UNIVERSIDAD DE COLIMA
MAESTRÍA EN CIENCIAS; ÁREA: BIOTECNOLOGÍA
PATOGENICIDAD DE NEMATODOS ENTOMOPATÓGENOS (Nematoda: Steinemematidae, Heterorhabditidae) EN LARVAS Y PUPAS DE MOSCA DE LA FRUTA Anastrepha ludens Loew
(Diptera: Tephritidae)
TESIS
QUE PARA OBTENER EL GRADO DE
MAESTRO EN CIENCIAS; ÁREA: BIOTECNOLOGÍA PRESENTA
MIGUEL ÁNGEL REYES HERNÁNDEZ
ASESORES:
DR. JAIME MOLINA OCHOA DRA. ASTRID EBEN
UNIVERSIDAD DE COLIMA
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS
OFICIO No. 184/2003.
C. MIGUEL ANGEL REYES HERNANDEZ EGRESADO DE LA MESTRIA EN CIENCIAS AREA: BIOTECNOLOGÍA
P R E S E N T E .
Con fundamento en el dictamen emitido por el jurado revisor del colegiado del área: de Biotecnología de esta Facultad a mi cargo, de su trabajo de tesis de Maestría y en virtud de que efectuó las correcciones y acató las sugerencias que le habían indicado los integrantes del mismo, se le autoriza la impresión de la tesis " PATOGENICIDAD DE NEMATODOS ENTOMOPATOGENOS (Nematoda: Steinermatidae, Heterorhabditidae) EN LARVAS Y PUPAS DE LA MOSCA DE LA FRUTA, Anastrepha ludens Loew (Diptera: Tephrtidae) ", misma que ha sido dirigida por los C.C. DR. Jaime Molina Ochoa, Profesor - Investigador de la Universidad de Colima y la Dra. Astrid Eben del Instituto de Ecología, A.C., de Xalapa, Veracruz.
Este documento reunió todas las características apropiadas como requisito parcial para obtener el grado de Maestro en Ciencias; Area: Biotecnología y fue revisado en cuanto a forma y contenido por los C.C. Dra. Marilú López Lavin, M.C. Arnoldo Michel Rosales y M.C. Salvador Guzmán González, Profesores-Investigadores de la Universidad de Colima.
Sin otro particular de momento, me despido de usted muy cordialmente.
A T E N T A M E N T E
,
IL DEL 2003.
ING. RODOLFO RENTÍN DELGADO
C.C.P. EXPEDIENTE ACADEMICO DEL ALUMNO C.C.P. EXPEDIENTE CORRESPONDIENTE. C.C.P. ARCHIVO.
RVMD/nlpv** Of. No. 184/2003.
AGRADECIMIENTOS
A la Universidad de Colima, particularmente a la Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias, por permitirme realizar estudios de postgrado.
A la Universidad Veracruzana, especialmente a la Facultad de Ciencias Agrícolas zona Xalapa, por considerarme dentro de sus programas de formación de recursos humanos.
Al Mtro. Octavio Ochoa Contreras, Director General de Desarrollo Académico de la Universidad Veracruzana, por su empatía y apoyo para poder concluir satisfactoriamente la presente.
Le agradezco al Dr. Martín Aluja S. del Instituto de Ecología, así como al Ing. Julio Domínguez G. de Moscafrut, por haberme proporcionado larvas de la mosca mexicana de la fruta para la realización del experimento.
Al Dr. Jaime Molina Ochoa y a la Dra. Astrid Eben, por la colaboración y dirección de ésta tesis.
Al cuerpo académico de revisores, M.C. Salvador Guzmán González, Dra. Marilú López Lavín y M.C. Arnoldo Michel Rosales; profesores-investigadores de la Universidad de Colima, por el análisis crítico del presente documento y las sugerencias para mejorarlo.
A mi compañero, Gabriel May Mora, por apoyarme en la ejecución de la parte experimental de este estudio, asimismo al Q. A. Jesús López Guerrero y a la M. C. Maricruz Abato Zárate, por sus apoyos en la toma de datos del estudio.
A los Doctores Roberto Lezama Gutiérrez y Jorge Toledo y al M.C. Martín González Ramírez por sus sugerencias en el desarrollo experimental del estudio.
DEDICATORIA
A mis padres Sr. Isaac Reyes Hernández y Sra. Magdalena Hernández García, por su comprensión e impulso en mi vida profesional.
A mi tía Sra. Antonia Ramírez García, porque me ha brindado su apoyo para la realización de mis estudios.
A mis hermanos Joel, Nicolás, Gerónimo y Humberto porque me han enseñando con su ejemplo.
A mi esposa Adela Lunagómez Rocha, porque siempre he recibido todo su apoyo en mi desarrollo profesional, para mi itaa bee; porque nuestros caminos se han extendido con nuestros cantos preferidos.
ÍNDICE
ÍNDICE DE CUADROS.………vii ÍNDICE DE FIGURAS.………...viii RESUMEN.………x ABSTRACT………..xi I. INTRODUCCIÓN………..1II. REVISIÓN DE LITERATURA………5
2.1. Importancia de la fruticultura en México………...5
2.2. Generalidades sobre las moscas de la fruta………5
2.2.1 Principales géneros de moscas de la fruta………6
2.2.2 Especies de moscas de la fruta con importancia económica en México………..6
2.3. Biología y ecología de las moscas de la fruta……….7
2.3.1 Ciclo biológico……….7
2.3.2 Descripción de Anastrepha luden Loew……….8
2.3.3 Distribución de Anastrepha luden Loew……….8
2.3.4 Plantas hospederas………...8
2.4. Manejo integrado de moscas de la fruta………..9
2.4.1 Generalidades………9
2.4.2 Mecanismos de detección………..10
2.4.2.1 Muestreo………10
2.4.2.2 Trampeo y uso de atrayentes……….10
2.4.3 Control legal………..11
2.4.4 Control mecánico- cultural………..11
2.4.5 Manipulación del hábitat……….11
2.4.6 Técnica del insecto estéril………..12
2.4.7 Control químico………12
2.4.9 Control biológico………..13
2.4.10. Control biológico de moscas de la fruta………14
2.4.10.1. Parasitoides………14 2.4.10.2 Bacterias entomopatógenas……….15 2.4.10.3 Hongos entomopatógenos………16 2.5 Nematodos………...16 2.5.1 Taxonomía ………17 2.5.2 Morfología ……….20 2.5.3 Ciclo biológico………..21 2.5.4 Bacterias simbióticas………..23
2.5.5 Variación de la fase de las bacterias simbióticas………...24
2.5.6 Conducta………...25
2.5.7 Rango de hospederos……….27
2.5.8 Ecología ……….27
2.5.8.1 Distribución geográfica………27
2.5.8.2 Dispersión de juveniles infectivos………..29
2.5.8.3 Factores abióticos………29 2.5.8.3.1 Radiación solar………..30 2.5.8.3.2 Temperatura………..30 2.5.8.3.3 Humedad………32 2.5.8.3.4 Textura………33 2.5.8.3.5 pH del suelo………...34 2.5.8.3.6 Oxígeno………..34 2.5.8.4 Factores bióticos………..35
2.5.9 Principales ordenes de insectos hospederos a Steinernema y Heterorhabditis………36
2.5.9.1 Lepidoptera………36
2.5.9.2 Coleoptera……….38
III. MATERIALES Y MÉTODOS………..45
3.1 Ubicación del sitio experimental………...45
3.2 Material biológico………45
3.2.1 Mosca mexicana de la fruta Anastrepha luden Loew…………45
3.2.2 Palomilla mayor de la cera Gallería mellonella (L.)………45
3.2.3 Nematodos………46
3.2.3.1 Multiplicación de nematodos………..46
3.2.3 2 Cuantificación de nematodos……….48
3.3 Experimento de patogenicidad……….49
3.4 Experimento de concentraciones letales……….50
3.5 Diseño experimental………...51
3.6 Análisis estadístico……….51
IV. RESULTADOS……….52
V. DISCUSIÓN………...65
VI. CONCLUSIONES………72
VII. PERSPECTIVAS DE INVESTIGACIÓN……….73
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro……….Pág.
1. Géneros y especies de la familia Steinermatidae………18
2. Géneros y especies de la familia Heterorhabditidae………...20
3. Especies de bacterias simbióticas asociadas con nematodos
entomopatógenos………...26
4. Porcentaje de mortalidad de larvas y pupas de A. ludens después de la exposición de 2000 juveniles infectivos /ml de cinco especies de nematodos entomopatógenos en suelo
franco arenoso a 25°± C……….…….53
5. Valores de la CL50, CL90, intervalos de confianza, pendiente,
intercepción y X2 de H. indica y Steinernema carpocapsae cepas
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura………Pág.
1. Aplicación de cinco especies de nematodos entomopatógenos a una concentración de 2000JIs/ml en larvas del tercer estadio de Anastrepha luden; en los promedios que comparten letras
iguales no hay diferencias significativas………54
2. Concentraciones de Heterorhabditis indica en la mortalidad de mosca de la fruta Anastrepha ludens. Los tratamientos que comparten letras iguales no son significativamente diferentes
(P < 0.05); de acuerdo a la prueba de Tukey………...56
3. Concentraciones de Steinernema carpocapsae cepa All; en la mortalidad de Anastrepha ludens. Los tratamientos que comparten letras iguales no son significativamente diferentes (P < 0.05); de
acuerdo a la prueba de Tukey………57
4. Concentraciones de Steinernema carpocapsae cepa Mexicana; en la mortalidad de Anastrepha ludens. Los tratamientos que comparten letras iguales no son significativamente diferentes
(P<0.05); de acuerdo a la prueba de Tukey……….58
5. Mortalidad de Anastrepha ludens expuesta a seis concentraciones de juveniles infectivos de S. carpocapsae cepas Mexicana y AII y H. indica. Letras distintas indican diferencias estadísticas utilizando
6. Recta de regresión del valor probit de la mortalidad y el logaritmo
de las dosis de H. indica en Anastrepha ludens……….……….61
7. Recta de regresión del valor probit de la mortalidad y el logaritmo de las dosis de Steinernema carpocapsae cepa Mexicana en
Anastrepha ludens………....62
8. Recta de regresión del valor probit de la mortalidad y el logaritmo de las dosis de Steinernema carpocapsae cepa AII en Anastrepha
Iudens……….63
9. Rectas de regresión del valor probit de la mortalidad y el logaritmo de las dosis de H. indica, Steinernema carpocapsae cepas All y
PATOGENICIDAD DE NEMATODOS ENTOMOPATÓGENOS (Nematoda: Steinernematidae, Heterorhabditidae) EN LARVAS
Y PUPAS DE MOSCA DE LA FRUTA Anastrepha tudens Loew (Diptera: Tephritidae)
Resumen
La patogenicidad de nematodos entomopatógenos fue evaluada contra Anastrepha luden (Loew); en condiciones de laboratorio. Al aplicar 2000 Jls/ml a larvas del tercer estadio de A. Iudens se encontró que Heterorhabditis indica presentó una mortalidad acumulada en larvas y pupas de A. tudens del 71.13 %, S. carpocapsae cepa Mexicana 53.03%, Steinernema carpocapsae cepa All 51.2 %, H. bacteriophora HP88 47.29 % y Steinernema riobrave con 38.26 %. Las especies H. indica, S. carpocapsae cepas Mexicana y AII y fueron evaluadas a las concentraciones de 0, 1000,2000,3000,4000,5000,6000 Jls/ml, presentando H. indica un CL50 de 7.23; S. carpocapsae cepa Mexicana 19.31 y S. carpocapsae
cepa All 33.22 nematodos cm2/suelo. Este estudio demostró variabilidad en la patogenicidad de las diferentes especies y razas de nematodos evaluados en contra de estados inmaduros de A. Iudens; donde H. indica, S. carpocapsae cepas Mexicana y AII muestran tener potencial para ser usadas como agentes de control biológico de la plaga.
Palabras claves: Control biológico, Steinernema, Heterorhabditis, concentración letal, cepas, especies.
PATHOGENICITY OF ENTOMOPATHOGENIC NEMATODOS (Nematoda: Steinemematidae, Heterorhabditidae) AGAINST LARVAE
AND PUPAE OF FRUIT FLY Anastrepha luden Loew (Diptera: Tephritidae)
Abstract
The pathogenicity of entomopathogenic nematode was evaluated against Anastrepha luden (Loew); under laboratory conditions. Cumulative mortality of larvae and pupae was about 71.13 % with the concentration of 2000 lJs/ml using the Heterorhabditis indica . Meanwhile, S. carpocapsae Mexican Steinernema carpocapsae AH, H. bacteriophora HP88 and Steinernema riobrave caused 53.03,51.2, 42.29, and 38.26 % of cumulative mortality, respectively. H. indica, S. carpocapsae Mexican AII and strains were evaluated using the following concentrations: 0,1000,2000,3000,4000,5000, 6000 Jls/ml. Mean lethai concentrations (LC50) for H. indica was 7.23, and S. carpocapsae Mexican and Al¡
strains viere 19.31 and 33.22 nematodes /cm2 Variability in the expression of pathogenicity was demonstrated between species and strains of the entomopathogenic nematode A. luden larvae and pupae. H. índica, S. carpocapsae Mexican and AII strains exhibited potential as biological control against the thirth instar larvae and pupae of Mexican fruit fly.
Key words: Biological control, Steinernema, Heterorhabditis, lethal concentration, strains, species.
I. INTRODUCCIÓN
La fruticultura en México ocupa un lugar importante en la producción agrícola debido a la rentabilidad de los productos frutícolas, comparada con la obtenida con los cultivos básicos, generación de divisas con los frutos de exportación, empleos permanentes y el aporte de elementos nutritivos para una dieta saludable.
México tiene una superficie de 1. 9 millones de hectáreas establecidas con árboles frutales, que producen anualmente 13 millones de toneladas de productos frutícolas (Aluja, 1993).
El complejo de las moscas de la fruta es considerado como las principales plagas de los árboles frutales en el ámbito mundial por los daños directos al fruto y por las limitaciones en su comercialización, lo que provoca pérdidas millonarias (Aluja, 1994; Purcell, 1998). En México, los principales géneros de mosca de la fruta de importancia económica son: Anastrepha, Rhagoletis y Toxotrypana de los que destaca por su importancia el género Anastrepha (Hernández- Ortiz, 1992).
En México las especies de Anastrepha que son consideradas plagas de importancia económica por tener un hospedero frutal cultivado o por su impacto cuarenté nario en frutos de exportación con alto potencial de comercialización son: Anastrepha luden (Loew), Anastrepha obllqua (Macquart), Anastrepha serpentina (Wiedemann) y Anastrepha striata (Schiner) (Aluja, 1994; Gabayet et al., 1996).
El combate de las moscas de la fruta en México se realiza a través de diversos métodos con una tendencia hacia el manejo integrado de la plaga; entre los principales métodos de control de la plaga se encuentran: el legal, mecánico-cultural, la técnica del insecto estéril, químico y biológico (Aluja,1994).
El control químico se realiza a través de la aplicación de insecticidas-cebo para el control de adultos y la aplicación al suelo de insecticidas para matar larvas y adultos recién emergidos (Aluja, 1994; Penrose, 1993) sin embargo este tipo de control tiene serios inconvenientes ya que causan contaminación en sistemas acuíferos, riesgo para los aplicadores y mortalidad de agentes de control biológico incluyendo insectos benéficos del suelo (hormigas, escarabajos y depredadores) (Gary y Mussen, 1984; Messing, 1996).
El control biológico de insectos plaga ofrece una importante opción para evitar los problemas causados por el uso de los insecticidas. El control biológico de tefritidos plaga ha sido principalmente a través de las liberaciones masivas de parasitoides entre los que destacan Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead) (Hymenóptera: Braconidae) y Aceratoneuromyia (=Syntomosphyrum) indica (Silvestri) (Martínez et al., 1992; Sivinski, 1996).
Entre otros agentes de control biológico de moscas de la fruta se ha evaluado a la bacteria Bacillus thuringiensis (Berliner) en mosca del Caribe Anastrepha suspensa Loew (Robacker et a/.,1996) y mosca del olivo Batrocera olerae (Gmelin) (Alberola et al., 1999) así como también el hongo Metarhizium anisopliae (Metsch.) en la mosca del mediterráneo C. capitata (Wiedemann) (García et al., 1984) y en mosca Mexicana de la fruta Anastrepha ludens (Lezama-Gutiérrez et al., 2000). Asimismo, los nematodos entomopatógenos han sido reportados atacando a las moscas de la fruta del Mediterráneo (Lindegren y Vail, 1986).
Diversas especies de Steinernema y Heterorhabditis han mostrado patogenicidad contra moscas de la fruta, así se tienen reportadas en la mosca del mediterráneo C. capitata (Poinar y Hislop, 1981; Lindegren y Vail, 1986; Gazit et al., 2000); mosca del melón, Dacus curcubitae (Coquillet) y mosca oriental de la fruta, Dacus dorsalis Hendel (Lindegren et al., 1990); mosca de la manzana,
Rhagoletis pomonella (Poinar et al.,1977); además, la mosca de las cerezas, Rhagoletis indifferens (Patterson y Lacey, 1999); la mosca del Caribe A. suspensa (Beaver y Calkins, 1984); y la mosca Mexicana de la fruta A. luden Loew (Lezama-Gutiérrez et al., 1996).
Entre las principales cualidades de los nematodos entomopatógenos por los que se consideran excelentes agentes de control biológico, se encuentran: el amplio rango de hospederos, habilidad para buscar activamente al hospedero y ser inocuos para los mamíferos y animales de sangre caliente (Obendorf et al., 1983, Shapiro y Gaugler, 2002).
Los nematodos entomopatógenos (Nematoda: Steinermatidae y Heterorhabditidae) se usan comercialmente para el control biológico de insectos plaga en una variedad de cultivos, donde se incluyen cítricos, pastos, maíz, arándano y ornamentales (Klein, 1990; Georgis, 1992).
Las distintas especies y razas de Stienernema y Heterorhabditis exhiben diferencias en potencial infectivo, comportamiento de búsqueda y supervivencia que impactan en su aplicabilidad en programas de manejo de plagas (Gaugler y Kaya, 1993; Fazul et al., 2000).
La diferencia en patogenicidad y especificidad ha sido relacionada a su comportamiento, fisiología y morfofisiología (Molyneux, 1985; Lewis et al., 1993; Ehlers y Gerwien, 1993, Simoes y Rosa, 1996; Doucet et al., 1996; Fazul et al., 2000), características morfofisiologicas del insecto (Kondo y Ishibashi, 1987) y a factores ambientales (Kaya, 1990).
Las larvas del tercer estadio de A. ludens son los individuos inmaduros que migran del fruto hacia el suelo para pupar, siendo este período cuando los nematodos tienen mayor oportunidad de actuar como agentes de control biológico de la plaga.
La susceptibilidad de un insecto plaga al ataque de nematodos entomopatógenos está influenciada por la edad de insecto hospedero, las cepas, razas y/o géneros y especies de los nematodos. Idealmente, la cepa de nematodo entomopatógeno más patógena en contra de una o más edades del insecto prueba debe ser seleccionada antes de los ensayos en campo (Fuxa et al., 1988).
Por todo lo anterior, se planteó evaluar diferentes especies y razas de nematodos entomopatógenos en estados inmaduros de Anastrepha luden primeramente en condiciones de laboratorio, para que posteriormente sean evaluadas bajo condiciones de campo.
Con relación a lo anterior, se determinó la siguiente hipótesis.
Los nematodos entomopatógenos Heterorhabditis bacteriophora cepa HP88, Heterorhabditís indica, Steinernema carpocapsae cepas AII, Mexicana y Steinernema riobrave, tienen patogenicidad diferencial en larvas del tercer estadio de Anastrepha luden Loew.
Para contrastar la hipótesis se plantearon los siguientes objetivos.
1. Evaluar la patogenicidad de los nematodos entomopatógenos de las especies de H. bacteriophora cepa HP88, H. indica, S. carpocapsae cepas All y Mexicana y S. riobrave en contra de larvas del tercer estadio de A. ludens Loew.
2. Determinar las concentraciones letales promedio (CL50) de las especies
de nematodos entomopatógenos más virulentas en contra de larvas del tercer estadio de A. ludens.
II. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1 Importancia de la fruticultura en México.
La producción frutícola en nuestro país tiene gran relevancia desde el punto de vista económico, ya que se tiene una superficie sembrada de 1,900,000 ha. Estas producen aproximadamente el 30% del valor total de la producción agrícola, entre los frutales que destacan por su importancia sobre la base de la superficie sembrada se encuentran los cítricos, mango, papaya, manzana, guayaba y durazno (Aluja y Liedo, 1986). Así por ejemplo, la superficie cosechada en el 2001 para el cultivo de naranja fue en 326,580 ha; el limón agrio 87056 ha; plátano 68733 ha y el mango en 162,304 ha (INEGI, 2002).
El mercado de mango fresco en los Estados Unidos de Norteamérica tiene como principal proveedor a México, que abasteció el 83.1 % del total de importaciones de esta fruta, durante el período de 1996 a 2001 (SEPSA, 2002).
2.2 Generalidades sobre las moscas de la fruta.
Las moscas de la fruta son consideradas como el problema más grave que afecta a la fruticultura en el ámbito mundial, debido a su abundancia y al número e importancia económica de los hospederos que ataca, en los que causa daños directos (larvas en frutos) e indirectos (medidas cuarentenarias) lo que ocasiona pérdidas millonarias (Aluja, 1993; Gingrich, 1993).
Las moscas de la fruta se clasifican dentro del Orden Diptera y la Familia Tephritidae, en la cual se han reportado aproximadamente 4,000 especies, encontrándose más de 160 en México (Christenson y Foote, 1960; Aluja, 1993).
2.2.1 Principales géneros de moscas de la fruta.
Los géneros de la mosca de la fruta de mayor importancia económica en el ámbito mundial son: El de Ceratitis Wiedemann, representado por C. capitata (Wiedemann) conocida como "Mosca del Mediterráneo", que se ha reportado atacando cerca de 250 especies de hospederos (Christenson y Foote, 1960; Liquido, 1992). El género Batrocera (o Dacus) Hendel, distribuido en África, partes de Europa, Asia y Australia. El género Toxotrypana Gerstácker, localizado en Florida, México y América Central (Landoth, 1984; Landoth et al., 1991). El género Rhagoletis Loew el cual se encuentra distribuido en las zonas templadas y neotropicales (Boller y Prokopy, 1976) y el género Anastrepha Schiner que tiene reportado a la fecha, alrededor de 185 especies, distribuidas en el continente americano (Hernández-Ortiz y Aluja, 1993).
2.2.2 Especies de moscas de la fruta con importancia económica en México.
En México, Anastrepha es el género de moscas de la fruta de mayor relevancia; pertenece a la Subfamilia Trypetinae (Norrbon y Foote, 1989), el cual es endémico del Continente Americano donde se extiende, con 185 especies desde el Sur de los Estados Unidos de Norteamérica (con especies registradas en el Sur de Texas y Florida) hasta el Norte de Argentina (Norrbon y Foote, 1989; Hernández-Ortiz, 1992; Aluja, 1993).
De las especies reportadas para el género Anastrepha, siete son consideradas plagas de importancia agrícola o cuarentenaria, estas especies son: Anastrepha Iudens (Loew) (plagas en cítricos y mango); Anastrepha obliqua (Macquart) (plaga en mango y ciruela mexicana); Anastrepha striata (Schiner) (plaga en guayaba); Anastrepha serpentina (Wiedemann) (plagas en diversas sapotaceas); Anastrepha fraterculus (Wiedemann) (plagas en guayaba y cítricos), Anastrepha grandis (Macquart) (plaga en ciertas curcubitaceas); y Anastrepha
suspensa (Loew) (plaga en cítricos y guayaba), (Norrbon y Foote, 1989; Hernández-Ortiz- 1992; Aluja, 1993).
2.3 Biología y ecología de las moscas de la fruta.
Las moscas de la fruta son organismos con metamorfosis completa. La duración de cada una de las fases de desarrollo esta en función directamente de las condiciones ecológicas de cada lugar. Entre los principales factores bióticos y abióticos que afectan los ciclos de vida de los tefritidos se encuentran el alimento, la temperatura, la humedad, luz, vegetación nativa, sustrato de pupación, sustrato de oviposición y enemigos naturales (Hernández-Ortiz y Aluja, 1993).
Las poblaciones de moscas de la fruta se incrementan cuando el nivel de humedad es óptimo y decrecen en época seca. Un factor importante que influye en la dinámica poblacional de la mosca de la fruta es la temperatura, la cual favorece la generación de poblaciones altas en verano y bajas en invierno (Bateman, 1972; Aluja, 1993).
De acuerdo con las características ecológicas y fisiológicas, las moscas de la fruta se dividen en: a) especies univoltinas, si tienen una sola generación por año, presentando generalmente diapausa invernal b) especies multivoltinas si presentan varias generaciones a lo largo del año (Bateman, 1972).
2.3.1 Ciclo biológico.
El ciclo de vida de las moscas de la fruta comienza cuando una hembra fecundada inserta su ovipositor en pericarpio de un fruto y deposita una serie de huevecillos (1 a 10 dependiendo de la especie). Los huevecillos que son ovipositados se incuban (antes de eclosionar) por un tiempo de 1 a 7 días. Posteriormente, de cada huevecillo emerge una larva que se alimenta de la pupa del fruto hasta completar tres estadios, en un tiempo aproximado de 10 días. Al
completar el desarrollo, la larva sale del fruto y se entierra en el suelo donde se transforma en pupa permaneciendo en esta etapa 15 días, hasta que sale como adulto que iniciará un nuevo ciclo (Christeson y Foote, 1960; Aluja, 1993).
2.3.2 Descripción de Anastrepha luden (Loew).
Es de tamaño medio y de color café amarillento. Presenta en el tórax una franja delgada y clara que se ensancha hacia la parte posterior, y dos franjas más a los lados que llegan hasta la sutura transversal; frecuentemente con una mancha difusa en la parte media de la sutura escuto-escutelar; pleura y metanoto café amarillento y los dos con una franja café oscuro o negra. Alas con bandas pálidas amarillentas; bandas costal y banda en S tocándose en la vena R4+5 o poco separadas. Banda en V separada de la banda en S o conectadas de manera ligera (Aluja, 1993).
2.3.3 Distribución de Anastrepha luden (Loew).
A. luden se encuentra ampliamente distribuida en la República Mexicana, reportándose en los Estados de: Aguascalientes, Baja California Sur, Chiapas, Coahuila, Colima, Distrito Federal, Durango, Guanajuato, Guerrero, Jalisco, México, Michoacán, Morelos, Nayarit, Nuevo León, Oaxaca, Puebla, Querétaro, Quinta Roo, San Luis Potosí, Sinaloa, Sonora, Tabasco, Tamaulipas, Tlaxcala, Veracruz, Yucatán y Zacatecas (Hernández-Ortiz, 1992).
2.3.4 Plantas hospederas.
Las moscas de la fruta del el género Anastrepha han sido clasificados con base al número de plantas que afectan en: a) Polífagas, cuando se alimenta de plantas de diferentes familias b) Oligófagas cuando inciden con varios géneros de la misma familia c) Estenófagas, si se alimenta de varias plantas de un solo género d) Monófagas si las especies tienen un solo hospedero (Hernández-Ortiz y
Aluja, 1983).
Las especies de mayor importancia desde el punto de vista económico son las polífagas y las estenófagas; por alimentarse de varias especies de plantas de importancia económica (Aluja, 1993,).
Generalmente las larvas de las moscas de la fruta se alimentan de la pulpa de los frutos, no obstante se han reportado ciertas especies que también se alimentan de las semillas o exclusivamente de estás, como A. sagittata (Stone) en zapote blanco, Casimiroa edulis Llave y Lex., A. cordata Aldrich en lecherilla Tabernaemontana alba Mill., y A. creba Stone en canela, Quararibea funebris (Llave) Vischer (Hernández-Ortiz, 1992). Al respecto se ha señalado la posibilidad de que otras especies que posee ovipositores largos y extremadamente delgados como las especies de los grupos Dentata y Daciformisa presenten hábitos similares. (Norrbon y Kim, 1988).
2.4 Manejo integrado de moscas de la fruta.
2.4.1 Generalidades.
El manejo integrado de las moscas de la fruta, tiene como objetivo el manejo de las poblaciones de la plaga, mediante la utilización de todas las técnicas disponibles, con la finalidad de evitar el daño económico de la plaga y minimizando los efectos secundarios de su control (Aluja, 1993).
El manejo integrado de la plaga implica la necesidad de un conocimiento profundo de los factores que intervienen en el problema, tales como son: el conocimiento de la vegetación local y biológica, hábitos del insecto, el conocimiento de la fenología de los hospederos cultivados y silvestres, aspectos sociales, políticos y económicos, así como la determinación del momento oportuno de control en función de los niveles de población de la plaga; entre otros (Aluja,
1993;).
2.4.2 Mecanismos de detección.
El muestreo de frutos y el trampeo constituyen los principales mecanismos de detección de la plaga, permitiendo conocer la presencia de la plaga, su distribución y dinámica de la población; que permiten evaluar las medidas de control determinadas (Aluja, 1993).
2.4.2.1 Muestreo.
Este se realiza a través de muestreos de frutos, que permiten detectar, ubicar geográficamente y monitorear las poblaciones en estado inmaduro de moscas de la fruta (Aluja, 1993).
2.4.2.2 Trampeo y uso de atrayentes.
El trampeo se establece como una de las principales actividades del manejo integral de las moscas de la fruta ya que permite el monitoreo y en ocasiones el control de la plaga (Aluja, 1993), para lo cual se han utilizado diferentes diseños y colores de trampas como son: Jackson, Steiner, Nadel, Harris, Boller, Tablero y McPhail (Steyskal, 1977; Villeda et al., 1988; Sivinski, 1990; Robacker, 1990; Aluja, 1993; Malo, 1994). De las cuales la trampa McPhail es la que mejores resultados ha demostrado para el monitoreo y/o control de la plaga (Aluja, 1993).
El atrayente utilizado para cebar las trampas McPhail es el de tipo alimenticio a partir de proteína hidrolizada de maíz, semilla de algodón y levadura de cerveza (Beroza et al., 1960; Aluja, 1993; Epsky et al., 1993) aunque también pueden utilizarse mezclas de melaza, juego de piña y proteína hidrolizada (Aluja, 1994).
2.4.3 Control legal.
El control legal constituye una parte fundamental en el manejo integrado de plagas, debido a que sus acciones tienen un efecto importante en la dispersión, control y erradicación de las plagas. Respecto al control legal de moscas de la fruta esta se realiza a través de cuarentenas, permisos para movilizaciones de fruta, certificados de origen, constancias técnicas de la ejecución de las medidas de control entre otras; disposiciones todas ellas, emitidas de la Ley de Sanidad Fitopecuaria de los Estados Unidos Mexicanos decretada el 13 de Diciembre de 1974 y el reglamento de Ley de Sandidad Fitopecuaria de los Estados Unidos Mexicanos en materia de Sanidad Vegetal, emitido el 18 de Enero de 1980 (Aluja, 1993).
2.4.4 Control mecánico-cultural.
Las prácticas culturales son una importante estrategia para el control de plagas e insectos (Djerassi et al., 1974). De acuerdo con Aluja (1993) el control cultural de moscas de la fruta puede llegar a controlar hasta en 60 y 80 % las poblaciones de la plaga. Dentro de las principales prácticas culturales para el control de la plaga esta, la recolección y destrucción de la fruta caída (Aluja, 1993, Toledo, 1993), control de maleza, para evitar que las moscas recién emergidas encuentren donde protegerse de los depredadores e inclemencias del clima, rastreo del suelo para colocar en la superficie las pupas, así como podas que permitan un desarrollo adecuado del árbol y frutos evitando un excesivo follaje que sirvan de refugio para las moscas (Aluja, 1993).
2.4.5 Manipulación del hábitat.
La manipulación del hábitat como estrategia del control de moscas de la fruta fue propuesta por Aluja y Liedo (1986). Como ejemplo de esta técnica se tiene que la utilización como cultivo trampa de árboles de ciruela mexicana,
Spondias purpurea que permite inhibir el ataque de Anastrepha obliqua en el cultivo de Mangifera indica (Aluja y Birke, 1993).
En trabajos recientes en el cultivo de papaya se encontró que el esquema del cultivo trampa en combinación con el trampeo periférico, tienen gran potencial para el control de la mosca de la fruta de papaya, Toxotrypana curvicauda (Aluja et aI., 1997a; Aluja et al., 1997b).
2.4.6 Técnica del insecto estéril.
Fue inicialmente propuesta por Knipling (1955), para el control de la mosca de la fruta consiste en liberaciones masivas de la plaga, la cual ha sido previamente esterilizada por medio de radiaciones en estado de pupa (Burk y Calkins, 1983), este método también es utilizado cuando las poblaciones de mosca son pequeñas y aisladas. Asimismo, complementado con otras técnicas puede reducir grandes poblaciones de la plaga (Djerassi et al., 1974; Messing, 1996).
Con este método se ha logrado la erradicación de la mosca del mediterráneo, C. capitata, utilizándolo también para reducir poblaciones incipientes de adultos de A. suspensa (Holler y Harris, 1993) y como una estrategia del manejo de A. oblicua y A. ludens (Aluja et al., 1996).
Actualmente se propone mejorar de manera significativa esta técnica mediante la liberación exclusiva de machos estériles, permitiendo así, una reducción de la mitad de costos en la producción de pupas y evitando la perforación por oviposición de hembras estériles en los frutos (Economopoulos, 1996).
Se realiza mediante la aplicación de insecticida-cebo, que aplicado de manera oportuna y combinada con otros mecanismos de control, reduce el daño de las moscas de la fruta (Aluja, 1993). Sin embargo, este tipo de control, causa la contaminación en sistemas acuíferos, peligro para los aplicadores y mortalidad de agentes de control biológico (Messing, 1996) y también de insectos benéficos (Gary y Mussen, 1984).
2.4.8 Métodos alternativos.
Trabajos recientes para el control de moscas de la fruta, se han reportado en diferentes líneas. La utilización de reguladores de crecimiento de plantas, como el ácido giberélico (AG) aplicado en toronjas cv. Mars, permite que sean menos susceptibles al ataque de A. luden (Greany et al., 1991). Trabajos con reguladores del crecimiento en insectos, se han utilizado para reducir la fertilidad de huevos de C. capitata, D. dorsalis y D. cucurbitae (Albrecht y Sherman, 1987) y de A. ludens (Martínez y Moreno, 1991).
Otros tipos de control de moscas de la fruta, son las cubiertas aplicadas en toronjas que permiten matar en el interior de las mismas, larvas del tercer estadio temprano de A. ludens hasta en un 95% (Hallman, 1997).
También con la utilización del sistema de enfriamiento rápido en agua (1.1 ºC) se logra aumentar en un 90% la mortalidad de larvas de A. suspensa en frutos de carambola, Averrhon carambola (L.) (Gould y Hennessey, 1997).
2.4.9 Control biológico.
El control biológico se define como la regulación de una población de la plaga a través de enemigos naturales como son los parásitos, depredadores, y patógenos y poblaciones antagónicas o competidoras (Djerassi et al., 1974;
El control biológico juega un papel importante en reducir el impacto negativo de un gran número de insectos plaga (Howarth 1991; Shea y Possinghan 2000, Lacey et al., 2001) asimismo el uso de agentes de control biológico de plagas ha demostrado ser amigable al ambiente (Batra, 1982) y seguro a los humanos (Pimentel, 1984); ofreciendo soluciones sustentables a problemas de insectos plaga (Wiedemann, 1997).
2.4.10. Control biológico de moscas de la fruta.
2.4.10.1. Parasitoides.
Con respecto a moscas de la fruta; el uso del control biológico mediante la liberación de parasitoides ha permitido la reducción a poblaciones de Anastrepha (Aluja et al., 1990; Aluja, 1994). Así por ejemplo, en Florida, E. U., la liberación de los parasitoides D. longicaudata (Ashmead), D. tryoni (Cameron), Biosteres (=Opius) vandenboschi (Fullaway, Psytallia incisi (Silvestre) ha permitido la reducción de la población de la mosca del Caribe, A. suspensa, hasta un 43%. (Baranowski et al., 1993).
Posteriormente Sivinski et al., (1996) reportan que con liberaciones inundativas de D. longicaudata contra A. suspensa produjo disminuciones muy importantes de los promedios de las capturas de moscas por trampa en las zonas de liberación, al comparar sus datos con registros históricos para estas regiones.
También Burns et al., (1996) reportan una disminución de la captura de A. suspensa en tres regiones de Florida después de liberaciones aumentativas de D. longicaudata. Aunque cuando se determino que el parasitismo en frutos colectados el registro más alto fue 8.8 %.
En México se han reportado parasitoides de moscas de la fruta como D. longicaudata (Ashmead); Bracanastrepha anastrephae (Vierech); Doryctobracon
crawfordi (Vierech); Doryctobracon crawfordi (Vierech); Doryctobracon aerolatus (Széplegeti) Ganaspis carvalhoi (Dettimer); Acerotoneuromyia indicum (Silvestri); Biosteres arisanus; Pachycrepoides windemia y Doryctobracon toxotrypae (Muesebeck),: parasitando a A. ludens, A. obliqua, A. serpentina, A. striata y T. curvicauda (Aluja et al., 1990; Piedra et al., 1993; Aluja, 1994; Aluja et al., 1998).
Dentro de los limitantes de tipo biológico del empleo de parasitoides de moscas de la fruta están: baja fecundidad en comparación con la de las moscas, dificultad de parasitar larvas en frutos con corteza larga y/o gruesa. (Sivinski, 1996), prácticas actuales de la agricultura como es el monocultivo, empleo de insecticidas y la dependencia por parte de los parasitoides de la densidad del hospedero; puesto que cuando estos son efectivos ya la plaga cruzó el umbral económico (Gingrich, 1993).
2.4.10.2 Bacterias entomopatógenas.
Dentro de las investigaciones con B. thuriengiensis contra moscas de la fruta se tienen las realizadas por Robacker et al., (1996) quienes consignan que al evaluar 55 aislados de Bt en la presentación en pellet y sobrenadante, contra larvas del tercer estadio de A. ludens encontraron, que dos aislados de Guatemala fueron los más virulentos, alcanzando el 100 % de mortalidad en larvas más pupas; le siguieron en efectividad las cepas HD 2 y la HD146 provenientes del laboratorio del Dr. Howard Dulmage.
Cuando investigaron varios cientos de aislados de Bt contra la mosca del olivo Batrocera oleae Alberola et al., (1999) encontraron que determinados aislados fueron tóxicos en adultos o larvas y algunos para ambos estados de la mosca del olivo. Asimismo al evaluar los aislados más tóxicos en el parasitoide más importante de B. oleae; Opius concolor Szepl (Hym. Braconidae) se observo que solo tres aislados de Bt de 14 examinados presentaron mortalidad significativa en el parasitoide.
2.4.10.3 Hongos entomopatógenos.
Metarhizium anisopliae es el principal hongo evaluado en contra moscas de la fruta García et al., (1984) reportan que M. anisopliae evaluado en contra de C. capítata presento una DL50 de 8 X 10 6.6 conidias /ml y un TL50 de 11.4 días.
Al evaluar siete razas de hongos entomopatógenos contra C. capitata, Castillo et al.,(2000) encontraron que M.anisopliae y Paecilomyces fumosoroseus raza CG — 200 fueron los hongos más patogénicos con valores de DL50 5.1 y 6.1
X 103 conidia/mosca respectivamente. Asimismo al evaluar los extractos se reporto que M. anisopliae fue el más toxico, resulta ndo un 90 % de mortalidad a una concentración de 25 m/g de dieta y además de que la fecundidad y fertilidad fue reducida al 94 y 53 respectivamente comparado con el testigo.
Al evaluar veinte aislados de M. anisopliae contra A. ludens se observó que la concentración de conidias de 108 UFC/ml se presento una mortalidad acumulada de larvas y pupas con un rango de 37.9 a 98.75 %. Trece aislados causaron una tasa de mortalidad mayor del 83.7 % y su LT50 con rango de 1.8 a
6.2 d. Los aislados Ma2, Ma8 y Mal 6 reportaron un CL50 de 3.7 a 4.8 X105
UFC/ml. En experimentos de campo Ma2 a la concentración de 2.5 x 106 UFC/ml, reduce la emergencia de adultos entre el 22 y 43 % (Lezama et al., 2000)
2.5 Nematodos.
Los nematodos entomopatógenos son excelentes agentes de control biológico por las características de: tener quimiorreceptores, buscar activamente a sus hospederos y matarlos rápidamente (Kaya y Gaugler, 1993; Liu y Poinar, 2000); son letales a un amplio rango de insectos de importancia económica (Poinar, 1971; Gaugler, 1981; Bathon, 1996), son seguros para mamíferos, invertebrados y plantas (Poinar, 1989; Akhurst, 1990; Boemare et al., 1996) tienen potencial de reciclado, compatibilidad con muchos agroquímicos (Rovesti y Deseo,
1990; Grewal, 1999) y están exe ntos de registro en varias regiones del mundo (Gorsuch, 1982, Ehlers y Hokkanen, 1996; Bedding et al., 1996; Richardson, 1996).
2.5.1. Taxonomía.
Los nematodos se encuentran ubicados en el Phylum Nemata, el cual se subdivide en las clases Secementa y Adenophora (Poinar, 1975 y 1979). Los nematodos entomopatógenos conocidos o bien los que tienen posibilidades de control biológico se encuentran en cuatro órdenes, por importancia, Rhabditida, Mermitida, Tylenchida y Aphelenchida (Smart y Nguyen, 1994).
Dentro del orden Rhabditidae se encuentra la mayoría de los nematodos de vida libre incluyendo a las familias Steinernematidae y Heterorhabditidae, parásitos facultativos de insectos (Tanada y Kaya, 1993; Smart y Nguyen, 1994). La familia Steinernematidae comprende dos géneros; Steinernema Travassos, 1927 (Hominick et al.,1997) y Neosteinernema Nguyen y Smart 1994 (Nguyen y Smart, 1994). La familia Heterorhabditidae comprende él genero Heterorhabditis.
Actualmente han sido descritos y aceptados como validas veintidós especies de Steinernema, una especie de Neostienernema y ocho especies de Heterorhabditis (Caudrol y 2) (Nguyen y Smart, 1996; Hominick et al., 1997; Kaya y Stock, 1997).
Los aislados son referidos de manera individual (p.ej. AH, Ham, Pye) local (p.ej. Mexicana, Umea, Italian) por los insectos hospederos (p.ej. Agrotis, Rhagoletis) o por códigos (p.ej. DD-36, P7) (Poinar, 1990); Baker y Capinera (1997) señalan que los aislados de nematodos usualmente llegan a ser considerados biotipos o razas que en ocasiones despliegan biologías significativamente diferentes.
Cuadro 1. Géneros y especies de la familia Steinermatidae Genero Steinernema S. S. S. S. S. S. S. S. S. S. S. Especie
kraussei (Steiner, 1923) Travassos, 1927. = Aplectana kraussei Steiner, 1923.
= Steineria kraussei (Steiner, 1923) Travassos, 1927 = Oxysomatium kraussei (Steiner, 1923) Skrjabin, Shikhobalova, Mozgovoi, 1951
arenarium (Artyukhovsky, 1967) Wouts, Mracek,Gerdin y Bedding 1982.
= Neoaplectana arenaría Artyukhovsky. = Neoaplectana anomali Kozodoi, 1984.
anomalae (Kozodoi, 1984) Curran, 1989 1967.
afine (Bovien, 1937) Wouts, Mracek, Gerdin y Bedding, 1982
= Neoaplectana affinis Bovien, 1937. bicomutum Tallosi, Peters y Ehlers, 1995.
carpocapsae (Weiser, 1955) Wouts, Mracek, Gerdin y Bedding, 1982
= Neoaplectana carpocapsae Weiser, 1955
= Neoaplectana feltiae sensu Stanuszek, 1974, nec Filipjev1934,
= Neoaplectana feltiae pieridarum Stanuszek, 1974. feltiae pierídarum (Stanuszek, 1974) Wouts, Mracek, Gerdin y Bedding,
= Neoaplectana carpocapsae pieridarum Stanuszek, 1974
= Neoaplectana dutkyi Turco, Thames y Hopkins, 1971 dutkyi (Turco, Thames y Hopkins, 1971) Wouts, Mracek, Gerdin y Bedding, 1982
caudatum Xu, Wang y Li, 1991.
ceratophorum Jian, Reid y Hunt, 1997.
S. S. S. S. S. S. S. S. S. S. S. S. S. S. S. S. Neosteinemema
feltiae (Filipjev, 1934) Wouts, Mracek, Gerdin y Bedding, 1982
= Neoaplectana feltiae Filipjev, 1934 = Neoplectana bíbíonis Bovien, 1937
bibionis (Bovien, 1937) Wouts, Mracek, Gerdin y Bedding, 1982
= Neoaplectana leucaniae Hoy, 1954.
leucaniae (Hoy, 1954) Wouts, Mracek, Gerdin y Bedding, 1982
glaseri (Steiner, 1929) Wouts, Mracek, Gerdin y Bedding, 1982
= Neoaplectana glaseri Steiner, 1929. intermedium (Poinar, 1985) Mamiya, 1988 = Neoaplectana intermedia Poinar, 1985 karii Waturu, Hunt y Reid, 1997
kushidai Mamiya, 1988
longicaudum Shen y Wang, 1992 monticolum Stock, Choo y Kaya, 1997 neocurtillae Nguyen y Smart, 1992 oregonense Liu y Berry, 1996
puertoricense Romin y Figueroa, 1994 rarum (de Doucet, 1986) Mamiya, 1988 = Neoaplectana rara de Doucet, 1986
riobrave Cabanillas, Poinar y Raulston, 1994 ritteri de Doucet y Doucet, 1990
scapterisci Nguyen y Smart, 1990
= Neoaplectana carpocapsae ‘raza Uruguay’ Nguyen y Smart, 1988.
Neosteinemema longicurvicauda Nguyen y Smart, 1994
Cuadro 2. Géneros y especies de la familia Heterorhabditidae Genero Heterorhabditis H. H. H. H. H. H. H. H. bacteriophora Poinar, 1976
=Chromonema heliothidis Khan, Brooks y Hirschmann, 1976
argentinensis Stock, 1993. brevicaudis Liu, 1994.
hawaiiensis Gardner, Stock y Kaya, 1994. indica Poinar, Karunaka y David, 1992. marelatus Liu and Berry, 1996.
= H. hepialius Stock, Strong y Gardner, 1996. megidis Poinar, Jackson y Klein 1987.
zealandica Poinar, 1990. Hominick et al., 1997
2.5.2 Morfología.
Los nematodos entomopatógenos son animales no segmentados, con sistema excretorio, nervioso, digestivo, reproductivo y muscular pero carente de sistema circulatorio y respiratorio. Muchos son más o menos cilíndricos en toda la longitud de su cuerpo y a menudo son llamados gusanos. El tracto alimenticio consiste de una boca seguida de una cavidad bucal o estoma, esófago, intestino, recto y ano (Poinar, 1979).
El sistema reproductivo masculino del nematodo se inicia ventralmente dentro del recto formando la cloaca, tiene uno o dos testículos y posee espículas que son utilizadas como una estructura copulatoria. El adulto femenino tiene uno o dos ovarios con la vulva localizada ventralmente cerca de la mitad del cuerpo o más posteriormente (Kaya y Stock, 1997). Los adultos tienen una longitud que parte de 1 a 8 mm mientras la longitud de los juveniles infectivos (Jls) tanto de
Steinernema como de Heterorhabitis va de un rango de 440 — 1500 um (Baker y Capinera, 1997).
2.5.3 Ciclo biológico.
Los ciclos de vida de los géneros Steinernema y Heterorhabditis son muy similares, sin embargo estas similitudes son el resultado de una evolución convergente (Poinar, 1993) que de acuerdo a evidencias moleculares no indican una relación filogenética estrecha entre las dos familias (Blaxter et al., 1998).
El ciclo de vida de las especies del género Steinernema comprende de un estado de huevo, cuatro estadios juveniles y un estado adulto (machos y hembras) (Poinar, 1990). Generalmente ocurren dos generaciones completas dentro del insecto hospedero (Smart y Nguyen, 1994). El tercer estadio conocido como juvenil infectivo es el que localiza al hospedero al detectar productos de excreciones, niveles de dióxido de carbono y gradientes de temperatura (Gaugler et aI.,1980; Georgis, 1992; Grewal et al., 1997) así como también otros simbiotes bacterianos, ciertos pH’s y valores químicos (Pye y Burman, 1981).
La entrada del juvenil infectivo en el insecto hospedero ocurre a través de las aberturas naturales, boca y ano (Woodring y Kaya, 1988) espiráculos (Triggiani y Poinar, 1976) o a través de las partes suaves del integumento (Peters y Ehlers, 1994) en adición, los juveniles infectivos heterorbaditidos debido a que posen un diente dorsal pueden raspar la cutícula y entrar directamente al hemocel de ciertos insectos (Georgis, 1992; Kaya y Koppenhofer, 1999).
Cuando un juvenil infectivo entra en el hemocel del hospedero libera la bacteria asociada que puede ser Xenorhabdus spp. para Stienernema spp. (Thomas y Poinar, 1979) y Photorhabdus luminescens para Heterorhabditis spp. (Boemare et al., 1993a).
La bacteria simbiótica se multiplica rápidamente en la hemolinfa, invade la respuesta inmunológica del insecto, produce una variedad de toxinas no especificadas (Dunphy 1994,1995; Clarke y Dowds, 1995) que finalmente causan la mortalidad del insecto por septicemia, generalmente dentro de 24 a 48 horas (Kaya, 1993, Smart, 1995; Grewal, 2000) aunque según Lebeck et al., (1993) en insectos pequeños, la mortalidad del hospedero puede ocurrir en minutos, presumiblemente debido a un daño mecánico.
Los juveniles infectivos se alimentan de la bacteria y tejidos del hospedero, mudan a la cuarta etapa y en consecuencia en machos y hembras de la primera generación (Smart, 1995). Las diferencias para él género Heterorhabditis es que los juveniles de la primera generación llegan a ser hermafroditas y en la segunda generación se desarrollan machos y hembras. Después de aparearse, la hembra pone huevos emergiendo la primera etapa juvenil que muda sucesivamente convirtiéndose en machos y hembras de la segunda generación (Nguyen y Smart, 1994).
Los adultos de la segunda generación copulan y producen huevos naciendo de éstos el primer estado juvenil, posteriormente mudan al segundo instar, cuando los nutrientes del hospedero se agotan, el segundo instar deja de comer "secuestrando" alrededor de 200 células de su bacteria simbiótica ( Spiridonov et al., 1991; Strauch y Ehlers, 1998) dentro de una porción ventricular del intestino, a través del intestino o en el lumen faringeal (Bird y Akhurst,1983; Boff et al., 2000); mudando al tercer instar y reteniendo la cutícula del segundo instar (Campbell y Gaugler, 1991).
Después de la infección del insecto hospedero, los juveniles infectivos abandonan el cadáver en búsqueda de nuevos insectos plaga (Smart, 1995; Ehlers, 1996 Glazer, 1996); que bajo condiciones ideales según Kaya y Koppenhofer (1999) ocurre entre los seis y once días en los steinermantidos y doce y catorce días en los heterohabditidos.
Los juveniles infectivos no se alimentan, sin embargo pueden vivir por varias semanas de las sustancias que tienen almacenadas como los lípidos (Selvan et al., 1993; Patel et al., 1997) y glyconemo (Patel y Wright, 1997) y durante varios meses al entrar a un estado cercano al anhidrobiótico (Womersley, 1990; Smart y Nguyen, 1994; Grewal, 2000)
2.5.4 Bacterias simbióticas.
La relación existente entre el entomopatógeno y la bacteria constituye un ejemplo clásico de mutualismo. La bacteria es incapaz de sobrevivir en el suelo por lo tanto requiere del juvenil infectivo para su protección, donde su casa es el intestino, al carecer de habilidad de invasión es dependiente del nematodo, para transportarse dentro del hemocel del hospedero (Morgan et al., 1997) asimismo recibe la protección del nematodo ya que este inhibe las defensas antibacterianas del hospedero (Kaya y Koppenhofer, 1999).
Por su parte en nematodo recibe los beneficios de la bacteria, debido a que esta mata al hospedero rápidamente y crea un ambiente favorable para el crecimiento y reproducción del nematodo al inhibir el crecimiento de microorganismos competidores a través de la producción de antibióticos (Paul et al.,1981; Richardson et al., 1988; Li et al., 1995; Hu et al., 1998).
También la bacteria transforma los tejidos del hospedero en una fuente de comida para el nematodo y asimismo la bacteria sirve como fuente de alimento para el nematodo (Kaya y Koppenhofer, 1999). Sin la presencia de la bacteria simbiótica en el cadáver del insecto, los nematodos son incapaces de reproducirse (Poinar y Thomas, 1966).
Las especies de Xenorhabdus son gram negativas, anaerobias facultativas en forma de varilla, clasificadas dentro de la familia Enterobacteriaceae (Thomas y Poinar, 1979 Grewal et al., 1999). Actualmente se han reconocido cinco especies
de Xenorhabdus donde a toda especie de Steinernema lleva una sola especie de Xenorhabdus; aunque Xenorhabdus puede e ncontrase con una o más especies de nematodos (Akhurst y Boemare, 1988, 1990; Boemare et al., 1993a).
La bacteria Photorhabdus luminescens se encuentra asociada simbióticamente con todas las especies de Heterorhabditis (Boemare et al., 1993a; Forst y Nealson, 1996a) sin embargo las investigaciones Liu et al., (1997) sugieren que P. luminescens sea separada en diferentes especies.
Las especies de las bacterias Xenorhabdus y Photorhabdus presentan diferencias con relación a las propiedades bioquímicas y fisiológicas (Boemare y Akhurst, 1988; Boemare et al., 1993b). Estas diferencias han sido demostradas por sus interacciones con nematodos (Akhurts, 1983). De acuerdo a Forst y Nealson (1996b) entre las principales diferencias de ambas bacterias se encuentran:
1. Los aislados de Photorhabdus presentan bioluminosidad, los aislados de Xenorhabdus no la presentan.
2. Los aislados de Photorhabdus convierten el cadáver del hospedero a un color rojo, púrpura, naranja, amarillo, ocre y en ocasiones verdes mientras que los aislados de Xenorhabdus convierten el cadáver broceado, ocre, gris, o gris oscuro. 3. Los aislados de Photorhabdus son catalizados positivamente en tanto que los aislados de Xenorhabdus son catalizados negativamente.
4. Los aislados de Photorhabdus producen antibióticos tales como hidroxistilbinas y antroquinones donde los aislados de Xenorhabdus producen antibióticos como indoles, xenorhadinas y xenocouamacinas.
2.5.5 Variación de la fase de las bacterias simbióticas.
Las bacterias Xenorhabus y Photorhabdus despliegan una forma de fenotipo inestable conocida como variación de la fase (Akhurst, 1983). Donde la
fase I se caracteriza por la adsorción de tintes y la producción de antibióticos (Akhurst, 1980), y dependiendo de la especie y la raza puede ser pigmentada, bioluminicente, producir lecitinasa, lipasas, fimbriae, cápsulas y desarrollar grandes inclusiones de cuerpos de proteína cristal (Akhurst y Boemare, 1983; Smart y Nguyen,1994; Burnell y Dowds, 1996; Kaya y Koppenhofer,1999).
La fase II surge espontáneamente durante la fase estacionaria en cultivo in vitro o durante la reproducción de nematodos en dietas artificiales (Boemare et al.,1996) y a diferencia de la fase I; la fase II no produce antibióticos, no adsorbe tintes y la formación de cristales de proteína es ineficiente (Boemare et al.,1996; Kaya y Koppenhofer,1999).
La base de la existencia de la fase II es desconocida (Smart y Nguyen, 1994). Ambas fases son igualmente patogénicas en larvas de la polilla mayor de la cera G. mellonella, sin embargo una característica notable es que el juvenil infectivo tiene siempre exclusivamente simbiotes fase I antes de escapar del cadáver del insecto (Akhurst y Boemare,1990; Burnell y Dowds,1996) además de que la fase I es más favorable en la producción de nematodos in vitro que la fase II; especialmente en las asociaciones de Heterorhabditis-Photoharbdus (Ehlers et al.,1990; Smart y Nguyen,1994; Kaya y Koppenhofer,1999).
2 5.6 Conducta.
Los nematodos entomopatógenos poseen comportamientos que les permiten buscar e infectar a los insectos hospederos. Las estrategias de búsqueda del hospedero se dividen en dos categorías; "acechadoras" y "cazadoras" (Gaugler et al., 1989; Campbell y Gaugler, 1993; Lewis et al. 1992, 1993).
Las especies acechadoras tales como S. carpocapsae y S. scapterisci tienden a ser estacionarias; como estrategia tienen la de pararse en su cola (Kaya y Gaugler, 1993 ;Gaugler, 1999) e incluso brincar hacia el hospedero; S.
carpocapsae (Campbell y Kaya,1999); estas estrategias le permiten atacar e infectar insectos móviles que se alimentan en la interfase de la basura del suelo (Campbell et al., 1996).
Otras especies p.ej. S. glaseri y H. bacteriophora tienen una estrategia de búsqueda activa y son llamadas " cazadoras" (Kaya y Gaugler, 1993; Lewis et al., 1993; Gaugler, 1999). La mayoría de los nematodos con esta estrategia tienden a ser muy móviles y explorar grandes áreas para los hospederos y asimismo presentan una alta respuesta a la liberación de compuestos químicos liberados por el hospedero; que son utilizados para su localización (Lewis et al; 1993); y están adaptados para infectar insectos menos móviles del suelo (Campbell et al.,1996).
La búsqueda del hospedero es un continuo, donde especies como S. riobrave y S. feltiae presentan características intermedias ente las especies "acechadoras" y "cazadoras" (Campbell y Gaugler, 1997; Campbell y Kaya, 2002).
Cuadro 3. Especies de bacterias simbióticas asociadas con nematodos entomopatógenos. Simbiótica Nematodo Referencia
X. nematophilu X. pionari X. bovienii X. bovienii X. bovienii X. bovienii X. japónica X. sp X. sp X. beddingii P. luminescens S.carpocapsae S. Glaser S.feltiae S. feltiae S. affine S. krausei S. intermedia S.scapterisce S. cubana S.spp H. bacteriophora Akhurst y Boermare 1988. Akhurst y Boermare 1988. Akhurst y Boermare 1988. Akhurst y Boermare 1988. Akhurst y Boermare 1988. Akhurst y Boermare 1988. Yamanaka et al., 1982. Aguilera y Smart, 1993. Mrácek et al., 1993. Akhurst y Boermare 1988. Boemare et al., 1993. Boemare et al., 1996
2.5.7 Rango de hospederos.
Los nematodos entomopatógenos de los géneros Steinernema y Heterorhabditis han sido reportados por varios investigadores como parásitos para un gran número de insectos. Así se tiene que Poinar (1979) indica que, S. carpocapsae infecto a 250 especies en 75 familias y 11 órdenes por su parte Morris (1985) reporta la susceptibilidad de 32 insectos plaga a S. feltiae. También H. bacteriophora y H. megidis han exhibido parasitismo en un gran número de insectos sin embargo la infectividad mostrada ha sido en cajas de Petri, altas dosis de infectivos, óptimas condiciones ambientales y donde las barreras ecológicas y de comportamiento han sido removidas (Kaya y Koppenhofer, 1999).
En condiciones de campo la infectividad de los nematodos se reduce a pocas especies y estadios de insectos (Smits, 1996; Georgis, 1992) entre las principales causas de esta baja infectividad se encuentran el bajo número de Jls que buscan al hospedero (Smits, 1996), efecto de las condiciones ambientales adversas (Glazer, 1996) y los efectivos mecanismos de defensa del potencial hospedero (Simoes y Rosa, 1996).
2.5.8 Ecología.
2.5.8.1 Distribución geográfica.
Los nematodos se encuentran distribuidos prácticamente en todos los continentes con excepción de la región Antártica (Hominick et al., 1996) han sido aislados en diferentes tipos de suelos desde el nivel de mar a altas altitudes, en hábitat naturales y agrosistemas perturbados (Hominick y Briscoe, 1990; Kaya y Koppenhofer, 1999).
Dentro de los stienermatidos dos especies, S. feltiae y S. carpocapsae parecen tener una distribución global (Hominick et al., 1996), las otras especies de
steinernematidos tienden a una distribución más restringida registrándose a nivel continental o nacional (Hominick et al., 1996).
Especies como S. affines y S. kraussei parece estar restringidas a Europa (Hominick et al., 1995) donde S. rara y S. ritteri parecen ser restringidas al sur de América (Hominick et al., 1996).
Con respecto a los heterorhabditidos la situación es diferente, debido principalmente a los pocas especies que se han descrito (Hominick et al., 1996). En este contexto se tiene que H. bacteriophora es actualmente el heterorhabditido más ampliamente distribuido geográficamente, encontrándose en toda América, Suroeste y Centro de Europa, Australia y Este de Asia (China, Japón y Corea) (Burnell y Stock, 2000).
Por su parte H. indica tiene una amplia distribución en los subtropicos y trópicos, habiéndose sido aislado en el Suroeste de India (Poinar et al., 1992). Sri Lanka (Amarasinghe et al., 1994); península de Malasia (Mason et al., 1996); Indonesia (Griffin et al., 1999; Burnell y Stock, 2000), Cuba y región del Caribe (Joyce et al., 1994; Constant et al; 1998) Egipto, Kenia (Stack et al; 2000; Gernier et al; 1996; Burnell y Stock, 2000) y en las regiones subtropicales y secas de Japón (Yoshida et al., 1998).
Respecto al rango de hábitat preferido por stienermatidos de acuerdo a Hominick et al., (1995) la información existente es insuficiente y con datos contradictorios para poder determinar correlaciones. Sin embargo, dentro de las especies que han mostrado tener un rango amplio de hábitat esta, S. kraussei, ya que ha sido encontrada en bosques de coniferas y deciduos (Mrácek et al., 1999; Stock, 2000) y dentro de las especies que han exhibido preferencia por algún hábitat se encuentran S. feltiae, S. afine y S. intermedium, que han sido encontrados principalmente en pastizales (Boag et al., 1992, Hominick et al., 1995).
De acuerdo a Kaya y Gaugler (1993) esta preferencia de hábitat puede reflejar la distribución de hospedero. Por su parte Hominick et al., (1995) señala que varias especies deben ser fisiológicamente y conductualmente adaptada así que sus específicos requerimientos ecológicos son satisfechos solamente en particulares hábitats.
Por su parte los heterorhabditidos la información de su hábitat específico es dominante por la correlación entre los miembros de esta familia y suelos arenosos de la costa (Griffin et al., 1994). Lo anterior apoya la hipótesis de Poinar (1993) de que los heterorhabditidos provienen de nematodos marinos y los steinermatidos de nematodos terrestres.
2.5.8.2 Dispersión de juveniles infectivos.
La dispersión de los juveniles infectivos se produce tanto verticalmente como horizontalmente, ambos pasivamente, (lluvia, viento, tierra; por los humanos o insectos) o activamente en particular por los nematodos cazadores que es el principal medio de búsqueda de hospederos (Kaya, 1990; Nguyen y Smart, 1990). Sin embargo su potencial para dispersarse a grandes distancias está limitado a cuantos metros por año como máximo (Poinar y Hom, 1986). La dispersión a largas distancias puede ocurrir en un numero pequeño y requieren ser transportados por los insectos hospederos (Parkman y Smart, 1996).
2.5.8.3 Factores abióticos.
Los factores abióticos pueden afectar de una manera significativa la efectividad de los nematodos entomopatógenos en el control de insectos plaga; al limitar la búsqueda y entrada al hospedero (Smith, 1999).
2.5.8.3.1 Radiación solar.
Entre los principales factores abióticos que afectan de manera adversa a los nematodos entomopatógenos se encuentra la luz ultravioleta (Gaugler y Boush, 1978; Gaugler et al., 1992) reportan que cuando expusieron a la luz solar a S. carpocapsae este fue inactivado con 60 min., mientras que H. bacteriophora fue más sensible y que fue inactivado con 30 min., asimismo señalan que bajo una lámpara de UV simulando la luz de UV de onda larga e intensidad de la luz solar los tiempos de inactivación de S. carpopcapsae fue de 6 min. y H. bacteriophora fue de 2 min.
Por su parte Fujiie y Yokoyama (1998) mencionan que la luz UV afecta la sobrevivencia de los Jls de S. kushidia, reportando una mortalidad cercana al 100 con una exposición de 40 minutos, señalando además que la actividad insecticida del nematodo sobre Anomala cuprea (Coleoptera: Scarabaeidae) decrece a 40 min, 5 min. y 10 segundos de exposición solar. El uso de protectores de la radiación ultravioleta extiende la longevidad de los juveniles infectivos (Gaugler y Boush, 1979).
2.5.8.3.2 Temperatura.
La temperatura puede ser el factor abiótico de mayor efecto sobre los nematodos. Tiene efecto en la supervivenvia, infectividad y patogenicidad (Blackshaw y Newell, 1987; Griffin y Downes, 1991; Kung et al., 1990; Fujie et al., 1995; Glazer et al., 1996) el desarrollo, maduración y reproducción también son afectados por la temperatura (Dunphy y Webster, 1986; Fan y Hominick, 1991b; Grewal et al., 1994; Long et al., 2000).
El efecto de la temperatura en la supervivencia de los nematodos varia con las distintas razas y especies (Grewal et al., 1994; Glazer et al., 1996, Baker y Capinera, 1997). Temperaturas extremas abajo de 0º C y arriba de 40ºC son
letales a numerosos nematodos, dependiendo el tiempo de exposición y las especies (Brow y Gaugler, 1996; Griffin, 1993).
S. riobrave, S. carpocapsae y S. glaseri sobreviven a una exposición a - 4 ºC con valores letales de LT50 de 2.1, 1.8 y 0.6 días, respectivamente. La incubación
de S. carpocapsae en glicerol al 20 %, 48 hrs. previas al congelamiento a – 20ºC mejora la supervivencia de 15 a por lo menos 30 días, asimismo se mantiene la patogenicidad de los nematodos después de 24 días a – 20ºC (Brow y Gaugler, 1998).
Las especies de nematodos que son nativas de regiones templadas, (S. feltiae y H. megidis) tienden a ser más tolerantes a las temperaturas frías del suelo en comparación con las especies aisladas en regiones cálidas (S. riobrave) (Kung et al., 1990; Steiner, 1996; Grewal et al., 1999).
Especies tropicales, como H. indica, sobreviven pobremente a temperaturas abajo de 15ºC (Smits, 1996). Sin embargo, las especies adaptadas al calor pueden tolerar temperaturas altas como 40ºC como es el caso de H. indica (Smits, 1996), o S. riobrave que puede tolerar exposiciones cortas a 42 ºC (Grewal et al., 1999) aunque las altas temperaturas incrementan la tasa de metabolismo y acortan el lapso de vida (Kaya y Koppenhofer, 1999), Glazer et aL,(1996) y Shapiro et al., (1996) han reportado nuevos aislados de H. bacteriophora y H. megidis encontrados en las regiones áridas de Israel, que han exhibido tolerancia al calor; por su parte Amarasinge et al., 1999 indican que similar comportamiento en heterorhabidtidos hallados en Sri Lanka.
Gouge et al., (1999) señalan que la temperatura óptima para penetración y establecimiento del nematodo depende de los efectos de la temperatura en el nematodo y el insecto hospedero. Si bien muchas especies de nematodos infectan insectos en un amplio rango de temperatura, la infectividad se ve reducida arriba de 30 ºC y abajo de 15ºC (Molyneux, 1985- Kaya, 1990; Kung et al., 1991). En
general la mortalidad de los insectos se reduce a temperaturas frías (Grewal, 1999) por la disminución de la habilidad del nematodo para moverse a bajas temperaturas (Griffin y Downes, 1991).
Las temperaturas óptimas para almacenar los nematodos también varía entre especies. Muchas especies viven largamente a temperaturas frías, aunque algunas se adaptan a las temperaturas calidas; los nematodos no se almacenan bien a abajo de 10ºC (Grewal et al., 1999).
2.5.8.3.3 Humedad.
La humedad es fundamental para mantener el estado de hidratación, movimiento e infección del nematodo (Womersley, 1990, 1993; Smith, 1999) y a menudo el factor más crítico de supervivencia (Klein, 1990).
De acuerdo a Kaya (1990) los steinermatidos pueden sobrevivir a relativa baja humedad del suelo, similar a la presente normalmente en suelos naturales, sin embargo su capacidad de búsqueda del hospedero e infectividad puede reducirse.
Dentro de los steinermatidos Kondo y Ishibashi (1985) encontraron que S. carpocapsae a 25 y 40 % de h.r. fue efectivo en Spodoptera litura, así como también que a 10, 15 y 50 % de h.r., los Jls no fueron capaces de infectar a los insectos; no obstante la alta persistencia de los Jls a 25 y 40 % de h.r.; asimismo observaron que el comportamiento de nictación no fue afectado por las condiciones de humedad.
Por su parte Molyneux (1985) menciona que en un suelo de arena y a 7 % de humedad con 15ºC el 100 % de S. glaseri sobrevive por 24 semanas y alrededor del 90 % sobrevive por 32 semanas. Con el 79.5 % de h.r., S. carpocapsae sobrevive hasta un 90 % durante doce días; en cámaras de
