La superficie plantada con cerezos en Chile ha experimentado un fuerte aumento en los últimos años, al variar de 2.653 hectáreas en 1994 a 6.020 hectáreas el 2001 y 7.200 hectáreas al 2004, con producciones que superan las 32.000 toneladas (ODEPA, 2005).
Este crecimiento se ha ido generando debido al aumento en tierras cultivadas con este frutal, las cuales se han realizado en algunas zonas que anteriormente eran poco tradicionales para el desarrollo de este cultivo, como la IV, VIII, IX y XI regiones, obteniéndose resultados promisorios en cuanto a producción. Junto con esto, las regiones tradicionalmente productoras como la VII región, han realizado notorios incrementos en superficie (FIA, 2003).
El aumento de plantaciones se ha debido a diversos factores, dentro de los que se destaca, un buen resultado obtenido en las exportaciones, y también la introducción de nuevas variedades que permiten alcanzar mayor precocidad, menor requerimiento de frío y resistencia a partidura de frutos por lluvias, características que mejoran la calidad y cantidad de fruta para cosecha, y una ampliación en el período de oferta de esta fruta (FIA, 2003).
Dentro de las principales regiones productoras, la VII es la región líder, con una superficie de 3.184,5 hectáreas al 2002 (ODEPA, 2005).
Por esto, se ha debido incrementar el estudio en nuestro país de las plagas y enfermedades que atacan a este frutal, los que afectan en forma directa la
cantidad y la calidad de fruta cosechada, haciendo disminuir los ingresos a los productores. Entre estas enfermedades, destacan los virus, los cuales no siempre son fáciles de detectar, y que son una de las causales más importantes de pérdida en la producción de cerezas tanto en Chile como en el mundo (WEBSTER, 1996).
Existe una amplia variedad de virus descritos para cerezos y guindos en todo el mundo, los cuales varían en su importancia económica sobre el hospedero, así como también en sus características epidemiológicas, la forma de transmisión (material de injertos, polen, semillas, inóculos artificiales, nemátodos y otros vectores), propiedades físico-químicas y en su especificidad serológica.
A nivel mundial, se han descrito variados reportes sobre huertos afectados con virus, los que van desde zonas europeas (Gran Bretaña), Estados Unidos (Idaho, Montana, Oregon, Washington, etc.), Canadá y Latinoamérica (Argentina, Chile) (MINK, JONES; 1996), donde no solamente se han descrito en cerezos, sino que también en durazneros, nectarinos, nogales y ciruelos (WOOD, 1996; WOOD, TATE, MANKTELLOW, MORTON, KALE., 1997;; DAL ZOTTO, NOME, Di RIENZO, DOCAMPO, 1999; HERRERA y MADARIAGA, 2002).
En Chile, se han efectuado estudios a través de organizaciones tanto estatales como privadas, donde se han desarrollado muestreos sobre la incidencia de enfermedades provocadas por virus en viveros (HERRERA Y MADARIAGA, 2002), con fuerte importancia de Prunus necrotic ringspot virus y Prune dwarf virus y en huertos (MILLET, 1991; MATTÍA, 2001), realizando diagnósticos y prospecciones de enfermedades virales en la VI y VII
regiones, las cuales incluyen no sólo al cerezo, sino que a todos los Prunus, especialmente en el caso de los virus anteriormente señalados. A través de los años, se han desarrollado muchos estudios sobre la implicancia que los virus poseen en la reducción de la producción que desarrollan plantas infectadas, obteniéndose datos de entre un 10% y 75% de pérdida productiva, esto acompañado de un menor tamaño de las plantas y de una reducción del área foliar. Esta situación se complica cuando la infección es mixta (SCOTT et al., 2001).
El método tradicionalmente empleado para la detección de virus es el uso de pruebas biológicas, mediante el empleo de plantas herbáceas y/o leñosas, en donde al inocular tejidos aparentemente contaminados en las plantas indicadoras, éstas expresarán los síntomas de la enfermedad, comprobándose la existencia del patógeno.
Otra forma de detectar la presencia de virus en cerezos, es mediante la realización de pruebas serólogicas, específicamente con el método de ELISA-DAS, con el cual se detecta el virus, si éste se encuentra en la planta.
La sintomatología que se muestra en plantas que ven su rendimiento afectado en forma creciente, con anomalías tanto físicas como biológicas visibles, y la necesidad de hallar los posibles causantes de estos problemas, han hecho a la ciencia investigar de diferentes formas la incidencia de virus en estas plantas. Actualmente, la forma más común de estudiar síntomas asociados a virosis en plantas de cerezo, incluso en infecciones mixtas es la realización de pruebas biológicas y no así de forma serológica, que puede ser, si bien un poco más lenta, útil en demostrar fehacientemente la presencia de un virus.
La utilización de pruebas biológicas y serológicas conjuntamente en el análisis de plantas de cerezo con síntomas asociados a virosis, puede presentar una alta utilidad en el hallazgo de éstos patógenos, ya que se obtiene una mayor seguridad y se disminuye la incertidumbre a la hora de emitir un diagnóstico al contar con ambas técnicas en forma paralela.
Los objetivos principales de la investigación fueron: Analizar en diferentes huertos de cerezos, plantas con síntomas de estar afectadas por virus, determinando la presencia de éstos en las plantas, determinar la presencia de virus en muestras seropositivas, mediante el empleo de prueba biológica con porta injerto GF 305. Además, se contempló la conservación de éstos aislados en plantas leñosas.
2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
2.1. Antecedentes del cerezo:
2.1.1. Clasificación botánica
Prunus es un nombre nativo del ciruelo silvestre y avium proviene del latín que significa "de los pájaros", aludiendo al consumo de sus frutos por éstos.
El cerezo (Prunus avium L. (P. silvestris Ray o Cerasus avium L. (Moench))) pertenece al orden Rosales, familia de las Rosáceas, de la cual también proceden la mayoría de los frutales de carozo. Presenta flores blancas, las cuales se presentan en grupos de cuatro o cinco en yemas sobre madera de un año de edad, y sobre dardos, en yemas agrupadas alrededor de una yema vegetativa sobre madera de dos años o más. Los frutos formados son drupas de colores rojos a negros, de forma redondeada y de tamaño pequeño, llegando su diámetro a los dos centímetros aproximadamente. Las hojas son largas, de borde aserrado y con glándulas aparentemente nectarias, cercanas a la lámina (WEBSTER, 1996).
2.1.2. Ubicación geográfica de origen
Se dice que el cerezo es originario de la zona asiática, más específicamente del norte de Irán, Ucrania, en el Mar Negro y Mar Caspio, y otros lugares cercanos a las montañas caucásicas. Según WEBSTER (1996), también es nativo de algunas zonas de Europa, en lugares cercanos a Suecia, Grecia, España e Italia, lugares donde comenzó a dispersarse mediante el traslado
de pájaros, que al comer sus frutos, depositaban las semillas en otros lugares, junto a sus fecas, lo que le aportaba además una buena fertilización.
El hecho de que este frutal se encuentre en tantos lugares y climas distintos, muestra su amplia adaptabilidad climática y edáfica, siendo siempre dentro de los rangos de climas templados (MEDEL, 1998; WEBSTER, 1996).
2.1.3. Otras especies asociadas
Existen otras especies dentro del grupo “cherries”, entre las que destacan el guindo ácido (Prunus cerasus L.), el cual también es utilizado para producción de frutos, pero en menor medida que el cerezo dulce, el cerezo de flor o Mahaleb (Prunus mahaleb L.), el cual se ha utilizado por su madera, su aroma en flor y además por su popular función de portainjerto tanto de cerezos como de guindos, Prunus tomentosa, Prunus pseudocerasus, Prunus pumila, Prunus fruticosa, los cuales han sido multiplicados principalmente por sus características ornamentales, entre otros (WEBSTER, 1996).
2.1.4. Enfermedades que afectan al cerezo presentes en Chile
El cerezo en Chile es hospedero de una amplia gama de patógenos, los cuales causan distintas sintomatologías y problemas. Su importancia, radica en el efecto que tengan sobre la producción y que se pueda traducir en mermas económicas.
Los agentes infecciosos que causan enfermedades en el cultivo del cerezo son: hongos, bacterias y virus. Dentro de las enfermedades fungosas
destacan: tizón de la flor (Monilinia laxa), corazón negro (Verticillium dahliae, Kled), pudrición gris (Botrytis cinerea), pudrición del cuello (Phythopthora cactorum), plateado (Chondostereum purpureum), entre otras. Entre las de origen bacterial destacan dos que son: Agallas del cuello (Agrobacterium tumefaciens) y el cáncer bacterial (Pseudomonas syringae pv. syringae).
Todas estas enfermedades tienen algún grado de control, ya sea mediante el uso de diversas prácticas culturales de manejo y/o productos químicos. En cambio, los virus no se pueden controlar una vez establecidos en el huerto.
Entre los más citados que afectan a este frutal destacan: Prunus necrotic ringspot virus (PNRSV) o anillado necrótico de los Prunus, Prune dwarf virus (PDV) o enanismo de los Prunus, Apple chlorotic leafspot virus (ACLSV), Cherry leaf roll virus (CLRV) y Tomato ringspot virus (TomRSV), y otros menos comunes como Cherry rasp leaf virus, Cherry necrotic rusty mottle virus, Cherry short stem virus, Little cherry virus y Green ring mottle virus (SÁNCHEZ, 2000, VALENZUELA, 1998).
Existen otras enfermedades que afectan al cerezo, pero que no han sido descritas en Chile, como por ejemplo, el mildiú polvoriento (Podosphaera clandestina L.), cloca del cerezo (Taphrina cerasi S.), Little cherry virus, cáncer negro del cerezo, entre otros (GROVE, 1995; HANSEN, 1995;
PSCHEIDT, 1995; WATERWORTH, 1995).
2.2. Prunus necrotic ringspot virus:
2.2.1. Características del agente causal
El virus del anillado clorótico, o mancha anular de los Prunus pertenece al grupo de los Ilarvirus. Varía desde formas isométricas a otras baciliformes, con radios axiales entre 1,0 a 1,5 nm. Algunos aislados tienen partículas baciliformes de más de 70 nm de largo. Está compuesto por una hebra simple de RNA de entre 0,3 a 1,3x106 Da (MINK, 1995). Esta enfermedad se encuentra ampliamente distribuida entre las especies del género Prunus, debido a su facilidad para dispersarse en condiciones de campo. En Chile, este virus fue identificado mediante análisis serológico (ELISA) en el año 1987, en huertos comerciales de duraznos (ASCUI y ALVAREZ, 1988).
Es un virus extensamente distribuido y además uno de los virus económicamente más importante de los Prunus. El daño depende de la severidad de ataque en la planta, la variedad cultivada, la agresividad o virulencia del virus, y de las condiciones ambientales.
Según un estudio realizado por HERRERA Y MADARIAGA (2002), en viveros de la zona central, de un total de 1510 plantas sintomáticas testeadas de cerezos, el 10,9% de ellas presentó el virus. Recientemente, HERRERA y MADARIAGA (2002), demostraron que PNRSV es uno de los virus comunes a nivel de viveros y sus rangos de infección en material de propagación fluctuaron entre 3% y 29%. Aún mayores fueron los niveles de infección encontrados por SANCHEZ, HEPP y VENEGAS (2000) en cerezos de la VII región, donde en promedio se identificó el virus en el 48% de las muestras.
En ensayos realizados en Estados Unidos, las pérdidas por este virus incluso
han llegado a ser del orden de 3,75 toneladas menos por hectárea (HERRERA, 1993).
2.2.2. Sintomatología
El daño de la infección por PNRSV se puede manifestar como muerte de brotes y raíces, crecimiento reducido en árboles jóvenes (DAL ZOTTO, NOME, DI RENZO, DOCAMPO, 1999).
Los síntomas que genera este virus, se pueden comparar al producido por un hongo, Wilsonomyces carpophillus (Coryneum beijerinckii), que produce tiro de munición en los frutales de carozo. Se diferencian que en este caso las manchas necróticas están rodeadas por un halo rojizo, y estas aparecen en las hojas, en ramillas, flores y frutos. Este tejido necrosado cae y deja a la lámina con signos de perforación (LATORRE, 2004). También debe diferenciarse del ataque de una bacteria ausente en Chile, Pseudomonas morsprunorum la cual induce síntomas parecidos a los causados por PNRSV, pero las manchas que presenta la lámina son aún más irregulares (INIA, 2005).
En general, PNRSV se manifiesta con clorosis, necrosis, deformaciones, y cierto grado de enanismo. Los síntomas se expresan uno o dos años después de la infección. En los años siguientes, la planta puede o no mostrar la sintomatología. Se caracteriza por producir en las hojas recién emergidas anillos o manchas cloróticas difusas o intenso anillado necrótico, que da un aspecto aperdigonado, dejando a las hojas sólo con nervaduras. Causa un retardo de la inducción de yemas, muerte de ramillas de la estación anterior y cancros en la corteza.
Según datos del INIA (2005), las pruebas biológicas realizadas a plantas indicadoras del género Prunus muy susceptibles al virus, muestran dentro de las cuatro a cinco semanas una excesiva cantidad de gomosis y muerte del floema y xilema de las plantas.
2.2.3 Transmisión
El virus presenta a lo menos tres vías de diseminación en condiciones de campo; polen, semillas y material de propagación. Esta característica la constituye en una de las enfermedades virosas más comunes de los viveros de frutales de carozo. En la mayoría de las especies de Prunus presentan un grado de susceptibilidad a uno o más aislamientos. Se transmite artificialmente mediante transmisión mecánica a plantas de las familias Cucurbitáceas y Chenopodáceas.
La longevidad máxima que este virus puede tener in vitro es de seis a dieciocho horas, y su punto de inactivación termal varía en un rango de 55°C a 62°C (NEMETH, 1986).
Según STEIN et al. (1991), en trabajos realizados con Prunus domestica, la mejor inhibición de PNRSV se obtiene con termoterapia, mediante la aplicación por 18 días de temperaturas de 38°C por 16 horas a la luz alternando con 28°C por ocho horas en oscuridad. Esta combinación fue aplicada en la variedad Hermosa, obteniéndose un 90% de los brotes libres de virus. MANGANARIS et al. (2003) se refiere a la eliminación de este virus y de PPV utilizando termoterapia y cultivo de meristemas apicales en nectarinos, aplicando durante tres semanas una temperatura máxima de 35ºC, lo que además facilita el crecimiento de los meristemas. Estos
tratamientos también están siendo utilizados en la actualidad en cerezos y guindos.
2.3. Prune dwarf virus:
2.3.1. Características del agente causal
El virus del enanismo del ciruelo, o simplemente enanismo, que es conocido también en cerezos como "yellow leaf" o "physiological leaf drop”, pertenece al grupo de los Ilarvirus. Son partículas isométricas de 19-20 nm de diámetro hasta pequeños baciliformes de más de 73 nm de largo. Están compuestos por RNA, el cual presumiblemente es de hebra simple (MINK, 1995). La intensidad de esta enfermedad depende de la variedad, de la raza, de la temperatura y de la edad de la planta (DAL ZOTTO, 1999).
Según HERRERA (2002), un 9,0% de las plantas testeadas en distintos viveros de Chile central presentaron esta enfermedad.
2.3.2. Sintomatología
Este virus genera una marcada diferencia en el crecimiento de plantas en huertos comerciales, a diferencia de las plantas sanas, disminuyendo además el rendimiento. Generalmente, presenta efectos sinérgicos con otros virus, como los pertenecientes al grupo de los Nepovirus e Ilarvirus, conformando una enfermedad denominada “Peach stunt disease” al encontrarse junto a PNRSV, el cual tambén pertenece a éste último grupo (INTA, 2005).
Referencias del INIA (2005) en cerezos y guindos, indican que la enfermedad se ha caracterizado por tener dos fases; en donde la primera es de infección severa, ocurriendo uno o dos años después de la infección, y la segunda o fase crónica, la cual se presenta en los años siguientes. En la infección severa, las áreas cloróticas del tejido de las hojas son necrosadas dejando posteriormente un orificio. En los años siguientes la enfermedad entra en su fase crónica, mostrando síntomas sólo en algunos años y ellos son similares a los de la fase severa.
DIEKMANN y PUTTER (FAO, 1996), señalan que Prune dwarf virus provoca en cerezos una marca clorótica y anillos del follaje. Generalmente, las variedades cultivadas de Prunus salicina y de híbridos de Prunus domestica así como los portainjertos de cerezo "Mazzard" y Prunus mahaleb, y algunas variedades de cerezo dulce, presentan la enfermedad, pero en forma asintomática.
2.3.3. Transmisión
Junto a Prunus necrotic ringspot virus, conforman un grupo de presencia común en los viveros, esto debido a que su forma de transmisión se produce mediante el material de injertación, además de semillas y polen, lo que convierte a los insectos polinizadores en vectores indirectos del virus, por el hecho de transportar polen de plantas enfermas a otras sanas.
2.3.4. Efectos en diferentes portainjertos
Los portainjertos testeados en campo, dieron como resultado que tanto Colt, Edabriz, Gisela 6, Gisela 5, Gisela 12, Damil, Maxma 14, Maxma 60, Maxma
2, entre otros, poseen cierta tolerancia al PDV, PNRSV y/o su asociación.
Además de éstos, hoy en día existen nuevos patrones como Gisela 3, el cual también ha sido descrito como tolerante a los Ilarvirus PNRSV y PDV (FRANKEN-BEMBENEK, 2003; INTA, 2005).
Estudios realizados por LANKES (2003) demuestran que si existe una cierta respuesta de algunos clones de portainjertos de Prunus, entre los que se encontraron que: Colt, F 12/1, Gisela 5, Piku 1, Piku 3 y Piku 4, manifiestan una mejor tolerancia que Gisela 6 y VVa-1, los que fueron clasificados como parcialmente sensibles; y VSL-2, que fue catalogado como hipersensible al virus, incluyendo la variación que se presenta entre el injerto y el patrón.
Las pérdidas por rendimiento pueden llegar a cifras de 30 a un 40% (SCOTT et al., 2000).
2.4. Tomato ringspot virus:
2.4.1. Características del agente causal
Es el virus del anillo del tomate o conocido también como causante de la enfermedad línea negra (LATORRE, 2004), el cual pertenece al grupo de los Nepovirus. Posee un genoma bipartito de RNA con un peso molecular entre 2,05 a 2,17 x106 Da. Posee forma esférica con 28 nm de diámetro y una coraza proteica compuesta por unidades polipéptidas simples (GONSALVES, D., 1995).
En Chile se identificó por primera vez al ToRSV en 1987 (AUGER y ESTEREO, 1987; INTA, 2005), aunque las plantas afectadas habían sido
observadas desde 1984. Según HERRERA (2002), de las 1510 plantas de cerezos analizadas en diferentes viveros de la zona central de Chile, de forma al azar, un 8,7% de estas se encontraba infectada con este Nepovirus.
Se reconocen varios nombres de éste virus, dependiendo de la sintomatología que las plantas presenten, y de la combinación de patrón y variedad. Destacan: Brown line, Peach yellow bud mosaic y Prune stem pitting, entre otros (GONSALVES, 1995).
2.4.2. Sintomatología
Los cerezos afectados se caracterizan por sus ramas con apariencia desvestida, sin hojas, la cual comienza en las porciones mas bajas del árbol avanzando lentamente hacia arriba. La enfermedad mata los ramilletes o dardos, brindillas y pequeñas ramas. Las hojas sobre las ramas afectadas son más pequeñas con nervaduras secundarias algo blanquecinas y lámina clorótica. Según DAL ZOTTO (1999), el tamaño de los frutos tiende a ser menor con adelantamiento de la madurez y bajo sabor, disminuyendo así la producción.
Los rendimientos comienzan a disminuir considerablemente después del tercer a quinto año de infección. Una misma rama infectada puede presentar hojas sanas y enfermas. El ToRSV produce sobre cerezos síntomas iniciales de estrés con una serie de manchas cloróticas sobre las hojas asociadas a las nervaduras, junto con presencia de hojas con enrollamiento hacia arriba, seguidas de necrosis marginal. Según NEMETH (1986), los cerezos sobre Prunus mahaleb presentan los primeros síntomas a los tres-cinco años, mientras que sobre P. avium no presenta síntomas por muchos años.
2.4.2.1. Brown line
Los árboles del género Prunus al contraer ToRSV, poseen un crecimiento bajo y follaje disperso. Ciruelos sobre mirobalán (Prunus ceracifera E.) presentan una marcada disminución del crecimiento en el sector bajo la unión, con zonas necróticas bajo la corteza, que dan el nombre a esta enfermedad. Las plantas mueren por falta de transporte de nutrientes hacia la parte aérea, ya que la respuesta hipersensible de la planta hace que la zona tenga sólo células muertas.
2.4.2.2. Peach yellow bud mosaic
En cerezo, las hojas de las plantas infectadas presentan una severa limitación de su crecimiento, muriendo al comienzo del aumento de las temperaturas. Sus síntomas varían a través de los años, teniendo hojas amarillas, anillos cloróticos y/o mosaicos al primer año, y yemas amarillas en los brotes, que generalmente mueren durante la temporada de producción frutal. Además se puede observar una producción menor a la normal.
2.4.2.3. Prunus stem pitting
Las plantas de cerezo afectadas por esta enfermedad, presentan una coloración amarilla o rojiza en forma prematura, cayendo tempranamente. La corteza se torna esponjosa bajo ella se generan acanaladuras, siendo más notorio sobre y bajo el área cercana a la línea del suelo. P. mahaleb muestra unas pequeñas y difusas punteaduras, mientras que en Stockton Morello (P.
cerasus) se muestra principalmente una necrosis en la zona cambial (GONSALVES, 1995).
2.4.3. Transmisión
La forma de transmisión de este virus es naturalmente mediante nemátodos del género Xiphinema por medio de la alimentación de éstos en las raíces de los hospederos. Por tanto, la dispersión en el huerto está limitada a la capacidad migratoria de los vectores. Desde las raíces infectadas, el virus se mueve hacia arriba por el tronco hasta ponerse en contacto con el tejido de la unión patrón injerto. Debido a la alta susceptibilidad de las variedades se produce la necrosis del tejido de unión, desencadenándose el proceso denominado "Brown line", además de la transmisión mediante inoculación mecánica e injertos de plantas enfermas (INTA, 2005).
2.5. Apple chlorotic leaf spot virus:
2.5.1. Características del agente causal
Apple chlorotic leaf spot virus (ACLSV), es uno de los virus de mayor distribución entre los frutales, afectando no sólo a frutales de carozo sino también a pomáceas. Inicialmente el virus se identificó en Inglaterra denominándolo "Platycarpa line pattern virus" y se le caracterizó como latente en manzanos y perales. Posteriormente, se le detectó en especies de frutales de carozo asociado a daños en los frutos e incompatibilidades en la unión variedad portainjerto (DAL ZOTTO, 1999).
Pertenece al grupo de los Closterovirus. Es una hebra simple de RNA con un peso molecular de 2,5 x106 Dalton (HANSEN, 1995). El peso molecular de la sub unidad proteica cobertora es de 23,500 Kb. El ACLSV está ampliamente distribuido en el ámbito mundial habiéndose reportado en Europa, África y
América. En Chile, HERRERA (1993) lo ha detectado en durazneros pero no se posee información sobre su diseminación a nivel de huertos comerciales y viveros. Sin embargo, ACLSV se encuentra en huertos tanto de manzanos como de perales.
Su importancia económica está dada por el daño directo que causa en las plantas afectadas, el cual se muestra como daños en fruto y en la unión variedad - portainjerto, y además otros daños que son indirectos, como desórdenes escondidos, los cuales se pueden mostrar como alteraciones en la traslocación de nutrientes entre las células de conducción y por acción sinérgica con otros virus (INIA, 2005). La mayoría de los portainjertos utilizados en Prunus son muy susceptibles a este virus de modo que las partículas se multiplican abundantemente. En cerezos el virus es asintomático.
2.5.2. Sintomatología
Los síntomas generalmente aparecen en las hojas, frutas y tronco, su severidad depende mayoritariamente de la especie del cultivar y de la raza del virus. Algunas razas pueden causar hendiduras en el tallo o sintomatología semejante a “Pseudopox” en las frutas de durazno, damasco y ciruela. En conjunto con un Ilarvirus como PNRSV, la infección puede causar necrosis y manchas profundas en las frutas, tanto en cerezas dulces como agrias. La mayoría de los cultivares se infecta latentemente por el virus (INIA, 2005).
Algunas razas causan en el injerto una incompatibilidad o malformación de frutas severa.
2.5.3. Transmisión
DIEKMANN (1996), asegura que la transmisión de este virus se realiza por injerto e inoculación artificial en la savia. Los indicadores leñosos principales usados para el descubrimiento de ACLSV son GF 305, que reacciona con un verde oscuro y un moteado en las hojas, y Prunus tomentosa .
2.6. Cherry leaf roll virus:
2.6.1. Características del agente causal
Pertenece al grupo de los Nepovirus. Este grupo se caracteriza comúnmente por tener una morfología poliédrica particular, con un diámetro de 28 nm, y una hebra simple de RNA con pesos que varían entre los 1,3-2,4 x106 , a 2,6 x106 Dalton. Es un virus raro en cerezos, pero mucho más común en nogales (Juglans regia L.), en donde la enfermedad es conocida como línea negra o
“Black line” (INIA, 2005).
2.6.2. Sintomatología
Los síntomas aparecen generalmente en hojas y en troncos, en donde la severidad depende generalmente de la especie cultivada y de la raza del virus. Según NEMETH (1986), el virus puede inducir retraso en la floración, pedicelos cortos, hojas enrolladas y muerte de la planta. En otras especies puede producir anillos cloróticos, y amarillamiento de venas.
En la mayoría de los casos, el virus causa la muerte de la planta a los cinco años, pero en sinergia con otros virus, como PDV y PNRSV, el proceso de deterioro se acelera (NEMETH, 1986).
2.6.3. Transmisión
El virus es transmitido por material de injertación, polen y semillas.
Xiphinema coxi, X. diversicaudatum y X. vuittenezi han sido reportados como vectores transmisores de CLRV (DIEKMANN, 1996).
Tiene como hospedero a varias especies de nogal, a olivos (Olea europea), ciruelos (Prunus cerasifera), durazneros (Prunus persica) y cerezos (Prunus avium).
En nogal, que es la especie que más comúnmente presenta esta enfermedad, la principal forma de transmisión es mediante la injertación de material infectado, aunque su traslocación dentro de la planta suele ser errática y muy lenta. Incluso existen reportes de que luego de tres años de inoculado el virus, no se ha presentado uniformidad ni respuesta (ARAMBURU, NINOT y ALETÀ, 1997).
En este caso, la detección de CLRV en nogal, que comúnmente se realiza en hojas, también puede realizarse tomando muestras de semillas posiblemente infectadas, debido a que se ha comprobado la existencia de virus en estas estructuras (TOPCHIINKA, 1993).
Según LANKES (2003), los portainjertos Colt, F 12/1, Gisela 5 y los clones Piku 1, 3 y 4 se presentarían como tolerantes a estos virus, y los portainjertos
Gisela 6 y VVA – 1 fueron declarados medianamente sensibles, debido a una reducción en el crecimiento de los brotes y en el tamaño de sus láminas foliares.
Su translocación dentro de plantas nuevas de carozo es comparativamente más lenta, puesto que conforme a estudios realizados por CAMBRA et al.
(1986) en durazneros, a los 15 días de inoculado, el virus no presentó translocación en la planta, no así PNRSV, que a la misma fecha mostró una traslocación casi total.
2.7. Plum pox virus:
2.7.1. Características del agente causal
El virus del “Plum pox” o Sharka, pertenece al género Potyvirus, y es uno de los más diseminados a nivel mundial en frutales de carozo. Existen diferentes razas, entre los que destaca el tipo C, que es agresivo principalmente para cerezos y guindos ácidos (CAMBRA et al., 2005).
2.7.2. Sintomatología
El virus de la Sharka, fue descrito entre 1915 y 1918 en ciruelos, en Bulgaria.
Su sintomatología se basa en la aparición de anillos tanto cloróticos como necróticos, al igual que bandas cloróticas en el hueso, piel del fruto, flores y hojas. La severidad del daño causado a plantas varía de acuerdo a la especie del cultivar, la raza del virus, la época y el lugar en que este se encuentre (LEVY, 2000).
Las hojas también pueden caer, o sólo presentar los síntomas durante la etapa de crecimiento. Los frutos se pueden presentar deformes.
HERRERA y MADARIAGA (2002), realizaron un estudio en diversos viveros de la zona central, y entre 1510 plantas de cerezo, no hubo ningún resultado positivo. Tampoco existen muchos registros de PPV en cerezos.
2.7.3. Transmisión
Su transmisión se produce por injerto, multiplicación vegetativa y diseminación de forma natural por pulgones de modo no persistente (LEVY, 2000).
3. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Ubicación del experimento:
Esta investigación se realizó en el Laboratorio y en el invernadero de Fitopatología de la Facultad de Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso.
3.2. Obtención de muestras de cerezo:
La obtención de las muestras de Prunus avium aparentemente infectadas con virus, se realizó de forma dirigida, ya que se buscaban plantas con síntomas virales en los huertos que se visitaron, para asegurar la recopilación de material enfermo, y establecer también una relación entre los síntomas que presenta la planta y la posible enfermedad que ella padezca.
Éstas plantas fueron obtenidas desde huertos productivos, con jardines de variedades, los cuales se encuentran ubicados en Quillota, Los Andes, San Francisco de Mostazal (región Metropolitana), Morza (VI región), y predios ubicados en Curicó (VII región).
Además, se recolectó material asintomático de partes de plantas que presentaban síntomas en otros sectores, y plantas que no presentaban síntomas aparentes.
3.3. Análisis serológico:
Para la realización de los exámenes serológicos a las muestras recolectadas, se debió conocer previamente qué virus son los que serían buscados, ya que el género Prunus es atacado por muchos virus y enfermedades, por lo que la decisión fue buscar los que se encuentran en mayor incidencia tanto en literatura como en otros estudios realizados en Chile, y considerando la lista que fijó el Servicio Agrícola y Ganadero (SAG) para producir material certificado. Es por esto que se analizó en las muestras de cerezo los siguientes virus:
- Prunus necrotic ringspot virus (PNRSV).
- Prune dwarf virus (PDV).
- Apple chlorotic leafspot virus (ACLSV).
- Cherry leaf roll virus (CLRV).
- Tomato ringspot virus (ToRSV).
Los anticuerpos con los que se realizaron los exámenes serológicos en el laboratorio de Fitopatología de la Facultad de Agronomía son de marca Bioreba, y son específicos para los virus buscados.
La lectura de las placas con las muestras tratadas, fueron realizadas con un espectrofotómetro con un filtro de 405 nm., marca Bio-rad modelo 550, el cual también se encuentra en el laboratorio antes mencionado. Se consideró como positivas a todas aquellas muestras que superaron el doble de la media de los controles negativos, y se realizó una vez obtenido los valores de densidad óptica (DO) que entregó el instrumento.
3.4. Análisis biológicos:
Las plantas indicadoras utilizadas para inocular material con posible infección, fueron plantas GF 305, portainjerto franco de Prunus persica, el cual es susceptible a todos los virus señalados (BARBA, 1998), este material fue obtenido de semillas certificadas importadas desde Francia (Res. N° 350 de SAG, 1981).
Cabe destacar que con anterioridad, estos portainjertos GF 305 permanecieron en el invernadero ubicado en la misma Facultad, con temperaturas oscilantes entre los 15ºC y los 25°C, por lo que posteriormente, presentaron un problema de brotación, ya que no alcanzaron a acumular las horas frío necesarias. Posteriormente, estas plantas se mantuvieron bajo invernadero, ubicado en la Facultad de Agronomía.
Para el caso de la injertación de yemas de cerezos sobre GF 305, se utilizó material obtenido desde el huerto de cerezos de la Facultad de Agronomía, a los que previamente se les realizó test de ELISA-DAS con los seis diferentes anticuerpos antes mencionados para verificar su sanidad, y también de las plantas traídas de la estación experimental El Guindal, ubicada en la ciudad de Los Andes.
Con el propósito de hacer análisis fitopatológicos, se obtuvieron cerezos variedad Rainier, las cuales llegaron a la Universidad en estado de dormancia, sin hojas.
3.5. Conservación de muestras y aislados:
En cada prueba de ELISA-DAS que se realizó durante el período de ensayos, se obtuvieron extractos de todas las plantas analizadas, independientemente que luego de la lectura se comprobara que tenían o no virus. Estos extractos, fueron almacenados a –20°C en el laboratorio de Fitopatología de la Universidad, para efectos de estudios posteriores, o para ser utilizados como futuros controles positivos (en caso de presentar virus) o como controles negativos, si la planta se encontraba sana.
Para la conservación de aislados de virus presentes en plantas de cerezo, se procedió a inocular plantas de GF 305, previamente analizados de estar libres de virus, empleándose para este efecto un injerto parche (sin yema) de la muestra a conservar, la que era introducida a la planta indicadora mediante una incisión en forma de T, haciendo dos injertos en cada planta, dejándose dos plantas por virus como repeticiones de cada material infectado.
3.6. Análisis efectuados:
La inoculación de los portainjertos de GF 305, se realizó al igual que la toma de muestras de los cerezos obtenidos en la estación experimental El Guindal (Los Andes), en un invernadero ubicado en la Facultad de Agronomía.
Se realizaron siete análisis serológicos en laboratorio, comenzando el 11 de marzo, y luego el día 1 de abril, 20 de mayo, 28 de octubre y 3 de noviembre del año 2005, mientras que el año 2006 se realizaron los restantes el día 3 de enero y 19 de enero.
El primer examen de ELISA-DAS efectuado se realizó con plantas ubicadas en el huerto de cerezos que se encuentra en la Facultad de Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, incluyendo variedades como Van, Bing, Brooks y Lapins. Durante el segundo procedimiento, se utilizaron muestras obtenidas de una colección de variedades y portainjertos de la Estación Experimental El Guindal, de Los Andes, las que incluían variedades como Bing, Van, Santina, y patrones como Maxma 14, Gisela 6, Prunus mahaleb, entre otros.
Con las muestras de esta última experiencia, se inocularon seis plantas del portainjerto franco GF 305, dos plantas por cada virus detectado. El material injertado corresponde a corteza de árboles de cerezo testeados, de madera de un año, realizando dos injertos en T en cada planta.
El tercer procedimiento de ELISA-DAS efectuado se realizó con muestras obtenidas de cerezos var. Sunana, de un huerto ubicado en la zona de San Francisco de Mostazal, VI región. Junto con esto, se realizó la inoculación a las plantas indicadoras con este material.
El cuarto análisis efectuado se realizó con las plantas GF 305 que habían sido inoculadas con parches de material infectado obtenido luego de realizar el primer, segundo y tercer análisis. Para el quinto, se analizaron las plantas de cerezo variedad Rainier, sobre portainjerto Prunus mahaleb, que habían sido obtenidas desde El Guindal, en Los Andes, y que permanecían en un invernadero acondicionado en la Facultad de Agronomía de la PUCV.
El sexto análisis, se hizo con la intención de encontrar plantas sanas y libres de virus en el huerto que se encuentra en la Facultad, para poder injertar
yemas de éstas en las plantas indicadoras GF 305, y poder realizar estudios en forma posterior. Las variedades utilizadas fueron Van, Cristalina, Rainier, Garnet, Newstar, Bing, Lapins, Brooks y Tulare. El séptimo análisis, fue realizado con las muestras de plantas GF 305 que fueron inoculadas con plantas enfermas obtenidas del quinto examen, para verificar nuevamente el traspaso de virus de plantas enfermas a otras sanas, más las muestras obtenidas en huertos de la VI y VII regiones de variedades Sunana, Bing y Van.
Todos los extractos que se obtuvieron de estos análisis, fueron guardados y congelados a -20ºC en el Laboratorio de Fitopatología de la Facultad.
4. PRESENTACIÓN Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS
4.1. Sintomatología observada:
En los cuatro huertos en que fueron analizadas plantas de cerezo, pudieron ser observados las siguientes sintomatologías.
4.1.1. Enanismo
Reducción en el tamaño total de las plantas, las que fueron identificadas a simple vista por la clara diferencia de tamaño que presentaban con respecto a otras plantas vecinas, existiendo asociación con PNRSV y PDV, los que posteriormente fueron detectados en éstas plantas.
4.1.2. Mosaico
La presencia de mosaico clorótico en láminas foliares, presente en forma aleatoria dentro de las plantas sintomáticas, fueron identificadas por la variación de colores que presentaban las láminas, las que mostraron una directa asociación con PNRSV, el cual fue encontrado en ellas.
4.1.3. Anillos y deformaciones
Los anillos irregulares, similares al tiro de munición, se encontraron presentes tanto en hojas adultas como jóvenes, en forma aleatoria dentro de la planta, del mismo modo que el mosaico. Las plantas que presentaron ésta sintomatología, dieron como resultado la presencia de PNRSV y PDV.
En cuanto a las hojas deformadas, éstas se encontraron principalmente en brotes de la temporada, y, al igual que la sintomatología anterior, las plantas que presentaron deformaciones estaban con presencia de los mismos virus antes mencionados.
4.1.4. Brotes arrosetados.
Ésta sintomatología, que principalmente se encontró en forma apical en plantas de cerezo, tiene una clara asociación con el virus del enanismo, aunque las plantas analizadas dieron como resultado no sólo este virus, sino que en sinergia con PNRSV.
4.2. Resultados obtenidos mediante ELISA-DAS:
En total se recolectaron 137 muestras que incluyeron cerezos (65 muestras), portainjertos GF 305 (71 muestras) y Prunus mahaleb (una muestra), las cuales se encuentran ordenadas cronológicamente según la fecha en que se les realizó el test ELISA (Cuadro 1), obteniéndose plantas con distintos virus, y algunas plantas con la presencia de más de un virus.
CUADRO 1. Virus presentes en muestras de cerezo extraídas durante otoño y primavera 2005 y verano 2006, analizadas mediante test ELISA-DAS.
Muestras positivas Región Fecha
examen
Especie /patrón
Total plantas analizadas
Total plantas
positiva PNRSV PDV CLRV ToRSV ACLSV PNRSV+
PDV
V 11-03- 05
Cerezo
(1) 8 2 2 0 0 0 0 0
V 01-04- 05
Cerezo
(2) 7 4 1 2 1* 0 0 0
VI 20-05- 05
Cerezo
(3) 3 0 0 0 0 0 0 0
V 28-10- 05
Cerezo var.
rainier
23 22 21 12 0 0 0 11
V 03-01- 06
Cerezo
(5) 18 13 8 4 0 0 0 0
V 03-01- 06
Prunus
mahaleb 1 1 1 0 0 0 0 0
VI y VII 19-01- 06
Cerezo
(6) 5 0 0 0 0 0 0 0
TOTAL 65 42 33 18 1* 0 0 11
(1) Van, Bing, Brooks y Lapins, (2) Bing, Van y Santina, (3) Sunana, (4) Rainier, (5) Van, Cristalina, Rainier, Garnet, Newstar, Bing, Lapins, Brooks y Tulare, (6) Sunana, Bing y Van.
Del total de muestras analizadas, incluyendo aquellas que fueron inoculadas con material infectado, el virus de mayor incidencia fue PNRSV, con un 50,76%, seguido por PDV, el cual se encontró en un 27,69% de las muestras examinadas. CLRV fue encontrado en un 1,53% del material recolectado.
CLRV (con * en el cuadro) se encontró en una de las plantas inoculadas con este virus, sin embargo; este resultado es dudoso, puesto que tanto en el control positivo como el negativo, se encontraron problemas, ya que al momento de la lectura no marcaron una diferencia notoria entre uno y otro, y tampoco se pudo diferenciar el positivo de la muestra, la que fue mayor al
control, además de esto, se obtuvo un 42% de lectura de DO superior al control negativo, por lo que técnicamente se confirma que es un resultado negativo.
Para el caso de ToRSV y ACLSV, no se encontraron muestras que presentaran ninguno de estos virus.
En el caso de los análisis realizados a plantas establecidas en huertos, el virus predominante fue PNRSV, con una presencia en 33 de las 41 muestras colectadas. A continuación se encuentra PDV (Figura 1), con 18 de las muestras colectadas. Cabe destacar, que en un buen número de las muestras en que se encontró PNRSV (11 de 18), estaba actuando sinérgicamente con PDV, lo que se confirma con estudios realizados por LANKES (2003); MANGANARIS et al.(2003); WOOD, TATE, MANKTELOW, MORTON, KALE.(1997); ANDERSONE et al.(2002) y SILVA et al.(2003), donde se señala que es común encontrarse con estos Ilarvirus afectando una planta en forma conjunta.
0 5 10 15 20 25 30 35 40
Nº Muestras positivas
Muestras positivas VIRUS
PNRSV PDV ACLSV CLRV ToRSV PNRSV+PDV
FIGURA 1. Incidencia de cada virus por número de muestra positiva del total de análisis.
En este gráfico demuestra la dominancia del Ilarvirus Prunus necrotic ringspot virus por sobre los demás, lo cual no debiera sorprender, ya que este virus, junto a PDV, son unos de los más comunes de encontrar en Prunus, tanto en viveros de frutales como en huertos establecidos, lo cual concuerda con lo señalado por HERRERA y MADARIAGA (2002), sobre el problema que existe con viveros de la zona central que, si bien traen material varietal desde centros de producción europeos y que cuentan con certificación, los portainjertos son formados en Chile. Es así como el ejemplar analizado de P. mahaleb (Cuadro 1), que aunque pueda ser tolerante, la partícula viral es transmitida a la variedad injertada, y una vez establecidas en el huerto, diseminan el inóculo vía polen, teniendo como vector secundario a abejas y otros agentes polinizadores.
4.3. Pruebas biológicas con GF 305:
Las plantas utilizadas para la inoculación de los virus encontrados en plantas de cerezos, fueron obtenidas a partir de semillas traídas de Francia, las cuales eran certificadas, por lo que se asumió que éstas se encontraban libres de virus. De todas formas, y a manera de asegurar su sanidad, se les realizó un análisis mediante test de ELISA-DAS, el que arrojó resultados negativos para todos los virus analizados.
El material inoculado provino de muestras de plantas de cerezo que resultaron positivas en el análisis serológico con Prunus necrotic ringspot virus y Prune dwarf virus. Además, se añadieron a éstas inoculaciones muestras de cerezos que no presentaron resultados positivos en los análisis serológicos, pero que se sospechaba de la presencia de alguno de los virus estudiados, como ToRSV, ACLSV y CLRV.
En total, se inocularon 31 plantas GF 305, de las cuales siete fueron inoculadas el día cuatro de Mayo del 2005, y 24 fueron inoculadas el día 11 de Noviembre del 2005. Las plantas indicadoras que resultaron positivas en la detección de virus a través de ELISA-DAS, presentaron los siguientes síntomas:
-Anillos en las hojas, presentes en plantas inoculadas con PNRSV ó PDV.
-Brotes arrosetados, los que se presenciaron el las plantas inoculadas con PDV.
-Mosaicos cloróticos, que fueron encontrados en plantas indicadoras inoculadas con PNRSV y PDV juntas, y en plantas inoculadas con PNRSV.
En ninguna ocasión se presentó una exudación de goma, lo que difiere de lo expuesto por los datos obtenidos de INIA (2005), donde se hace mención a esta exudación, más la muerte de floema y xilema, que hasta las últimas revisiones de las plantas, en donde ya habían pasado cinco semanas de inoculado el virus, no mostraron muerte de tejidos vasculares.
Tampoco se evidenciaron muertes de brotes, ni cancros en la corteza de las plantas inoculadas con PNRSV, lo cual contrasta con lo expuesto por DAL ZOTTO (1999) y referencias de INIA (2005).
Se obtuvo un nivel de eficiencia en la inoculación de un 19,35%, ya que de las 31 plantas inoculadas, sólo seis de éstas presentaron virus al realizar ELISA-DAS, de las cuales cinco se obtuvieron a partir de la primera inoculación, y sólo una de la segunda. Si bien el material enfermo que se inoculó a las plantas indicadoras tuvo un buen prendimiento, y se esperó el tiempo mínimo dado por literatura, que corresponde de cuatro a cinco semanas (INIA, 2005), 23 de las 24 plantas inoculadas no dieron positivo en el examen realizado en laboratorio, esto dado posiblemente por las temperaturas elevadas que se generaron dentro del invernadero en donde se encontraban las plantas inoculadas, lo cual se confirmaría con lo mencionado por STEIN et al. (1991), sobre la inhibición de PNRSV con termoterapia aplicada a plantas de Prunus domestica.
FIGURA 2. Síntomas presentados por plantas de cerezo (Prunus avium L.) infectadas con Ilarvirus, en colección de variedades en la V región (PUCV).
A: Intenso anillado necrótico, con necrosis en borde de las hojas de cerezo, naturalmente infectado con PNRSV, B: Hojas deformes, dañadas, con clorosis y con crecimiento arrosetado de sus brotes, C: Daño en hoja, con borde necrótico y fuerte mosaico clorótico, tras ella, hojas con anillos necróticos, asociado a PNRSV y PDV, D: Anillamiento y deformación en hojas de cerezo variedad Rainier, asociado a PNRSV.
Para las plantas GF 305 inoculadas con material infectado proveniente de cerezos, la mayor incidencia de infección se obtuvo con la primera inoculación, realizada en mayo del año 2005, en el cual se encontraron tres de los cinco virus analizados. Nuevamente, en los análisis realizados, el Ilarvirus PDV se encontró actuando en forma sinérgica con PNRSV.
Por otra parte, los análisis biológicos también mostraron evidencia de síntomas asociados a virosis en las plantas indicadoras (Figura 3). Estos síntomas consistieron en un menor crecimiento de las plantas inoculadas con respecto a su testigo correspondiente, brotación desuniforme y arrosetada, aparición de anillos en las hojas y mosaico clorótico.
Las plantas de cerezo variedad Rainier obtenidas en la estación experimental El Guindal de Los Andes, presentaron en su brotación claros síntomas que indicaban la presencia de virosis (mosaicos cloróticos, muerte de brotes, arrosetamiento, perforaciones en las hojas), los cuales fueron ratificados una vez realizado el análisis serológico (Figura 1, Figura 2).
FIGURA 3. Síntomas presentes en plantas indicadoras, inoculadas con material vegetal infectado con virus.
A. Diferencia de crecimiento luego de siete meses desde la inoculación de PNRSV en plantas GF 305 (izq.), con respecto de otro GF 305, pero sin inocular (der.), B. Anillos cloróticos en las hojas de GF 305 inoculadas con PNRSV y PDV. C. Formación de anillos en hojas nuevas, al inicio de la brotación, en plantas inoculadas con PNRSV. D. Brote de GF 305 con forma de roseta, por causa de PDV inoculado.
Las plantas de cerezo variedad Rainier, que llegaron en estado de dormancia a la Facultad, no presentaban indicios de estar enfermas. Sin embargo, una vez comenzada la brotación, los síntomas de posibles virosis fueron cada vez más claros, ya que las hojas aparecieron con perforaciones (Figura 2 D) y los brotes presentaron crecimientos limitados, coincidiendo con las descripciones señaladas por MINK (1995), y por lo señalado por DAL ZOTTO (1999), referido a la muerte de brotes, causado por PNRSV.
La idea central de la utilización de éstas plantas, radicaba en la necesidad de realizar y comprobar los postulados de Koch, transfiriendo el virus obtenido en plantas de cerezo de huertos a estas plantas de dos años variedad Rainier, pero al obtener los resultados del test de ELISA-DAS, se desestimó esta posibilidad, ya que la gran mayoría de las plantas estaban infectadas con PNRSV, PDV e incluso en algunas plantas se encontraron ambos virus.
Debido a esto, sólo se pudo realizar inoculaciones a plantas indicadoras.
CUADRO 3. Infección viral presente en plantas GF 305 artificialmente inoculadas con material infectado proveniente de cerezos.
Prueba biológica en GF 305 Región
Fecha de inoculación
/ detección
Tipo de virus inoculados
Virus detectados por ELISA-
DAS Mosaico AnillosDeformación
de hojas Arrosetado
Absición prematura de
hojas
V PNRSV PNRSV Pos Pos Neg Neg Neg
V P+P PDV Pos Pos Neg Pos Pos
V P+P P+P Pos Neg Neg Neg Neg
V PNRSV PNRSV Pos Pos Neg Pos Pos
V CLRV? Neg Neg Neg Neg Neg
V
04/05/05 03/11/05
PNRSV PNRSV Neg Neg Neg Pos Neg
V PDV PDV Neg Pos Neg Pos Neg
V PDV Neg Neg Neg Neg Neg
V PDV Neg Neg Neg Neg Neg
V PDV Neg Neg Neg Pos Neg
V Testigo Neg Neg Neg Neg Neg
V Testigo Neg Neg Neg Neg Neg
V Testigo Neg Neg Neg Neg Neg
V Testigo Neg Neg Neg Neg Neg
V PNRSV 1 Neg Pos Neg Neg Neg
V PNRSV 1 Neg Neg Neg Neg Neg
V PNRSV 1 Neg Neg Neg Neg Neg
V PNRSV 1 Neg Neg Neg Neg Neg
V PNRSV 2 Neg Neg Neg Neg Neg
V PNRSV 2 Neg Neg Neg Neg Neg
V PNRSV 2 Neg Neg Neg Neg Neg
V PNRSV 2 Neg Pos Neg Neg Neg
V P+P 1 Neg Neg Neg Neg Neg
V P+P 1 Neg Neg Neg Neg Neg
V P+P 1 Neg Neg Neg Neg Neg
V P+P 1 Neg Pos Neg Neg Neg
V P+P 2 Neg Neg Neg Neg Neg
V P+P 2 Neg Neg Neg Neg Neg
V P+P 2 Neg Neg Neg Neg Neg
V
11/11/05 19/01/06
P+P 2 Neg Neg Neg Neg Neg
Neg: negativo; Pos: positivo; P+P PNRSV+PDV.
Las abreviaciones en negrita, indican presencia del virus en la muestra, o síntomas vistos en plantas indicadoras.
4.4. Análisis global de los resultados obtenidos:
Queda de manifiesto que existen virus asociados a huertos de cerezos que son capaces de atacar e infectar a plantas del género Prunus, sin haber cura para ellas una vez que adquieren el patógeno. Las medidas culturales preventivas pasan a ser de una importancia total a la hora de prevenir el contagio de más plantas, ya que utilizando variedades comerciales sanas, con material puro de injertación, herramientas limpias, suelos libres de nemátodos vectores del género Xiphinema, y portainjertos testeados y libres de virus, es posible mantener producciones estables, con altos rendimientos, y en una planta capaz de llevar a cabo un ciclo de crecimiento completo y sin problemas.
Uno de los lugares que mayor importancia adquiere a la hora de llevar a cabo estas medidas, son los viveros, en donde se producen la gran mayoría de plantas con destino a huertos comerciales, y donde los virus, en especial PNRSV y PDV que son los más recurrentes, suelen contagiar a plantas sanas, dispersándose en forma masiva.
En la región, el cultivo del cerezo se encuentra en una clara fase de crecimiento, dado esto por los retornos monetarios que incentivan a los agricultores a invertir en él, a variedades de bajo requerimiento de frío, o a la posibilidad de utilizar productos químicos que sustituyan parcialmente las horas de frío requeridas por mejores variedades. Es por esto que la información sobre variedades y patrones que se encuentren libres de virus, y los viveros que las ofrezcan, es crucial a la hora de pensar en instaurar un nuevo huerto, y la comunicación con otros agricultores que tengan estos
cultivos aledaños para saber si es que han sido atacados por virus, para así poder tomar medidas preventivas.
La cuantificación sobre la incidencia de virus en cerezo (Prunus avium L.), ya sea en forma serológica como biológica, es factible en etapas del desarrollo vegetativo de éstas, utilizando como material de muestra hojas nuevas y adultas, obtenidas en forma aleatoria de las plantas analizadas.
5. CONCLUSIONES
En las muestras provenientes de cerezos con síntomas de estar afectadas por virosis, se detectaron dos virus principalmente: Prunus necrotic ringspot virus y Prune dwarf virus en plantas de cerezos, con una incidencia de 50,76% para el primero y un 27,69% de las muestras examinadas para el segundo. Para el caso de CLRV, ToRSV y ACLSV, no se encontraron muestras que presentaran ninguno de estos virus.
Los principales síntomas que se encontraron en las plantas tanto de cerezos establecidos en huerto como en plantas indicadoras GF 305 inoculadas con material infectado fueron: Anillos cloróticos, necrosis en borde de las hojas, anillos necróticos y mosaico clorótico, para el caso de PNRSV, mientras que para PDV, los síntomas encontrados fueron reducción de crecimiento en plantas, mosaico clorótico en hojas, anillos cloróticos y presencia de brotes arrosetados.
Se determinó la presencia de virus en muestras seropositivas, mediante el uso de plantas indicadoras GF 305, las que en algunos casos mostraron síntomas de presencia de virus en forma previa a la prueba serológica empleada.
RESUMEN
Las plantaciones de cerezos (Prunus avium L.) han ido aumentando en nuestro país los últimos 12 años, con un crecimiento de más de 4.547 hectáreas desde el año 2001. El ingreso de nuevas variedades capaces de adaptarse a los diferentes climas del país, con características apropiadas para obtener más y mejores producciones, ha generado también el ingreso de virus, los cuales componen un punto importante en el segmento de enfermedades que atacan al cerezo, ya que su presencia en los campos y viveros ha sido muy difícil de erradicar, debido a que no existen herramientas para eliminarlos, sólo hay manejos culturales preventivos.
Los objetivos que se plantearon en el presente estudio fueron analizar huertos de cerezos, buscando cuantificar serológica y biológicamente la incidencia de virus en plantas sintomáticas que pudieran estar afectadas por virus. De la misma forma, conservar estos aislados en plantas leñosas, para ser utilizadas en estudios posteriores.
Esta investigación fue realizada en el invernadero y en el laboratorio de Fitopatología de la Facultad de Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso. La recolección de muestras fue en forma dirigida, en diferentes huertos y jardines de variedades de cerezos, ubicados en Quillota, Los Andes, San Francisco de Mostazal, Morza y huertos cercanos a Curicó.
Se analizaron virus que comúnmente atacan al cerezo como son PNRSV, PDV, CLRV, ToRSV y ACLSV. Para esto se realizaron pruebas serológicas mediante el test ELISA-DAS, y pruebas biológicas, con inoculación de material infectado con virus en plantas indicadoras GF 305.
En huertos muestreados, se obtuvo que la mayor incidencia viral estaba dada por PNRSV, con un 50,76% seguido de PDV 27,69%, encontrándose además en las inoculaciones a plantas indicadoras, en donde se obtuvo un notorio sinergismo entre ambos Ilarvirus.
ABSTRACT
The amount of land occupied by cherry (Prunus avium L.) orchards in Chile has been increasing for the last 12 years, with a growth of 4,547 hectares since 2001. This has caused an increase in the number of new varieties arriving in Chile that are able to adapt to different climatic zones, capable of obtaining higher quality and levels of production, earlier harvests, and higher post-harvest fruit quality, among other characteristics. There is no doubt that viruses constitute an important part of the diseases that attack cherry trees, and that once present in fields and nurseries they have been very difficult to eradicate, mainly because there are no existing tools for eliminating them except for preventative cultural management.
The objectives proposed for this study were to analyze cherry orchards, with the aim of quantifying viruses, both biologically and serologically, on possibly- infected symptomatic trees. And in the same way, to preserve the isolates in woody plants for use in future studies.
The research was done in the phytopathology greenhouse and laboratory of the Agronomy faculty of the Pontificia Universidad Católica de Valparaíso.
Samples were collected with specific direction, from different cherry varieties in orchards and gardens located in Quillota, Los Andes, San Francisco de Mostazal, Morza and near Curicó.
An analysis of viruses that commonly attack cherry trees such as PNRSV, PDV, CLRV, ToRSV and ACLSV was done. For this analysis, serological trials were done using an ELISA-DAS test, and biological trials using inoculation of GF 305 indicator plants with virus-infected material.
In the orchards that were sampled, the highest viral incidence obtained was PNRSV at 50.76%, followed by PDV at 27.69%, the same was found for the inoculated indicator plants, where a notable synergism between both ilarviruses was also observed.
7. LITERATURA CITADA
ANDERSONE, D.; WUSTENBERGHS, H.; COOK, N.; KEULEMANS, J.
2002. Effects of infection by viruses on vegetative and reproductive growth of sweet cherry on Damil and Inmil rootstocks. Horticultural science 29 (3): 99-104.
ARAMBURU, J; NINOT, A.; ALETÀ, N. 1997. Translocation of Cherry leaf roll virus (CLRV) in Juglans regia. Acta Horticulturae. 442: 393-397.
ASCUI, L. y ALVAREZ, A.M. 1988. Identificación del anillado necrótico de los Prunus mediante ELISA. Agricultura Técnica. 48: 71-74.
AUGER, S. J., ESTEREO, M. 1987. Identificación del virus de la mancha anular del tomate (Tomato ringspot virus) en ciruelo europeo Prunus domestica var. D'agen con síntomas de enrollamiento del tipo
brown line. Simiente 57: 96.
BARBA, M. 1998. Virus certification of fruit tree propagative material in Western Europe. In: Hadidi, A.; Khetarpal, R.; Koganezawa, H. eds.
Plant virus disease control. Pp 288-293.
BROWN, D., HALBRENDT, J., JONES, A., VRAIN, T. and ROBBINS, R. 1994. Transmission of three North American Nepoviruses by populations of four distinct species of the Xiphinema americanum group. Phytopathology. 84 (6): 646-649.
CAMBRA, M.; LLÁCER, C.; ARAMBURU, J. and CAVINA, A. 1986.
Translocation of Chlorotic leaf spot and Prunus necrotic ringspot viruses in apricot and peach seedlings. Acta Horticulturae. 193: 233- 240.
CAMBRA, M.; GORRIS, M.; ESTEBAN, O.; OLMOS, A. y MARTÍNEZ, M.
2005. El virus de la sharka tipo M (MARCUS) agresivo en melocotonero, (on line).
http://www.ivia.es/deps/otri/Documentos/FT_FRU_2.pdf
DAL ZOTTO, A.; NOME, S.; Di RIENZO, J. A.; DOCAMPO, D. M. 1999.
Fluctuations of Prunus necrotic ringspot virus (PNRSV) at various phenological stages in peach cultivars. Plant Disease. 83 (11):
1055-1057.
DEOGRITAS, J.; DOSBA, F.; LUTZ, A. 1989. Eradication of Prune dwarf virus, Prunus necrotic ringspot virus, and Apple chlorotic leaf spot virus in tissue cultured sweet cherry. Canadian Journal of Plant Pathology.
11 (4): 332-336.
DIEKMANN, M. and PUTTER C.A.J. 1996. FAO/IPGRI Technical Guidelines for the Safe Movement of Germplasm. No. 16. Stone Fruits. Roma. Food and Agriculture Organization of the United Nations, Rome/International Plant Genetic Resources Institute. 111 p.
FRANKEN-BEMBENEK, S. 2003. “Gisela 3” (209/1) Un nuevo patrón clonal de cerezo de la serie Giessen. ITEA. 99 (1): 63-66.
FUNDACIÓN PARA LA INNOVACIÓN AGRARIA. 2003 a. Frutales de Hoja Caduca en Chile: Situación actual y perspectivas. Santiago. Ed. FIA.
188 p.
_______________________________________. 2003 b. Estrategia de innovación agraria para la producción de frutales de hoja caduca.
Santiago. Ed. FIA. 76 p.
GONSALVES, D. 1995. Tomato ringspot virus. In: Ogawa, J.; Zehr, E.; Bird, G.; Ritchie, D.; Uriu K. y Uyemoto, J. eds. Compendium of Stone fruit diseases. Minnesota. APS press. The American Phytopathology Society. pp. 70-71.
GROVE, G. 1995. Powdery Mildew. In: Ogawa, J.; Zehr, E.; Bird, G.;
Ritchie, D.; Uriu K. y Uyemoto, J. eds. Compendium of Stone fruit diseases. Minnesota. APS press. The American Phytopathology Society. pp. 12-14.
HANSEN, A. 1995 a. Apple chlorotic ringspot virus. In: Ogawa, J.; Zehr, E.;
Bird, G.; Ritchie, D.; Uriu K. y Uyemoto, J. eds. Compendium of Stone fruit diseases. Minnesota. APS press. The American Phytopathology Society. pp. 73.
__________. 1995 b. Little cherry. In: Ogawa, J.; Zehr, E.; Bird, G.; Ritchie, D.; Uriu K. y Uyemoto, J. eds. Compendium of Stone fruit diseases.
Minnesota. The American Phytopathology Society. pp. 68-69.
HERRERA, G. 1993. Enfermedades virosas en durazneros, guindos y cerezos en Chile. In: Herrera, G.; Sepúlveda, P. eds. Seminario Internacional : Virus en frutales de carozo, pomáceas y vides.
Santiago. pp. 17-24.
HERRERA, M. G. y MADARIAGA, M. 2002. Incidencia de los virus Prunus necrotic ringspot virus (PNRSV), Prune dwarf virus (PDV), Tomato ringspot virus (TomRSV) y Plum Pox virus (PPV) en viveros de frutales de carozo de la zona central de Chile. Agricultura Técnica. 62 (1): 38- 45.
INSTITUTO DE INVESTIGACIONES AGROPECUARIAS. 2005. Virus del anillado clorótico de los Prunus, (on line).
http://www.inia.cl/virologia/enfermedades/carozo_pnrsv.htm
INSTITUTO NACIONAL DE TECNOLOGÍA AGROPECUARIA. 2005.
Importancia de los virus que atacan los cerezos. Criterios de Clasificación, (on line).
http://www.inta.gov.ar/mendoza/info/documentos/TemasFruti/importan cia%20de%20los%20virus%20que%20atacan%20los%20cerezos.pdf
_________________________________________________. 2005.
Tomato ringspot virus. “Virus de la mancha anular del tomate”, (on line).
http://www.inta.gov.ar/mendoza/info/documentos/TemasFruti/Tomato %20ringspot.pdf
LATORRE, B. 2004. Enfermedades de las plantas cultivadas. Santiago. Ed.
Universidad Católica de Chile. 638 p.
LANKES, C. 2003. Response of selected Prunus rootstock clones to infection by Prune dwarf virus and Prunus necrotic ringspot virus.
Europ. J. Hort. Sci. 68 (1): 45-49.
LEVY, L.; DAMSTEEGT, V.; SCORZA, R.; KÖLBER, M. 2000. Plum Pox Potyvirus Disease of Stone Fruits, (on line).
http://www.apsnet.org/online/feature/PlumPox/
MANGANARIS, G.; ECONOMOU, A.; BOUBOURAKAS, I; KATIS, N. 2003.
Elimination of PPV and PNRSV through thermotherapy and meristem . tip culture in nectarine. Plant Cell Reports. 22: 195-200.
MEDEL, L. 1998. Potencial productivo del cerezo en el sur de Chile. Rev.
Frutícola 19 (2): 69 - 78.
MILLET, I. 1991. Prospección de Prunus necrotic ringspot virus y de Prune dwarf virus en hurtos y viveros de cerezos de la provincia de Ñuble.
Chillan. Chile. Tesis de grado Ing. Agrónomo. Chillán. Universidad de Concepción. Departamento de Agronomía, 79 p.
