Universidad Autónoma
Metropolitana-Iztapalapa
Este manual está dirigido a estudiantes de la UEA Microbiología General, que forma parte del plan de estudio de las carreras de Ingeniería de los Alimentos e Ingeniería Bioquímica Industrial impartidas en la UAM-Iztapalapa.
Como los estudiantes iniciarán su experiencia en el manejo de los microorganismos, consideramos de gran importancia incluir al principio las reglas generales del laboratorio.
En cada práctica se presentan los Objetivos y una breve Introducción para facilitar la comprensión de los mismos, después se indican los Materiales necesarios y Procedimientos a realizarse en forma de instrucciones numeradas que se complementan con figuras.
En cada práctica se proponen cuadros, para la recopilación de observaciones y resultados. Al final de cada práctica se incluyen cuestionarios que el estudiante deberá resolver.
La preparación de soluciones y medios de cultivo que se utilizarán en las prácticas se describe en Anexo.
La presente es una adaptación del “Manual de prácticas de laboratorio de Microbiología General”. Aquiahuatl M.A., Volke-Sepúlveda T., Prado L.A.J., Shirai K., Ramírez Vives F., Salazar M. A. 2012. Universidad Autónoma Metropolitana. 75 pp.
CONTENIDO
PRÁCTICA 1. PREPARACIÓN Y ESTERILIZACIÓN DE MATERIALES Y MEDIOS DE CULTIVO ... 2
PRÁCTICA 2. TÉCNICAS DE SIEMBRA EN MEDIOS GENERALES, SELECTIVOS Y DIFERENCIALES ... 5
PRÁCTICA 3. TÉCNICAS DE TINCIÓN SIMPLE Y DIFERENCIAL ... 9
PRÁCTICA 4. CULTIVO Y MORFOLOGÍA DE HONGOS ... 14
PRÁCTICA 5. CUANTIFICACIÓN DE MICROORGANISMOS: MÉTODO DE DILUCIÓN EN PLACA ... 17
PRÁCTICA 6. CUANTIFICACIÓN DE MICROORGANISMOS: TURBIDIMETRÍA Y RECUENTO DIRECTO ... 20
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REGLAS DE LABORATORIO*
1. Siempre deberá usar una bata de algodón bien abotonada, la que deberá quitarse antes de abandonar el laboratorio. No usar calzado descubierto y llevar el pelo recogido.
2. Evitar la acumulación de objetos no relacionados con la práctica sobre la mesa de trabajo. 3. Se prohíbe beber, comer, fumar y aplicarse cosméticos dentro del laboratorio.
4. Se deberá lavar meticulosamente las manos con jabón y agua antes de salir del laboratorio, incluso cuando salga por breves periodos.
5. No deberá pipetear oralmente ningún tipo de solución o cultivo microbiano, deberá realizarse con pipetas adecuadas para este fin.
6. No se admitirán visitas personales ni el uso de aparatos que distraigan la atención y pongan en riesgo la seguridad en el trabajo.
7. Trabajar de manera ordenada y en silencio para evitar accidentes
PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO
1. Antes y después de cada sesión práctica los alumnos deberán limpiar las mesas de trabajo con el desinfectante que se le proporcionará para este fin.
2. Lavarse perfectamente las manos con jabón al final de la sesión. 3. Localizar extintores, botiquín y salidas de emergencia.
4. Cuando se utilice el mechero, este deberá colocarse alejado del microscopio y otros equipos, así como de sus cuadernos o prendas de vestir.
5. Al concluir cada sesión el estudiante deberá asegurarse de que los materiales de desecho u objetos contaminados sean colocados en recipientes específicos para ello, colocados en lugares apropiados, que les indicará el profesor.
6. Siempre deberá dejar perfectamente limpios los equipos utilizados (microscopios, potenciómetros, balanzas analíticas, autoclave) y reportar al maestro cualquier irregularidad en el funcionamiento. 7. En caso de producirse un incendio o una herida personal, el alumno deberá notificarlo de inmediato
al profesor. En el caso de derrame de cultivos o ruptura de recipientes con cultivos activos, deberá conservar la calma y además de informar al profesor, seguir inmediatamente el procedimiento:
a. Colocar toallas de papel sobre el material derramado para evitar su dispersión b. Poner abundante solución desinfectante sobre las toallas
c. Dejar transcurrir al menos 15 minutos, retirar las toallas y tirarlas en el contenedor destinado a la eliminación de materiales contaminados.
MATERIALES INDISPENSABLES EN CADA SESIÓN DE LABORATORIO
1. El manual de laboratorio2. 1 cubre bocas y 1 par de guantes de látex
3. Un pedazo de tela sin pelusa, cerillos, tijeras, cinta de enmascarar (masking-tape), marcador indeleble o etiquetas pequeñas, jabón para manos.
* Instructivo de funcionamiento interno y operativo para regular el uso de los servicios e instalaciones de los laboratorios de Docencia. Aprobado por el Consejo Académico el 9 de noviembre del 2009
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PRÁCTICA 1. PREPARACIÓN Y ESTERILIZACIÓN DE MATERIALES Y MEDIOS DE CULTIVO
INTRODUCCIÓNLa esterilización es un método que elimina completamente todo tipo de organismo y asegura la ausencia absoluta de cualquier forma viviente. La esterilización deficiente o manipulación incorrecta de materiales y medios de cultivo conlleva a contaminaciones, resultados erróneos o pérdida del material biológico, por lo que se requieren buenas prácticas de manejo.
La esterilización por calor seco o húmedo se encuentra entre los métodos más utilizados en el laboratorio de microbiología. El calor seco desnaturaliza las enzimas y destruye a los microorganismos por oxidación; un ejemplo de tal método, es la exposición directa a la flama de un mechero o la introducción a un horno a 150-180°C por 2 h; estos métodos se aplican principalmente para esterilizar asas de inoculación y todo tipo de material de vidrio y quirúrgico. Los procesos con calor húmedo se aplican para esterilizar medios de cultivo, soluciones y cultivos bacterianos para desechar. El equipo más común es el autoclave, que utiliza vapor a 121°C con una presión de 15 lb/in2. El material se mantiene en
dichas condiciones por 15-20 minutos para asegurar la inactivación de endosporas, que son las estructuras bacterianas más resistentes al calor. En la Tabla 1 se resumen otros métodos usados para la esterilización de diversos materiales.
Tabla 1. Métodos de esterilización
Métodos físicos
Calor
Húmedo Vapor a presión (autoclave) Seco
Aire caliente (horno) Flameado (calor directo) Incineración
Radiación
No ionizante Rayos ultravioleta Rayos infrarrojos Ionizante Rayos X
Radiación electrónica de alta energía
Filtración Membranas o filtros
Flujo laminar Métodos químicos
Gases Óxido de etileno
Líquidos Formaldehido
Alcohol
OBJETIVOS
Conocer los principios generales de la preparación y técnicas de esterilización de diversos materiales y medios de cultivo de uso común en Microbiología. Conocer el efecto de las condiciones de asepsia en el control de la contaminación microbiana en el laboratorio.
MATERIALES
Por equipo Por grupo
6 cajas Petri de plástico estériles 2 matraces Erlenmeyer de 500 mL 3 matraces Erlenmeyer de 250 mL 1 probeta de 250 mL
2 parrillas de calentamiento con agitación 2 agitadores magnéticos
2 espátulas 2 mecheros Fisher
1 piceta con agua destilada 1 piceta con alcohol al 70%
2 autoclaves con base, canastilla y válvula 2 balanzas analíticas
1 incubadora a 30°C, 1 refrigerador 2 pares de guantes de asbesto Papel estraza, algodón y gasa Medios y reactivos
Agar nutritivo (AN) Agar papa dextrosa (PDA)
Agar eosina azul de metileno (EMB) Material que cada equipo debe traer cada sesión: franela, tijeras, masking tape
3 PROCEDIMIENTO
Preparación del material de vidrio y medios de cultivo
1. Lavar y enjuagar el material de vidrio. Escurrir el exceso de agua y enjuagar con agua destilada. Dejar escurrir el material sobre una toalla o papel de envolver.
2. Preparar 160 mL de agar nutritivo (AN, 23 g/L) en un matraz Erlenmeyer de 250 mL. Calentar el medio en una parrilla con agitación constante hasta ebullición (cuidar que no se derrame).
3. Preparar 260 mL de medio agar papa dextrosa (PDA, 39 g/L) en un matraz Erlenmeyer de 500 mL. Colocar un agitador magnético y calentar hasta ebullición, cuidando que no se derrame.
4. Preparar 160 mL de medio de cultivo EMB (36 g/L) en un matraz Erlenmeyer de 250 mL. Colocar un agitador magnético y calentar hasta ebullición. NOTA: ¡Cuidar que no se derrame!
5. El profesor hará la demostración para elaborar tapones y capuchones para los matraces.
Esterilización de medios de cultivo
1. Todos los medios de cultivo se esterilizarán en autoclave de acuerdo con las siguientes instrucciones:
a. Revisar que el agua esté limpia y el nivel coincida con la marca en el tubo indicador. En caso necesario cambiar o añadir agua destilada.
b. Conectar el autoclave y poner en máximo la perilla de control en calentamiento. Acomodar los medios y materiales en la canastilla del autoclave y colocarlos dentro.
c. Cerrar la tapa, apretar las manijas de dos en dos en posición encontrada y esperar a que salga el vapor por el orificio de purga, después cerrar la válvula.
d. Dejar que el equipo alcance 121°C o 15 lb/in2 de presión y mantener estas condiciones por 15 min. Revisar
continuamente el manómetro y regular el control de temperatura a medio o mínimo.
e. Apagar el autoclave, desconectar y dejar que la presión baje a CERO. Quitar la válvula y abrir cuidadosamente la tapa, desde la parte trasera para evitar que el vapor cause quemaduras. Con ayuda de los guantes de asbesto retirar la canastilla y, con mucho cuidado, los materiales estériles.
Vertido de los medios en cajas Petri y solidificación
1. Limpiar la mesa con solución de etanol al 70% (v/v), encender los mecheros y colocarlos a 50 cm entre sí.
2. Enfriar los medios de cultivo de los matraces hasta una temperatura aproximada de 45-50°C, que coincide con la posibilidad de sostener el matraz en la palma de la mano sin quemarse.
3. Abrir las bolsas con cajas Petri estériles, con tijeras, únicamente en área aséptica (cerca del mechero).
4. Verter en cada caja de Petri 20 - 25 mL de cada medio (2 cajas de AN, 2 de EMB, 2 de PDA), dentro de la zona aséptica. Dejar que los medios enfríen y solidifiquen. Guardar en refrigeración el resto de los medios hasta su uso.
Prueba de esterilidad de materiales
1. Abrir una caja Petri de cada medio durante 1 minuto en una zona aséptica (junto al mechero). Etiquetar. 2. Abrir una caja Petri de cada medio durante 1 minuto en una zona NO aséptica. Etiquetar.
3. Colocar las cajas Petri a 30°C durante 24-48 horas, con la tapa hacia abajo.
4. Revisar las cajas para observar la formación de colonias microbianas en la superficie de los medios.
RESULTADOS
Reportar crecimiento microbiano en forma cualitativa (Cuadro 1): (-) ausencia de crecimiento, (+) crecimiento regular y (++) crecimiento abundante.
4 DISCUSIÓN
Discutir los resultados con base en la efectividad de la esterilización y manejo de los materiales: ¿fueron efectivos dichos procesos? ¿por qué? Base su discusión en la bibliografía.
Discutir acerca de las diferencias observadas en el crecimiento (tipo de microorganismos observados) para cada medio de cultivo. Base su discusión en la bibliografía.
CUESTIONARIO
1. Explique los términos contaminación (relativa a la microbiología), asepsia, esterilización y pasteurización. 2. ¿Cómo funciona la esterilización por calor húmedo? ¿Qué equipo se utiliza para esterilizar por esta técnica? 3. ¿Qué es un medio de cultivo y para que se utilizan en microbiología?
4. Explique por qué es importante la esterilización en un laboratorio de microbiología.
5. Describa tres métodos esterilización y cite tres ejemplos de materiales para los que cada uno puede aplicarse. Cuadro 1. Descripción de colonias en cajas Petri con medios de cultivo.
Medio de cultivo Abierta al aire Abierta en área aséptica
Crecimiento* Morfología Crecimiento* Morfología
Agar nutritivo (AN)
Agar EMB (EMB)
Agar papa dextrosa (PDA)
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PRÁCTICA 2. TÉCNICAS DE SIEMBRA EN MEDIOS GENERALES, SELECTIVOS Y DIFERENCIALES
INTRODUCCIÓNLos microorganismos en la naturaleza generalmente se encuentran como poblaciones mixtas. Para caracterizarlos de manera individual éstos deben separarse (aislarse), obteniendo un cultivo puro o axénico. Un cultivo puro está formado por un solo tipo de microorganismo y es indispensable para conocer sus características morfológicas y estructurales, actividad bioquímica, patogenicidad, sensibilidad a antibióticos y para su identificación.
El aislamiento de microorganismos puede realizarse por métodos de dilución y siembra en medios sólidos o líquidos, considerando que cada célula bacteriana que se separa da origen a una colonia visible a simple vista. Una limitación de las técnicas de dilución es que no es útil para el aislamiento a partir de muestras donde el microorganismo de interés se encuentra en pequeñas cantidades, en donde se obtendrán los microorganismos dominantes. Para favorecer el aislamiento de microorganismos encontrados en baja concentración, se aplican métodos de cultivo especializados en los que se usan medios que contienen nutrientes especiales, antibióticos, alta concentración de sales y/o se controlan las condiciones de pH, luz o temperatura. Estos medios se conocen como selectivos o de enriquecimiento.
Otro tipo de medios de gran utilidad para la caracterización e identificación de especies bacterianas, son los conocidos como diferenciales. Dichos medios contienen componentes como sangre, colorantes e indicadores, entre otros, para distinguir entre diferentes especies bacterianas de acuerdo a la forma en que metabolizan los sustratos. Estas diferencias se manifiestan por cambios en la apariencia del medio o por una modificación en el pH.
OBJETIVOS
Que el alumno aprenda una de las técnicas de aislamiento para la obtención de cultivos microbianos puros y la aplicación de medios de cultivos diferenciales y selectivos.
MATERIALES
Por equipo Por grupo
Matraces con medio EMB, PDA y AN 16 cajas Petri de plástico estériles 2 mecheros Fisher
2 asas de inoculación
2 parrillas de calentamiento con agitación 1 piceta con alcohol etílico al 70% 1 espátula
1 incubadora a 30°C 1 refrigerador
Escobillones, fibra, detergente y toallas de papel
PROCEDIMIENTO
El profesor proporcionará cultivos puros de bacterias Gram positivas (Bacillus sp. y Kocuria rosea) y Gram negativas (Escherichia coli), y un cultivo de una levadura (Saccharomyces cerevisiae).
Vaciado de medios a cajas estériles
1. Fundir los medios preparados en la práctica 1 (PDA, EMB y AN): cuidado de que no se derramen!!! 2. En área aséptica, vaciar los medios en cajas estériles y dejar que se enfríen: 4 de AN, 4 de EMB, 8 de PDA.
Técnica de estría cruzada (Figura 1)
1. Dividir cada caja Petri en cuatro cuadrantes, por la parte de atrás. Esterilizar el asa con calor en el mechero. Dejar enfriar el asa y tomar la muestra de una colonia
2. Inocular cada muestra haciendo 4-5 estrías simples muy juntas de lado a lado sobre el primer cuadrante de la caja, cerrar la caja. Flamear el asa de inoculación y girar la caja Petri un cuarto de vuelta.
3. Abrir nuevamente la caja y con el asa de siembra esterilizada y fría, tocar el final del primer grupo de estrías y hacer un segundo grupo igual que el anterior. Repetir el procedimiento en el tercer cuadrante y cuarto cuadrante, realizando en este último una estría más abierta (simple).
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4. Las cajas se incuban a 35°C durante 24-48 horas con la tapa hacia abajo.
Figura 1. Técnica de siembra por estría cruzada en cajas Petri
RESULTADOS
Describir (Cuadros 1-3), la morfología colonial de cada cultivo microbiano. Base su descripción en los esquemas de la Figura 2.
DISCUSIÓN
Comparar los resultados con la literatura (corresponden o no)
Discutir (explicar) por qué hay diferencias en el crecimiento de cada microorganismo en cada uno de los medios utilizados.
Discutir acerca de si se logró el aislamiento de colonias o no y a qué podría deberse.
CUESTIONARIO
1. ¿Qué es el agar y de donde se obtiene? ¿Qué nutrientes proporciona a los microorganismos?
2. ¿Qué es un medio químicamente definido? ¿Qué es un medio complejo? Mencione tres ejemplos de cada uno. 3. ¿Qué es un medio diferencial y para qué se utiliza? Mencione tres ejemplos de medios diferenciales.
4. Describa brevemente cuál es el propósito de realizar estrías en una placa de agar.
5. Investigue la composición química de los medios AN, EMB y PDA. Con base en su composición, indique: (a) ¿Cómo se clasifica cada medio (definido, complejo, selectivo, diferencial) ¿por qué?; (b) ¿cuáles son los agentes selectivos y/o diferenciales en cada uno?
Figura 2. Características de la morfología colonial de bacterias sobre un medio de cultivo sólido
Forma Borde Elevación Superficie
Suave, rugosa, opaca, brillante, mucosa, seca,
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Cuadro 1. Morfología colonial de cultivos microbianos en medio AN Microorganismo Color Tamaño (mm) Forma Borde Elevación Superficie
Cuadro 2. Morfología colonial de cultivos microbianos en medio EMB Microorganismo Color Tamaño (mm) Forma Borde Elevación Superficie
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Cuadro 3. Morfología colonial de cultivos microbianos en medio PDA Microorganismo Color Tamaño (mm) Forma Borde Elevación Superficie
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PRÁCTICA 3. TÉCNICAS DE TINCIÓN SIMPLE Y DIFERENCIAL
INTRODUCCIÓNLos microorganismos vivos o activos generalmente son incoloros (excepto algas y cianobacterias), pero pueden observarse en un examen en fresco mediante la preparación de una suspensión acuosa que se coloca directamente en un microscopio de campo obscuro o de contraste de fases. En un microscopio óptico de campo claro no se pueden observar los microorganismos debido a la falta de contraste entre las células y el medio circundante, por lo que es necesario fijarlos y teñirlos en un frotis. Un frotis se prepara distribuyendo una pequeña cantidad de una suspensión microbiana sobre una superficie transparente (vidrio), que se fija a la superficie con calor o solventes orgánicos. Lo anterior causa la inactivación o muerte celular y algunas modificaciones de las características microbianas.
De acuerdo con los objetivos de estudio y el tipo y número de soluciones colorantes empleadas, se pueden realizar tres tipos de tinción: simple, diferencial y selectiva. La tinción simple emplea un solo colorante y la célula se tiñe uniformemente. La tinción diferencial utiliza más de un colorante y permite diferenciar microorganismos con base en sus características superficiales. La técnica más usada en bacteriología es la propuesta por Christian Gram (1884), que clasifica a las bacterias en dos grupos: Gram-positivas (color azul-violeta) y Gram-negativas (color rojo-rosa). Estas diferencias se deben a diferencias en la estructura y composición de la pared celular de las bacterias.
La tinción selectiva permite observar estructuras especializadas, como endosporas y cápsulas, que son útiles para la clasificación taxonómica de bacterias. Por ejemplo, la tinción de endosporas permite identificar bacterias productoras de endosporas de los géneros Bacillus y Clostridium.
OBJETIVOS
Que el alumno aprenda las técnicas de preparación de frotis, fijación y tinción más utilizadas en el estudio microscópico de cultivos microbianos, así como la observación de su morfología microscópica.
MATERIALES
Por equipo Por grupo
2 mecheros Fisher 2 asas de siembra 10 portaobjetos
1 piceta con agua destilada 1 piceta con alcohol etílico al 70% 2 microscopios ópticos
1 frasco gotero con aceite de inmersión 1 probeta de 100 mL
Juego de colorantes de Gram
Papel seda Etanol absoluto Acetona Papel estraza
1 frasco gotero con azul de metileno Refrigerador
Escobillones, fibra, detergente y toallas de papel
PROCEDIMIENTO
El estudiante preparará frotis, hará tinción simple y tinción de Gram de bacterias Gram (+) y Gram (-), de una levadura (S. cerevisiae) y de una muestra problema.
Preparación de frotis
1. Lavar perfectamente los portaobjetos, secarlos con papel y etiquetarlos.
2. Los frotis de cultivos líquidos o sólidos deben prepararse de manera diferente (Figura 1). Medio sólido
a) Colocar en el centro del portaobjetos una gota de agua destilada.
b) Encender el mechero y esterilizar el asa en la flama hasta que se ponga al rojo vivo. Dejar enfriar el asa para evitar la destrucción de los microorganismos al tomar la muestra.
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c) Acercar la caja Petri al mechero, abrirla y tomar una pequeña muestra de la superficie de una colonia, mezclar la muestra en el agua sobre el portaobjetos, distribuirla suavemente y fijar.
Medio líquido
a) Esterilizar el asa, quitarle el tapón al tubo de cultivo y flamear rápidamente la boca del mismo b) Introducir el asa en el tubo y tomar la muestra
c) Colocar la muestra en el centro del portaobjetos, extenderla suavemente y esterilizar el asa. Dejar secar el frotis al aire y repetir este procedimiento 3 veces más, colocando la muestra en el mismo sitio.
Fijación del frotis
1. Los frotis se fijarán con calor. Para esto, el frotis se pasa rápidamente 2-3 veces por la flama del mechero y se deja enfriar. Este procedimiento debe repetirse hasta que la muestra esté seca (Figura 1).
Figura 1. Preparación y fijación de frotis.
Tinción simple
1. Cubrir el frotis con 1 gota de azul de metileno durante 60 segundos.
2. Eliminar el exceso de colorante con la piceta de agua destilada y dejar secar al aire.
Tinción de Gram
1. Cubrir el frotis con 2 gotas de cristal violeta durante 60 segundos.
2. Lavar cuidadosamente el frotis con agua destilada para eliminar el exceso de colorante
3. Eliminar el exceso de agua y cubrir el frotis con 2 gotas de lugol por 30 segundos. Lavar con agua destilada. 4. Inclinar el portaobjetos y aplicar gota a gota el decolorante hasta que no fluya más colorante. Lavar con agua
destilada.
5. Aplicar 2 gotas de safranina durante 30 segundos.
6. Lavar nuevamente con agua, quitar el exceso de agua y dejar secar al aire.
Observación al microscopio
1. Limpiar cuidadosamente los objetivos y el ocular del microscopio con papel seda
2. Realizar iluminación Kohler al microscopio. Ajustar el haz de luz en el centro del campo de observación, siguiendo las indicaciones del profesor. Abrir el diafragma y hacer observaciones.
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3. Colocar el portaobjetos en la platina y localizar la preparación con el objetivo de 10X, posteriormente pasar al de 100X, colocando previamente una pequeña gota de aceite de inmersión sobre la preparación. El aumento total de un objeto, se calcula multiplicando el aumento del ocular por el del objetivo usado (en general los oculares poseen diez aumentos y los objetivos varían de 10x a 100x).
4. Iniciar las observaciones con las muestras de microorganismos conocidos y, al final, observar la muestra problema: comparar tamaño, forma, agrupación y reacción Gram de las células en la muestra.
5. Al finalizar las observaciones, limpiar cuidadosamente el objetivo con papel seda para eliminar el exceso de aceite y evitar incrustaciones que dañan estos sistemas.
RESULTADOS
Reportar, en los cuadros correspondientes, las observaciones microscópicas de la forma, agrupación y tamaño relativo de cada microorganismo observado. Basar los resultados anteriores en los diagramas de la Figura 2.
DISCUSIÓN
Para cada microorganismo: comparar las observaciones realizadas con las reportadas en la literatura y discutir (explicar) acerca de las similitudes o diferencias encontradas (¿coinciden? ¿por qué?).
Reportar y concluir acerca de la morfología de los microorganismos que contiene la muestra problema: tipo de célula (eucariota/procariota), morfología microscópica (cocos, bacilos, etc.).
Justificar (explicar) cómo se llegó a ese resultado.
Figura 2. Principales tipos de agrupaciones y morfología microscópica de bacterias: cocos y bacilos.
CUESTIONARIO
1. ¿Qué es un frotis y cuál es el propósito fijar con calor los frotis de muestras microbianas? 2. Desde un punto de vista químico ¿qué es un colorante?
3. ¿Qué es el aceite de inmersión y para qué se utiliza en la microscopía óptica? 4. ¿La tinción de Gram sirve para la tinción de hongos filamentosos? ¿Por qué?
5. ¿Por qué razón las bacterias formadoras de endosporas son importantes? Cite tres ejemplos de problemáticas o aplicaciones de este tipo de bacterias
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Cuadro 1. Observaciones microscópicas de cultivos con tinción simple
Característica Microorganismo Problema Aumento total: Tamaño (μm): Forma: Agrupación: Endosporas:
Edad del cultivo Tamaño Localización
Cuadro 2. Observaciones microscópicas de cultivos con tinción de Gram
Característica Microorganismo Problema Aumento total: Tamaño (μm): Forma: Agrupación: Gram: Endosporas:
Edad del cultivo Tamaño Localización
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SESIÓN DE PREPARACIÓN DE MATERIAL PARA LAS PRÁCTICAS 4 Y 5
MaterialesPor equipo Por grupo
4 cajas Petri con 25 mL de PDA 1 asa de siembra
15 pipetas de 1 mL y 2 pipetas de 10 mL 2 mecheros Fisher
1 probeta de 250 mL
7 tubos con tapón de rosca de 15 mL 1 matraz Erlenmeyer de 500 mL 1 matraz aforado de 100 mL 1 probeta de 100 mL 1 pipetero metálico
1 parrilla de calentamiento con agitación 1 piceta con agua destilada
1 piceta con alcohol etílico al 70% 1 agitador magnético
1 gradilla 1 espátula
Propipetas de 5 y 10 mL
Escobillones, fibra, detergente y toallas de papel 2 autoclaves con base, canastilla y válvula 2 balanzas analíticas
2 pares de guantes de asbesto Incubadora a 30 °C
Refrigerador
Papel estraza, algodón y gasa Medios y reactivos
Agua destilada NaCl
Agar nutritivo (AN)
ACTIVIDADES PRÁCTICA 4
1. Siembra de hongos filamentosos:
Separar cuidadosamente una parte de micelio de los hongos proporcionados con el asa de siembra previamente esterilizada en la flama del mechero.
Colocar el micelio en el centro de una caja de Petri con medio PDA (inoculación por piquete).
2. Incubar en forma invertida las cajas inoculadas, colocadas en una bolsa de plástico (sin sellar), a 30°C durante 3-5 días.
ACTIVIDADES PRÁCTICA 5
1. Preparar 250 mL de medio AN en un matraz de 500 mL.
2. Preparar 100 mL de solución isotónica (NaCl 0.9%) en un matraz aforado de 100 mL. Distribuirla en 7 tubos, adicionando 9 mL por tubo.
3. Colocar algodón a las pipetas y acomodarlas en un pipetero.
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PRÁCTICA 4. CULTIVO Y MORFOLOGÍA DE HONGOS
INTRODUCCIÓNLos hongos son organismos eucariotas, por lo que resultan de mayor tamaño y complejidad que las bacterias. Se distinguen de otros organismos eucariotas, como los animales, por ser inmóviles, y de las algas y plantas, por carecer de pigmentos fotosintéticos. Son de nutrición heterótrofa, ya que utilizan como fuente de carbono compuestos orgánicos disueltos por sistemas enzimáticos específicos, que son absorbidos a través de la pared y la membrana celular.
Estos organismos pueden ser unicelulares (levaduras) o pluricelulares (filamentosos). Las levaduras son células de forma esférica u oval ampliamente distribuidas en la naturaleza, que con frecuencia forman una cubierta pulverulenta fina sobre frutos y hojas. Las levaduras se reproducen asexualmente por gemación, un proceso por el cual brota una yema de la célula madre que, posteriormente, se separa como célula individual.
Los hongos filamentosos (mohos) tienen una estructura vegetativa característica denominada hifa, y el conjunto de hifas ramificadas forma el micelio. Las hifas de algunos hongos presentan tabiques transversales o septos, excepto en el caso de los hongos del grupo Zygomycota, cuyas hifas se conocen como cenocíticas. El principal mecanismo de reproducción de los hongos filamentosos es asexual, a través de la producción de esporas en estructuras reproductoras llamadas conidióforos y esporangióforos.
La presencia de estructuras de reproducción sexual es el principal criterio de clasificación que permite ubicar a los hongos verdaderos en las siguientes divisiones: Chytridiomycota, Zygomycota, Glomeromycota, Basidiomycota y Ascomycota. Otros criterios importantes para la clasificación de los hongos son las características de las hifas, la formación de esporas asexuales y las estructuras reproductoras asexuales.
OBJETIVOS
Que el alumno aprenda las técnicas de cultivo y manipulación de hongos filamentosos. Que conozca las características morfológicas macroscópicas y microscópicas como criterios de identificación de hongos filamentosos.
MATERIALES
Por equipo Por grupo
4 cajas Petri con 25 mL de PDA 2 mecheros Fisher
8 portaobjetos
1 piceta con alcohol etílico al 70% 1 piceta con agua destilada
1 frasco gotero con azul de lactofenol 2 microscopios ópticos
Aceite de inmersión
Cinta adesiva transparente (Diurex) de 1 pulgada ancho
Papel seda
Escobillones, fibra, detergente y toallas de papel Incubadora a 30 °C
Refrigerador
*NOTA: cada equipo deberá traer cinta adesiva transparente (Diurex) de 1 pulgada ancho.
PROCEDIMIENTO
El profesor proporcionará a los alumnos cultivos de Aspergillus niger, Penicillium sp., Rhizopus oligosporus y Fusarium sp. El estudiante inoculará cada cepa en cajas de Petri con PDA y hará la descripción macroscópica y microscópica de cada hongo. Para la observación microscópica se utilizará cinta adhesiva transparente y azul de lactofenol como colorante.
Siembra de hongos filamentosos
1. Para sembrar los hongos filamentosos, se separa cuidadosamente una parte de micelio de los hongos proporcionados con el asa de siembra previamente esterilizada en la flama del mechero.
2. El micelio se coloca en el centro de una caja de Petri con medio PDA (inoculación por piquete).
3. Las cajas de Petri inoculadas se incuban en forma invertida, envueltas en papel o en una bolsa de plástico, a 28-30°C durante 3-5 días.
15 Descripción macroscópica
Describir las siguientes características de los hongos filamentosos: a) Forma, tamaño y tipo de colonia
b) Aspecto del micelio: algodonoso, aterciopelado, velloso, aéreo o pegado al medio c) Color del micelio y color de las esporas
d) Cambios en el medio de cultivo
Descripción microscópica por montaje con cinta adhesiva
1. Cortar una tira de 4-5 cm de cinta adhesiva transparente, con cuidado de tomarla solo por los extremos. 2. Abrir la caja Petri cerca del mechero y presionar suavemente la cinta adhesiva sobre la periferia de la colonia. 3. Colocar una gota de azul de lactofenol en el centro de un portaobjetos.
4. Colocar suavemente la cinta con la muestra sobre la gota de azul de lactofenol, evitando la formación de burbujas y sin alterar las estructuras. La cinta funciona como cubreobjetos.
5. Dejar reposar durante 3-5 minutos y hacer observaciones en el microscopio con los objetivos de 10X y 100X. Localizar y observar hifas, determinar si presentan septos o no, buscar estructuras especializadas como esporangióforos, esporangios, conidióforos, conidias y rizoides.
RESULTADOS
Reportar las observaciones realizadas en el Cuadro 1.
DISCUSIÓN
Comparar las observaciones realizadas con la bibliografía: si corresponden o no y a qué se debe el resultado. Investigar en la literatura cómo se clasifican los hongos estudiados en la práctica y reportarlo en el Cuadro 1.
CUESTIONARIO
1. Mencione al menos cinco características propias de los hongos verdaderos
2. Elabore un cuadro que describa las características de los principales tipos de esporas fúngicas asexuales. 3. Describa tres ejemplos de la importancia de los hongos para el hombre
4. Explique en qué son diferentes los Chitridiomycetos del resto de los hongos verdaderos 5. Describa tres ejemplos de uso industrial de hongos filamentosos.
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Cuadro 1. Descripción morfológica de hongos en medio PDA
Característica Cepa
Descripción macroscópica (colonias) Color del micelio
Color de las esporas Tamaño (cm) Aspecto
Descripción microscópica con un aumento total de: Tipo de hifas: Septos (si/no) Diámetro (μ) Estructura reproductora: Nombre Tamaño (μ) Tipo de esporas: Nombre Tamaño (μ) Clasificación
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PRÁCTICA 5. CUANTIFICACIÓN DE MICROORGANISMOS: MÉTODO DE DILUCIÓN EN PLACA
INTRODUCCIÓNEl crecimiento microbiano se puede estimar mediante el número de células o la masa celular. Existen métodos directos, como el recuento de células, e indirectos, como la cuantificación de la cantidad de proteína. El método más utilizado en microbiología para cuantificar células viables (vivas), es el recuento en placa con medios de cultivo específicos para la población de interés. Para llevar a cabo un recuento en placa pueden emplearse dos técnicas: siembra en superficie o vertido en placa. En ambos casos, a la muestra a cuantificar se le aplica el método de diluciones sucesivas y cada dilución se deposita en cajas de Petri estériles. La técnica por vertido en placa es la más utilizada y, generalmente, se emplea para estimar poblaciones microbianas en aguas, suelos y alimentos, entre otros.
Este método directo se basa en la suposición de que cada célula bacteriana presente en la superficie de un medio con agar (medio sólido), se multiplicará y producirá una colonia visible denominada unidad formadora de colonia (UFC). Después de la incubación se cuentan las colonias desarrolladas y este número, multiplicado por el inverso de la dilución correspondiente (factor de dilución), permite estimar el número de microorganismos viables. El resultado de este método debe considerarse como una estimación aproximada del número total de microorganismos en una muestra, ya que depende del tipo de medio de cultivo utilizado. También pueden presentarse problemas relacionados con falta de homogeneidad de las diluciones y durante la inoculación de las muestras. En tales casos, el número de UFC puede subestimarse si las células no se separan bien, o bien, puede sobreestimarse si la toma de muestra se hace del fondo del tubo, donde se concentran los microorganismos por gravedad.
OBJETIVOS
Que el alumno aprenda la técnica de dilución y cuenta en placa para cuantificar microorganismos viables.
MATERIALES
Por equipo (sesión 1: ya lo hicieron) Por grupo (sesión 1)
15 pipetas de 1 mL y 2 pipetas de 10 mL 2 mecheros Fisher
7 tubos con tapón de rosca de 15 mL 1 matraz Erlenmeyer de 500 mL 1 matraz Erlenmeyer de 250 mL 1 matraz aforado de 100 mL
1 parrilla de calentamiento con agitación 1 piceta con agua destilada
1 pipetero metálico 1 gradilla
1 espátula
Propipetas de 5 y 10 mL
2 autoclaves con base, canastilla y válvula 2 balanzas analíticas
2 pares de guantes de asbesto Incubadora a 30 °C
Refrigerador
Papel estraza, algodón y gasa Medios y reactivos
Agua destilada NaCl
Agar nutritivo (AN)
Por equipo (sesión 2) Por grupo (sesión 2)
10 cajas de Petri estériles 2 vasos de precipitados de 50 mL 1 piceta con alcohol etílico al 70% 1 piceta con agua destilada 1 gradilla
2 mecheros Fisher Propipetas de 1 y 5 mL 1 agitador de tubos tipo Vórtex
1 parrilla de calentamiento con agitación
1 incubadora a 35 °C Refrigerador
Escobillones, fibra, detergente y toallas de papel Papel estraza
*NOTA: cada equipo deberá traer una muestra líquida (~10 mL) que puede ser: pulque, agua de alfalfa o fresa, jugo de zanahoria, agua de charco, etc.
PROCEDIMIENTO
Cada equipo debe traer una muestra líquida en la que se determinarán las UFC, usando diluciones decimales y siembra en placas con medio de cultivo.
18 Preparación de medios y reactivos (una sesión antes)
1. En un matraz de 500 mL, preparar 250 mL de medio AN.
2. En un matraz aforado de 100 mL, preparar solución isotónica (NaCl 0.9%) y distribuirla en 7 tubos, adicionando 9 mL por tubo.
3. Colocar algodón a las pipetas y acomodarlas en un pipetero.
4. Esterilizar todo el material preparado en autoclave a 15 lb/in2 durante 15 min. Guardar en refrigeración.
Técnica de dilución y siembra en placa
1. En condiciones asépticas, tomar 1 mL de muestra y depositarlo en un tubo con 9 mL de solución isotónica. Este tubo corresponde a una dilución 10-1. Hacer diluciones decimales de la muestra hasta 10-7 (Figura 1). Etiquetar los tubos
con la dilución correspondiente.
2. Para inocular por la técnica vertido, por duplicado y bajo condiciones asépticas: tomar 1 mL de las diluciones 10-2,
10-3, 10-4, 10-5 y 10-6 y ponerlo en una caja de Petri estéril. Añadir 20 mL de medio AN fundido TIBIO (~50°C) (Figura
2).
3. Homogeneizar el medio con movimientos circulares y suaves para que no salga el medio de la caja (observar las indicaciones del profesor) y dejar solidificar cerca del mechero.
4. Incubar las cajas en forma invertida a 30°C durante 72 horas y realizar el conteo de colonias. Se selecciona únicamente la dilución donde la cuenta de colonias sea entre 30 y 300.
5. La cantidad de microorganismos por gramo o mL de muestra (UFC/mL) se calcula multiplicando el número de colonias promedio por el factor de dilución (FD) y dividiendo entre la cantidad (g o mL) inicial de muestra:
UFC/mL = (no. colonias promedio x FD)/mL de muestra . FD = 1/dilución = vol. total de líquido (agua + muestra)/vol. de muestra .
Dilución 10-1 10-2 10-3 … 10-6 10-7
Factor de dilución 10 100 1000 … 106 107
Figura 1. Técnica de dilución y cuenta en placa por la técnica de vertido
Figura 2. Técnica de cuenta en placa por la técnica de vertido
Tubos con 9 mL de sol. isotónica estéril 1 mL 1 mL 1 mL 1 mL
…
1 mL 1 mL
Tubos con 9 mL de sol. isotónica estéril 1 mL 1 mL 1 mL 1 mL
…
1 mL 1 mL
10-3 10-6 10-7
Tubos con 9 mL de sol. isotónica estéril 1 mL 1 mL 1 mL 1 mL
…
1 mL 1 mL
Tubos con 9 mL de sol. isotónica estéril 1 mL 1 mL 1 mL 1 mL
…
1 mL 1 mL 10-3 10-3 1010-6-6 1010-7-7 Muestra19 RESULTADOS
Calcular las unidades formadoras de colonias (UFC) por gramo o mL de muestra (UFC/mL) y reportar los resultados en el Cuadro 1. Incluir todos los cálculos realizados para obtener las UFC/mL.
DISCUSIÓN
Discutir acerca de si los datos obtenidos son congruentes o no y por qué.
Buscar en la bibliografía cuál es la microflora común de la muestra utilizada y discutir al respecto.
CUESTIONARIO
1. ¿Por qué razón las pipetas deben cambiarse entre las diferentes diluciones?
2. Describa tres métodos para aislar cultivos microbianos puros y compare las ventajas y desventajas de cada uno. 3. ¿Por qué la cuenta microbiana por el método de dilución y recuento en placa se reporta como UFC?
4. Se observa que una alta dilución de un cultivo joven se inoculó en un medio en el que se sabe que el microorganismo puede crecer. Sin embargo, después de 48 h de incubación, la caja no muestra crecimiento. Explique dos posibles razones para este resultado.
5. Indique el factor de dilución (FD) y determine el número de células/mL en el cultivo original si el número total de colonias y la dilución final fueron los siguientes*:
No. de colonias Dilución final FD UFC/mL
225 10-3
48 10-4
95 10-5
124 10-7
* Considere que en cada caso, se inoculó 0.1 mL de suspensión celular.
Cuadro 1. Cuenta viable en placa
Muestra analizada UFC/caja Número promedio de UFC (+ DS)* dilución (FD) Factor de Cuenta viable en placa (UFC/mL)
Caja 1 Caja 2
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PRÁCTICA 6. CUANTIFICACIÓN DE MICROORGANISMOS: TURBIDIMETRÍA Y RECUENTO DIRECTO
INTRODUCCIÓNLa concentración de la biomasa microbiana es un parámetro importante que debe estimarse en diversos bioprocesos. Existen diversos métodos directos e indirectos para estimar la biomasa de un cultivo. Entre los métodos directos más comunes para cuantificar la biomasa microbiana en una muestra líquida se encuentra la turbidimetría. La turbidez de una suspensión microbiana es el resultado de la dispersión de la luz por las células. Como la cantidad de luz dispersada en una suspensión es directamente proporcional al número de células, el crecimiento microbiano (que implica un aumento en el número de células) se refleja en un aumento en la turbidez de la suspensión. Los cambios en la turbidez de un líquido se determinan en un espectrofotómetro, el cual mide la cantidad de luz que pasa a través de un medio líquido. El crecimiento medido de esta manera comúnmente se reporta como un cambio en la densidad óptica (DO), el cual es directamente proporcional a la concentración celular.
Es posible relacionar la DO de una suspensión microbiana con el número de células o la masa celular que hay en dicha muestra. Con el uso de una tinción adecuada y una cámara de recuento es posible contar el número de células en un volumen determinado, determinando así la concentración celular en una suspensión. Las cámaras de recuento sirven para cuantificar el número de partículas (p.ej. bacterias, esporas fúngicas, polen) por unidad de volumen en un líquido, a través de su conteo visual bajo un microscopio. A la fecha, el tipo de cámara más utilizado para el recuento directo de células, es la cámara de Neubauer (o hemocitómetro); ésta es una pieza de cristal grueso con el tamaño de un portaobjetos, en donde se coloca un pequeño volumen de la suspensión a analizar.
OBJETIVOS
Que el alumno compare las técnicas de turbidimetría y conteo directo al microscopio para cuantificar los microorganismos totales en una suspensión microbiana.
MATERIALES
Por equipo (sesión 1) Por grupo
3 pipetas Pasteur 1 cámara de Neubauer 5 cubreobjetos 1 gradilla
1 asa microbiológica
3 tubos de ensaye con tapón de rosca de 25 mL 3 tubos de ensaye de 25 mL 2 pipetas de 10 mL 3 pipetas de 1 mL 2 propipetas de 1 y 10 mL 2 mecheros Fisher 1 espectrofotómetro
2 celdas para espectrofotómetro 1 vórtex
2 microscopios ópticos
1 piceta con alcohol etílico al 70% 1 piceta con agua destilada Frasco gotero con azul de metileno
2 autoclaves con base, canastilla y válvula 2 pares de guantes de asbesto
Escobillones, fibra, detergente y toallas de papel Algodón
Bolsas de plástico para esterilizar
PROCEDIMIENTO
El profesor proporcionará suspensiones microbianas de dos o tres diferentes microorganismos. Se cuantificará la biomasa microbiana de cada suspensión, midiendo la densidad óptica (turbidez) y realizando una cuenta directa al microscopio.
21 Tinción y observación de muestras
1. De cada suspensión, tomar una muestra de aproximadamente 5 mL y colocarla en un tubo previamente etiquetado que identifique la muestra.
2. Preparar frotis de cada muestra (microorganismo).
Lavar los portaobjetos, secarlos con papel y etiquetarlos.
Preparar los frotis de acuerdo al procedimiento descrito en la práctica 3 para cultivos líquidos (Figura 1). 3. Fijar los frotis con calor: pasar el frotis 2-3 veces por la flama del mechero hasta la eliminación total del líquido. 4. Realizar tinción simple con azul de metileno, de acuerdo al procedimiento descrito en la práctica 3.
Cubrir el frotis con 1 gota de azul de metileno durante 60 segundos.
Eliminar el exceso de colorante con la piceta de agua destilada y dejar secar al aire. 5. Observación al microscopio:
Limpiar cuidadosamente los objetivos y el ocular del microscopio con papel seda y realizar iluminación Kohler. Colocar el portaobjetos con el frotis de cada muestra en la platina y localizar la preparación con el objetivo de
10X, posteriormente pasar al de 100X. Antes de usar el objetivo de 100X, es importante colocar una pequeña gota de aceite de inmersión sobre la preparación.
NOTA: Al finalizar las observaciones, limpiar cuidadosamente el objetivo con papel seda para eliminar el exceso de aceite y evitar incrustaciones que dañan estos sistemas.
Cuantificación de microorganismos
1. Con la muestra de cada suspensión, realizar la medición de densidad óptica y el conteo directo al microscopio como se indica a continuación.
2. Turbidimetría (DO). Homogeneizar la muestra en vórtex y leer la densidad óptica (DO) de la suspensión a 560 nm (no desechar la muestra). Calibrar el equipo con agua destilada. Si la DO es mayor a 0.8, deben hacerse diluciones con agua destilada. La dilución debe considerarse al registrar el dato de la concentración total de células/mL en el Cuadro 10. Recuerde que:
3. Cuenta directa al microscopio. Homogeneizar la muestra en vórtex, tomar un pequeño volumen con una pipeta Pasteur y colocar una gota cuidadosamente en la cámara de Neubauer, debajo del cubreobjetos de acuerdo con las instrucciones del profesor (Figura 1).
Figura 1. Esquema de la observación de células en la cámara de Nuebauer Limpiar cuidadosamente los objetivos y el ocular del microscopio con papel seda.
Colocar la cámara en la platina del microscopio y ubicar la cuadrícula con el objetivo 10X. Al observar el cuadro central en el objetivo 40X, éste se encuentra dividido en una cuadrícula de 5X5 cuadros más pequeños.
FD = V total de líquido (agua + muestra) V muestra
22
Las células se cuantifican en el objetivo de 40X, contando en diagonal las células de 9 cuadros (Fig. 1), a su vez divididos en 16 más pequeños. El conteo se realiza en el área delimitada por tres líneas: las células que tocan el borde izquierdo y superior (células negras, Fig. 1) se cuentan, mientras que las que tocan el borde derecho e inferior (células grises, Fig. 1) no se cuentan. Es recomendable que el número de células a contar, se encuentre alrededor de 30 por cuadro.
En el caso de muestras muy concentradas, será necesario hacer diluciones (1:2, 1:5, 1:10 etc.) y considerar el factor de dilución (FD) para los cálculos. Para calcular el número de células/mL se utiliza la siguiente ecuación:
Células/mL = Número promedio de células x 25 cuadros x 104 x FD
El número promedio de células por cuadro (de 0.2 mm) se multiplica x25 para obtener el número total de células en un volumen de 0.1 mm3 (volumen de la cámara = 1 mm por lado x 0.1 mm de profundidad). Este valor debe
multiplicarse por 104 para obtener el número de células/mL.
NOTA: Al finalizar, la cámara debe lavarse con agua destilada y secarse cuidadosamente con papel seda.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
De acuerdo con la morfología microscópica (tamaño, forma) de las células observadas, indique el tipo de microorganismo (bacteria, hongo, alga, protozoario) que contenía cada muestra y repórtelo en el Cuadro 1. Reporte en el Cuadro 2 los datos de la densidad óptica para cada muestra y discuta acerca de cómo puede
relacionarse la DO de una muestra con el número de células que ésta contiene.
Discutir los resultados con base en la conveniencia de cada método para cuantificar la biomasa microbiana. ¿Es posible utilizar ambos métodos para los microorganismos en estudio? ¿Por qué? De acuerdo con la experiencia de la práctica ¿para qué tipo de células conviene usar cada método?
CUESTIONARIO
1. Explique las ventajas y desventajas del uso de cámaras de recuento para la cuantificación de microorganismos. 2. Compare el método de dilución en placa con el método de cuenta directa en cámara de Neubauer para cuantificar
microorganismos. En qué casos conviene usar uno u otro.
3. Ejemplifique 2 aplicaciones de estas metodologías (recuento directo en cámara y turbidimetría) en: (a) alimentos y (b) microbiología industrial.
4. A partir de los siguientes datos encontrados en una suspensión microbiana después del conteo de células en una cámara de Neubauer, calcule: (a) el factor de dilución (FD) y (b) el número de células/mL en el cultivo original. Recuerde que el número promedio de células, indica el número promedio de células por cuadro.
No. promedio de
células Vol. inicial de muestra (mL) Vol. de agua para dilución (mL) Factor de dilución Células/mL
25 0.5 2
35 1 1
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Cuadro 1. Observación morfológica y características generales de los microorganismos.
Característica Muestra
Morfología microscópica Tamaño celular (μm) Color de las células Movilidad (si/no) Agrupación (si/no) Características de la suspensión Tipo de célula (procariota/eucariota) Tipo de microorganismo (hongo, bacteria…) Justificación ¿cómo llegó a esa conclusión?
Cuadro 2. Cuantificación de microorganismos por turbidimetría y conteo directo en cámara de Neubauer*.
Microorganismo Turbidimetría Cámara de Neubauer
DO (560 nm) Número promedio de células/cuadro DS FD Número de células/mL
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ANEXOS
A. SOLUCIONES Y COLORANTES
Reactivos de Gram
Cristal violeta. Este colorante se prepara de la siguiente manera:
a. Solución A: en un vaso de precipitados de 50 mL, colocar 1 g de cristal violeta y disolver con 10 mL de alcohol etílico.
b. Solución B: en otro vaso de precipitados, disolver 0.4 g de oxalato de amonio en 40 mL de agua destilada c. Mezclar cuidadosamente las soluciones A y B. Guardar la mezcla en un frasco ámbar en la oscuridad durante 24
h.
d. Filtrar con papel Whatman No. 1 o 4 y guardar la solución en frascos goteros.
Solución de lugol. En un matraz aforado de 50 mL colocar 20 mL de agua destilada y disolver 0.2 g de yoduro de potasio. A continuación agregar, poco a poco, 0.1 g de yodo, mezclar completamente y aforar con agua destilada. Guardar la solución en un frasco gotero
Solución decolorante alcohol-acetona. Colocar en una probeta de 50 mL, 30 mL de alcohol etílico y 20 mL de acetona, mezclar perfectamente. Poner esta solución en un frasco gotero. Puede emplearse solamente alcohol.
Safranina. En un matraz aforado de 50 mL, colocar 5 mL de alcohol etílico y disolver 0.125 g de safranina. Aforar con agua destilada, filtrar y guardar la solución en un frasco gotero.
Colorantes y reactivos
Azul de metileno. Pesar 0.25 g de azul de metileno y disolverlo en 50 mL de agua destilada. Guardar la solución en un frasco gotero.
Azul de metileno alcalino. Disolver 0.3 g de azul de metileno en 30 mL de alcohol etílico al 95% y mezclarlo con 100 mL de una solución de hidróxido de potasio al 0.01%.
Azul de lactofenol. Disolver cuidadosamente 10 g de fenol (cristales) en 20 mL de agua destilada, agregar lentamente 10 g (16 mL) de ácido láctico y 40 g (31 mL) de glicerol. Mezclar en parrilla de agitación durante 10 minutos y agregar 0.05 g de azul de metilo o fucsina ácida
Verde de malaquita. Disolver 5.0 g del colorante verde de malaquita en 100 mL de agua destilada. Solución salina isotónica. Disolver 0.9 g de NaCl en agua destilada y aforar a 100 mL.
