar el fondo del tubo, retirar por el mismo trazo y sembrar en estría.
f. Se sembró por puntura en el centro del agar movilidad hasta una profundidad aproximada de 1.5 cm.
g. Se incubó a 35 – 37° C de 18 a 24 horas.
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Agar TSI
En este medio se determina si un microorganismo no puede fermentar la glucosa, se observa una reacción alcalina tanto en la parte inclinada como en el fondo (sin cambio), lo cual indica la ausencia de la producción de ácido y la incapacidad del microorganismo de la prueba para fermentar cualquier azúcar presente.
Lectura
Es importante hacer la lectura entre las 18 - 24 horas para no obtener resultados erróneos.
La lectura se realizó sobre la base de tres características: Utilización de hidratos de carbono, producción de gas y producción de ácido sulfhídrico.
Utilización de hidratos de carbono:
Utilización de lactosa: Reacción ácida en el pico de flauta (color amarillo) Abreviatura: (A).
Utilización de glucosa: Reacción ácida en la columna del medio (color amarillo)
No hay utilización del carbohidrato: Se puede observar una reacción alcalina (color rojo) o que no hay cambio de color (permanece del mismo color que el medio no inoculado) Abreviaturas: (K) o (N) respectivamente.
NOTA: Cuando el microorganismo también produce H2S el precipitado negro puede ocultar la acidez.
Producción de gas de glucosa:
Se consideró positivo: Presencia de una sola burbuja de gas, burbujas en el medio, división del medio, desplazamiento completo del medio del fondo del tubo dejando un área clara o una ligera muesca del medio en el costado del tubo.
Se registró la lectura por medio de cruces (+).
Producción de ácido sulfhídrico:
Se manifestó por un color negro distribuido por toda la columna del medio de cultivo o sólo en la parte superior.
Se registró la lectura por medio de cruces (+).
Controles
Columna vertical (fondo) Superfície inclinada (Pico de flauta) E. coli (lactosa positivo) amarillo/ gas Amarillo
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Recomendaciones
Si se observa que no hay cambio de color en el tubo hasta las 24 horas seguir incubando hasta las 48 horas. Si no se observa viraje de color y hay desarrollo, se trata de una bacteria no fermentadora.
Agar Lisina Hierro
En este medio se determinó simultáneamente la producción de lisina descarboxilasa y de la formación de ácido sulfhídrico
Lectura
Es importante hacer la lectura entre las 18 - 24 horas; si la lectura se realiza antes podemos obtener resultados falsos positivos, así como falsos negativos si se lee después de las 24 horas.
Se realizó la lectura en la columna y en la superficie inclinada y se observó la formación de ácido sulfhídrico el cual se evidencia por una coloración negra.
Controles
Columna vertical (fondo) Superficie inclinada (Pico de flauta)
E. coli Amarillo Violeta
Utilización de citrato
Para determinar si un microorganismo es capaz de utilizar citrato como única fuente de carbono para su metabolismo:
Procedimiento
a) Se incubó a 35 – 37° C 24 horas - 48 horas.
b) Se observó si se produce el viraje de color.
Interpretación
Prueba positiva: Crecimiento con un color azul intenso en el pico de flauta, o presencia de colonias en ausencia del color azul.
Prueba negativa: No se observa crecimiento ni cambio de color (verde).
Controles
Negativo: Escherichia coli
Hidrólisis de la urea (producción de ureasa)
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Es útil para determinar la capacidad de un organismo de degradar la urea, formando dos moléculas de amoniaco por acción de la enzima ureasa.
Procedimiento
Se realizó la lectura después de 18 horas - 24 horas de incubación observando el viraje de color.
Interpretación
Prueba positiva: Color rojo rosado intenso en el pico de flauta o todo el agar. Puede haber una reacción positiva retardada después de 24 horas y hasta 6 días de incubación (algunas cepas de Klebsiella, por ejemplo).
Prueba negativa: No se produce cambio de color.
Controles
Negativo. Escherichia coli Rojo de metilo
Permite comprobar la capacidad del microorganismo para producir y mantener estables los productos terminales ácidos de la fermentación de la glucosa determinando cualitativamente el pH del medio.
Procedimiento
El caldo se incubó a 35 – 37° C durante 48 a 72 horas.
Asépticamente se retiró 2,5 mL de caldo a un tubo estéril.
Se añadió directamente al caldo 5 gotas del reactivo rojo de metilo (indicador de pH) Se interpretó el resultado del viraje de color inmediatamente.
Si la lectura fuera negativa continuar la incubación para repetir la prueba Interpretación
Prueba positiva: Color rojo
Prueba negativa: Color amarillo o naranja.
Controles
Control positivo: Escherichia coli Control negativo: Klebsiella pneumoniae
Motilidad (Medios SIM, o MIO o agar movilidad) Se determinó si un organismo es móvil o inmóvil.
Procedimiento
Se Incubar a 35 – 37° C durante 24 a 48 horas.
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Resultados
Positivo: Los microorganismos migraron de la línea de siembra y se difundieron en el medio provocando turbidez. También se manifestó semejando “vellosidades” a lo largo del trazo de siembra.
Negativo: Se observa un crecimiento bacteriano acentuado siguiendo el trazo de siembra, y el medio circundante se mantiene claro.
Controles
Control positivo: Escherichia coli Control negativo: Klebsiella pneumoniae
2.4.2.3. Análisis de resistencia a los antimicrobianos Preparación del inóculo
Método directo de inoculación a partir de colonias aisladas
De una placa de cultivo con agar no selectivo e incubada por 18 - 24 h, se seleccionó colonias aisladas y se preparó una suspensión directa en solución salina o caldo.
Se ajustó la suspensión a la escala 0,5 de Mac Farland.
Se verificó la densidad correcta del estándar (0,5 Mac Farland) para el inóculo.
La suspensión que se preparó contiene aproximadamente 1 a 2 x 108 UFC/ml para E. coli ATCC 25922.19
Inoculación de las placas
Dentro de los 15 minutos siguientes al ajuste de la turbidez del inóculo, se sumergió un hisopo estéril en la suspensión, rotamos el hisopo varias veces presionando firmemente sobre la pared interior del tubo por encima del nivel del líquido para remover el exceso de inóculo.
Se inoculó la superficie seca de la placa de Mueller Hinton, estriando con el hisopo en tres direcciones para asegurar una distribución uniforme del inóculo (Figura 1). Antes de colocar los discos dejé secar la placa a temperatura ambiente durante 3 a 5 minutos para que cualquier exceso de humedad superficial sea absorbido.
Aplicación de los discos
Se colocó los discos individuales sobre la superficie del agar con la ayuda de una pinza estéril y se presionó suavemente sobre cada disco para asegurar un contacto completo con la superficie del agar.
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Se distribuyó los discos uniformemente, de modo que estén a una distancia mínima de 25 mm uno del otro (el diámetro de los discos según las normas de la Organización Mundial de la Salud (OMS) debe ser de 6 mm). No deben colocarse más de 12 discos en una placa de 150 mm, ni más de 6 en una placa de 100 mm de diámetro interno, para evitar la superposición de las zonas de inhibición. Un disco no debe ser removido una vez que tomó contacto con la superficie del agar debido a que algunos antibióticos se difunden rápidamente.
Incubación
Se incubó las placas en posición invertida a 37°C por 24 Horas.
2.4.2.4. Detección de las enterobacterias productoras de betalactamasas de espectro extendido
Algunas cepas productoras de estas enzimas han presentado halos de inhibición lo suficientemente grandes como para ser clasificadas erróneamente como sensibles a las Cefalosporinas de tercera generación y a Aztreonam. Con el objeto de superar esta dificultad, en el (Anexo 2) señala los diámetros para Ceftazidima, Cefotaxima, Ceftriaxona y Aztreonam que serán utilizados como test de tamizaje y que permiten sospechar la presencia de estas enzimas:
Si la cepa estudiada presenta halos de inhibición, para al menos uno de estos antibióticos, iguales o inferiores a los diámetros referidos se realizó un test confirmatorio de la presencia de
“betalactamasas de espectro extendido”.
Test confirmatorio de la presencia de “betalactamasas de espectro extendido” (según el NCCLS - USA):
Este test requirió el uso de discos habituales de Ceftazidima (30 mg), Cefotaxima (30 mg), así como de Ceftazidima/Ácido Clavulánico (30/10mg) y Cefotaxima/Ácido Clavulánico (30/10 mg), con los que se realizó un test de disco difusión sin ninguna variante.
Si los discos de Ceftazidima/Ácido Clavulánico y Cefotaxima/Ácido Clavulánico presentan zonas de inhibición superiores 5 mm a aquellos producidos por los discos de Ceftazidima y Cefotaxima, respectivamente, se consideró el test como positivo.
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Test de screening o confirmatorio de la presencia de “betalactamasas de espectro extendido”
Este test requirió el uso de discos habituales de Amoxicilina/Acido Clavulánico (20/10 mg), Ceftazidima (30 mg) y/o Cefotaxima (30 mg) y/o Aztreonam (30 mg) y/o Ceftriaxona, con los que se realiza un test de disco difusión sin ninguna variante.
Los discos de Ceftazidima, Aztreonam, Cefotaxima y Ceftriaxona se disponen a 30 mm del disco de Amoxicilina/Ácido Clavulánico (distancia de centro a centro de los discos).
Si una imagen de sinergia aparece entre el disco Amoxicilina/Ácido Clavulánico y los discos de Ceftazidima y/o Aztreonam y/o Cefotaxima y/o Ceftriaxona, se consideró el test como positivo.
Cepas de referencia para el control de calidad interno Escherichia coli ATCC 25922.
Escherichia coli ATCC 35218 (para combinaciones de betalactámicos e inhibidores de betalactamasas). Cedidas por el área de microbiología del hospital regional de Ayacucho.
2.4.3. Fase post analítica
2.4.3.1. Validación.
Se tuvo en cuenta para la validación de resultados los diferentes controles de calidad internos desarrollados para cada lote de tarjetas para el quipo automatizado vitek2 y medio o reactivos preparados para el método manual.
2.4.3.2. Interpretación de los resultados Análisis cuantitativo
Fueron necesarios tener en cuenta los siguientes criterios.
Criterios de kass
Son los criterios bacteriológicos utilizados para establecer la existencia o no de ITU, en función del número de unidades formadoras de colonias (UFC) en el urocultivo realizado a partir de la orina obtenida por micción media directa o bolsa adhesiva, tras la limpieza cuidadosa con agua y jabón de los genitales externos. Estas técnicas de recogida llevan implícita la existencia de una contaminación con flora bacteriana uretral, vulvar o prepucial.
En paciente sintomático, un solo cultivo urinario de un germen habitual en las IU, con más de 100 000 UFC/ml indicó una probabilidad de infección del 80%. Si dos urocultivos presentan
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recuentos iguales o superiores a 100 000 UFC/ml del mismo germen, la probabilidad de infección es del 96 %.
Si son tres los urocultivos con recuentos iguales o mayores a esta cifra, la probabilidad de infección es del 99 %.
Recuentos inferiores a 10 000 UFC/ml se consideró indicativos de contaminación fisiológica.
Los recuentos intermedios, más de 10 000 y menos de 100 000 UFC/ml, se consideraron como sospechosos de infección y obligó a la realización de nuevas determinaciones.
La ITU es habitualmente mono bacteriano, por lo que urocultivos con dos o más gérmenes deben ser considerados como contaminados y no significativos, aunque el recuento sea superior a 100 000 UFC/ml.26
Otros factores
a. En pacientes sin sonda vesical, la cuenta significativa de bacterias en orina ha sido la presencia de más de 105 UFC/ml de un solo germen.
b. Los recuentos intermedios (103-104 UFC/ml) indicaron infección si el procedimiento de recolección de orina fue realizado correctamente.
c. Generalmente, el aislamiento de tres o más especies bacterianas indicó que la muestra se ha contaminado por recolección inadecuada o demora en la siembra.
d. En pacientes con sonda vesical, cuentas bacterianas menores de 105 UFC/ml pudieron tener significado, así también se pueden encontrar bacteriurias polimicrobianas hasta en casi 15 % de enfermos.
e. En pacientes sin catéter se puede comprobar si el procedimiento de obtención de muestra fue realizado correctamente observando la frecuencia con la cual se informan recuentos de colonias intermedias entre 103 – 104 UFC/ml. En pacientes sin infecciones del tracto urinario, el recuento es nulo o se reduce a pocas colonias.
f. En muestras obtenidas por punción supra púbica, el desarrollo de una sola colonia en el medio de cultivo indica infección del tracto urinario.
NOTA 1: De no contar con asa calibrada, utilizar tips estériles y micropipeta de 1µl o 10µl El conteo será obtenido por el conteo de UFC por la inversa de la dilución para cuya interpretación tendrá los siguientes criterios.
Análisis cualitativo
Se midió los diámetros de las zonas de inhibición completa (incluyendo el diámetro del disco), usando una regla o calibrador. Se mantuvo iluminada la parte posterior de la placa petri con una
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luz reflejada localizada a unos cuantos centímetros sobre un fondo negro. Se tuvo la precaución de observar la placa siguiendo una vertical directa para evitar una lectura errónea de las marcas de la regla por efecto de paralelismo.
Los diámetros de inhibición los interpretaremos basándose en el (Anexo 1). La sensibilidad de la cepa bacteriana será reportada como sensible (S), intermedio (I), o resistente (R).
Establecimos multiresistencia a las cepas que tengan resistencia a más de 3 antibióticos.
Reporte de antibiograma de las enterobacterias productoras de “betalactamasas de espectro extendido”.
Una vez detectadas las cepas productoras de estas “betalactamasas de espectro extendido”
fueron reportadas como resistentes a todas las penicilinas, las cefalosporinas de todas las generaciones (incluyendo los de cuarta generación) y al Aztreonam, cualquiera que sea el diámetro de los discos de estos antibióticos.18
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III. RESULTADOS
Figura 1. Frecuencia de los uropatógenos, aislados de los urocultivos positivos de los pacientes que acuden al Hospital Regional Miguel Ángel Mariscal Llerena Ayacucho 2018.
Figura 2. Frecuencia de pacientes positivos a uropatógenos según la edad, en pacientes que acuden al Hospital Regional Miguel Angel Mariscal Llerena, Ayacucho 2018.
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Figura 3. Frecuencia de pacientes positivos a uropatógenos, según sexo, en pacientes que acuden al Hospital Regional Miguel Ángel Mariscal Llerena, Ayacucho 2018.
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Tabla 1. Frecuencia de resistencia de los uropatógenos, frente a los antibióticos más comunes. Hospital Regional Miguel Ángel Mariscal Llerena Ayacucho 2018.
Antibióticos Resistente Sensible Intermedio
N° % N° % N° %
Ampicilina 228 88,4 30 11,6 0 0,0
Trimetropin/ulfametoxazol 176 69,0 79 31,0 0 0,0
Ciprofloxacino 164 63,1 88 33,8 8 3,1
Cefazolina 160 64,8 87 35,2 0 0,0
Ampicilina/ulbactam 156 61,7 63 24,9 34 13,4
Levofloxacino 154 62,3 93 37,7 0 0,0
Ceftriaxona 140 55,3 113 44,7 0 0,0
Cefepima 133 52,6 119 47,0 1 0,4
Tobramicina 121 47,8 115 45,5 17 6,7
Gentamicina 90 35,3 157 61,6 8 3,1
Nitrofurantoina 24 9,2 220 84,6 16 6,2
PiperacilinaTazobactam 20 8,4 189 79,1 30 12,6
Amicacina 12 4,7 233 91,7 9 3,5
Eritromicina 6 85,7 1 14,3 0 0,0
Imepenem 5 2,0 246 97,2 2 0,8
Aztreonam 4 30,8 9 69,2 0 0,0
Tetraciclina 2 28,6 5 71,4 0 0,0
Ertapenem 1 0,4 248 99,6 0 0,0
Clindamicina 0 0,0 2 100,0 0 0,0
Linezolid 0 0,0 7 100,0 0 0,0
Tigeciclina 0 0,0 20 100,0 0 0,0
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Tabla 2. Sensibilidad antibiótica según sexo en los urocultivos positivos de los pacientes que acuden al Hospital Regional Miguel Ángel Mariscal Llerena Ayacucho 2018.
Sensibilidad antibiótica
Género
Chi cuadrado Femenino Masculino (p)
N° % N° %
Ampicilina
Resistente 166 86,9 62 92,5
0,16
Sensible 25 13,1 5 7,5
Intermedio 0 0,0 0 0,0
Amicacina
Resistente 11 5,9 1 1,5
0,326
Sensible 171 91,0 62 93,9
Intermedio 6 3,2 3 4,5
Aztreonam
Resistente 4 40,0 0 0,0
0,188
Sensible 6 60,0 3 100,0
Intermedio 0 0,0 0 0,0
Ciprofloxacino
Resistente 120 62,2 44 65,7
0,651
Sensible 66 34,2 22 32,8
Intermedio 7 3,6 1 1,5
Clindamicina
Resistente 0 0,0 0 0,0
Sensible 1 100,0 1 100,0
Intermedio 0 0,0 0 0,0
Ceftriaxona
Resistente 98 51,3 42 67,7
0,024
Sensible 93 48,7 20 32,3
Intermedio 0 0,0 0 0,0
Cefazolina
Resistente 113 60,8 47 77,0
0,021
Sensible 73 39,2 14 23,0
Intermedio 0 0,0 0 0,0
Eritromicina
Resistente 2 100,0 4 80,0
0,495
Sensible 0 0,0 1 20,0
Intermedio 0 0,0 0 0,0
Ertapenem
Resistente 1 0,5 0 0,0
0,572
Sensible 188 99,5 60 100,0
Intermedio 0 0,0 0 0,0
Cefepima
Resistente 93 48,7 40 64,5
0,087
Sensible 97 50,8 22 35,5
Intermedio 1 0,5 0 0,0
Nitrofurantoina
Resistente 13 6,7 11 16,4
0,003
Sensible 172 89,1 48 71,6
Intermedio 8 4,1 8 11,9
Gentamicina
Resistente 64 33,3 26 41,3
0,416
Sensible 121 63,0 36 57,1
Intermedio 7 3,6 1 1,6
Imipenem
Resistente 3 1,6 2 3,2
0,5
Sensible 187 97,9 59 95,2
Intermedio 1 0,5 1 1,6
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Levofloxacino
Resistente 113 61,7 41 64,1
0,742
Sensible 70 38,3 23 35,9
Intermedio 0 0,0 0 0,0
Linezolid
Resistente 0 0,0 0 0,0
Sensible 2 100,0 5 100,0
Intermedio 0 0,0 0 0,0
Ampicilina/sulbactam
Resistente 114 59,7 42 67,7
0,324
Sensible 52 27,2 11 17,7
Intermedio 25 13,1 9 14,5
T1imetop1ima2ulfametoxazol
Resistente 133 69,3 43 68,3
0,88
Sensible 59 30,7 20 31,7
Intermedio 0 0,0 0 0,0
Tetraciclina
Resistente 2 100,0 0 0,0
0,008
Sensible 0 0,0 5 100,0
Intermedio 0 0,0 0 0,0
Tigeciclina
Resistente 0 0,0 0 0,0
Sensible 12 100,0 8 100,0
Intermedio 0 0,0 0 0,0
Tobramicina
Resistente 86 45,0 35 56,5
0,2801
Sensible 92
48,2
23
37,1
Intermedio 13 6,8 4 6,5
PiperacilinaTazobactam
Resistente 10 5,5 10 17,2
0,006
Sensible 151 83,4 38 65,5
Intermedio 20 11,0 10 17,2
